Влияние аминокислотных замещений вблизи молекул бактериохлорофиллов PA и Bb на свойства реакционного центра Rhodobacter sphueroides тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат биологических наук Фуфина, Татьяна Юрьевна

• Фуфина, Татьяна Юрьевна
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Фуфина, Татьяна Юрьевна

Список условных сокращений.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Компоненты фотосинтетической мембраны.

1.2. Фотосинтетические пигменты.

1.2.1. Бактериохлорофиллы и хлорофиллы.

1.2.2. Фикобилины.

1.2.3. Каротиноиды.

1.3. Особенности координирования атома магния (бактерио)хлорофиллов в фотосинтетических комплексах.

1.4. Типы, состав и структура фотосинтетических реакционных центров.

1.5 Перенос электрона в бактериальном реакционном центре.:.

1.6 Исследование механизмов переноса электрона в бактериальных реакционных центрах.

1.6.1. Замещение кофакторов переноса электрона.

1.6.2. Сайт - направленный мутагенез РЦ пурпурных бактерий.

1.6.2.1. Использование методов молекулярной биологии для получения РЦ Rba. sphaeroides, в которых отсутствуют кофакторы переноса электрона.

1.6.2.2. Замещение кофакторов переноса электрона в РЦ Rba. sphaeroides при помощи методов генной инженерии.

1.6.2.3. Мутации, которые приводят к изменению водородных связей вблизи кофакторов.

1.6.2.4. Мутации, связанные с изменением ароматических аминокислотных остатков.

1.6.2.5. Изучение роли консервативных молекул воды в бактериальном РЦ.

1.6.2.6. Мутации, способствующие переносу электрона по В-цепи.

1.6.2.7. Мутации, приводящие к изменению симметрии РЦ.

1.6.2.8. Создание химерных РЦ.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Материалы.

2.1.1. Используемые в работе бактериальные штаммы и плазмиды.

2.1.2. Антибиотики, используемые в работе.

2.1.3. Буферы и среды, используемые в работе.

2.2. Микробиологические и молекулярно-биологические методы исследования.

2.2.1. Выращивание бактериальных штаммов.

2.2.2. Выделение тотальной ДНК Rba.sphaeroid.es.

2.2.3. Выделение плазмидной ДНК.

2.2.4. Полимеразная цепная реакция.

2.2.5. Горизонтальный электрофорез в агарозном геле.

2.2.6. Препаративное выделение фрагментов ДНК из легкоплавкой агарозы.

2.2.7. Лигирование молекулы вектора и фрагмента.

2.2.8. Электропорация.

2.2.9. Перенос плазмид для комплементации из Е. coli в Rba. sphaeroides.

2.3. Методы исследования реакционных центров.

2.3.1. Выделение реакционных центров.

2.3.2. Измерение спектров поглощения РЦ.

2.3.3. Измерение дифференциальных (свет-минус-темнота) спектров.

2.3.4. Определение пигментного состава.

2.3.5. Измерение дифференциальных (свет-минус-темнота) ИК-ФТ спектров.

2.3.6. Измерение окислительно-восстановительного потенциала первичного донора электрона Р.

2.3.7. Электрофорез белков в полиакриламидном геле в денатурирующих условиях.

2.3.8. Обработка РЦ боргидридом натрия.

2.3.9. Исследование стабильности РЦ.

2.3.10. Обработка РЦ I(L177)H протеазами.

2.3.11. Мягкая денатурация мутантных РЦ при помощи 8 М раствора мочевины.

2.3.12. Измерение спектров ЭПР.

2.3.13. Фемтосекундная спектроскопия РЦ дикого типа и генетически модифицированных РЦ I(L177)H и I(L177)H+H(L173)L.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.1. Внесение направленных аминокислотных замещений в РЦ Rba. sphaeroides.

3.1.1. Внесение направленного аминокислотного замещения I(L177)H в РЦЯЬя. sphaeroides.

3.1.2. Внесение направленных аминокислотных замещений H(L 173)L+I(L 177)Н в РЦ Rba. sphaeroides.

3.1.3. Внесение направленных аминокислотных замещений I(L 177)Н+Н(М182)L в РЦ Rba.sphaeroides.

3.2. Особенности выделения и очистки РЦ с аминокислотными заменами I(L177)H; I(L 177)H+H(L 173)L; I(L177)H+H(M182)L.

3.3. Спектры поглощения реакционных центров I(L177)H; I(L 177)H+H(L 173 )L; I(L177)H+H(M182)L, измеренные при комнатной температуре.

3.4. Дифференциальные (свет минус темнота) спектры реакционных центров I(L177)H; I(L 177)H+H(L 173 )L; I(L177)H+H(M182)L, измеренные при комнатной температуре.

3.5. Спектры поглощения реакционных центров I(L177)H; I(L 177)H+H(L 173 )L; I(L177)H+H(M182)L, измеренные при низких температурах.

3.6. Пигментный анализ РЦ дикого типа и генетически модифицированных РЦ.

3.7. Спектры поглощения РЦ дикого типа и I(L177)H, I(L177)H+H(L173)L, I(L177)H+H(M182)L после экстрагирования пигментов.

3.8. Исследование РЦ с прочносвязанной молекулой БХл методом электрофореза в денатурирующих условиях.

3.9. Измерение окислительно-восстановительного потенциала РЦ дикого типа и I(L177)H, I(L177)H+H(L173)L.

3.10 Исследование свойств РЦ I(L177)H.

3.10.1. Исследование стабильности РЦ I(L177)H.

3.10.2. Первичные процессы разделения зарядов в РЦ I(L177)H.

3.10.3. Исследование состояния Р+ методом ЭПР.

3.11. Определение положения БХл, ковалентно связанного с белком.

3.12. Исследование свойств БХл, ковалентно связанного с белковой субъединицей.

3.12.1. Исследование стабильности связи при кислых и нейтральных значениях рН.

3.12.2. Обработка протеазами белка РЦ с ковалентно связанным БХл

3.12.3. Взаимодействие ковалентно связанного с белком БХл с боргидридом натрия.

3.12.4. Исследование спектральных свойств БХл, ковалентно связанного с белком РЦ.

3.12.5. ЭПР спектры триплетного состояния свободного БХл и БХл, связанного с белком.

3.13. Измерение дифференциальных ИК-ФТ спектров РЦ дикого типа и I(L 177)H+H(L 173)L.

3.14. Первичные процессы разделения зарядов в РЦ I(L177)H+H(L173)L.l

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние аминокислотных замещений вблизи молекул бактериохлорофиллов PA и Bb на свойства реакционного центра Rhodobacter sphueroides»

Актуальность темы.

Актуальность изучения фотосинтеза связана с тем, что этот процесс обеспечивает возможность существования жизни на Земле. Известно, что одним из ключевых этапов фотосинтеза являются первичные фотопроцессы реакции, в которых энергия света, поглощенная пигментами фотосинтезирующего организма, преобразуется в энергию химических связей. Начальные этапы фотосинтеза можно назвать «энергетическими воротами жизни», так как именно там происходит непосредственное взаимодействие физических явлений (электронного возбуждения, переноса электрона) с биологическими. Преобразование энергии света происходит в фотосинтетических реакционных центрах (РЦ). РЦ пурпурной бактерии Rhodobacter (Rba.) sphaeroides представляет собой трансмембранный пигмент-белковый комплекс, состоящий из трех белковых субъединиц (Н, М и L) и десяти кофакторов переноса электрона. Структура этого РЦ впервые была определена в 1984 г. в лаборатории Michel, Германия, открыв возможности для детального исследования механизмов первичных стадий фотосинтеза. Фотоиндуцированное разделение зарядов в РЦ является сверхбыстрым процессом, квантовый выход которого близок к единице. Согласно современным представлениям, высокая эффективность функционирования РЦ определяется свойствами кофакторов, их взаимодействием друг с другом и с белковым окружением. Исследования реакционных центров пурпурных бактерий внесли огромный вклад в понимание механизмов трансформации энергии при фотосинтезе и утвердили бактериальные РЦ в качестве хорошей модели для изучения переноса электрона в биологических системах. Одним из подходов к изучению роли белкового окружения в функционировании РЦ является направленный мутагенез, а именно селективное замещение консервативных аминокислотных остатков в участках связывания хромофоров. Сочетание этого метода с современными биохимическими и биофизическими методами является перспективным подходом к исследованию механизмов начальных стадий фотопереноса электрона в РЦ и изучению роли белка в этом процессе.

Цель работы и задачи исследования.

Целью работы было выяснение влияния белкового окружения вблизи молекул бактериохлорофиллов Рд и Вв на свойства и функциональную активность РЦ Rhodobacter sphaeroides. В связи с поставленной целью были определены следующие задачи:

• Внесение направленных мутаций в pufL- и pufM- гены реакционного центра Rba. sphaeroides.

• Подбор условий для выделения генетически модифицированных РЦ I(L177)H, H(L173)L+ I(L177)H и H(M182)L+ I(L177)H и их выделение.

• Исследование влияния аминокислотных замещений в L177, L173 и Ml82 позициях на свойства генетически. модифицированных РЦ I(L177)H, H(L173)L+ I(L177)H и H(M182)L+ I(L177)H.

Научная новизна.

С помощью метода сайт-направленного мутагенеза были созданы новые комбинации аминокислотных замещений I(L177)H, H(L 173)L+I(L 177)Н и H(M182)L+ I(L177)H в реакционном центре Rba. sphaeroides. Получены РЦ I(L177)H, в которых атом магния БХл Вв 6™-координирован. Показано, что в результате аминокислотного замещения Не

His в РЦ I(L177)H и I(L177)H+H(M182)L произошло ковалентное связывание i молекулы БХл и L-субъединицы. Получены РЦ двойного мутанта I(L177)H+H(M182)L, где лиганд атома магния молекулы БХл Вв расположен не с обычной, а- стороны, а с (3-стороны макроцикла тетрапиррольного кольца. Установлено, что в РЦ H(L 173)L+I(L 177)Н, в отсутствие природного лиганда атома магния — гистидина L173, аминокислотный остаток гистидина L177 лигандирует атом магния бактериохлорофилла РА.

Апробация работы.

Материалы диссертации были представлены на 9-ой и 11 международных конференциях молодых ученых (Пущино, 2005; 2007), Международном биофизическом конгрессе (Франция, 2005), XVIII Пущинских чтениях по фотосинтезу и Всероссийской конференции «Преобразование энергии света при фотосинтезе (Пущино, 2005), На международной конференции «Фотосинтез в пост-геномную эру» (Пущино,

2006), Международном конгрессе по биохимии и молекулярной биологии (Япония, 2006), Международном симпозиуме по фотосинтетическим прокариотам (Франция, 2006), Международной конференции по тетрапиррольным фоторецепторам фотосинтетических организмов (Япония,

2007), Европейской биоэнергетической конференции (Ирландия, 2008), Международной конференции «Преобразование энергии света при фотосинтезе» (Пущино, 2008), на Гордоновских чтениях по фотосинтезу

США, 2008), на конференции «Фотохимия хлорофилла в модельных и природных системах» (Пущино, 2009), и на XIII Европейской конференции по спектроскопии биологических молекул (Италия, 2009).

Связь с планом научно-исследовательского института.

Тема диссертации является частью плановой темы института. Работа выполнялась при финансовой поддержке Федеральным агентством по науке и инновациям Российской академии наук (02.512.11.2085; 02.740.11.0293), программами Президиума РАН «Молекулярная и клеточная биология», «Экстремальные световые поля и их приложение», грантом Президента РФ НШ-3277.2006.4; НШ-4525.2008.4) и РФФИ (03-04-48215; 06-04-48686; 09-04-00109).

Публикации.

По материалам диссертации опубликовано 27 работ, из них одна статья в зарубежном журнале FEBS letters, три статьи в отечественном журнале Биохимия, 23 тезиса в материалах отечественных и международных конференций.

Структура и объем работы.

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, изложения результатов и их обсуждения, заключения, выводов и списка цитируемой литературы. Диссертация изложена на 153 страницах, иллюстрирована 49 рисунками и 5 таблицами. Список литературы содержит 190 источников (из них 178 на английском языке).

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Фуфина, Татьяна Юрьевна

ВЫВОДЫ:

1. В реакционные центры Rba. sphaeroides вблизи молекул БХл РА и Вв введены новые комбинации аминокислотных замещений I(L177)H, H(L 173 )L+I(L 177)Н, H(M182)L+I(L177)H.

2. Показано, что в результате мутации I(L177)H в РЦ Rba. sphaeroides атом магния БХл Вв становится шести координированным, что приводит к появлению полосы 638 нм в видимой области спектра поглощения РЦ.

3. Впервые показано, что в результате аминокислотного замещения I(L177)H образуется ковалентная связь между молекулой БХл РА и L-субъединицей РЦ.

4. Установлено, что в генетически модифицированных РЦ H(M182)L+I(L177)H наблюдается случай |3-лигандирования атома магния бактериохлорофилла в реакционных центрах пурпурных бактерий.

5. Показано, что в РЦ H(L173)L+I(L177)H смещение аминокислотного остатка гистидина - лиганда атома магния БХл РА с L173 на L177 позицию приводит к 45-нм коротковолновому сдвигу максимума полосы Р, но не оказывает заметного влияния на электрохимические свойства первичного донора электрона и фотохимическую активность

РЦ.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Фуфина, Татьяна Юрьевна, 2010 год

1. Allen J.P., Feher G., Yeates Т.О., Komiya H., Rees D.S. Strucrure of reaction center from Rhodobacter sphaeroides R-26: the cofactors // PNAS, 1987. v. 84. p. 5730-5734.

2. Angerhofen A., Bittl R., Radicals and Radical Pair in Photosynthesis // Photochemistry and Photobiology, 1996. v. 63. p. 11-38.

3. Apt K.E., Collier J.L., Grossman A.R., Evolution of the phycobiliproteins // J Mol Biol., 1995. v. 248. p. 79-96.

4. Arlt Т., Schmidt S., Kaiser W. Lauterwasser C., Meyer M., Scheer H., Zinth W. The accessoiy bacteriochlorophyll: A real electron carier in primary photosynthesis // Ibid., 1993. v. 90, p. 11757-11761.

5. Bacon Ke. Photosynthesis photobiochemistry and photobiophysics. / Kluwer Academic Publishers, 2001.

6. Balaban T.S., Fromme P., Holzwarth A.R., Krauss N., Prokhorenko V.I. Relevance of the diastereotopic ligation of magnesium atoms of chlorophylls in Photosystem I // Biochim Biophys Acta. 2002. v. 1556. p.197-207.

7. Balaban T.S. Are syn-ligated (bacterio)chlorophyll dimers energetic traps in light-harvesting systems? // FEBS Lett.,2003. v. 545. p. 97-102.

8. Barz W.P., Oesterhelt D. Photosynthetic deficiency of a pufX deletion mutant of Rhodobacter sphaeroides is suppressed by point mutations in thelight-harvesting complex genes pufB or pufA // Biochemistry, 1994. v. 33. p. 9741-9752.

9. Bendall D.S. // Photosynthesis: Light Reactions / ENCYCLOPEDIA OF LIFE SCIENCES, 2005. p. 1-8.

10. Blankenship R.E. Origin and early evolution of photosynthesis / Photosynth Res. 1992. v. 33. p. 91-111.

11. Bylina E.J., Jovine R., Youvan D.C. I I The Photosynthetic Bacterial Raection center: Structure and Dynamics, eds. Breton J., and Vermeglio A. (Plenum, New York), 1988. p. 113-118.

12. Bylina E.J., Youvan D.C. Directed mutations affecting spectroscopic and electron transfer properties of the primary donor in the photosynthetic reaction center // PNAS, 1988. v. 85. p. 7226-7230.

13. Kirmaier C., Holten D., Bylina E.J., Youvan D.C. Electron Transfer in a Genetically Modified Bacterial Reaction Center Containing a Heterodimer // PNAS, 1988. v. 85. p. 7562-7566.

14. Callahan P, Cotton T. Assignment of bacteriochlorophyll a ligation state from absorption and resonans raman spectra // J. Am. Chem. Soc., 1987. v. 109. p. 7001-7007.

15. Camara-Artigas A., Magee C., Goetsch A., Allen J.P. The structure of the heterodimer reaction center from Rhodobacter sphaeroides at 2.55 Angstrom resolution // Photosynth Res, 2002. v. 74. p. 87-93.

16. Chadwick B.W., Frank H.A. Electron-spin-resonance studies of carotenoids incorporated into reaction centers of Rhodobacter sphaeroides R26.1 // Biochim Biophys Acta, 1986. v. 851. p. 257-266.

17. Chang C.H., El-Kabbani O., Tiede D., Norris J., Schiffer M. Structure of the membrane-bound protein photosynthetic reaction center from Rhodobacter sphaeroides II Biochemistry, 1991. v. 30. p. 5352-5360.

18. Chekalin S.V., Matveetz Yu.A., Shkuroparov A.Ya., Shuvalov V.A., Yartzev A.P. Femtosecond spectroscopy of primary charge separation in modified reaction centers of Rhodobacter sphaeroides (R-26) // FEBS Lett., 1987. v. 216. p. 245-248.

19. Coleman W.J., Youvan D.C. Spectroscopic analysis of genetically modified photosynthetic reaction centers // Annu Rev Biophys Biophys Chem., 1990. v. 19. p. 333-367.

20. Coleman W.J., Youvan D.C. Atavistic reaction center // Nature, 1993. v. 366. p. 517-518.

21. Collins M.L., Buchholz L.A., Remsen C.C. Effect of Copper on Methylomonas albus BG8 // Appl Environ Microbiol, 1991. v. 57. p. 12611264.

22. Comayras F., Jungas C., Lavergne J. Functional consequences of the organization of the photosynthetic apparatus in Rhodobacter sphaeroides: II. A study of PufX- membranes // J Biol Chem., 2005. v. 280. p. 11214-11223.

23. Cotton A. A., Wilkinson G. / Advanced Inorganic Chemistry, 5th ed., John Wiley & Sons, New-York, 1988.

24. Cramer W.A., Engelman D.M., Von Heijne G., Rees D.C. Forces involved in the assembly and stabilization of membrane proteins // FASEB J., 1992. v. 6. p. 3397-3402.

25. Debus R.J., Feher G., Okamura M.Y. LM complex of reaction center from Rhodopseudomonas sphaeroides: characterization and reconstitution with the H subunit // Biochemistry, 1985. v. 24. p. 2488-2500.

26. Debus R.J., Feher G., Okamura M.Y. Iron-depleted reaction centers from Rhodopseudomonas sphaeroides R-26.1—characterization and reconstitution with Fe , Mn ,Co" , Ni~ , Cu~ , and Zn // Biochemistry, 1986. v. 25. p. 2276-2287.

27. DeGrado W.F., Gratkowski T.T., Lear J.P. How do helix-helix interactions help determine the folds of membrane proteins? Perspectives from the study of homo-oligomeric helical bundles // Protein Sci., 2003. v. 12. p. 647-665.

28. Deisenhofer J., Epp K., Miki K., Huber R., Michel H. Structure of the protein subunits in the photosynthetic reaction center of Rhodopseudomonas viridis at 3 A resolutions // Nature, 1985. v. 318. p. 618-624.

29. Deisenhofer J., Michel H. Nobel lecture. The photosynthetic reaction centre from the purple bacterium Rhodopseudomonas viridis И EMBO, 1989. v. 8. p. 2149-2170.

30. Ermler U., Fritzsch G., Buchanan S.K., Michel H. Structure of the photosynthetic reaction centre from Rhodobacter sphaeroides at 2.65 A resolution: cofactors and protein-cofactor interactions // Structure, 1994. v. 2. p. 925-936.

31. Evans T.A., Katz J.J. Evidence for 5-and 6-coordinated Magnesium in bacteriochlorophyll a from visible absorption spectroscopy // Biochim Biophys Acta, 1975. v. 396. p. 414-426.

32. Fiedor L. Hexacoordination of bacteriochlorophyll in photosynthetic antenna LH1 //Biochemistry, 2006. v. 45. p. 1910-1918.

33. Frank H.A., Chadwick B.W., Taremi S., Kolaczkowski S., Bowman M.K. Singlet and triplet absorption-spectra of carotenoids bound in the reaction centers of Rhodopseudomonas sphaeroides R26 // FEBS Letts., 1986. v. 203. p. 157-163.

34. Fyfe P.K., Ridge J.P., McAuley K.E., Cogdell R.J., Isaacs N.W., Jones M.R. Structural consequences of the replacement of glycine M203 with aspartic acid in the reaction center from Rhodobacter sphaeroides // Biochemistry, 2000. v.39. p. 5953-5960.

35. Garcia-Martin A., Kwa L.G., Strohmann В., Robert В., Holzwarth A.R., Braun P. Structural role of (bacterio)chlorophyll ligated in the energetically unfavorable beta-position // J Biol Chem., 2006. v. 281. p. 10626-10634.

36. Ghosh R., Hauser H., Bachofen R. Reversible dissiciation of the B873 light-harvesting complex frm Rhodospirillum rubrum G9+ // Biochemistry, 1988. v. 27. p. 1004-1014.

37. Gray K.A., Farchjaus J.W., Wachtveitl J., Breton J., Oesterhelt D. Initial characterization of site-directed mutants of tyrosine M210 in the reaction center of Rhodobacter sphaeroides 11EMBO, 1990. v. 9. p. 2061-2070.

38. Gudowska-Nowak E., Newton M.D., Fajer J. Conformational and environmental effects on bacteriochlorophyll spectra: correlations of calculated spectra with structural results // J Phys Chem., 1990. v. 94. p. 5797-5801.

39. Hanson L.K. Molecular orbital theory of monomer pigments / Chlorophylls, In: Scheer H. (ed), CRC Press, Boca Raton, 1991. p. 993-1014.

40. Heathcote P., Fyfe P.K., Jones M.R. Reaction centres: the structure and evolution of biological solar power // Trends Biochem Sci., 2002. v. 27. p.79-87.

41. Heimdal J., Jensen K.P., Devarajan A., Ryde U. The role of axial ligands for the structure and function of chlorophylls // J Biol Inorg Chem., 2007. v. 12. p. 49-61.

42. Heller B.A., Holten D., Kirmaier C. Characterization of bacterial reaction centers having mutations of aromatic residues in the binding-site of the bac.teriopheophytin intermediary electron carrier // Biochemistry, 1995a. p. 34. v. 5294-5302.

43. Heller B.A., Holten D. Kirmaier C. Control of electron-transfer between the L-side and M-side of photosynthetic reaction centers // Science, 1995b. v. 269. p. 940-945.

44. Ho S.N., Hunt H.D., Horton R.M., Pullen J.K., Pease L.R. Site-directed mutagenesis by overlap extension using the polymerase chain reaction // Gene, 1989. v. 77. p. 51-59.

45. Hochman A., Friedberg I., Carmeli C. The location and function of cytochrome c2 in Rhodopseudomonas capsulata membranes // Eur. J. Biochem., 1975. v. 58. p. 65-72.

46. Hoff A.J., Deisenhofer J. Photophysics of photosynthesis: Structure and spectroscopy of reaction centres of purple bacteria // Physics Reports-Review Section of Physics Letters, 1997. v. 287. p. 2-247.

47. Holden-Dye K., Crouch L.I., Jones M.R. Structure, function and interactions of the PufX protein // Biochim Biophys Acta., 2008. v. 1777. p. 613-630.

48. Ни X., Schulten K. Model for the light-harvesting complex I (B875) of Rhodobacter sphaeroides II Biophysical Journal, 1998. v. 75 p. 683-694.

49. Hughes A.V., Rees P., Heathcote P., Jones M.R. Kinetic analysis of the thermal stability of the photosynthetic reaction center from Rhodobacter sphaeroides I I Biophys J., 2006. v. 90. p. 4155-4166.

50. Jackson J.A., Lin S., Taguchi A.K.W., Williams J.C., Allen J.P., Woodbury N.W. Energy transfer in Rhodobacter sphaeroides reaction centers with the initial electron donor oxidized or missing // J Phys Chem B, 1997. v. 101. p. 5747-5754.

51. Jones M.R., Visschers R.W., van Grondelle R., Hunter C.N. Construction and characterization of a mutant strain of Rhodobacter sphaeroides with the reaction center as the sole pigment-protein complex // Biochemistry, 1992. v. 31. p. 4458-4465.

52. Joo Т., Jia Y., Yu J.Y., Jonas D., Fleming G. Dinamics in isolated bacterial light harvesting antenna LH2 of Rhodobacter spaeroides at room temperature // J. Phys. Chem., 1996. v. 100. p. 2399-2409.

53. Lavergne J., Vermfiglio A., Joliot P. Functional Coupling Between Reaction Centers and Cytochrome bcl Complexes / The Purple Phototrophic Bacteria Edited by C. Neil Hunter, Fevzi Daldal, Marion C. Thurnauer, J. Thomas Beatty, 2009. p. 509-536.

54. Katilius E., Babendure J.L., Lin S., Woodbury N.W. Electron transfer dynamics in Rhodobacter sphaeroides reaction center mutants with a modifi ed ligand for the monomer bacteriochlorophyll on the active side // Photosynth Res., 2004. v. 81. p. 165-180.

55. Kee H.L., Laible P.D., Bautista J.A., Hanson D.K., Holten D., Kirmaier C. Determination of the rate and yield of B-side quinone reduction in Rhodobacter capsulatus reaction centers // Biochemistry, 2006. vol. 45. p. 7314-7322.

56. Keen N.T., Tamaki S., Kobayashi D., Trollinger D. Improved broad-host-range plasmids for DNA cloning in gram-negative bacteria // Gene, 1988. v. 70. p. 191-197.

57. Kiley P.J., Donohue T.J., Havelka W.A., Kaplan S. DNA sequence and in vitro expression of the В875 light-harvesting polypeptides of Rhodobacter sphaeroides //J. Bacteriol., 1987. v. 169. p. 742-750.

58. Kirmaier C., Bautista J.A., Laible P.D., Hanson D.K., Holten D. Probing the contribution of electronic coupling to the directionality of electron transfer in photosynthetic reaction centers // J Phys Chem B, 2005. v. 109. p. 2416024172.

59. Kirmaier C., Gaul D., DeBey R., Holten D., Schenck C.C. Charge separation in a reaction center incorporating bacteriochlorophyll for bacteriopheophytin // Science, 1991. v. 251. p. 922-927.

60. Kirmaier C., Weems D., Holten D. M-side electron transfer in reaction center mutants with a lysine near the nonphotoactive bacteriochlorophyll // Biochemistry, 1999. v. 38. p. 11516-11530.

61. Kirmaier C.H., Laible P.D., Hanson D.K., Holten D. B-side charge separation in bacterial photosynthetic reaction centers: nanosecond time scale electron transfer from HB- to QB+ // Biochemistry, 2003. v. 42. p. 2016-2024.

62. Klug G., Cohen S.N. Pleiotropic effects of localized Rhodobacter capsulatus puf operon deletions on production of light-absorbing pigment-protein complexes //J Bacteriol., 1988. v. 170. p. 5814-5821.

63. Kuhlbrandt W., Wang D.N., Fujiyoshi Y. Atomic model of plant light-harvesting complex by electron crystallography // Nature, 1994. v. 367. p. 614-621.

64. Lancaster C. R. D. Photosynthetic reaction centers of purple bacteria: John Wiley & Sons, Chichester, 2001.

65. Li Y.-F., Zhou W., Blankenship R. E., Allen J. A. Crystal structure of the bacteriochlorophyll a protein from Chlorobium tepidum. И J. Mol. Biol., 1997. v. 271. p. 456^471.

66. Lilburn T.G., Haith C.E., Prince R.C., Beatty J.T. Pleiotropic effects ofpufiC gene deletion on the structure and function of the photosynthetic apparatus of Rhodobacter capsulatus II Biochim Biophys Acta, 1992. v. 1100. p. 160— 170.

67. Lin S., Katilius E., Ilagan R.P., Gibson G.N., Frank H.A., Woodbury N.W. Mechanism of carotenoid singlet excited state energy transfer in modified bacterial reaction centers // J Phys Chem B, 2006. v. 110. p. 15556-15563.

68. Lin X., Murchison H.A., Nagarajan V., Parson W.W., Allen J.P., Williams J.C. Specific alterations of the oxidation potential of the electron donor in reaction centers from Rhodobacter sphaeroides IIPNAS, 1994. v. 91. p. 10265-10269.

69. Mattioli T.A., Gray K.A., Lutz M, Oesterhelt D., Robert B. Resonance Raman characterization of Rhodobacter sphaeroides reaction centers bearing site-directed mutations at Tyrosine M210 I I Biochemistry, 1991. v. 30. p. 1715-1721.

70. Mc Dermott G., Prince S. M., Freer A. A., Hawthornthwaite-Lawless A. M., Papiz M. Z., Cogdell R. J., Isaacs N. W. Crystal structure of an integral membrane light-harvesting complex from photosynthetic bacteria // Nature, 1995. v. 374. p. 517-521.

71. McAuley K.E., Fyfe P.K., Ridge J.P., Cogdell R.J., Isaacs N.W., Jones M.R. Ubiquinone binding, ubiquinone exclusion, and detailed cofactor conformation in a mutant bacterial reaction center // Biochemistry, 2000. v. 39. p. 15032-15043.

72. Michel H., Epp O., Deisenhofer J. Pigment protein interactions in the photosynthetic reaction center from Rhodopseudomonas viridis IIEMBO J., 1986. v. 5. p. 2445-2451.

73. Michels P.A.M., Konings W.N. Structural and functional properties of chromatophores and membrane vesicles from Rhodopseudomonas sphaeroides // Biochim. Biophys. Acta., 1978. v. 507. p. 353-368.

74. Moore L., Boxer S.G. Inter-chromophore interactions in pigment-modifi ed and dimer-less bacterial photosynthetic reaction centers // Photosynth Res., 1998. v. 55. p. 173-180.

75. Moore L.J., Zhou H.L., Boxer S.G. Excited-state electronic asymmetry of the special pair in photosynthetic reaction center mutants: Absoiption and stark spectroscopy//Biochemistry, 1999. v. 38. p. 11949-11960.

76. Moser C.C., Keske J.M., Warncke K., Farid R.S., Dutton P.L. Nature of biological electron transfer//Nature, 1992. v. 355. p. 796-802.

77. Oba Т., Tamiaki H. Which side of the pi-macrocycle plane of (bacterio)chlorophylls is favored for binding of the fifth ligand? // Photosynth Res., 2002. v.74. p. 1-10.

78. Oelze J., Drews G. Membranes of photosynthetic bacteria // Biochim. Biophys. Acta, 1972. v. 265. p. 209-239.

79. O'Reilly J.E. Oxidation-reduction potential of the ferro-ferricyanide system in buffer solutions // Biochim Biophys Acta, 1973. v. 292. p. 509-515.

80. Parson W.W. Photosynthetic bacterial reaction centers / In: Bendall DS (ed) Protein Electron Transfer, BIOS Scientific Publishers, Oxford, 1996. p 125— 160.

81. Maroti P., Kirmaier C., Wraight C., Holten D., Pearlstein R. Photochemistry and electron transfer in borohydride-treated photosynthetic reaction centers //Biochimica et Biophysica Acta, 1985. v. 810. p. 132-139.

82. Popot J.L., Engelman D.M. Helical membrane protein folding, stability, and evolution // Annu Rev Biochem., 2000. v. 69. p. 881-922.

83. Prince R.C. Bacterial photosynthesis: from photons to Ap // Bacteria, 1990. v. 12. p. 111-149.

84. Prince R.C., Dutton P.L. A kinetic completion of the cyclic photosynthetic electron pathway of Rhodopseudomonas sphaeroides: cytochrome b-cytochrome c2 oxidation-reduction I I Biochim Biophys Acta, 1975. v. 387. p. 609-613.

85. Qian P., Bullough P.A., Hunter C.N. Three-dimensional reconstruction of a membrane-bending complex: the RC-LHl-PufX core dimer of Rhodobacter sphaeroides IIJ Biol Chem., 2008. v. 283. p. 14002-14011.

86. Reed D.W., Clayton R.K. Isolation of a reaction center fraction from Rhodopseudomonas spheroides II Biochem Biophys Res Commun., 1968. v. 30. p. 471-475.

87. Reimers J. R., Hush N.S. Nature of the ground and first excited states of the radical cations of photosynthetic bacterial reaction centers // Chem. Phys., 1995. v. 197. p. 323-332.

88. Reimers J. R., Hutter M.C., Hush N.S. The spectroscopy of low-lying bands in the special-pair radical-cations of photosynthetic centers // Photosynth. Res., 1998. v. 55. p. 163-171.

89. Ridge J.P., van Brederode M.E., Goodwin M.G., van Grondelle R., Jones M.R. Mutations that modify or exclude binding of the QA ubiquinone and carotenoid in the reaction center from Rhodobacter sphaeroides И Photosynth Res., 1999. v. 59. p. 9-26.

90. Roberts J.A., Holten D., Kirmaier C. Primary events in photosynthetic reaction centers with multiple mutations near the photoactive electron carriers // J Phys Chem B, 2001. v. 105. p. 5575-5584.

91. Robles S.J., Breton J., Youvan D.C. Partial symmetrization of the photosynthetic reaction center // Science, 1990. v. 248. p. 1402-1405.

92. Samatey F.A., Xu C., Popot J.L. On the distribution of amino acid residues in transmembrane alpha-helix bundles // PNAS, 1995. v. 92. p. 4577-81.

93. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. / Molecular cloning a laboratory manual, Cold Spring Harbor, N.Y., 1989.

94. Scheer H., Struck A. Bacterial reaction centers with modified tetrapyrrole chromophores / In: Deisenhofer J and Norris JR (eds) The Photosynthetic Reaction Center, Academic Press, San Diego, 1993. v. 1. p 157-192.

95. Scheer H. The Pigments / Beverley R. Green and William W. Parson (eds): Light-Harvesting Antennas, Kluwer Academic Publishers, 2003. 512 p.

96. Schiffer M., Norris J.R. Stucture and function of the photosynthetic reaction center of Rhodobacter sphaeroides. / In: The photosynthetic reaction center, Academic Press, 1993. v. l.p. 1-13.

97. Shkuropatov A.Ya., Shuvalov V.A. Electron transfer in pheophytin-a modified reaction centers from Rhodobacter sphaeroides R-26 // FEBS Lett., 1993. v. 322. p. 168-172.

98. Shreve A.P., Trautman J.K., Frank H.A., Owens T.G., Albrecht A.C. Femtosecond energy-transfer process in the В800-850 light-harvesting complexof Rhodobacter sphaeroides 2.4.1. //Biochim. Biophys. Acta, 1991. v. 1058. p. 280-288.

99. Shuvalov V.A., Amesz J., Duysens L.N.M. Picosecond charge separation upon selective exitation of the primary electron donor in reaction center of Rhodopseudomonas viridis II Biochim. et Biophys. Acta., 1986. v. 851. p. 327-330.

100. Shuvalov V.A., Duysens L.N.M. Primary electron transfer in modified reaction centers from Rhodobacter sphaeroides II PNAS, 1986. v. 83. p. 1690-1694.

101. Shuvalov V.A., Klimov V.V. The primary photoreactions in the complex cytochrome-P890 P760 (bacteriopheophytin-760) of Chromatium minutissimum at low redox potentials // Biochim. et biophys. Acta., 1976. v. 440. p. 587-599.

102. Shuvalov V.A., Krasnovskii A.A. Photochemical electron transfer in reaction centers of photosynthesis. / Biofizika, 1981. v. 26. p. 544-556.

103. Shuvalov V.A., Yakovlev A.G. Coupling of nuclear wavepacket motion and charge separation in bacterial reaction centers // FEBS Lett., 2003. v. 540. p. 26-34.

104. Simon R., Priefer U., Puhler A. A broad host range mobilization system for in vivo genetic engineering: transposon mutagenesis in Gram negative bacteria II Biotechnology, 1983. v. 1. p. 787-791.

105. Spiedel D., Jones M.R., Robert B. Tuning of the redox potential of the primary electron donor in reaction centres of purple bacteria: Effects of amino acid polarity and position // FEBS Letts., 2002. v. 527. p. 171-175

106. Stilz H.U., Finkele U., Holzapfel W., Lauterwasser C., Zinth W., Oesterhelt D. Infl uence of M-subunit Thr222 and Trp252 on quinone binding andelectron-transfer in Rhodobacter sphaeroides reaction centers // Eur J Biochem, 1994. v. 223. p. 233-242.

107. Struck A., Muller A., Scheer H. Modified bacterial reaction centers. 4. The borohydride treatment reinvestigated: comparison with selective exchange experiments at binding sites Вл,в and Нл,в // Biochim.Biophys. Acta, 1991. v. 1060. p. 262-270

108. Tandori J., Tokaji Z., Misurda K., Maroti P. Thermodynamics of Light-induced and Thermal Degradation of Bacteriochlorins in Reaction Center Protein of Photosynthetic Bacteria // Photochem. Photobiol., 2005. v. 81. p. 1518-1525.

109. Tehrani A., Beatty J.T. Effects of precise deletions in Rhodobacter sphaeroides reaction center genes on steady-state levels of reaction center proteins: A revised model for reaction center assembly // Photosynth Res, 2004. v. 79. p. 101-108.

110. Tehrani A., Prince R.C., Beatty J.T. Effects of photosynthetic reaction center H protein domain mutations on photosynthetic properties and reaction centerassembly in Rhodobacter sphaeroides I I Biochemistry, 2003. v. 42. p. 89198928.

111. Theiler R., Suter F., Wiemken V., Zuber H. The light-harvesting polypeptides of Rhodopseudomonas sphaeroides R-26.1.1, isolation, purification and sequence analyses // Hoppe Seylers Z. Physiol. Chem., 1984. v. 365. p. 703-719.

112. Thompson M.A., Zerner M.C., Fajer J. A theoretical examination of the electronic structure and spectroscopy of the photosynthetic reaction center from Rhodopseudomonas viridis IIJ Am Chem Soc, 1991. v. 113. p. 82108215.

113. Tronrud D. E., Schmid M.F., Matthews B.W. Structure and X-ray amino acid sequence of a bacteriochlorophyll a protein from Prosthecochloris aestuarii refined at 1.9 A° resolution // J. Mol. Biol., 1986. v. 188. p. 443454.

114. Trumpower B.L. Cytochrom bcl complex of microorganisms // Molbiol. Rev., 1990. v. 55. p. 101-129.

115. Usui S.,Yu L. Subunit IV (Mr = 14,384) of the cytochrome b-cl complex from Rhodobacter sphaeroides. Cloning, DNA sequencing, and ubiquinone binding domain//J. Biol. Chem., 1991. v. 266. p. 15644-15649.

116. Utschig L.M., Thurnauer M.C., Tiede D.M., Poluektov O.G. Low-temperature interquinone electron transfer in photosynthetic reaction centers from Rhodobacter sphaeroides and Blastochloris viridis: Characterization of

117. QB-states byhigh-frequency electron paramagnetic resonance (EPR) and electron-nuclear double resonance (ENDOR) // Biochemistry, 2005. v. 44. p. 14131-14142.

118. Van der Rest M., Gingras G. The pigment complement of the photosynthetic reaction center isolated from Rhodospirillum rubrum II J. Biological Chem., 1974. v. 249. p. 6446-6453.

119. Vulto S.I.E., Streltsov A.M., Aartsma T.J. Excited state energy relaxation in the FMO complexes of the green bacterium Prosthecochloris aestuarii at low temperatures IIJ Phys Chem B, 1997. v. 101. p. 4845-4850.

120. Wakeham M.C., Jones M.R. Rewiring photosynthesis: engineering wrong-way electron transfer in the purple bacterial reaction centre // Biochem Soc Trans, 2005. v. 33. p. 851-857.

121. Wakeham M.C., Breton J., Nabedryk E., Jones M.R. Formation of a semiquinone at the QB site by A-branch or B-branch electron transfer in the reaction centre from Rhodobacter sphaeroides II Biochemistry, 2004. v. 43. p. 4755-4763.

122. Wakeham M.C., Goodwin M.G., McKibbin C., Jones M.R Photo-accumulation of the P+Qb~ radical pair state in purple bacterial reaction centres that lack the QA ubiquinone // FEBS Letts, 2003. v. 540. p. 234-240.

123. White S.H., Ladokhin A.S., Jayasinghe S., Hristova K. How membranes shape protein structure // J Biol Chem., 2001. v. 276. p. 32395-32398.

124. White S.H., Wimley W.C. Membrane protein folding and stability: physical principles // Annu Rev Biophys Biomol Struct., 1999 v. 28. p. 319-365.

125. Williams J.C., Alden R.G., Murchison H.A., Peloquin J.M., Woodbury N.W., Allen J.P. Effect of mutations near the bacteriochlorophylls in reaction centers from Rhodobacter sphaeroides II Biochemistry, 1992. v. 31. p. 11029-11037.

126. Williams J.C., Steiner L.A., Feher G. Primary structure of the reaction center from Rhodopseudomonas sphaeroides //Proteins, 1986. v. 1. p. 312-325.

127. Williams J.C., Steiner L.A., Ogden R.C., Simon M.L., Feher G. Primary structure of the M subunit of the reaction center from Rhodopseudomonas sphaeroides IIPNAS, 1983. v. 80. p. 6505-6509.

128. Zilsel J., Lilburn T.G., Beatty J.T. Formation of functional inter-species hybrid photosynthetic complexes in Rhodobacter capsulatus IIFEBS Letts, 1989. v. 253. p. 247-252.

129. Бриттон Г. / Биохимия природных пигментов (1986)

130. Васильева Л.Г., Болгарина Т.И., Хатыпов Р.А., Шкуропатов А.Я., Мияке Д., Шувалов В.А. Замещение валина-157 на тирозин в Lсубъединице реакционного центра Rhodobacter sphaeroides II ДАН, 2001. Том 376. № 6, с. 826-829.

131. Гуринович Г. П., Севченко А. Н., Соловьев К. Н. Спектроскопия хлорофилла и родственных соединений. — Минск: Наука и техника, 1968.

132. Мокроносов А.Т., Гавриленко В.Ф. (1992) Фотосинтез. Физиолого-экологические и биохимические аспекты, Изд-во МГУ, Москва.

133. Патрушев Л.И. Искусственные генетические системы. Том 1. М.: Наука, 2004. 526 с.

134. Финкелыптейн А.В., Птицын О.Б. (2005) Физика белка, Изд-во Книжный Дом Университет, Москва, 456 с.

135. Фотосинтез под ред. Говинджи Орт. Д. 1987. Москва: Мир с.728.

136. Шайтан К.В. Каким образом электрон движется по белку IIСОЖ., 1999. No 3. С. 55-62.

137. Шувалов В.А. Преобразование солнечной энергии в первичном акте разделения зарядов в реакционном центре фотосинтеза // Москва: наука, 2000. 47с.