Твердофазные флуоресцентные биосенсоры для определения фенольных соединений и органических пероксидов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.02, кандидат наук Родионов, Павел Валерьевич

• Родионов, Павел Валерьевич
• кандидат наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат наук Родионов, Павел Валерьевич

Оглавление

Список сокращений, используемых в работе

Введение

Обзор литературы

Глава 1. Общие сведения о сенсорах

Глава 2. Оптические сенсоры для определения фенольных соединений

2.1. Конструкция сенсоров и формирование аналитического сигнала

2.2. Метрологические характеристики оптических сенсоров, время

отклика чувствительного слоя, стабильность аналитического сигнала

2.3 Применение оптических сенсоров в анализе реальных объектов

Глава 3. Оптические сенсоры для определения пероксида водорода и

органических пероксидов

Глава 4. Подходы к флуориметрическому определению катехоламинов

и их метаболитов

4.1. Определение катехоламинов и их метаболитов по флуоресценции их производных

4.2. Дериватизация катехоламинов и их метаболитов с использованием ароматических и алифатических аминов

Экспериментальная часть

Глава 5. Исходные вещества, посуда, аппаратура, методики

эксперимента, обработка результатов измерений

5.1. Исходные вещества

5.2. Посуда и аппаратура

5.3. Методики эксперимента

5.4. Обработка результатов измерений

Обсуждение результатов

Глава 6. Обоснование выбора конструкции сенсора и индикаторных систем

6.1. Выбор конструкции твердофазного оптического сенсора

6.2. Выбор индикаторных систем

Глава 7. Твердофазный флуоресцентный биосенсор на основе хитозана, меченного флуоресцентной меткой

7.1. Определение фенольных соединений

7.1.1. Оптимизация условий проведения индикаторной реакции и формирования аналитического сигнала

7.1.2. Изучение сорбции фенольных соединений и продуктов их окисления хитозановой пленкой

7.1.3. Аналитические характеристики биосенсора

7.2. Определение пероксида водорода и органических пероксидов

7.2.1. Оптимизация условий формирования аналитического сигнала в водной среде и метрологические характеристики биосенсора

7.2.2. Определение органических пероксидов в среде прямых и обращенных мицелл ПАВ

Глава 8. Твердофазный флуоресцентный биосенсор на основе

ароматических и алифатических аминов, иммобилизованных в

пленках природных полимеров

8.1. Получение флуоресцирующих производных замещенных о-дигидроксифенольных соединений с о-ФДА и ЭДА в растворе

8.2. Получение флуоресцирующих производных о-дигидрокси-фенольных соединений с о-ФДА и ЭДА в чувствительном слое сенсора и оптимизация условий формирования аналитического сигнала

8.3. Аналитические характеристики методик определения фенольных соединений по реакции их ферментативной дериватизации с о-ФДА и ЭДА в растворе и на поверхности

8.4. Определение пероксида водорода и органических пероксидов с использование твердофазного флуоресцентного биосенсора на основе о-ФДА

Глава 9. Применение разработанных твердофазных флуоресцентных

быосенсоров в анализе реальных объектов

Выводы

Приложения

Список литературы

Список сокращений, используемых в работе

CAPS - 3-(циклогексиламино)-1-пропансульфоновая кислота; СиТАФЦ - тетрааминофталоцианин меди;

АБТС - 2,2'-азидо-бис(3-этилбензотиазолин-6-сульфоновая кислота); АД - адреналин;-БА - бензиламин;

ВМК - ваниллилминдальная кислота;

ВЭЖХ - высокоэффективная жидкостная хроматография;

ГВК - гомованиллиновая кислота;

ГФПК - 3-(п-гидроксифенил)пропионовая кислота;

ГХ - гидрохинон;

ГЭКМЦ - гидроксиэтилкарбоксиметилцеллюлоза; ДА - допамин;

ДБТМБ - МДЧ-дибензил-3,3',5,5'-тетраметилбензидин; ДДС - додецилсульфат натрия; ДМСО - диметилсульфоксид;

ДТПП - 5-и-[[4-(10'15'20'-трифенил-5-порфинато)фенилоксил]-1-бутилоксил] фенил-10,15,20-трифенил-порфирин; ДЭД- 1,2-дифенилэтилендиамин;

ККМ - критическая концентрация мицеллообразования;

КЭ - капиллярный электрофорез;

МАЭК - 3-(1Ч-метакрилоил)амино-9-этилкарбазол;

МБТГ - З-метил-2-бензотиазолингидразон;

ОФОДЭ - октадецилат флуоресцеиноктадецилового эфира;

ПАВ - поверхностно активное вещество;

ПАЭАН - 1Ч-пропил-4-(Ъ1-акрилоксиэтил)амино-1,8-нафталимид;

ПБ - пиронин Б;

ПВС - поливиниловый спирт;

ПВХ - поливинилхлорид;

ПГЭА - поли(2-гидроксиэтилакрилат);

ПГЭМА - поли-2-гидроксиэтилметакрилат;

ПДДА - полидиметилдиаллиламмония хлорид;

ПДМС - полидиметилсилоксан;

ПК - пирокатехин;

РБИТЦ - родамина Б изотиоцианат;

РЗ - резорцин;

ТГКАЛ4 - 25,26,27,28-тетрагидроксикаликс[4]арен; ТМБ - 3,3',5,5'-тетраметилбензидин; ТМОС - тетраметилортосиликат; ТТА - теноилтрифторацетон;

ФБГХ - 2,2'-(1,4-фенилендивинилен)бис-8-гидрохинолин;

0-ФДА - о-фенилендиамин;

ФИТЦ - флуоресцеина изотиоцианат;

ФОДЭ - флуоресцеиноктадециловый эфир;

ЦД - циклодекстрин;

ЦТАБ - цетилтриметиламмония бромид;

ЭДА - этилендиамин;

ЭДТА - этилендиаминтетраацетат.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Твердофазные флуоресцентные биосенсоры для определения фенольных соединений и органических пероксидов»

Введение

Актуальность работы. Совершенствование сенсорных технологий представляет собой активно развивающееся направление современной аналитической химии. Перспективность применения сенсорных устройств в практике химического анализа обусловлена рядом их преимуществ по сравнению с традиционными аналитическими методиками (спектрофотометрическими, хроматографическими, электрохимическими и т.д.): экспрессностью и экономичностью анализа, технологической и методической простотой, отсутствием необходимости привлечения высококвалифицированного персонала. Кроме того, сенсоры могут работать автономно без вмешательства оператора, а также в ряде случаев могут быть использованы во внелабораторном анализе при отсутствии сложного оборудования. Важное требование, предъявляемое к химическим сенсорам, заключается в том, что отклик их чувствительного слоя должен быть пропорционален только концентрации определяемого соединения (или нескольких соединений при их групповом определении). При этом компоненты матрицы анализируемого образца не должны оказывать влияния на результаты измерения аналитического сигнала. Однако, как правило, реальные объекты, представляющие наибольший аналитический интерес, имеют матрицы сложного состава (например, биологические жидкости), в том числе нерастворимые в воде (в частности, многие косметические и лекарственные препараты). Компоненты этих матриц могут не только вносить погрешности в результаты измерения, но и в ряде случаев делают процедуру анализа неосуществимой. По этой причине часто при анализе реальных объектов возникает необходимость дополнительной пробоподготовки анализируемого образца с использованием токсичных или агрессивных органических растворителей, фильтрования, разделения, что существенно увеличивает погрешность результатов измерений, время анализа, а также усложняет его выполнение. Перспективный подход для решения перечисленных проблем заключается в создании твердофазных сенсоров, основанных на формировании и измерении аналитического сигнала не в анализируемом растворе, а непосредственно на поверхности сенсора — в его чувствительном слое.

Актуальной аналитической задачей остается определение фенольных

соединений и пероксидов различного строения в объектах на основе матриц сложного состава (биологических жидкостях и лекарственных препаратах). В настоящее время большинство существующих твердофазных сенсоров для определения указанных соединений основано на электрохимической регистрации аналитического сигнала. Созданию твердофазных оптических сенсоров посвящены единичные публикации, причем существующие сенсоры являются исключительно спектрофотометрическими, а их чувствительность, селективность и особенно экспрессность недостаточны для решения многих аналитических задач. В то же время использование новых индикаторных систем и способов измерения аналитического сигнала (в частности флуоресцентное детектирование) должны значительно улучшить аналитические характеристики и расширить возможности использования твердофазных оптических сенсоров в химическом анализе.

Цель работы - создание твердофазных флуоресцентных ферментативных сенсоров, действие которых основано на формировании и измерении и измерении аналитического сигнала непосредственно в чувствительном слое, закрепленном на поверхности подложки, для определения фенольных соединений и пероксидов различного строения в матрицах различного состава.

Для достижения поставленной цели было необходимо решить следующие задачи:

• предложить конструкцию флуоресцентного сенсора, позволяющую регистрировать аналитический сигнал вне раствора;

• выбрать индикаторные системы для твердофазного определения фенольных соединений и пероксидов; разработать методики определения перечисленных аналитов.

• продемонстрировать возможность использования разработанных биосенсоров в анализе реальных объектов различной природы, в том числе водонерастворимых (фармацевтических и лекарственных препаратов, биологических жидкостей человека).

Научная новизна. Предложена простая конструкция твердофазного флуоресцентного биосенсора: полимерная пленка, закрепленная на поверхности подложки (стекла), содержащая иммобилизованные компоненты индикаторной системы. Для измерения интенсивности флуоресценции чувствительного слоя

биосенсор устанавливается в юоветном отделении флуориметра перед отражающей поверхностью (зеркалом); аналитический сигнал регистрируется в режиме отражения. Предложены новые индикаторные системы для определения фенольных соединений и пероксидов различного строения, основанные на:

• взаимодействии продуктов ферментативного окисления фенольных соединений (ферменты - пероксидаза, лакказа или тирозиназа) с хитозаном, меченным флуоресцентной меткой (родамина Б изотиоцианатом), и уменьшении интенсивности флуоресценции (обратное определение); в взаимодействии продуктов ферментативного окисления фенольных соединений (фермент - пероксидаза) с дериватизирующими агентами (о-фенилендиамином, этилендиамином) с образованием флуоресцирующих аддуктов (прямое определение).

Разработаны методики определения фенольных соединений и органических пероксидов в объектах на основе матриц сложного состава с использованием твердофазных флуоресцентных сенсоров на основе ферментов-оксидоредуктаз (пероксидазы, лакказы, тирозиназы), иммобилизованных в хитозановые пленки, не требующие предварительной пробоподготовки анализируемого образца. По чувствительности и экспрессности определения предложенные биосенсоры превосходят описанные в литературе твердофазные спектрофотометрические аналоги, также основанные на формировании и измерении аналитического сигнала вне раствора. Установлен механизм сорбции фенольных соединений и продуктов их ферментативного окисления хитозановой пленкой при условиях, оптимальных для функционирования биосенсоров. Изучено влияние ПАВ различной природы на интенсивность сигнала биосенсоров. В результате проведенных исследований показана возможность целенаправленного варьирования аналитических характеристик методик определения перечисленных аналитов с использованием разработанных биосенсоров.

Практическая значимость. Предложено техническое решение для измерения аналитического сигнала (интенсивности флуоресценции) на твердой поверхности. Разработаны методики определения простейших изомерных дигидроксифенолов (пирокатехина, резорцина, гидрохинона) и катехоламинов (допамина, адреналина) в водной среде в диапазоне их концентраций 0.5 - 25 мкМ

и 5 - 150 мкМ, соответственно, с помощью твердофазного флуоресцентного биосенсора на основе пероксидазы, лакказы или тирозиназы, иммобилизованных в пленке хитозана, меченного флуоресцентной меткой (обратное определение). Достигнутые чувствительность и селективность позволяют определять перечисленные соединения в объектах, содержащих только одно фенольное соединение, либо оценивать их суммарное содержание в анализируемом образце. Разработаны методики чувствительного и селективного определения замещенных о-дигидроксифенольных соединений - катехоламинов (допамин, адреналин) и их метаболитов (гомованилиновой и ванилилминдальной кислот) в водной среде в диапазоне их концентраций 0.1-5 мкМ и 5 - 250 нМ, соответственно, с помощью твердофазного флуоресцентного биосенсора на основе пероксидазы и о-фенилендиамина, иммобилизованных в пленке хитозана (прямое определение). Разработаны методики определения пероксида водорода и ряда органических пероксидов (пероксида мочевины, 2-бутанонпероксида, бензоилпероксида и трет-бутилгидропероксида) на уровне их концентраций 10 мкМ - 2500 мМ с использованием обратного и прямого твердофазных флуоресцентных биосенсоров на основе пероксидазы. Предложенные методики определения простейших изомерных дигидроксифенольных соединений, катехоламинов и пероксидов апробированы в анализе фармацевтических и косметических препаратов, в том числе водонерастворимых (шампуни, кремы, мази) при их минимальной пробоподготовке, ограничивающейся гомогенизацией образца в водной среде, что позволяет расширить круг анализируемых объектов. Методики определения гомованилиновой и ванилилминдальной кислот апробированы в анализе биологической жидкости (мочи). Автор выносит на защиту:

• конструкцию твердофазного флуоресцентного биосенсора и схему регистрации аналитического сигнала.

• индикаторную систему, включающую взаимодействие продуктов ферментативного окисления фенольных соединений (фермент - пероксидаза, лакказа, тирозиназа) с хитозаном, меченным флуоресцентной меткой, положенную в основу обратного твердофазного флуоресцентного

биосенсора для определения фенолов и пероксидов различного строения, позволяющего регистрировать аналитический сигнал вне раствора; данные о влиянии состава чувствительного слоя (молекулярной массы и плотности нанесения хитозана, природы и содержания фермента), а также параметров среды (концентрации и рН фосфатного буферного раствора, температуры и объема реакционной системы, природы и концентрации ПАВ) на эффективность взаимодействия продуктов ферментативного окисления фенольных соединений с меченым и немеченым хитозаном; сравнительные результаты изучения сорбции пирокатехина, гидрохинона и продуктов их ферментативного окисления хитозановой пленкой при условиях, оптимальных для функционирования твердофазного флуоресцентного биосенсора на основе меченого хитозана, а также описанного ранее твердофазного спектрофотометрического биосенсора на основе хитозана;

сравнительные данные о кинетике окисления пирокатехина пероксидом водорода и органическими пероксидами, катализируемого пероксидазой, в немицеллярной среде и среде прямых мицелл ПАВ;

индикаторную систему, включающую взаимодействие продуктов ферментативного окисления фенольных соединений (фермент -пероксидаза) с дериватизирующими агентами (о-фенилендиамином и этилендиамином), положенную в основу прямого твердофазного флуоресцентного биосенсора для определения фенолов и пероксидов различного строения, позволяющего регистрировать аналитический сигнал вне раствора;

данные о влиянии параметров среды и состава чувствительного слоя на эффективность взаимодействия продуктов ферментативного окисления фенольных соединений с о-фенилендиамином и этилендиамином в растворе и на поверхности сенсора;

методики определения субстратов-восстановителей (фенольных соединений) и субстратов-окислителей (пероксида водорода и органических пероксидов) в водной среде и среде прямых мицелл ПАВ, апробированные в анализе фармацевтических препаратов и биологических жидкостей.

Обзор литературы

Определение фенольных соединений и органических пероксидов различного строения остается актуальной задачей современной аналитической химии. К фенолам относятся многие загрязнители окружающей среды (промышленные отходы), лекарственные препараты (витамины), биологически активные соединения (гормоны). Поступая в организм человека через кожу и слизистые оболочки, продукты распада некоторых фенольных соединений (хлор-, нитро-, алкилзамещенных) вызывают заболевания нервной, дыхательной и мочеполовой систем. Другие производные фенола (физиологически активные вещества -катехоламины), напротив служат маркерами неврологических заболеваний (болезни Паркинсона, нейробластомы, фейохромацитомы и др.) и применяются при их лечении. Органические пероксиды часто используют в качестве дезинфицирующих и отбеливающих агентов в составе косметических и лекарственных препаратов. Кроме того, фенолы и пероксиды применяют в контроле качества продуктов питания (овощей, фруктов, алкогольных напитков, жиросодержащей продукции). Следует отметить, что большинство потенциальных объектов анализа на основе перечисленных соединений нерастворимо или ограниченно растворимо в воде, и, следовательно, требует сложной и длительной пробоподготовки. Таким образом, в дополнение к уже существующим инструментальным методикам необходимо разрабатывать новые чувствительные, селективные и простые методики и средства определения фенольных соединений и органических пероксидов в объектах на основе матриц сложного состава. Перспективный подход к решению поставленной задачи заключается в создании оптических сенсоров, в частности флуоресцентных.

В настоящем обзоре литературы систематизированы достижения последних двадцати пяти лет (с 1988 по 2013 годы) в области разработки и применения оптических сенсоров для определения фенольных соединений различного строения, а также пероксида водорода и органических пероксидов. Подробно рассмотрены конструкция, аналитические характеристики, достоинства и недостатки существующих оптических сенсоров, их использование в анализе реальных объектов. Также кратко перечислены основные подходы к

флуориметрическому определению катехоламинов и их метаболитов. Особое внимание уделено определению перечисленных соединений по флуоресценции их производных, как потенциально перспективной системе для создания чувствительных и селективных флуоресцентных биосенсоров.

Глава 1. Общие сведения о сенсорах

В настоящее время в научной литературе принято разделение существующих сенсоров на две группы [1]: физические (реагирующие на физические параметры исследуемой системы: температуру, давление и т.д.) и химические (реагирующие на изменение качественного и количественного состава системы). В номенклатуре Международного союза по теоретической и прикладной химии (ИЮПАК) в 1991 году дано следующее определение химического сенсора:

Химический сенсор — это устройство, преобразующее химическую информацию (от концентрации специфических компонентов образца до анализа полного состава) в полезный аналитический сигнал.

К современным сенсорам предъявляют следующие требования [2]: хорошие аналитические характеристики (чувствительность, правильность, воспроизводимость, экспрессность, отношение сигнал/шум), надежность (длительный срок эксплуатации, устойчивость к внешней среде, безотказность в работе) и технологичность (малые габариты и масса, простота конструкции, низкая себестоимость). Конструктивно в самом простом случае сенсор состоит из распознающего элемента и трансдьюсера (рис. 1), находящихся в контакте друг с другом [3].

Определяемое соединение

Распознающий Трансдьюсер элемент

Устройство обработки а! гнала

Рис. 1. Общая схема сенсора.

Распознающий элемент реагирует на присутствие определяемого соединения, а трансдьюсер преобразует отклик распознающего элемента в измеряемый сигнал, пропорциональный концентрации определяемого вещества.

Иногда распознающий элемент дополнительно отделяют от анализируемой среды полупроницаемой мембраной, разделяющей компоненты по размеру, заряду или другим параметрам.

По типу физического преобразователя (характеру отклика, возникающего в чувствительном слое) химические сенсоры классифицируют на шесть основных типов [4,5]: электрохимические, оптические, электрические, магнитные, термометрические и гравиметрические (рис. 2). Наибольшую распространенность в аналитической практике получили электрохимические и оптические сенсоры, что связано с их относительно невысокой стоимостью, легкостью изготовления и эксплуатации. В свою очередь оптические сенсоры выгодно отличаются от электрохимических тем, что нечувствительны к электромагнитным и радиационным полям, а также способны передавать аналитический сигнал без искажения на большие расстояния.

Рис. 2. Классификация химических сенсоров.

Работа оптических сенсоров может быть основана на поглощении света (абсорбции), отражении первичного (падающего) светового потока или возникновении люминесценции (в частности флуоресценции). Для измерения аналитического сигнала используют оптические волокна (волноводы). Материал волокна определяется диапазоном применения устройства. Как правило, их

изготавливают из стекла, пластика или кварца, окруженных непрозрачным изолятором, имеющим более низкий показатель преломления, чем сердцевина (рис. 3) [6].

Полость

Сердцевина Изолятор Рис. 3. Общая схема оптоволоконного сенсора.

Световые волны распространяются по оптическим волокнам по механизму полного внутреннего отражения. При этом световая волна отражается полностью с большим коэффициентом отражения, не зависящим от длины волны. В результате по оптическому волокну, как по электрическому проводу, можно передать сигнал в любую точку. На одном из концов волновод контактирует с мембраной, содержащей чувствительный слой сенсора (реагентсодержащей фазой). Для передачи излучения от источника к образцу и от образца к детектору используют разные конструкционные схемы соединения: это могут быть как одиночные волокна, так и пучки из нескольких оптических волокон (рис. 4).

а) Чувствительный слой

б) Чувствительный слой

в) Чувствительный слой

Источник Детектор Источник

Детектор Источник Детектор

Рис. 4. Схемы соединения волноводов с мембраной, содержащей чувствительный слой.

Волноводы в оптических сенсорах условно разделяют на внешние и внутренние (рис. 5) [2]. Внешний волновод расположен вне источника падающего оптического излучения и служит исключительно для его передачи детектору. Излучение, проходящее по внутреннему волноводу, меняет свои характеристики в присутствии определяемого вещества.

Оптические сенсоры могут быть обратимыми или необратимыми

(одноразовыми или многоразовыми) [5]. Сенсор называют обратимым, если его чувствительный слой не разрушается при взаимодействии с определяемым соединением. Если же часть реагента потребляется в ходе определения, сенсор работает необратимо. Необратимые оптические сенсоры имеют ограниченный срок эксплуатации из-за расходования фазы, содержащей реагент. Однако его можно продлить заменой чувствительного слоя [2, 5].

а)

О

з

>

б)

ц^н

Рис. 5. Схема внешнего (а) и внутреннего (б) волновода.

Часто в качестве распознающего элемента в состав сенсора включают компонент биологической природы (ферменты, животные ткани, бактерии, дрожжи, антигены/антитела, липосомы, органеллы, рецепторы, ДНК) [4]. Такие сенсоры называют биосенсорами. Между реагентом и определяемым веществом проходит специфическая химическая реакция, а именно взаимодействие типа антитело/антиген, фермент/субстрат, рецептор/гормон. Наличие в устройстве биоматериала с уникальными свойствами позволяет с высокой селективностью определять нужные соединения в сложной по составу смеси, не прибегая к дополнительным операциям (использованию других реагентов, концентрированию и т. д.).

Глава 2. Оптические сенсоры для определения фенольных соединений

В литературе описано множество спектрофотометрических и флуоресцентных оптических сенсоров. В настоящем разделе мы ограничимся рассмотрением конструкции и аналитических возможностей оптических сенсоров для определения фенольных соединений различного строения.

2.1. Конструкция сенсоров и формирование аналитического сигнала

В самом простом случае оптический сенсор представляет собой подложку, на поверхности которой закреплена матрица, содержащая компоненты индикаторной системы. К матрице для иммобилизации и материалу подложки предъявляют такие требования, как нерастворимость в реакционной среде, отсутствие поглощения (испускания) в используемой области спектра, химическая инертность (за исключением тех случаев, когда матрица выступает в роли индикаторного вещества [7-9], или закрепление чувствительного слоя на твердой поверхности связано с протеканием химической реакции между его компонентами и материалом подложки [10-14]). Кроме того, матрица должна эффективно удерживать иммобилизованные реагенты и образовывать на поверхности подложки воспроизводимые, однородные, механически прочные пленки.

Индикаторную реакцию проводят в двух вариантах: непроточном [7-9, 1531] и проточном [10-14, 32-50]. В непроточном варианте сенсор погружают в реакционную смесь и выдерживают в ней некоторое время. Аналитический сигнал измеряют в режиме поглощения [16-20] или отражения [15, 21-31] в растворе с погруженным в него сенсором, реже - в режиме поглощения непосредственно высушенной пленки на поверхности подложки [7-9] (рис. 6). Проточный сенсор представляет собой ячейку, в которую помещена распознающая мембрана. Ячейка контактирует с устройством ввода/вывода анализируемой пробы и через прозрачное окошко с оптическим волокном. Для проведения индикаторной реакции через проточную ячейку пропускают раствор, содержащий определяемое фенольное соединение (средний объем вводимой пробы - 3 мл при скорости потока 1-2 мл/мин). Аналитический сигнал измеряют в режиме поглощения [32, 33] или отражения [10-14, 34-50] исключительно в растворе (рис. 7).

Уникальный по конструкции проточный флуоресцентный сенсор «с обновляемой поверхностью» описан в работе [50]. Он представляет собой перистальтический насос, соединенный с кварцевым капилляром. На выходе из капилляра формируется капля, в объеме которой измеряют аналитический сигнал (рис. 8). Отличительная особенность сенсора заключается в том, что для проведения анализа требуется малый объем пробы (меньше 1 мл; при времени отрыва капли 3 мин и оптимальной скорости потока 2.8 мл/ч).

Выдерживание

сенсора в реакционной смеси

а)

Оптический

ЕОЛНОВОД

Кювета с реакционной смесью

Оптический / волновод

ЯШШ

ншвв

нннннн

Кювета с реакционной смесью

б)

Выдерживание

сенсора в реакционной смеси

Высушивание сенсора

В)

Оптический

ЕОЛНОЕОД

Излучение

Кювета с реакционной смесью

Сенсор

Оптический волновод

Сенсор

Рис. 6. Схема непроточного оптического сенсора, измерение аналитического сигнала в растворе в режиме отражения (а) или поглощения (б) и на поверхности (в).

а)

б)

Чувствительная мембрана

Излучение

Волноеод

Излучение

Чувствительная мембрана

Ввод анализируемого образца

Ввод анализируемого образца

-- Подложка из кварцевого стекла

Вывод анализируемого образца

Волновод

1

Подложка из кварцевого стекла

Вывод анализируемого образца

Рис. 7. Схема проточного оптического сенсора, измерение аналитического сигнала в режиме поглощения (а) и отражения (б).

Ввод компонентов индикаторной системы

I ~С у г

Клапан

Трехконтактный разъем Кварцевая трубка

Оргстекло

Трубка из нержавеющет стали Капля

Рис. 8. Схема флуоресцентного сенсора с обновляемой поверхностью [50].

Проточные сенсоры являются преимущественно обратимыми [10-14, 33, 3843, 47, 48] и позволяют проводить до 20 - 40 измерений без замены чувствительного слоя. Фазу с реагентом восстанавливают простым промыванием проточной ячейки буферным раствором, не содержащим определяемое соединение. Однако конструкция проточных сенсоров (равно, как и любых сенсоров, основанных на измерении аналитического сигнала в растворе) не отвечает таким важным требованиям, как простота аппаратурного оформления и миниатюрность.

Чувствительный слой непроточных сенсоров формируют двумя способами: капельным нанесением [7-9, 16-19, 21-24, 29, 30] и послойной сборкой [15, 31]. При капельном нанесении на горизонтально расположенную подложку ровным слоем помещают необходимое количество жидкости, формирующей чувствительный слой, которую затем высушивают на воздухе. При послойной сборке поверхность подложки сначала протравливают, погружая ее на 10 - 15 мин в НС1 или Н2804, затем отмывают от остатков кислоты водой, выдерживают несколько часов в растворе (или в разных растворах в случае формирования многослойных пленок), формирующем чувствительный слой, и высушивают на воздухе. Капельное нанесение используют в сенсорных технологиях гораздо чаще, поскольку в отсутствие специального оборудования послойная сборка представляет собой длительный и трудоемкий процесс. Тем не менее, современные технологические возможности позволяют легко, быстро и воспроизводимо получать послойной сборкой пленки строго необходимой толщины (от десятых долей нанометра до нескольких нанометров).

Индикаторное вещество иммобилизуют в чувствительном слое проточных сенсоров в динамическом [32, 33, 36, 37, 47] или статическом [34, 35, 38-46, 48, 49] режимах. В первом случае в проточную ячейку помещают подложку, содержащую только матрицу, которую затем насыщают индикаторным веществом, пропуская его через проточную ячейку при низкой скорости потока. Для реализации этого подхода требуется высокая сорбирующая способность матрицы. Во втором случае на поверхность подложки наносят смесь матрицы и индикаторного вещества, высушивают ее, а затем полученную чувствительную мембрану закрепляют в проточной ячейке. Иммобилизацию, как правило, проводят на стекле, реже на пластике или бумаге.

Для иммобилизации индикаторного вещества в качестве матрицы наиболее часто применяют нерастворимые в воде полимеры (ПВХ [35, 38-43, 48] или ПВС [22, 45]), реже сополимеры [15, 23, 29, 34] и композиты [17-19, 21, 30, 48, 49]. Для их растворения используют полярные органические растворители (например, ПВХ в тетрагидрофуране), реже горячую воду (при приготовлении целлюлозных пленок). В случае проточных сенсоров в качестве матрицы также применяют декстрановые анионообменные смолы [32, 33, 36, 37, 47]. Использование матриц на их основе не требует растворения: проточную ячейку заполняют смолой, которую затем насыщают индикаторным веществом. Как ни покажется странным, авторы некоторых работ [20, 25-28] называют сенсором обычную химическую реакцию, протекающую в растворе при смешивании аналита и индикаторного вещества, т.е. систему (но не устройство), компоненты которой не закреплены на твердой подложке или в матрице.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Родионов, Павел Валерьевич, 2013 год

Список литературы

1. Русанова Т.Ю., Штыков С.Н. Нанотехнологии в оптических и пьезоэлектрических сенсорах. М.: Научная книга, 2009. 65 с.

2. Егоров А.А, Егоров МА., Царева Ю.И. Физико-химическая кинетика в газовой динамике. // 2008. Т. 6. С. 1-16.

3. Эггинс Б. Химические и биологические сенсоры. Москва: Техносфера. 2005. 335 с.

4. Будников Г.К. Что такое химические сенсоры. // Соросовский образовательный журнал. 1998. № 3. Т. 72-76.

5. Каттрал Р.В. Химические сенсоры М.: Научный мир, 2000. 144 с.

6. Biran /., Walt D.R. Optical Biosensors: present and future. New York: Elsevier, 2002.616 p.

7. Олейник JI.И., Веселова ИА., Родионов П.В., Будашев ИА., Шеховцова Т.Н. Оптический биосенсор на основе комплекса {пероксидаза-хитозан} для определения .гидрохинона. // Зав. лаб. Диагностика материалов. 2011. № 4. Т. 77. С. 23-28.

8. Malinina L.I., Rodionov P. V., Veselova I.A., Shekhovtsova T.N. Novel application of chitosan. //Adv. Chitin Sci. 2011. V. 11. P. 309-312.

9. Veselova I.A., Malinina L.I., Rodionov P.V., Shekhovtsova T.N.. Properties and analytical application of self-assembled complex {peroxidase-chitosan}. // Talanta. 2012.V. 102 P. 10-109.

10. Yang X, Niu C.G., Shen G.L., Yu R.Q. Picric acid sensitive optode based on a fluorescence carrier covalently bound to membrane. // Analyst. 2001. V. 126. P. 349-352.

11. Niu C.G., Li Z.Z., Zhang X.B., Lin W.Q., Shen G.L., Yu R.Q. Covalently immobilized aminonaphthalimide as fluorescent carrier for the preparation of optical sensors. // Anal. Bioanal. Chem. 2002. V. 372. P. 519-524.

12. Hu Y.J., Tan S.Z., Shen G.L., Yu R.Q. A selective optical sensor for picric acid assay based on photopolymerization of 3-(N-methacryloyl) amino-9-ethylcarbazole. // Anal. Chim. Acta. 2006. V. 570. P. 170-175.

13. Raymo F.M., Cejas M.A. Supramolecular association of dopamine with immobilized

fluorescent probes. // Org. Lett. 2002. V. 14. № 19. P. 3183-3185.

14. Cejas M., Raymo F.M. Fluorescent diazopyrenium films and their response to dopamine. // Langmuir. 2005. V. 21. P. 5795-5802.

15. Russell I.M., Burton S.G. Development and demonstration of an immobilized-polyphenol oxidase bioprobe for the detection of phenolic pollutants in water. //" Anal. Chim. Acta. 1999. V. 389. P 161-170.

16. Abdullah J., Ahmad M., Heng L.Y., Karuppiah N., Sidek H. Immobilization of tyrosinase in chitosan film for an optical detection of phenol. // Sens, and Act. B. 2006. V. 114. P. 604-609.

17. Abdullah J., Ahmad M., Karuppiah N., Heng L.Y., Sidek H. Chitosan-based tyrosinase optical phenol biosensor employing hybrid nafion/sol-gel silicate for MBTH immobilization. // Talanta. 2006. V. 40. P. 527-532.

18. Abdullah J., Ahmad M., Heng L.Y., Karuppiah N., Sidek H. Stacked films immobilization of MBTH in nafion/sol-gel silicate and horseradish peroxidase in chitosan for the determination of phenolic compounds. // Anal. Bioanal. Chem. 2006. V. 386. P. 1285-1292.

19. Abdullah J., Ahmad M., Heng L.Y., Karuppiah N., Sidek H. An optical biosensor based on immobilization of laccase and MBTH in stacked films for the detection of catechol. // Sensors. 2007. V. 7. P. 2238-2250.

20. Maue M., Shrader T. A color sensor for catecholamines. // Angew. Chem. 2005. V. 44. P. 2265-2270.

21. Apak R., Cekic S.D., Cetinkaya A., Filik H., Hayvali M., Kilic E. Selective determination of catechin among phenolic antioxidants with the use of a novel optical fiber reflectance sensor based on indophenol dye formation on nano-sized Ti02. // J. Agric. Food Chem. 2012. V. 60. P. 2769-2777.

22. Patra D., Mishra A.K Fluorescence quenching of benzo[k]fluoranthene in polyvinyl alcohol) film: a possible optical sensor for nitro aromatic compounds. // Sens, and Act. B. 2001. V.80. P. 278-282.

23. Zhou X., Huang J., Li M., Wang B. A novel method of adrenaline concentration detection using fiber optical biosensor based on the catalysis of iron (II) phthalocyanine. // Proceedings of SPIE. 2009. V. 7278. P. 1-8.

24. Park SA., Jang E., Koh W.G., Kim B. Fabrication and characterization of optical

biosensors using polymer hydrogel microparticles and enzyme-quantum dot conjugates. // Sens, and Act. B. 2010. V. 150. P. 120-125.

25. She N., Gao M., Cao L., Wu A., Isaacs L. Sensor for nitrophenol based on a fluorescent molecular clip. // Org. Lett. 2009. V. 11. № 12. P. 2603-2606.

26. Yoon J., Czarnik A. W. Fluorescent chemosensing of catechol and catecholamines in water. // Bioorg. Med. Chem. 1993. V.l. № 4. P. 267-271.

27. Secor K., Glass T.E. Selective amine recognition: development of a chemosensor for dopamine and norepinephrine. // Org. Lett. 2004. V. 6. № 24. P. 3727-3720.

28. Coscun A., Akkaya E.U. Three-point recognition and selective fluorescence sensing of L-DOPA. // Org. Lett. 2004. V. 6. № 18. P. 3107-3109.

29. Kolusheva S., Moly O., Herm M., Schrader T., Jelinek R. Selective detection of catecholamines by synthetic receptors embedded in chromatic polydiacetylene vesicles. // J. Am. Chem. Soc. 2005. V. 127. P. 10000-10001.

30. Ramos M.C., Torijas M.C., Diaz A.N. Enhanced chemiluminescence biosensor for the determination of phenolic compounds and hydrogel peroxide. // Sens, and Act. B. 2001. V. 73. P. 71-75.

31. Fiorentino D., Gallone A., Fiocco D., Palazzo G., MallardiA. Mushroom tyrosinase in polyelectrolyte multilayers as an optical biosensor for o-diphenols. // Biosens. Bioelectron. 2010. V. 25. P. 2033-2037.

32. Canizares M.P., Tena M.T., Castro L.M.D. On line coupling of a liquid-liquid extraction flow-reversal system to a spectrophotometric flow-through sensor for the determination of phenols in olive oil. // Anal. Chim. Acta. 1996. V. 323. P. 55-62.

33. Medina A.R., Fernandez de Cordova M.L., Diaz A.M. Sensitive determination of adrenaline by means of a flow-through solid phase UV spectrophotometric sensing device. // Mikrochim. Acta. 2000. V. 134. P. 101-105.

34. Paranjpe P., Dutta S., Karve M., Padhye S., Narayanaswamy R. A disposal optode using immobilized tyrosinase films. // Anal. Biochem. 2001. V. 294, P.102-107.

35. Shim Y.B., Kim K.H., Worn M.S., Park H., Jin C.S. Development of a portable phenol-sensing system with a one-chip microcomputer. // J. Korean Chem. Soc. 1996. V. 40. №5. P. 333-340.

36. Filik H., Hayvali M., Kilic E., Apak R., Aksu D., Yanaz Z., Cengel T. Development of an optical fiber reflectance sensor for p-aminophenol detection based on

immobilized bis-8-hydroxyquinoline. // Talanta. 2008. V. 77. P. 103-109.

37. Filik H., Aksu D., Apak R., Sener I., Kilic E. An optical fiber reflectance sensor for p-aminophenol detection based on tetrahydroxycalix[4]arene as sensing reagent. // Sens, and Act. B. 2009. V.136. P. 105-112.

38. Zeng H.H., Wang K.M., Liu C.L., Yu R.Q. A reversible optode membrane for picric acid based on the fluorescence quenching of pyrene. // Talanta. 1993. V. 40. № 10. P. 1569-1573.

39. Zeng H.H., Wang K.M., Yu R.Q. Development of an optrode membrane for the determination of picric acid based on fluorescence energy transfer. // Anal. Chim. Acta. 1994. V. 298. P. 271-277.

40. Ni R., Tong R.B., Guo C.C., Shen G.L., Yu R.Q. An anthracene/porphyrin dimer fluorescence energy transfer sensing system for picric acid. // Talanta. 2004. V. 63. P. 251-257.

41. Chan W.H., Lee A.W.M., Lam Y.S., Wang K.M. Fluorescent sensor based on newly synthesized fluorescein octadecyl ether octadecyl ester (FODEE) for direct determination of phenols in aqueous solutions. // Anal. Chim. Acta. 1997. V. 351. P. 197-203.

42. Wang Y., Wang K.M., Shen G., Yu R.Q. A selective optical chemical sensor for o-nitrophenol based on fluorescence quenching of curcumin. // Talanta. 1997. V. 44. P. 1319-1327.

43. Wang X, Zeng H., Zhao L., Lin J.M. A selective optical chemical sensor for 2,6-dinitrophenol based on fluorescence quenching of a novel functional polymer. // Talanta. 2006. V. 70. P. 160-168.

44. Yang R.H., Wang K.M., Xiao D., Luo K., Yang X.H. A renewable liquid drop sensor for di- or trinitrophenol based on fluorescence quenching of 3,3',5,5'-tetramethylbenzidine dihydrochloride. // Analyst. 2000. V. 125. P. 877-882.

45. Wu X.J., Choi M.M.F., Wu X.M. An organic-phase optical phenol biosensor coupling enzymatic oxidation with chemical reduction. // Analyst. 2004. V. 129. P. 1143-1149.

46. Huang J., Fang H., Liu C., Gu E., Jiang D. A novel fiber optic biosensor for the determination of adrenaline based on immobilized laccase catalysis. // Anal. Lett. 2008. V. 41. № 8. P. 1430-1442.

47. Lu J., Zhang Z. A reusable optical sensing layer for picric acid based on the luminescence quenching of the Eu-thenoyltrifluoroacetone complex. // Anal. Chim. Acta. 1996. V. 318. P. 175-179.

48. Wang X., Zeng H., Wei Y., Lin J.M. A reversible fluorescence sensor based on insoluble P-cyclodextrin polymer for direct determination of bisphenol A (BPA). // Sens, and Act. В. V. 2006. P.565-572.

49. Radu D.R., Lai C.Y., Wiench J. W., Pruski M., Lin V.S.Y. Gatekeeping layer effect: a poly(lactic acid)-coated mesoporous silica nanosphere-based fluorescence probe for detection of amino-containing neurotransmitters. // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. P. 1640-1641.

50. Yang R.H., Wang K.M., Long L.P., Chan W.H., Yang X.H. A selective PVC membrane for di- or trinitrophenol based on Л^Л^Пэепгу-ЗЗ'^^'-tetramethylbenzidine. //Analyst. 2002. V. 127. P. 119-124.

51. Lahaye M., Rochas C. Chemical structure and physico-chemical properties of agar. //Hydrobiologia. 1991. V. 221. № 1. P. 137.

52. В. M. Brena. F. Batista-Viera. Immobilization of enzymes. // Methods Biotechnol. 2006. V. 22. P. 15-30.

53. Tisher W., Wedekind F.. Immobilized enzymes: Methods and application. // Top. Curr. Chem. V. 200. 1999. P. 96-126.

54. Dutta P.K., Dutta J., Tripathi V.S. Chitin and chitosan: chemistry, properties and application. // J. Sci. Ind. Res. 2004. V. 63. P. 20-31.

55. Скрябин К.Г., Вихорева Г.А., Варламов В.П. Хитин, хитозан. Получение, свойства и применение. М: Наука, 2002. 365 с.

56. Wang G., Хи J.J., Ye L.H., Zhu J.J., Chen H.Y. Highly sensitive sensors based on the immobilization of tyrosinase in chitosan. // Bioelectrochemistry. 2002. V. 57. P. 33-38.

57. Fan Q., Shan D., Xue H., He Y., Cosnier S. Amperometric phenol biosensor based on laponite clay-chitosan nanocomposite matrix. // Biosens. Bioelectron. 2007. V. 22. P. 816-821.

58. Han E., Shan D., Xue H., Cosnier S. Hybrid material based on chitosan and layered double hydroxides: characterization and application to the design of amperometric phenol biosensor. // Biomacromolecules. 2007. V. 8. P. 971-975.

59. Веселова НА. Иммобилизованные пероксидаза и щелочная фосфатаза в тест-методах определения биологически активных веществ. Дис. канд. хим. наук. М.: МГУ, 2001.295 с.

60. Sakuragawa A., Taniai Т., Okutani Т. Fluorometric determination of microamounts. of hydrogen peroxide with an immobilized enzyme prepared by coupling horseradish peroxidase to chitosan beads. // Anal. Chim. Acta. 1998. V. 374. P. 191-200.

61. Diaz A.N., Ramos M.C., Torijas M.C. Sol-gel peroxidase biosensor for hydrogen peroxide detection by chemiluminescence. // Anal. Chim. Acta. 1998. V. 363. P. 221-227.

62. Rubtsova M. Y., Kovba G. V., Egorov A.M. Chemiluminescent biosensors based on porous supports with immobilized peroxidase. Biosens. Bioelectron. 1998. V. 12. P. 75-85.

63. Collaudin A.B., Blum L.J. Enhanced luminescent response of a fiber-optic sensor for H202 by a high-salt-concentration medium. // Sens, and Act. B. 1997. V. 38 - 39. P. 189-194.

64. Porsh H.E., Wolfbeis O.S. Optical sensor for hydrogen peroxide. // Mikrochim Acta. 1989. V. 1. P. 41-50.

65. Lobnik A., Cajlakovic M. Sol-gel based optical sensor for continuous determination of dissolved hydrogen peroxide. // Sens, and Act. B. 2001. V. 74. P. 194-199.

66. Hanko M., Bruns N., Tiller J.C., Heinze J. Optical biochemical sensor for determining hydroperoxides in nonpolar organic liquids as archetype for sensors consisting of amphiphilic conetworks as immobilization matrices. // Anal. Bioanal Chem. 2006. V. 386. P. 1273-1283.

67. Hanko M., Bruns N., Rentmeister S., Tiller J.C., Heinze J. Nanophase-separated amphiphilic conetworks as versatile matrixes for optical chemical and biochemical sensors. // Anal. Chem. 2006. V. 78. P. 6376-6383.

68. Du J.X., Shen L.H., Lu JR. Flow-injection chemiluminesence determination of epinephrine using epinephrine-imprinted polymer as recognition material. // Anal. Chim. Acta. 2003. V. 489. № 2. P. 183-189.

69. Zhou G.J., Zhang G.F., Chen H.Y. Development of integrated chemiluminescence flow sensor for the determination of adrenaline and isoprenaline. // Anal. Chim.

Acta. 2002. V. 463. № 2. 183-189.

70. Michalowski J., Hakaburda P. Flow-injection determination of epinephrine in pharmaceutical preparations using raw apple juice as enzyme source. // Talanta. 2001. V. 55. №6. P. 1165-1171.

71. Sun Y.Y., Tang. Y.H., Zheng X.H., Yao H., Xu Z. Determination of catecholamines ~ by flow-injection chemiluminescence method based on their restraining effects on the luminol-potassium chlorate system. // Anal. Lett. 2004. V. 37. № 12. P. 24452458.

72. Hu Y, Pang Z. Indirect chemiluminescent detection of capillary zone electrophoresis of monoamines and catechol using luminol - K3[Fe(CN)6] system. // J. Chromatogr. A. 2005. V. 1091. № 1-2. P. 194-198.

73. Su R.G., Lin J.M., Qu F., Chen Z.F., Gao Y.H., Yamada M. Capillary electrophoresis microchip coupled with on-line chemiluminescence detection. // Anal. Chim. Acta. 2004. № 1. V. 508. P. 11-15.

74. Adcock J.L., Barnett N.W., Costin J.W., Francis P.S., Lewis S. W. Determination of selected neurotransmitter metabolites using monolithic column chromatography coupled with chemiluminescent detection. // Talanta. 2005. V. 67. № 3. P. 585-589.

75. Wood A.T., Hall M.R. Reversed-phase high-performance liquid chromatography of catecholamines and indoldiamines using a simple gradient solvent system and native fluorescence detection. // J. Chromatogr. B. 2000. V. 774. № 1. P. 221-225.

76. Zhang X, Sweedler J. Ultraviolet native fluorescence detection in capillary electrophoresis using a metal vapor NeCu laser. // Anal. Chem. 2001. V. 73. № 22. P. 5620-5624.

77. Hsieh M., Hsu C., Tseng W, Chang H. Amplification of small analytes in polymer solution by capillary electrophoresis. // Electrophoresis. 2002. V. 23. № 11. P. 1633-1641.

78. Hsieh M., Chang H. Discontinuous electrolyte systems for implroved detection of biologically active amines and acids by capillary electrophoresis with laser-induced native fluorescence detection. //Electrophoresis. 2005. V. 26. № 1. P. 187-195.

79. Kuo I.T. Huang Y.F., Chang H.T. Silica nanoparticles for separation of biologically active amines by capillary electrophoresis with laser-induced native fluorescence detection. // Electrophoresis. 2005. V. 26. № 13. P. 2643-2651.

80. Wang H.Y., Sun Y., Tang B. Study on fluorescence property of dopamine and determination of dopamine by fluorimetry. // Talanta. 2002. V. 57. № 5. P. 899-907.

81. Kehr J., Yoshitake Т., Wang F.H., WynickD., Holmberg K., Lendahl U., Bartfai Т., Yamaguchi M., Hokfelt Т., Ogren S.O. Microdialysis in freely moving mice: determination of acetylcholine, serotonin and noradrenaline release in galanin transgenic mice. // J. Neurosci. Methods. 2001. V. 109. P. 71-80.

82. Yoshitake Т., Fujino K, Kehr J., Ishida J., Nohta H., Yamaguchi M. Simultaneous determination of norepinephrine, serotonine, and 5-hydroxyindole-3-acetic acid in microdyalysis samples from rat brain by microbore column liquid chromatography with fluorescence detection following derivatization with benzylamine. // Anal. Biochem. 2003. V. 312. P. 125-133.

83. Fujino K., Yoshitake Т., Kehr J., Nohta H., Yamaguchi M. Simultaneuos determination of 5-hydroxyindoles and catechols by high-liquid chromatography with fluorescence detection following derivatization with benzylamine and 1,2-diphenylethylenediamine. //J. Chromatogr. A. 2003. V. 1012. P. 169-177.

84. Yoshitake Т., Kehr J., Yoshitake S., Fujino K, Nohta K, Yamaguchi M. Determination of serotonine, noradrenaline, dopamine and their metabolites in rat brain extracts and microdyalysis samples by column liquid chromatography with fluorescence detection following derivatization with benzylamine and 1,2-diphenylethylenediamine. // J. Chromatogr. B. 2004. V.807. P. 177-183.

85. Яблоцкий КВ. Новые аспекты применения нативной и иммобилизованной пероксидазы хрена для определения ее ингибиторов и субстратов. Дис. канд. хим. наук. М.: МГУ, 2010. 184 с.

86. Simeon N., Myers R., Bayle С., Nertz M., Stewart J.К, Couderc F. Some application of near-ultraviolet laser-induced fluorescence detection in nanomolar- and subnanomolar-range high performance liquid chromatography or micro-highperformance liquid chromatography. // J. Chromatogr. B. 2001. У. 913. P. 253-259.

87. Tsunoda M., Takezawa K, Masuda M., Imai К Rat liver and kidney catechol-O-methyltransferase activity measured by high-performance liquid chromatography with fluorescence detection. // Biomed. Chromatogr. 2002. V. 16. P. 536-541.

88. Masuda M., Tsunoda M., Imai К High-performance liquid chromatography-fluorescent assay of catechol-O-methyltransferase activity in rat brain. // Anal.

Bioanal. Chem. 2003. V. 376. P. 1069-1073.

89. Hirano Y., Tsunoda M., Finatsu T., Imai K. Rapid assay for catechol-O-methyltransferase activity by high-perfomance liquid chromatography-fluorescence detection. // J. Chromatogr. B. 2005. V. 819. P. 41-46.

90. Tsunoda M., Imal K. An assay for detection of rat adrenal catechol-O-methyltransferase activity: comparosin of spontaneously hypertensive rats and Wistar-Kyoto rats. //Anal. Bioanal. Chem. 2004. V. 380. P. 887-890.

91. Tsunoda M, Mitsuhashi K, Masuda M., Imai K. Simultaneous determination of 3,4-dihydroxyphenylacetic acid and homovanillic acid using high performance liquid chromatography-fluorescence detection and application to rat kidney microdialysate. // Anal. Biochem. 2002. V. 307. P. 153-158.

92. Wang H.Y. Hui Q.S., Xu L.X., Jiang J.G., Sun Y. Fluorimetric determination of dopamine in pharmaceutical products and urine using ethylene diamine as the fluorigenic reagent. // Anal. Chim. Acta. 2003. V. 497. P. 93-99.

93. Karim M.M., Alam S.M., Lee S.H. Spectrophotometric estimation of epinephrine using ethylenediamine condensation method. // J. Fluoresc. 2007. V. 17. P. 427436.

94. Kundu S., Ghosh S.K., Mundal M., Pal A., Pal T, Fluorimetric determination of dopamine via its derivatization with 1,2-phenilendiamine. // J. Ind. Chem. Soc. 2004. V. 81. P. 868-873.

95. Yang J., Zhang G., Wu X., Huang F., Lin C., Cao X., Sun L., Ding Y. Fluorimetri determination of epinephrine with o-phenilenediamine. //Anal. Chim. Acta. 1998. V. 363. P.105-110.

96. Wang H., Li J., Liu X., Yang T.X., Zhang H.S, N-xydroxysuccinimidyl fluorescein-O-acetate as a fluorescent derivatizing reagent for catecholamines in liquid chromatography. // Anal. Biochem. 2000. V. 281. P. 15-20.

97. Bowser M.T., Kennedy R.T. In vivo monitoring of amine neurotransmitters using microdialisys with on-line capillary electrophoresis. // Electrophoresis. 2001. V. 22. P. 3668-3676.

98. Chen Z., Wu J., Baker G.B., Parent M., Dovichi N.J. Application of capillary electrophoresis with laser-induced fluorescence to the determination of biogenic amines and amino acids in brain microdialysate and homogenate samples. // J.

Chromatogr. A. 2001. V. 914. P. 293-298.

99. Xiong S., Han H., Zhao R., Chen Y., Liu G. Capillary electrophoresis of catecholamines with laser induced fluorescence intensified charge-coupled device detection. // Biomed. Chromatogr. 2001. V. 15. P. 83-88.

100. Du M., Fianigan V., Ma Y. Simultaneous determination of polyamines and catecholamines in PC-12 tumor cell extracts by capillary electrophoresis with laser-induced fluorescence detection. // Electrophoresis. 2004. V. 25. P. 1496 - 1502.

101. Zhang J., Chen X., Ни Z., Ma X. Quantification of noradrenaline and dopamine in Portulaca oleracea L. by capillary electrophoresis with laser-indused fluorescence detection. // Anal. Chem. Acta. 2002. V. 471. P. 203-209.

102. Tsai C.H., Huang H.M., Lin C.H. Violet light emitting diode-induced fluorescence detection combined with on-line sample concentration techniques for use in capillary electrophoresis. // Electrophoresis. 2003. V. 24. P. 3083-3088.

103. Huang H.M., Lin C.H. Methanol plug assisted sweeping-micellar electrokinetic chromatography for the determination of dopamine in urine by violet emitting diode-induced fluorescence detection. // J. Chromatogr. A. 2005. V. 816. P. 113119.

104. ParrotS., Sauvinet V., Riban V., Depaulis A., RenaudB., Denoroy L. High temporal resolution for in vivo monitoring of neurotransmiters in awake epileptic rats using brain microdialysis and capillary electrophoresis with laser-indused fluorescence detection. // J. Neurosci. Methods. 2004. V. 140. P. 29-38.

105. ZhuX., Shaw P.N., Barrett D.A. Catecholamines derivatized with 4-fluoro-7-nitro-2,1,3-benzoxadiazole: characterization of chemical structure and fluorescence properties. // Anal. Chem. Acta. 2003. V. 478. P. 259-269.

106. Tsunoda M. Resent advances in methods for the analysis of catecholamines and their metabolites. // Anal. Bioanal. Chem. 2006. V. 386. P. 506-514.

107. Shannon L.M., Kay E., Lew J. Y. Peroxide isozymes from horseradish roots. Isolation and physical properties. // J. Biol. Chem. 1966. V. 249. № 9. P. 2166-2172.

108. Кольтгоф И.М., Сендел Е.Б. Количественный анализ. М.: Госхимиздат, 1948. С. 822.

109. Gaspar S., Popescu I.C., Gazaryan I.G., Bautista A.G., Sakharov I.Y., Mattiasson В., Csoregi B. Biosensors based on novel plant peroxidases; a comparative study. //

Electrochem. Acta. 2000. V. 46. P. 255-264.

110. Лурье Ю.Ю. Справочник по аналитической химии. М.: Химия, 1989. 480 с.

111. Ма О., Lavertu М., Sun J., Nguyen S., Buschmann M.D., Winnik F.M., Hoemann C.D. Precise derivatization of structurally distinct chitosans with rhodamine В isothyocyanate. //Carbohydr. Polym. 2008. V. 72. P. 616-624.

112. Sawada K, Ueda M. Enzyme processing of wool fabrics in a non-ionic surfactants reverse micellar system. // J. Chem. Technol. Biotechnol. 2004. V. 79. P. 376-380.

113. Кирейко А.В. Пероксидаза в полиэлектролитном комплексе и мицеллах поверхностно-активных веществ для определения ее субстратов и эффекторов в водно-органических средах. Дис. канд. хим. наук. М.: МГУ, 2009. 213 с.

114. Келети Т. Основы ферментативной кинетики. М.: Мир, 1990. 348 с.

115. Еремин В.В., Каргов С.Н. Основы физической химии. Теория и задачи: Учебное пособие для вузов. М.: Экзамен, 2005. 158 с.

116. Решетняк ЕА., Никитина НА., Логинова ЛИ., Мчедлов-Петросян Н.О., Светлова Н.В. Протолитические и комплексообразующие свойства индикаторов в среде желатинового геля. // Вюник Харювського нацюнального ушверситету. 2005. № 669. Ximiz. Вип. 13 (36). С. 67-82.

117. Коновалова О.Ю., Логинова Л.П. Особенности протекания индикаторной реакции на первичные ароматические амины в желатиновой пленке. // Методы и объекты химического анализа. 2008. Т. 3. № 2. С. 147-156.

118. Drexhage КН. Fluorescence efficiency of laser dyes. // J. Res. Nat. Bur. Std. Pt. 1976. V. 80A. P. 421-428.

119. http://infra.sai.msu.ru/vega/downloads/8.pdf

120. Bratovskaja I., Vidziunate R., Kulys J. Oxidation of phenolic compounds by peroxidase in the presence of soluble polymers. // Biochemistry. 2004. V. 69. P. 985-992.

121. Dunford H.B. In Peroxidases in chemistry and biology. Boca Raton: CRC Press, 1991.272 р.

122. Puiu M., Raducan A., Babaligea I. Oxidase-peroxidase reaction: kinetics of peroxidase-catalysed oxidation of 2-aminophenol. // Bioprocess Biosyst. Eng. 2008. У. 31. P. 579-586.

123. Vau Maanen J.M.S., Verkerk U.H., Broersen J., Lafleur M. V.M., De Vries J., Retel J., Pinedo H.M. Semi-quinone formation from the catechol and ortho-quinone metabolites of the antitimor agent VP-16-213. // Free Rad. Res. Comms. 1988. V. 4. №6. P. 371-384.

124. Erdem A., Pabuccuoglu A., Meric B., Kerman K., Osnoz M. Electrochemical biosensor based on horseradish peroxidase for the determination of oxidizible drugs. // Turk. J. Med. Sci. 2000. V. 30. P. 349-354.

125. Ruzgas T., Emneus J., Gorton L., Marko-Varga G. The development of a peroxidase biosensor for monitoring phenol and related aromatic compounds. // Anal. Chem. Acta. 1995. V. 311. P. 245-253.

126. Garcia-Moreno M., Moreno-Conesa M., Rodrigues-Lopez J.N., Garcia-Canovas F., Varon R. Oxidation of 4-tert-butylcatechol and dopamine by hydrogen peroxide catalysed by horseradish peroxidase. // Biol. Chem. 1999. V. 380. № 6. P. 689-694.

127. A dak S., Band.yopad.hyay U., Bandyopadhyay D., Banerjee R.K. Mechanism of horseradish peroxidase catalysed epinrphrine oxidation: obligatory role of endogeneous 02" and H202. // Biochemistry. 1998. V. 37. № 48. P. 16922-16933.

128. Brignac P. J., Yu T.H. The oxidation of guaiacol, serotonin, o-cresol. P-cresol, m-cresol, homovanillic acid, and m-tyrosine by horseradish peroxidase and hydrogen peroxide. // Anal. Lett. 1975. V. 8. № 5. P. 315-322.

129. Morozova O.V., Shumakovich G.P., Shleev S.V., Yaropolov YA. Laccase-mediator systems and their applications: a review. // Appl. Biochem. Microbiol. 2007. V. 43. № 5. P. 523-535.

130. Mayberry J.M., Malette M.F. Inhibition of the tyrosinase oxidation of one substrate by another. // J. Gen. Physiol. 1962. V. 45. P. 1239-1245.

131. Thurston C.F. Structure and function of fungal laccases. // Microbiology. 1994. V. 140. P. 19-26.

132. Siegbahn E.M. The catalytic cycle of tyrosinase: peroxide attack on the phenolate ring folowed by 0-0 bond cleavage. // J. Biol. Inorg. Chem. 2003. V. 8. P. 567-576.

133. Yamada K., Akiba Y., Shibuya T., Kashiwada A. Water purification through bioconversion of phenol compounds by tyrosinase and chemical adsorption by chitosan beads. // Biotechnol. Prog. 2005. V. 21. P. 823-829.

134. Jian-Mei Li, Xiang-Guang Meng, Chang-Wei Ни, Juan Du. Adsorption of phenol, p-chlorophenol and p-nitrophenol onto functional chitosan. // Bioresource Technology. 2009. V. 100. P. 1168-1173.

135. Kumar. N.S., Suguna M., Subbaiah M. V., Reddy A. S., Kumar N. P., Krishnaiah. A. Adsorption of Phenolic Compounds from Aqueous Solutions onto Chitosan-Coated Perlite Beads as Biosorben. // Ind. Eng. Chem. Res. 2010. V. 49. P. 9238-9247.

136. Paine G.F., Chaubal M.V., Barbari T.A. Enzyme-catalysed polymer modification: reaction of phenolic compounds with chitosan films. // Polymer. 1996. V. 37. P. 4643-4648.

137. Annadurai G., Rajesh Babu S., Mahesh К. P. O. Murugesan T. Adsorption and biodegradation of phenol by chitosan-immobilized Pseudomonas putida (NICM 2174). // Bioprocess Engineering. 2000. V. 22. P. 493-501.

138. Suresh S., Srivastava V.C., Mishra I.M. Isotherm, thermodynamics, desorption and disposal study for the adsorption of catechol and 4-nitrophenol by granular activated carbon. // J. Chem. Eng. Data. 2011. V. 56. P. 811 - 818.

139. Bianco-Martinez D.A., Giraldo L., Moreno-Pirajan J.C. Effect of the pH in the adsorption and in the immersion enthalpy of monohydroxylated phenols from aqueous solutions on activated carbons. Ill J. Haz. Mater. 2009. V. 169. P. 291-296.

140. Gregg D.C., Nelson J.M. The action of tyrosinase on hydroquinone. // J. Am. Chem. Soc. 1940. V. 62. P. 2510-2512.

141. Давлетшин А.И., Егоров B.B., Зубов В.П. Влияние поверхностно-активных веществ на активность пероксидазы. Влияние анионных ПАВ. // Биоорг. хим. 1998. Т. 24. № 6. С. 426-429.

142. Давлетшин А.И., Егоров В.В., Зубов В.П. Влияние поверхностно-активных веществ на активность пероксидазы. Влияние катионных ПАВ. // Биоорг. хим. 1998. Т. 24. № 6. С. 430-432.

143. Давлетшин А.И., Егоров В.В., Зубов В.П. Влияние поверхностно-активных веществ на активность пероксидазы. Влияние неионных ПАВ. // Биоорг. хим. 2000. Т. 26. № 8. С. 605-608.

144. Kaizer J., Csonka R., Speier G. TEMPO-Initiated oxidation of o-phenylenediamine to 2,3-diaminophenazine. // React. Kinet. Catal. Lett. 2002. V. 75. № 2. P. 367-374.

145. Поляков A.E. Пероксидаза хрена и сои для определения фенольных и

эндопероксидных соединений в водных, водно-органических средах и гидрофильных ионных жидкостях. Дис. канд. хим. наук. М.: МГУ, 2011. 230 с.

146. Dong S., Chi L., Yang Z., He P., Wang Q., Fang Y. Simultaneous determination of dihydroxybenzene and phenylenediamine positional isomers using capillary zone electrophoresis coupled with amperometic detection. // J. Sep. Sci. 2009. V. 32. P. 3232-3238.

147. Paine G.F., Chaubal M.V., Barbari T.A. Enzyme-catalysed polymer modification: reaction of phenolic compounds with chitosan films. // Polymer. 1996. V. 37. P. 4643-4648.

148. http://www.chromolab.ru/kak-sdavat-analiz-na-kateholaminy.html