Влияние экзогенных липидов и антиоксидантов на выживаемость и функциональную активность клеток личинок моллюсков и иглокожих после криоконсервации тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат биологических наук Борода, Андрей Викторович

• Борода, Андрей Викторович
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Борода, Андрей Викторович

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1 Устойчивость живых организмов к низким температурам.Ю

1.2 Причины гибели клеток при замораживании.

1.2.1 Фазовый переход мембранных липидов.

1.2.2 Кристаллизация воды.

1.2.3 Осмотический шок.

1.2.4 Изменение рН.

1.2.5 Изменения компонентов мембран клеток.

1.2.6 Индукция апоптоза.

1.3 Криопротекторы, используемые для защиты клеток при криоконсервации

1.3.1 Проникающие криопротекторы.

1.3.1.1 Диметилсульфоксид.

1.3.1.2 Спирты.

1.3.2 Непроникающие криопротекторы.

Г.3.2.1' Углеводы.

1.3.2.2 Экзогенные липиды.

1.3.2.3 Антиоксид анты.

1.3.2.44Низкомолекулярныс антифризы.

1.4 Режимы замораживания-оттаивания.

1.4.1 Одноэтапное замораживание.28'

1.4.2 Ступенчатое замораживание.

1.4.3 Оттаивание.

1.5 Криоконсервация клеток и личинок беспозвоночных животных.

ГЛАВА Т. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1 Животные.

2.2 Методы.

2.2.1Шолучение первичных культур клеток.

2.2.2 Получение экстрактов липидов.

2.2.3 Анализ состава жирных кислот липидов.

2.2.4 Криопротекторы.

2.2.5 Замораживание клеток.

2.2.6 Оттаивание клеток.

2.2.7 Оценка состояния клеток.

2.2.7.1 Определение жизнеспособности клеток.

2.2.7.2 МТТ-тест.

2.2.7.3 Оценка пролиферативнон активности клеток.

2.2.7.4 Выявление ранних стадий апоптоза клеток.

2.2.8 Криомикроскопия.

2.2.9 Статистический анализ.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1 Оценка жизнеспособности клеток.

3.1.1 Жизнеспособность клеток личинок мидии М. 1го$т1№.

3.1.1.1 Оценка жизнеспособности клеток мидии с помощью двойной окраски' флуоресцеин диацетат-пропидий йодид.

3.1.1.2 Оценка жизнеспособности клеток мидии с помощью МТТ-теста.

3.1.2 Жизнеспособность клеток личинок морского ежа & ШегтесИш.

3.1.2.1 Оценка жизнеспособности клеток морского ежа с помощью двойной* окраски флуоресцеин диацетат-пропидий йодид.

3.2 Оценка морфологии и функциональной активности клеток.

3.2.1 Морфология и функциональная активность клеток личинок мидии М. /пжи/ш.

3.2.2 Морфология и функциональная активность клеток личинок морского ежа & ЫегтеШиз.

3.2.3 Выявление ранних стадий апоптоза клеток личинок морского ежа ШегтеМш.

3.3. Состав жирных кислот липидов.

3.3.1 Выявление свободных жирных кислот в липидных экстрактах клеток личинок мидии М

3.3.2 Состав жирных кислот липидов мидии С. дгауапю и ульвы II. /епея(га((

3.3.3 Состав жирных кислот липидных экстрактов клеток личинок мидии М. (Г055и1ш.

3.3.4 Состав жирных кислот липидных экстрактов клеток личинок морского ежа & ШегтеМш.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние экзогенных липидов и антиоксидантов на выживаемость и функциональную активность клеток личинок моллюсков и иглокожих после криоконсервации»

Актуальность проблемы. Криобиология — раздел биологии, связанный с изучением; влиянияшизких:температур' на живые структуры. Ее прикладной ветвью является криоконсерващш— использование:: сверхнизких температур для сохранешшклетокжтканей.

Прошло более 60 лет с первой удачной - попытки замораживания сперматозоидов петуха. (Polge et al., 1949)- С тех пор получена масса новых данных о; сохранении живых органелл, клеток,, тканей; органов, и целых организмов при* сверхнизких температурах в течение длительного периода времени; Ключевыми этапами; развития? криоконсервации? являются: первая; попытка;, замораживания эритроцитов (Smith, 1950); рождение живого организма^ с использованием; сперматозоидов« после' замораживания; (Stewart, 1951); эксперименты по замораживанию клеток растений (Latta, 1971) и их каллюсных тканей: (Bannier, Steponkus, 1972); получение: жизнеспособных эмбрионов? мыши; после криоконсервации (Whittmgham et al., 1972; Wilmut, 1972); начало, использования методов! криобиологии для хранения¡эмбрионов ; человека;(Cohen et all, 1985):

Криоконсервация стала оптимальным методом; сохранения; коллекций культур микроорганизмов (Heckley, 1978; Alexander, Hatt, 1980; Kirsop, Shell,. 1984; Kirsop, Doyle,. 1991). Впервые идея использования низкотемпературной консервации половых и соматических клеток редких и исчезающих видов животных и растений была выдвинута Б.Н. Вепринцевым на XIV Конгрессе Международного Союза Охраны Природы (IUCN) (Veprintsev, Rott, 1979). С тех пор криоконсервацию стали использовать для сохранения; вымирающих видов растений (Withers, 1987) и животных (Seymour, 1994). По инициативе профессора Б.Н; Вепринцева с 1986 исследования по криоконсервации половых и эмбриональных клеток гидробионтов в России выполнялись в рамках проекта "Низкотемпературный, генетический банк промысловых и редких видов рыб и беспозвоночных".

В самом начале любого исследования должны быть оптимизированы режим замораживания,. набор криопротекторов: и: их концентрация. Точное управление • скоростью снижения, температуры позволяет контролировать размер, форму и локализацию: кристаллов? льда, а для защиты клеток при замораживании; нужны; криопротекторы. Различия- в; структуре и функции клеток являются причиной« их неодинаковой реакции на низкую температуру, поэтому метод замораживания-оттаивания, разработанный; для криоконсервации одного вида, зачастую> нельзя; использовать для? клеток других видов организмов. Особый состав жирных кислот клеточных мембран морских животных, в которых преобладают ненасыщенные жирные кислоты, влияет на криоустойчивость клеток этих объектов и требует принципиально новых криопротекторов;

Криоконсервация клеток личинок и целых эмбрионов. - один из перспективных путей; сохранения? генофонда промысловых, а также редких и исчезающих видов; животных и растений (Withers, 1987; Seymour, 1994). Актуальность развития; методов; криоконсервации; клеток морских гидробионтов определяется; не только необходимостью» сохранения генофонда* морских организмовш; условиях усиливающегося; антропогенного воздействия на Мировой океан; но и связана с; потенциальной возможностью работьь с эмбрионами и клеткамшэтих объектов в течение всего года.

Цель и задачи исследования. Цель работы - разработка новых типов криопротекторов для. клеток моллюсков и иглокожих. Работа направлена на исследование механизмов криоустойчивости клеток этих; объектов, и ориентирована на сохранение биоразнообразия морских организмов.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Разработать оптимальные режимы для замораживания-оттаивания клеток моллюсков и иглокожих и изучить кинетику формирования, роста и перекристаллизации частиц льда при замораживании криозащитных смесей различного состава.

2. Исследовать выживаемость клеток личинок моллюсков и иглокожих после глубокого замораживания в присутствии традиционных криопротекторов.

3: Изучить влияние антиоксидантов и экзогенных липидов из тканей морских гидробионтов на выживаемость клеток личинок моллюсков и иглокожих после цикла замораживания-оттаивания:

4. Провести сравнительное морфофункциональное исследование клеток личинок моллюсков и иглокожих после цикла замораживания-оттаивания в присутствии традиционных криопротекторов и разработанных нами криозащитных смесей.

5. Изучить состав жирных кислот липидов клеток личинок моллюсков и иглокожих до и после замораживания* в криозащитных смесях различного состава:

Научная новизна и? теоретическое значение работы. Предложен новый подход для сохранения, клеток морских беспозвоночных, включающий совместное использование мембранных стабилизаторов, экзогенных липидов« и антиоксидантов. Комбинация этих компонентов обладает синергизмом действия, способствуя восстановлению физиологической активности клеток моллюсков и иглокожих после глубокого замораживания: Впервые установлено, что антиоксиданты, как отдельные компоненты криозащитной смеси, не обладают защитным действием. Обнаружены значительные различия в составе жирных кислот липидов клеток личинок до и после замораживания. Введение дополнительных криопротекторов (экзогенных липидов и антиоксидантов) в смеси, содержащие ДМСО и трегалозу, приводит к увеличению количества жизнеспособных клеток после оттаивания и, как следствие, снижению доли насыщенных жирных кислот, повышению доли моноеновых и полиеновых жирных кислот.

Научно-практическое значение работы. Развитие данного направления" исследований позволит снять географические, сезонные и временные ограничения при проведении экспериментальных работ на половых клетках и эмбрионах морских животных. Понимание механизмов криоповреждений будет способствовать созданию новых эффективных криопротекторов, использование, которых даст возможность - значительно увеличить количество жизнеспособных, клеток морских: беспозвоночных после оттаивания- и тем: самым способствовать развитию биотехнологий, основанных на использовании , культур клеток морских организмов. Запатентован новый; способ криосохранения клеток морских беспозвоночных (Патент Российской Федерации № 2314687).

Личный- вклад> автора. Личное участие автора заключается в планировании, подготовке и проведении экспериментов, статистической* обработке и; анализе полученных результатов. Автором в полном: объеме выполнена экспериментальная часть исследования: получение первичных культур клеток морских гидробионтов; приготовление криозащигных смесещ' замораживание и: оттаивание клеток, определение функциональной активности клеток с использованием биохимических методов, наблюдение за процессами; формирования частиц льда: в; криозащитных смесях. Кроме того, сформирована1электронная|база публикаций по криобиологии.

Апробация результатов. Результаты работы были представлены, на международной конференции «Инновации в науке и образовании» (Калининград, 2005), 1-ом Дальневосточном международном; симпозиуме по естественным наукам («1st Far-Eastern International Symposium on bife Sciences», Владивосток, 2008), школе-конференции для молодых ученых «Методы культивирования клеток» (Санкт-Петербург, 2008), международной конференции «Криоконсервация как способ сохранения биологического разнообразия» (Пущино, 2008), международной конференции Общества Криобиологии (CRYO 2009, «46th Annual Meeting of the Society for Cryobiology», Саппоро, Япония).

Публикации; По теме диссертации опубликовано 11 работ. Из них 3 статьи опубликованы в журналах из списка, рекомендованного ВАК РФ, и 1 патент Российской Федерации.

Структура и объем диссертации. Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов исследования, результатов и обсуждения исследования, заключения, выводов и списка литературы, включающего 168 цитируемых работ, из них-153 на английском языке. Диссертация изложена на 109 страницах печатного текста, иллюстрирована 14 рисунками и содержит 7 таблиц. Данная работа выполнена при финансовой поддержке грантов РФФИ (07-04-00367), ДВО РАН (09-I-P22-04; 09-II-CO-06-001; 09-III-A-06-206 и НТ-08-016-04) и Фонда Содействия Развития малых форм предприятий в научно-технической сфере (2009-2010 г.).

Заключение диссертации по теме «Клеточная биология, цитология, гистология», Борода, Андрей Викторович

ВЫВОДЫ

1. Показано, что оптимальным режимом замораживания клеток трохофоры мидии МуШш и^яиЫ является постепенное охлаждение с 4 до —33°С со скоростью —2.5°С/мин с последующим погружением в жидкий азот. Для замораживания клеток плавающей бластулы морского ежа Strongylocentrotus ШегтесИт наиболее эффективным является охлаждение с 4 до -80°С со скоростью -4°С/мин и погружение в жидкий азот. Впервые обнаружено, что наиболее плавно процесс кристаллизации происходит в среде, содержащей экзогенные липидные экстракты, при этом формирующиеся частицы льда имеют более сглаженные края и меньший размер.

2. Установлено, что замораживание-оттаивание клеток личинок моллюсков и иглокожих в присутствии только традиционных криопротекторов (ДМСО и трегалозы) приводит к разрушению и гибели более 80% клеток. Антиоксиданты, как отдельные компоненты криозащитной смеси, не обладают защитным действием. Присутствие проникающих криопротекторов принципиально для криосохранения клеток моллюсков, тогда как для клеток иглокожих использование этого типа криопротекторов неэффективно.

3. Показано, что введение в криозащитную смесь эмульсии липидов из тканей мидии СгепотуШт grayanus в комплексе с антиоксидантами (витаминами С и Е - при замораживании клеток личинок мидии М Ь-оББгЛш, эхинохромом - при замораживании клеток личинок морского ежа & ШегтесИш) позволяет сохранять жизнеспособными до 40% клеток мидии и до 90% клеток морского ежа. Липиды из тканей зеленой водоросли иЬа/епезП'Ма обладали меньшим защитным действием.

4. Установлено, что функциональная активность клеток личинок моллюсков и иглокожих может быть восстановлена после замораживания в жидком азоте: клетки трохофоры мидии сохраняют способность к адгезии, образованию агрегатов сокращающихся клеток и пролиферативной активности в культуре; клетки плавающей бластулы морских ежей способны к образованию эмбриоидов, к дифференцировке в пигментные клетки и клетки, продуцирующие спикулы.

5. Обнаружены значительные различия в составе жирных кислот липидов клеток личинок до и после замораживания. В случае использования традиционных криопротекторов (при большом количестве погибших клеток) в липидных экстрактах клеток после оттаивания присутствует большое количество насыщенных жирных кислот по сравнению с таковым в клетках до замораживания. При использовании криозащитных сред, содержащих экзогенные липиды и антиоксиданты, одновременно с увеличением доли выживших клеток возрастает и доля ненасыщенных жирных кислот.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В данном исследовании проведено тестирование криозащитных свойств различных антиоксидантов и липидных экстрактов из тканей некоторых морских гидробионтов, а также изучен липидный состав мембран клеток моллюсков и иглокожих до и после замораживания.

Антиоксиданты, как отдельные компоненты криозащитной смеси, практически не проявляли криозащитных свойств. Хотя известно несколько примеров, когда для снижения уровня перекисного окисления липидов, которое происходит в результате генерации свободных радикалов1 при замораживании-оттаивании, в криозащитную смесь вводили антиоксиданты: витамин Е (Matthes et al., 1987), витамин С (Lane et al., 2002) и эхинохром -нафтохиноидный пигмент из морских ежей (Naidenko, 1997). Однако в вышеуказанных статьях отмечен лишь незначительный эффект используемых антиоксидантов на биологическую активность клеток и личинок после оттаивания. В наших экспериментах эффект от введения антиоксидантов был заметен только при добавлении их в комплексе с экзогенными липидами. Необходимо отметить, что антиоксиданты обладали специфичностью действия в зависимости от типа клеток: добавление витаминов С и Е было эффективно только при замораживании клеток трохофоры мидии М. trossulus, а эхинохрома - только при замораживании клеток плавающей бластулы морского ежа S. intermedins.

Для успешного замораживания клеток личинок мидии М. trossulus необходимы проникающие криопротекторы (в частности, ДМСО), тогда как для при замораживании клеток морского ежа S. intermedins они, напротив, снижали жизнеспособность клеток после оттаивания. В результате проведенных исследований разработан способ криосохранения биологического материала, позволяющий сохранять жизнеспособными 4050% клеток морских моллюсков и иглокожих в отличие от 10-15% при использовании только традиционных криопротекторов. Установлен синергизм действия различных компонентов криозащитных смесей, а именно, мембранных стабилизаторов углеводной природы, экзогенных липидов и антиоксидантов, при криоконсервации клеток морских беспозвоночных. Обнаружено, что клетки, замороженные в криозащитной смеси, содержащей все эти компоненты, функционально активны: клетки личинок моллюсков были способны к распластыванию на субстрате и последующей миогенной дифференцировке. После глубокого замораживания часть из них была способна включать аналоги нуклеотидов в состав ядерной ДНК, что может являться показателем пролиферативной активности клеток (Zaldibar et al., 2004). Клетки морского ежа S. intermedins после замораживания закреплялись на субстрате, некоторые синтезировали пигментные гранулы и спикулы, образовывали эмбриоиды, которые активно двигались в течение 5-10 сут. Замораживание индуцировало апоптоз у 2025% клеток бластулы морского ежа независимо от состава криозащитной среды.

Результаты определения жизнеспособности клеток показали, что жизнеспособность клеток личинок моллюсков и иглокожих после замораживания-оттаивания в присутствии ДМСО и трегалозы составляла 10-20% от уровня положительного контроля. При введении в эту смесь МЛЭ количество живых клеток возрастало до 25-75%. Проверка криозащитных свойств фракций полярных и неполярных липидов МЛЭ показала, что эти фракции обладают меньшим криозащитным действием, чем общий липидный экстракт.

Как известно, низкие температуры вызывают перестройку всего клеточного метаболизма (Raison, 1973). В составе ЖК липидов клеток моллюсков и иглокожих до и после замораживания-оттаивания наблюдали весьма существенные различия, которые зависели от того, в присутствии каких криопротекторов были заморожены клетки. Замораживание клеток личинок моллюсков в присутствии традиционных криопротекторов (ДМСО и трегалозы) приводит к гибели 80-90% клеток, что сопровождается появлением в липидных экстрактах клеток свободных ЖК. Данные Бишофа с коллегами (Bischof et al., 2002) подтверждают факт появления свободных жирных кислот при гибели клеток после замораживания. В липидах клеток после замораживания в присутствии экзогенных липидов и антиоксидантов происходит увеличение доли ненасыщенных ЖК. Мы предполагаем, что высокая эффективность данной криозащитной смеси обусловлена прежде всего присутствием в ее составе общего липидного экстракта из тканей мидии С. grayanus. Для высоко ненасыщенных липидов мидии характерна низкая температура фазового перехода, большая часть которого лежит в области ниже 0°С. Такие свойства экзогенных липидов могут смягчать низкотемпературный шок у клеток и препятствовать клеточному лизису при низких температурах (Bakht et al., 2006). Не исключено, что экзогенные липиды способны к эффективному обмену с мембранными липидами при резком понижении температуры или при окислении полиеновых ЖК в липидах клеточных мембран. Снижение ИН в экстрактах клеток, замороженных в присутствии ДМСО и трегалозы, вызвано, прежде всего, относительным снижением доли полиеновых ЖК. Вероятно, эти изменения связаны с перекисным окислением именно этих ЖК, наиболее чувствительных к нему (Roca et al., 2005). Точные механизмы взаимодействия компонентов криозащитной смеси с мембранными липидами во многом остаются еще неясными. Данная работа является первым шагом к расшифровке роли этих компонентов с целью их последующей направленной модификации.

Разрушение клеток при замораживании во многом вызвано формированием кристаллов льда (Белоус и др., 1987). Для прояснения механизмов повреждения клеток при замораживании-оттаивании в присутствии криозащитных смесей различного состава, необходимо, прежде всего, знать какие процессы протекают в самих смесях, и какое влияние оказывает каждый отдельный компонент на процессы формирования, роста и перекристаллизации частиц льда. Так же, как и в более ранних работах

Андреев и др., 2008), в данном исследовании показано, что липиды в составе криозащитных смесей воздействуют на рост кристаллов льда при сверхнизких температурах: частицы льда имеют более сглаженные края и меньший размер. Наиболее плавно процесс кристаллизации происходит в среде, содержащей экзогенные липидные экстракты. Наши данные подтверждают, что криозащитные среды, содержащие липиды, могут и должны быть использованы для криосохранения клеток морских беспозвоночных.

Экспериментальные данные диссертации могут служить основой для дальнейшего поиска эффективных криопротекторов для морских организмов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Борода, Андрей Викторович, 2010 год

1. Андреев A.A., Садикова Д.Г., Лаббе К., Ананьев В.И., Курников А.Л. Влияние липидов на образование льда при замерзании криозащитных растворов // Биофизика. 2008. Т. 53, № 4. С. 598-601.

2. Белоус A.M., Гордиенко Е.М., Розанов Л.Ф. Биохимия мембран: замораживание и криопротекция. Москва: Высшая школа, 1987. 80 с.

3. Берман Д.И., Алфимов A.B., Жигульская З.А., Лейрих А.Н. Зимовка и холодоустойчивость муравьев на северо-востоке Азии. Москва: Товарищество научных изданий КМК, 2007. 261 с.

4. Болдырев A.A. Введение в биохимию мембран. Москва: Высшая школа, 1986. 112 с.

5. Владимиров Ю.А. Свободные радикалы и антиоксиданты // Вестник РАМН. 1998. Т. 7. С. 43-51.

6. Гахова Э.Н., Крастс И.В., Найденко Т.Х., Савельева H.A., Бессонов Б.И., Буцук C.B., Вепринцев Б.Н. Развитие зародышей морского ежа после низкотемпературной консервации // Онтогенез. 1988. Т. 19, № 2. С. 175— 180.

7. Ерохин A.C., Епишина И.М., Чернова И.Е. Новый антиоксидант -криопротектор спермы баранов//Зоотехния. 1994. Т. 10. С. 28-29.

8. Костецкий Э.Я., Борода A.B., Одинцова H.A. Изменения липидного состава эмбриональных клеток мидии Mytilus trossulus в процессе криоконсервации //Биофизика. 2008. Т. 53, № 4. С. 658-665.

9. Ли Н.Г., Осаковский В.Л., Иванова С.С. Химический состав и криопротекторная активность спиртового экстракта зимних гусеницбоярышницы Aporia crataegi L. // Известия АН. Серия биологическая. 2003. Т. 5. С. 547-552.

10. Ли Н.Г., Осаковский В.Л. О пластичности адаптационных процессов холодоустойчивости насекомых // Известия РАН. Серия биологическая. 2008. Т. 4. С. 1-5.

11. Лось Д.А. Структура, регуляция экспрессии и функционирование десатураз жирных кислот // Успехи биологической химии. 2001. Т. 41. С. 163-198.

12. Найденко Т.Х., Кольцова Е.А. Использование антиоксиданта эхинохрома А при криоконсервации эмбрионов и личинок морских ежей // Биология моря. 1998. Т. 24. С. 198-201.

13. Шайдуллин И.Н. Искусственное, осеменение овцы сперматозоидами-после глубокого замораживания// Животноводство. 1977. Т. 7. С. 58-61.

14. Acosta-Salmon Н., Jerry D.R., Southgate Р.С. Effects of cryoprotectant agents and freezing protocol on motility of black-lip pearl oyster {Pinctada margaritifera L.) spermatozoa // Cryobiology. 2007. V. 54, № 1. P. 13-18.

15. Adams S.L., Hessian P.A., Mladenov P.V. The potential for cryopreserving larvae of the sea urchin, Evechinus chloroticus // Cryobiology. 2006. V. 52. P. 139-145.

16. Aisen E., Quintana M., Medina V., Morello H., Venturino A. Ultramicroscopic and biochemical changes in ram spermatozoa cryopreserved with trehalose-based hypertonic extenders // Cryobiology. 2005. V. 50. P. 239-249.

17. Alexander M., Hatt H.D. Laboratoiy manual on preservation freezing and freeze-drying // American type culture collection methods / Ed. H. Hatt. Rockville, MD: ATCC, 1980. 51 p.

18. Allen R.T., Hunter III W.J., Agrawal D.K. Morphological and biochemical characterization and analysis of apoptosis // Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 1997. V. 37. P. 215-228.

19. Andreyev A.A., Petropavlov N.N. Crystallization of aqueous solutions of cryoprotectors from Gadus morhua and Gammarus lacustris 11 Biophysics. 1996. V.41.P. 1321-13251.

20. Arav A., Rubinsky B., Seren E., Roche J.F., Boland M.P. The role of thermal hysteresis proteins during cryopreservation of oocytes and embryos // Theriogenology. 1994. V. 41. P. 107-112.

21. Awapara I. Free amino acids in Invertebrates: a comparative study of their distribution and metabolism // Amino Acid Pools / New York: Elsevier, 1962. P. 158-175.

22. Bakas L.S., Disalvo E.A. Effect of Ca^on the cryoprotective action» of trehalose // Ciyobiology. 1991. V. 28, № 4. P. 347-353.

23. Bakht J., Bano A., Domini P. The role of abscisic acid and low temperature in chickpea {Cicer arietinum) cold tolerance. II. Effects on plasma membrane structure and function // Journal of Experimental Botany. 2006. V. 57, №14. P. 3707-3715.

24. Bank H., Mazur P. Visualization of freezing damage // The Journal of Cell Biology. 1973. V. 57. P. 729-742.

25. Bannier L.J., Steponkus P.L. Freeze preservation of callus cultures of Chrysanthemum morifolium Ramat 11 HortScience. 1972. V. 7. P. 194.

26. Baudot A., Alger L., Boutron P. Glass-forming tendency in the system water-dimethyl sulfoxide // Cryobiology. 2000. V. 40. P. 151-158.

27. Baudot A., Cacela C., Duarte M.L., Faustoc R. Thermal study of simple amino-alcohol solutions // Cryobiology. 2002. V. 44. P. 150-160.

28. Baudot A., Odagescu V. Thermal properties of ethylene glycol aqueous solutions // Cryobiology. 2004. V. 48. P. 283-294.

29. Baumber J., Ball B.A., Linfor J.J., Meyers S.A. Reactive oxygen species and cryopreservation promote DNA fragmentation in equine spermatozoa // Journal of Andrology. 2003. V. 24, № 4. P. 621-628.

30. Bennett V.A., Sformo T., Walters K., Toien O., Jeannet K., Hochstrasser R., Pan Q., Serianni A.S., Barnes B.M., Duman J.G. Comparative overwintering physiology of Alaska and Indiana populations of the beetle Cucujus clavipesi

31. Fabricius): roles of antifreeze proteins, polyols, dehydration and diapause // Journal of Experimental Biology. 2005. V. 208. P. 4467-4477.

32. Bernard B., Fuller B.J. Cryopreservation of human oocytes: a review of current 1 problems and perspectives // Human Reproduction Update. 1996. V. 2. P. 193—207.

33. Bischof J.C., Wolkers W.F., Tsvetkova N.M., Oliver A.E., Crowe J.H: Lipid, f and protein changes due to freezing in dunning AT-1 cells // Cryobiology.2002. V. 45. P. 22-32.

34. Block W. Cold tolerance of insects and other arthropods // Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B: Biological Sciences. 1990: V. 326. P. 613-633.

35. Block W. Cold tolerance of insects and other arthropodos // Functional Ecology. 1991. V. 5. P. 284-290.

36. Boroda A.V., Andreev A.A., Kostetsky E.Ya., Odintsova N.A. The search of new cryoprotective compounds for marine invertebrate cells // CRYO 2009, 46th Annual Meeting of the Society for Cryobiology, Sapporo, Japan. P. 212.

37. Bourgrier S., Rabenomanana L.D. Cryopreservation of the spermatozoa of the Japanese oyster, Crassostrea gigas II Aquaculture. 1986. V. 58. P. 277-280.

38. Buettner G.R. The pecking order of free radicals and antioxidants: lipidperoxidation, a-tocopherol, and ascorbate // Archives of Biochemistry and Biophysics. 1993. V. 300. P. 535-543.

39. Cabrita E., Robles V., Rebordinos L., Sarasquete C., Herraez M.P. Evaluation of DNA damage in rainbow trout {Oncorhynchus mykiss) and gilthead sea bream (Sparus aurata) cryopreserved sperm I I Cryobiology. 2005. V. 50. P. 144-153.

40. Chao N.H., Chiang C.P., Hsu H.W., Tsai C.T., Lin T.T. Toxicity tolerance of oyster embryos to selected cryoprotectants // Aquatic Living Resources. 1994. V. 7. P. 99-104.

41. Chao N.H., Liao I.C. Cryopreservation of finfish and shellfish gametes and embryos // Aquaculture. 2001. V. 197. P. 161-189.

42. Christie W.W. Preparation of ester derivatives of fatty acids for chromatographic analysis // Advances in Lipid Methodology Two / Ed. W.W. Christie. Dundee: Oily Press, 1993. P. 61-111.

43. Cohen J., Simons R., Fehilly C.B., Fishel S.B., Edwards R.G., Hewitt J., Rowland G.F., Steptoe P.C., Webster J.M. Birth after replacement of hatching blastocyst cryopreserved'at expanded blastocyst stage // Lancet. 1985. V. 8429. P. 647.

44. Collins A. M., Mazur P. Chill sensitivity of honey bee, Apis mellifera, embryos // Cryobiology. 2006. V. 53. P. 22-27.

45. Crowe J.H., Crowe L.M., Chapman D. Preservation of membranes in Anhydrobiotic Organisms: The Role of Trehalose // Science. 1984. V. 223. P. 701-703.

46. Darin-Bennet A., White I.G. Influence of the cholesterol content of mammalian spermatozoa on susceptibility to cold shock // Cryobiology. 1977. V. 14. P. 466-470.

47. Dattena M., Ptak G., Loi P., Cappai P. Survival and viability of vitrified in vitro and in vivo produced ovine blastocysts // Theriogenology. 2000. V. 53, № 8. P. 1511-1519.

48. DeVries A.L., Raymond J. A. Effect of fish antifreezes on the growth of single ice crystals // Cryobiology. 1988. V. 25, № 6. P. 512-522.

49. Diller K.R. Quantitative low temperature optical' microscopy of biological systems // Journal of Microscopy. 1982. V. 126. P. 9-28.

50. Diller K.R, Cravalho E.G. A cryomicroscope for the study of freezing and> thawing process in biological systems // Cryobiology. 1970. Y. 7. P. 191-199.

51. Dinara S., Sengoku K., Tamate K., Horikawa M., Ishikawa M. Effects of supplementation'with free radical scavengers on, the survival and fertilization« rates of mouse cryopreserved3 oocytes // Human Reproduction. 2001. V. 16, № 9. P. 1976-1981.

52. Duman J.G., DeVries A.L. Freezing behavior of aqueous solutions of glycoproteins from the blood of an Antarctic fish // Cryobiology. 1972. V. 9. P. 469-472.

53. Ellington J.E., Oliver S.A. Use of arabinogalactan in cell cryopreservation media. Patent of International'Class: A01N 1/02. 2006.

54. Folch Y., Lees S.M., Sloam-Stangley G.H. Isolation and purification of total lipids from animal tissues // Journal of Biological Chemistry. 1957. V. 226. P. 497-509.

55. Frey D., Lin A., Banik G. Directly injectable formulations which provide enhanced cryoprotection of cell products. Patent of International Class: A01N 1/02; A61K 048/00; C12N 005/08. 2004.

56. Gao D., Critser J.K. Mechanisms of cryoinjury in living cells // Journal of Experimental Zoology. 2000. V. 265. P. 187-196.

57. Gakhova E.N., Krasts I.V., Naidenko T.K., Saveleva N.A., Bessonov B.I. Embryonic development of the sea urchin after low-temperature preservation // Ontogenez. 1988. V. 19, № 2. P. 175-180.

58. Glander H.-J., Schaller J. Binding of annexin V to plasma membranes of human spermatozoa: a rapid assay for detection of membrane changes after cryostorage // Molecular Human Reproduction. 1999. V. 5, № 2. P. 109-115.

59. Goncharenko M.S., Katkov I.I. Influence of cholesterol on the resistance of membranes of human erythrocytes to electrical breakdown // Biophysics. 1985. V. 30, № 3. P. 482-487.

60. Graham J.K., Foote R.H. Effects of several lipids, fatty acyl chain length, and degree of unsaturation on the motility of bull spermatozoa after cold shock and freezing // Cryobiology. 1987. V. 24. P. 42-52.

61. Grout B.W.W., McFadzen I.R.B. The method of biological cryopreservation. Patent of International Class: A01N 1/02; G01N 33/50. 1999:

62. Hanquet-Dufour A.C., Kellner K., Heude C., Naimi A., Mathieu M., Poncet J.M. Cryopreservation of Crassostrea gigas vesicular cells: viability and metabolic activity // Cryobiology. 2006. V. 53, № 1. P. 28-36.

63. Hamaratoglua F., Erogluc A., Toner M., Sadler K.C. Cryopreservation of starfish oocytes // Ciyobiology. 2005. V. 50. P. 38-47.

64. Harbo J.R. Survival of honey bee (Hymenoptera: Apidae) spermatozoa after two years in liquid nitrogen (-196°C) // Annals of the Entomological Society of America. 1983. V. 76. P. 890.

65. Hardy K.H., Handyside A.H., Winston R.M.L. The human blastocyst: cell number, death and allocation during late preimplantation development in vitro //Development. 1989. V. 107. P. 597-604.

66. Hazel J.R. Thermal adaptation in biological membranes: is homeoviscous adaptation the explanation? // Annual Review of Physiology. 1995. V. 57. P. 19-42.

67. Heckley R.J. Preservation of microorganisms // Advances in Applied Microbiology. 1978. V. 24. P. 1-54.

68. Ishida G.M., Saito H., Ohta N., Takahashi T., Ito M.M., Saito T., Nakahara K., Hiroi M. The optimal equilibration time for mouse embryos frozen by vitrification with trehalose // Human Reproduction. 1997. V. 12, № 6. P. 12591262.

69. Ishiguro H., Kataori A., Nozawa M. Three-dimensional microscopic behavior of ice crystals and cells during directional solidification of muscle tissues treated with DMSO II Cryobiology. 2009. V. 59. P. 410.

70. Jabs T. Reactive oxygen intermediates as mediators of programmed cell death in plants and animals // Biochemical Pharmacology. 1999. V. 57. P. 231-245.

71. Jones K.H., Senft J.A. An improved method to determine cell viability by simultaneous staining with fluorescein diacetate-propidium iodide // Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 1985. V. 33. P. 77-79.

72. Katkov I.I., Gordienko N.A., Ostashko F.I. Influence of lipid content of membranes on electro- and cryosurvival of bovine spermatozoa // Cryobiology. 1996. V. 33. P. 681-682.

73. Kawamoto T., Narita T., Isowa K., Aoki H., Hayashi M., Komaru A., Ohta H. Effects of cryopreservation methods on post-thaw motility of spermatozoa from the Japanese pearl oyster, Pinctada fucata martensii II Cryobiology. 2007. V. 54. P. 19-26.

74. Khaselev N., Murphy R.C. Structural characterization of oxidized phospholipids products derived from arachidonate-containing plasmenyl glycerophosphocholine // Journal of Lipid Research. 2000. V. 41. P. 564-572.

75. Kirsop B.E., Doyle A. Maintenance of microorganisms and cultured cells. London: Academic Press, 1991. 308 p.

76. Kirsop B.E., Snell J.S.S. Maintenance of microorganisms: a manual of laboratory methods. London: Academic Press, 1984. 207 p.

77. Koltsova E.A., Boguslavskaya L.V., Maximov O.B. On the functions of quinonoid pigments production in sea urchin embryos // International Journal of Invertebrate Reproduction and Development. 1981. V. 4. P. 17-28.

78. Kostal V., Havelka J. Low temperature storage of larvae and synchronization of adult emergence in the predatory midge Aphidoletes aphidimyza // Cryobiology. 2001. V. 42. P. 112-120.

79. Lane M., Maybach J.M., Gardner D.K. Addition of ascorbate during cryopreservation stimulates subsequent embryo development // Human Reproduction. 2002. V. 17, № 10. P. 2686-2693.

80. Latta R. Preservation of suspension cultures of plant cells by freezing // Canadian Journal of Botany. 1971. V. 49. P. 1253-1254.

81. Lee R.E. Insect cold-hardiness: to freeze or not to freeze // Bioscience. 1989. V. 39. P. 308-313.

82. Levitt J. A sulfhydryl disulphide hypothesis of frost injury and resistance in plants // Journal of Theoretical Biology. 1962. V. 3. P. 355.

83. Limaye L.S. Bone marrow cryopreservation: improved recovery due to bioantioxidants additives in the freezing solution // Stem Cells. 1997. V. 15, № 5. P. 353-358.

84. Loomis S.H. Freezing in intertidal invertebrates: an update // Cryo-Letters. 1987. V. 8. P. 186-195.

85. Lovelock J.E. The denaturation of lipid-protein complexes as a cause of damage by freezing // Proceedings of the Royal Society of London. Series B: Biological Sciences. 1957. V. 147. P. 427-434.

86. Lundheim R. Physiological and ecological significance of biological ice nucleators //Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B: Biological Sciences. 2002. V. 357. P. 937-943.

87. Martinez-Paramo S., Barbosa V., Perez-Cerezales S., Robles V., Herraez M.P. Cryoprotective effects of antifreeze proteins delivered into zebrafish embryos // Cryobiology. 2009. V. 58, № 2. P. 128-133.

88. Matsuyama S., Reed J.C. Mitochondria-dependent apoptosis and cellular pH regulation // Cell Death and Differentiation. 2000. V. 7. P. 1155-1165.

89. Matthes G., Hackensellner H.A., Jentzsch K.D., Krause W., Oehme P. Protective effect of selenium compounds in the freeze preservation of erythrocytes//Folia Haematologica. 1979. V. 106. P. 394-398.

90. Matthes G., Hubner U., Granz M., Schutt M., Hackensellner H.A. Antioxidants increase the cryoresistance of GM-CFC // Folia Haematologica. 1987. V. 114, №4. P. 482-483.

91. Matthes G., Hubner U., Granz M., Schutt M. Antioxidants for bone marrow cryopreservation // Folia Haematologica. 1989. V. 416. P. 451-454.

92. Mazur P. Kinetics of water loss from cells at subzero temperatures and the likelihood of intraocular freezing // Journal of General Physiology. 1963. V. 47. P. 347-369.

93. Mazur P. Freezing of living cells: mechanisms and implications // American Journal of Physiology. 1984. V. 247. P. 125-142.

94. Mazur P. Equilibrium quasi-equilibrium, and nonequilibrium freezing of mammalian embryos // Cell Biophysics. 1990. V. 17. P. 53-92.

95. Mazur P., Pinn I. L., Kleinhans F.W. Intracellular ice formation» in mouse oocytes subjected to interrupted rapid cooling // Cryobiology. 2007. V. 55. P. 158-166.

96. McFadzen I. R. B. Growth and survival of cryopreserved oyster and clam larvae along a pollution gradient in the German Bight // Marine Ecology Progress Series. 1993. V. 91. P. 215-220.

97. Men H., Monson R.L., Parrish J.J., Rutledge J.J. Degeneration of cryopreserved bovine oocytes via apoptosis during subsequent culture // Cryobiology. 2003. V. 47. P. 73-81.

98. Meryman H.T. Freezing injury and its prevention in living cells // Annual Review of Biophysics and Bioengineering / Eds. L.J. Mullins, W.A. Hagins, L. Stryer, C. Newton. Palo Alto: Annual Reviews, 1974. P. 341-363.

99. Mosmann T. Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: application to proliferation and cytotoxicity assays // Journal of Immunological Methods. 1983. V. 65. P. 55-63.

100. Muldrew K., McGann L.E. The osmotic rupture hypothesis of intracellular freezing injury// Biophysical Journal. 1994. V. 66. P. 532-541.

101. Murga M.L.F., Cabrera G.M., Font de Valdez G., Disalvo A., Seldes A.M. Influence of growth temperature on cryotolerance and lipid composition of Lactobacillus acidophilus // Journal of Applied Microbiology. 2000. V. 88. P. 342-348.

102. Murphy D.J. A calcium-dependent mechanism responsible for increasing the freezing tolerance of the bivalve mollusc Modiolus demissus II Journal of Experimental Biology. 1977. V. 69. P. 13-21.

103. Nakaya U. Snow Crystals: Natural and Artificial. Cambridge: Harvard University Press, 1954. 510 p.

104. Naidenko T. Kh . Cryopreservation of Crassostrea gigas oocytes, embryos and larvae using antioxidant echinochrome A and antifreeze protein AFP1 I I Cryo-Letters. 1997. V.18. P. 375-382.

105. Nei T. Mechanism of freezing injury to erythrocytes: Effect of initial cell concentration on the post-thaw hemolysis // Cryobiology. 1981. V. 18, № 3. p. 229-237.

106. Neronov A.J., Mihailova-Boiadjieva A. Cryopreservation of rabbit cornea with polyethylene oxide-400. A scanning electron microscopy study // Cryo-Letters. 1989. V. 10. P. 279-288.

107. Newsholme P., Keane D., Welters H.J., Morgan N.G. Life and death decisions for the pancreatic p-cell: the role of fatty acids // Clinical Science. 2007. V. 112. P. 27-42.

108. Odintsova N.A., Ageenko N., Kiselev K., Sanina N., Kostetsky E. Analysis of marine hydrobiont lipid extracts as possible cryoprotective agents // International Journal of Refrigeration. 2006. V. 29. P. 387-395.

109. Odintsova N.A., Dyachuk V.A., Nezlin L.P. Myogenic and neurogenic differentiation in primary cell culture from Mytilus larvae // Cell Tissue Research. 2010. V. 339. P. 625-637.

110. Odintsova N.A., Ermak A.V., Tsal L.G. Substrate selection for long-term cultivation of marine invertebrate cells // Comparative Biochemistry and Physiology. 1994. V. 107. P. 613-619.

111. Odintsova N.A., Kiselev K., Sanina N., Kostetsky E. Cryopreservation of primary cell cultures of marine invertebrates // Cryo-Letters. 2001. V. 22. P. 299-310.

112. Odintsova N.A., Tsal L.G. Cryopreservation of primary cell cultures of Bivalvia//Cryo-Letters. 1995. V. 16. P. 13-20.

113. Olsen T.M., Duman J.G. Maintenance of the supercooled state in the gut of overwintering pyrochroid beetle larvae, Dendroides canadensis: role of ice nucleators and antifreeze proteins // Journal of Comparative Physiology B.1997. V. 167. P. 114-122.

114. Ostashko F.I. Biotechnology of cattle reproduction // Agrarna nauka. 1995. P. 181.

115. Peng X.-R., Liu T., Zhang Y. Addition of alpha-tocopherol to culture medium improves the quality and cryosurvival of nuclear-transferred ovine embryos // Journal of Reproduction and Development. 2008. V. 54, № 6. P. 403-407.

116. Pio C.J., Williams R.J., Baust J.G. Inhibition of ice crystal-growth by antifreeze proteins // Cryobiology. 1986. V. 23, № 6. P. 564.

117. Plotnikov S.V., Karpenko A.A., Odintsova N.A. Comparative characteristic of Mytilus muscle cells developed in vitro and in vivo // Journal of Experimental Zoology. 2003. V. 298A. P. 77-85.

118. Polge C., Smith A.U., Parkes A.S. Revival of spermatozoa after vitrification and dehydration at low temperatures //Nature. 1949. V. 164. P. 666.

119. Quinn P.J., Chow P.Y., White I.G. Evidence that phospholipid protects ram spermatozoa from cold shock at a plasma membrane site // Journal of Reproduction and Fertility. 1980. V. 60. P. 403-407.

120. Rabin Y., Steif P.S., Hess K.C., Jimenez-Rios J.L., Palastro M.C. Fracture formation in vitrified thin films of cryoprotectants // Cryobiology. 2006. V. 53. P. 75-95.

121. Raison J.K. Temperature-induced phase changes in membrane lipids and their influence on metabolic regulation // Symposia of the Society for Experimental Biology. 1973. V. 27. P. 485-512.

122. Reaumur R.A.F. Memoires pour Servir a l'histoire des Insectes // Paris: dTmprimerie Royal. 1734. V. 170. P. 141-147.

123. Rubinsky B., Arav A., DeVries A.L. The ciyoprotective effect of antifreeze glycopeptides from Antarctic fishes // Cryobiology. 1992a. V. 29. P. 69-79.

124. Rubinsky B., Coger R., Ewart K.V., Fletcher G.L. Ice-crystal growth and lectins // Nature. 1992b. V. 360. P. 113-114.

125. Sanina N.M., Kostetsky E.Y. Thermotropic behavior of major phospholipids from marine invertebrates: changes with warm acclimation and seasonal acclimatization // Comparative Biochemistry and Physiology. 2002. V. 133. P. 143-153.

126. Seymour J. Freezing time at the zoo // New Scientist. 1994. V. 1910. P. 2123.

127. Simpson A.M., Swan M.A., White I.G. Action of phosphatidylcholine in protecting ram sperm from cold shock // Gamete Research. 1986. V. 15. P. 4356.

128. Smith A.U. Prevention of haemolysis during freezing and thawing of red blood cells // Lancet. 1950. V. 6644. P. 910-911.

129. Srivastava S., Desai P., Coutinho E., Govil G. Protective effect of L-arginine against lipid peroxidation in goat epididymal spermatozoa // Physiological Chemistry. 2000. V. 32. P. 127-135.

130. Stebbing A.R.D. Bioassay // The effects of stress and pollution on marine animals / Eds. B.L. Bayne, D.A. Brown, K. Burns, D. Dixon, A. Ivanovici, R. Livingstone, D.M. Lowe, M.N. Moore, A.R.D. Stebbing, J. Widdows. New York: Praeger, 1985. P. 133-137.

131. Stewart D.L. Storage of bull spermatozoa at low temperatures // Veterinary Record. 1951. V. 63. P. 65-66.

132. Storey K.B., Storey J.M. Biochemistry of cryoprotectants // Insects at low temperature / R.E. Lee Jr.; D.L. Denlinger. N.Y.: Chapman and Hall, 1991. P. 64-93.

133. Stott S.L., Karlsson J.O.M. Visualization of intracellular ice formation using high-speed video cryomicroscopy// Cryobiology. 2009. V. 58. P. 84-95.

134. Stransky K., Jursik T., Vitek A. Standard equivalent chain length values of monoenic and polyenic (methylene-interrupted) fatty acids // Journal of High Resolution Chromatography. 1997. V. 20. P. 143-158.

135. Svetashev V.I., Vaskovsky V.E. A simplified technique for thin-layer microchro-matography on lipids // Journal of Chromatography. 1972. V. 67, № 2. P. 376-378.

136. Sztein J.M., Noble K., Farley J.S., Mobraaten L.E. Comparison of permeating and nonpermeating cryoprotectants for mouse sperm cryopreservation // Cryobiology. 2001. V. 42, № 1. P. 28-39.

137. Thain J.E. Biological effects of contaminants: oyster (Crassostrea gigas) embryo bioassay // Techniques in Marine Environmental Sciences. 1991, № 11. P. 1-12

138. Theede H. Resistance adaptations of marine invertebrates and fish to cold // Effects of temperature on ectothermic organisms / Ed. W.Wieser. Berlin-Heidelberg-New York: Springer, 1973. P. 249-269.

139. Theede H., Schneppenheim, Beress L. Antifreeze glycoproteins in Mytilus edulis // Marine Biology. 1976. V. 36. P. 183-189.

140. Toner M., Cravalho E.G., Stachecki J., Fitzgerald T., Tompkins R.G., Yarmuch M.L., Armant D.R. Nonequilibrium freezing of one-cell mouse embryos //Biophysical Journal. 1993. V. 64. P. 1980-1921.

141. Vajta G. Vitrification of the oocytes and embryos of domestic animals // Animal Reproduction Science. 2001. V. 60. P. 357-364.

142. Veprintsev B.N., Rott N.N. Conserving genetic resources of animal species // Nature. 1979. V. 280. P. 633-634.

143. Voronina E.W., Wessel G.M. Apoptosis in sea urchin oocytes, eggs, and early embryos // Molecular Reproduction and Development. 2001. V. 60i P. 553561.

144. Wang W.B., Leopold R.A., Nelson D.R., Freeman T.P. Cryopreservation of Musca domestica (Diptera: Muscidae) embryos // Cryobiology. 2000. V. 41. P. 153-166.

145. Watson P.F. The effects of cold shock on sperm cell membranes // Effects of low temperatures on biological membranes / Eds. G.J. Morris, A. Clarke. London: Academic Press, 1981a. P. 189-218.

146. Watson P.F. The roles of lipid and protein in the protection of ram spermatozoa at 5 degrees C by egg-yolk lipoprotein // Journal of Reproduction and Fertility. 1981b. V. 62, № 2. P. 483-492.

147. Wei T., Chen C., Hou J., Xin W., Mori A. Nitric oxide induces oxidative stress and apoptosis in neuronal cells // Biochimica et Biophysica Acta. 2000. V. 1498. P. 72-79.

148. Welters H.J., Tadayyon M., Scarpello J.H.B., Smith S.A., Morgan N.G. Mono-unsaturated fatty acids protect against beta-cell apoptosis induced by saturated fatty acids, serum withdrawal or cytokine exposure // FEBS-Letters. 2004. V. 560.« P. 103-108.

149. WhittmghamD.G., Leibo S.P., Mazur P: Survival'of mouse embryos frozen' to -196»and"-2960C // Science. 1972. V. 178. Pi 411-414.

150. Wilmut' I. The effects of cooling rate, cryoprotectant agent' and stage of development on> survival of mouse embryos during freezing and thawing // Life Sciences. 1972. V. 11. P. 1071-1079.

151. Woelke G.E. Development of a receiving water quality bioassay criterion based on the 48 hour Pacific oyster (Grassostrea gigas) embryo I I Washington Department of Fisheries. 1972. V. 9. P: 1-93.

152. Wyllie A.H. Cell death: a new classification separating apoptosis from necrosis // Cell Death in Biology and Pathology / Eds. I.D. Bowen, R.A. Lockshin. New York: Chapman and Hall, 1981. P. 9-34.

153. Yankson K., Moyse J. Cryopreservation of the spermatozoa of Grassostrea tulipa and three other oysters // Aquaculture. 1991. V. 97. P. 259-267.

154. Younis A.I., Rooks B., Khan S., Gould K.G. The effects of antifreeze peptide III (AFP) and insulin transferrin selenium (ITS) on cryopreservation of chimpanzee (.Pan troglodytes) spermatozoa // Journal of Andrology. 1998. V. 19, №2. P. 207-214.

155. Zachariassen K.E. Physiology of cold tolerance in insects // Physiological Reviews. 1985. V. 65. P. 799-832.

156. Zachariassen K.E., Husby J.A. Antifreeze effect of thermal hysteresis agents protects highly supercooled insects //Nature. 1982. V. 298. P. 865-867.

157. Zaldibar B., Cancio I., Marigomez I. Circatidal variation in epithelial cell proliferation in the mussel digestive gland and stomach // Cell and Tissue Research. 2004. V. 318. P. 395-402.

158. Zell S.R., Bamford M.H., Hidu H. Cryopreservation of spermatozoa of the American oyster Crassostrea virginica II Cryobiology. 1979. V. 16. P. 448460.

159. Zeron Y., Sklan D., Arav A. Effect of polyunsaturated fatty acid supplementation on biophysical parameters and chilling sensitivity of ewe oocytes // Molecular Reproduction and Development. 2002. V. 61. P. 271-278.