Трофическое влияние симпатической иннервации на кальциевую чувствительность сократительного аппарата подкожной артерии крысы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, кандидат биологических наук Пуздрова, Виктория Анатольевна

• Пуздрова, Виктория Анатольевна
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Пуздрова, Виктория Анатольевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1 Формирование симпатической иннервации сосудов в онтогенезе.

1.1.1.Формирование сплетения постганглионарных симпатических волокон в разных сосудах.

1.1.2 Функциональное созревание симпатической иннервации сосудов.

1.2 Трофическое влияние симпатических нервов на гладкомышечные клетки сосудов

1.3 Регуляция актин-миозинового взаимодействия в гладкомышечных клетках.

1.4 Возрастные изменения гладкой мышцы сосудов.

1.4.1 Изменение содержания белков сократительного аппарата при дифференцировке гладкомышечных клеток сосудов.

1.4.2 Са -чувствительность сократительного аппарата гладких мышц.

1.4.3 Возрастные изменения Са -чувствительности сокращения гладкой мышцы.

1.4.4 Возрастные изменения экспрессии/активности белков, регулирующих Са -чувствительность сокращения гладких мышц сосудов.

1.5 Изменение Са -чувствительности сокращения гладкой мышцы после симпатической денервации.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1 Общие методические подходы.

2.1.1 Объект исследования.

2.1.2 Животные.

2.1.3 Визуализация нервных волокон в стенке сосуда.

2.1.4 Модель хирургической денервации подкожной артерии.

2.2 Эксперименты на изолированных сосудах.

2.2.1 Исследование вазомоторных реакций с помощью системы «wire myograph».

2.2.1.1 Принцип метода.

2.2.1.2 Нормализация (определение оптимального растяжения сосуда).

2.2.2 Исследование изменений [Ca2+]j при сокращении сосудов крыс разного возраста

2.2.2.1 Подготовка к эксперименту, используемые растворы.

2.2.2.2 Измерение [Ca2+]i.

2.2.2.3 Протокол эксперимента.

2.2.2.4 Обработка результатов.

2.2.3 Исследование изменений [Са ]j при сокращении иннервированных и денервированных сосудов.

2.2.3.1 Подготовка к эксперименту, используемые растворы.

2.2.3.2 Измерение [Ca2+]j.

2.2.3.3 Протокол эксперимента.

2.2.3.4 Обработка результатов.

2.2.3.5 Проверка эффективности денервации.

2.2.4 Реактивы, использованные в экспериментах на изолированных сосудах.

2.3 Исследование экспрессии белков в гладкомышечных клетках сосудов.

2.3.1 Приготовление образцов ткани.

2.3.2 Приготовление экстрактов ткани.

2.3.3 Электрофоретическое разделение белков.

2.3.4 Иммуноблоттинг.

2.3.5 Определение концентрации общего белка.

2.3.6 Обработка результатов.

2.3.7 Материалы и реактивы, использованные в биохимических исследованиях.

2.4 Статистическая обработка результатов.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ.

3.1 Морфологическое исследование иннервации подкожной артерии у крыс разного возраста.

3.2 Исследование изменений [Ca2+]j при сокращении сосудов крыс разного возраста

3.2.1 Изменения [Са ]i и натяжения стенки сосуда при добавлении в раствор разных концентраций метоксамина.

3.2.2 Изменения [Ca2+]j и натяжения стенки сосуда при добавлении в раствор разных концентраций U46619.

3.2.3 Изменения [Ca2+]j и натяжения стенки сосуда при нерецепторной стимуляции

3.2.4 Количественный анализ кальций-зависимости сокращения гладкой мышцы сосудов у крыс разного возраста.

3.3 Исследование изменений [Ca2+]j при сокращении иннервированных и денервированных сосудов взрослых крыс.

3.3.1 Свидетельства эффективности денервации подкожной артерии.

3.3.2 Особенности сосудов и методики исследования.

3.3.2 Изменения натяжения стенки сосуда и [Ca2+]j при при добавлении в раствор разных концентраций метоксамина.

3.3.3 Изменения натяжения стенки сосуда и [Са2+]; при добавлении в раствор разных концентраций U46619.

3.3.4 Количественный анализ кальций-зависимости сокращения гладкой мышцы иннервированных и денервированных сосудов.

3.4 Влияние возраста и денервации на экспрессию сократительных и регуляторных белков в гладкомышечных клетках подкожной артерии.

3.4.1 Экспрессия гладкомышечного миозина и кальдесмона.

3.4.2 Экспрессия киназы и регуляторной субъединицы фосфатазы легких цепей миозина.

3.4.3 Экспрессия митоген-активируемых протеинкиназ и Rho-киназы.

4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

4.1 Основные результаты работы.

4.2 Характеристика иннервации и сократительного аппарата подкожной артерии у крыс разного возраста.

4.3 Са2+-чувствительность сокращения подкожной артерии у крыс разного возраста

4.4 Экспрессия регуляторных белков в подкожной артерии крыс разного возраста.

4.5 Изменения Са2+-чувствительности сокращения подкожной артерии крысы после денервации.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Трофическое влияние симпатической иннервации на кальциевую чувствительность сократительного аппарата подкожной артерии крысы»

Известно, что симпатические нервы оказывают трофическое влияние на кровеносные сосуды: они регулируют пролиферацию, рост и дифференцировку гладкомышечных клеток (Орбели, 1962, Bevan 1984; Damon 2005). У многих млекопитающих, в том числе у крыс, становление симпатической иннервации органов происходит только после рождения, в раннем постнатальном периоде (Todd, 1980; Hill et al, 1983, Hill, 1999, Luff 1999, Sandow, Hill 1999), что совпадает во времени с процессом дифференцировки гладкой мышцы сосудов (Owens, 1995). Известно, что симпатическая иннервация необходима для формирования сократительного фенотипа гладкомышечных клеток в онтогенезе (Bevan 1984; Damon 2005), однако ни молекулярные мишени трофических воздействий, ни их взаимодействие на внутриклеточном уровне практически не исследованы. Кроме того, остается совершенно неясной роль симпатической иннервации в формировании функциональной активности сосудов. Сосудистые гладкие мышцы обладают характерной способностью к длительному поддержанию напряжения, т.е. тоническому сокращению. Поскольку нарушение тонического сокращения может быть причиной как локальных вазоспазмов, так и системных сердечно-сосудистых нарушений, выяснение физиологических механизмов формирования тонуса является весьма актуальным.

Данная работа направлена на проверку гипотезы о том, что трофическое влияние симпатических нервов связано с формированием определенного баланса Са -зависимых и Са2+-независимых механизмов регуляции сокращения гладкой мышцы сосудов за счет изменения уровня экспрессии их ключевых молекулярных компонентов. Мы предполагаем, что этот баланс определяет чувствительность сократительного аппарата к ионам Са2+ и является важным механизмом формирования адекватной регуляции тонуса сосудов в онтогенезе, а повреждение симпатической иннервации приводит к его нарушению.

Трофическое влияние симпатических нервов в основном реализуется на пострецепторных этапах регуляции сокращения, поскольку рецепторный аппарат гладкомышечных клеток достаточно консервативен. Показано, что ai-адренорецепторы, которые в основном опосредуют вазомоторные и трофические эффекты симпатических нервов (Yu et al., 1996; Chen et al., 1995), не претерпевают значительных изменений ни в ходе становления иннервации сосудов, ни после денервации во взрослом возрасте (Bobik, Anderson, 1983; Nasseri et al., 1985; Phillips et al., 1996; Phillips, Hill, 1999).

Всю последовательность событий от активации рецепторов наружной мембраны до сокращения гладкой мышцы можно разделить на два этапа. На первом этапе происходит повышение концентрации свободного кальция в цитоплазме гладкомышечных клеток ([Са ]j]) (Thorneloe, Nelson, 2005). Здесь трофическое влияние симпатических нервов проявляется в контроле экспрессии канальных и транспортных белков, которые обеспечивают типичные для гладкомышечных клеток уровень мембранного потенциала и кальциевый гомеостаз (Fleming, 1999).

На втором этапе Са2+ взаимодействует с сократительным аппаратом, что приводит к сокращению. Симпатические нервы контролируют экспрессию гладкомышечных изоформ актина и миозина (Damon 2005). Однако вопрос о том, влияют ли они на активность механизмов, регулирующих актомиозиновое взаимодействие в гладкомышечных клетках, и осуществляется ли такое влияние через изменение экспрессии соответствующих регуляторных белков, к началу данной работы оставалось неисследованным.

Ключевым Са2+-связывающим белком гладкомышечных клеток является кальмодулин (Гусев, 2001). Основной мишенью комплекса Са -кальмодулин является киназа легких цепей миозина (КЛИМ), которая фосфорилирует регуляторные легкие цепи (РЛЦ) миозина (Somlyo, Somlyo, 2003; Hirano, 2007), активируя миозиновый мотор и сокращение гладкой мышцы. Еще одной мишенью Са2+-кальмодулина является кальдесмон, который локализуется на нитях актина и вместе с тропомиозином блокирует участки сильного связывания миозина на актине, как это делает тропонин-тропомиозиновый комплекс в поперечно-полосатой мускулатуре. Взаимодействие кальдесмона с комплексом Са2+-кальмодулин устраняет тропомиозиновый блок и тем самым делает возможным взаимодействие миозина с актином (Воротников и др., 2002). Снижение концентрации ионов Са2+ в цитоплазме сопровождается инактивацией КЛЦМ и восстановлением ингибирующего действия кальдесмон-тропомиозина. Последующее расслабление определяется дефосфорилированием РЛЦ Са -независимой фосфатазой легких цепей миозина (ФЛЦМ), инактивацией миозина и переходом тонких филаментов в неактивное состояние.

Описанные выше механизмы обеспечивают Са -зависимую регуляцию сокращения, которая происходит, например, при деполяризации наружной мембраны гладкомышечных клеток. Однако на самом деле процесс регуляции сокращения гладких мышц более сложный, поскольку в естественных условиях активация рецепторов наружной мембраны, ассоциированных с G-белками, приводит к запуску внутриклеточных сигнальных каскадов и изменению амплитуды и/или длительности

Л I сократительного ответа без существенных изменений [Са ]j (Somlyo, Somlyo 2003; Воротников и др. 2002). Этот феномен известен как «изменение Са -чувствительности сократительного аппарата гладкомышечных клеток» (Horowitz et al., 1996) и является одним из наиболее интенсивно исследуемых вопросов физиологии гладкой мышцы. При этом увеличение силы сокращения на фоне относительно неизменной [Са ]; (повышение Са -чувствительности) обозначается как Са2+-сенситизация, а уменьшение сократительного ответа (снижение Са2+-чувствительности) - как десенситизация к Са2+.

Основным механизмом изменения Са -чувствительности является ингибирование ФЛЦМ, которое достигается действием двух ферментов: Rho-киназы и протеинкиназы С (Somlyo, Somlyo, 2003; Hirano, 2007). Это замедляет дефосфорилирование РЛЦ миозина и поддерживает сокращение даже при сравнительно низкой активности КЛЦМ. Дополнительное повышение силы сокращения обеспечивается независимо от фосфорилирования РЛЦ миозина, путем Са2+-независимой активации каскада митоген-активируемых протеинкиназ (МАР-киназ). Это приводит к фосфорилированию кальдесмона и устранению его ингибирующего действия на актомиозиновое взаимодействие (Воротников и др., 2002, 2004). Кроме того, МАР-киназы могут усиливать сокращение путем активации КЛЦМ (Morrrison et al., 1996; Kim et al., 2000).

Данная работа проводилась с использованием двух экспериментальных моделей.

Л I

Во-первых, было исследовано формирование баланса Са -зависимых и Са -независимых регуляторных механизмов при развитии симпатической иннервации сосудов крыс в постнатальном периоде. Во-вторых, было исследовано изменение этого баланса при экспериментальной симпатической денервации сосудов взрослых животных. Такой подход позволил связать возрастные изменения Са2+-чувствительности сокращения гладкой мышцы с влиянием именно симпатических нервов, а не факторов иной природы (механической или гуморальной). В работе были зарегистрированы изменения силы сокращения и [Са2+], для сосудов с различной степенью симпатической иннервации. Эти данные были сопоставлены с изменением экспрессии ключевых белков-регуляторов взаимодействия актина и миозина в гладкомышечных клетках. В результате исследования были выявлены потенциальные мишени трофического воздействия симпатической иннервации и описан вероятный механизм становления функциональной активности, характерной для зрелых сосудов.

В качестве объекта исследования была выбрана подкожная артерия крысы (a. saphena). Это артерия мышечного типа, у взрослых крыс она густо иннервирована симпатическими волокнами (Todd, 1986; Тарасова и др., 2006), то есть является удобной моделью для исследования механизмов трофического влияния симпатической иннервации.

Целью настоящей работы являлось исследовать формирование механизмов, регулирующих чувствительность сократительного аппарата гладкомышечных клеток сосудов к Са2+, у крыс в период созревания симпатической иннервации и их изменение при экспериментальной денервации сосудов во взрослом возрасте. В работе решались следующие задачи:

1) исследовать динамику развития иннервации подкожной артерии в раннем постнатальном периоде;

2) исследовать, как изменяется чувствительность сократительного ответа подкожной артерии к [Ca2+]i при созревании симпатической иннервации;

3) исследовать, как изменяется чувствительность сократительного ответа подкожной артерии к [Са2+]; при денервации во взрослом возрасте;

4) связать обнаруженные изменения чувствительности сократительного ответа к [Са2+], с экспрессией регуляторных белков сократительного аппарата.

Научная новизна работы. Доказан факт существования долговременного трофического влияния симпатических нервов на регуляцию сокращения гладкой мышцы сосудов путем изменения баланса Са2+-зависимых и Са2+-независимых регуляторных механизмов. Впервые показано, что становление симпатической иннервации сопровождается уменьшением роли Са2+-сенситизации в сокращении периферических резистивных сосудов большого круга кровообращения. Впервые показано, что нарушение симпатической иннервации приводит к обратным изменениям, то есть к увеличению роли Са2+-сенситизации в сокращении сосудов. Впервые в этих двух экспериментальных моделях сопоставлены изменения экспрессии белков, регулирующих зависимость силы сокращения от [Ca2+]j. Важно, что весь комплекс физиологических и биохимических исследований выполнен на одном объекте, в отличие от предыдущих работ, где затрагивались только функциональные или только биохимические аспекты этой проблемы.

Практическая значимость работы. Значимость работы для фундаментальной и практической медицины обусловлена необходимостью разработки новых способов коррекции тонуса сосудов, лишенных симпатической иннервации: при регуляторных расстройствах у новорожденных детей, а также при нарушении иннервации во взрослом возрасте (в результате травм, аутотрансплантации или трансплантации тканей, диабетической нейропатии и др.). Результаты работы дают основание полагать, что развитие патологий сердечно-сосудистой системы, сопряженных с нарушением симпатической иннервации, может быть связано с уменьшением роли Са2+-зависимых и возрастанием роли Са2+-независимых механизмов регуляции сокращения гладких мышц сосудов. Следовательно, для лечения таких патологий следует использовать не традиционно применяемые блокаторы Са2+-каналов, а препараты, действие которых направлено на снижение активности Са2+-независимых механизмов регуляции сокращения.

Основное положение, выносимое на защиту. Трофическое влияние симпатических нервов на сосуды приводит к изменению экспрессии белков, обеспечивающих

Л I тоническое Са -независимое сокращение гладкой мышцы, что обеспечивает возможность динамической регуляции тонуса сосудов симпатическими вазомоторными влияниями.

Апробация материалов диссертации. Основные результаты диссертационной работы были представлены на международных симпозиумах «Biological motility» (Пущино, 2004, 2006), на конференции «Центральные и периферические механизмы вегетативной нервной системы» (Донецк, 2003), на III и V Всероссийских конференциях с международным участием «Механизмы функционирования висцеральных систем» (Санкт-Петербург, 2003, 2007); на III Всероссийской школе-конференции по физиологии кровообращения (Москва, 2004), на IX Международной конференции «Центральные и периферические механизмы вегетативной нервной системы» (Донецк-Славянск, 2007), на XX Съезде физиологического общества И.П. Павлова (Москва, 2007).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 2 статьи и 8 тезисов.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Физиология», Пуздрова, Виктория Анатольевна

ВЫВОДЫ

1. Сплетение адренергичееких волокон в стенке подкожной артерии крысы формируется в течение первого месяца постнатального развития.

2. При деполяризации наружной мембраны КС1 сокращение сосудов новорожденных и взрослых крыс развивается на фоне одинакового повышения [Ca2+]i. Однако при активации рецепторов, сопряженных с G-белками, достижение одинаковой силы сокращения требует большего повышения [Ca2+]i у взрослых крыс, чем у новорожденных, что свидетельствует о снижении роли Са2+-сенситизации в сокращении сосудов при постнатальном созревании.

3. Денервация подкожной артерии у взрослых крыс, напротив, приводит к повышению Са2+-сенситизации сокращения гладкой мышцы сосудов.

4. Постнатальное созревание гладкой мышцы сосудов сопровождается переключением экспрессии кальдесмона с /- на /z-изоформу. Экспрессия тяжелых цепей гладкомышечного миозина с возрастом не изменяется, а регуляторных легких цепей миозина значительно падает. С возрастом в подкожной артерии происходит увеличение экспрессии белков, регулирующих Са2+-зависимое сокращение гладкой мышцы (киназы легких цепей миозина, регуляторной субъединицы фосфатазы легких цепей миозина и /г-кальдесмона), и снижение л. экспрессии белков, обеспечивающих Са -сенситизацию сократительного аппарата: МАР-киназ (р42/44 и р38) и Rho-киназы.

5. После денервации происходят обратные изменения в экспрессии киназы легких цепей миозина, регуляторной субъединицы фосфатазы легких цепей миозина, h-кальдесмона и МАР-киназ. Эти белки могут рассматриваться как внутриклеточные мишени трофического влияния симпатических нервов на кровеносные сосуды.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Пуздрова, Виктория Анатольевна, 2007 год

1. Воротников А.В., Крымский М.А., Хапчаев А.Ю., Серебряная Д.В. Сигнальные механизмы регуляции сократительной активности гладких мышц // Физиол. ж. им. И.М.Сеченова. 2004. - Т.90. - С.705 - 718.

2. Воротников А.В., Крымский М.А., Ширинский В.П. Внутриклеточная сигнализация и фосфорилирование белков при сокращении гладких мышц // Биохимия. 2002. - Т.67.-С.1587- 1610.

3. Гусев Н.Б. Основы биохимии мышечных тканей в кн.: Мышечные ткани. Под ред. Ю.С. Ченцова. М.: Медицина. - 2001. - С.176-226.

4. Кеннон В., Розенблют А. Повышение чувствительности денервированных структур. Закон денервации. М.: Изд-во иностр. литературы 1951. - 262 с.

5. Орбели J1.A. Избранные труды в пяти томах. Том второй: Адаптационно-трофическая функция нервной системы. M.-JL: Изд-во Академии наук СССР. -1962.-606 с.

6. Смирнов А.Н. Элементы эндокринной регуляции, М.: Изд. гр. «Гэотар-Медиа» -2006-352 с.

7. Тарасова О.С., Пуздрова В.А., Каленчук В.У., Кошелев В.Б. Повышение чувствительности гладкой мышцы сосудов к констрикторным влияниям после денервации и при снижении давления крови // Биофизика. 2006. - Т. 51. — С.912-917.

8. Фолков Б., Нил Э. Кровообращение. М.: Медицина. 1976. - 463 с.

9. Хапчаев А.Ю., Ширинский В.П., Воротников.А.В. Структура, свойства и регуляция белковых продуктов генетического локуса киназы легких цепей миозина// Успехи биологической химии. 2003. - Т. 43. - С.365-420.

10. Швалев В.Н., Сосунов А.А., Гуски Г. Морфологические основы иннервации сердца. М.: Наука 1992 - 360 с.

11. Abel P.W., Hermsmeyer К. Sympathetic cross-innervation of SHR and genetic controls suggests a trophic influence on vascular muscle membranes // Circ. Res. -1981.-V. 49; №6.-P.1311-1318.

12. Abraham S.T., Robinson M., Rice P.J. A role for protein kinase С in the supersensitivity of the rat vas deferens following chronic surgical denervation // Pharmacology. 2003. - V.67. - P.32 - 40.

13. Akopov S.E., Zhang L., Pearce W.J. Physiological variations in ovine cerebrovascular calcium sensitivity // Am J Physiol. 1997. - V.272. - P. H2271-H2281.

14. Akopov S.E., Zhang L., Pearce W.J. Maturation alters the contractile role of calcium in ovine basilar arteries // Pediatr Res. 1998-a. - V.44; №2. - P. 154-60.

15. Akopov S.E., Zhang L., Pearce W.J. Regulation of Ca2+ sensitization by PKC and rho proteins in ovine cerebral arteries: effects of artery size and age // Am J Physiol. -1998-6.-V.275.-H930-939.

16. Akopov S.E., Zhang L., Pearce W.J. Developmental changes in the calcium sensitivity of rabbit cranial arteries // Biol. Neonate. 1998-в. - V.74; №1. -P.60-71.

17. Anderson C.R., McLachlan E.M. The time course of the development of the sympathetic innervation of the vasculature of the rat tail // J. Auton. Nerv. Syst. -1991. -V. 35; №2. -P.l 17-32.

18. Angus J.A., Broughton A., Mulvany M.J. Role of a-adrenoceptors in constrictor responses of rat, guinea-pig and rabbit small arteries to neural activation // J. Physiol. 1988. - V.403. -P.495-510.

19. Arens Y.H., Rosenfeld C.R., Kamm K.E. Maturational differences between vascular and bladder smooth muscle during ovine development // Am. J. Physiol.- 2000. V. 278; №5. P.R1305-R1313.

20. Bailly K., Ridley A.J., Hall S.M., Haworth S.G. RhoA activation by hypoxia in pulmonary arterial smooth muscle cells is age and site specific // Circ. Res. 2004. -V. 94; №10. - P1383-1391.

21. Belik J., Kerc E., Pato M.D. Rat pulmonary arterial smooth muscle myosin light chain kinase and phosphatase activities decrease with age // Am. J. Phisiol. 2005. -V. 290. -P.509-516.

22. Bentzer P., Nielson N., Arner M., Danielsen N., Ekblad E., Lundborg G., Arner A. Supersensitivity in rat micro-arteries after short-term denervation // Acta Physiol. Scand. 1997. -V. 161. - P. 125-133.

23. Bevan R.D. Trophic effects of peripheral adrenergic nerves on vascular structure // Hypertension. 1984. - V.6, №6, Suppl.III. - P.III-19 -111-26.

24. Birukov K.G., Shirinsky V.P., Stepanova O.V., Tkachuk V.A., Hahn A.W., Resink T.J., Smirnov V.N. Stretch affects phenotype and proliferation of vascular smooth muscle cells // Mol Cell Biochem. 1995. -V. 144; №2. -P.131-139.

25. Blaes N., Boissel J.P. Growth-stimulating effect of catecholamines on rat aortic smooth muscle cells in culture // J Cell Physiol. 1983. - V. 116; №2. - P.167-172.

26. Bobik A., Anderson W.P. Influence of sympathectomy on alpha 2 adrenoceptor binding sites in canine blood vessels // Life Sci. 1983. -V. 33; №4. - P331-336.

27. Bobik A., Campbell J., Snow P., Little P.J. The effects of endogenous phosholipase A2 activation on beta adrenoceptor function in cardiac cells // J. Mol. Cell Cardiol. -1983,-V.15; №2.-P.759-767.

28. Bruce L., Nixon G.F. Increased sensitization of the myofilaments in rat neonatal portal vein: a potential mechanism // Exp. Physiol. 1997. - V. 82; №6. - C.985-993.

29. Burnstock G. Physiology and pathophysiology of purinergic neurotransmission // Physiol. Rev. 2007. - V. 87; №2. - P.659-797.

30. Charles S.M., Zhang L., Longo L.D., Buchholz J.N., Pearce W.J. Postnatal maturation attenuates pressure-evoked myogenic tone and stretch-induced increases in Ca2+ in rat cerebral arteries // Am. J. Physiol. 2007. - V. 293; №2. - P.R737-R744.

31. Chen L., Xin X., Eckhart A.D., Yang N., Faber J.E. Regulation of vascular smooth muscle growth by alpha 1-adrenoreceptor subtypes in vitro and in situ // J. Biol. Chem. 1995. - V. 270(52). - P.30980-30988.

32. Cogolludo A., Moreno L., Lodi F., Tamargo J., Perez-Vizcaino F. Postnatal maturational shift from PKCzeta and voltage-gated K+ channels to RhoA/Rho kinase in pulmonary vasoconstriction // Cardiovasc. Res. 2005. - V. 66; №1. - P.84-93.

33. Crane G.J., Garland C.J. Thromboxane receptor stimulation associated with loss of SKCa activity and reduced EDHF responses in the rat isolated mesenteric artery // Br. J. Pharmacol. 2004. - V. 142; №1. P. 43-50.

34. Dalessandri K.M., Giri S.R., Robison T.W., Hayashi H.H., Talken L. No change in alpha 1 adrenoceptors in canine femoral arteries after lumbar sympathectomy // J. Invest. Surg. 1991. - V. 4; № 2. - P. 137-140.

35. Damon D.H. Sympathetic innervation promotes vascular smooth muscle differentiation // Am. J. Physiol. 2005. - V.288. - P.H2785 - H2791.

36. Eddinger T.J., Meer D.P. Myosin II isoforms in smooth muscle: heterogeneity and function // Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 2007. - V. 293; №2. - P.C493-C508.

37. Ekman M., Fagher K., Wede M., Stakeberg K., Arner A. Decreased Phosphatasej I

38. Activity, Increased Ca Sensitivity, and Myosin Light Chain Phosphorylation in Urinary Bladder Smooth Muscle of Newborn Mice // J. Gen. Physiol. 2005. -V.125. -P.187-196.

39. Erami C., Zhang H., Ho J.G., French D.M., Faber J.E. Alpha(l)-adrenoceptor stimulation directly induces growth of vascular wall in vivo // Am. J. Physiol. -2002.-V. 283; №4. -P.H1577-H1587.

40. Erlinge D. Extracellular ATP: a growth factor for vascular smooth muscle cells // Gen. Pharmacol. 1998. -V. 31; №1. P. 1-8.

41. Erlinge D., Brunkwall J., Edvinsson L. Neuropeptide Y stimulates proliferation of human vascular smooth muscle cells: cooperation with noradrenaline and ATP // Regul. Pept. 1994. - V. 50; №3. - P.259-265.

42. Fleming W.W. Cellular adaptation: journey from smooth muscle cells to neurons // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1999. - V. 291. - P.925 - 931.

43. Frid M.G., Shekhonin B.V., Koteliansky V.E., Glukhova M.A. Phenotypic changes of human smooth muscle cells during development: late expression of heavy caldesmon and calponin // Dev. Biol. 1992. - V. 153; №2 - P. 185-193.

44. Furness J.B., Costa M. The use glyoxylic acid for the fluorescence histochemical demonstration of peripheral stores of noradrenaline and 5-hydroxytryptamine in whole mounts // Histochemistry. 1975. - V.41; №4. - P.335-352.

45. Gattone V.H., Evan A.P., Overhage J.M., Severs W.B. Developing renal innervation in the spontaneously hypertensive rat: evidence for a role of the sympathetic nervous system in renal damage // J. Hypertens. 1990. - V. 8; №5 - P.423-428.

46. Greene E.C. Anatomy of the rat. Hafner Publishing Company, New York and London. 1968.

47. Griffith J.Q., Farris E.J., Lippincott J.B. The rat in laboratory investigation // Company, Philadelphia-Montreal-London. 1942. - P.394-395.yt

48. Grynkiewicz G., Poenie M., Tsien R.Y. A new generation of Ca indicators with greatly improved fluorescence properties // J. Biol. Chem. 1985. - V. 260. -P.3440-3450.

49. Hartshorne D.J. Myosin phosphatase: subunits and interactions // Acta. Physiol. Scand. -1998. V. 164; №4. - P. 483-493.

50. Hedges J.C., Yamboliev I.A., Ngo M., Horowitz В., Adam L.P., Gerthoffer W.T. Phosphorylation of caldesmon by ERK MAP kinases in smooth muscle // Am. J. Physiol. 1998 - V .278. - P. 718-726.

51. Hill C.E. Development of peripheral autonomic synapses: neurotransmitter receptors, neuroeffector associations and neural influences // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. -1999. -V. -26; №8. -P.581-590.

52. Hill C.E., Hirst G.D., Helden D.F. Development of sympathetic innervation to proximal and distal arteries of the rat mesentery // J. Physiol. 1983. - V. 338 -P.129-147.

53. Hirano K. Current topics in the regulatory mechanism underlying the Ca sensitization of the contractile apparatus in vascular smooth muscle //J. Pharmacol. -2007.-V 104; №2. P109-115.

54. Horowitz A., Menice C.B., Laporte R., Morgan K.G. Mechanisms of smooth muscle contraction // Physiol. Rev. 1996. - V. 76; №4. - P.967-1003.

55. Hutanu С., Сох B.E., DeSpain K., Liu X.T., Rosenfeld C.R. Vascular development in early ovine gestation: carotid smooth muscle function, phenotype, and biochemical markers // Am J Physiol. 2007. - V. 293; №1. - P.R323-R333.

56. Iijima M., Yamamoto J., Takada N., Ohata H., Momose K. Changes in Ca2+ signaling and contractile protein isoforms in smooth muscle cells from guinea pig ileum during culture // J. Smooth Muscle Res. 2001. - V. 37; №42. - P.53-66.

57. Jensen P.E., Mulvany M.J., Aalkjaer C. Endogenous and exogenous agonist-induced changes in the coupling between Ca2+.i and force in rat resistance arteries // Pfliigers Arch. 1992. - V. 420. - P.536-543.

58. Kacem K., Sercombe R. Differing influence of sympathectomy on smooth muscle cells and fibroblasts in cerebral and peripheral muscular arteries //Auton. Neurosci. -2006. V. 124; №1-2. - P.38-48.1. Л I

59. Kasturi R., Vasulka C., Johnson J.D. Ca , caldesmon, and myosin light chain kinase exchange with calmodulin.//J Biol Chem. 1993 Apr 15;268(11):7958-64.

60. Klemke R.L., Cai S., Giannini A.L., Gallagher P.J., de Lanerolle P., Cheresh D.A. Regulation of cell motility by mitogen-activated protein kinase // J. Cell. Biol. -1997. V. 137; №2. - P.481-492.

61. Ljung В., Stage L. Adrenergic excitatory influences on initiation and conduction of electrical activity in the rat portal vein // Acta. Physiol. Scand. 1970. - V. 80; №1.-P.131-141.

62. Luff S.E., Development of neuromuscular junctions on small mesenteric arteries of the rat // J. Neurocytol. 1999 - V. 28; №1. - P.47-62.

63. Luff S.E., McLachlan E.M., Hirst G.D. An ultrastructural analysis of the sympathetic neuromuscular junctions on arterioles of the submucosa of the guinea pig ileum // J. Сотр. Neurol. 1987. -V. 257; №4. - P.578-594.

64. Mangiarua E.I., Joyce E.H., Bevan R.D. Denervation increases myogenic tone in a resistance artery in the growing rabbit ear // Am. J. Physiol. 1986. - V. 250; № 5 (Pt 2). -P.H889-H891.

65. Marston S.B., Redwood C.S. Modulation of thin filament activation by breakdown or isoform switching of thin filament proteins: physiological and pathological implications // Circ. Res. 2003. V. 93; №12. - P.l 170-1178.

66. Morano I. Tuning SM contraction by molecular motors // J. Mol. Med. 2003. -V.81. -P.481-487.

67. Morrison P., Saltiel A.R., Rosner M.R. Role of mitogen-activated protein kinase kinase in regulation of the epidermal growth factor receptor by protein kinase С // J. Biol. Chem. 1996. - V. 271; №22. -P.12891-12896.

68. Mueed I., Bains P., Zhang L., MacLeod K.M. Differential participation of protein kinase С and Rho-kinase in ai-adrenoceptor mediated contraction in rat arteries // Can. J. Physiol. Pharmacol. 2004. - V.82. - P.895 - 902.

69. Mulvany M.J., Halpern W. Contractile properties of small arterial resistance vessels in spontaneously hypertensive and normotensive rats // Circ. Res. 1977. - V. 41; №1.-P. 19-26.

70. Nasseri A., Barakeh J.F., Abel P.W., Minneman K.P. Reserpine-induced postjunctional supersensitivity in rat vas deferens and caudal artery without changes in alpha adrenergic receptors // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1985. - V. 234; №2. P.350-357.

71. Nilsson H. Adrenergic nervous control of resistance and capacitance vessels. Studies on isolated blood vessels from the rat // Acta Physiol. Scand. 1985. - V.541 - P.l-34.

72. Nilsson H., Sjoblom N. Distension-dependent changes in noradrenaline sensitivity in small arteries from the rat // Acta. Physiol. Scand. 1985. - V. 125; №3. - P.429-435.

73. Noma K., Oyama N., Liao J.K. Physiological role of ROCKs in the cardiovascular system // Am. J. Physiol. 2006. - V. 290; №3. - P.C661-C668.

74. Owens G.K., Kumar M.S., Wamhoff B.R. Molecular regulation of vascular smooth muscle cell differentiation in development and disease // Physiol. Rev. 2004. - V. 84;№3.-P.767-801.

75. Owens G.K. Regulation of Differentiation of Vascular Smooth Muscle Cells // Physiol. Rev. 1995. -V. 75. -P.487-517.

76. Payne M.C., Zhang H.Y., Prosdocimo Т., Joyce K.M., Koga Y., Ikebe M., Fisher S.A. Myosin phosphatase isoform switching in vascular SM development // J. Mol. Cell Cardiol. 2006. - V.40. - P.274-282.

77. Pearce W.J., Williams J.M., Chang M.M., Gerthoffer W.T. ERK inhibition attenuates 5-HT-induced contractions in fetal and adult ovine carotid arteries // Arch. Physiol. Biochem. 2003. - V. 111. - P.36-44.

78. Phillips J.K., Hill C.E. Neuroreceptor mRNA Expression in the rat mesenteric artery develops independenly of denervation // Int. J. Dev. Neurosci. 1999. - V. 17; №4. -P.377-386.

79. Phillips J.K., Vidovic M., Hill C.E. Alpha-adrenergic, neurokinin and muscarinic receptors in rat mesenteric artery;an mRNA study during postnatal development // Mech. Ageing Dev. 1996. - V. 92; №2-3. - P.235-246.

80. Ramos K., Gerthoffer W.T., Westfall D.P. Denervation-induced supersensitivity to calcium of chemically skinned smooth muscle of the guinea-pig vas deferens // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1985. - V.236. - P.80 - 84.

81. Ridley A.J., Hall S.M., Haworth S.G. RhoA activation by hypoxia in pulmonary arterial smooth muscle cells is age and site specific // Circ. Res. 2004. - V. 94; №10. -P.1383-1391.

82. Sadoshima S., Yoshida F., Ibayashi S., Shiokawa O., Fujishima M. Upper limit of cerebral autoregulation during development of hypertension in spontaneously hypertensive rats-effect of sympathetic denervation // Stroke. 1985. - V. 16; №3. -P.477-481.

83. Sandoval R.J., Injeti E.R., Gerthoffer W.T., Pearce W.J. Postnatal maturationч Imodulates relations among cytosolic Ca , myosin light chain phosphorylation, and contractile tone in ovine cerebral arteries // Articles in Press. Am. J. Physiol. 2007.

84. Sandow S.L., Goto К., Rummery N.M., Hill C.E. Developmental changes in myoendothelial gap junction mediated vasodilator activity in the rat saphenous artery // J. Physiol. 2004. - V. 556. - P.875-886.

85. Sandow S.L., Hill E.C. Physiological and anatomical studies of the development of the sympathetic innervation to rat iris arterioles // Auton. Nerv. Syst. 1999a - V.77; №2-3. -P.152-163.

86. Sandow S.L., Hill C.E. Specialised sympathetic neuroeffector associations in immature rat iris arterioles // J. Anat. 19996 - V. 195(Pt 2) - P.257-270.

87. Schaffner W., Weissmann C. A rapid, sensitive, and specific method for the determination of protein in dilute solution // Anal. Biochem. 1973. - V.56; №2. -P.502-514.

88. Seidel C.L., Allen J.C. Pharmacologic characteristics and actomyosin content of aorta from neonatal rats // Am. J. Physiol. 1979. - V. 237; №1. P.C81-C86.

89. Seidler F.J, Slotkin T.A. Adrenomedullary function in the neonatal rat: responses to acute hypoxia // J. Physiol. 1985. - V. 358. - P.l-16.

90. Shvalev V.N., Zhuchkova N.I. Method for identifying adrenergic nervous elements by the glyoxylic method using pontamine sky blue // Neurosci. Behav. Physiol. -1991. V. 21; №2. - P. 117-118.

91. Siwik D.A, Brown R.D. Regulation of protein synthesis by alpha 1-adrenergic receptor subtypes in cultured rabbit aortic vascular smooth muscle cells // J. Cardiovasc. Pharmacol. 1996. - V. 27; №4. -P.508-518.

92. Slovut D.P., Mehta S.H., Dorrance A.M., Brosius F.C., Watts S.W., Webb R.C. Increased vascular sensitivity and connexin43 expression after sympathetic denervation //Cardiovasc. Res. 2004. - V. 62; №2. - P.388-396.

93. Somlyo A.P., Somlyo A.V. Signal transduction by G-proteins, rho-kinase and protein phosphatase to smooth muscle and non-muscle myosin II // J. Physiol. 2000. - V. 522.-P.177- 185.y I

94. Somlyo A.P., Somlyo A.V. Ca sensitivity of smooth muscle and nonmuscle myosin II: modulated by G proteins, kinases, and myosin phosphatase // Physiol Rev. 2003. -V. 83; №4, P.1325-1358.

95. Sung C.P., Arleth A.J., Berkowitz B.A. Endothelial thromboxane receptors: biochemical characterization and functional implications // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1989.-V. 158; №1. - P.326-333.

96. Tarasova O.S., Mochalov S.V., Kalentchuk V.U., Aalkjaer C., Nilsson H. Calcium sensitivity of smooth muscle contraction in chronically denervated arteries // In. Biological motility: basic research and practice. Pushino. - 2006. - P.37 - 38

97. Thorneloe K.S., Nelson M.T. Ion channels in smooth muscle: regulators of intracellular calcium and contractility // Can. J. Physiol. Pharmacol. 2005. - V. 83; №3,-P.215-242.

98. Todd M.E. Development of adrenergic innervation in rat peripheral vessels: a fluorescence microscopic study // J Anat. 1980 - V. 13 l(Pt 1). - P.121-133.

99. Todd M.E. Trophic interactions between rat nerves and blood vessels in denervated peripheral arteries and in anterior eye chamber transplantants // Circulation Research. 1986. - V.58. - P.641-652.

100. Uddin M.R., Muthalif M.M., Karzoun N.A., Benter I.F., Malik K.U. Cytochrome P-450 Metabolites Mediate Norepinephrine-Induced Mitogenic Signaling // Hypertension. 1998. - V. 31. - P.242-247.

101. Ueki N., Sobue K., Kanda K., Hada Т., Higashino K. Expression of high and low molecular weight caldesmons during phenotypic modulation of smooth muscle cells // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1987. - V. 84; №24. - P.9049-9053.

102. Wallace, K.B., Hook J.B., Bailie M.D. Postnatal development of the renin-angiotensin system in rats // Am. J. Physiol. 1980 - V. 238. - P.R432-R437.

103. Woodsome T.P., Eto M., Everett A., Brautigan D.L., Kitazawa T. Expression of CPI-17 and myosin phosphatase correlates with Ca sensitivity of protein kinase C-induced contraction in rabbit smooth muscle // J. Physiol. 2001. - V. 535. - P.553 -564.

104. Yu S.M., Tsai S.Y., Guh J.H., Ко F.N., Teng C.M., Ou J.T. Mechanism of catecholamine-induced proliferation of vascular smooth muscle cells // Circulation. -1996. V. 94; №3. - P.547-554.

105. Zhao Y., Long W., Zhang L., Longo L.D. Extracellular signal-regulated kinases and contractile responses in ovine adult and fetal cerebral arteries // J. Physiol. 2003. -V.551. -P.691-703.

106. Zukowska-Grojec Z. Neuropeptide Y. A novel sympathetic stress hormone and more // Ann. N Y Acad. Sci. 1995 - V. 771 - P.219-33.