Участие НАДФН-оксидазы плазмалеммы в генерации супероксид-анион радикала в апопласте тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.05, кандидат биологических наук Пиотровский, Михаил Сергеевич

• Пиотровский, Михаил Сергеевич
• кандидат биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Пиотровский, Михаил Сергеевич

Введение.

Цель и задачи исследования.

Глава 1. Обзор литературы.

1.1. Активные формы кислорода: образование, структура, свойства.

1.2. Редокс-регуляция и передача АФК-сигнала.

1.2.1 Обратимое окисление цистеиновых остатков белков как мишень редокс-регуляции.

1.2.2. Факторы транскрипции и АФК.

1.2.3 МАПК-каскад и передача АФК-сигнала.

1.2.4. ^/«-мутант АгаЫс1ор818 и специфичность АФК-сигнала.

1.3- АФК и экспрессия генов.

1.4. Локализация АФК-генерирующих систем.

1.4.1 Хлоропласта.

1.4.2 Митохондрии.

1.4.3 Пероксисомы.

1.4.4. Апопласт.

1.5. НАДФН-оксидаза растений.

1.5.1 Ж)Х-белки: структура и работа каталитического сайта.

1.5.2 Гены ЯЬок Ж)Х-семейства.

1.5.3. Регуляция активности НАДФН-оксидазы растений.

1.6. Физиологическое значение НАДФН-оксидазы растений.

1.6.1. Рост и развитие растений.

1.6.2. Абиотический стресс.

1.6.3. Замыкающие клетки устьица и АБК-сигналинг.

1.6.4. Патогенез и симбиоз.

Глава 2. Объекты и методы исследования.

2.1. Выращивание растений.

2.2. Получение плазмалеммы.

2.3. Определение активности маркерных ферментов.

2.4. Определение содержания белка.

2.5. Оценка супероксид-продуцирующей активности плазмалеммы.

2.6. Оценка пероксидазной активности в растворе по измерению интенсивности флуоресценции родамина 123.

2.7. Определение зон образования АФК в корнях этиолированных проростков кукурузы.

2.8. Кинетика образования перекиси водорода в апопласте при снижении температуры культивирования суспензии клеток с применением дигидрородамина 123.

2.9. Флуоресцентная микроскопия клеток.

2.10. Денатурирующий электрофорез мембранных белков в ПААГ.

2.11. Нативный электрофорез высокого разрешения.

2.12. Окрашивание гелей.

2.13. Определение активности супероксид-продуцирующих ферментов в полиакриламидном геле после ренатурации белков с нитросиним тетразолием.

2.14. Определение пероксидазной активности в ПААГ.

2.15. Вестерн-блот анализ.

2.16 Определение содержания перекиси водорода в тканях проростков.

Глава 3 Результаты и обсуждение.

3.1. Изменение содержания Н202 в тканях проростков после снижения температуры выращивания.

3.2. НАДФН-оксидазная активность в апопласте проростков кукурузы.

3.3. Продукция АФК клетками суспензионной культуры АгаЫс1орз13 МаНапа.

3.4. Супероксид-продуцирующая активность плазмалеммы.

3.5. Идентификация НАДФН-оксидазы среди белков плазмалеммы с супероксид-продуцирущей активностью.

3.6. Значение белок-белковых взаимодействий для активности

НАДФН-оксидазы плазмалеммы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Участие НАДФН-оксидазы плазмалеммы в генерации супероксид-анион радикала в апопласте»

Согласно исследованиям последних лет функции активных форм кислорода (АФК) в физиологических процессах растительной клетки являются более разнообразными и важными, чем предполагалось (Dat et al., 2000; Apel and Hirt, 2004). Если ранее считали, что эти молекулы оказывают деструктивное действие на белки, липиды, ДНК (Moller et al., 2007), являются важным элементом в реализации фитоиммунитета (Bindschedler et al, 2006), а также выполняют субстратную роль в синтезе лигнина и суберина (Bernards et al., 2004), то в последнее время все более подтверждается их значение как регуляторов роста и развития растений (Foreman et al., 2003; Tsukagoshi et al., 2010) и модуляторов внутриклеточных процессов сигналинга (Miller et al., 2008; Pitzschke and Hirt, 2009). Известно, что в растительной клетке АФК образуются в хлоропластах, митохондриях, пероксисомах и апопласте. Значение апопласта в жизни клетки достаточно велико. Именно апопласт является компартментом, в котором локализованы первичные сенсоры стрессовых сигналов, работает механизм их декодирования и передачи декодированного сигнала на белки-регуляторы, через апопласт транспортируются потоки воды, ионов и других веществ, определяя в значительной степени внутреннюю среду цитозоля (Miller et al., 2010). Уровень АФК в апопласте зависит от активности ряда ферментов, таких как аминооксидазы (Angellini et al., 2008), оксалатоксидазы (Galiskan and Cuming, 1998) и пероксидазы III типа (Bolwell et al., 2002; Kawano, 2003) - секретируемые белки, а также интегрального белка плазмалеммы - НАДФН-оксидазы (Torres and Dangl, 2005). Биохимическая функция НАДФН-оксидазы состоит в катализе реакции образования 02 путем переноса электрона от НАДФН на 02 (Vignas, 2002). Образующийся 02~ в результате реакции дисмутации с участием супероксиддисмутазы или самопроизвольно переходит в более долгоживущую форму АФК - Н202. Согласно молекулярно-генетическим исследованиям НАДФН-оксидазы растений имеют гомологию с каталитической субъединицей gp91phox фагоцитов и принадлежат к NOX-семейству белков (Sagi and Fluhr, 2006; Kawahara et al., 2007). В оптимальных условиях существования растений стационарная концентрация АФК поддерживается на достаточно низком уровне. При возникновении температурного или других типов неблагоприятных воздействий образование АФК резко возрастает, что индуцирует окислительный стресс и активирует защитные реакции организма (Miller et al., 2008). Какие изменения в структуре и активности НАДФН-оксидазы плазмалеммы происходят при этом пока не исследовано, однако о наличии ответной реакции на изменение температурного режима свидетельствует ряд фактов. Например, показано, что трансгенные растения Arabidopsis по генам rboh более чувствительны к температуре, чем дикий тип (Larkindale et al., 2005). Кроме того, обнаружено участие продукта гена rbohD в дистанционной передаче информации о содержании АФК по растению в ответ на изменение температуры или других факторов (Miller et al, 2009). Исходя из данных о молекулярных характеристиках и физиологических эффектах, можно предполагать, что НАДФН-оксидаза плазмалеммы является наиболее вероятным претендентом на роль участника системы клеточного сигналинга среди других АФК-производящих ферментов в апопласте. Одним из экспериментальных подходов для доказательства этой роли может быть исследование особенностей активации этого фермента при изменении температуры выращивания растений, что и было предпринято в настоящей работе.

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ

Цель настоящей работы состояла в исследовании свойств и активности НАДФН-оксидазы плазмалеммы как источника образования АФК в апопласте клеток растений при изменении условий роста. Для достижения поставленной цели решали следующие задачи:

1) Оценить и охарактеризовать супероксид-продуцирующую НАДФН-оксидазную активность плазмалеммы, изолированной из этиолированных проростков кукурузы;

2) Определить динамику образования перекиси водорода в проростках после снижения температуры выращивания от 25 до 6°С;

3) На системах разного уровня сложности (плазмалемма, клетки, проростки) исследовать активность НАДФН-оксидазы в зависимости от аналогичных изменений температуры выращивания;

4) В белковом спектре плазмалеммы выявить белки, обладающие супероксид-продуцирующей активностью, и идентифицировать среди них вестерн-блот анализом белки 1ЧОХ-семейства.

5) С помощью нативного электрофореза высокого разрешения (ЪгОЧ-РАОЕ) выяснить необходимость белок-белковых взаимодействий для проявления активности НАДФН-оксидазы.

6) Путем сопоставления молекулярных масс белковых комплексов плазмалеммы с супероксид-продуцирующей и пероксидазной активностями проверить возможность их локализации в одном и том же мембранном комплексе.

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Пиотровский, Михаил Сергеевич

выводы

1. Снижение температуры выращивания проростков кукурузы от 25 до 6°С приводило к кратковременному, в течение 2-3 ч, увеличению содержания перекиси водорода в тканях с последующим восстановлением ее исходного уровня через 24 ч.

2. Изменение ДФИ-зависимой продукции перекиси водорода в апопласте культивируемых клеток арабидопсиса в ответ на снижение температуры также носило транзиторный характер.

3. НАДФН-оксидазная активность изолированной плазмалеммы увеличивалась относительно исходного уровня в первые часы снижения температуры и понижалась при дальнейшем охлаждении проростков.

4. Транзиторный характер изменений содержания АФК в проростках, в апопласте культивируемых клеток и супероксид-продуцирующей активности плазмалеммы при изменении температуры выращивания свидетельствуют о возможности участия НАДФН-оксидазы в системе реакций клеточного сигналинга.

5. Сопоставление молекулярных масс белков с ДФИ-ингибируемой супероксид-продуцирующей активностью в геле и результатов иммунодетекции после денатурирующего электрофореза выявило присутствие в плазмалемме побегов и корней проростков двух белков ЫОХ-семейства, из которых лишь один проявлял НАДФН-оксидазную активность.

6. В результате нативного электрофореза высокого разрешения в плазмалемме выявлен белковый комплекс с кажущейся молекулярной массой около 700 кД, который содержал НАДФН-оксидазу, обладал ДФИ-ингибируемой супероксид-продуцирующей, но не пероксидазной активностью.

7. Несовпадение молекулярных масс белковых комплексов плазмалеммы с пероксидазной и супероксид-продуцирующей активностями указывает, скорее всего, на отсутствие пероксидазы в ближайшем окружении НАДФН-оксидазы, но не исключает возможности их функционального взаимодействия через пул перекиси водорода.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Стационарные концентрации АФК в клетках растений по сравнению с животными существенно выше (Queval et al., 2008), при этом растения обладают значительной устойчивостью к этим молекулам (Halliwell, 2006). Одной из причин такой устойчивости является развитость сети антиоксидантных ферментов и метаболитов, участвующих в поддержании АФК-гомеостаза (Mittler et al., 2004). Повышение концентрации АФК, с которой не справляется система антиоксидантной защиты, способно нанести вред как отдельным биомолекулам, так и клеточным структурам. С другой стороны, колебание концентрации АФК в достаточно узком диапазоне обеспечивает функционирование работы систем регулирования клеточных процессов, таких как апикальный рост (Foreman et al., 2003), переход от деления к дифференцировке (Tsukagoshi et al., 2010), работа устьиц (Kwak et al., 2003), ионный гомеостаз (Ma et al., 2012). Очевидно, что мишени, способные подвергаться регулированию АФК, должны иметь свой определенный уровень сродства к этим молекулам. Это предполагает, что для осуществления регулирующей роли АФК важен не обобществленный пул АФК в растении, а их локальные концентрации в определенных клеточных компартментах. Одним из таких компартментов с высокой концентрацией АФК является внеклеточный матрикс - апопласт, где работают АФК-генерирующие ферменты.

Для образования АФК с участием секретируемых ферментов, таких как оксалатоксидазы, аминооксидазы и пероксидазы, в апопласт должны поступать и их субстраты, которые транспортируются через плазматическую мембрану с участием переносчиков. В этом отношении НАДФН-оксидаза редко испытывает дефицит субстрата - НАДФН, поскольку он образуется в цитозоле в восстановительном пентозофосфатном цикле и акцептируется с цитоплазматической стороны плазмалеммы.

При функциональной идентификации НАДФН-оксидазы в изолированной плазмалемме существует проблема корректной оценки ее активности по причине существования интегрированных и ассоциированных с этой мембраной оксидаз, для которых восстанавливающие субстраты в условиях эксперимента становятся одинаково доступными. Нами было показано, что такая часть супероксид-продуцирующих активностей плазмалеммы, не имеющих отношения к НАДФН-оксидазе, может составлять около 30 %, что подтверждается ингибированием ДФИ, который полностью не блокировал образование 02~ в присутствии НАДФН (рис. 11).

Конститутивная активность (рис. 15) отличает НАДФН-оксидазу плазмалеммы растений от оксидазы фагоцитов, активация которой требует ассоциации мембранных субъединиц gp91phox и р22р1юх с цитоплазматическими белками (У1§па1з, 2002). Однако выявление нами НАДФН-оксидазы в одном из высокомолекулярных комплексах плазмалеммы с максимальной супероксид-продуцирующей активностью (рис. 17), может указывать на необходимость контакта этого фермента с белками, регулирующими его активность. Кроме того, не исключено, что такой высокомолекулярный комплекс может содержать белки, которые являются мишенями регуляции самой НАДФН-оксидазой.

Скорость продукции 02~ плазмалеммой в присутствии НАДФН не была одинаковой, а менялась по принципу транзиторности в зависимости от времени пребывания проростков на низкой температуре (рис. 14). Такая динамика изменений может быть показателем того, что повышение уровня вырабатываемого НАДФН-оксидазой супероксида обусловлено необходимостью инициации запуска каскада регуляторных реакций, в которых АФК играют роль сигнальных молекул. Спад в образовании 02" после 24 ч охлаждения можно рассматривать как свидетельство того, что потребность в них отпала, так как цепь регуляторных реакций приведена в действие.

Очевидно, что НАДФН-оксидаза не может непосредственно воспринимать сигнал об изменении окружающей температуры, поскольку таким сенсором, скорее всего, является липидный бислой мембран, который изменяет свое фазовое состояние путем повышения или снижения вязкости (Hasel, 1995), вследствие чего изменяется активность мембранных белков, чувствительных к таким изменениям. Как показано в ряде работ, к такому типу белков относятся Ca -каналы (Demidchik et al., 2003; Mori and Schroeder, 2004; Kurusu et al., 2012). Их активация способствует входу ионов Са2+ внутрь клетки, которые связываясь с Са2+-связывающими сайтами НАДФН-оксидазы, приводят ее в активное состояние. Таким образом, предполагается, что активация фермента является опосредованной.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Пиотровский, Михаил Сергеевич, 2012 год

1. Смирнова А.В., Матвеева Н.П., Полесская О.Г., Ермаков И.П. (2009) Образование активных форм кислорода при прорастании пыльцевого зерна. Онтогенез. 40, 425-435.

2. Alvarez М.Е., Pennell R.I., Meijer P.-J., Ishikawa A., Dixon R.A, Lamb C.1998) Reactive oxygen intermediates mediate a systemic signal network in the establishment of plant immunity. Cell, 93, 773-784.

3. Angelini R., Tisi A., Rea G., Chen M.M., Botta M., Federico R., Cona A.2008) Involvement of polyamine oxidase in wound healing. Plant Physiol., 146, 162-177.

4. Apel K., Hirt H. (2004) Reactive Oxygen Species: Metabolism, Oxidative Stress, and Signal Transduction. Plant Biol., 55, 373-99.

5. Aro E., Suorsa M., Rokka A., Allahverdiyeva Y., Paakkarinen V., Saleem A., Battchikova N, Rintamaki E. (2005) Dynamics of photosystem II: a proteomic approach to thylakoid protein complexes. J. Exp. Bot., 56, 347-356.

6. Asada K. (1999) The water-water cycle in chloroplasts: scavenging of active oxygen's and dissipation of excess photons. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol Biol., 50, 601-639.

7. Asai S., Yoshioka H. (2009) Nitric oxide as a partner of reactive oxygen species participates in disease resistance to necrotrophic pathogen Botrytis cinerea in Nicotiana benthamiana. Mol. Plant Microbe Interact., 22, 619-629.

8. D'Autreaux B., Toledano M.B. (2007) ROS as signaling molecules: mechanisms that generate specificity in ROS homeostasis. Nat. Rev., 8, 813-824.

9. Bader N. and Grune T. (2006) Protein oxidation and proteolysis. Biol. Chem., 387, 1351-1355.

10. Bechtold U., Richard O., Zamboni A. (2008) Impact of chloroplastic- and extracellular-sourced ROS on high light-responsive gene expression in Arabidopsis. J. Exp. Bot., 59, 121-133.

11. Bedard K., Krause K.H. (2007) The NOX family of ROS-generating NADPH oxidases: physiology and pathophysiology. Physiol. Rev., 87, 245-313.

12. Berglund G., Carlsson G., Smith A., Szoke H., Henriksen A., Hajdu J. (2002) The catalytic pathway of horseradish peroxidase at high resolution. Nature, 417, 463-468.

13. Bernards M.A., Summerhurst D.K., Razem F.A. (2004) Oxidases, peroxidases and hydrogen peroxide: the suberin connection. Phytochem. Rev., 3, 113-126.

14. Bienert G.P., Moller A.L., Kristiansen K.A., Schulz A., Moller I.M., Schjoerring J.K., Jahn T.P. (2007) Specific aquaporins facilitate the diffusion of hydrogen peroxide across membranes. J. Biol Chem., 282, 1183-1192.

15. Bolwell G.P., Bindschedler L.V., Blee K.A., Butt V.S., Davies D.R., Gardner S.L., Gerrish C., Minibayeva, F. (2002) The apoplastic oxidative burst in response to biotic stress in plants: a three component system. J. Exp. Bot., 53, 1367-1376.

16. Bowler C., Fluhr R. (2000) The role of calcium and activated oxygens as signals for controlling cross-tolerance. Trends Plant Sci., 5, 241-245.

17. Bradford M. (1976) Rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem., 72, 248-254.

18. Brand M.D., Affourtit., Esteves T.C., Green K., Lambert A.J.,Miwa S., Pakay J.L., Parker N. (2004) Mitochondrial superoxide production, logical effects, and activation of uncoupling proteins. Free Radical. Biol. Med., 37, 755-767.

19. Brennan T., Frenkel C. (1977) Involvement of hydrogen peroxide in the regulation of senescence in pear. Plant Physiol., 59, 411-416.

20. Brownleader M.D., Hopkins J., Mobasheri A., Dey P.M., Jackson P., Trevan

21. M. (2000) Role of extension peroxidase in tomato (Lycopersicon esculentum Mill.) seedling growth. Planta, 210, 668-676.

22. Caliskan M., Cuming A.C. (1998) Spatial specificity of H202-generating oxalate oxidase gene expression during wheat embryo germination. Plant J., 15, 165-171.

23. Charity T. Aiken C.T., Kaake R.M., Wang X., and Huang L. (2011) Oxidative Stress-Mediated Regulation of Proteasome Complexes. Mol. Cell. Proteomics, 10, 10.1074/mcp.Rl 10.006924, 1-11.

24. Coelho S.M., Brownlee C., Bothwell J. (2008) A tip-high, Ca2+-interdependent, reactive oxygen species gradient is associated with polarized growth in Fucus serratus zygotes. Planta, 227, 1037-1046.

25. Cona A., Rea G., Angelini R., Federico R., Tavladoraki P. (2006) Functions of amine oxidases in plant development and defense. Trends Plant Sci., 11, 80-88.

26. Corpas F.J., Barroso J.B., Del Rio L.A. (2001) Peroxisomes as a source of reactive oxygen species and nitric oxide signal molecules in plant cells. Trends Plant Sci., 6,145-150.

27. Cosio C., Dunand C. (2009) Specific functions of individual class III peroxidase genes. J. Exp. Bot., 60, 391-408.

28. Cross A.R., Segal A.W. (2004) The NADPH oxidase of professional phagocytes prototype of the NOX electron transport chain systems. Biochim. Biophys. Acta, 1657, 1-22.

29. Cross A.R., Jones O.T.G. (1986) The effect of the inhibitor diphenylene iodonium on the superoxide-generating system of neutrophils. Specific labeling of a component polypeptide of the oxidase. Biochem. J., 237, 111-116.

30. Dat J., Vandenabeele S., Vranova E., Van Montagu M., Inze D., Van Breusegen F. (2000) Dual action of the active oxygen species during plant stress responses. Cell Mol. Life Sci., 57, 779-795.

31. Davletova S., Rizhsky L., Liang H.J., Zhong S.Q., Oliver D.J., Coutu J., Shulaev V., Schlauch K., Mittler R. (2005) Cytosolic ascorbate peroxidase-1 is a central component of the reactive oxygen gene network of Arabidopsis. Plant Cell, 17, 268-281.

32. DellaPenna D., Pogson B.J. (2006) Vitamin synthesis in plants: tocopherols and carotenoids. Annu. Rev. Plant Biol., 57, 711-738.

33. Del Rio L.A, Corpas F.J, Sandalio L.M, Palma J.M, Gomez M, Barroso J.B.2002) Reactive oxygen species, antioxidant systems and nitric oxide in peroxisomes. J. Exp. Bot., 53, 1255-1272.

34. Del Rio L.A., Sandalio L.M., Corpas F.J., Barroso J.B. (2006) Reactive oxygen species and reactive nitrogen species in peroxisomes. Production, scavenging, and role in cell signaling. Plant Physiol., 141, 330-335.

35. Demidchik V., Shabala S.N., Coutts K.B., Tester M.A., Davies J.M. (2003) Free oxygen radicals regulate plasma membrane Ca and K -permeable channels in plant root cells. J. Cell Sci., 116, 81-88.

36. Desikan R., Mackerness S.A.-H., Hancock J.T., Neill S.J. (2001) Regulation of the Arabidopsis transcriptome by oxidative stress. Plant Physiol., 127, 159-172.

37. Dismukes G.C., Klimov V.V., Baranov S.V., Kozlov Y.N., DasGupta J., Tyryshkin A. (2001) The origin of atmospheric oxygen on Earth: the innovation of oxygenic photosynthesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 2170-2175.

38. Dowdle J., Ishikawa T., Gatzek S., Rolinski S., Smirnoff N. (2007) Two genes in Arabidopsis thaliana encoding GDP-l-galactose phosphorylase are required for ascorbate biosynthesis and seedling viability. Plant J., 52, 673-689.

39. Dunand C., Crevecoeur M., Penel C. (2007) Distribution of superoxide and peroxide in Arabidopsis root and their influence on root development: possible interaction with peroxidases. New Phytol., 174, 332-341.

40. Epple P., Mack A.A., Morris V., Dangl J.L. (2003). Antagonistic control of oxidative stress-induced cell death in Arabidopsis by two related, plant specific zinc finger proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 100, 6831-6836.

41. Fedoroff N. (2006) Redox regulatory mechanisms in cellular stress responses. Ann. Bot., 98, 289-300.

42. Fluhr R. (2009) Reactive oxygen-generating NADPH oxidases in plants. In: Reactive Oxygen Species in Plant Signaling. Signaling and Communication in Plants, Del Rio L.A. and Puppo A. (eds), Berlin, Heidelberg: Springer-Verlag., pp 1-24.

43. Fobert P.R., Despres C. (2005) Redox control of systemic acquired resistance. Curr. Opin. Plant Biol., 8, 378-382.

44. Foreman J., Demidchik V., Bothwell J.N., Mylona P., Miedema H., Torres M.A., Linstead P., Costa S., Brownlee C., Jones J.D., Davies J.M., Dolan L.2003) Reactive oxygen species produced by NADPH oxidase regulate plant cell growth. Nature, 422, 442-446.

45. Foyer C., Noctor G. (2005) Oxidant, antioxidant signalling in plants: a reevaluation of the concept of oxidative stress in a physiological context. Plant Cell Environ., 28, 1056-1071.

46. Foyer C.H., Noctor G. (2009) Redox regulation in photosynthetic organisms: signaling, acclimation, and practical implications. Antioxid. Redox Signal, 11, 861906.

47. Fukamatsu Y., Yabe N., Hasunuma K. (2003) Arabidopsis NDK1 is a component of ROS signaling by interacting with three catalases. Plant Cell Physiol., 44, 982-989.

48. Fry S.C. (2004) Oxidative coupling of tyrosine and ferulic acid residues: intra-and extra-protoplasmic occurrence, predominance of trimers and larger products, and possible role in inter-polymeric cross-linking. Phytochem. Rev., 3, 97-111.

49. Fujii H., Chinnusamy V., Rodrigues A., Rubio S., Antoni R., Park S.Y., Cutler S.R., Sheen J., Rodriguez P.L., Zhu J.K. (2009) In vitro reconstitution of an abscisic acid signalling pathway. Nature, 462, 660-664.

50. Grant J.J., Loake G.J. (2000) Role of reactive oxygen intermediates and cognate redox signaling in disease resistance. Plant Physiol., 124, 21-30.

51. Gu Y., Wang Z., Yang Z. (2004) ROP/RAC GTPase: an old new master regulator for plant signaling .Curr. Opin. Plant Biol., 7, 527-536.

52. Grennan A.K. (2007) Lipid rafts in plants. Plant Physiol., 143, 1083-1085.

53. Halliwell B. (2006) Reactive species and antioxidants. Redox biology is a fundamental theme of aerobic life. Plant Physiol., 141, 312-322.

54. Hazel J.R. (1995) Thermal adaptation in biological membranes: is homeoviscous adaptation the explanation? Annu. Rev. Physiol., 57, 19-42.

55. Henderson L. M., Chappell J. B., JonesT. G. (1993) Dihydrorhodamine 123: a fluorescent probe for superoxide generation? Eur. J. Biochem., 217, 973-980.

56. Heyno E., Mary V., Schopfer P., Krieger-Liszkay A. (2011) Oxygen activation at the plasma membrane: relation between superoxide and hydroxy 1 radical production by isolated membranes. Planta, 234, 35-45.

57. Hideg E., Barta C., Kalai T., Vass I., Hideg K., Asada K. (2002) Detection of singlet oxygen and superoxide with fluorescent sensors in leaves under stress by photoinhibition or UV radiation. Plant Cell Physiol, 43, 1154-1164.

58. Hu X., Jiang M., Zhang J. (2007) Calcium-calmodulin is required for abscisic acid-induced antioxidant defense and functions both upstream and downstream of of H2O2 production in leaves of maize (Zea mays) plants. New Phytol, 173, 27-38.

59. Jiang M., Zhang J. (2002) Involvement of plasma-membrane NADPH oxidase in abscisic acid- and water stress-induced antioxidant defense in leaves of maize seedlings. Planta, 215, 1022-1030.

60. Jakob, B. and Heber, U. (1996) Photoproduction and detoxification of hydroxyl radicals in chloroplasts and leaves and relation to photoinactivation of photosystem I and II. Plant Cell Physiol., 37, 629-635.

61. Jaleel C.A., Riadh K., Gopi R. (2009) Antioxidant defense responses: physiological plasticity in higher plants under abiotic constraints. Acta Physiol. Plant., 31, 427-436.

62. Jaspers P., Kangasjarvi J. (2010) Reactive oxygen species in abiotic stress signaling. Physiol. Plantarum, 138, 405-413.

63. Johansson F., Olbe M., Sommarin M., Larsson C. (1995) Brij 58, a polyoxyethylene acyl ether, creates membrane vesicles of uniform sidedness. Anew tool to obtain inside-out (cytoplasmic side-out) plasma membrane vesicles. Plant J., 7, 165-173.

64. Kaminaka H., Nake C., Epple E., Dittgen J., Schütze K., Chaban C., Holt B.F., Merkle T., Schafer E., Harter K., Dangl J.L. (2006) bZIPlO-LSDl antagonism modulates basal defense and cell death in Arabidopsis following infection. EMBOJ., 25, 4400-4411.

65. Kawahara T., Quinn M.T., Lambeth J.D. (2007) Molecular evolution of the reactive oxygen-generating NADPH oxidase (Nox/Duox) family of enzymes. BMCEvol. Biol., 7, 109.

66. Kawano T. (2003) Roles of the reactive oxygen species-generating peroxidase reactions in plant defense and growth induction. Plant and Cell Rep., 21, 829-837.

67. Kawasaki T., Henmi K., Ono E., Hatakeyama S., Iwano M., Satoh H., Shimamoto K. (1999) The small GTP-binding protein Rae is a regulator of cell death in plants. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 96, 10922-10926.

68. Kehrer J.P. (2000) The Haber-Weiss reaction and mechanisms of toxicity. Toxicology, 149, 43-50.

69. Kiddle G., Pastori G.M., Bernard S. (2003) Effects of leaf ascorbate on defense and photosynthesis gene expression in Arabidopsis thaliana. Antioxid. Redox Signal., 5, 23-32.

70. Kobayashi M., Kawakita K., Maeshima M., Doke N., Yoshioka H. (2006) Subcellular localization of Strboh proteins and NADPH-dependent 02 "-generating activity in potato tuber tissues. J Exp. Bot., 57, 1373-1379.

71. Kobayashi M., Ohura I., Kawakita K., Yokota N., Fujiwara M., Shimamoto K., Doke N., Yoshioka H. (2007) Calcium-dependent protein kinases regulate the production of reactive oxygen species by potato NADPH oxidase. Plant Cell, 19, 1065-1080.

72. Kovtun Y., Chiu W-L., Tena G., Sheen J. (2000) Functional analysis of oxidative stress-activated mitogen-activated protein kinase cascade in plants. Proc Natl Acad Sci. USA, 97, 2940-2945.

73. Kumar G.N.M., Iyer S., Knowles N.R. (2007) StrbohA homologue of NADPH oxidase regulates wound-induced oxidative burst and facilitates wound-healing in potato tubers. Planta, 227, 25-36.

74. Kurusu T., Nishikawa D., Yamazaki Y., Gotoh M., Nakano M., Hamada H., Yamanaka T., Iida K., Nakagawa Y., Saji H., Shinozaki K., Iida H., Kuchitsu

75. K. (2012) Plasma membrane protein OsMCAl is involved in regulation of hypo-osmotic shock-induced Ca influx and modulates generation of reactive oxygen species in cultured rice cells. BMC Plant Biology, 12, 11 (doi:10.1186/1471-2229-12-11).

76. Kwak J.M., Mori I.C., Pei Z.M., Leonhardt N., Torres M.A., Dangl J.L., Bloom R.E., Bodde S., Jones J.D., Schroeder J.I. (2003) NADPH oxidase AtrbohD and AtrbohF Genes Function in ROS-Dependent ABA Signalling in Arabidopsis. EMBOJ., 22, 2623-2633.

77. Laemmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during assembly of head of bacteriophage T4. Nature, 221, 680-685.

78. Laloi C., Przybyla D., Apel K. (2006) A genetic approach towards elucidating the biological activity of different reactive oxygen species in Arabidopsis thaliana. J. Exp. Bot., 57, 1719-1724.

79. Lamb C., Dixon R.A. (1997) The Oxidative Burst in Plant Disease Resistance. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 48, 251-275.

80. Langebartels C., Wohlgemuth H., Kschieschan S., Grun S., Sandermann H.2002) Oxidative burst and cell death in ozone-exposed plants. Plant Physiol. Biochem. 40, 567-575.

81. Larkindale J., Hall J.D., Knight M.R., Vierling E. (2005) Heat stress phenotypes of Arabidopsis mutants implicate multiple signaling pathways in the acquisition of thermotolerance. Plant Physiol., 138, 882-897.

82. Larsson C., Sommarin M., Widell S. (1994) Isolation of highly purified plant plasma membranes and separation of inside-out and right-side out vesicles. Meth. Enzymol., 228, 451-469.

83. Laurenzi M., Tipping A.J., Marcus S.E., Knox J.P., Federico R., Angelini R., McPherson M.J. (2001) Analysis of the distribution of copper amine oxidase in cell walls of legume seedlings. Planta, 214, 37-45.

84. Lee K.P., Kim C., Landgraf K., Apel K. (2007) EXECUTER1- and EXECUTER2-dependent transfer of stress-related signals from the plastid to the nucleus of Arabidopsis thaliana. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 104, 10270-10275.

85. Lin F., Zhang Y., Jiang M. (2009) Alternative splicing and differential expression of two transcripts of nicotine adenine dinucleotide phosphate oxidase B gene from Zea mays. J. Integr. Plant Biol., 51, 287-298.

86. Liu P., Li R.-L., Zhang L., Wang Q.-L., Niehaus K., Baluska F., Samay J., and Lin J.-X. (2009) Lipid microdomain polarization is required for NADPH oxidase-dependent ROS signaling in Picea meyeri pollen tube tip growth. Plant J., 60, 303-313.

87. Liszkay A., van der Zalm E., Schopfer P. (2004) Production of reactive oxygen intermediates (02H202, and OH) by maize roots and their role in wall loosening and elongation growth. Plant Physiol, 136, 3114-3123.

88. Luthje S., Hopff D., Schmitt A.K., ,Meisrimler C.-N., Menckhoff L. (2009) Hunting for low abundant redox proteins in plant plasma membranes. J. Proteomics, 72, 475-483.

89. Ma L., Zhang H., Sun L., Jiao Y., Zhang G., Miao C., Hao F. (2012) NADPH oxidase AtrbohD and AtrbohF function in ROS-dependent regulation of Na+/K+ homeostasis in Arabidopsis under saly stress. J. Exp. Bot., 63, 305-317.

90. Mackerness S., John C.F., Jordan B., Thomas B. (2001) Early signaling components in ultraviolet-B responses: distinct role for different reactive oxygen species and nitric oxide. FEBSLett., 489, 237-242.

91. Mahalingam R., Fedoroff N. (2003) Stress response, cell death and signaling: many faces of reactive oxygen species. Physiol Plantarum, 119, 56-68.

92. Marino D., Andrio E., Danchin E.G., Oger E., Gucciardo S., Lambert A., Puppo A., Pauly N: A (2011) Medicago truncatula NADPH oxidase is involved in symbiotic nodule functioning. New Phytol., 189,580-592.

93. Marino D., Dunand C., Puppo A., Pauly M. (2012) A burst of plant NADPH oxidases. Trends Plant Sci., 17, 9-15.

94. Martinsuo P., Pursiheimo S., Aro E.M., Rintamaki E. (2003) Dithiol oxidant and disulfide reductant dynamically regulate the phosphorylation of light-harvesting complex II proteins in thylakoid membranes. Plant Physiol, 133, 37-46.

95. Maruta T, Noshi M, Tanouchi A, Tamoi M, Yabuta Y, Yoshimura K, Ishikawa T, Shigeoka S. (2012) H202-triggered retrograde signaling from chloroplasts to nucleus plays specific role in response to stress. J. Biol. Chem., 287, 11717-11729.

96. Mason J.T., Kim S.K., Knaff D.B., Wood M.J. (2006) Thermodynamic basis for redox regulation of the Yapl signal transduction pathway. Biochemistry, 45, 13409-13417.

97. May M.J., Vernoux T., Sanchez-Fernandez R. (1998) Evidence for post-transcriptional activation of G-glutamylcysteine synthetase during plant stress responses. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 95, 12049-12054.

98. Medda R, Padiglia A, Floris G. (1995) Plant copper-amine oxidases. Phy to chemistry, 39, 1-9.

99. Meinhard M., Rodriguez P.L., Grill E. (2002) The sensitivity of ABI2 to hydrogen peroxide links the abscisic acid response regulator to redox signaling. Planta, 214, 775-782.

100. Miao Y., Laun T.M., Smykowski A., Zentgraf U. (2007) Arabidopsis MEKK1 can take a short cut: it can directly interact with senescence-related WRKY53 transcription factor on the protein level and can bind to its promoter. Plant Mol. Biol., 65, 63-76.

101. Meng T.C., Fukada T., Tonks N.K. (2002) Reversible oxidation and inactivation of thyrosine phosphatase in vivo. Mol. Cell, 9, 387-399.

102. Meskauskiene R., Nater, M., Goslings D., Kessler F., op den Camp R., Apel

103. K. (2001) FLU: A negative regulator of chlorophyll biosynthesis in Arabidopsis thaliana. Proc. Natl. Acad. Sci.USA, 98, 72525-12831.

104. Miller G., Mittler R. (2006) Could heat shock transcription factors function as hydrogen peroxide sensors in plants? Ann. Bot., 98, 279-288.

105. Miller G., Shulaev V., Mittler R. (2008) Reactive Oxygen Signaling and Abiotic Stress. Physiol. Plantarum, 133, 481-489.

106. Miller G., Suzuki N., Ciftci-Yilmaz S., Mittler R. (2010) Reactive oxygen species homeostasis and signaling during drought and salinity stresses. Plant Cell Environ., 33, 453-467.

107. Mittler R. (2002) Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends Plant Sci., 7, 405-410.

108. Mittler R., Vanderauwera S., Gollery M., van Breusegem F. (2004) Reactive oxygen gene network of plants. Trends Plant Sci., 9, 490-498.

109. Mittler R., Vanderauwera S., Suzuki N., Miller G., Tognetti V.B., Vandepoele K., Gollery M., Shulaev V., Van Breusegem F: (2011) ROS signaling: the new wave? Trends Plant Sci., 16, 300-309.

110. Moller I.M. (2001) Plant mitochondria and oxidative stress: electron transport, NADPH turnover, and metabolism of reactive oxygen species. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 52, 561-591.

111. Moller I.M., Jensen P.E., Hansson A. (2007) Oxidative modifications to cellular components in plants. Annu. Rev. Plant Biol., 58, 459—481.

112. Mongrand S., Morel J., Laroche J., Claverol S., Carde J.-P., Hartmann M.-A., Bonneu M., Simon-Plas F., Lessire R., Bessoule J.-J. (2004) Lipid rafts in higher plant cells. J. Biol. Chem., 279, 36277-36286.

113. Monshausen G.B., Bibikova T.N., Weisenseel M.H., Gilroy S. (2009) Ca2+ regulates reactive oxygen species production and pH during mechanosensing in Arabidopsis roots. Plant Cell, 21, 2341-2356.

114. Moons A. (2005) Regulatory and functional interactions of plant growth regulators and plant glutathione S-transferases (GSTs). Plant Hormones, 72, 155202.

115. Morel J., Fromentin J., Blein J.P., Simon-Plas F., Elmayan T. (2004) Rac regulation of NtrbohD, the oxidase responsible for the oxidative burst in elicited tobacco cells. Plant J., 37, 282-293.

116. Morel J., Claverol S., Mongrand S., Furt F., Fromentin J., Bessoule J.J., Blein J.P., Simon-Plas F. (2006) Proteomics of plant detergent-resistant membranes. Mol. Cell Proteomics, 5, 1396-1411.

117. Mori I.C., Schroeder J.I. (2004) Reactive oxygen species activation of plant Ca2+ channels: a signaling mechanism in polar growth, hormone transduction, stress signaling, and hypothetical mechanotransduction. Plant Physiol., 135, 702-708.

118. Morita S., Kaminaka H., Masumura T., Tanaka K. (1999) Induction of rice cytosolic ascorbate peroxidase mRNA by oxidative stress: the involvement of hydrogen peroxide in oxidative stress signaling. Plant Cell Physiol., 40, 417-422.

119. Mou Z., Weihua Fan W., Dong X. (2003) Inducers of plant systemic acquired resistance regulate NPR1 function through redox changes. Cell, 113, 935-944.

120. Muller K., Carstens A.C., Linkies A., Torres M.A., Leubner-Metzger G.2009a) The NADPH-oxidase AtrbohB plays a role in Arabidopsis seed after-ripening. New Phytol., 184, 885-897.

121. Muller K., Linkies A., Vreeburg R.M., Fry S.C., Krieger-Liszkay A., Leubner-Metzger G. (20096) In vivo cell wall loosening by hydroxyl radicals during cress seed germination and elongation growth. Plant Physiol., 150, 18551865.

122. Nakagami H, Kiegerl S, Hirt H. (2004) OMTK1, a novel MAPKKK, channels oxidative stress signaling through direct MAPK interaction. J. Biol. Chem., 279, 26959-26966.

123. Nakagami H., Pitzschke A., Hirt H. (2005) Emerging MAP kinase pathways in plant stress signaling. Trends Plant Sci., 10, 339-346.

124. Nuhse T.S., Bottrill A.R., Jones A.E., Peck S.C. (2007) Quantitative phosphoproteomic analysis of plasma membrane proteins reveals regulatory mechanisms of plant innate immune responses. Plant J., 51, 931-940.

125. Ono E., Wong H.L., Kawasaki T., Hasegawa M., Kodama O., Shimamoto K.2001) Essential role of the small GTPase Rac in disease resistance of rice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 759-764.

126. Palmgren M. G. (1990) An H+-ATPase assay: proton pumping and ATPase activity determined simultaneously in the same sample. Plant Physiol., 94, 882886.

127. Park J., Gu Y., Lee Y., Yang Z. B., Lee Y. (2004) Phosphatidic acid induces leaf cell death in Arabidopsis by activating the Rho-related small G protein GTPase-mediated pathway of reactive oxygen species generation. Plant Physiol., 134, 129136.

128. Paschalidis K.A., Roubelakis-Angelakis K.A. (2005) Sites and regulation of polyamine catabolism in the tobacco plant: correlations with cell division/expansion, cell cycle progression, and vascular development. Plant Physiol., 138,2174-2184.

129. Passardi F., Cosio C., Penel C., Dunand C. (2005) Peroxidases have more functions than a Swiss army knife. Plant Cell Rep., 24, 255-265.

130. Peleg-Grossman S., Volpin H., Levine A. (2007) Root hair curling and Rhizobium infection in Medicago truncatula are mediated by phosphatidylinositide-regulated endocytosis and reactive oxygen species. J. Exp. Bot., 58, 1637-1649.

131. Pietrangeli P., Federico R., Mondovi B., Morpurgo L. (2007) Substrate specificity of copper-containing plant amine oxidases. J. Inorg. Biochem., 101, 997-1004.

132. Pignocchi C., Fletcher J.E., Barnes J., Foyer C.H. (2003) The function of ascorbate oxidase (AO) in tobacco (Nicotiana tabacum L.). Plant Physiol., 132, 1631-1641.

133. Pitzschke A., Djamei A., Bitton F., Hirt H. (2009) A major role of the MEKK1-MKK1/2-MPK4 pathway in ROS signalling. Mol. Plant, 2, 120-137.

134. Pogany M., Rad U., Grün S., Dongö A., Pintye A., Simoneau P., Bahnweg G., Kiss L., Barna B. (2009) Dual roles of reactive oxygen species and NADPH oxidase RBOHD in an Arabidopsis-Alternaria pathosystem. Plant Physiol., 151, 1459-1475.

135. Polidoros A.N., Scandalios J.G. (1999) Role of hydrogen peroxide and different classes of antioxidants in the regulation of catalase and glutathione-S-transferase gene expression in maize. Physiol. Plantarum, 106, 112-120.

136. Potocky M., Jones M.A., Bezvoda R., Smirnoff N., Zarsky V. (2007) Reactive oxygen species produced by NADPH oxidase are involved in pollen tube growth. New Phytol., 174, 742-751.

137. Prasad T.K., Anderson M.D., Martin B.A., Stewart C.R. (1994) Evidence for chilling-induced oxidative stress in maize seedlings and a regulatory role for hydrogen peroxide. Plant Cell, 6, 65-74.

138. Przybyla D., Ochsenbein C., Laloi C., Kim C., Danon A., Wagner D., Hideg E., Gobel C., Feussner I., Nater M., Apel K. (2003) Rapid induction of distinct stress responses after the release of singlet oxygen in Arabidopsis. Plant Cell, 15, 2320-2332.

139. Queval G., Hager J., Gakiere B., Noctor G. (2008) Why are literature data for H2O2 contents so variable? A discussion of potential difficulties in the quantitative assay of leaf extracts. J. Exp. Bot., 59, 135-146.

140. Razem F.A., Bernards M.A. (2003) Reactive oxygen species production in association with suberization: evidence for an NADPH-dependent oxidase. J. Exp. Bot., 54, 935-941.

141. Reisinger V., Eichacker L. A. (2008) Solubilization of membrane protein complexes for blue native PAGE. J. Proteomics, 71, 277-283.

142. Rentel M.C., Lecourieux D., Ouaked F., Usher S.L., Petersen L., Okamoto H., Knight H., Peck S.C., Grierson C.S., Hirt H., Knight M.R. (2004) OXI1 kinase is necessary for oxidative burst-mediated signaling in Arabidopsis. Nature, 427, 858-861.

143. Sagi M., Fluhr R. (2001) Superoxide production by plant homologues of the gp91phox NADPH oxidase. Modulation of activity by calcium and by tobacco mosaic virus infection. Plant Physiol., 126, 1281-1290.

144. Sagi M., Davydov O., Orazova S., Yesbergenova Z., Ophir R., Stratmann

145. J.W., Fluhr R. (2004) Plant respiratory burst oxidase homologs impinge on wound responsiveness and development in Lycopersicon esculentum. Plant Cell, 16, 616-628.

146. Sagi M., Fluhr R. (2006) Production of Reactive Oxygen Species by Plant NADPH oxidases. Plant Physiol., 141, 336-340.

147. Schagger H. (2006). Tricine-SDS-PAGE. Nature Protocols, 1, 16-23.

148. Shin R., Schachtman D.P. (2004) Hydrogen peroxide mediates plant root cell response to nutrient deprivation. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 101, 8827-8832.

149. Simon-Plas F., Elmayan T., Blein J.P. (2002) The plasma membrane oxidase NtrbohD is responsible for AOS production in eliceted tobacco cells. Plant J., 31, 137-148.

150. Simon-Plas F., Perraki A., Bayer E., Gerbeau-Pissot P., Mongrand S. (2011) An update on plant membrane rafts. Curr. Opin. Plant Biol., 14, 1-8.

151. Sirichandra C., Gu D., Hu H., Davanture M., Lee S., Djaoui M. (2009) Phosphorylation of the Arabidopsis AtrbohF NADPH oxidase by OST1 protein kinase. FEBSLett., 583, 2982-2986.

152. Smith P.K., Krohn R.I., Hermanson G.T., Mallia A.K., Gartner F.H., Provenzano M.D., Fujimoto E.K., Goeke N.M., Olson B.J., Klenk D.C. (1985). Measurement of protein using bicinchoninic acid. Anal. Biochem., 150 (1), 76-85.

153. Song C.J., Steinebrunner I., Wang X., Stout S.C., Roux S.J. (2006) Extracellular ATP induces the accumulation of superoxide via NADPH oxidases in Arabidopsis. Plant Physiol., 140, 1222-1232.

154. Spadaro D., Yun B.-W., Spoel S.H., Chu C., Wang Y-Q., Loake G.J. (2010) The redox switch: dynamic regulation of protein function by cysteine modifications. Physiol. Plantarum, 138, 360-371.

155. Suzuki N., Mittler R. (2006) Reactive oxygen species and temperature stresses: delicate balance between signaling and destruction. Physiol. Plantarum, 126, 4551.

156. Suzuki, N., Miller G., Morales J., Shulaev V., Torres M.A., Mittler R. (2011) Respiratory burst oxidases: the engines of ROS signaling. Curr. Opin. Plant Biol., 14, 691-699.

157. Szalai G., Kellos T., Galiba G., Kocsy G.(2009) Glutathione as an antioxidant and regulatory molecule in plants under abiotic stress conditions. J. Plant Growth Regul., 28, 66-80.

158. Takahashi T., Kakehi J. (2010) Polyamines: ubiquitous poly-cations with unique roles in growth and stress responses. Ann. Bot., 105, 1-6.

159. Takahashi F., Mizoguchi T., Yoshida R., Ichimura K., Shinozaki K. (2011) Calmodulin-dependent activation of MAP kinase for ROS homeostasis in Arabidopsis. Mol Cell, 41, 649-660.

160. Takeda S., Gapper C., Kaya H., Bell E., Kuchitsu K., Dolan L. (2008) Local positive feedback regulation determines cell shape in root hair cells. Science, 319, 1241-1244.

161. Terada L.S. (2006) Specificity in reactive oxidant signaling: think globally, act locally. J. Cell Biol., 174, 615-623.

162. Tognolli M., Penel C., Greppin H., Simon P.( 2003) Analysis and expression of the class III peroxidase large gene family in Arabidopsis thaliana. Gene, 288, 129138.

163. Tonon C., Terrile M.C., Iglesias M.J.,. Lamattina L., Casalongue C. (2010) Extracellular ATP, nitric oxide and superoxide act coordinately to regulate hypocotyl growth in etiolated Arabidopsis seedlings. J. Plant Physiol., 167, 540546.

164. Torres M.A., Dangl J.L., Jones J.D.S. (2002) Arabidopsis gp91(phox) homologues AtrbohD and AtrbohF are required for accumulation of reactive oxygen intermediates in the plant defense response. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 99, 517-522.

165. Torres M.A. and Dangl J.L. (2005) Functions of the respiratory burst oxidase in biotic interactions, abiotic stress and development. Cur. Opin. Plant Biol., 8, 397403.

166. Torres M.A., Jones J.D., Dangl J.L. (2006) Reactive Oxygen Species Signaling in Response to Pathogens. Plant Physiol., 141, 373-378.

167. Towbin H., Staehelin T., Gordon J. (1979) Electrophoretic transfer of proteins from poly aery lamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 76, 4350-4354.

168. Tsukagoshi H., Busch W., Benfey N. (2010) Transcriptional regulation of ROS controls transition from proliferation to differentiation in the root. Cell, 143, 606616.

169. Vandenbroucke K., Robbens S., Vandepoele K., Inze D., Van de Peer Y., Van Breusegem F. (2008) H202-induced gene expression across kingdoms: a comparative analysis. Mol. Biol. Evol., 25, 507-516.

170. Vignais P.V. (2002) The superoxide-generating NADPH oxidase: structural aspects and activation mechanism . Cell Mol. Life Sci., 59, 1428-1459.

171. Vranova E., Inze D., Van Breusegem F.V. (2002) Signal transduction during oxidative stress. J. Exp. Bot., 53, 1227-1236.

172. Wittig I., Karas M., Schagger H. (2007) High resolution clear native electrophoresis for in-gel functional assays and fluorescence studies of membrane protein complexes. Mol. Cell. Proteomics, 6, 1215-1225.

173. Wong H.L., Pinontoan R., Hayashi K. (2007) Regulation of rice NADPH oxidase by Rac GTPase to its N-terminal extension. Plant Cell, 19, 4022-4034.

174. Xia X.J., Wang Y.J., Zhou Y.H., Shi K., Yu J.Q. (2009) Reactive oxygen species are involved in brassinosteroid-induced stress tolerance in cucumber. Plant Physiol., 150, 801-814.

175. Yoshie Y., Goto K., Takai R., Iwano M., Takayama S., Isogai A., Che F.S.2005) Function of the rice gp91phox homologs OsrbohA and OsrbohE genes in ROS-dependent plant immune responses. Plant Biotechnol., 22, 127-135.

176. Zhang A., Zhang J., Ye N., Cao J., Tan M., Zhang J., Jiang M. (2010) ZmMPK5 is required for the NADPH oxidase mediated self-propagation ofapoplastic H2O2 in brassinosteroid induced antioxidant defence in leaves of maize. J.Exp. Bot., 61,4399-4411.

177. Zimmermann P., Hirsch-Hoffmann M., Hennig L., Gruissem W. (2004) GENEVESTIGATOR. Arabidopsis microarray database and analysis toolbox. Plant Physiol., 136, 2621-2632.

178. Zimmermann P., Hennig L., Gruissem W. (2005) Gene-expression analysis and network discovery using Genevestigator. Trends Plant Sei., 10, 407-409.