Цикл реорганизации цитоскелета в делении растительной клетки тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, доктор биологических наук Шамина, Наталия Владимировна

• Шамина, Наталия Владимировна
• доктор биологических наук
• 2005

Оглавление диссертации доктор биологических наук Шамина, Наталия Владимировна

Введение

Глава 1. Цитоскелет в делении растительной клетки. Обзор литературы

1.1. Микротрубочки и ассоциированные с ними белки ж 1.2. Цикл микротрубочкового цитоскелета в делении растительной клетки

1.2.1. Интерфазные кортикальные спирали

1.2.2. Препрофазный пучок микротрубочек

1.2.3. Перинуклеарная система микротрубочек. Профазное веретено.

1.2.4. Веретено деления.

1.2.5. Система фибрилл фрагмопласта

1.3. Актиновый цитоскелет растительной клетки

1.4. Центры организации микротрубочек (ЦОМТ) и регуляция перестроек цитоскелета в ходе деления растительной клетки

1.5. Цитоскелет и пространственная организация клетки

1.6. Цикл цитоскелета в мейотическом делении у высших растений

1.7. Мутации, затрагивающие цитоскелетный цикл у высших растений

1.7.1. Мутации, нарушающие структуру интерфазного цитоскелета

1.7.2. Мутации, нарушающие формирование препрофазного пучка

1.7.3. Мутации, нарушающие формирование веретена деления

1.7.4. Мутации, нарушающие цитоскелетные структуры цитокинеза

1.8. Аномалии цитоскелета в мейозе у отдаленных гибридов

1.9. Аномалии цитоскелета, вызываемые специфическими ингибиторами

1.10. Регуляция цикла деления у высших растений

1.11. Механизмы мейотической реституции

1.11.1. Мейотическая реституция у видов однодольных растений

1.11.2. Мейотическая реституция у видов двудольных растений

Глава 2. Материал и методы

2.1. Использованный материал

2.1.1. Виды однодольных растений

2.1.2. Виды двудольных растений

2.2. Методы исследования

2.2.1. Иммуноокрашивание микротрубочкового цитоскелета и визуализация хромосом

2.2.2. Метод электронной микроскопии

2.2.3. Визуализация МТ цитоскелета классическими методами

Глава 3. Динамика цитоскелета в мейотической профазе

3.1. Динамика цитоскелета на стадии профазы в норме

3.1.1. Деполимеризация цитоскелета в профазе

3.1.2. Консервация цитоскелета в профазе.

3.1.3. Деполимеризация цитоскелета с последующим формированием перинуклеарного кольца

3.1.4. Смешанные фенотипы, промежуточные между вышеописанными

3.1.5. Динамика цитоскелета в профазе II у видов двудольных растений

3.2.Аномалии построения перинуклеарного кольца МТ

3.2.1. Блок перестройки радиального цитоскелета в перинуклеарное кольцо МТ

3.2.2. Автономное кольцо МТ при ацентрическом положении ядра

3.2.3. Прямой пучок МТ вместо перинуклеарного кольца в профазе

3.2.4. Общее цитоскелетное кольцо в многоядерных МКП у видов однодольных

3.2.5. Слияние перинуклеарных колец

3.2.6. Формирование перинуклеарной системы цитоскелета в профазе в отсутствие ядерной оболочки

3.3. Цитоскелет в мейотической профазе. Обсуждение.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Цикл реорганизации цитоскелета в делении растительной клетки»

Цитоскелет - внутриклеточная филаментная цитоплазматическая структура, гораздо более подвижная и динамичная, чем можно заключить из ее названия. Среди функций цитоскелета - определение формы клетки и расположения в ней ядра и органелл, внутриклеточный транспорт, сегрегация хромосом (кариокинез), разделение цитоплазмы с автономизацией дочерних геномов (цитокинез), обеспечение дифференцировки клеток и тканей, формирование клеточной стенки у растений, удлинение растительной клетки. Все многообразие этих функций осуществляется цитоскелетными системами, весьма различными по морфологии и внутриклеточной локализации. Цитоскелет растительной клетки представлен, в основном, двумя составляющими: тубулиновыми микротрубочками (МТ) и актиновыми микрофиламентами (МФ).

Фундаментальным биологическим процессом, осуществляемым цитоскелетом, является деление клетки. Для его выполнения цитоскелет проходит собственный цикл, принимая различные конфигурации соответственно различным своим функциям на каждой стадии деления. Эти конфигурации называются системными структурами цитоскелета. Растительная клетка отличается от животной особенным многообразием цитоскелетных структур, сменяющих друг друга в ходе клеточного деления. Это кортикальные спирали, радиальные пучки, препрофазное кольцо, веретено деления и фрагмопласт (СосШагс! е1 а1., 1994). В делении растительной, да и любой эукариотной, клетки основная роль принадлежит микротрубочковому цитоскелету (Ва1иБка е1 а1., 2004). Актиновые микрофиламенты колокализуются с микротрубочковыми пучками в составе основных цитоскелетных структур, но их функция в них не ясна, поскольку ингибиторы актина не нарушают деления растительной клетки (51а1дег, БсЫм/а, 1987).

В клетках животных и низших эукариот выделяется специальная морфологическая структура, регулирующая процессы динамики цитоскелета в митозе и называемая центросомой, клеточным центром, полюсным организатором веретена. Концепция центросомы как ключевого фактора в регуляции основных морфологических процессов клеточного деления была предложена еще Бовери (Воуеп, 1901) и активно поддержана Мэзия (Маг1а, 1984). Мэзия предложил для эукариотной клетки теорию «гибкой центросомы» как совокупности мелких микрорубочко-организующих частиц, соединенных между собой линейно гипотетической лентообразной структурой. Изменение конформации этой структуры и определяет, по мнению Мэзия, переход от одной цитоскелетной структуры к другой. Мэзия полагал также, что обнаружение такой центросомы в растительной клетке - дело будущего и целиком зависит от развития цитологических методов анализа (Mazia, 1987).

Существует противоположная точка зрения на морфологическую регуляцию цикла цитоскелета в делении растительной клетки: самосборка стабильных микротрубочковых пучков в различные конфигурации посредством активности белков, ассоциированных с микротрубочками (Smirnova, Bajer, 1998). Центросома как компонента растительной клетки этой моделью не рассматривается.

Согласно современным представлениям, для регуляции динамики цитоскелета необходимы специальные морфологические структуры: центры организации микротрубочек (ЦОМТ), - служащие в качестве «затравки» для полимеризации микротрубочек. В животных клетках и клетках низших эукариот ЦОМТ входят в состав центросомы, которая и регулирует динамику цитоскелета. В клетках высших растений ЦОМТ сгруппированы на поверхности ядерной оболочки (Lambert, 1995). Совершенно не ясно, как регулируется динамика цитоскелета на тех стадиях деления растительной клетки, где ядерная оболочка отсутствует, а также в зонах цитоплазмы, удаленных от ядра. Механизмы, регулирующие перестройки цитоскелета в делении растительной клетки, представляют собой важнейшую нерешенную проблему клеточной биологии (Mazia, 1987; Маге, 1997; Baluska et al., 1998).

Поскольку современные методы цитологического анализа не позволяют визуализировать центросомные структуры в растительной клетке и сделать выбор между гипотезой гибкой центросомы и гипотезой самосборки, актуальной является вполне выполнимая задача: детально изучить процесс динамики цитоскелета в ходе клеточного деления как таковой и представить его в качестве непрерывного и полного процесса перехода из одной конфигурации в другую. Для решения этой задачи мы разработали эффективный подход, заключающийся в изучении возможно большего количества аномалий цитоскелетного цикла в делении растительной клетки.

Морфологический анализ аномальных клеточных процессов - весьма информативный подход к решению разнообразных задач клеточной биологии. К сожалению, до сих пор использование морфологических аномалий в цитологическом анализе ограничивалось лишь несколькими аспектами. Первый из них - анализ фенотипа различных мутаций с целью установить первичный морфологический эффект соответствующего гена и произвести генетическую диссекцию изучаемого процесса (см. обзоры Staiger, Cande 1993; Hoyt, Geiser, 1996). Второй аспект -изучение тех клеточных аномалий, которые приводят к биологически значимым последствиям, например, к формированию нередуцированных гамет в мейозе или к апомиксису (в числе прочих см. Werner, Peloquin, 1991; Qu, Vorsa, 1999). Третий аспект применения клеточных аномалий для решения цитологических задач -анализ последствий воздействия на клетку специфических ингибиторов изучаемого процесса или структуры с целью определения роли или функции последних предмет экспериментальной клеточной биологии (McCurdy et al., 1991; Karyophyllis et a!., 1997; Binarova et al., 1998a;).

Однако мы убедились, что анализ аномалий самих по себе, безотносительно их генетической подоплеки, биологической или физиологической значимости является также весьма информативным подходом к изучению процессов внутриклеточных преобразований на уровне морфологических структур. Особенно эффективен этот подход для изучения клеточного деления и дифференцировки. Блокируя, замедляя или искажая ход клеточного процесса, аномалии обнаруживают его детали, скрытые в норме. Полностью нарушая или искажая взаимодействие клеточных структур, аномалии обнаруживают их роль в этом взаимодействии и в изучаемом процессе. Такой подход будет тем более успешным, чем большее количество аномалий используется в анализе. Заранее предсказать, какую именно новую информацию удастся получить в результате такого анализа, невозможно. Может быть, поэтому этот подход до сих пор не используется в изучении структурного аспекта внутриклеточных процессов. Тем не менее, он имеет ряд существенных достоинств, главные из которых - высокая эффективность, методическая простота, а также возможность получить информацию, недоступную для других цитологических методов исследования. Мы назвали этот подход морфологической диссекцией.

Прекрасной моделью для изучения деталей и промежуточных этапов динамики микротрубочкового цитоскелета посредством морфологической диссекции является мейотическое деление в материнских клетках пыльцы (МКП). Мейоциты крупны (десятки микрон в диаметре), многочисленны, синхронизованы по стадиям деления, лишены клеточной стенки. А главное, разнообразные аномалии мужского мейоза у растений легко доступны, то есть могут быть получены в достаточно большом количестве. Нарушениями мейотического деления характеризуются отдаленные гибриды, аллоплазматические линии, гаплоиды, полиплоиды, анеуплоиды и, конечно же, обширная коллекция мейотических мутантов, известная у высших растений (Каи1, 1988).

Правомерен ли выбор мейотического деления, которое является специализированным, в качестве модели для изучения деления растительной клетки вообще, и перенос полученных результатов на митотическое деление? Механизм динамики цитоскелета в отсутствие морфологически идентифицируемых центросомальных структур является важнейшей нерешенной проблемой клеточной биологии. Результаты такого исследования, полученные на любом виде делящихся бесцентриолярных клеток, вскрывают прежде всего общие принципы «цикла цитоскелета без центросом» и имеют соответствующее теоретическое значение. Поэтому выбор модели в данном случае диктуется прежде всего ее информативностью. Кроме того, цикл цитоскелета в ходе мейотического деления в МКП практически не отличается от такового в митотическом делении бесстеночных клеток, например, эндосперма - классической модели для изучения цикла цитоскелета в делении растительной клетки (Бгтгпоуа, Ва]ег, 1998). Морфологическими элементами цитоскелета, организующимися в цитоскелетные структуры и выявляемыми на световом уровне классическими методами визуализации цитоскелета, являются пучки МТ в комплексе с МФ или без них.

Многие промежуточные стадии цитоскелетного цикла для растительной клетки до сих пор не описаны. Анализ характера этих переходов сделает возможным выявить их закономерности и способ регуляции на морфологическом уровне. Полученная информация такого рода представляет собой важный материал для проверки и дальнейшей разработки теории центросомы и клеточного центра эукариотной клетки.

Цель и задачи исследования. Целью настоящей работы было поставлено выяснение морфологических механизмов регуляции цикла морфологических структур цитоскелета в делящейся растительной клетке в отсутствие идентифицируемой центросомы. Конечной целью было построение модели регуляции динамики микротрубочкового цитоскелета в растительной клетке на морфологическом уровне на основании полученных данных.

Для выполнения этой цели были поставлены конкретные задачи:

1. Представить цикл динамики цитоскелета в делящейся растительной клетке в виде непрерывного процесса морфологических преобразований со всеми переходными стадиями.

2. Создать модель для изучения мофологических процессов динамики микротрубочкового цитоскелета в ходе деления растительной клетки.

3. Создать обширную коллекцию аномалий различной этиологии по мобильным стадиям мейотического деления у различных видов однодольных и двудольных растений.

4. Разработать варианты методов визуализации микротрубочкового цитоскелета -как классических так и иммуноокрашивания,- оптимальных для работы с материнскими клетками пыльцы и адекватных поставленным задачам.

5. Провести детальный цитологический анализ динамики цитоскелета в мейозе у всех аномальных форм для выявления составляющих событий и характеристик этого процесса.

6. Сравнить цикл цитоскелета в мейозе у видов с последовательным и одновременным цитокинезом.

7. Провести анализ цикла цитоскелета в мейозе фертильных отдаленных гибридов первого поколения и прочих форм - продуцентов нередуцированных гамет т для выяснения цитоскелетных механизмов мейотической реституции.

8. Составить каталог аномалий веретена деления растительной клетки.

9.Составить аналог аномалий цитокинеза растительной клетки.

10. Составить каталог механизмов мейотической реституции.

11. Составить диагностикум аномалий растительного мейоза по его продуктам

Научная новизна и практическая ценность работы. В результате проведенных в настоящей работе исследований внесен существенный вклад в решение важной проблемы клеточной биологии: морфологической регуляции перестроек цитоскелета в ходе деления бесцентриолярной клетки. Представленные к защите результаты и выводы оригинальны и получены впервые.

Разработан и успешно применен новый подход к цитологическому изучению процессов внутриклеточных морфологических преобразований: морфологическая диссекция, представляющий собой сравнительный анализ возможно большего числа аномалий изучаемого процесса с целью выявления его неизвестных переходных стадий и характеристик. Цитоскелетный цикл в делящейся растительной клетке впервые представлен в виде полного, непрерывного и замкнутого процесса внутриклеточных морфологических преобразований. В том числе впервые описан ход перестроек цитоскелета в профазе и формирование перинуклеарного цитоскелетного кольца. Впервые описана стадия ранней прометафазы как вход цитоскелета в зону бывшего ядра. Впервые выявлены главные морфологические процессы средней прометафазы: формирование биполярных фибрилл веретена.выявлены новые механизмы реорганизации цитоскелета, участвующие в формировании биполярного веретена в поздней прометафазе. Впервые описан механизм формирования подвижного фрагмопласта в мейозе у однодольных видов и предложена модель его центробежного движения. Предложена модель временной регуляции цитокинеза. Впервые проведено сравнение циклов цитоскелета в мейозе с последовательным и одновременным цитокинезом и показано отсутствие принципиальных различий между ними. Выявлены новые механизмы цитоскелетного цикла: перемещение стабильных элементов цитоскелета, изменение их профиля и консолидация в единую структуру. Внесен существенный вклад в понимание морфологических механизмов регуляции цикла цитоскелета в делении растительной клетки в пользу гипотезы самосборки.

Практическая ценность настоящей работы заключается в том, что полученное цельное представление о морфологических механизмах мобильных стадий мейотического деления позволит приблизиться к решению таких проблем селекции, как естественная полиплоидизация, преодоление стерильности отдаленных гибридов первого поколения и апомиксис. Описаны 26 новых аномалий анастрального веретена в дополнение к 4, известным ранее в литературе, а также 23 аномалии цитокинеза. Впервые описаны 18 цитоскелетных механизма мейотической реституции у однодольных и двудольных видов. Разработан диагностикум аномалий растительного мейоза по его продуктам. Составленные каталоги представляют ценность при анализе морфологического фенотипа мейотических мутаций, особенно у таких сложных для цитологического анализа объектов, как арабидопсис. Полученные знания о цитоскелетном цикле в делении растительной клетки могут быть использованы при чтении университетского курса лекций по цитологии и клеточной биологии. Результаты настоящей работы используются для чтения лекций по курсу цитогенетики в Санкт-Петербургском и Новосибирском Государственных университетах и в Университете Джапура (Индия).'

Апробация работы. Материалы диссертации были представлены на III Всесоюзной конференции «Генетика и цитология мейоза» (Новосибирск, 1990), на международном совещании «Fidelity of chromosome transmission and mitosis" (Ленинград, 1990), на 5-м Международном Когрессе по клеточной биологии (1992, Мадрид), на Съездах ВОГИС 1992 и 1994 гг, на 4-м Европейском Конгрессе по клеточной биологии (1994, Прага), на Гордоновской конференции «Meiosis» (1996, США), на международном симпозиуме "Plant Cytoskeleton: A Key for Biotechnology" (Ялта, 1998), на открытом семинаре Вагенингенского университета (Нидерланды, май 2001), на Московском Межинститутском семинаре по клеточной биологии (2 апреля 2003 г.), на Международном Сипмозиуме по проблемам мейоза (Санкт-Петербург, октябрь 2003), на I Съезде клеточных биологов (Санкт-Петербург, октябрь 2003), а также на отчетных сессиях Института цитологии и генетики СО РАН. Публикации по теме работы. По теме работы опубликовано 36 статей в рецензируемых отечественных и зарубежных журналах.

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Шамина, Наталия Владимировна

Основные выводы

1. Анализ аномалий клеточного деления как таковых является эффективным подходом к изучению процессов внутриклеточных морфологических преобразований.

2. На стадиях от профазы до телофазы ход цикла цитоскелета обеспечивается утилизацией элементов предыдущей цитоскелетной системы при построении последующей, а именно:

2.1. В профазе цитоскелет проходит плоскостную реориентацию, тангенциальную ориентацию и формирование перинуклеарного цитоскелетного кольца.

2.2. В ранней прометафазе происходит дезинтеграция перинуклеарного кольца, выпрямление его микротрубочковых пучков и вход их в зону бывшего ядра с формированием хаотичной фигуры цитоскелета.

2.3. В средней прометафазе, или хаотической стадии, происходит формирование биполярных фибрилл веретена - центральных и кинетохорных.

2.4. В поздней прометафазе происходит ориентация биполярных фибрилл вдоль оси будущего деления за счет внешнего по отношению к цитоскелету механизма и окончательное формирование веретена деления за счет процессов самосборки элементов цитоскелета.

2.5. В телофазе построение фрагмопласта происходит как посредством утилизации фибрилл центрального веретена, так и синтеза полюсных МТ.

3. Формирование интерфазной радиальной системы МТ является автономным процессом в цикле реорганизации цитоскелета.

4. Впервые установлены процессы, обеспечивающие реорганизацию цитоскелета в ходе клеточного деления: перемещение стабильных пучков МТ, изменение их профиля и консолидация их в единую структуру.

5. Полученная картина динамики цитоскелета указывает на отсутствие цикла центросомы в делении материнских клеток пыльцы.

6. Впервые составлены полные каталоги: аномалий веретена деления растительной клетки (24 аномалии, 21 описана впервые); аномалий морфологических структур и процессов цитокинеза растительной клетки (26 аномалий, 20 описаны впервые); цитоскелетных механизмов реституционного процесса (19 механизмов, 18 описаны впервые).

7. Впервые разработан диагностикум аномалий растительного мейоза по его продуктам.

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ РАБОТЫ

1. И.Н. Голубовская, Н.В. Шамина. 1980. Цитогенетическое изучение некоторых мейотических мутаций кукурузы, затрагивающих расхождение хромосом. «Актуальные вопросы генетики и селекции растений» Тезисы, докладов Сибирской региональной конференции, Новосибирск, стр. 182

2. И.Н. Голубовская, Н.Б. Христолюбова, В.Т. Сафонова, Н.В. Шамина. 1980. Мейоз как генетически регулируемый онтогенетический процесс. Всесоюзное совещание по генетике развития растений. Ташкент, с. 154.

3. Н.В. Шамина, И.Н. Голубовская. 1981. Контроль формирования и функции митотического аппарата. Цитология и Генетика, т. 15, стр. 77-87.

4. Н.В. Шамина, И.Н. Голубовская, А.Д. Груздев. 1981. Морфологические нарушения веретена у некоторых мейотических мутантов кукурузы. Цитология, т.23. стр.275-281.

5. Н.В. Шамина, А.Д.Груздев. 1987. Исследование двойного лучепреломления веретена у меймутантов кукурузы. Цитология, т.29, стр.104-106.

6. Н.В. Шамина. 1988. Изучение генетического контроля построения и функции веретена деления с использованием мутаций, нарушающих расхождение хромосом в мейозе у кукурузы. Цитология, т. 30, стр. 1301-1305.

7. Н.В. Шамина. 1989. Цитогенетическое изучение мейотических мутантов кукурузы с нарушенной сегрегацией хромосом. «Цитогенетика с-х растений», Новосибирск. Стр. 23-27.

8. Н.В. Шамина. 1988. Некоторые неизвестные механизмы построения мейотического веретена высших растений. 3 Всесоюзная конференция молодых ученых по физиологии растительной клетки. Петрозаводск, стр.21.

9. Н.В. Шамина. 1989. Первичный морфологический эффект трех мейотических мутаций, затрагивающих функцию веретена деления в мейозе у кукурузы. Тез. докладов Всес. конф. «Частная генетика растений», Киев, т.2, стр.121.

10. Н.В. Шамина. 1989. Некоторые неизвестные механизмы построения и функции мейотического веретена растительной клетки. В сб. «Цитогенетика сельскохозяйственных растений», Новосибирск, стр. 38-48.

11. Н.В. Шамина. 1990. Генетический контроль формирования мейотического веретена на примере ряда меймутантов кукурузы. IV Всесоюзн. Конф. Молодых ученых по физиологии растительной клетки. Минск, стр.15.

12. Н.В. Шамина. 1990. Мейотические мутации как модельный объект для изучения клеточных механизмов мейоза. 111 Всесоюз. Конференция по генетике и цитологии мейоза. Новосибирск, стр.28.

13. Н.В. Шамина. 1990. Контролирующее действие мутаций на морфологические структуры мейоза. 111 Всесоюзн. Конференция по генетике и цитологии мейоза. Новосибирск. Стр. 28.

14. N.V. Shamina. 1992. Three meiotic mutations altering the fidelity of chromosome transmission in maize. Abstr. 5 Intern. Congress on Cell Biology. Madrid, p.260.

15. N.V. Shamina. 1992. Two meiotic mutations altering the fidelity of chromosome transmission in maize. Chromosome Transmission and Mitosis Meeting, may, Leningrad, USSR, p.13-18.

16. Н.В.Шамина, Н.В.Дорогова. 1992. Ультраструктура материнских клеток пыльцы с нарушенной сегрегацией хромосом у кукурузы. Тез. ВОГИС, Минск.

17. Н.В. Дорогова, Н.В. Шамина. 1994. Особенности цитокинеза в клетках высших растений. Цитология, т.36, № 9-10, стр. 899-915.

18. Н.В. Шамина, Я.С. Рузанкина, С.П. Соснихина. 1994. Нарушение структуры веретена деления мутацией теНО в мужском мейозе у ржи. Цитология, т.36, №2. Стр.189-194.

19. Н.В. Шамина, С.Е. Козырева. 1995. Аномалии веретена, ведущие к мейотической реституции в мейозе отдаленных гибридов. Цитология, т.37. N28, стр.775-782.

20. Н.В. Шамина. 1994. Околоядерное кольцо микротрубочек - новая морфологическая структура в мейотической клетке. Тезисы съезда ВОГИС

21., Н.В. Шамина. Н.В. Дорогова. 1995. Изучение ультра структуры аномального мейоза у мутанта ms43 у кукурузы. Цитология, т.37, №7, стр.561-566.

22. N.V. Shamina. 1994. Planar perinuclear band and anastral meiotic metakinesis -normal and anomalous. 4th European Congress on Cell Biology. Prague, abstr. 33.

23.N.V. Shamina, N.V. Dorogova. 1997. Excessive cytokinesis distortion of cell division caused by meimutation pam in maize. Cell Biol Intern., v.21, p.292-294.

24.N.V. Dorogova, N.V. Shamina, S.I. Maletski. 1999. The mutational variation of a cytoskeleton and formation of unreduced male gametes in sugar beet. Sugar Tech vol.1,

No2, p.83-85.

25.N.V. Shamina, N.V. Dorogova, A.G. Orlova, S.A. Trunova, N.P. Gontcharov. 1999. Abnormalities of spindle and cytokinesis behavior leading to meiotic restitution in cereals. Cell Biol Internatl vol.23, No12, pp. 863-870.

26.H.B. Шамина, H,B. Дорогова. 2000. Аномалии микротрубочкового цитоскелета в мутантной линии сахарной свеклы. Цитология, т.42, №4, стр.372-379.

27.Н.В. Шамина. Н.В. Дорогова, П.Л. Перельман. 2000. Нарушения мужского мейоза у гороха Pisum sativum L., вызываемые мутацией ms3. Цитология, т.42, N24, стр.404411.

28.N.V. Shamina, N.V. Dorogova, Т.А. Trunova. 2000. Radial spindle and the phenotype of maize meiotic mutant, dv. Cell Biol Internatl vol.24, No.10, pp.729-736.

29.H.B. Шамина, Н.В. Дорогова, A.A. Загорская, E.B. Дейнеко, B.K. Шумный. 2000. Аномалии мужского мейоза в стерильной трансгенной линии табака RES91. Цитология, т.42, № 12, стр. 1159-1164.

30.N.V. Shamina, N.V. Dorogova, lu.V. Sidorchuk, A.A. Zagorskaya, E.V. Deineko, and V.K. Shumny. 2000. Abnormalities of meiotic division caused by T-DNA tagged mutation in tobacco (Nicotiana tabacum L.). Cell Biol Internatl vol 25, pp. 367-369.

31.Ю.В. Сидорчук, A.A. Загорская, E.B. Дейнеко, Н.В. Шамина, B.K. Шумный. 2000. T-ДНК индуцированные аномалии цветков и мужская стерильность у трансгенных растений табака: морфометрический и цитологический анализ. Цитология и Генетика, т. 34, №6, стр. 3-8.

32.Н.В. Шамина, Н.Я. Вайсман, Н.В. Дорогова, О.А. Шаворская, С.И. Малецкий. 2001. Интерзональные микротрубочки и мейотическая реституция у двудольных. Цитология, т.43, №1, стр.33-38.

33.Дорогова Н.В., Шамина Н.В. 2001. Феномен чрезмерного цитокинеза в фенотипе мейотической мутации рат у кукурузы. Цитология. Т.43. С. 471-476

34.Серюкова Е.Г., Дорогова Н.В., Жарков Н.А., Шамина Н.В. 2003. Нарушения прометафазы, приводящие к реституции ядер. Цитология т. 45, N23. стр. 244-248. 35.Shamina N.V., Silkova O.G., Seriukova E.G. 2003. Monopolar spindles in meiosis of intergeneric cereal hybrids. Cell Biol Internatl 27: 657-664.

Зб.Шамина Н.В. 2003. Динамика микротрубочкового цитоскелета в мейозе высших растений. I. Околоядерное кольцо микротрубочек и построение мейотического веретена. Цитология, т.45, №7, стр. 650-654.

37.Шамина Н.В., Дорогова Н.В., Серюкова Е.Г. 2003. Динамика микротрубочкового цитоскелета в мейозе высших растений. II. Формирование перинуклеарного кольца микротрубочек. Цитология, т. 45, №7, стр. 655-660.

38.Шамина Н.В., Дорогова Н.В., Серюкова Е.Г., Силкова О.Г. 2003. Динамика микротрубочкового цитоскелета в мейозе высших растений. III. Стадии ранней прометафазы. Цитология, т. 45, №7, стр. 661-667.

ЗЭ.Сидорчук Ю.В., Шамина Н.В., Дейнеко Е.В. 2003. Цитомиксис в материнских клетках пыльцы трансгенных растений табака. Тезисы Международного симпозиума по проблемам мейоза, Санкт-Петербург, октябрь 2003. Цитология, т. 45, №9, стр. 962.

40.Шамина Н.В. 2003. Каталог аномалий веретена деления растительной клетки. Тезисы Международного симпозиума по проблемам мейоза, Санкт-Петербург, октябрь 2003, Цитология, т. 45, №9, стр. 966.

41. Conicella С, Capo А, Cammaren М, Errico A, Shamina N, Monti L. 2003. Elucidation of meiotic nuclear restitution mechanisms in potato through analysis of microtubular cytoskeleton. Euphytica vol.133:107-115.

42. Н.В. Шамина, H.M. Ковалева, O.A. Шацкая, Е.Д. Гаврилова. 2004. Консолидация цитоскелета при формировании веретена деления в растительной клетке. I. Аномалии, затрагивающие целостность веретена в мейозе. Цитология, т. 46, №7, стр. 587-591.

43. Н.В. Шамина, Н.В. Дорогова, А. Е. Чередниченко. 2004. Консолидация цитоскелета при формировании веретена деления в растительной клетке. II. «Слившиеся веретена». Цитология, т. 46, №8, стр. 685-689.

44. Шамина Н. В., Дорогова Н.В. 2004. Молекулярные механизмы динамики цитоскелета в делении растительной клетки. Биологические мембраны, т 21, № 6, с. 435-441.

45. Н.В. Шамина, Н.В. Дорогова. 2004. Цикл микротрубочкового цитоскелета в делении растительной клетки. Цитология, т. 46, №11, стр. 960-965.

46.Н.В Дорогова, Шамина Н.В. 2005. Организация цитокинеза в делении растительной клетки. Цитология, т. 47. №7, стр. 563-577.

47. Н.В. Шамина. 2005. Аномалии веретена деления растительной клетки. Цитология, т. 47, №7, стр. 584-594.

48. N.V. Shamina . 2005. Formation of division spindle in higher plant meiosis. Cell Biology International 29: 309-318.

49. N.V. Shamina. 2005. Catalogue of division spindle abnormalities in higher plants. Cell Biology International 29: 384-391.

50. H.B. Шамина. 2005. Аномалии цитоскелета и мейотическая реституция в мейозе у высших растений. Цитология, т. 47, №8,стр. 692-697.

51.Н.В. Шамина, Н.М. Ковалева, Н.В. Соловьева. 2005. Динамика микротрубочкового цитоскелета в мейозе у высших растений. IV. Средняя прометафаза. Цитология т.47, №9, 760-765.

52. Н.В. Шамина, Н.М. Ковалева, Н.В. Соловьева, Е. И. Гордеева. 2005. Динамика микротрубочкового цитоскелета в мейозе у высших растений. V. Поздняя прометафаза. Общая схема формирования веретена деления. Цитология 47 (10): 889-897.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Шамина, Наталия Владимировна, 2005 год

1. Васильев А.Е. 1996а. Сравнительная структурно-функциональная характеристика цитоскелета животных и высших растений. Журнал Общей Биологии 57: 293-324. Васильев А.Е. 19966. Цитоскелет генеративной сферы высших растений. Журнал Общей Биологии 57: 567-591.

2. Данжар П. 1950. Цитология растений и общая цитология. М., «Иностранная литература», 647 стр.

3. Дорогова Н.В., Шамина Н.В. 2001. Феномен чрезмерного цитокинеза в фенотипе мейотической мутации рат у кукурузы. Цитология 43: 471-476

4. Жарков H.A. 1990. Аномалии мейоза у пшеницы Мильтурум 553, моносомной по хромосоме 3D. Цитология и Генетика 24: 7-10

5. Звержанская Л. С. 1975. Некоторые особенности мейоза у гаплоидов кукурузы В сб.

6. Апомиксиси цитоэмбриология растений», Саратов, вып. 3:145—153.

7. Малецкий С. И., Денисова Э. В., Лутков А. Н. 1970. Получение самоопыленных линийу самонесовместимых растений сахарной свеклы. Генетика. 6:180-184.

8. Малецкий С.И., Колодяжная Я.С. 1999. Генетическая изменчивость в популяцияхсоматических клеток и ее влияние на репродуктивные признаки у покрытосеменныхрастений. Успехи Совр Биологии 119: 128-143.

9. Малюта Э. Н. 1984. Получение мейотических тетраплоидов сахарной свеклы с помощью мутации, приводящей к образованию нередуцированных гамет. В кн.: Генетика сахарной свеклы. Новосибирск, Наука, 161-182.

10. Машкина О. С. 1979. О путях образования нередуцированных микроспор у черешни. Цитология и генетика 13: 343—346.

11. Подлисских В.Е., Анкудо Т.М., Аношенко Б.Ю. 2002. особенности формирования веретена деления и поведение хромосом в мейозе у образцов картофеля с мутациейслившиеся веретена». Цитология 44: 996-1004.

12. Потапова Т. А., Щапова А. И. 1989. Мейоз у фертильных пшенично-пырейных полигаплоидов. Цитология 31: 108—110.

13. Потапова Т. А., Щапова А. И., Кравцова Л. А. 1990. Преодоление стерильностимежродовых гибридов. В сб. «Характеристика генома некоторых видовсельскохозяйственных растений». Новосибирск, С. 170—177.

14. Серюкова Е.Г., Дорогова Н.В., Жарков H.A., Шамина Н.В. 2003. Нарушенияпрометафазы, приводящие к реституции ядер. Цитология 45: 244- 248.

15. Склярова Н. П., Петухов С. Н. Особенности микроспорогенеза у диплоидных формкартофеля в связи с формированием нередуцированной пыльцы. Генетика 23:1622—1629.

16. Смирнова Е.А., Светлицкая О.М., Ченцов Ю.С. 2002. Нарушение организации митотических микротрубочек в клетках меристемы корешков Allium сера при действии хлоралгидрата. Цитология 47: 120-130.

17. Смирнова Е.А, Ченцов Ю.С. 1991. Восстановление микротрубочек в митотических клетках корневой меристемы Allium сера после действия колцемида. Цитология 33: 47-54.

18. Шамина Н.В.1988. Изучение генетического контроля построения и функции веретена деления с использованием мутаций, нарушающих расхождение хромосом в мейозе у кукурузы. Цитология 30: 1301-1305.

19. Шамина H.В., Дорогова H.B. 1995. Изучение ультраструктуры аномального мейоза у мутанта ms43 кукурузы. Цитология 37: 561-566.

20. Шамина Н.В., Дорогова Н.В., Загорская A.A., Дейнеко Е.В., Шумный В.К. 200Ö. Нарушения мужского мейоза в трансгенной линии res91 табака. Цитология 42: 11731178.

21. Шамина Н.В., Дорогова Н.В., Серкжова Е.Г. 2003. Динамика микротрубочкового цитоскелета в мейозе высших растений. II. Формирование перинуклеарного кольца микротрубочек. Цитология 45: 655-660.

22. Шамина Н.В., Козырева С.Е. 1995. Аномалии веретена, ведущие к мейотическойреституции в мейозе у отдаленных гибридов. Цитология 37:775-782.

23. Шамина Н. В., РузанкинаЯ. С., Соснихина С. П. 1994. Нарушение структуры веретенаделения мутацией mei 10 в мужском мейозе у ржи. Цитология 36: 189—194.

24. Н.В. Шамина. 2005. Аномалии цитоскелета и мейотическая реституция в мейозе увысших растений. Цитология, т. 47, №8,стр. 692-697.

25. Н.В. Шамина, Н.М. Ковалева, Н.В. Соловьева. 2005. Динамика микротрубочкового цитоскелета в мейозе у высших растений. IV. Средняя прометафаза. Цитология т.47, №9, 760-765.

26. Н.В. Шамина, Н.М. Ковалева, Н.В. Соловьева, Е. И. Гордеева. 2005. Динамика микротрубочкового цитоскелета в мейозе у высших растений. V. Поздняя прометафаза. Общая схема формирования веретена деления. Цитология 47 (10): 889-897.

27. Шкутина Ф. М., Калинина Н. П., Усова Т. К., Богдевич И. Н. 1986. Цитологическоеизучение пшенично-ржаных гибридов F1. Генетика 22: 2126—2134.

28. Щапова А. И., Потапова Т. А. 1989. Генетическая обусловленность образованияреституционных ядер в мейозе полигаплоидов. В сб.: «Цитогенетикасельскохозяйственных растений». Новосибирск, 1989. С. 4—17.

29. Щапова А. И., Потапова Т. А., Кравцова Л. А. 1987а. Генетическая обусловленностьнерасхождения хромосом в мейозе пшенично-ржаных полигаплоидов. Генетика 23:473—481.

30. Albani D, Mariconti L, Ricagno S, Pitto L, Moroni C, Helin K, Cella R. 2000. DcE2F, a functional plant E2F-like transcripional activator from Daucus carota. J Biol Chem 275: 19258-19267.

31. Albrecht-Buehler G. 1990. In defense of non-molecular cell biology. Ann Rev Cytol 120: 191-241.

32. Alfano F, Errico A, Conicella C. 1997. Potato meiotic mutants and importance of changes in the cytoskeleton. Cell Biol. Intemat. 21: 3-5.

33. The Arabidopsis Genome Initiative. 2000. Analysis of the genome sequence of theflowering plant Arabidopsis thaliana. Nature 408:796-815.

34. Amon A. 1999. The spindle checkpoint. Curr Opin Genet Dev 9: 69-75.

35. Asada T, Kuriyama R, Shibaoka H. 1997. TKRP125, a kinesin-related protein involved inthe centrosome-independent organization of the cytokinetic apparatus in tobacco. J Cell1. Sci 110: 179-189.

36. Assaad FF, Mayer U, Wanner G, Jurgens G. 1996. The KEULE gene is involved in cytokinesis in Arabidopsis. Mol Gen Genet 253: 267-277.

37. Avers CJ. 1954. Chromosome behaviour in fertile triploid aster hybrids. Genetics 39 : 117—126.

38. Avila J. 1990. Microtubule dynamics. FASEB J 4: 3284-3290.

39. Azimzadeh J, Traas J, Pastuglia M. 2001. Molecular aspects of microtubule dynamics in plants. Curr Opin Plant Biol 4: 513-519.

40. Baas PW, Joshi HC. 1992. y-Tubulin distribution in the neuron: Implications for the origin of neuritic microtubules. J Cell Biol 119:171-178.

41. Bajer A. 1968. Fine studies on phragmoplast and cell plate formation. Chromosoma 24: 383-417.

42. Bajer A. 1968. Behavior and fine structure of spindle fibers during mitosis in endosperm. Chromosoma 25: 249-281.

43. Bajer A, Allen RD. 1966. Role of phragmoplast filaments in cell plate formation. J Cell Sci 1:455-462.

44. Bajer A, Cypher C, Mole-Bajer J, Howard HM. 1982. Taxol-induced anaphase reversal: Evidence for elongating microtubules can exert a pushing force in living cells. Proc Natl Acad Sci USA 79: 6569-6573.

45. Bajer A, Mole-Bajer J. 1972. Spindle dynamics and chromosome movements. Int Rev Cytol, Suppl 3: 1-217.

46. Bajer AS, Mole-Bajer J. 1982. Asters, poles and transport properties within spindle-like micrptubule arrays. Cold Spring Harbor Symp 46: 263-283.

47. Bajer AS, Smirnova EA, Mole-Bajer J. 1993. Microtubule-converging centers implications for microtubule dynamics in higher plants. In: Chromosome Segregation and Aneuploidy, Vig B ed., Berlin- Heidelberg; Springer, v. 72: 225-239.

48. Baluska F, Volkmann D, Barlow PW. 2001. Motile plant cell body: a "bug" within a "cage". Trends Plant Sci 6:104-111.

49. Barlow PW, Parker JS. 1996. Microtubular cytoskeleton and root morphogenesis. Plant Soil 187: 23-36.

50. Barroso C, Chan J, Allan V, Doonan J, Hussey P, Lloyd CW. 2000. Two kinesin-related proteins associated with the cold-stable cytoskeleton of carrot cells: characterization of a novel kinesin, DcKRP120-2. Plant J 24: 859-868.

51. Beadle GW. 1932. A gene in Zea mays for failure of cytokinesis during meiosis. Cytologia 3: 142-150.

52. Bichet A, Desnos T, Turner S, Grandjean 0, Hoffe H. B0TER01 is required for normal orientation of cortical microtubules and anisotropic cell expansion in Arabidopsls. Plant J 25:137-148.

53. Binarova P, Dolezel J, Draber P, Heberle-Bors E, Strnad M, and L Bogre. 1998. Treatment of Vicia faba root tip cells with specific inhibitors to cyclin-dependent kinases leads to abnormal spindle formation. Plant J 16: 697-707.

54. Binarova P, Hause B, Dolezel J, Draber P. 1998. Association of y-tubulin with kinetochores in Vicia faba meristem cells. Plant J 14: 751-757.

55. Bisgrove S.R., Hable W.E., Kropf D.L. 2004. +TIPs and microtubule regulation: thebeginning of the plus end in plants. Plant Physiol 136: 3855-3863.den Boer BG, Murray JA. 2000. Triggering the cell cycle in plants. Trends Cell Biol 10:245.250.

56. Blangy A, Lane HA, d'Hefin P, Harper M, Kress M, Nigg EA. 1995. Phosphorilation by p34cdc2 regulates spindle association of human Eg5, a kinesin-related motor essential for bipolar spindle formation in vivo. Cell 83: 1159-69.

57. Bonsignore CL, Hepler PK. 1985. Caffeine inhibition of cytokinesis: dynamics of cell plate formation. Protoplasma 129: 28-35/

58. Booher RN, Alfa CE, Hyams JS, Beach DH. 1989. Cell 58: 485-497.

59. Borisy GG, Rodionov VI. 1999. Lessons from the melanophore. FASEB J 13(Suppl):1. S221-S224.

60. Burgess J, Northcote DH. 1968. The relationship between the endoplasmic reticulum and microtubule aggregation and disaggregation. Planta 80: 1-14.

61. Burk DH, Liu B, Zhong R, Morrison WH, Ye ZH. 2001. A katanin-like protein regulates normal cell wall biosynthesis and cell elongation. Plant Cell 13: 807-827.

62. Busby CH, Gunning BES. 1983. Orientation of microtubules against transverse cells walls in root of Azolla pinnata R. Br. Protoplasma 116: 78-85.

63. Canaday J, Stoppin-Mellet V, Mutterer J, Lambert AM, Schmit AC. 2000. Higher plant ceells: gamma-tubulin and microtubule nucleation in the absence of centrosomes. Microsc Res Tech 49: 487-495.

64. Chan A, Cande WZ.1998. Maize meiotic spindles assemble around chromatin and do not require paired chromosomes. J Cell Sci 111: 3507-3515.

65. Chen C., Marcus A., Li W., Hu y., Grossniklaus U., Cyr R., Ma H. 2002. The Arabidopsis ATK-1 gene is required for spindle morphogenesis in male meiosis. Development 129: 2401-2409.

66. Cho S-O, Wick SM. 1990. Distribution and function of actin in developing stomatalcomplex of winter rye (Secale cereale cv. Puma). Protoplasma 157: 154-164.

67. Criqui et al., 2000. Cell-cycle-dependent proeolysis and ectopic overexpression of cyclin B1 in tobacco BY-2 cells. Plant J 24: 763-773.

68. Conicella C, Barone A, Del Guidice A, Frusciante L, Monti LM. 1991. Cytological evidences of SDR-FDR mixture in the formation of 2n eggs in a potato diploid clone. Theor Appl Genet 81: 59-63.

69. Conicella C, Capo A, Cammareri M, Errico A, Shamina N, Monti L. 2003. Elucidation of meiotic nuclear restitution mechanisms in potato through analysis of microtubular cytoskeleton. Euphytica 133:107-115.

70. Cullen CF, Deak P, Glover DM, Ohkura H. 1999. Mini-spindles: A gene encoding a conserved microtubule-associated protein required for the integrity of the mitotic spindle in Drosophila. J Cell Biol 146:1005-1018.

71. Cyr RJ. 1994. Microtubules in plant morphogenesis: Role of the cortical array. Ann Rev• Cell Biol 10:153-180.

72. Cyr RJ, Palevitz BA. 1989. Microtubule-binding proteins from carrot. I. Initial characterization and microtubule bundling. Planta 177: 245-260.

73. Cyr RJ, Palevitz BA. 1995. Organization of cortical microtubules in plant cells. Curr Opin Cell Biol 7: 65-71.

74. Dangeard P. 1947. Cytologie vegetale et cytologie generale. Paris, 650 p. Darlington CD. 1965. Cytology. London, J & A Churchill LTD.

75. Desai A, Mitchison TJ. 1997. Microtubule polymerization dynamics. Annu Rev Cell Dev Biol 13: 83-117.

76. Deysson G. 1975. Microtubules and antimitotic substances. In: Microtubules and microtubule inhibitors. Amsterdam: North Holland Publ. Comp/ American Elsevier. 427451.

77. Dietrich J. 1979. Reconstructions tridimensionelles de l'appareil mitotique a partir de ^ coupes seriees longitudinales de meiocytes polliniques. Biol Cellulaire 34: 77-82.

78. Doonan J, Fobert P. 1997. Concerved and novel regulators of the plat cell cycle. Curr Opin Cell Biol 9: 824-830.

79. Dorogova N.V,. Shamina N.V,. Maletski S.I. 1999. The mutational variation of a cytoskeleton and formation of unreduced male gametes in sugar beet. Sugar Tech 1:.83-85.

80. Durso N.A., Leslie J.D., Cyr R.J. 1996. In sito immunochemical evidence that a homolog of protein translation elongation factor EF-1a is associated with microtubules in carrot cells. Protoplasma 190:141-150.

81. Euteneuer U, Mcintosh JR. 1980. Polarity of midbody and phragmoplast microtubules. J Cell Biol 87: 509-515.

82. Euteneuer U, Jackson WT, Mcintosh JR. 1982. Polarity of spindle microtubules in Haemanthus endosperm. J Cell Biol 91: 644-653.

83. Falconer MM, Donaldson G, Seagull RW. 1988. MTOCs in higher plant cells: an immunofluorescent study of microtubule assembly sites following depolymerization by APM. Protoplasma 144:46-55.

84. Fankhauster C, Simanis V. 1994. Cold fission: splitting the pombe cell at room temperature. Trend Cell Biol 4: 96-101.

85. Franklin AE, Cande WZ.1999. Nuclear organization and chromosome segregation. Plant Cell 11: 523-534.

86. Fuge H. 1994. Unorthodox male meiosis in Trichosia pubescence (Sciaridae). J Cell Sci 107: 299-312.

87. Gonzalez C, Saunders RD, Casal J, Molina I, Carmena M, Ripoll P. 1990. Mutation in theasp locus of Drosophila lead to multiple free centrosomes in syncitial embrios, but restrictcenttrosome duplication in larval neuroblasts. J Cell Sci 96: 605-616.

88. Gottschalk W, Klein HD. 1976. The influence of mutated genes on sporogenesis. A surveyof the genetic control of meiosis in Pisum sativum. Theor Appl Genet 48: 23-34.

89. Granger C, Cyr R. 2000. Microtubule reorganization in tobacco BY-2 cells stablyexpressing GFP-MBD. Planta 210: 502-509.

90. Gu X., Verma DPS. 1997. Dynamics of phragmoplastin in living cells during cell plate formation and uncoupling of cell division. Plant Cell 9: 157-169.

91. Gunning BES, Wick S. 1985. Preprophase bands, phragmoplasts, and spatial control of cytokinesis. J Cell Sci Suppl 2: 157-179.

92. Gustafsson A. 1935. Studies on mechanisms of parthenogenesis. Hereditas 21:1-111. Gutierres C. 1998. The retinoblastoma pathway in plant cell cycle and development. Curr Opin Plant Biol 1:492-497.

93. Hasezawa S, Kumagai K. 2002. Dynamic changes and the role of the cytoskeleton during the cell cycle in higher plant cells. Int Rev Cytol 214: 161-191.

94. Hatsumi M, Endow SA. 1992a. The Drosophila ncd microtubule motor protein is spindle-associated in meiotic and mitotic cells. J Cell Sci 103:1013-1020.

95. Hatsumi M, Endow SA. 1992b. Mutants of the microtubule motor protein, non-claret disjunctional, affect spindle structure and chromosome movement in meiosis and mitosis. J Cell Sci 101: 547-559.

96. Hawes CR, Juniper BE, Home JC. 1981. Low and high voltage electron microscopy of mitosis and cytokinesis in maize roots. Planta 152: 397-407.

97. Hepler PK, Bonsignore CL. 1990. Caffeine inhibition of cytokinesis: ultrastructure of cell plate formation/degeneration. Protoplasma 157: 182-192.

98. Hepler PK, Jackson W. 1969. Isopropil N-phenylcarbamate affects spindle microtubule orientation in dividing endosperm cells of Haemanthus katherinae Baker. J Cell Sci 5: 727• 743.

99. Hermsen JG. 1984. Mechanisms and genetic implications of 2n-gamete formation. Iowa State J Research 58:421-434.

100. Hogan C. 1987. Microtubule patterns during meiosis in two higher plant species. Protoplasma 138: 126-136.

101. Hogetsu T, Oshima Y. 1986. Immunofluorescence microscopy of microtubule arrangementin root cells of Pisum sativa L., var. Alaska. Plant Cell Physiol 27: 939-945.

102. Hoyt MA, Geiser JR. 1996. Genetic analysis of the mitotic spindle. Ann Rev Genet 30: 733.

103. Hunter AW, Wordeman L. 2000. How motor proteins influence microtubule polymerization dynamics. J Cell Sci 113: 4379-4389.

104. Hush JM, Overall RL. 1996. Cortical microtubule reorientation in higher plants: Dynamics and regulation. J Microsc 181: 129-139.

105. Hush JM, Wadsworth P, Callaham DA, Hepler PK. 1994. Quantification of microtubule dynamics in living plant cells using fluorescence redistribution after photobleaching. J Cell Sci 107: 775-784.

106. Huskins C. 1948. Segregation and reduction in somatic tissues. 1. Initial observations on Allium cepa. J Hered 39: 311-325.

107. Jackson WT. 1982. Actomyosin. In: Lloyd CW (ed) The cytoskeleton in plant growth and development. Academic Press, London, pp.3-29.

108. Jeng R, Sterns T. 1999. V-tubulin complexes: Size does matter. Trends Cell Biol 9: 339342.

109. Joubes J, Chevalier C, Dudits D, Heberle-Bors E, Inze D, Umeda M, Renaudi JP. 2000. CDK-related protein kinases in plants. Plant Mol Biol 43: 607-620.

110. Kakimoto T, Shibaoka H. 1987. Actin filaments and microtubules in the preprophase band and phragmoplast of tobacco cells. Protoplasma 140:151-156

111. Kamiya N. 1981. Physical and chemical basis of cytoplasmic streaming. Ann Rev Plant Physiol 32: 205-236.

112. Karyophyllis D, Galatis B. and C Katsaros. 1997. Centrosome and microtubule dynamics in apical cells of Sphacelaria rigidula (Phaeophyceae) treated with nocodazole. Protoplasmal 19:161-172.

113. Katsuta J, Shibaoka H. 1988. The roles of the cytoskeleton and the cell wall in nnuclear positioning in tobacco BY-2 cells. Plant Cell Physiol 29: 403-413.

114. Kaul M.L.H. 1988. Male Sterility in Higher Plants. Springer Verlag, Berlin - London -Tokyo.

115. Kuriyama R, Savereide P, Lefebvre P, Dasgupta S. 1990. The predicted amino acid sequence of a centrosphere protein in dividing sea urchin eggs is similar to elongation factor (EF-1a). J Cell Sci 95: 231-236.

116. Maan SS, Sasakuma T. 1977. Fertility of amphihaploids in Triticinae. J Hered 68: 87— 94.

117. Mandelkow E, Mandelkow E-M. 1995. Microtubules and microtubule-associated proteins. Curr Biol 144: 72-81.

118. Marcus A.I., Li W., Ma H., Cyr R.J. 2003. A kinesis mutant with an atypical bipolar spindle undergoes normal mitosis. Mol Biol Cell 14: 1717-1726.

119. Mathur J, Chua NH. 2000. Microtubule stabilization leads to growth reorientation in Arabidopsis trichomes. Plant Cell 12: 465-477.

120. Matthies HJG, McDonald HB, Goldstein LSB, Theurkauf WE. 1996. Anastral meiotic spindle morphogenesis: role of the non-claret disjunctional kinesin-like protein. J Cell Biol 134: 455-464.

121. Mazia D. 1984. Centrosomes and mitotic poles. Exp Cell Res 153: 1-15.

122. Mazia D. 1987. The chromosome cycle and the centrosome cycle in the mitotic cycle. Int Rev Cytol 100:49-92.

123. McCurdy DW, Gunning BES. 1990. Reorganization of cortical actin microfilaments and microtubulees at preprophase and mitosis in wheat root-tip cells: a double label immunofluorescence study. Cell Motil Cytoskeleton 15: 76-87.

124. McCurdy DW, Palevitz BA, Gunning BES. 1991. Effect of cytohalasins on actin in dividing root tip cells of Allium and Triticum: a comparative immunocytochemical study. Cell Motil Cytoskel 18: 107-112.

125. McCurdy DW, Williamson RE. 1991. Actin and actin-associated proteins. In: The

126. Cytoskeletal Basis of Plant Growth and Form. Academic Press Ltd, pp. 3-14.

127. McDonald HB, Stewart RJ, Goldstein LSB. 1990. The kinesin-like NCD protein of

128. Drosophila is a minus end-directed microtubule motor. Cell 63:1159-1165.

129. McLean BG, Eubanks S, Meagher RB. 1990. Tissue-specific expression of divergentactins in soybean root. Plant Cell 2: 335-344.

130. Meagher RB, McLean BG. 1990. Diversity of plant actins. Cell Motil Cytoskeleton 16: 164166.

131. Mendiburu AO, Peloquin SJ. 1976. Sexual polyploidization and depolyploidization: some terminology and definitions. Theor Appl Genet 48: 137-143.

132. Mews M., Sek F.J., Moore R., Volkmann D., Gunning B.E.S., John P.C.L. 1997. Mitotic cyclin distribution during maize division: implication for sequence diversity and function of cyclins in plants. Protoplasma 200: 128-145.

133. Mikhailov AV, Gundersenn GG. 1995. Centripetal transport of microtubules in motile cells. Cell Motil Cytoskeleton 32:173-186.

134. Mineyuki Y. 1999. The preprophase band of microtubules: its function as a cytokinetic apparatus in higher plants. Int Rev Cytol 187: 1-49.

135. Mineyuki Y, Gunning BES. 1990. A role for preprophase bands of microtubules in maturation of new cell walls, and a general proposal on the function of preprophase band * sites in cell division in higher plants. J Cell Sci 97: 527-537.

136. Mineyuki Y, Palevitz BA. 1990. Relationship between preprophase band organization, F-actin and the division site in Allium. Fluorescence and morphometric studies on cytochalasin-treated cells. J Cell Sci 97: 283-295.

137. Mironov V, De Veylder L, Van Montagu M, Inze D. 1999. Cyclin-dependent kinases and cell division in higher plants The nexus. Plant Cell 11: 509-521.

138. Mitchison TJ. 1992a. Self-organization of polymer-motor systems in the cytoskeleton. Phil Trans R Soc Lond B 336: 99-106.

139. Mitchison TJ. 1992b. Compare and contrast actin filaments and microtubules. Molec Biol Cell 3: 1309-1315.

140. Mitsuoka S. 1953. Morphology and fertility of the Fl hybrids between certain varietes of Triticum dicoccum and Aegilops squarrosa. Seiken Ziho 6: 91—96. Mizuno K. 1993. Microtubule-nucleation sites on nuclei of higher plant cells. Protoplasma 173:77-85.

141. Mok DWS, Peloquin SJ. 1975. Three mechansms of 2n pollen formaton n diploid potatoes. Can J Genet Cytol 17: 217-225.

142. Mole-Bajer J. 1967. Chromosome movements in chloralhydrate treated endosperm cells in vitro. Chromosoma 26:427-448. ^ Mole-Bajer J. 1969. Fine structural studies of apolar mitosis. Chromosoma 26: 427-448.

143. Mole-Bajer J , Bajer AS. 1983. Action of taxol on mitosis: Modification of microtubule arrangements and function of the mitotic spindle in Haemanthus endosperm. J Cell Biol 94:455-465.

144. Mole-Bajer J, Bajer AS. 1988. Relation of F-actin organization to microtubules in drug treated Haemanthus mitosis. Protoplasma, Suppl 1: 91-112.

145. Morejoihn LC, Bureau TE, Mole-Bajer J, Bajer AS, Fosket DE. 1987. Oryzalin, a dinitroaniline herbicide, binds to plant tubulin and inhibits microtubule polymerization in vitro. Planta 172: 252-264.

146. Moritz M, Braunfeld MB, Sedat JW, Alberts B, Agard DA. 1995. Microtubule nucleation byv-tubulin-containing rings in the centrosome. Nature 378: 638-640.

147. Murray AW. 1992. Creative blocks: cell cycle checkpoints and feedback controls. Nature 359: 599-604.

148. Murray AW, Hunt T. 1993. The Cell Cycle: an Introduction. New York, Oxford. Oxford University Press. 251 p.

149. Nakaseko Yu, Yanagida M. 2001. Cytoskeleton in the cell cycle. Nature 412:291-292.

150. Nedelec FJ, Surrey T, Maggs AC, Leibler S. 1997. Self-organization of microtubules and motors. Nature 389: 305-308.

151. Nickle TC, Meinke DW. 1998. A cytokinesis-defective mutant of Arabidopsis (cytl)characterizedby embryonic lethality, incomplete cell walls, and excessive caltose accumulation. Plant J 15: 321-332.

152. Nogami A, Suzaki T, Shigenaka Y, Nagahama Y, Mineyuki Y. 1996. Effects of cycloheximide on preprophase bands and prophase spindles in onion (Allium cepa L.) root tip cells. Protoplasma 192: 109-121.

153. Nothnagel EA, Barak LS, Sanger JW, Webb WW. 1981. Fluorescence studies on modes of cytochalasin B and phallotoxin action on cytoplasmic streaming in Chara. J Cell Biol 88: 364-372.

154. Oakley BR. 1995. y-Tubulin and the fungal microtubule cytoskeleton. Can J Bot 73 (Suppl 1): S352-S358.

155. Ookata K, Hisinaga S, Bulinski JC, Murofushi H, Aizawa H, Itoh TJ, Hotani H, Okumura E, Tachibana K, Kishimoto T. 1995. J Cell Biol 128: 849-862.

156. Oryol LI. 1969. Polarity of microspores and movement of nuclei and of generative cells in Zea mays. Rev Cytol Biol Veg 32: 37-42.

157. Palevitz BA. 1980. Comparative effects of phalloidin and cytochalasin B on motility and morphogenesis in Allium. Can J Bot 58: 773-785.

158. Palevitz BA. 1982. The stomatal complex as a model of cytoskeleetal participation in cell differentiation. In: "Cytoskeleton in Plant Growth and Development", CW Lloyd ed., London: Academic Press, pp. 345-376.

159. Palevitz BA. 1987. Actin in the preprophase band of Allium cepa. J Cell Biol 104: 15151519.

160. Palevitz BA. 1988. Cytochalasin-induced reorganization of actin in Allium root cells. Cell Motil Cytoskeleton 9: 283-298.

161. Palevitz BA. 1990. Kinetochore behavior during generative cell division in Tradescantia virginiana. Protoplasma 157: 120-127.

162. Palevitz BA. 1991. Potential significance of microtubule rearrangement, translocation and reutilization in plant cell. In: The Cytoskeletal Basis of Plant Growth and Form. Academic Press Ltd, pp 46- 55.

163. Palevitz BA, Ash JF, Hepler PK. 1974. Actin in the green alga, Nitella. Proc Natl Acad Sci USA 71: 363-366.

164. Palevitz BA, Hepler PK. 1974a. The control of the plane of division during stomataldifferentiation in Allium. I. Spindle reorientation. Chromosoma 46: 297-326.

165. Palevitz BA, Hepler PK. 1974b. The control of the plane of division during stomataldifferentiation in Allium. II. Drug studies. Chromosoma 46: 327-341.

166. Palmer RG. 1971. Cytological studies of ameiotic and normal maize with reference topremeiotic pairing. Chromosoma 35: 233-246.

167. Panteris E, Apostolakos P, Galatis B. 1992. The organization of F-actin in root tip cells of Adiantum capillus-veneris throughout the cell cycle. A double label fluorescence microscopy study. Protoplasma 170: 128-137.

168. Parthasarathy MV. 1985. F-actin architecture in coleoptile epidermal cells. Eur J Cell Biol 39: 1-12.

169. Peirson IH, Bowling SE, Makaroff CA. 1997. A defect in synapsis causes male sterility in a T-DNA-tagged Arabidopsis thaliana mutant. Plant J 11: 659-669.

170. Peloqun SJ, Boteux LS, Carputo D. 1999. Meotic mutants n potato: valuable variants. Genetics 153:1493-1499.

171. Pickett-Heaps JD. 1969. The evolution of the mitotic apparatus: an attempt at comparative ultrastructural cytology of dividing plant cell. Cytobios 3: 257-280.

172. Qu L, Vorsa N. 1999. Desynapsis and spindle abnormalities leading to 2n pollen formation in Vaccinium darrowi. Genome 42: 35-40.

173. Quarmby L. 2000. Cellilar samurai: katanin and the severing of microtubules. J Cell Sci113:2821-2827.

174. Ramanna MS. 1983. First division restitution gametes through fertile desynaptic mutants of potato. Euphytica 32: 337-350. ^ Rhoades MM, Dempsey E. 1966. Induction of chromosome doubling at meiosis by the elongate gene in maize. Genetics 54: 505-522.

175. Rieder CL, Alexander SP. 1990. Kinetochores are transported poleward along a single astral microtubule during chromosome attachment to the spindle in newt lung cells. J Cell Biol 110: 81-96.

176. Rieder CL, Novogrodski R. 1983. Intranuclear membranes and the formation of the firest meiotic spindle in Xenos peckic (Acroschismus roheeleri) oocytes. J Cell Biol 94: 11441155.

177. Riley R, Chapman V. 1957. Haploids and polyhaploids in Aegilops and Triticum. Heredity 11: 195—207.

178. Sadasivaiah RS, Kasha KJ. 1971. Meiosis in haploid barley an interpretation of nonhomologous chromosome association. Chromosoma 35: 247-263.

179. Sasakuma T, Kihara H. 1981. A synthesized common wheat obtained from a triploid hybrid, Aegilops squarrosa var. Strangulata x Triticum durum . Wheat Inf. Serv 52: 14— 18.

180. Sawin KE, LeGuellec K, Philippe M, Mitchison TJ. 1992. Mitotic spindle organization by a plus end-directed microtubule motor. Nature 359: 540-543.

181. Schellenbaum P, Vantard M, Lambert A-M. 1992. Higher plant microtubule-associated proteins (MAPs): a survey. Biol Cell 6: 359-364.

182. Schellenbaum P, Vantard M, Peter C, Fellous A, Lambert AM. 1993. Co-assembly properties of higher plant microtubule-associated proteins with purified brain and plant tubulin. Plant J 3:253-260

183. Schliwa M. 1986. The cytoskeleton, an introductory survey. Springer, Wien, New York, 328p.

184. Schmit AC, Vantard M, DeMey J, Lambert AM. 1983. Aster-like microtubule centers establish spindle polarity during interphase-mitosis transition in higher plant cells. Plant Cell Rep 2: 285-288.

185. Schmit AC, Lambert AM. 1987. Characterization and dynamics of cytoplasmic F-actin in higher plant endosperm cells during interphase, mitosis and cytokinesis. J Cell Biol 105: 2157-2166.

186. Sears ER. 1953. Addition of the genome of Haynaldia villosa to Triticum aestivum. Amer J Bot 40: 168—174.

187. Shamina NV,. Dorogova NV, Orlova AG,. Trunova SA. Gontcharov NP. 1999. Abnormalities of spindle and cytokinesis behavior leading to meiotic restitution in cereals.• Cell Biol Internatl 23: 863-870.

188. Shamina NV,. Dorogova NV, Sidorchuk luV, Zagorskaya AA, Deineko EV, Shumny VK. 2000. Abnormalities of meiotic division caused by T-DNA tagged mutation in tobacco (iNicotiana tabacum L.). Cell Biol Internatl 25: 367-369.

189. Shamina NV, Silkova OG, Seriukova EG. 2003. Monopolar spindles in meiosis of intergeneric cereal hybrids. Cell Biol Internatl 27: 657-664.

190. Shamina NV, Dorogova NV,. Trunova TA. 2000. Radial spindle and the phenotype of maize meiotic mutant, dv. Cell Biol Internatl 24: 729-736.

191. Shamina N.V. 2005. Formation of division spindle in higher plant meiosis. Cell Biology International 29: 309-318. 0 Shamina N.V. 2005. Catalogue of division spindle abnormalities in higher plants. Cell Biology International 29: 384-391.

192. Sheldon JM, Hawes C. 1988. The actin cytoskeleton during male meiosis in Lilium. Cell Biol Int Rep 12: 471-476.

193. Shibaoka H. 1994. Plant hormone-induced changes in the orientation of cortical microtubules: alterations in the cross-linking between microtubules and plasma membrane. Ann Rev Plant Physiol Plant Mol Biol 45: 527-544.

194. Shiina N, Gotoh Y, Kubomura N, Iwamatsu A, Nishida E. 1994. Microtubule severing byelongating factor 1a. Science 266: 282-285.

195. Smirnova EA, Bajer AS. 1992. Spindle poles in higher plant mitosis. Cell Motil Cytoskel 23: 1-7.

196. Smirnova EA, Bajer AS. 1994. Microtubule converging centers and the reorganization of interphase cytoskeleton and the mitotic spindle in higher plant Haemanthus. Cell Motil1. Cytoskel 27: 219-233.

197. Smirnova ES, Bajer AS. 1998. Early stages of spindle formation and independence of chromosome and microtubule cycles in Haemanthus endosperm. Cell Motil Cytoskeleton 40: 22-37.

198. Smith L.G. 1999. Divide and conquer: cytokinesis in plant cells. Curr. Opin. Plant Biol 2:• 447-453.

199. Staiger CH, Cande WZ. 1993. Cytoskeletal analysis of maize meiotic mutants. In:

200. Molecular and Cell Biology of the Plant Cell Cycle. JC Omrod and D. Francis (eds), Kluver Academic Press, pp. 157-171.

201. Staiger CH, Schliwa M. 1987. Actin localization and function in higher plants. Protoplasma 141: 1-12.

202. Stefani A. 1986. Unreduced gametes in the Fl hybrid of Triticum durum Desf. x Haynaldia villosa Schur. Z. Pflanzenzuchtg 96: 8—14.

203. Stoppin V, Lambert A-M, Vantard M. 1995. Plant microtubule-associated proteins (MAPs) affect microtubule nucleation and growth at plant nuclei and mammalian centrosomes. Eur J Cell Biol 69:11-23.

204. Stoppin V, Vantard M, Schmit AM, Lambert AM. 1994. Isolated plant nuclei nucleate microtubule assembly: the nuclear surface in higher plants has centrosome-like activity. Plant Cell 6:1099-1106.

205. Stoppin-Mellet V., Peter C., Lambert A-M. 2000. Distribution of y-tubulin in higher plant cells: cytosolic y-tubulin is part of high molecular weight complexes. Plant Biol 2: 290-296.

206. Sun et al., 1999. Characterization of maize (Zea mays L.) Wee1 and its activity in developing endosperm. Proc Nal Acad Sci USA 96: 4180-4185.

207. Sunkel CE, Glover DM. 1988. polo, a mitotic mutant of Drosophila displaying abnormal spindle poles. J Cell Sci 89: 25-38.

208. Tanaka M. 1959. Newly synthesized amphidiploid from the hybrids, Emmer wheat x Aegilops squarrosa varieties. Wheat Inf Serv 8: 8.

209. Tiwari SC, Wick SM, Williamson RE, Gunning BES. 1984. Cytoskeleton and integration of cellular function in cells of higher plants. J Cell Biol 99: 63S-69S.

210. Toczyski DP, Galgoczy DJ, Hartwell LH. 1997. CDC5 and CKII control adaptation to the yeast DNA damage checkpoint. Cell 90: 1097-1106.

211. Traas JA, Burgain S, Dumas de Vaulx R. 1989. The organization of the cytoskeleton during meiosis in eggplant Solatium melongena L. : Microtubules and F-actin are both necessary for coordinated meiotic division. J Cell Sci 92: 541-550.

212. Traas JA, Doonan JH, Rawlins DJ, Shaw PJ, Watts J, Lloyd CW. 1987. An actin network is present in cytoplasm throughout the cell cycle of carrot cells and associates with the dividing nucleus. J Cell Biol 105: 387-395.

213. Ueda K, Matsuyama T. 2000. Rearrangement of cortical microtubules from transversee to oblique or lonngitudinal in living cells of transgenic Arabidopsis thaliana. Protoplasma 213: 28-38.

214. Vaarama A. 1949. Spindle abnormalities and variation in chromosome number in Ribes nigrum. Hereditas 35:136-162.

215. Vale R. 1991. Severing of stable microtubules by a mitotically activated protein in Xenopus egg extracts. Cell 64: 827-839.

216. Van Lammeren AAM, Bednara J, Willemse MTM. 1988. Organization of the actin cytoskeleton during pollen development in Gasteria verrucosa (Mill.) H. Duval visualized with rhodamine-phalloidin. Planta 178: 531-539.

217. Van Lammeren AAM, Keijzer CJ, Willemse MTM, Kieft H. 1985. Structure and function of the microtubular cytoskeleton during pollen development in Gasteria verrucosa (Mill.) H. Duval. Planta 165: 1-11.

218. Vantard M, Schellenbaum P, Fellous A, Lambert AM. 1991. Characterization of maize microtubule-associated proteins, one of which is immunologically related to tau. Biochemistry 30: 9334-9340.

219. Vantard M, Stoppin V, Lambert AM. 1996. Cell cycle dependent nucleation and assembly of plant microtubular proteins. Int Rev Cytol 179: 302-318.

220. Veilleux RE, McHale NA, Lauer Fl. 1982. 2n gametes in diploid Solarium: frequency and types of spindle abnormalities. Can J Genet Cytol 24: 301-314.

221. Venverloo CJ, Libbenga KR. 1987. Regulation of the plane of cell division in vacuolated cells. I. The function of nuclear positioning and phragmosome formation. J Plant Physiol 131:267-284.

222. Vernos I, Karsenti E. 1995. Chromosomes take the lead in spindle assambly. Trends Cell Biol 5: 297-301.

223. Vorsa N, Ortiz R. 1992. Cytology of 2n pollen formation in a blueberry aneuploid (2n= 4x+9=57). J Hered 83: 346-349.

224. Vorobjev IA, Nadezhdina ES. 1987. The centrosome and its role in the organization of microtubules. Int Rev Cytol 106: 227-293.

225. Vos JW, Safadi F, Reddy AS, Hepler PK. 2000. The kinesin-like calmodulin binding protein is differentially involved in cell division. Plant Cell 12: 979-990. Wada B. 1965. Analysis of mitosis. Cytologia 30 (Suppl): 1-158.

226. Wada B, Kusunoki F. 1964. Spindle membrane in meiosis of pollen mother cells of Tradescantia and in mitosis of endosperm cells of Zephyranthes. Cytologia (Tokyo) 29: 109-111.

227. Wagenaar EB. 1968. Meiotic restitution and the origin of polyploidy. I. Influence of genotype on polyploid seedset in a Triticum crassum x T. turgidum hybrid. Can J Genet Cytol 10: 836—843.

228. Walker RA, Salmon ED, Endow SA. 1990. The Drosophila claret segregation protein is a minus-end directed molecule. Nature (Lond.) 347: 780-782.

229. Wang H, Cutler AJ, Fowke LC. 1991. Microtubule organization in cultured soybean and black spruce cells: interphase mitosis transition and spindle morphology. Protoplasma 162:46-54.

230. Wang H, Qi Q, Schorr P, Cufter AJ, Crosby Wl, Fowke LC.1998. ICK1, a cyclin-dependentprotein kinase inhibitor from Arabidopsis thaliana interacts with both Cdc2a and CycD3 and its expression is induced by abscisic acid. Plant J 15: 501-510.

231. Wang RJ, Wissinger W, King EJ, Wang G. 1983. Studies on cell division in mammalian cells. VII. A temperature sensitive cell line abnormal in centriole separation and chromosome movement. J Cell Biol 96: 301-306.

232. Wang H, Zhou Y, Gilmer S, Whitwill S, Fowke LC. 2000. Expression of the plant cyclin-depedent kinase inhibitor ICK1 affects cell division, plant drowth and morphology. Plant J 24: 613-623.

233. Wasteneys GO. 2001. MOR1 is essential for organizing cortical microtubules in plants. Nature 411:610-613.

234. Wasteneys G.O. 2002. Microtubule organization in the green kingdom: chaos or self-order? J Cell Sci 115:1345-1354.

235. Wasteneys GO, Gunning BES, Hepler, PK. 1993. Microinjection of fluorescent brain tubulin reveals dynamic properties of cortical microtubules in living plant cells. Cell Motil Cytoskeleton 24:205-213.

236. Wheatley SP, Hinchcliffe EH, Glotzer M, Hyman A, Sluder G, Wang Y. 1997. CDK1 inactivation regulates anaphase spindle dynamics and cytokinesis in vivo. J Cell Biol 138:385.393.

237. Whittington AT, Vugrek O, Wei KJ, Hassenbein NG, Sugimoto K, Rashbrooke MC,. J Cell Biol 139: 417-434.

238. Wick S. 1985. Immunofluorescence microscopy of tubulin and microtubule arrays in plant cells. III. Transition between mitotic/cytokinetic and interphase microtubule arrays. Cell Biol Intern Rep 9: 357-371.

239. Wick S. 1991. The perprophase band. In: CW Lloyd ed, The Cytoskeletal Basis of Plant Growth and Form. Academic Press, London, pp. 231-244.

240. Wick SM, Duniec J. 1983. Immunofluorescence microscopy of tubulin and microtubule arrays in plant cells. I. Preprophase band development and concomitant appearance of nuclear-associated tubulin. J Cell Biol 97: 235-243.

241. Wick SM, Duniec J. 1984. Immunofluorescence microscopy of tubulin and microtubule arrays in plant cells. II. Transition between the pre-prophase band and the mitotic spindle. Protoplasma 122: 45-55.

242. Williamson RE. 1980. Actin in motile and other processes in plant cells. Can J Bot 58: 766772.

243. Williamson RE. 1990. Alignment of cortical microtubules by anisotropic wall stresses. Aust J Plant Physiol 17:601-613.

244. Williamson RE. 1991. Orientation of cortical microtubules in interphase plant cell. Int Rev Cytol 129: 135-206.

245. Xu SJ, Joppa LR. 1995. Mechanisms and inheritance of first division restitution in hybrids of wheat, rye, and Aegi/ops squarrosa. Genome 38: 607-615.

246. Yasuhara H, Sonobe S, Shibaoka H. 1993. Effects of taxol on the development of the cell plate and of the phragmoplast in tobacco BY-2 cells. Plant Cell Physiol 34: 21-29.

247. Yu HS, Russell SD. 1995. Three-dimentional ultrastructure of generative cell mitosis in the pollen tube of Nicotiana tabacum. Eur J Cell Biol 61: 338-348.

248. Yuan M, Shaw PJ, Warn RM, Lloyd CW. 1994. Dynamic reorientation of cortical microtubules, from transverse to longitudinal, in living plant cells. Proc Natl Acad Sei USA 91:6050-6053.

249. Zandomeni K, Schopfer P. 1993. Reorientation of microtubules at the outer epidermal wall of maize coleoptiles by phytochrome, blue-light photoreceptor, and auxin. Protoplasma 173:103-112.

250. Zee SY, Ye XL. 2000. Microtubule reorganization during pollen development of rice (Oryza sativa L.). Protoplasma 210: 188-201.

251. Zhang D, Wadsworth P, Hepler PK. 1990. Microtubule dynamics in living dividing plant cells: Confocal imaging of microinjected fluorescent brain tubulin. Proc Natl Acad Sei USA 87: 8820-8824.

252. Zickler D, Kleckner N. 1999. Meiotic chromosomes: Integrating structure and function. Ann Rev Genet 33: 603-754.