Влияние аминокислотных полиморфизмов на активность ДНК-полимеразы йота человека тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Шилкин Евгений Сергеевич

• Шилкин Евгений Сергеевич
• кандидат наук
• 2022

Оглавление диссертации кандидат наук Шилкин Евгений Сергеевич

Содержание

Список принятых сокращений

Введение

Обзор литературы

1. Структура и биохимические свойства Poli человека

1.1 Доменная организация Poli

1.2 Биохимические свойства Poli

1.3 Транслезионная активность Poli in vitro

2. Регуляция активности Poli

2.1 Белки-партнеры Poli

2.2 Регуляция локализации и экспрессии Poli

2.3 Посттрансляционные модификации Poli

2.4 Модель транслесомы

3. Биологическая роль Poli

3.1. Роль Poli в транслезионном синтезе, репарации и гипермутагенезе генов иммуноглобулинов

3.2 Нарушение регуляции активности Poli в злокачественных клетках

Материалы и методы

1. Материалы и оборудование

1.1 Буферы

1.2 Микробиологические среды

1.3 Ферменты

1.4 Бактериальные и дрожжевые штаммы, культуры клеток

1.5 Синтетические олигонуклеотиды

1.6 Плазмидные векторы и генетические конструкции

2. Методы

2.1 Получение генетических конструкций

2.1.1 Амплификация гена POLI

2.1.2 Гидролиз ДНК эндонуклеазами рестрикции

2.1.3 Электрофорез ДНК в агарозном геле

2.1.4 Выделение ДНК из агарозного геля

2.1.5 Лигирование фрагментов ДНК

2.1.6 Сайт-направленный мутагенез

2.2 Методы работы с клетками

2.2.1 Приготовление компетентных клеток E. coli

2.2.2 Трансформация клеток E. coli

2.2.3 Выделение плазмидной ДНК

2.2.4 Трансформация клеток S. cerevisiae

2.2.5 Ведение и трансфекция культуры клеток человека

2.2.6 Колориметрический метод оценки метаболической активности (МТТ-тест)

2.3. Выделение и очистка ферментов

2.3.1 Экспрессия POLI человека в клетках S. cerevisiae

2.3.2 Очистка Poli человека аффинной хроматографией

2.3.3 Денатурирующий SDS-ПААГ по Леммли

2.4. Тестирование активности Poli

2.4.1 Реакции удлинения праймера

2.4.2 Денатурирующий ПААГ для разделения продуктов ДНК-полимеразной и дРФ-лиазной реакций

2.4.3 Определение кинетических параметров включения нуклеотидов в условиях стационарной кинетики

2.4.4 Тестирование 5'-дРФ-лиазной активности

2.4.5 Анализ стабильности форм Poli

2.5 Статистическая обработка данных

Результаты и обсуждение

1. Биохимические свойства полиморфных форм и редких вариантов Poli человека

1.1 ДНК-полимеразная активность на неповрежденной ДНК

1.2 Транслезионная активность

1.3 5'-дРФ-лиазная активность

1.4 Стабильность формы R71G Poli

2. Влияние замены R71G Poli на выживаемость клеток человека линии А549 при окислительном стрессе

3. ДНК-полимеразная активность Poli и формы Poli с заменой R71G напротив mC и hmC

Выводы

Список литературы

Приложения

Список принятых сокращений

а.о. - аминокислотный остаток

АП-сайты - апуриновые/апиримидиновые сайты

БСА - бычий сывороточный альбумин

ДМСО - диметилсульфоксид

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

ДНКП - ДНК-полимераза

5'-дРФ - 5'-дезоксирибофосфат

ДТТ - дитиотреитол

дцДНК - двухцепочечная ДНК

н.п. - нуклеотидная пара

оцДНК - одноцепочечная ДНК

ПААГ - полиакриламидный гель

ПСА - персульфат аммония

ПЦР - полимеразная цепная реакция

СГМ - соматический гипермутагенез

ТЛС - транслезионный синтез

ЭДТА - этилендиаминтетраацетат

ЭРН - эксцизионная репарация нуклеотидов

ЭРО - эксцизионная репарация оснований

А, О, Т, С - аденин, гуанин, тимин, цитозин

еА - 1,К6- этеноаденин

CPD (cis-syn cyclobutane pyrimidine dimer) - цис-син-циклобутановые пиримидиновые димеры

dATP- 2'-дезоксиаденозинтрифосфат

dCTP - 2'-дезоксицитидинтрифосфат

dGTP - 2'-дезоксиагуанозинтрифосфат

dNTP - 2'-дезоксинуклеозидтрифосфат

dTTP - 2'-дезокситимидинтрифосфат

GST (glutathione S-transferase)- глутатион-S-трансфераза

ICL (inter/intrastrand crosslinks) - меж/внутрицепочечные сшивки ДНК

МТТ - 3-(4,5-диметилтиазол-2-ил)-2,5-дифенил-тетразолия бромид

8-oxo-G - 7,8-дигидро-8-оксогуанин

PBS (phosphate-buffered saline) - фосфатно-солевой буфер

PMSF - фенилметилсульфонил хлорид

6-4-PP - 6-4-фотопродукты

SDS (sodium dodecyl sulphate) - додецилсульфат натрия TEMED - К,К,№,№-тетраметилэтилендиамин

XPV (xeroderma pigmentosum variant) - вариант пигментной ксеродермы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние аминокислотных полиморфизмов на активность ДНК-полимеразы йота человека»

Введение

Актуальность исследования. Воздействие эндогенных (некоторые продукты клеточного метаболизма) и экзогенных (например, ультрафиолетовое (УФ)- и ионизирующее излучение, препараты химиотерапии) факторов приводит к повреждениям ДНК. Восстановление структуры ДНК осуществляется несколькими системами репарации, но не все повреждения эффективно и своевременно репарируются. Накопление повреждений в ДНК может приводить к остановке репликативной вилки и аресту клеточного цикла, поскольку многие модификации оснований ДНК препятствуют образованию канонических уотсон-криковских пар и ингибируют репликативные ДНК-полимеразы (ДНКП).

Одним из механизмов толерантности к повреждениям ДНК является транслезионный синтез (от англ. «translesion» - «через повреждение») (ТЛС) ДНК - это процесс синтеза ДНК на матрице, содержащей поврежденный нуклеотид. Ключевыми ДНКП, осуществляющими ТЛС у человека, являются ДНКП Y-семейства: Poln, Poli, PoIk и REV1 и ДНКП В-семейства PolZ Особенности строения активного центра позволяют ДНКП Y-семейства эффективно «проходить» широкий спектр повреждений ДНК. Предполагается, что каждая из ДНКП Y-семейства специализируется на определенной группе повреждений, используя уникальные стратегии для включения нуклеотидов. Снижение активности транслезионных ДНКП повышает чувствительность клетки к ДНК-повреждающим агентам.

Следствием толерантности ДНКП Y-семейства к структуре матрицы является сравнительно низкая точность синтеза на неповрежденной ДНК. Частота ошибок репликативных полимераз PolS и Pols составляет 10-6-10-7, в то время как транслезионных - 10-1-10-4 (в зависимости от сиквенс-контекста). Повышение активности неточных ДНКП опасно для клетки появлением мутаций ДНК. Накопление мутаций в генах-онкосупрессорах и онкогенах может стимулировать события канцерогенеза. Таким образом, каждая клетка нуждается в системе жесткого контроля активности транслезионных ДНКП.

Наиболее неординарным представителем Y-семейства ДНКП человека является Poli (кодируется геном RAD30B или POLI), открытая в 1999 г как гомолог дрожжевого гена RAD30 [12]. Описано две изоформы Poli: «короткая» и «длинная», которая отличается наличием дополнительного фрагмента длиной 25 остатков на N-конце фермента. Однако только «короткая» форма без дополнительных N-концевых остатков обнаружена in vivo [3]. Poli является ДНКП с очень низкой точностью синтеза на неповрежденной ДНК и эффективно включает нуклеотиды c разной точностью напротив целого ряда повреждений ДНК, вызванных эндогенными и экзогенными факторами: АП-сайтов, урацила и его производных, 7,8-дигидро-8-оксогуанина (8-oxo-G), N3-метиладенина (N3-me-A), О6-метилгуанина (O6-me-G), крупных аддуктов пуриновых оснований, блокирующих образование уотсон-криковских взаимодействий (например, 1^6-этеноаденин (sA) и ^-аддукты гуанина) [45]. Включение нуклеотидов напротив повреждений, нарушающих образование

уотсон-криковских взаимодействий, возможно благодаря использованию Poli хугстиновских взаимодействий [67]. Poli обладает также 5Л-дезоксирибофосфатлиазной (5-дРФ лиазной) активностью и, предположительно, участвует в эксцизионной репарации оснований повреждений, индуцированных активными радикалами кислорода [41,61,62,64].

Под повреждениями ДНК обычно подразумеваются такие модификации оснований или сахаро-фосфатного остова, которые в норме в ДНК не встречаются. Однако известен ряд модификаций, которые целенаправленно вносятся клеткой. Среди таких модификаций особую роль играет метилирование основания цитозина по 5 положению с образованием 5-метилцитозина (mC) в CpG-сайтах, а также продукт его окисления - 5-гидроксиметилцитозин. Метилирование цитозина играет важную роль в эпигенетической регуляции экспрессии генетической информации, однако несет дополнительные риски для клетки, поскольку метилированные CpG-сайты являются «горячими точками» мутагенеза [28]. Основным типом мутаций в CpG-сайтах являются С>Т транзиции [29], которые образуются в результате дезаминирования mC с образованием тимина. В последние годы накапливаются данные о том, что помимо дезаминирования mC>T, в мутагенезе в CpG-сайтах задействованы и другие механизмы, связанные с ошибками при копировании ДНК [30,31]. Кроме того, показано, что метилирование цитозина приводит к повышению частоты окисления соседнего G с образованием 8-oxo-G, что также увеличивает мутагенный

потенциал CpG-сайтов [32]. Предполагается, что mC не оказывает влияния на репликацию и считывается большинством ДНКП как немодифицированный С, однако исследований точности ДНКП напротив mC не проводилось.

Необычная особенность Poli - преимущественное включение dGMP напротив тимина, урацила и его производных [2 33,34]. Было высказано предположение, что это свойство может играть роль в снижении мутагенного потенциала дезаминированных остатков цитозина, его окисленных производных и 5-метилцитозина (mC) при AID/APOBEC-индуцированном мутагенезе и спонтанном дезаминировании mC CpG-островков [34]. Одновременно дезаминированные и окисленные остатки цитозина составляют большую часть пиримидиновых повреждений в геномной ДНК, поэтому можно ожидать, что включение dGMP напротив неканонических пиримидинов в ходе транслезионного синтеза будет преимущественно антимутагенным. Однако роль Poli в снижении мутагенного потенциала дезаминированных остатков цитозина не подтверждена in vivo.

Накопленные на сегодняшний день данные по биохимическим свойствам регуляции активности и участии Poli в различных клеточных процессах не оставляют сомнений в существовании важной биологической роли этой полимеразы в клетке. Однако, в отличие от других ДНКП Y-семейства, крайне мало работ посвящено взаимосвязи нарушения функций Poli с канцерогенезом, а имеющиеся данные противоречивы. Действительно, в клетках многих опухолей (таких как глиомы, карциномы пищевода, опухоли

кожи, груди, и мочевого пузыря) наблюдается сверхэкспрессия мРНК гена POLI, что свидетельствует о вкладе мутагенной активности Poli в предрасположенность к онкологии [8-14]. У пациентов с карциномой пищевода повышенный уровень экспрессии POLI ассоциирован с высоким риском метастазирования и негативным прогнозом [1415]. В то же время, дефицит Poli у мышей приводит к повышению частоты уретан-индуцированных опухолей легких [1617] и УФ-индуцированных опухолей кожи [1819].

Однонуклеотидные полиморфизмы и мутации в гене POLI, приводящие к несинонимичным аминокислотным заменам, потенциально могут влиять на функции фермента и, как следствие, повышать риск развития онкологических заболеваний. В литературе описаны некоторые герминальные полиморфизмы и мутации POLI. Замена T706A (rs8305) в С-концевом участке белка связана с предрасположенностью к аденокарциномам и сквамозным карциномам лёгких [20]. Повышенный риск аденомы простаты ассоциирован с С-концевой заменой F507S (rs3218786) [21]. В каталитическом коре белка, в непосредственной близости от каталитических остатков, располагается ряд редких вариантов и полиморфизмов: R71G (rs3218778), P118L (rs554252419), I236M (rs3218784), E251K (rs3218783) и P365R (rs200852409). Предсказано влияние таких аминокислотных замен на активность Poli in silico [22-24]. Моделирование молекулярной динамики фермента показало изменения в поведении каталитического кора при замене I236M [25]. Однако в настоящее время мало данных об их влиянии на биохимическую активность in vitro и in

vivo. Кроме того, нет исследований о клинической значимости данных замен в известных базах данных, например OMIM, LOVD, dbSNP, ClinVar и HGMD Professional.

В недавних работах с использованием рекомбинантного каталитического кора Poli с делецией С-концевой области, но имеющего на N-конце дополнительные 25 а.о., были частично биохимически охарактеризованы варианты с заменами R71G, I236M и E251K [26,27]. Показано, что форма R71G Poli обладает сниженной ДНК-полимеразной активностью in vitro и демонстрирует изменения в спектре включаемых нуклеотидов напротив некоторых повреждений ДНК: 8-oxo-G, 06-me-G, N2-et-G и апуриновых/апиримидиновых (АП)-сайтов. Однако, влияние редких вариантов и полиморфизмов на свойства полноразмерного фермента и изоформы без дополнительных N-концевых остатков, не изучалось. Исследования ДНК-полимеразной активности форм Poli напротив других распространенных природных повреждений ДНК и их влияние на 5'-дРФ-лиазную активность в настоящее время не проводились. Влияние замен P118L и P365R на активность Poli человека также не изучено.

Цель настоящей работы заключается в анализе влияния аминокислотных полиморфизмов и редких вариантов на ДНК-полимеразную и 5'-дезоксирибофосфатлиазную активности Poli человека. В ходе работы были поставлены следующие задачи:

1 Оценить точность и эффективность синтеза ДНК Poli дикого типа, полиморфных и редких вариантов фермента на неповрежденных ДНК-субстратах разного сиквенс-контекста, ДНК-субстратах, содержащих распространенные повреждения ДНК, mC и hmC;

2 Оценить влияние полиморфизмов и редких вариантов Poli на дРФ-лиазную активность фермента;

3 Оценить влияние полиморфизмов и редких вариантов Poli на выживаемость клеток человека линии А549 при обработке ДНК-повреждающими агентами.

Научная новизна и практическая ценность работы. В работе впервые охарактеризованы ДНК-полимеразная и 5'-дРФ-лиазная активности редких вариантов и полиморфных форм Poli человека с заменами R71G, P118L, I236M, E251K, P365R, F507S, T706A с использованием рекомбинантного полноразмерного фермента. Показано, что замена R71G значительно снижает активность фермента и изменяет его точность как на неповрежденной ДНК, так и при синтезе напротив повреждений. Обнаружено влияние замен E251K и P365R на спектр включаемых нуклеотидов Poli. Идентифицированы варианты, изменяющие 5'-дРФ-лиазную активность Poli. В работе также впервые показано, что вариант со сниженной каталитической активностью R71G не способен комплементировать функцию WT Poli в культуре клеток млекопитающих.

Полученные данные по биохимическим свойствам редких и полиморфных вариантов Poli важны для понимания молекулярных процессов, стоящих за ассоциацией дисфункции Poli в организме и предрасположенностью к злокачественным образованиям. Полиморфные и мутантные формы Poli с изменениями в активности фермента потенциально могут являться маркерами повышенного риска развития онкологических заболеваний. Полученные в работе данные определяют круг значимых с биохимической точки зрения форм Poli для исследований в области онкологии. Полученные результаты также имеют ценность для понимания структурно-функциональных особенностей строения активного центра Poli, раскрывая роль отдельных аминокислотных остатков в катализе.

В работе впервые охарактеризована точность и эффективность синтеза ДНК Poli на ДНК с mC и hmC в сиквенс-контекстах GXG и TXG, встречающихся в ряде опухолей, и изучено влияние статуса метилирования С на транслезионную активность Poli напротив соседнего 8-oxo-G. Эти данные важны для понимания механизмов мутагенеза в CpG-сайтах.

Публикации и апробация работы. По материалам диссертации опубликовано пять статей (две экспериментальные, три обзорные): 1. E.S. Shilkin, A.S. Gromova, M.P. Smal, A.V. Makarova. DNA Polymerase and dRP-lyase activities of polymorphic variants of human Pol i // Biochemical Journal, 2021, 478(7):1399-1412. IF=3.857

2. Шилкин Е.С., Петрова Д.В., Полтораченко В.А., Болдинова Е.О., Жарков Д.О., Макарова А.В. Матричные свойства 5-метил-2'-дезоксицитидина и 5-гидроксиметил-2'-дезоксицитидиина в реакциях с транслезионными и репаративными ДНК-полимеразами человека // Молекулярная биология, 2021, 2(55), 305-311, IF=1.374

3. Е.С. Шилкин, Е.О. Болдинова, А.Д. Столяренко, Р.И. Гончарова, Р.Н. Чупров-Неточин, М.П. Смаль, А.В. Макарова. (2020) Транслезионный синтез и ре-инициация синтеза ДНК в формировании устойчивости к химиотерапии. Биохимия, 85 (8), 869-882. IF= 2.487

4. Е.С. Шилкин, Е.О. Болдинова, А.Д. Столяренко, Р.И. Гончарова, Р.Н. Чупров-Неточин, Р.Ф. Хайруллин, М.П. Смаль, А.В. Макарова. (2020) Транслезионный синтез ДНК и канцерогенез. Биохимия, том 85, (4), 494 -506. IF= 2.487

5. Yudkina A.V.*, Shilkin E.S.*, Endutkin A.V., Makarova A.V., Zharkov D.O. Reading and misreading 8-oxoguanine, a paradigmatic ambiguous nucleobase // Crystals, 2019, 9(5): 269, IF=2.404. *first authors

Основные положения работы были представлены автором в устных и стендовых докладах на III Всероссийской конференции по молекулярной онкологии (Москва, Россия, 2017), симпозиуме «Системная биология процессов репарации ДНК и программируемой гибели клетки» (Новосибирск, Россия, 2018), VIII Международной школе молодых учёных по молекулярной генетике (Звенигород, Россия, 2018), VII Съезде Вавиловского общества

генетиков и селекционеров (Санкт-Петербург, Россия, 2019) и XXXIII Зимней

молодёжной научной школе ИБХ (Москва, Россия, 2021).

Положения, выносимые на защиту

1. Охарактеризовано влияние редких и полиморфных аллельных вариантов POLI на активность транслезионной ДНК-полимеразы человека Poli. Замены P118L, I236M, F507S и T706A не влияют на активность фермента. Вариант R71G Poli обладает сниженными ДНК-полимеразной, транслезионной и 5'-дРФ-лиазной активностями, а также отличается от белка дикого типа по точности синтеза ДНК. Замена P365R приводит к изменению точности фермента напротив матричных пиримидинов, 8-oxo-G и АП-сайта, и снижению 5'-дРФ-лиазной активности. Аминокислотная замена E251K повышает 5'-дРФ-лиазную активность фермента.

2. Нокаут гена POLI в культуре клеток аденокарциномы легких человека А549 модулирует чувствительность к окислительному стрессу, вызванному перекисью водорода. Вариант R71G не комплементирует недостаток Poli.

3. Наличие эпигенетических модификаций mC и hmC снижает эффективность включения dCTP и dGTP Poli, но не повышает частоту включения dATP. Статус метилирования цитозина не влияет на эффективность и точность транслезионного синтеза Poli напротив соседнего 8-oxo-G.

Личное участие автора. Автор самостоятельно планировал и проводил большинство экспериментов, в том числе продукцию и очистку ферментов (варианты Poli: WT, R71G, P118L, I236M, E251K, P365R, F507S, T706A), подготовку ДНК-субстратов и тестирование ДНК-полимеразной и 5'-дезоксирибофосфатлиазной активностей форм Poli, получение генетических конструкций для комплементации клеток человека A549. Автор принимал участие в тестировании чувствительности культуры клеток А549 к ДНК-повреждающим агентам, в обработке и интерпретации результатов экспериментов, а также подготовке научных публикаций.

Структура и объём работы. Диссертация включает введение, обзор литературы, материалы и методы, результаты и обсуждение, выводы, список литературы и приложения. Материалы диссертации изложены на 173 страницах машинописного текста, содержат 26 рисунков и 4 таблицы. Список литературы содержит 234 источника.

Благодарности. Автор выражает глубокую благодарность своему научному руководителю к. б. н. Макаровой Алене Владимировне за постановку задачи и внимание к работе, Громовой Анастасии Сергеевне за помощь в работе с культурой клеток человека (ИМГ - НИЦ «Курчатовский Институт, лаборатория механизмов репликации поврежденной ДНК)», д. б. н., чл.-кор. РАН Жаркову Дмитрию Олеговичу и Петровой Дарье Витальевне (ИХБФМ СО РАН, лаборатория геномной и белковой инженерии) за предоставление ДНК-матриц, содержащих mC и hmC.

Обзор литературы

1. Структура и биохимические свойства Poli человека 1.1 Доменная организация Poli

ДНК-полимераза Poli человека (RAD30B) является представителем Y-семейства ДНКП и представляет собой односубъединичный фермент, состоящий из 715 а.о. и имеющий молекулярную массу около 80 кДа (GenBank Accession number AF140501.1) [35]. Впервые фермент выделен и охарактеризован в 2000 г. [12]. С развитием методов глубокого секвенирования был обнаружен второй старт-кодон, при трансляции с которого образуется изоформа Poli длиной 740 а.о. с дополнительными 25 а.о. на N-конце белка (NM_007195.2). Однако в 2017 г. экспериментально было показано, что в клетках млекопитающих преимущественно экспрессируется «короткая» изоформа Poli, тогда как «длинная» обнаруживается в следовых количествах

В Poli функционально выделяют два участка: N-концевой каталитический кор и С-концевой участок с неупорядоченной структурой, участвующий в белок-белковых взаимодействиях. Каталитический кор Poli, подобно другим ДНКП, топологически напоминает правую руку человека и состоит из формирующих активный центр доменов: «пальцы» (38-98 а.о., нуклеотид-связывающий домен), «большой палец» (225-288 а.о., ДНК-связывающий домен) и «ладонь» (25-37 и 99-224 а.о., каталитический домен) (Рис. 1) [36]. Отличительной чертой всех ДНКП семейства Y является дополнительный

домен «мизинец» или PAD (polymerase associated domain), взаимодействующий с большой бороздкой ДНК и определяющий уникальные биохимические свойства каждой ДНКП [37,38]. у Poli домен «мизинец» представлен а.о. 298-414. По сравнению с другими Y-полимеразами у Poli этот домен обладает большей подвижностью, что предположительно, обеспечивает низкую процессивность фермента [39]. Каталитические остатки Asp34, Asp126 и Glu127 располагаются в ДНК-связывающей бороздке домена «ладонь». Домен «пальцы» располагается над нуклеотидной парой (н.п.) и принимает участие в позиционировании входящего нуклеотида. Остаток Tyr39 домена «пальцы» участвует в дискриминации входящих рибо- и дезоксирибонуклеотидов. Как правило, домены «пальцы» и «большой палец» у ДНКП семейства Y короче, чем у ДНКП из других семейств, что создает просторный и гибкий активный центр, обеспечивающий «толерантность» к структуре ДНК и положению матричного нуклеотида, позволяя эффективно синтезировать ДНК напротив повреждений (Рис. 1) [4 33,40]. Наконец, Poli, как и все транслезионные ДНКП, не обладает 3'-5'-экзонуклеазным доменом и лишена корректирующей активности [1,2].

Каталитический кор Poli обладает двумя активностями, которые картируются на частично перекрывающиеся области N-концевого участка белка: ДНК-полимеразная активность (24-414 а.о.) и 5'-дезоксирибофосфат(дРФ)-лиазная активность (79-445 а.о.) [41]. Однако точный

сайт и каталитические остатки белка, выполняющие 5-дРФ-лиазную активность, не определены.

Рис. 1 Доменная организация Poli человека и структура тройного комплекса Poli (каталитический корУДНК/dGTP (PDB ID 3GV8) [42]. Элементы структуры выделены цветами: жёлтый - домен «пальцы», зелёный - домен «ладонь», синий - домен «большой палец», красный -домен «мизинец», бирюзовый - ДНК и входящий нуклеотид (dGTP); красные сферы - ионы Mg2+. Показаны каталитические остатки домена «ладонь» и сахар-дискриминирующий остаток Tyr39 домена «пальцы».

В отличие от каталитического кора С-концевой фрагмент Poli не имеет стабильной структуры. В этой части фермента находятся сайты связывания с другими белками: PIP-бокс, взаимодействующий с PCNA (PCNA-interacting peptide, 417-430 а.о.) [43,44], RIR мотив, взаимодействующий с REV1 (REV1-interacting region, 539-554 а.о.) [45] и два убиквитин-связывающих мотива UBM1 и UBM2 (ubiquitin-binding motifs, 496-524 и 681-709 а.о.) [4647] (Рис. 1). С-концевая область белка играет важную роль в регуляции активности Poli с помощью белок-белковых взаимодействий.

1.2 Биохимические свойства Poli

Poli является наименее точной из всех ДНКП человека и демонстрирует уникальный спектр включения нуклеотидов на неповрежденной ДНК, который не объясняется только отсутствием корректирующей 3'-5'-экзонуклеазной активности. Poli обладает самой высокой точностью напротив матричного A и включает некомплементарные нуклеотиды с частотой 10-4, что сравнимо с другими ДНКП Y-семейства. Напротив матричных G и C точность фермента снижается и Poli ошибочно включает примерно один из 100-1000 нуклеотидов. Наконец, напротив матричного Т Poli включает некомплементарный dGTP в 3-10 раз чаще, чем комплементарный dATP, что является уникальной особенностью Poli [1 2,48,49]. Следует отметить, что такой особенностью обладают не все ортологи фермента. Poli Drosophila melanogaster обычно включает dАMP напротив матричного T [50].

Зависимость точности Poli от матричного нуклеотида получила объяснение в серии работ, посвященных структуре фермента. Детальный анализ кристаллической структуры каталитического домена Poli показал, что в отличие от других членов Y-семейства, Poli обладает «узким» активным центром, ограничивающим расстояние между С1'-атомами дезоксирибозы входящего и матричного нуклеотидов до 8-9Á, в то время как канонические уотсон-криковские пары требуют более 10Á (Рис. 2). В активном центре Poli более оптимальными для размещения становятся неканонические пары оснований. В случае матричных пуринов происходит образование

хугстиновских пар оснований с входящим нуклеотидом [39,51]. Репликативные ДНКП претерпевают значительные конформационные перестройки при связывании нуклеотида, что приводит к «закрытию» активного центра и позволяет «проверить» геометрию образованной пары. Структура Poli почти не изменяется при связывании dNTP; наоборот, связывание входящего нуклеотида в «узком» активном центре Poli инициирует переход матричных A и G из анти- в син-конформацию [40] (Рис. 2). Формирование хугстиновских пар оснований объясняет более высокую точность и эффективность синтеза ДНК напротив матричного А по сравнению с G: хугстиновская пара син-G/анти-С теряет одну водородную связь по сравнению с уотсон-криковской парой и требует протонирования основания С, тогда как различия между

парами анти-А/анти-T и син-А/анти-T менее значительны (Рис. 2).

уотсон-криковские хугстиновские

анти-А анти-Т син-А анти-Т

указывают на C'i-C'i-

образования пар оснований

при синтезе ДНК Poli.

Обоюдные

Рис. 2 Схема

стрелки

анти-G анти- С Н

син- G

анти-С

Н

расстояние. Пунктиром

Н /

Ж ОН- N

показаны водородные связи

между основаниями.

Механизм включения входящего нуклеотида Poli значительно отличается в случае матричных пиримидинов. Согласно структурным данным при связывании dATP Poli напротив T могут образовываться транс-уотсон-криковская [52], хугстиновская [42] и нестандартная wobble (далее -«скошенная») [53] пары оснований. В транс-уотсон-криковской конфигурации рибозотрифосфат входящего нуклеотида направлен в противоположную сторону от 3'-конца растущей цепи, что делает включение невозможным (Рис. 3А). Для образования хугстиновской пары матричный Т должен принять анти-конформацию, в которой основание сдвигается в сторону большой бороздки и выворачивается на -15° из плоскости стэкинга (вследствие отталкивания карбонильного O2 атома тимина и остатка Gln59) (Рис. 3Б). В этом случае син-dATP также смещается к большой бороздке и выходит из плоскости стэкинга, чтобы избежать столкновения атомов рибозных колец входящего и 3'-концевого нуклеотидов, что приводит к неоптимальному расположению трифосфата входящего нуклеотида для дальнейшего катализа. Более того, данные по кинетике включения модифицированных нуклеотидов напротив матричных пиримидинов не подтверждают образование хугстиновской пары анти-Т/син-A [54]. В более поздних работах [53 55] было показано, что продуктивный комплекс образуется при связывании dATP в анти-конформации с образованием «скошенной» пары. Такая пара стабилизируется всего одной водородной связью и требует ещё более значительного смещения и поворота матричного Т в сторону большой

бороздки (Рис. 3В), что объясняет низкую эффективность включения dATP напротив Т. Включение dGTP напротив Т происходит по схожему механизму с образованием «скошенной» пары анти-Т.анти-dGTP (Рис. 3Г). В отличие от dATP, dGTP не требует дополнительного сдвига основания тимина, образует с ним две водородные связи и дополнительно стабилизируется прямым контактом с остатком Gln59 Poli [42], что объясняет предпочтительное включение dGTP напротив Т.

Важно отметить, что Poli останавливается после включения dGTP напротив матричного Т. Это явление впервые описали Чжан с соавт. и назвали его «Т-стоп» [*]. В структурах тройных комплексов Poli-dNTP-ДНК(матричный Т) обнаруживается изгиб матричной ДНК, который называется U-поворот [42]. Предполагается, что такой поворот дополнительно стабилизируется метильной группой основания Т и блокирует транслокацию фермента после синтеза, что может играть роль в «Т-стопе» [42]. Однако после матричного dU, лишённого СН3-группы, Poli также останавливается [34]. Кроме того, U-поворот наблюдается в двойных комплексах Poli-ДНК с матричными пуринами и не является уникальной структурой для матричного Т [40].

Рис. 3 Структура пар, образующихся в активном центре Poli человека при включении напротив матричного Т (или BrU). Атомы С - желтый, N - синий, О - красный, Р - оранжевый, Бг - бордовый. Серым цветом показана пара нуклеотидов в -1 положении. Синие прерывистые линии обозначают водородные связи, красные - расстояние между потенциально отталкивающимися атомами в Á. Красными сферами показаны ионы металлов (Ca2+ или Mg2+) Слева показан вид вдоль оси ДНК-дуплекса, справа - из плоскости стэкинга. (А) Транс--уотсон-криковская пара PDB ID 3H4B [52]. (Б) Хугстиновская пара анти-Т/син-dATP PDB ID 3GV5 [42]. Чёрные пунктирные линии и красная стрелка показывают смещение основания Т вследствие отталкивания от остатка Gln59 Poli (В)

«Скошенная» пара анти-Т/анти-dATP PDB ID 4EBC [53]. Чёрные пунктирные линии и красная стрелка показывают смещение основания Т в сторону большой бороздки. (Г) «Скошенная» пара анти-Т/анти-dGTP PDB ID 3GV8 [42].

Можно предположить, что U-поворот образуется при первоначальном связывании Poli с ДНК, но исчезает при связывании входящего нуклеотида напротив пуринов вследствие перехода их оснований из анти- в син-конформацию, но сохраняется в случае матричных пиримидинов. Наконец, гипотеза блокирующего U-поворота ставит вопрос, почему транслокация фермента не происходит посредством его ре-ассоциации с ДНК-матрицей. Для детального понимания механизмов катализа Poli необходимы структурные данные, описывающие весь каталитический цикл Poli, в том числе транслокацию фермента.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Шилкин Евгений Сергеевич, 2022 год

Список литературы

1. Zhang, Y., Yuan, F., Wu, X. & Wang, Z. Preferential Incorporation of G Opposite Template T by the Low-Fidelity Human DNA Polymerase i. Mol. Cell. Biol. 20, 7099-7108 (2000).

2. Tissier, A., McDonald, J. P., Frank, E. G. & Woodgate, R. poliota, a remarkably error-prone human DNA polymerase. Genes Dev. 14, 1642-50 (2000).

3. Frank, E. G. et al. DNA polymerase i: The long and the short of it! DNA Repair (Amst). 58, 47-51 (2017).

4. Makarova, A. V. & Kulbachinskiy, A. V. Structure of human DNA polymerase iota and the mechanism of DNA synthesis. Biochem. 77, 547-561 (2012).

5. McIntyre, J. Polymerase iota - an odd sibling among Y family polymerases. DNA Repair (Amst). 86, 102753 (2020).

6. Johnson, R. E., Prakash, L. & Prakash, S. Biochemical evidence for the requirement of Hoogsteen base pairing for replication by human DNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sci. 102, 10466-10471 (2005).

7. Makarova, A. V, Ignatov, A., Miropolskaya, N. & Kulbachinskiy, A. V. Roles of the active site residues and metal cofactors in noncanonical base-pairing during catalysis by human DNA polymerase iota. DNA Repair (Amst). 22, 6776 (2014).

8. Sun, H. et al. Elevated DNA polymerase iota (Poli) is involved in the acquisition of aggressive phenotypes of human esophageal squamous cell

cancer. Int. J. Clin. Exp. Pathol. 8, 3591-3601 (2015).

9. Wang, Y. et al. Evidence that in xeroderma pigmentosum variant cells, which lack DNA polymerase n, DNA polymerase i causes the very high frequency and unique spectrum of UV-induced mutations. Cancer Res. 67, 3018-3026 (2007).

10. Wang, H. et al. Analysis of specialized DNA polymerases expression in human gliomas: Association with prognostic significance. Neuro. Oncol. 12, 679-686 (2010).

11. Yang, J., Chen, Z., Liu, Y., Hickey, R. J. & Malkas, L. H. Altered DNA Polymerase i Expression in Breast Cancer Cells Leads to a Reduction in DNA Replication Fidelity and a Higher Rate of Mutagenesis. Cancer Res. 64, 55975607 (2004).

12. Yuan, F. et al. Overexpressed DNA Polymerase Iota Regulated by JNK/c-Jun Contributes to Hypermutagenesis in Bladder Cancer. PLoS One 8, (2013).

13. Zhou, J. et al. Overexpression of DNA polymerase iota (Poll) in esophageal squamous cell carcinoma. Cancer Sci. 103, 1574-1579 (2012).

14. Zou, S. et al. DNA polymerase iota (Pol i) promotes invasion and metastasis of esophageal squamous cell carcinoma. Oncotarget 7, 32274-32285 (2016).

15. He, C. et al. Phosphorylation of ETS-1 is a critical event in DNA polymerase iota-induced invasion and metastasis of esophageal squamous cell carcinoma. Cancer Sci. 108, 2503-2510 (2017).

16. Iguchi, M., Osanai, M., Hayashi, Y., Koentgen, F. & Lee, G. H. The error-

prone DNA polymerase i provides quantitative resistance to lung tumorigenesis and mutagenesis in mice. Oncogene 33, 3612-3617 (2014).

17. Lee, G. & Matsushita, H. Genetic linkage between Politoa deficiency and increased susceptibility to lung tumors in mice. Cancer Sci. 96, 256-259 (2005).

18. Dumstorf, C. A. et al. Participation of mouse DNA polymerase i in strand-biased mutagenic bypass of UV photoproducts and suppression of skin cancer. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103, 18083-18088 (2006).

19. Ohkumo, T. et al. UV-B Radiation Induces Epithelial Tumors in Mice Lacking DNA Polymerase n and Mesenchymal Tumors in Mice Deficient for DNA Polymerase i. Mol. Cell. Biol. 26, 7696-7706 (2006).

20. Sakiyama, T. et al. Association of amino acid substitution polymorphisms in DNA repair genes TP53, POLI, REV1 and LIG4 with lung cancer risk. Int. J. Cancer 114, 730-737 (2005).

21. Luedeke, M. et al. Predisposition for TMPRSS2-ERG fusion in prostate cancer by variants in DNA repair genes. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev. 18, 3030-3035 (2009).

22. Ng, P. C. & Henikoff, S. Predicting deleterious amino acid substitutions. Genome Res. 11, 863-874 (2001).

23. Ramensky, V., Bork, P. & Sunyaev, S. Human non-synonymous SNPs: Server and survey. Nucleic Acids Res. 30, 3894-3900 (2002).

24. Adzhubei, I. A. et al. A method and server for predicting damaging missense

mutations. Nat. Methods 7, 248-249 (2010).

25. Silvestrov, P., Maier, S. J., Fang, M. & Cisneros, G. A. DNArCdb: A database of cancer biomarkers in DNA repair genes that includes variants related to multiple cancer phenotypes. DNA Repair (Amst). 70, 10-17 (2018).

26. Choi, J. et al. Kinetic and Structural Impact of Metal Ions and Genetic Variations on Human DNA Polymerase i. J. Biol. Chem. 291, 21063-21073 (2016).

27. Kim, J. et al. Biochemical analysis of six genetic variants of error-prone human DNA polymerase i involved in translesion DNA synthesis. Chem. Res. Toxicol. 27, 1837-1852 (2014).

28. Pfeifer, G. P. Mutagenesis at methylated CpG sequences. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 301, 259-281 (2006).

29. Tomkova, M. & Schuster-Böckler, B. DNA Modifications: Naturally More Error Prone? Trends Genet. 34, 627-638 (2018).

30. Tomkova, M., McClellan, M., Kriaucionis, S. & Schuster-Böckler, B. DNA Replication and associated repair pathways are involved in the mutagenesis of methylated cytosine. DNA Repair (Amst). 62, 1-7 (2018).

31. Rogozin, I. B. et al. DNA polymerase n mutational signatures are found in a variety of different types of cancer. Cell Cycle 17, 348-355 (2018).

32. Kawai, K., Wata, Y., Hara, M., Tojo, S. & Majima, T. Regulation of One-Electron Oxidation Rate of Guanine by Base Pairing with Cytosine Derivatives. J. Am. Chem. Soc. 124, 3586-3590 (2002).

33. Makarova, A. V et al. Inaccurate DNA Synthesis in Cell Extracts of Yeast Producing Active Human DNA Polymerase Iota. PLoS One 6, e16612 (2011).

34. Vaisman, A. & Woodgate, R. Unique misinsertion specificity of poll may decrease the mutagenic potential of deaminated cytosines. EMBO J. 20, 65206529 (2001).

35. McDonald, J. P. et al. Novel human and mouse homologs of Saccharomyces cerevisiae DNA polymerase. Genomics 60, 20-30 (1999).

36. Yang, W. & Woodgate, R. What a difference a decade makes: Insights into translesion DNA synthesis. Proc. Natl. Acad. Sci. 104, 15591-15598 (2007).

37. Vaisman, A. & Woodgate, R. Translesion DNA polymerases in eukaryotes: what makes them tick? Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 52, 274-303 (2017).

38. Wilson, R. C., Jackson, M. A. & Pata, J. D. Y-Family Polymerase Conformation Is a Major Determinant of Fidelity and Translesion Specificity. Structure 21, 20-31 (2013).

39. Nair, D. T., Johnson, R. E., Prakash, L., Prakash, S. & Aggarwal, A. K. Human DNA Polymerase i Incorporates dCTP Opposite Template G via a G.C+ Hoogsteen Base Pair. Structure 13, 1569-1577 (2005).

40. Nair, D. T., Johnson, R. E., Prakash, L., Prakash, S. & Aggarwal, A. K. An Incoming Nucleotide Imposes an anti to syn Conformational Change on the Templating Purine in the Human DNA Polymerase-i Active Site. Structure 14, 749-755 (2006).

41. Prasad, R. et al. Localization of the Deoxyribose Phosphate Lyase Active Site

in Human DNA Polymerase i by Controlled Proteolysis. J. Biol. Chem. 278, 29649-29654 (2003).

42. Kirouac, K. N. & Ling, H. Structural basis of error-prone replication and stalling at a thymine base by human DNA polymerase i. EMBO J. 28, 16441654 (2009).

43. Haracska, L. et al. A Single Domain in Human DNA Polymerase i Mediates Interaction with PCNA: Implications for Translesion DNA Synthesis. Mol. Cell. Biol. 25, 1183-1190 (2005).

44. Vidal, A. E. et al. Proliferating Cell Nuclear Antigen-dependent Coordination of the Biological Functions of Human DNA Polymerase i. J. Biol. Chem. 279, 48360-48368 (2004).

45. Ohashi, E. et al. Identification of a novel REV1-interacting motif necessary for DNA polymerase k function. Genes to Cells 14, 101-111 (2009).

46. Bienko, M. et al. Ubiquitin-Binding Domains in Y-Family Polymerases Regulate Translesion Synthesis. Science (80-.). 310, 1821-1824 (2005).

47. Plosky, B. S. et al. Controlling the subcellular localization of DNA polymerases i and n via interactions with ubiquitin. EMBO J. 25, 2847-2855 (2006).

48. Johnson, R. E., Washington, M. T., Haracska, L., Prakash, S. & Prakash, L. Eukaryotic polymerases i and Z act sequentially to bypass DNA lesions. Nature 406, 1015-1019 (2000).

49. Washington, M. T., Johnson, R. E., Prakash, L. & Prakash, S. Human DNA

Polymerase i Utilizes Different Nucleotide Incorporation Mechanisms Dependent upon the Template Base. Mol. Cell. Biol. 24, 936-943 (2004).

50. Ishikawa, T. et al. Mutagenic and Nonmutagenic Bypass of DNA Lesions by Drosophila DNA Polymerases dpoln and dpoli. J. Biol. Chem. 276, 1515515163 (2001).

51. Nair, D. T., Johnson, R. E., Prakash, S., Prakash, L. & Aggarwal, A. K. Replication by human DNA polymerase-i occurs by Hoogsteen base-pairing. Nature 430, 377-380 (2004).

52. Jain, R. et al. Replication across Template T/U by Human DNA Polymerase-i. Structure 17, 974-980 (2009).

53. Ketkar, A. et al. A nucleotide-analogue-induced gain of function corrects the error-prone nature of human DNA polymerase iota. J. Am. Chem. Soc. 134, 10698-10705 (2012).

54. Choi, J., Lim, S., Eoff, R. L. & Guengerich, F. P. Kinetic Analysis of Base-Pairing Preference for Nucleotide Incorporation Opposite Template Pyrimidines by Human DNA Polymerase i. J. Mol. Biol. 389, 264-274 (2009).

55. Eoff, R. L. et al. Selective modulation of DNA polymerase activity by fixed-conformation nucleoside analogues. Angew. Chemie - Int. Ed. 49, 7481-7485 (2010).

56. Frank, E. G. & Woodgate, R. Increased Catalytic Activity and Altered Fidelity of Human DNA Polymerase i in the Presence of Manganese. J. Biol. Chem. 282, 24689-24696 (2007).

57. Kazakov, A. A., Grishina, E. E., Tarantul, V. Z. & Gening, L. V. Effect of human cell malignancy on activity of DNA polymerase i. Biochem. 75, 905911 (2010).

58. Gening, L. V, Lakhin, A. V, Stelmashook, E. V, Isaev, N. K. & Tarantul, V. Z. Inhibition of Mn2+-induced error-prone DNA synthesis with Cd2+ and Zn2+. Biochem. 78, 1137-1145 (2013).

59. Frank, E. G. Altered nucleotide misinsertion fidelity associated with poliota-dependent replication at the end of a DNA template. EMBO J. 20, 2914-2922 (2001).

60. Vaisman, A., Tissier, A., Frank, E. G., Goodman, M. F. & Woodgate, R. Human DNA Polymerase i Promiscuous Mismatch Extension. J. Biol. Chem. 276, 30615-30622 (2001).

61. Bebenek, K. 5'-Deoxyribose Phosphate Lyase Activity of Human DNA Polymerase i in Vitro. Science (80-.). 291, 2156-2159 (2001).

62. Miropolskaya, N., Petushkov, I., Kulbachinskiy, A. V. & Makarova, A. V. Identification of amino acid residues involved in the dRP-lyase activity of human Pol i. Sci. Rep. 7, 10194 (2017).

63. Daskalova, S. M., Bai, X. & Hecht, S. M. Study of the Lyase Activity of Human DNA Polymerase ß Using Analogues of the Intermediate Schiff Base Complex. Biochemistry 57, 2711-2722 (2018).

64. Petta, T. B. et al. Human DNA polymerase iota protects cells against oxidative stress. EMBO J. 27, 2883-2895 (2008).

65. Haracska, L., Prakash, L. & Prakash, S. A mechanism for the exclusion of low-fidelity human Y-family DNA polymerases from base excision repair. Genes Dev. 17, 2777-2785 (2003).

66. Sugo, N., Aratani, Y., Nagashima, Y., Kubota, Y. & Koyama, H. Neonatal lethality with abnormal neurogenesis in mice deficient in DNA polymerase ß. EMBO J. 19, 1397-1404 (2000).

67. Andersen, N., Wang, P. & Wang, Y. Replication across regioisomeric ethylated thymidine lesions by purified DNA polymerases. Chem. Res. Toxicol. 26, 1730-1738 (2013).

68. Conde, J., Yoon, J., Roy Choudhury, J., Prakash, L. & Prakash, S. Genetic Control of Replication through N1-methyladenine in Human Cells. J. Biol. Chem. 290, 29794-29800 (2015).

69. Vaisman, A., Frank, E. G., McDonald, J. P., Tissier, A. & Woodgate, R. poli-dependent lesion bypass in vitro. Mutat. Res. Mol. Mech. Mutagen. 510, 9-22 (2002).

70. Washington, M. T. et al. Efficient and Error-Free Replication Past a Minor-Groove DNA Adduct by the Sequential Action of Human DNA Polymerases i and k. Mol. Cell. Biol. 24, 5687-5693 (2004).

71. Lindahl, T. & Barnes, D. E. Repair of endogenous DNA damage. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 65, 127-133 (2000).

72. Choi, J., Lim, S., Kim, E., Jo, A. & Guengerich, F. P. Translesion Synthesis across Abasic Lesions by Human B-Family and Y-Family DNA Polymerases

a, 5, n, i, k, and REV1. J. Mol. Biol. 404, 34-44 (2010).

73. Nair, D. T., Johnson, R. E., Prakash, L., Prakash, S. & Aggarwal, A. K. DNA Synthesis across an Abasic Lesion by Human DNA Polymerase i. Structure 17, 530-537 (2009).

74. KAVLI, B., OTTERLEI, M., SLUPPHAUG, G. & KROKAN, H. Uracil in DNA—General mutagen, but normal intermediate in acquired immunity. DNA Repair (Amst). 6, 505-516 (2007).

75. Masutani, C. et al. The XPV (xeroderma pigmentosum variant) gene encodes human DNA polymerase n. Nature 399, 700-704 (1999).

76. Zhang, Y., Yuan, F., Wu, X., Taylor, J.-S. & Wang, Z. Response of human DNA polymerase i to DNA lesions. Nucleic Acids Res. 29, 928-935 (2001).

77. Tissier, A. et al. Misinsertion and bypass of thymine-thymine dimers by human DNA polymerase i. EMBO J. 19, 5259-5266 (2000).

78. Vaisman, A. et al. Sequence context-dependent replication of DNA templates containing UV-induced lesions by human DNA polymerase i. DNA Repair (Amst). 2, 991-1006 (2003).

79. Kirouac, K. N. & Ling, H. Unique active site promotes error-free replication opposite an 8-oxo-guanine lesion by human DNA polymerase iota. Proc. Natl. Acad. Sci. 108, 3210-3215 (2011).

80. Taggart, D. J., Fredrickson, S. W., Gadkari, V. V. & Suo, Z. Mutagenic Potential of 8-Oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine Bypass Catalyzed by Human Y-Family DNA Polymerases. Chem. Res. Toxicol. 27, 931-940

(2014).

81. Maga, G. et al. 8-oxo-guanine bypass by human DNA polymerases in the presence of auxiliary proteins. Nature 447, 606-608 (2007).

82. Cathcart, R., Schwiers, E., Saul, R. L. & Ames, B. N. Thymine glycol and thymidine glycol in human and rat urine: A possible assay for oxidative DNA damage. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 81, 5633-5637 (1984).

83. Kung, H. C. & Bolton, P. H. Structure of a Duplex DNA Containing a Thymine Glycol Residue in Solution. J. Biol. Chem. 272, 9227-9236 (1997).

84. Kusumoto, R., Masutani, C., Iwai, S. & Hanaoka, F. Translesion synthesis by human DNA polymerase n across thymine glycol lesions. Biochemistry 41, 6090-6099 (2002).

85. Aller, P., Rould, M. A., Hogg, M., Wallace, S. S. & Doublie, S. A structural rationale for stalling of a replicative DNA polymerase at the most common oxidative thymine lesion, thymine glycol. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104, 814-818 (2007).

86. Fischhaber, P. L. et al. Human DNA polymerase k bypasses and extends beyond thymine glycols during translesion synthesis in vitro, preferentially incorporating correct nucleotides. J. Biol. Chem. 277, 37604-37611 (2002).

87. Ignatov, A. V., Bondarenko, K. A. & Makarova, A. V. Non-bulky lesions in human DNA: The ways of formation, repair, and replication. Acta Naturae 9, 12-26 (2017).

88. Jain, R. et al. Mechanism of error-free DNA synthesis across N1-methyl-

deoxyadenosine by human DNA polymerase-i. Sci. Rep. 7, 43904 (2017).

89. Plosky, B. S. et al. Eukaryotic Y-family polymerases bypass a 3-methyl-2'-deoxyadenosine analog in vitro and methyl methanesulfonate-induced DNA damage in vivo. Nucleic Acids Res. 36, 2152-2162 (2008).

90. Yoon, J., Roy Choudhury, J., Park, J., Prakash, S. & Prakash, L. Translesion synthesis DNA polymerases promote error-free replication through the minor-groove DNA adduct 3-deaza-3-methyladenine. J. Biol. Chem. 292, 1868218688 (2017).

91. Furrer, A. & van Loon, B. Handling the 3-methylcytosine lesion by six human DNA polymerases members of the B-, X- and Y-families. Nucleic Acids Res. 42, 553-566 (2014).

92. Wu, J. et al. Translesion synthesis of O 4 -alkylthymidine lesions in human cells. Nucleic Acids Res. 44, gkw662 (2016).

93. Wu, J., Wang, P., Li, L., You, C. & Wang, Y. Cytotoxic and mutagenic properties of minor-groove O 2 -alkylthymidine lesions in human cells. J. Biol. Chem. 293, 8638-8644 (2018).

94. Choi, J. et al. Translesion Synthesis across O 6 -Alkylguanine DNA Adducts by Recombinant Human DNA Polymerases. J. Biol. Chem. 281, 38244-38256 (2006).

95. Pence, M. G., Choi, J.-Y., Egli, M. & Guengerich, F. P. Structural Basis for Proficient Incorporation of dTTP Opposite O 6 -Methylguanine by Human DNA Polymerase i. J. Biol. Chem. 285, 40666-40672 (2010).

96. Räz, M. H. et al. Bypass of Mutagenic O 6 -Carboxymethylguanine DNA Adducts by Human Y- and B-Family Polymerases. Chem. Res. Toxicol. 29, 1493-1503 (2016).

97. Nair, D. T., Kottur, J. & Sharma, R. A rescue act: Translesion DNA synthesis past N2-deoxyguanosine adducts. IUBMB Life 67, 564-574 (2015).

98. Pence, M. G. et al. Lesion bypass of N 2-ethylguanine by human DNA polymerase i. J. Biol. Chem. 284, 1732-1740 (2009).

99. Perrino, F. W. et al. Polymerization past the N2-isopropylguanine and the N 6-isopropyladenine DNA lesions with the translesion synthesis DNA polymerases n and i and the replicative DNA polymerase a. Chem. Res. Toxicol. 18, 1451-1461 (2005).

100. Wolfle, W. T. et al. Human DNA Polymerase Promotes Replication through a Ring-Closed Minor-Groove Adduct That Adopts a syn Conformation in DNA. Mol. Cell. Biol. 25, 8748-8754 (2005).

101. Wolfle, W. T. et al. Replication past a trans-4-Hydroxynonenal Minor-Groove Adduct by the Sequential Action of Human DNA Polymerases and . Mol. Cell. Biol. 26, 381-386 (2006).

102. Yang, I. Y. et al. Mammalian translesion DNA synthesis across an acrolein-derived deoxyguanosine adduct: Participation of DNA polymerase n in error-prone synthesis in human cells. J. Biol. Chem. 278, 13989-13994 (2003).

103. Choi, J. Y. & Guengerich, F. P. Kinetic evidence for inefficient and error-prone bypass across bulky N 2-guanine DNA adducts by human DNA

polymerase. J. Biol. Chem. 281, 12315-12324 (2006).

104. Yuan, B. et al. The roles of DNA polymerases k and i in the error-free bypass of N2-carboxyalkyl-2'-deoxyguanosine lesions in mammalian cells. J. Biol. Chem. 286, 17503-17511 (2011).

105. Rechkoblit, O. et al. trans-lesion synthesis past bulky benzo[a]pyrene diol epoxide N2-dG and N6-dA lesions catalyzed by DNA bypass polymerases. J. Biol. Chem. 277, 30488-30494 (2002).

106. Frank, E. G. et al. Translesion replication of benzo[a]pyrene and benzo[c]phenantherene diol epoxide adducts of deoxyadenosine and deoxyguanosine by human DNA polymerase i. Nucleic Acids Res. 30, 52845292 (2002).

107. Rocha, C., Silva, M., Quinet, A., Cabral-Neto, J. & Menck, C. DNA repair pathways and cisplatin resistance: an intimate relationship. Clinics 73, 1-10 (2018).

108. McDonald, J. P. et al. DNA polymerase iota and related Rad30-like enzymes. Philos. Trans. R. Soc. London. Ser. B Biol. Sci. 356, 53-60 (2001).

109. Ho, T. V. & Scharer, O. D. Translesion DNA Synthesis Polymerases in DNA Interstrand Crosslink Repair. Environ. Mol. Mutagen. 552-566 (2010). doi:10.1002/em

110. Ho, T. V., Guainazzi, A., Derkunt, S. B., Enoiu, M. & Scharer, O. D. Structure -dependent bypass of DNA interstrand crosslinks by translesion synthesis polymerases. Nucleic Acids Res. 39, 7455-7464 (2011).

111. Klug, A. R., Harbut, M. B., Lloyd, R. S. & Minko, I. G. Replication Bypass of N 2 -Deoxyguanosine Interstrand Cross-Links by Human DNA Polymerases n and i. Chem. Res. Toxicol. 25, 755-762 (2012).

112. Smith, L. A. et al. Bypass of a Psoralen DNA Interstrand Cross-Link by DNA Polymerases ß, i, and k in Vitro. Biochemistry 51, 8931-8938 (2012).

113. Naldiga, S. et al. Error-prone replication of a 5-formylcytosine-mediated DNA-peptide cross-link in human cells. J. Biol. Chem. 294, 10619-10627 (2019).

114. Choi, J. Y. et al. Translesion synthesis across 1,N2-ethenoguanine by human DNA polymerases. Chem. Res. Toxicol. 19, 879-886 (2006).

115. Nair, D. T., Johnson, R. E., Prakash, L., Prakash, S. & Aggarwal, A. K. Hoogsteen base pair formation promotes synthesis opposite the 1,N 6-ethenodeoxyadenosine lesion by human DNA polymerase i. Nat. Struct. Mol. Biol. 13, 619-625 (2006).

116. Yang, I. Y., Hashimoto, K., De Wind, N., Blair, I. A. & Moriya, M. Two distinct translesion synthesis pathways across a lipid peroxidation-derived DNA adduct in mammalian cells. J. Biol. Chem. 284, 191-198 (2009).

117. Maddukuri, L. et al. In vitro bypass of the major malondialdehyde-and base propenal-derived DNA adduct by human Y-family DNA polymerases k, t, and Rev1. Biochemistry 49, 8415-8424 (2010).

118. Maddukuri, L. et al. Replication, repair, and translesion polymerase bypass of N 6-oxopropenyl-2'-deoxyadenosine. Biochemistry 52, 8766-8776 (2013).

119. You, C. et al. Translesion synthesis of 8,5'-cyclopurine-2'-deoxynucleosides by DNA polymerasesn,l, and^. J. Biol. Chem. 288, 28548-28556 (2013).

120. Sherrer, S. M. et al. Quantitative analysis of the mutagenic potential of 1-aminopyrene-DNA adduct bypass catalyzed by Y-family DNA polymerases. Mutat. Res. - Fundam. Mol. Mech. Mutagen. 737, 25-33 (2012).

121. Sherrer, S. M. et al. Kinetic analysis of the bypass of a bulky DNA lesion catalyzed by human Y-family DNA polymerases. Chem. Res. Toxicol. 25, 730-740 (2012).

122. Belousova, E. A. et al. Clustered DNA Lesions Containing 5-Formyluracil and AP Site: Repair via the BER System. PLoS One 8, 1-11 (2013).

123. Donigan, K. A., McLenigan, M. P., Yang, W., Goodman, M. F. & Woodgate, R. The Steric Gate of DNA Polymerase i Regulates Ribonucleotide Incorporation and Deoxyribonucleotide Fidelity. J. Biol. Chem. 289, 91369145 (2014).

124. Haracska, L. et al. Targeting of human DNA polymerase i to the replication machinery via interaction with PCNA. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 98, 14256-14261 (2001).

125. Bomar, M. G. et al. Unconventional Ubiquitin Recognition by the Ubiquitin-Binding Motif within the Y Family DNA Polymerases i and Rev1. Mol. Cell 37, 408-417 (2010).

126. Cui, G. et al. Structural basis of ubiquitin recognition by translesion synthesis DNA polymerase I. Biochemistry 49, 10198-10207 (2010).

127. Burschowsky, D. et al. Structural analysis of the conserved ubiquitin-binding motifs (UBMs) of the translesion polymerase iota in complex with ubiquitin. J. Biol. Chem. 286, 1364-1373 (2011).

128. Masuda, Y. et al. Different types of interaction between PCNA and PIP boxes contribute to distinct cellular functions of Y-family DNA polymerases. Nucleic Acids Res. 43, 7898-7910 (2015).

129. Pozhidaeva, A. et al. NMR structure and dynamics of the C-Terminal domain from human Rev1 and its complex with Rev1 interacting region of DNA polymerase n. Biochemistry 51, 5506-5520 (2012).

130. Liu, D. et al. Insights into the regulation of human Rev1 for translesion synthesis polymerases revealed by the structural studies on its polymerase-interacting domain. J. Mol. Cell Biol. 5, 204-206 (2013).

131. Wojtaszek, J. et al. Multifaceted recognition of vertebrate Rev1 by translesion polymerases Z and k. J. Biol. Chem. 287, 26400-26408 (2012).

132. Tissier, A. et al. Co-localization in replication foci and interaction of human Y-family members, DNA polymerase poln and REVl protein. DNA Repair (Amst). 3, 1503-1514 (2004).

133. Yoon, J. H. et al. Rev1 promotes replication through UV lesions in conjunction with DNA polymerases n, i, and k but not DNA polymerase Z. Genes Dev. 29, 2588-2602 (2015).

134. Kannouche, P. et al. Localization of DNA polymerases n and i to the replication machinery is tightly co-ordinated in human cells. EMBO J. 21,

6246-6256 (2002).

135. McIntyre, J. et al. Ubiquitin mediates the physical and functional interaction between human DNA polymerases n and i. Nucleic Acids Res. 41, 1649-1660 (2013).

136. Sabbioneda, S. et al. Effect of Proliferating Cell Nuclear Antigen Ubiquitination and Chromatin Structure on the Dynamic Properties of the Y-family DNA Polymerases. Mol. Biol. Cell 19, 5193-5202 (2008).

137. Hampp, S. et al. DNA damage tolerance pathway involving DNA polymerase i and the tumor suppressor p53 regulates DNA replication fork progression. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 113, E4311-E4319 (2016).

138. McIntyre, J. et al. DNA polymerase i is acetylated in response to S N 2 alkylating agents. Sci. Rep. 9, 1-14 (2019).

139. Kamath-Loeb, A. S. et al. Sphingosine, a modulator of human translesion DNA polymerase activity. J. Biol. Chem. 289, 21663-21672 (2014).

140. Gueranger, Q. et al. Role of DNA polymerases n, i and Z in UV resistance and UV-induced mutagenesis in a human cell line. DNA Repair (Amst). 7, 15511562 (2008).

141. Uhlén, M. et al. Tissue-based map of the human proteome. Science (80-. ). 347, (2015).

142. Ito, A., Koshikawa, N., Mochizuki, S., Omura, K. & Takenaga, K. Hypoxia-inducible factor-1 mediates the expression of DNA polymerase i in human tumor cells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 351, 306-311 (2006).

143. Mihaylova, V. T. et al. Decreased Expression of the DNA Mismatch Repair Gene. Mol. Cell. Biol. 23, 3265-3273 (2003).

144. Koshiji, M. et al. HIF-1a induces genetic instability by transcriptionally downregulating MutSa expression. Mol. Cell 17, 793-803 (2005).

145. McIntyre, J. et al. Posttranslational regulation of human DNA polymerase. J. Biol. Chem. 290, 27332-27344 (2015).

146. McIntyre, J. & Woodgate, R. Regulation of translesion DNA synthesis: Posttranslational modification of lysine residues in key proteins. DNA Repair (Amst). 29, 166-179 (2015).

147. Hibbert, R. G., Huang, A., Boelens, R. & Sixma, T. K. E3 ligase Rad18 promotes monoubiquitination rather than ubiquitin chain formation by E2 enzyme Rad6. Proc. Natl. Acad. Sci. 108, 5590-5595 (2011).

148. Hoege, C., Pfander, B., Moldovan, G., Pyrowolakis, G. & Jentsch, S. RAD6-dependent DNA repair is linked to modification of PCNA by ubiquitin and SUMO. Nature 419, 135-141 (2002).

149. Masuda, Y. et al. En bloc transfer of polyubiquitin chains to PCNA in vitro is mediated by two different human E2-E3 pairs. Nucleic Acids Res. 40, 1039410407 (2012).

150. Stelter, P. & Ulrich, H. D. Control of spontaneous and damage-induced mutagenesis by SUMO and ubiquitin conjugation. Nature 425, 188-191 (2003).

151. Watanabe, K. et al. Rad18 guides poln to replication stalling sites through

physical interaction and PCNA monoubiquitination. EMBO J. 23, 3886-3896 (2004).

152. Yang, K., Weinacht, C. P. & Zhuang, Z. Regulatory Role of Ubiquitin in Eukaryotic DNA Translesion Synthesis. Biochemistry 52, 3217-3228 (2013).

153. Motegi, A. et al. Human SHPRH suppresses genomic instability through proliferating cell nuclear antigen polyubiquitination. J. Cell Biol. 175, 703708 (2006).

154. Motegi, A. et al. Polyubiquitination of proliferating cell nuclear antigen by HLTF and SHPRH prevents genomic instability from stalled replication forks. Proc. Natl. Acad. Sci. 105, 12411-12416 (2008).

155. Unk, I. et al. Human HLTF functions as a ubiquitin ligase for proliferating cell nuclear antigen polyubiquitination. Proc. Natl. Acad. Sci. 105, 3768-3773 (2008).

156. Rizzo, A. A. & Korzhnev, D. M. The Rev1-PolZ translesion synthesis mutasome: Structure, interactions and inhibition. Enzymes 45, (Elsevier Inc., 2019).

157. Boehm, E. M., Spies, M. & Washington, M. T. PCNA tool belts and polymerase bridges form during translesion synthesis. Nucleic Acids Res. 44, 8250-8260 (2016).

158. Masuda, Y. & Kamiya, K. Biochemical properties of the human REV1 protein. FEBS Lett. 520, 88-92 (2002).

159. Guo, C. et al. Mouse Rev1 protein interacts with multiple DNA polymerases

involved in translesion DNA synthesis. EMBO J. 22, 6621-6630 (2003).

160. Brondello, J. M. et al. Novel evidences for a tumor suppressor role of Rev3, the catalytic subunit of Pol Z. Oncogene 27, 6093-6101 (2008).

161. Pustovalova, Y. et al. Interaction between the Rev1 C-Terminal Domain and the PolD3 Subunit of PolZ Suggests a Mechanism of Polymerase Exchange upon Rev1/PolZ-Dependent Translesion Synthesis. Biochemistry 55, 20432053 (2016).

162. Pustovalova, Y., Bezsonova, I. & Korzhnev, D. M. The C-terminal domain of human Rev1 contains independent binding sites for DNA polymerase n and Rev7 subunit of polymerase Z. FEBSLett. 586, 3051-3056 (2012).

163. Guo, C. et al. REV1 Protein Interacts with PCNA: Significance of the REV1 BRCT Domain In Vitro and In Vivo. Mol. Cell 23, 265-271 (2006).

164. Pustovalova, Y., MacIejewski, M. W. & Korzhnev, D. M. NMR mapping of PCNA interaction with translesion synthesis DNA polymerase Rev1 mediated by Rev1-BRCT domain. J. Mol. Biol. 425, 3091-3105 (2013).

165. Brown, S., Niimi, A. & Lehmann, A. R. Ubiquitination and deubiquitination of PCNA in response to stalling of the replication fork. Cell Cycle 8, 689-692 (2009).

166. Park, J. M. et al. Modification of PCNA by ISG15 Plays a Crucial Role in Termination of Error-Prone Translesion DNA Synthesis. Mol. Cell 54, 626638 (2014).

167. Sale, J. E., Lehmann, A. R. & Woodgate, R. Y-family DNA polymerases and

their role in tolerance of cellular DNA damage. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 13, 141-152 (2012).

168. Edmunds, C. E., Simpson, L. J. & Sale, J. E. PCNA Ubiquitination and REV1 Define Temporally Distinct Mechanisms for Controlling Translesion Synthesis in the Avian Cell Line DT40. Mol. Cell 30, 519-529 (2008).

169. Diamant, N. et al. DNA damage bypass operates in the S and G2 phases of the cell cycle and exhibits differential mutagenicity. Nucleic Acids Res. 40, 170180 (2012).

170. Lee, Y. S., Gregory, M. T. & Yang, W. Human Pol Z purified with accessory subunits is active in translesion DNA synthesis and complements Pol n in cisplatin bypass. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 111, 2954-2959 (2014).

171. Zhao, Y. et al. Structural basis of human DNA polymerase n-mediated chemoresistance to cisplatin. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 109, 7269-7274 (2012).

172. Stern, H. R., Sefcikova, J., Chaparro, V. E. & Beuning, P. J. Mammalian DNA Polymerase Kappa Activity and Specificity. Molecules 24, 2805 (2019).

173. Lee, B. M. & Shim, G. A. Dietary Exposure Estimation of Benzo[a]pyrene and Cancer Risk Assessment. J. Toxicol. Environ. Heal. Part A 70, 1391-1394 (2007).

174. McDonald, J. P. et al. 129-Derived strains of mice are deficient in DNA polymerase i and have normal immunoglobulin hypermutation. J. Exp. Med. 198, 635-643 (2003).

175. Aoufouchi, S. et al. 129-Derived Mouse Strains Express an Unstable but Catalytically Active DNA Polymerase Iota Variant. Mol. Cell. Biol. 35, 30593070 (2015).

176. Kazachenko, K. Y., Miropolskaya, N. A., Gening, L. V., Tarantul, V. Z. & Makarova, A. V. Alternative splicing at exon 2 results in the loss of the catalytic activity of mouse DNA polymerase iota in vitro. DNA Repair (Amst). 50, 77-82 (2017).

177. Frank, E. G., McDonald, J. P., Yang, W. & Woodgate, R. Mouse DNA polymerase i lacking the forty-two amino acids encoded by exon-2 is catalytically inactive in vitro. DNA Repair (Amst). 50, 71-76 (2017).

178. Maul, R. W. et al. DNA polymerase i functions in the generation of tandem mutations during somatic hypermutation of antibody genes. J. Exp. Med. 213, 1675-1683 (2016).

179. Jansen, J. G. et al. Redundancy of mammalian Y family DNA polymerases in cellular responses to genomic DNA lesions induced by ultraviolet light. Nucleic Acids Res. 42, 11071-11082 (2014).

180. Temviriyanukul, P. et al. Temporally distinct translesion synthesis pathways for ultraviolet light-induced photoproducts in the mammalian genome. DNA Repair (Amst). 11, 550-558 (2012).

181. Choi, J. H., Besaratinia, A., Lee, D. H., Lee, C. S. & Pfeifer, G. P. The role of DNA polymerase i in UV mutational spectra. Mutat. Res. - Fundam. Mol. Mech. Mutagen. 599, 58-65 (2006).

182. Kanao, R. et al. UV-induced mutations in epidermal cells of mice defective in DNA polymerase n and/or i. DNA Repair (Amst). 29, 139-146 (2015).

183. Johnson, R. E., Yu, S.-L., Prakash, S. & Prakash, L. A Role for Yeast and Human Translesion Synthesis DNA Polymerases in Promoting Replication through 3-Methyl Adenine. Mol. Cell. Biol. 27, 7198-7205 (2007).

184. Akagi, J. ichi et al. Hypersensitivity of mouse embryonic fibroblast cells defective for DNA polymerases n, i and k to various genotoxic compounds: Its potential for application in chemical genotoxic screening. DNA Repair (Amst). 61, 76-85 (2018).

185. Poltoratsky, V. et al. Negligible impact of pol i expression on the alkylation sensitivity of pol ß-deficient mouse fibroblast cells. DNA Repair (Amst). 7, 830-833 (2008).

186. Temviriyanukul, P. et al. Different sets of translesion synthesis DNA polymerases protect from genome instability induced by distinct food-derived genotoxins. Toxicol. Sci. 127, 130-138 (2012).

187. Sertic, S. et al. Coordinated Activity of Y Family TLS Polymerases and EXO1 Protects Non-S Phase Cells from UV-Induced Cytotoxic Lesions. Mol. Cell 70, 34-47.e4 (2018).

188. Poltoratsky, V. et al. Expression of error-prone polymerases in BL2 cells activated for Ig somatic hypermutation. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 98, 7976-7981 (2001).

189. Faili, A. et al. Induction of somatic hypermutation in immunoglobulin genes

is dependent on DNA polymerase iota. Nature 419, 944-947 (2002).

190. Martomo, S. A. et al. Normal hypermutation in antibody genes from congenic mice defective for DNA polymerase i. DNA Repair (Amst). 5, 392-398 (2006).

191. Delbos, F. et al. Contribution of DNA polymerase n to immunoglobulin gene hypermutation in the mouse. J. Exp. Med. 201, 1191-1196 (2005).

192. Shimizu, T. et al. Normal immunoglobulin gene somatic hypermutation in PolK-Poli double-deficient mice. Immunol. Lett. 98, 259-264 (2005).

193. Ratnam, S., Bozek, G., Nicolae, D. & Storb, U. The pattern of somatic hypermutation of Ig genes is altered when p53 is inactivated. Mol. Immunol. 47, 2611-2618 (2010).

194. Weber, M. & Schubeler, D. Genomic patterns of DNA methylation: targets and function of an epigenetic mark. Curr. Opin. Cell Biol. 19, 273-280 (2007).

195. Szulwach, K. E. & Jin, P. Integrating DNA methylation dynamics into a framework for understanding epigenetic codes. BioEssays 36, 107-117 (2014).

196. Jabbari, K. & Bernardi, G. Cytosine methylation and CpG, TpG (CpA) and TpA frequencies. Gene 333, 143-149 (2004).

197. Stevens, M. et al. Estimating absolute methylation levels at single-CpG resolution from methylation enrichment and restriction enzyme sequencing methods. Genome Res. 23, 1541-1553 (2013).

198. Lawrence, M. S. et al. Mutational heterogeneity in cancer and the search for new cancer-associated genes. Nature 499, 214-218 (2013).

199. Alexandrov, L. B. et al. Signatures of mutational processes in human cancer. Nature 500, 415-421 (2013).

200. Tomkova, M., McClellan, M., Kriaucionis, S. & Schuster-Boeckler, B. 5-hydroxymethylcytosine marks regions with reduced mutation frequency in human DNA. Elife 5, 1-23 (2016).

201. Lindahl, T. & Nyberg, B. Heat-induced deamination of cytosine residues in deoxyribonucleic acid. Biochemistry 13, 3405-3410 (1974).

202. Bellacosa, A. & Drohat, A. C. Role of base excision repair in maintaining the genetic and epigenetic integrity of CpG sites. DNA Repair (Amst). 32, 33-42 (2015).

203. Poulos, R. C., Olivier, J. & Wong, J. W. H. The interaction between cytosine methylation and processes of DNA replication and repair shape the mutational landscape of cancer genomes. Nucleic Acids Res. 45, 7786-7795 (2017).

204. Rochette, P. J. et al. Influence of cytosine methylation on ultraviolet-induced cyclobutane pyrimidine dimer formation in genomic DNA. Mutat. Res. -Fundam. Mol. Mech. Mutagen. 665, 7-13 (2009).

205. Sharonov, A., Gustavsson, T., Marguet, S. & Markovitsi, D. Photophysical properties of 5-methylcytidine. Photochem. Photobiol. Sci. 2, 362-364 (2003).

206. Hu, W., Feng, Z. & Tang, M. Preferential Carcinogen-DNA Adduct Formation at Codons 12 and 14 in the Human K-ras Gene and Their Possible Mechanisms f. Biochemistry 42, 10012-10023 (2003).

207. Lee, D. H. & Pfeifer, G. P. Deamination of 5-methylcytosines within

cyclobutane pyrimidine dimers is an important component of UVB mutagenesis. J. Biol. Chem. 278, 10314-10321 (2003).

208. Vairapandi, M. & Duker, H. J. Excision of ultraviolet-induced photoproducts of 5-methylcytosine from DNA. Mutat. Res. Repair 315, 85-94 (1994).

209. Hübscher, U., Maga, G. & Spadari, S. Eukaryotic DNA Polymerases. Annu. Rev. Biochem. 71, 133-163 (2002).

210. Guo, J., Zhou, G., Zhang, W., Song, Y. & Bian, Z. A novel POLH mutation causes XP-V disease and XP-V tumor proneness may involve imbalance of numerous DNA polymerases. Oncol. Lett. 6, 1583-1590 (2013).

211. Pan, Q., Fang, Y., Xu, Y., Zhang, K. & Hu, X. Down-regulation of DNA polymerases к, n, i, and Z in human lung, stomach, and colorectal cancers. Cancer Lett. 217, 139-147 (2005).

212. Albertella, M. R., Lau, A. & O'Connor, M. J. The overexpression of specialized DNA polymerases in cancer. DNA Repair (Amst). 4, 583-593 (2005).

213. Li, L. et al. SiRNA of DNA polymerase iota inhibits the migration and invasion in the lung cancer cell A549. ActaBiochim. Biophys. Sin. (Shanghai). 50, 929-933 (2018).

214. Zou, S. et al. DNA polymerase iota (Pol I) promotes the migration and invasion of breast cancer cell via EGFR-ERK-mediated epithelial to mesenchymal transition. Cancer Biomarkers 24, 363-370 (2019).

215. Шилкин, Е. С. et al. Транслезионный Синтез Днк И Канцерогенез.

Биохимия 85, 494-506 (2020).

216. Yoon, J., Roy Choudhury, J., Prakash, L. & Prakash, S. Translesion synthesis DNA polymerases n, i, and v promote mutagenic replication through the anticancer nucleoside cytarabine. J. Biol. Chem. jbc.RA119.011381 (2019). doi: 10.1074/jbc.RA119.011381

217. Grant, S. G. N., Jessee, J., Bloom, F. R. & Hanahan, D. Differential plasmid rescue from transgenic mouse DNAs into Escherichia coli methylation-restriction mutants. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 87, 4645-4649 (1990).

218. Bylund, G. O., Majka, J. & Burgers, P. M. J. Overproduction and Purification of RFC-Related Clamp Loaders and PCNA-Related Clamps from Saccharomyces cerevisiae. Methods Enzymol. 409, 1-11 (2006).

219. Giard, D. J. et al. In vitro cultivation of human tumors: Establishment of cell lines derived from a series of solid tumors. J. Natl. Cancer Inst. 51, 1417-1423 (1973).

220. Boldinova, E. O., Ignatov, A., Kulbachinskiy, A. & Makarova, A. V. The active site residues Gln55 and Arg73 play a key role in DNA damage bypass by S. cerevisiae Pol n. Sci. Rep. 8, 1-11 (2018).

221. Burak, M. J., Guja, K. E., Hambardjieva, E., Derkunt, B. & Garcia-Diaz, M. A fidelity mechanism in DNA polymerase lambda promotes error-free bypass of 8-oxo- dG . EMBO J. 35, 2045-2059 (2016).

222. Woodside, A. M. & Guengerich, F. P. Misincorporation and stalling at O6-methylguanine and O6-benzylguanine: Evidence for inactive polymerase

complexes. Biochemistry 41, 1039-1050 (2002).

223. Bartsch, H., Barbin, A., Marion, M. J., Nair, J. & Guichard, Y. Formation, detection, and role in carcinogenesis of ethenobases in dna. Drug Metab. Rev. 26, 349-371 (1994).

224. Kobayashi, K. et al. Repriming by PrimPol is critical for DNA replication restart downstream of lesions and chain-terminating nucleosides. Cell Cycle 15, 1997-2008 (2016).

225. Torregrosa-Munumer, R. et al. PrimPol is required for replication reinitiation after mtDNA damage. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 114, 11398-11403 (2017).

226. Bianchi, J. et al. Primpol bypasses UV photoproducts during eukaryotic chromosomal DNA replication. Mol. Cell 52, 566-573 (2013).

227. Mouron, S. et al. Repriming of DNA synthesis at stalled replication forks by human PrimPol. Nat. Struct. Mol. Biol. 20, 1383-1389 (2013).

228. Guilliam, T. A., Bailey, L. J., Brissett, N. C. & Doherty, A. J. PolDIP2 interacts with human PrimPol and enhances its DNA polymerase activities. Nucleic Acids Res. 44, 3317-3329 (2016).

229. Keen, B. A., Bailey, L. J., Jozwiakowski, S. K. & Doherty, A. J. Human PrimPol mutation associated with high myopia has a DNA replication defect. Nucleic Acids Res. 42, 12102-12111 (2014).

230. ESCODD. Comparative analysis of baseline 8-oxo-7 , 8-dihydroguanine in mammalian cell DNA , by different methods in different laboratories: an

approach to consensus median value obtained with the enzymic approach . The European Standards Committee on Oxidative D. Comp. Gen. Pharmacol. 23, 2129-2133 (2002).

231. Ellsworth, R., J., W., Patney, H., Anthony, K. & C., S. Identification of cSNPs in environmental response genes contributing to breast cancer etiology (Abstract). 57th Annual Meeting of The American Society of Human Genetics, October 23-27, San Diego, CA (2007).

232. Makarova, A. V, Tarantul, V. Z. & Gening, L. V. Evolution of DNA polymerase i structure and function in eukaryotes. Biochem. 73, 346-352 (2008).

233. Dolinnaya, N. G., Kubareva, E. A., Romanova, E. A., Trikin, R. M. & Oretskaya, T. S. Thymidine glycol: The effect on DNA molecular structure and enzymatic processing. Biochimie 95, 134-147 (2013).

234. Facchin, F., Bianconi, E., Romano, M., Impellizzeri A., Alviano, F., Ventura, C. Comparison of Oxidative Stress Effects on Senescence Patterning of Human Adult and Perinatal Tissue-Derived Stem Cells in Short and Long-term Cultures. Int J Med Sci 2018; 15(13): 1486-1501.

Приложения

Рис. 1 Электрофореграммы продуктов реакции удлинения праймера формами Poli с заменами F507S и Т706Ав присутствии PCNA (100 нМ). Реакцию проводили в присутствии 1 мМ Mg2+ и 50 мкМ dNTP (см. Материалы и методы) и останавливали через 1, 3, 6, 9, 15, 30 мин. Структура ДНК-субстрата показана в верхней части рисунка.