Влияние 5-бромдезоксиуридина на образование структурных изменений хромосом при действии ионизирующего излучения разных энергий тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.01, кандидат биологических наук Жлоба, Анатолий Анатольевич

• Жлоба, Анатолий Анатольевич
• кандидат биологических наук
• 1983

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Жлоба, Анатолий Анатольевич

Глава I. ВВЕДЕНИЕ.

I» Актуальность теш .б

2. Цели и задачи исследования

3. Научная новизна.

4. Научная и практическая значимость

Глава 2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1. Методы дифференциации сестринских хроматид (ДСХ) и выявление GX

1.1. Метод авторадиографии.

1.2. Дифференциальная окраска галогензвмещенных сес-ринских хроматид.

1.3. Механизмы дифференциальной окраски сестринских хроматид.

1.4. Другие методы обнаружения СХО

1.5. Выявление СХО, образовавшихся в разных циклах

2. Данные о структуре и механизме репликации хромосом, полученные с помощью ДСХ и анализа СХО.

2.1. Данные, полученные с использованием метода авторадиографии . . . . i . г . ♦

2.1.1. Полуконсервативное удвоение хромосом

2.1.2. Соотношение частот одиночных и близнецовых СХО

2.1.3. Изометки.

2.1.4. Неслучайное распределение старого и нового генетического материала.

2.2. Данные, полученные с использованием метода дифференциальной окраски.

2.2.1. Соотношение частот СХО, сформировавшихся в разных циклах

2.2.2. Изоокрашивание (изометки)

2.2.3. Неслучайное распределение генетического материала

2.2.4. Существование участков со встречной полярностью

2.2.5. Распределение СХО по длине хромосом и по клеткам.

3. Природа СХО

3.1. Спонтанный уровень СХО

3.1Л. Спонтанный уровень и индукция СХО % тимидином

3.1.2. Спонтанный уровень и индукция СХО 5-ЕДУ . 27 3.1.2Л. Экстраполяция кривой зависимости частоты

СХО от концентрации 5-БДУ.

3.1.2.2. Определение спонтанного уровня из частот СХО, сформировавшихся в разных циклах.

3.2. Первичные повреждения, лежащие в основе СХО

3.2.1. Алкилирование ДНК

3.2.2. Пиримидиновые димеры

3.2.3. Однонитевые разрывы

3.2.4. Отдаленные эффекты при индукции СХО

3.3. Биологический смысл СХО.

4. СХО как тест-система на мутагенную активность

5. Исследование механизмов радиационного поражения клеток с помощью метода дифференциальной окраски

5.1. Сенсибилизирующее действие 5-БДУ

5.2. Влияние радиации на выход СХО.

Глава 3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

1. Объект исследования.

2. Культивирование клеток и приготовление препаратов

3. Дифференциальная окраска препаратов

4. Используемые виды излучения и дозиметрия

5. Метод учета структурных изменений хромосом и статистические методы.

Глава 4. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ И ОБСУЖДЕНИЕ

1. Выявление одиночных и близнецовых СХО

1.1. Культивирование клеток

1.2. Гипотонизация и фиксация

1.3. Дифференциальная окраска препаратов

1.4. Эффективность метода непосредственной фиксации клеток на ростовой поверхности

2. Оценка числа ложных близнецовых СХО в сестринских клетках.

3. Сохранение пространственной ориентации хромосом в процессе деления клеток

3.1. Логическое обоснование эксперимента

3.2. Экспериментальные данные

3.3. Следствия из неслучайного распределения генетического материала.

4. Перспективы использования метода фиксации клеток на ростовой поверхности

5. Зависимость выхода СХО от концентрации 5-БДУ и спонтанный уровень СХО

6. Индукция СХО радиацией разных энергий.

7. Радиочувствительность хроматид, содержащих две или одну включившие 5-БДУ полинуклеотидные цепи

8. Влияние 5-БДУ на абсолютное и относительное изменение числа СХО.

Глава 5. ЗАКЛКНЕНИЕ.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние 5-бромдезоксиуридина на образование структурных изменений хромосом при действии ионизирующего излучения разных энергий»

I. Актуальность темы.

Структурные изменения хромосом являются важным показателем степени поражения клеток мутагенами и канцерогенами. До недавнего времени исследовали почти исключительно аберрации хромосом-структурные изменения, многие из которых приводят к репродуктивной гибели клеток /Н.В.Лучник, 1968; Tremp,I98I; Nagasawa, Little 1981). Появление в середине 70-х годов методики дифференциальной окраски 5-бромдезоксиуридин (5-БДУ)-замещенных сестринских хроматид /Wolff Perry, 1974/ открыло возможности для выявления с большой точностью реципрокных обменов между сестринскими хроматидами (СХО) - структурных изменений, не нарушающих морфологических признаков хромосом и связанных с нелетальной реакцией клеток на действие мутагенов /Nagasawa Little, 1981/. Методика обнаружения СХО оказалась сравнительно простой и нетрудоемкой, что способствовало быстрому росту числа работ, посвященных изучению этого феномена. В исследованиях влияния химических мутагенов на индукцию структурных изменений хромосом было обнаружено, что действие этих веществ вызывает большее увеличение частоты СХО по сравнению с аберрациями, а при действии радиации происходит более значительное увеличение выхода аберраций по сравнению с СХО /Perry Evans, 1975/. Поскольку выход СХО оказался значительно более высоким при действии химических агентов по сравнению с радиацией, исследований индукции СХО при действии на клетки радиации почти не проводили. Достаточно сказать, что к началу настоящего исследования существовало всего две работы о влиянии радиации на выход СХО /perry Evans, 1975; Solomon, Bobrov 1975/, содержащих небольшой материал. Однако СХО являются одним из эффектов радиации и тот факт, чторадиация относительно слабо индуцирует СХО, не может служить основанием для игнорирования этого направления исследований. Закономерности образования СХО представляют значительный интерес для радиобиологии, с одной стороны, поскольку способствуют формированию более полной картины действия радиации на клетку, с другой стороны, информация о строении хромосом, получаемая на основе анализа СХО, может в значительной степени прояснить радиационные механизмы образования других структурных изменений. Кроме того, применяемый для выявления СХО метод дифференциальной окраски может быть непосредственно использован для выяснения механизмов индукции аберраций хромосом при действии радиации, поскольку позволяет отличать дифференциально меченный 5-БДУ генетический материал и исследовать относительную радиочувствительность разнозамещенного генетического материала с большой точностью при эквивалентных условиях облучения» Как уже отмечалось, аберрации хромосом и СХО имеют разное значение для последующей судьбы клеток и, кроме того, считают, что механизм их образования различен /Latt 1981/, поэтому параллельное исследование этих структурных изменений может дать информацию как о сходстве и различии первичных изменений, лежащих в основе СХО и аберраций,так и о возможных путях реализации этих первичных повреждений*2. Цели и задачи исследованияПоскольку СХО применялись в основном в опытах по исследованию химических мутагенов с относительно большим выходом СХО, от применяемых методов не требовалось высокой точности. Однако»при исследовании действия радиации и других более слабых индукторов СХО неизбежно встает вопрос о том, насколько специфика применяемых методов влияет на получаемые данные. В настоящее время все исследования СХО проводят, используя методику дифференциальнойокраски 5-БДУ замещенных сестринских хроматид. Для этого метода можно въщелить два основных фактора, которые могут повлиять на точность исследования, особенно при изучении действия радиации.

Во-первых, при анализе СХО, выявленных этим методом, учитывается суммарное количество обменов, сформировавшихся в двух предшествующих фиксации циклах деления клеток, а радиацией воздействуют импульсно во время цикла, непосредственно предшествующего фиксации. Таким образом, в ходе исследования влияния радиации на выход СХО получаются искаженные данные, поскольку индуцированный уровень сравнивается с завышенным контрольным уровнем. Очевидно, что, получив возможность различать СХО, сформировавшиеся в разных циклах деления клеток, можно определить истинное значение относительного уровня индукции СХО радиацией.

Во-вторых, при выявлении GX0 методом дифференциальной окраски используют галогенсодержаший аналог нормального основания ДНК - 5 - БДУ, который сам является индуктором СХО /Wolff, Perry 1974/ и радиосенсибилизатором /Ш.Окада, 1974/. Оказывая влияние на уровень СХО в контрольных вариантах, 5-БДУ искажает спонтанный уровень GX0. Кроме того, необходимо учитывать влияние 5-БДУ, поскольку это вещество модифицирует действие ионизирующей радиации на клетку.

Как это ни парадоксально, влияние 5-БДУ на индукцию СХО при действии на клетки ионизирующей радиации до сих пор не изучено. Радиосенсибилизирующую способность 5-БДУ обнаружили и начали исследовать более двадцати лет назад, задолго до появления методики дифференциальной окраски, однако механизмы радиосенсибилизации до сих пор не выяснены. Поэтому одна из задач настоящего исследования состояла в разработке адекватного метода идентификации СХО, сформировавшихся в разных циклах деления клетоки изучении количественных закономерностей возникновения структурных изменений хромосом при действии редкоионизирушей радиации разной энергии на клетки, инкубированные при разных концентрациях 5-БДУ. Для сопоставления структурных изменений, формирующихся по разным механизмам / Latt 1981/, следовало провести исследования не только СХО, но также исследовать влияние 5-БДУ на образование аберраций хромосом: хроматидных разрывов.

Поставленная цель определила главные задачи и этапы исследований:1. Разработать пригодный для широких исследований метод выявления СХО, сформировавшихся в разных циклах деления клеток.

2. Оценить спонтанный уровень СХО.

3. Исследовать СХО при воздействии радиацией разных энергий на клетки, инкубированные при различных концентрациях 5-БДУ.

4. Выяснить закономерности образования хроматидных разрывов в хроматидах с разным замещением тимидина на 5-БДУ при действии радиации разной энергии.

3. Научная новизнаС помощью разработанного метода выявления СХО, сформировавшихся в разных циклах деления клеток, получены новые данные о закономерностях действия радиации на хромосомы. Показано, чтоппри низких концентрациях 5-БДУ (10 М) в клетках китайского хомячка наблюдаются только спонтанные СХО (0,10 СХО на хромосому в течение каждого цикла репликации). Впервые показано, что способность ионизирующего излучения индуцировать СХО зависит от его энергии, причем по эффективности в порядке возрастания следуют: гамма-излучение 60^ (Е = 1,26 МэВ), жесткое рентгеновское излучение (Еэф. = 176 кэВ), мягкое рентгеновское излучение (Еэф. = 62 кэВ). Впервые показано, что радиосенсибилизирующая способность 5-БДУ также зависит от энергии ионизирующего излучения. При действии мягкого рентгеновского излучения (Еэф. = 62 кэВ) 5-БДУ достоверно сенсибилизирует генетический материал к образованию СХО, а для жесткого рентгеновского излучения (Еэф. я 176 кэВ) и гамма-излучения (Е ■ 1,26 МэВ) эффект близок к аддитивному, складывающемуся из СХО, индуцированных 5-БДУ и радиацией. В исследованиях относительной радиочувствительности сестринских хроматид с разным замещением тимидина на 5-БДУ было обнаружено, что относительная частота разрывов в хроматидах с разным включением 5-БДУ зависит от энергии излучения; при действии жесткого рентгеновского излучения(Еэф>100 кэВ) и гамма-излучения (Е » 1,26 МэВ) частота хроматидных разрывов в хроматидах с разным замещением тимидина на 5-БДУ приблизительно одинакова, а мягкое рентгеновское излучение (Еэф ^100 кэВ) индуцирует хроматидные разрывы с большей частотой в хроматидах с большим включением 5-БДУ. Указанные факты свидетельствуют о том, что 5-БДУ сенсибилизирует генетический материал к образованию структурных изменений хромосом при действии мягкого рентгеновского излучения в большей степени, чем при действии жесткого рентгеновского излучения и гамма-излучения 60q0. Впервые показано, что старый и новый генетический материал распространяется неслучайным образом не только в эндоредуплицированных хромосомах, но и при нормальных условиях репликации.

4. Научная и практическая значимостьВ работе впервые установлены следующие закономерности:1. Наблюдаемый при низких концентрациях 5-БДУ уровень СХО является спонтанным.

2. Радиация является сильным индуктором СХО.- II 3. Радиосенсибилизирующая способность 5-БДУ зависит от энергии излучения.

4. Способность редкоионизируюшего излучения индуцировать GX0 и аберрации хромосом возрастает с ростом ЛПЭ излучения.

Указанные закономерности имеют практическое значение, поскольку позволяют учитывать влияние 5-БДУ при оценке мутагенной активности внешних факторов по тесту СХО. Разработан новый простой метод выявления СХО, сформировавшихся в разных циклах репликации клеток, который был широко использован в наших исследованиях, в частности, позволил определить спонтанный уровень СХО и систематически исследовать влияние 5-БДУ на спонтанный и индуцированный уровни СХО,

Заключение диссертации по теме «Радиобиология», Жлоба, Анатолий Анатольевич

Глава 5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Уже в первых исследованиях СХО отмечалось, что они сильно индуцируются химическими мутагенами и слабо- ионизирующей радиацией. Вместе с тем, в многочисленных лабораториях мира СХО используют как тест-систему на мутагенную активность. Возникает вопрос, имеем ли мы право применять СХО для оценки мутагенной активности, если учесть, что такой сильный мутаген, как радиация слабо индуцирует СХО. Известно лишь небольшое число работ, посвященных исследованию способности радиации индуцировать СХО. Перри и Эванс /perry,Evans, 1975/ установили, что относительно большая для клеток млекопитающих доза 4 Гр лишь удваивает число наблюдаемых в контроле СХО, С тех пор этот вопрос практически больше не рассматривался. Основные трудности в оценке способности радиации индуцировать СХО заключаются в отсутствии адекватных методов выявления истинных как спонтанных, так и индуцированных СХО. Это связано с тем, что при выявлении СХО неизбежно использование 5-БДУ, а это вещество само является мутагеном и индуктором СХО. Кроме того, совершенно игнорируется тот факт, что учитываются СХО, сформировавшиеся в двух циклах, тогда как радиационное воздействие осуществляется во втором цикле. До наших исследований было известно два способа раздельного выявления и учета СХО, образовавшихся в разных циклах, - анализ СХО в тетра-плоидных клетках /Taylor, 1958; Wolff, Perry, 1975/ и метод трехступенчатой окраски /Miller et el., 1976/. Однако, недостатком первого из них является то, что клетки подвергаются воздействию цитостатиком, который может оказать влияние на выход СХО (Дж.Г. Тэйлор, 1964; Sutou, 1981/, а второй трудно воспроизводим и не подходит для рутинной работы. Поэтому перед нами стояла задача разработать метод для различения СХО, сформировавшихся в разных циклах репликации, лишенный указанных недостатков.

Наш был разработан адекватный метод, который позволяет выявлять СХО, сформировавшиеся в разных циклах, и дает возможность снизить в пять раз те используемые другими авторами минимальные концентрации 5-БДУ, при которых получается устойчивая дифференциальная окраска.

С помощью этого метода было показано, что даже по критериям, разработанным для оценки эффекта химических мутагенов / Latt et. al. 1974/, радиация попадает в класс сильных индукторов СХО. К этому выводу мы пришли на основании следующих фактов:

1. Была найдена концентрация 5-БДУ, не оказывающая влияние на выход СХО, и определен спонтанный уровень СХО, который для исследованной линии клеток китайского хомячка составляет 0,1 СХО на хромосому в течение цикла.

2. Было обнаружено, что для исследованных видов излучения при действии дозы I Гр в условиях, когда влияние 5-БДУ сведено к минимуму, иццуцированный уровень СХО превышает спонтанный не менее, чем в два раза. При этом следует иметь ввиду, что на выход СХО оказывает сильное влияние репарация. Так, в работе Чалдхури

/ chauidhuri * 1982/ показано, что выход индуцированных радиацией СХО может быть существенно повышен путем ингибирования репарационных процессов кофеином.

Отсюда следует, что и радиация является не слабым, а сильным индуктором СХО, и при подборе соответствующих условий СХО могут быть использованы в качестве тест-системы на мутагенную активность.

Разработанный нами метод не только дает возможность исследовать с повышенной точностью влияние радиации на выход СХО, но может также оказаться полезным для решения других более общих задач (см.раздел 4 наст.главы). В частности, эта методика была

использована нами в исследованиях механизма репликации и структуры хромосом. Ранее Воленом / Waien 1965/ был обнаружен феномен неслучайного распределения старого и нового генетического материала в эндоредуплицированных метафазных хромосомах» содержащих четыре хроматиды вместо двух. Однако, при этом оставались сомнения, что неслучайное распределение может быть явлением, индуцированным различными агентами (например, цитостатиками). Проведенный нами анализ закономерностей распределения старого и нового генетического материала в парах сестринских хромосом показал, что наблюдаемое распределение находится в хорошем соответствии с установленным ранее для эндоредуплицированных клеток. Полученные результаты позволяют сформулировать следующие общие положения:

1. Неслучайное распределение старого и нового генетического материала при репликации хромосом является естественным, а не индуцированным явлением.

2. В ходе митоза не происходит существенного изменения взаимной ориентации родственного генетического материала в сестринских клетках.

3. Реплицирующие системы ориентированы и работают весьма согласованно.

Как уже отмечалось, во всех работах, посвященных изучению СХО, индуцированных радиацией, использовали относительно высокие концентрации 5-БДУ. При этом не учитывалось, что эффект радиации может быть модифицирован 5-БДУ вследствие того, что это вещество оказывает влияние не только на спонтанный уровень, но и является сильным радиосенсибилизатором. Способность 5-БДУ модифицировать радиационные эффекты начали изучать более двадцати лет назад, однако исследователи до сих пор не пришли к единому мнению о механизмах радиосенсибилизации /Ш.Окада, 1974/.

В подробном обзоре Ш.Окады, посвященном этому вопросу, рассматривается несколько гипотез, в которых выдвинуты следующие причины радиосенсибилизирующего действия 5-БДУ:

1) дефекты в структуре ДНК, включившей 5-БДУ,

2) усиление деградации ДНК, модифицированной 5-БДУ,

3) увеличение уязвимости ДНК, меченной 5-БДУ,

4) ослабление репарации радиационных повреждений ДНК, в состав которой входит 5-БДУ,

5) токсическое действие 5-БДУ,

6) увеличение поглощения энергии молекулой ДНК, меченной 5-БДУ.

Указанные гипотезы можно разделить на две группы: радиосенсиби-лизируюшее действие 5-БДУ может быть обусловлено нарушением структуры и функционирования хроматина или увеличением поглощения энергии молекулой ДНК, включившей 5-БДУ. В качестве наиболее правдоподобной гипотезы Ш.Окада называет увеличение уязвимости и уменьшение способности репарировать повреждения молекулы ДНК, включившей 5-БДУ, то есть он отдает предпочтение первой группе гипотез» В то же время отрицается возможность усиления радиационного эффекта за счет увеличения поглощения энергии молекулой ДНК при включении 5-БДУ в ее состав, и в качестве главного аргумента приводятся данные из работы Делихас и соавт./Deiihas et al. 1962/. При этом Ш.Окада ошибочно указывает, что замещение I % тимидиновых оснований на 5-БДУ увеличивает энергию, адсорбируемую молекулой ДНК, всего на 0,03 %, Однако, в указанной работе речь шла о другом - замещение I % тимидина на 5-БДУ увеличивает на 0,03 % энергию, поглощенную не молекулой ДНК, а всей клеткой. В этом случае поглощение энергии молекулой ДНК, инкорпорировавшей 5-БДУ, увеличивается на 2 %. Если считать, что

в молекуле ДНК до 50 % тимидина может быть замешено на 5-БДУ /Szybalski 1974/, то радиационный эффект должен возрасти в 2 раза. Таким образом, нельзя игнорировать возможность радиосен-сибилизируюшего действия 5-БДУ за счет увеличения поглощения энергии молекулой ДНК. Для проверки этой гипотезы в настоящей работе были использованы источники редкоионизируюшего излучения с разной ЛПЭ. Если действительно эффект радиосенсибилизации 5-БДУ связан с модификацией поглощения энергии молекулой ДОК,то степень этой радиосенсибилизации должна быть различной для ионизирующего излучения разных энергий, поскольку сечение взаимодействия гамма-квантов с веществом зависит от их энергии. В результате приведенных исследований было установлено, что 5-БДУ сенсибилизирует генетический материал к действию мягкого рентгеновского излучения (Еэф.к 62 кэВ), а для жесткого рентгеновского излучения (Еэф.= 176 кэВ) и гамма-излучения ^Со эффект близок к аддитивному, складывающемуся из СХО, индуцированных 5-БДУ и радиацией. Сходные данные были получены нами также при исследовании образования хроматидных разрывов в сестринских хроматидах, содержащих разное количество 5-БДУ-замещенных полинуклеотидных цепей, то есть содержащих одну или две модифицированные 5-БДУ полинуклеотид-ные цепи. При воздействии на клетку рентгеновским излучением с эффективной энергией выше 100 кэВ относительная частота хроматидных фрагментов в хроматидах разного состава приблизительно одинакова, в то время как при воздействии мягким рентгеновским излучением с эффективной энергией менее 100 кэВ хроматиды, содержащие две модифицированные 5-БДУ полинуклеотидные цепи, более радиочувствительны, чем хроматиды, содержащие одну полинуклеотидную цепь, включившую 5-БДУ. Таким образом, радио-сенсибилизирующее действие 5-БДУ наиболее сильно выражено для мягкого рентгеновского излучения. Поскольку наибольший вклад в

поглощенную энергию при облучении вещества рентгеновским излучением с энергией до 100 кэВ дает фотоэффект / Hubbel 1969/, то напрашивается вывод, что радиосенсибилизирующее действие 5-БДУ может быть обусловлено не только нарушением структуры и функционирования генетического материала, содержащего 5-БДУ, но и увеличением поглощения энергии молекулами ДНК, содержащими 5-БДУ.

• 101 -выводы

1. Разработан простой метод выявления СХО, сформировавшихся в двух последовательных циклах репликации, который может быть использован для более точной количественной оценки спонтанного

и индуцированного уровней СХО, чем это позволяла стандартная методика.

2. Показано, что СХО, выявляемые при низких концентрациях

5-БДУ (10 М), являются спонтанными.

3. В опытах с гамма-излучением Со, жестким (Еэф.= 176 кэВ) и мягким (Еэф. =» 62 кэВ) рентгеновским излучением установлено, что ионизирующая радиация является сильным индуктором СХО: доза

I Гр вызывает двухкратное и более превышение спонтанного уровня.

4. Для обоих исследованных типов структурных изменений хромосом - СХО и аберраций (хроматидных разрывов) ОБЭ растет с увеличением ЛПЭ излучения.

5. При индукции СХО 5-БДУ оказал достоверный сенсибилизирующий эффект только при действии мягкого рентгеновского излучения (Еэф»— 62 кэВ), а при действии жесткого рентгеновского из-

лучения (Еэф. = 176 кэВ) и гамма-излучения Со эффект радиации и 5-БДУ был близок к аддитивному.

6. При индукции хроматидных разрывов 5-БДУ оказывал сенсибилизирующий эффект только при действии мягкого рентгеновского излучения. При действии жесткого рентгеновского излучения 5-БДУ не оказывал влияние на частоту разрывов.

7. Показано, что закономерности распределения старого и нового генетического материала, обнаруженные ранее при эндоредуп-ликации хромосом, наблюдаются также и в естественных условиях репликации генетического материала.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Жлоба, Анатолий Анатольевич, 1983 год

1. Антонина М.М., Порядкова Н.А. Методика дифференциальной окраски сестринских хроматид без применения флюорохромов.-Цитология и генетика, 1978, т.12, № 4, с.349-351.

2. Антонина М.М*, Порядкова Н.А., Лучник Н.В. Влияние облучения в различных стадиях митотического цикла на образование сестринских Эфоматидных обменов в культуре клеток китайского хомячка. Генетика, 1982, т.18, № 4, с.634-638.

3. Байрамян Т.Л., Захарова А.Ф. Сестринские хроматидные обмены при включении брома в цитозиновые нуклеотиды ДНК. Ш. 5-бром-дезоксицитидин как предшественник тимина ДНК. Характеристика обменов. Цитология, 1979, т.21, № 4, с.466-469.

4. Бенюш В.А., Зеленин М.Г. Чувствительный метод выявления 5-бромдезоксиуридина, дифференциально включенного в хромосомы млекопитающих. Бюл.экспер.биол.и мед., 1983, т.45, № 4, с.122-123.

5. Голдман И,Л., Золотарев В.М., Васильева С.Ф. Пространственное расположение хромосом в ядрах соматических клеток. 1У.Гомологичные хромосомы морских свинок и домашних свиней. -Цитология, 1977, т.19, № 8, с.855-863.

6. Еголина Н.А., Захаров А.Ф. Спирализация хромосом китайского хомячка после воздействия 5-бромдезоксиуридином на клеткив двух последовательных митотических циклах. Цитология, 1972, т.14, № 2, с.I65-I7I.

7. Кронгауз А.Н., Петров В.А., Линчевская Г.А., Палладиева Н.М. Измерение и расчет поглощенных доз при внешнем и внутреннем облучении. М.: Медгиз, 1963. - 136 с.

8. Лучник Н,В. Биофизика цитогенетических поражений и генетический код. Л.: Медицина', 1968. - 296 с.

9. Лучник Н.В., Порядкова Н.А. Влияние радиации на репликацию хромосом. Докл.АН GCGP, т.235, № 5, с.1182-1185.

10. Порошенко Г.Г. Межхроматидные обмены. В сб.: Итоги науки и техники. Общая генетика. - М.: ВИНИТИ АН СССР, 1977, т.2, с.59-91.

11. Порядкова Н.А. Применение методики дифференциальной окраски сестринских хроматид для изучения влияния гамма-лучей на частоту сестринских хроматидных обменов в лимфоцитах человека.-Цитология, 1978, т.20, № I, с.45-50.

12. Сафронов В.В., Иванова З.И., Макаров В.Б. Авторадиографический анализ молекулярных механизмов дифференциального окрашивания сестринских хроматид. 1&тология,1981,т.23,№ I,с.94-98.

13. Чеботарев А.Н. Количественный анализ сестринских хроматидных обменов в клетке. Генетика, 1979, т.15, № 8, с.1392-1398.

14. Чеботарев А.Н., Селезнева Т.Г. Анализ сестринских хроматидных обменов в первом, втором и третьем митозах с помощью 5-бромдезоксиуридина и 5-брощезоксицитидина. Генетика, 1982, т.14, № 10, с.1667-1673.

15. Яковенко К.Н., Платонова В.И. Спонтанный уровень сестринских хроматидных обменов и их распределение по клеткам человека.-Генетика, 1979, т.15, № 6, с.1115-1123.

16. Окада Ш. Радиационная биохимия клетки. М.: Мир,1974.-407 с.

17. Тэйлор Дж.Г. Репликация и организация ДНК в хромосомах.- В кн.: Молекулярная генетика, Часть I,- М.: Мир, 1964. с.75-78.

18. Фриз Э. Молекулярный механизм мутаций. В кн.: Молекулярная генетика. Часть I. - М.: Мир, 1964, с.226-291.- 104

19. Abe S., Sasaki M. Chromosome aberrations and sister chromatid exchanges in Chinese hamster cells exposed to various chemicals. J. Nat. Cancer Inst., 1977, v.58, No. 6, p.f635~l641.

20. Abramovsky I., Vorsanger G., Hirschhorn K. Sister chromatid exchange induced by X-ray irradiation of human lymphocytes and the effect of L-cysteine. Mutat. Res., 1978, v. 50, No. 1, p. 93-100.

21. Allen J.W., Latt S.A. In vivo BrdU 33258 Hoechst analysis of DNA replication kinetics and sister chromatid exchange formations in mouse somatic and meiotic cells. - Chromosoma, 1976, v. 58, No. 4, p. 325-340.

22. Andersson H.C., Kihlman B.A., Palitti P. Production of sister chromatid exchanges by X-rays under aerobic and anaerobic conditions. Hereditas, 1981, v. 94, No. 1, p. 41-44.

23. Arnott S., Bond P.J., Chandrasekaran R. Visualisation of unwound DNA duplex. Nature, 1980, v. 287, No. 5782, p. 561563.

24. Au W., Butler M.A., Bloom S.E., Matney T.S. Further study of the genetic toxicity of gentian violet. Mutat. Res., 1979» v. 66, No. 2, p. 103-112.

25. Berry R.J., Andrews J.R. Modification of the radiation effect on the reproductive capacity of tumor cells in vivo with pharmacological agents. Radiat. Res., 1962a, v. 16, No. 1, p. 84-88.

26. Berry R.J., Andrews J.R. Modification of radiation effect on mammalian tumor cells by pharmacological agents. Hature, 1962b, v. 196, Ho. 4850, p. 185-186.

27. Bloom S.E., Hsu T.C. Differential fluorescence of sister chromatids in chicken embryos exposed to 5-bromodeoxyuridine. -Chromosoma, 1975, v. 51, Ho. 3, p. 261-267.

28. Bobrow M., Heritage J. Honrandom segregation of nucleolar organizing chromosomes at mitosis? Hature, 1980, v. 288, Ho. 5786, p. 79-81.

29. Bostock C.J., Christie S. Analysis of the frequency of sister chromatid exchange in different regions of chromosomes of the cangaroo rat (Dipodomys ordii). Chromosoma, 1976, v. 56, Ho. 3, p. 275-287.

30. Brewen J.G., Peacock W.J. The effect of tritiated thymidine on sister chromatid exchange in a ring chromosome. Mutat. Res., 1969, v. 7, Ho. 3, p. 433-440.

31. Burkholder G.D. Reciprocal Giemsa staining of late DHA replicating regions produced by low and high pH sodium phosphate. -Exp. Cell Res., 1978, v. 111, Ho. 3, p. 489-492.

32. Buys C.H.C.M., Osinga J., Stienstra S. Rapid irradiation procedure for obtaining permanent differential staining of sister chromatids and aspects of its underlying mechanism. Hum. Genet., 1981, v. 57, Ho. 1, p. 35-38.

33. Carrano A.V., Wolff S. Distribution of sister chromatid exchanges in the euchromatin and heterochromatin of the Indian muntjac. Chromosoma, 1975» v. 53, Ho. 4, p. 361-369.

34. Carter D.M., Wolff K., Schnedl W. 8-methoxypsoralen and UVA promote sister chromatid exchanges. J. Invest. Dermatol., 1976, v. 67, Ho. 4, p. 548-551.

35. Cassel D.M., Latt S.A. Relationship between DHA adduct forma3tion and sister chromatid exchange induction by ^Н-8-methoxy-psoralen in Chinese hamster ovary cells. Exp. Cell Res., 1980, v. 128, No. 1, p. 15-22.

36. Chaganti R.S.K., Schonberg S., German J. A manyfold increase in sister chromatid exchanges in Bloom's syndrome lymphocytes. Proc. Hatl. Acad. Sci. U.S.A., 1974, v. 71, Ho. 11, p. 45084512.

37. Chauldhuri J.P. A schedule to demonstrate radiation-induced sister chromatid exchanges in human lymphocytes. Radiat. Environ. Biophys., 1982, v. 20, Ho. 3, P« 223-231.

38. Crossen P.E., Morgan W.F. Proliferation of PHA-stimulated lymphocytes measured by combined autoradiography and sister chromatid differential staining. Exp. Cell Res., 1979,v. 118, No. 2, p. 423-427.

39. Davidson R.L., Kaufman E.R., Dougherty C.P., Ouellette A.M., DiFalco C.M., Latt S.A. Induction of sister chromatid exchanges by BUdR is largely independent of the BUdR content of DNA. Nature, 1980, v. 284, No. 5751, p. 74-76.

40. Deaven L.L., Stubblefield E. Segregation of chromosomal DNA in Chinese hamster fibroblasts in vitro. Exp. Cell Res., 1969, v. 55, No. 1, p. 132-135.

41. Delihas N., Rich M.A., Eidinoff М.Ь. Radiosensitization of a mammalian cell line with 5-bromodeoxyuridine. Radiat. Res., 1962, v. 17, No. 4, p. 479-491.

42. Dewey W.C., Humphrey R.M. Increase in radiosensitivity to ionizing radiation related to replacement of thymidine in mammalian cells with 5-bromodeoxyuridine. Radiat. Res., 1965, v. 26, No. 4, p. 538-553.

43. Dewey W.C., Sedita B.A., Humphrey R.M. Radiosensitization of X-chromosome of Chinese hamster cells related to incorporation of 5-bromodeoxyuridine. Science, 1966, v. 152, No.3721, p. 519-521.

44. Djordjjevic В., Szybalski W. Genetics of human cell lines. III. Incorporation of 5-bromo and 5-iodo deoxyuridine into deoxyribonucleic acid of human cells and its effect on radiation sensitivity. J. Exp. Med., 1960, v. 112, No. 3, p.509-533.

45. Erikson R.L., Szybalski W. Molecular radiobiology of human cell lines. Comparative radiosensitizing properties of 5-halo-deoxyuridines. Radiat. Res., 1963b, v. 20, Ho. 2, p. 252-262.

46. Fonatsch C. A technique for simultaneous demonstration of G-bands and sister chromatid exchanges. Cytogenet. Cell Genet., 1979, v. 23, Ho. 1-2, p. 144-146.

47. Fornace A.J., Hagasawa H., Little J.B. Relationship of DHA repair to chromosome aberrations, sister-chromatid exchanges and survival during liquid-holding recovery in X-irradiated mammalian cells. Mutat. Res., 1980, v. 70, Ho. 3, p.323-336.

48. Furukawa M., Huang C.C. Sister chromatid exchanges induced by cyclophosphamide in V-79 cells cultured in diffusion chambers in mice. Mutat. Res., 1978, v. 57, Ho. 2, p. 233-239.

49. Galloway S.M. Ataxia telangiectasia: The effect of chemical mutagens and X-rays on sister chromatid exchanges in blood lymphocytes. Mutat. Res., 1977, v. 45, Ho. 3, p. 343-349.

50. Galloway S.M., Evans H.J. Asymmetrical C-bands and satellite DHA in man. Exp. Cell Res., 1975a, v. 94, Ho. 2, p.454-459.

51. Galloway S.M., Evans H.J. Sister chromatid exchange in human chromosomes from normal individuals and patients with ataxia telangiectasia. Cytogenet. Cell Genet., 1975b, v. 15, Ho. 1, p. 17-29.

52. Gatti M., Olivieri G. The effect of X-rays on labelling pattern of M-j and Mg chromosomes in Chinese hamster cells. -Mutat. Res., 1973, v. 17, No. 1, p. 101-112.

53. Gatti M., Pimpinelli S., Baker B.S. Relationships among chromatid interchanges, sister chromatid exchanges and meiotic recombination in Drosophila melanogaster. Proc. Natl. Acad, Sci. U.S.A., 1979, v. 77, No. 3, p. 1575-1579.

54. Gatti M., Santini G., Pimpinelli S., Olivieri G. Lack of spontaneous sister chromatid exchanges in somatic cells of Drosophila melanogaster a reply. - Genetics, 1980, v. 94, No. 2, p. 520-521.

55. Geard C.R. Comparison of sister chromatid exchanges from three successive cell cycles in Wallabia bicolor chromosomes. -Mutat. Res., 1974, v. 23, No. 1, p. 67-78.

56. German J. Cytological evidence for crossing over in vitro in human lymphoid cells. Science, 1964, v. 144, No. 3616, p. 298-299.

57. Gerner—Schmidt P. Radiation induced isostaining: fact or fiction. Chromosoma, 1978, v. 66, No. 3, p. 281-285.

58. Gibas Z., Limon J. Isolabelling of long human Y chromosome demonstrated by PPG technique. Chromosoma, 1978, v. 69, No. 1, p. 113-120.

59. Gibson D.A., Prescott D.M. Induction of sister chromatid exchanges in chromosomes of rat cangaroo cells by tritium incorporated into DNA. Exp. Cell Res., 1972, v. 74, No. 2, p. 379-402.

60. Goto K., Akematsu Т., Shimazu H., Sugiyama T. Simple differential Giemsa staining of sister chromatids after treatment with photosensitive dyes and exposure to light and the mechanism of staining. Chromosoma, 1975, v. 53, No. 3, p. 223-230.

61. Goto К., Maeda S., Капо Y., Sugiyama Т. Factors involved in differential Giemsa staining of sister chromatids. Chromosome, 1978, v. 66, Ho. 4, p. 351-359.

62. Gratzner H.G., Pollack A., Ingram D.J., Leif R.C. Deoxyribonucleic acid replication in single cells and chromosomes by immunologic techniques. J. Histochem. Cytochem., 1976,v. 24, Ho. 1, p. 34-39.

63. Guglielmi G.E., Tice R.R. Caffeine induces sister chromatid exchanges and inhibits cellular proliferation in human peripheral lymphocyte cultures. Am. J. Hum. Genet., 1980, v. 32, Ho. 6, p. 155 A.

64. Guttierres C., Calvo A. Approximation of baseline and BrdU-induced SCE frequencies. Chromosoma, 1981, v. 83, No. 5, p. 685-696.

65. Haglund U., Zech L. Simultaneous staining of sister chromatid exchanges and Q-bands in human chromosomes after treatment with methyl methane sulphonate, quinacrine mustard, and quin-acrine. Hum. Genet., 1979, v. 49, No. 3, p. 307-317.

66. Heddle J.A. The influence of false twins on the ratio of twin and single sister chromatid exchanges. J. Theor. Biol., 1969, v. 22, No. 1, p. 151-162.

67. Herreros B., Giannelli P. Spatial distribution of old and newchromatid sub-units and frequency of chromatid exchanges in induced human lymphocyte endoreduplications. Hature, 1967, v. 216, Ho. 5112, p. 286-288.

68. Hoo J.J., Parslow M.I. Relation between the SCE points and th< DHA replication bands. Chromosoma, 1979, v.73, Ho.1, p.67-7'

69. Hsu Т.О., Pathak S. Differential rates of sister chromatid exchanges between euchromatin and heterochromatin. Chromosoma, 1976, v. 58, Ho. 3, p. 269-273.

70. Hsu T.C., Somers E.C. Effect of 5-bromodeoxyuridine on mammalian chromosomes. Proc. Hatl. Acad. Sci. U.S.A., 1961, v. 47, Ho. 3, p. 396-403.

71. Hubbel J.H. Photone cross section, attenuation coefficients, and energy absorption coefficients from 10 keV to 100 GeV. (Preprint/Hation Bureau of Standards: HSRDS HBS 29.) -Washington, 1969. 80 p.

72. Hutchinson P. The lesions produced by ultraviolet light in DHA containing 5-bromouracil. Q. Rev. Biophys., 1973, v.6, p. 201-246.

73. Ishii Y., Bender M.A. Factors influencing the frequency of mitomycyne-C induced sister chromatid exchanges in 5-bromode-oxyuridine-substituted human lymphocytes in culture. Mutat. Res., 1978a, v. 51, Ho. 3, p. 411-418.

74. Ishii Y.f Bender M.A. Caffeine inhibition of prereplication repair of mitomycin C-induced DHA damage in human peripheral lymphocytes. Mutat. Res., 1978b, Ho. 3, p. 419-425.

75. Ishizaki K., Takebe H., Hikaido 0. Photoreactivation of UV-induced SCEs in ratkangaroo cells. J. Radiat. Res., 1980, v. 21, Ho. 1, p. 8-9.

76. Ikushima Т., Wolff S. Sister chromatid exchanges induced by light flashes to 5-bromodeoxyuridine and 5-iododeoxyuridine substituted Chinese hamster chromosomes. Exp. Cell Res., 1974, v. 87, Ho. 1, p. 15-19.

77. Jacob M. Differential radiosensitivity of the uni- and bi-filiary BrdUrd-substituted chromatids of Muntjac chromosomes. Mutat. Res., 1979, v. 63, No. 2, p. 211-213.

78. Jacob M. 5-bromodeoxyuridine substitution and differential radiosensitivity of uni- and bi-filar chromatids. Mutat. Res., 1982, v. 103, p. 173-176.

79. Kanda N., Kato H. A simple technique for in vivo observation of SCE in mouse ascites tumor and spermatogonia! cells. -Exp. Cell Res., 1979, v. 118, No. 2, p. 431-434.

80. Kaplan H.S., Smith K.C., Tomlin P.A. Effect of halogenated pyrimidines on radiosensitivity of E. coli. Radiat. Res., 1962, v. 16, No. 1, p. 98-113.

81. Kato H. Spontaneous sister chromatid exchanges detected by a BUdR labelling method. Nature, 1974a, v. 251, No. 5470,p. 70-72.

82. Kato H. Possible role of DNA synthesis in formation of sister chromatid exchanges. Nature, 1974b, v. 252, No. 5458, p.739-741.

83. Kato H. Mechanisms for sister chromatid exchanges and their relation to the production of chromosomal aberrations. -Chromosoma, 1977, v. 59, No. 3, p. 179-191.- 113

84. Kihlman. В.A., Kronborg D. Sister chromatid exchanges in Vicia faba. I. Demonstration by a modified fluorescent plus Giemsa (PPG) technique. Chromosoma, 1975, v. 51, Ho. 1, p. 1-10.

85. Kim M.A., Johnsmann R., Grezeschik K.H. Giemsa staining of sites replicating DNA early in human lymphocyte chromosomes. -Cytogenet. Cell Genet., 1975, v. 15, No. 6, p. 363-371.

86. Kligerman A.D., Bloom S.E. Sister chromatid differentiation and exchanges in adult mudminnows (Umbra limi) after in vivo exposure to 5-bromodeoxyuridine. Chromosoma, 1976, v. 56, No. 2, p. 101-109.

87. Korenberg J.R., Preedlender E.P. Giemsa technique for the detection of sister-chromatid exchanges. Chromosoma, 1974, v. 48, No. 4, p. 355-360.

88. La Cour L.P., Pelc S. Effect of colchicine on the utilization of labelled thymidine during chromosomal reproduction. -Nature, 1958, v. 182, No. 4634, p. 506-508.

89. Lambert В., Hansson K., Lindsten J., Sten M., Werelius B. Bromodeoxyuridine-induced sister chromatid exchanges in human lymphocytes. Hereditas, 1976, v. 83, No. 2, p. 163173.

90. Latt S.A. Microfluorometric analysis of DNA synthesis in human metaphase chromosomes. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 1973, v. 70, No. 12,1, p. 3395-3399.

91. Latt S.A. Localisation of sister chromatid exchanges in human chromosomes. Science, 1974a, v. 185, No. 4145, p. 74-76.

92. Latt S.A. Microfluorometry analysis of deoxyribonucleic acid replication kinetics and sister chromatid exchanges in human chromosomes. J. Histochem. Cytochem., 1974b, v. 22, No. 7, p. 478-479.

93. Latt S.A. Sister chromatid exchanges, induces of human chromosome damage and repair: detection by fluorescence and induction by mitomycin C. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 1974c, v. 71, No. 8, p. 3162-3166.

94. Latt S.A. Longitudinal and lateral differentiation of meta-phase chromosomes based on the detection of DNA synthesis by fluorescence microscopy. In: Chromosomes Today. - N.Y., Wiley, 1976, v. 5, p. 367-394.

95. Latt S.A. Sister chromatid exchange formation. Ann. Rev. Genet., 1981, v. 15, p. 11-55.

96. Latt S.A., Allen J.W., Bloom S.E., Carrano A.V., Palke E., Kram D., Schneider E., Schreck R.R., Tice R., Whitefield В., Wolff S. Sister chromatid exchanges. Mutat. Res., 1981,v. 87, No. 1, p. 17-62.

97. Latt S.A., Davidson R.L., Lin M.S., Gerald P.S. Lateral asymmetry in human Y chromosomes stained with 33258 Hoechst. -Exp. Cell Res., 1974, v. 87, No. 2, p. 425-429.

98. Latt S.A., Jurgens L.A. Determinants of sister chromatid exchange frequencies in human chromosomes. In: Population Cytogenetics. - N.Y., 1976, p. 217-236.

99. Latt S.A., Loveday K.S. Characterization of sister chromatid exchange induction by 8-methoxypsoralen plus near UV light. -Cytogenet. Cell Genet., 1978, v. 21, No. 4, p. 184-200.

100. Latt S.A., Stetten G., Juergens L.A., Willard H.P., Scher C.D. Recent developments in the detection of deoxyribonucleic acid synthesis by 33258 Hoechst fluorescence. J. Histochem. Cyto- 115 chem., 1975, v. 23, Ho. 7, p. 493-505.

101. Lawley P.D. Some chemical aspects of dose-response relationships in alkylation mutagenesis. Mutat. Res., 1974, v. 23, По. 3, p. 283-295.

102. Liebeskind D., Bases R., Mendez P., Elequin P., Koenigsberg I Sister chromatid exchanges in human lymphocytes after exposui to diagnostic ultrasound. Science, 1979, v. 205, Ho. 4412, p. 1273-1275.

103. Little J.B. Biological consequences of X-ray induced DHA damage and repair process in relation to cell killing and carcinogenesis. In: DHA repair mechanisms. - H.Y., 1978, p. 701-712.

104. Livingston G.K., Dethlefsen L.A. Effects of hyperthermia and X-irradiation on sister chromatid exchange frequency in Chinese hamster overy (CHO) cells. Radiat. Res., 1978, v. 70, Ho. 3, p. 611-612.

105. Luchnik H.V., Antoshchina M.M., Porjadkova H.A. On the radio-sensitivity of uni- and bi-filiary BrdUrd substituted chromosomes. Mutat. Res., 1981, v. 91, Ho. 4, p. 463-465.

106. Luchnik H.V., Porjadkova H.A. Isolabeling is a radiation-induced phenomenon. Chromosoma, 1978, v. 63, Ho. 1, p. 1120.

107. Marin G., Prescott D.M. The frequency of sister chromatid exchange following exposure to varying doses of % thymidine or X-rays. J. Cell Biol., 1964, v. 21, No. 2, p. 159-167.

108. Mazrimas J.A., Stetka D.G. Direct evidence for the role of ' incorporated BUdR in the induction of sister chromatid exchanges. Exp. Cell Res., 1978, v. 117, Ho. 1, p. 23-30.

109. McClintock B. The production of homozygous deficient tissues with mutant characteristics by means of the aberrant mitotic behavior of ring-shaped chromosomes. Genetics, 1938, v. 23,No. 4, p. 315-376.

110. McFee A.P., Sherrill M.N. Mitotic response and sister chroma--tid exchanges in lymphocytes cultured in sera from different sources. Experientia, 1978, v. 37, No. 1, p. 27-29.

111. Meselson M., Stahl F.W. The replication of DNA in Esherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., v. 44, No. 7, p. 671682.

112. Miller R.C., Aronson M.M., Nichols W.W. Effects of treatment on differential staining of BrdU labelled metaphase chromosomes: three-way differentiation of M^ chromosomes. Chromosoma, 1976, v. 55, No. 1, p. 1-11.

113. Monticone R.E., Schneider E.L. Induction of sister chromatid exchanges in human cells by fluorescent light. Mutat. Res., 1979, v. 59, No. 2, p. 215-221.

114. Morgan W.F., Crossen P.E. X-irradiation and sister chromatid exchanges in cultured human lymphocytes. Environ. Mutagenesis, 1980, v. 2, No. 2, p. 149-155.

115. Morgan W,F., Crossen P.E. The frequency and distribution of sister chromatid exchanges in human chromosomes. Hum. Genet. 1977, v. 38, No. 3, p. 271-278.

116. Morris V.B. Random segregation of sister chromatids in developing chick retinal cells demonstrated in vivo using the fluorescence plus Giemsa technique. Chromosoma, 1977, v.60, No. 2, p. 139-145.

117. Mourelatos D., Faed M.J.W., Johnson B.E. Sister chromatid exchanges in human lymphocytes exposed to 8-methoxypsoralen and long wave TJV radiation prior to incorporation of bromodeoxyuridine. Experientia, 1977, v. 33, No. 8, p. 1091-1093.

118. Nagasawa H., Little J.B. Effect of tumor promotors, protease inhibitors, and repair processes on X-ray induced sister chiomatid exchanges in mouse cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 1979, v. 76, No. 4, p. 1943-1947.

119. Hagasawa H., Little J.B. Induction of chromosome aberrations and sister chromatid exchanges by X-rays in density-inhibitec cultures of mouse 10T1/2 cells. Radiat. Res., 1981, v. 87, Ho. 3, p. 538-551.

120. Hakanishi Y., Schneider E.L. In vivo sister-chromatid exchange: a sensitive measure of DHA damage. Mutat. Res., 1979, v. 60, Ho. 3, p. 329-337.

121. Ohnuki Y. Structure of chromosomes. I. Morphological studies of the spiral structure of human somatic chromosomes. Chromosoma, 1968, v. 25, Ho. 4, p. 402-428.

122. Palitti P., Buchetti A. Effect of caffeine on sister chromatid exchanges and chromosomal aberrations induced by mutagens in Chinese hamster cells. Mutat. Res., 1977, v. 45, No. 1, p. 157-159.

123. Pathak S., Stock A.D., Lusby A. A combination of sister chromatid differential staining and Giemsa banding. Experientia, 1975, v. 31, No. 8, p. 916-918.

124. Peacock W.J. Chromosome duplication and structure as determined by autoradiography. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 1963, v. 49, No. 6, p. 793-801.

125. Perry P., Evans H.J. Cytological detection of mutagen-carci-nogen exposure by sister chromatid exchange. Nature, 1975, v. 258, No. 5531, p. 121-125.

126. Potten C.S., Hume W.J., Reid P., Cairns J. The segregation of DNA in epithelial stem cells. Cell, 1978, v. 15, No. 3, p. 899-906.

127. Renault G., Gentil A., Chouroulinkov I. Kinetics of induction of sister-chromatid exchanges by X-ray through two cell cycles. Mutat. Res., 1982, v. 94, No. 2, p. 359-368.

128. Revell S.H. The accurate estimation of chromatid breakage and its relevance to a new interpretation of chromatid aberrations induced by ionizing radiation. Proc. Roy. Soc. В., 1959, v. 150, No. 941, p. 563-589.

129. Rodley G.A., Scobei R.S., Bates R.H.T., Lewitt R.M. A possible conformation for double-stranded polynucleotides. Proc.Natl.- 119 Acad. Sci. U.S.A., 1976, v. 73, No. 9, p. 2959-2963.

130. Sakanishi S., Takayama S. Reverse differential staining of sister chromatides after substitution with BUdR and incubation in sodium phosphate solution. Exp. Cell Res., 1978, v. 115, No. 2, p. 448-451.

131. Savage J.R.K. Assignment of aberration breakpoints in banded chromosomes. Nature, 1977, v. 270, No. 5637, p. 513-514.

132. Scheid W. Mechanism of differential staining of BUdR-substi-tuted Vicia faba chromosomes. Exp. Cell Res., 1976, v. 101, No. 1, p. 55-58.

133. Scheid W., Traupe H. Further studies on the mechanism involved in differential staining of BrdU-substituted Vicia faba chromo somes. Exp. Cell Res., 1977, v. 108, No. 2, p. 440-444.

134. Scheres J.M.J.C., Hustinx Th.W.J., Rutten F.J., Merkx G.F.M. Reverse differential staining of sister chromatids. Exp. Cell Res., 1977, v. 109, No. 2, p. 466-468.

135. Schneider E.L., Chaillet J.R., Tice R.R. In vivo BUdR labeling of mammalian chromosomes. Exp. Cell Res., 1976, v. 100, No. 2, p. 396-399.

136. Schvartzman J.B. Three way differentiation of sister chroma-tides in 5-bromodeoxyuridine-substituted chromosomes. J. Hered., 1979, v. 70, No. 6, p. 423-424.

137. Schvartzman J.B., Cortes F. Sister chromatid exchanges in Allium сера. Chromosoma, 1977, v. 62, No. 2, p. 119-131.

138. Schvartzman G.B., Cortes F., Gonzales-Fernandez A., Gutierrez- 120 С., Lopez-Saez J.F. On the nature of sister-chromatid exchanges in 5-bromodeoxyuridine-substituted chromosomes. Genetics, 1979, v. 92, Ho. 4, p. 1251-1264.

139. Schvartzman J.В., Goyanes V. A new method for the identification of SCEs per cell cycle in BrdUrd-substituted chromosomes. Cell Biol. Int. Rep., 1980, v. 4, No. 4, p. 415-423.

140. Setlow R.B., Setlow J.K. Effects of radiation on polynucleotides. Ann. Rev. Biophys. Bioeng., 1972, v. 1, p. 293-346.

141. Shafer D.A. Replicative bypass model of sister chromatid exchanges, implication for Bloom's syndrome and Fanconi's anemia. Hum. Genet., 1977, v. 39, Ho. 2, p. 177-190.

142. Solomon E., Bobrow M. Sister chromatid exchanges a sensitive assay of agents damaging human chromosomes. - Mutat, Res., 1975, v. 30, Ho. 2, p. 273-278.

143. Somers C.E., Humphrey R.M. Achromosome study of radiation sensitization by 5-bromodeoxyuridine. Exp. Cell Res., 1963, v. 30, Ho. 1, p. 208-217.

144. Sparvoli E., Gay H. Linear heterogenecity of Bellevalia mitotic chromosomes as evidenced by sister chromatid exchanges. -Chromosomes Today, 1974, v. 4, p. 101-116.

145. Stetka D.G. Further analysis of replication bypass model for sister chromatid exchange. Hum. Genet., 1979, v. 49, Ho. 1, p. 63-79.

146. Stetka D.G., Carrano A.V. The interaction of Hoechst 33258 and BrdU substituted DHA in the formation of sister chromatid exchanges. Chromosoma, 1977, v. 63, Ho. 1, p. 21-31.

147. Stetka D.G., Minkler J., Carrano A.V. Induction of long-lived chromosome damage as manifested by sister-chromatid exchanges, in lymphocytes of animals, exposed to mitomycin-C. Mutat. Res., 1978, v. 51, Ho. 3, p. 383-396.

148. Stetka D.G., Wolff S. Sister chromatid exchanges as an assay- 121 for genetic damage induced by mutagen-carcinogens. I. In vivo test for compounds requiring metabolic activation. Mutat. Res., 1976, v. 41, No. 2-3, p. 333-342.

149. Sutou S. Spontaneous sister-chromatid exchanges in Chinese humster cells in vivo and in vitro. Mutat. Res., 1981, v. 82, No. 2, p. 331-341.

150. Szybalski W. X-ray sensitization by halopyrimidines. Cancer Chemother. Rep., Part 1, 1974, v. 58, No. 4, p. 539-557.

151. Takayama S., Sakanishi S. Differential Giemsa staining of sister chromatides after extraction with acids. Chromosoma, 1977, v. 64, No. 2, p. 109-115.

152. Takayama S., Sakanishi S. Reverse pattern in differential Giemsa staining of sister chromatids. Japan J. Genet., 1978, v. 53, No. 2, p. 111-116.

153. Takayama S., Sakanishi S. Sister chromatid differential staining in Na2HP0^-Giemsa solution and the mechanism involved. -Chromosoma, 1979, v. 75, No. 1, p. 37-44.

154. Takehisa S., Wolff S. The induction of sister-chromatid exchanges in Chinese hamster overy cells by prolonged exposure to 2-acetylaminofluorene and S-9 mix. Mutat. Res., 1978, v. 58, No. 1, p. 103-106.

155. Taylor J.H. Sister chromatid exchanges in tritium labeled chromosomes. Genetics, 1958, v. 43, No. 4, p. 515-529.

156. Taylor J.H., Woods P.S., Hughes W.b. The organisation and duplication of chromosomes as revealed by autoradiographic studies using tritium-labelled thymidine. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 1957, v. 43, No. 1, p. 122-128.

157. Tice R., Chaillet J., Schneider E.L. Evidence derived from sister chromatid exchanges of restricted rejoining of chromatid subunits. Nature, 1975, v. 256, No.5519, p. 642-644.

158. Tremp J. Chromosome aberrations and cell survival in irradia- 122 ted mammalian cells. Radiat. Res., 1981, v. 85, Ho. 3, p. 554-566.

159. Тут R., Todd P.W. The sensitization by iododeoxyuridine of cultured human cells to the lethal effect of X-rays and heavy ions. Int. J. Radiat. Biol., 1964, v. 8, Ho. 6, p. 589-604.

160. Ved Brat S., Verma R.S., Dosic H. Sister chromatid differentiation and isolabeling. Hum. Genet., 1981, v. 56, Ho. 3, p. 305-308.

161. Vogel W., Bauknecht T. Differential chromatid staining by in vivo treatment as a mutagenicity test system. Hature, 1976, v. 260, Ho. 5335, p. 448-449.

162. Walen K.H. Spatial relationships in the replication of chromosomal DHA. Genetics, 1965, v. 51, Ho. 6, p. 915-929.

163. Watson J.D., Crick P.H.C. A structure for deoxyribose nucleic acid. Hature, 1953, v. 171, Ho. 4356, p. 737-738.

164. Wienberg J. BrdU-Giemsa technique for the differentiation of sister chromatids in somatic cells of Drosophila melanogaster. Mutat. Res., 1977, v. 44, Ho. 2, p. 283-286.

165. Wolff S. Are sister chromatid exchanges sister strand crossovers or radiation-induced exchanges? Mutat. Res., 1964, v. 1, Ho. 4, p. 337-343.

166. Wolff S. Strandedness of chromosomes. Int. Rev. Cytol., 1969, v. 25, p. 279-296.

167. Wolff S., Bodycote J., Painter R.B. Sister chromatid exchanges induced in Chinese hamster cells by UV irradiation of different stages of the cell cycle: the necessity for cells to pass through S. Mutat. Res., 1974, v. 25, Ho. 1, p. 7381.

168. Y/olff S., Bodycote J., Rodin B. Chromosomal isolabelling caused by three rounds of synthesis in late replicating regions. Chromosoma, 1978, v. 69, Ho. 2, p. 179-183.

169. Wolff S., Fitjtman H. X-ray sensitization of chromatids with unifilary and bifilary substituted DHA. Mutat. Res., 1981, v. 80, Ho. 1, p. 133-140.

170. Wolff S., Lindsley D.L., Peacock W.J. Cytological evidence for switches in polarity of chromosomal DHA. Proc. Hatl. Acad. Sci. U.S.A., 1976, v. 73, Ho. 3, p. 877-881.

171. Wolff S., Perry P. Differential Giemsa staining of sister chromatids and the study of sister chromatid exchanges without autoradiography. Chromosoma, 1974, v. 48, Ho. 4, p.341-353.

172. Wolff S., Perry P. Insights on chromosome structure from sister chromatid exchange ratios and lack of both isolabelling and heterolabelling as determined by the PPG technique. -Exp. Cell Res., 1975, v. 93, Ho. 1, p. 23-30.

173. Wolff S., Rodin В., Cleaver J.E. Sister chromatid exchanges induced by mutagenic carcinogens in normal and xeroderma pigmentosum cells. Hature, 1977, v. 265, Ho. 5592, p. 347

174. Zakharov A.P., Egolina N.A. Differential spiralization along mammalian mitotic chromosomes. I. BUdR-revealed differentiation in Chinese hamster chromosomes. Chromosoma, 1972, v.38, No. 4, p. 341-365.