Термодинамический анализ доменной организации кальций-зависимых белков тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат физико-математических наук Цветков, Филипп Олегович

• Цветков, Филипп Олегович
• кандидат физико-математических наук
• 2001

Оглавление диссертации кандидат физико-математических наук Цветков, Филипп Олегович

1. ВВЕДЕНИЕ

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1. Дифференциальная сканирующая калориметрия как метод изучения структуры белков

2.1.1. Техника сканирующей калориметрии

2.1.2. Калориметрические измерения

2.1.3. Анализ результатов

2.2. Калмодулин

2.2.1. Структура и функции калмодулина (СаМ)

2.2.2. Связывание кальция калмодулином

2.2.3. Связывание калмо дулина с белками-мишенями

2.3. Кальций-векторный белок (CaVP) из Amphioxus

2.4. Hsp

2.4.1. Молекулярные характеристики и структура hsp

2.4.2. Структура hsp90: N-концевой домен

2.4.3. Структура hsp90: С-концевой домен

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

3.1. Объекты и материалы

3.1.1. Белок теплового шока hsp

3.1.2. Калмодулин и пептид RS

3.1.3. Кальций-векторный белок (CaVP)

3.2. Методы исследований

3.2.1. Дифференциальная Сканирующая Калориметрия (ДСК)

3.2.2. Круговой Дихроизм (КД)

3.2.3. Изотермическая Калориметрия Титрования

3.2.4. Флуоресценция триптофана

3.2.5. Метод поперечных ковалентных сшивок (кросс-линкинг)

3.2.6. Ионизационная электро-спрей масс-спектрометрия (ESI-MS)

4. ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ КАЛМОДУЛИНА С САМ-СВЯЗЫВАЮЩИМ ДОМЕНОМ КИНАЗЫ ЛЁГКИХ ЦЕПЕЙ МИОЗИНА ГЛАДКИХ МЫШЦ (RS20) ПРИ РАЗЛИЧНОЙ СТЕПЕНИ НАСЫЩЕНИЯ КАЛЬЦИЕМ

Пептид RS20 связывается с калмодулином в отсутствие ионов кальция

4.2. Изменение термодинамических параметров тепловой денатурации апокалмодулина при образовании комплекса с RS20 доказывает, что пептид связывается лишь с С-концевым доменом белка

4.3. Данные сканирующей микрокалориметрии подтверждают, что в присутствии ионов кальция RS20 взаимодействует с обеими долями калмодулина

4.4. Данные КД-спектроскопии комплекса anoCaM-RS20 указывают на то, что пептид принимает частично спиральную конформацию

4.5. Данные масс-спектрометрии подтверждают существование комплекса anoCaM-RS

4.6. Пептид RS20 сильно увеличивает кооперативность связывания калмодулином кальция, что приводит к отсутствию форм комплекса, частично насыщенных кальцием

4.7. Компьютерное моделирование комплекса апоСаМ с пептидом RS

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Термодинамический анализ доменной организации кальций-зависимых белков»

Ионы кальция являются ключевыми мессенджерами в эукариотических клетках, контролирующими многие биологические процессы путем взаимодействия с большим числом кальций-связывающих белков. Внутриклеточная концентрация свободного кальция, возможно, является наиболее распространенным сигнальным феноменом в клетке и её величина составляет около 10"7М, что примерно в 10 ООО раз меньше, чем концентрация кальция вне клетки. Однако, и в самой клетке распределение кальция далеко не равномерно и может варьировать на один-два порядка. Так, концентрация кальция около клеточной мембраны примерно в десять раз превышает её нормальное значение в клетке, а в эндоплазматическом ретикулуме (служащим основным хранилищем и источником кальция в цитозоле) она вообще в сотни раз выше. Сигнал кальция участвует в клеточном цикле, клеточной дифференцировке, мышечном сокращении, ферментативной активности, изменении архитектуры клетки путем перестройки элементов цитоскелета (микротрубочки, актин-миозиновые нити) и в таких процессах как апоптоз. Модуляция клеточных функций кальцием включает преобразование количественного сигнала (изменение внутриклеточной концентрации кальция) в качественный биологический ответ. Сигнальный механизм, используемый модулируемыми кальцием белками, имеет четыре основные стадии: • связывание Са, • конформационное изменение, • взаимодействие с мишенью и • активация мишени. Активация мишени приводит в движение молекулярный каскад, приводящий к целому ряду событий в клетке, придавая, таким образом, биологическую форму сигналам кальция. Перенасыщение кальцием в результате апоплексического удара или ишемии активирует биохимические процессы, приводящие к энзиматической деградации белков и смерти клетки. Более того, в последние годы было показано, что большое число заболеваний, включая болезнь Альцгеймера, гиперхолестероланемию, нейродегенеративные нарушения и неопластические заболевания, связаны с гомеостазом кальция. I

На сегодняшний день известно более 400 Са -связывающих белков, разделённых на несколько семейств. Данная работа посвящена изучению двух представителей семейства EF-hand*, калмодулина и кальций-векторного белка из Amphioxus (CaVP), а также белка теплового шока hsp90. Последний хотя и не связывает кальций специфично, однако играет важнейшую роль при расшифровке кальциевого сигнала во время теплового стресса. Из всех детекторов кальция калмодулин является наиболее распространённым. Найденный в этом семействе эволюционной, функциональной и структурной Са2+-связывающей единицей является мотив спираль-петля-спираль, называемый EF-hand по аналогии с Е- и F-спиралями парвальбумина. во всех эукариотических клетках, он активирует большое число мишеней, хотя сам и не проявляет ферментативной активности. CaVP, напротив, имеет очень узкую локализацию и взаимодействует лишь с одной известной на сегодняшний день мишенью - CaVPT (calcium vector protein target).

В связи с вышесказанным, актуальной является проблема понимания механизмов, ответственных за преобразование кальциевого сигнала, осуществляемое этими белками. Некоторые кальций-связывающие белки, такие как калмодулин или тропонин С, хорошо известны и изучены, их структура определена с высоким разрешением, как в кальциевой, так и в апо-форме; структуру и функции других, таких как кальций-векторный белок из Amphioxus, ещё только предстоит изучить. Однако, понимание функционирования этих белков требует не только знания их пространственной структуры. Оно в существенной мере зависит от термодинамического исследования доменной организации и роли отдельных доменов при взаимодействии кальций-связывающих белков со своими мишенями, поскольку домены зачастую являются биологически функциональными единицами, а взаимодействие доменов обеспечивает внутримолекулярную коммуникацию и координирует их действия.

Идеальным инструментом для такого рода исследований являются калориметрические методы. Они позволяют получить не только исчерпывающую информацию о термодинамике исследуемых белков, но и пролить свет на их доменную структуру и междоменные взаимодействия, а также получить прямую термодинамическую информацию о процессе их взаимодействия с белками-мишенями. Функциональная зависимость между энтальпией и температурой, получаемая в ходе калориметрического эксперимента, включает всю термодинамическую информацию о макроскопических состояниях системы в данном интервале температур. Анализируя функцию теплоёмкости белков от температуры, мы получаем полное термодинамическое описание их нативного состояния и промежуточных состояний, которые возникают при разворачивании белка под действием температуры. Термин «стабильность белка» относится к его способности сохранять уникальную трёхмерную структуру полипептидной цепи при экстремальных воздействиях теплом, кислотой, щелочью, давлением и другими физическими и химическими агентами. При этом среди различных денатурантов температура обладает существенным преимуществом, так как это наиболее универсальный фактор воздействия, имеющий фундаментальное физическое значение.

Данная работа посвящена исследованию доменной организации, междоменного взаимодействия и особенностей функционирования ряда кальций-зависимых белков (калмодулина, кальций-векторного белка и белка теплового шока hsp90) при различных

2. Обзор литературы

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Цветков, Филипп Олегович

Выводы

1. Методами микрокалориметрии, масс-спектрометрии и КД-спектроскопии изучена доменная организация калмодулина, кальций-векторного белка из Amphioxus (CaVP), его рекомбинантных N- и С-концевых долей, а также белка теплового шока hsp90. Установлена роль отдельных доменов в проведении сигнала кальция и узнавании внутриклеточных мишеней.

2. Впервые обнаружено существование комплекса между калмодулином и калмодулин-связывающим доменом киназы лёгких цепей миозина гладких мышц (пептид RS20) в отсутствие ионов кальция. Определены константа ассоциации и термодинамические параметры образования этого комплекса.

3. Установлено, что пептид RS20 связывается только с С-концевым доменом апокалмодулина, принимая при этом частично а-спиральную конформацию. Предложен механизм активации калмодулином белка-мишени, в котором на первом этапе с мишенью взаимодействует апокалмодулин, после чего происходит активация кальцием данного комплекса.

4. Показано, что молекула CaVP состоит из двух взаимодействующих доменов, причём С-домен и степень его насыщения кальцием влияют на термостабильность третичной структуры N-домена, не затрагивая его вторичную структуру. Только С-концевой домен связывает кальций и взаимодействует с внутриклеточной мишенью CaVPT.

5. Определены изменения доменной структуры CaVP в зависимости от степени насыщения кальцием и продемонстрировано, что С-концевой домен CaVP в апо-форме находится в состоянии расплавленной глобулы.

6. Показано, что плавление белка теплового шока hsp90 состоит из двух переходов: низкотемпературный переход соответствует плавлению N-концевого домена, а высокотемпературный - разворачиванию центрального и С-концевого доменов. Обнаружена регуляция процесса инициации функциональной активности hsp90 ионами кальция, заключающаяся в сдвиге температуры разворачивания N-домена белка в область температур теплового шока.

6.5. Заключение

С использованием методов сканирующей микрокалориметрии, нативного ПААГ-электрофореза и КД была охарактеризована тепловая денатурация и олигомеризация белка теплового шока hsp90, а также изучено влияние на эти процессы ионов кальция и магния. Тепловая денатурация hsp90 выявляет два четких перехода при 53,8°С и 63,1 °С. С помощью специфического ингибитора белка жельданомицина мы установили, что N-концевые домены двух мономеров в димере hsp90 плавятся в низкотемпературном пике, в то время как высокотемпературный пик соответствует плавлению центральных и С-концевых доменов. Показано, что разворачивание N-концевого домена даёт начало процессу олигомеризации, а олигомеры состоят из недиссоциирующих при денатурации димеров. Как известно, олигомеризация hsp90 ответственна за его способность связывать белки и предотвращать их необратимую агрегацию [70]. Следовательно, разворачивание N-концевых доменов в димере является важным шагом в инициации функциональной активности белка. Наши данные демонстрируют, что магний, и в ещё большей степени кальций, уменьшают термостабильность hsp90, вызывая тем самым его олигомеризацию (а значит и активацию) при более низких температурах. Кальций сдвигает температуру разворачивания N-концевого домена hsp90 вплотную к температурному диапазону теплового шока (42-45°С) [72]. Регуляция процесса олигомеризации hsp90 кальцием находится в хорошем согласии с явлениями, происходящими при тепловом шоке. В самом деле, наблюдаемое во время теплового шока увеличение внутриклеточной концентрации кальция необходимо, чтобы hsp90 олигомеризовался и стал полностью активным как молекулярный шаперон. Наши данные по влиянию специфических лигандов на зависящую от температуры олигомеризацию hsp90 [153] и об участии этого процесса в механизмах, защищающих клетку от теплового шока, были впоследствии подтверждены в работе Маркю с соавторами

Список литературы диссертационного исследования кандидат физико-математических наук Цветков, Филипп Олегович, 2001 год

1. Privalov P.L. Energy characteristics of the structure of protein molecules // Biofizika (Most), 1985, V.30, №4, p.722-733

2. Privalov P.L. and Potekhin S.A. Scanning microcalorimetry in studying temperature-induced changes in proteins // Methods Enzymol., 1986, V. 131, p.4-51

3. Privalov P.L. Stability of proteins: small globular proteins II Adv. Protein Chem., 1979, V.33, p.167-241

4. Ptitsyn O.B. Molten globule and protein folding // Adv. Protein Chem., 1995, V.47, p.83-229

5. Sturtevant J.M. Heat capacity and entropy changes in processes involving proteins // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1977, V.74, №6, p.2236-2240

6. Velicelebi G. and Sturtevant J.M. Thermodynamics of the denaturation of lysozyme in alcohol-water mixtures // Biochemistry, 1979, V.18, №7, p. 1180-1186

7. Brandts J.F. and Hunt L. The thermodynamics of protein denaturation. 3. The denaturation of ribonuclease in water and in aqueous urea and aqueous ethanol mixtures // J. Am. Chem. Soc., 1967, V.89, №19, p.4826-4838

8. Murphy K.P. and Gill S.J. Solid model compounds and the thermodynamics of protein unfolding // J. Mol. Biol., 1991, V.222, №3, p.699-709

9. Privalov P.L. and Khechinashvili N.N. A thermodynamic approach to the problem of stabilization of globular protein structure: a calorimetric study // J. Mol. Biol, 1974, V.86, №3, p.665-684

10. Sanchez-Ruiz J.M. Differential scanning calorimetry of proteins // Subcell. Biochem., 1995, V.24, p.133-176

11. Sturtevant J.M. Biochemical applications of differential scanning calorimetry // Annuall Rev. Biophys. Bioeng., 1986, V.38, p.463-488

12. Takahashi К. and Sturtevant J.M. Thermal denaturation of streptomyces subtilisin inhibitor, subtilisin BPN', and the inhibitor-subtilisin complex // Biochemistry, 1981, Y.20, №21, p.6185-6190

13. Conejero-Lara F., Mateo P.L., Aviles F.X., and Sanchez-Ruiz J.M. Effect of Zn2+ on the thermal denaturation of carboxypeptidase В // Biochemistry, 1991, V.30, №8, p.2067-2072

14. Galisteo M.L., Mateo P.L., and Sanchez-Ruiz J.M. Kinetic study on the irreversible thermal denaturation of yeast phosphoglycerate kinase // Biochemistry, 1991, V.30, №8, p.2061-2066

15. Guzman-Casado M., Parody-Morreale A., Mateo P.L., and Sanchez-Ruiz J.M. Differential scanning calorimetry of lobster haemocyanin // Eur. J. Biochem., 1990, V.188, №1, p.l 81185

16. Sanchez-Ruiz J.M., Lopez-Lacomba J.L., Cortijo M., and Mateo P.L. Differential scanning calorimetry of the irreversible thermal denaturation of thermolysin // Biochemistry, 1988, V.27, №5, p.1648-1652

17. Sanchez-Ruiz J.M. Theoretical analysis of Lumry-Eyring models in differential scanning calorimetry //Biophys. J., V.61, p.921-935

18. Freire E., Osdol W.W., Mayorga O.L., and Sanchez-Ruiz J.M. Calorimetrically determined dynamics of complex unfolding transitions in proteins // Annuall Rev. Biophys. Chem., 1990, V.19, p.159-188

19. Lepock J.R., Rodahl A.M., Zhang C., Heynen M.L., Waters В., and Cheng K.H. Thermal denaturation of the Ca2+-ATPase of sarcoplasmic reticulum reveals two thermodynamically independent domains // Biochemistry, 1990, V.29, №3, p.681-689

20. Novokhatny V.V. and Medved L.V. Domain organization of the molecules of Lys-plasminogen // Mol. Biol. (Mosk.) , 1983, V.17, №5, p.976-982

21. Novokhatny V.V. and Kudinov S.A. Domains in human plasminogen // J. Mol. Biol., 1984, V.179, №2, p.215-232

22. Freire E. and Biltonen R.L. Statistical mechanical deconvolution of thermal transitions in macromolecules. I. Theory and application to homogeneous systems // Biopolymers, 1978, V.17, p.463-479

23. Filimonov V.V., Potekhin S.A., Matveev S.Y., and Privalov P.L. Thermodynamic analysis of scanning microcalorimetry data. 1. Algorithms for deconvolution of heat absorption curves // Mol. Biol. (Most), 1982, V.16, №3, p.551-562

24. Brandts J.F., Hu C.Q., Lin L.N., and Mos M.T. A simple model for proteins with interacting domains. Applications to scanning calorimetry data // Biochemistry, 1989, V.28, №21, p.8588- 8596

25. Kilhoffer M.C., Lukas T.J., Watterson D.M., and Haiech J. The heterodimer calmodulin: myosin light-chain kinase as a prototype vertebrate calcium signal transduction complex // Biochim. Biophys. Acta, 1992, V.l 160, №1, p.8-15

26. Watterson D.M., Sharief F., and Vanaman T.C. The complete amino acid sequence of the Ca -dependent modulator protein (calmodulin) of bovine brain // J. Biol. Chem., 1980, V.255, №3, p.962-975

27. Zhang M., Tanaka Т., and Ikura M. Calcium-induced conformational transition revealed by the solution structure of apo calmodulin // Nat. Struct. Biol., 1995, V.2, №9, p.758-767

28. Kuboniwa H., Tjandra N., Grzesiek S., Ren H., Klee C.B., and Bax A. Solution structure of calcium-free calmodulin // Nat. Struct. Biol., 1995, V.2, №9, p.768-776

29. Tsalkova T.N. and Privalov P.L. Thermodynamic study of domain organization in troponin С and calmodulin// J. Mol. Biol., 1985, V.l81, №4, p.533-544

30. Ikura M., Clore G.M., Gronenborn A.M., Zhu G., Klee C.B., and Bax A. Solution structure of a calmodulin-target peptide complex by multidimensional NMR // Science, 1992, V.256, №5057, p.632-638

31. Meador W.E., Means A.R., and Quiocho F.A. Target enzyme recognition by calmodulin: 2.4 A structure of a calmodulin-peptide complex // Science, 1992, V.257, №74, p. 1251

32. Meador W.E., Means A.R., and Quiocho F.A. Modulation of calmodulin plasticity in molecular recognition on the basis of X-ray structures // Science, 1993, V.262, №5140, p.1718-1721

33. Babu Y.S., Sack J.S., Greenhough T.J., Bugg C.E., Means A.R., and Cook W.J. Three-dimensional structure of calmodulin // Nature, 1985, V.315, №6014, p.37-40

34. Chattopadhyaya R., Meador W.E., Means A.R., and Quiocho F.A. Calmodulin structure refined at 1.7 A resolution // J. Mol. Biol., 1992, V.228, №4, p. 1177-1192

35. Wilson M.A. and Brunger A.T. The 1.0 A crystal structure of Ca2+-bound calmodulin: an analysis of disorder and implications for functionally relevant plasticity // J. Mol Biol., 2000, V.301, №5, p.1237-1256

36. Falke J.J., Drake S.K., Hazard A.L., and Peersen O.B. Molecular tuning of ion binding to calcium signaling proteins // Q. Rev. Biophys., 1994, V.27, №3, p.219-290

37. Heidorn D.B. and Trewhella J. Comparison of the crystal and solution structures of calmodulin and troponin С // Biochemistry, 1988, V.27, №3, p.909-915

38. Barbato G., Ikura M., Kay L.E., Pastor R.W., and Bax A. Backbone dynamics of calmodulin studied by 15N relaxation using inverse detected two-dimensional NMR spectroscopy: the central helix is flexible II Biochemistry, 1992, V.31, №23, p.5269- 5278

39. Protasevich I., Ranjbar В., Lobachov V., Makarov A., Gilli R., Briand C., Lafitte D., and Haiech J. Conformation and thermal denaturation of apocalmodulin: role of electrostatic mutations // Biochemistry, 1997, V.36, №8, p.2017-2024

40. Sorensen B.R. and Shea M.A. Interactions between domains of apo calmodulin alter calcium binding and stability // Biochemistry, 1998, V.37, №12, p.4244- 4253

41. Gilli R., Lafitte D., Lopez C., Kilhoffer M., Makarov A., Briand C., and Haiech J. Thermodynamic analysis of calcium and magnesium binding to calmodulin // Biochemistry, 1998, V.37, №16, p.5450-5456

42. Weber P.C., Lukas T.J., Craig T.A., Wilson E., King M.M., Kwiatkowski A.P., and Watterson D.M. Computational and site-specific mutagenesis analyses of the asymmetric charge distribution on calmodulin // Proteins, 1989, V.6, №1, p.70-85

43. Cox J. A. Interactive properties of calmodulin // Biochem. J., 1988, V.249, №3, p.621 -629

44. Lafitte D., Capony J.P., Grassy G., Haiech J., and Calas B. Analysis of the ion binding sites of calmodulin by electrospray ionization mass spectrometry // Biochemistry, 1995, V.34, №42, p.13825-13832

45. Mirzoeva S., Weigand S., Lukas T.J., Shuvalova L., Anderson W.F., and Watterson D.M. Analysis of the functional coupling between calmodulin's calcium binding and peptide recognition properties // Biochemistry, 1999, V.38, №13, p.3936-3947

46. Bayley P.M., Findlay W.A., and Martin S.R. Target recognition by calmodulin: dissecting the kinetics and affinity of interaction using short peptide sequences // Protein Sci., 1996, V.5, №7, p.1215-1228

47. Afshar M., Caves L.S., Guimard L., Hubbard R.E., Calas В., Grassy G., and Haiech J. Investigating the high affinity and low sequence specificity of calmodulin binding to its targets II J. Mol. Biol., 1994, V.244, №5, p.554-571

48. Wintrode P.L. and Privalov P.L. Energetics of target peptide recognition by calmodulin: a calorimetric study II J. Mol. Biol., 1997, V.266, №5, p. 1050-1062

49. Cox J.A. Isolation and characterization of a new Mr 18,000 protein with calcium vector properties in amphioxus muscle and identification of its endogenous target protein // J. Biol Chem., 1986, V.261, №28, p.l3173-13178

50. Petrova T.V., Comte M., Takagi Т., and Cox J.A. Thermodynamic and molecular properties of the interaction between amphioxus calcium vector protein and its 26 kDa target // Biochemistry, 1995, V.34, №1, p. 312-318

51. Cox J.A., Comte M., and Stein E.A. Calmodulin-free skeletal-muscle troponin С prepared in the absence of urea // Biochem. J., 1981, V.195, №1, p.205-211

52. Kobayashi Т., Takagi Т., Konishi K., and Cox J.A. The primary structure of a new Mr18,000 calcium vector protein from amphioxus // J. Biol. Chem., 1987, V.262, №6, p.2613-2623

53. Reid R.E. Synthetic fragments of calmodulin calcium-binding site III. A test of the acid pair hypothesis. II J. Biol. Chem., 1990, V.265, p.5971-5976

54. Wang S., George S.E., Davis J.P., and Johnson J.D. Structural determinants of Ca2+ exchange and affinity in the C-terminal of cardiac troponin С // Biochemistry, 1998, V.37, №41, p.14539-14544

55. Sekharudu Y.C. and Sundaralingam M. A structure-function relationship for the calcium affinities of regulatory proteins containing 'EF-hand' pairs // Protein Engng., 1988, V.2, №2, p. 139-146

56. Takagi T. and Cox J.A. Primary structure of CaVPT, the target to calcium vector protein of amphioxus. II J. Biol. Chem., 1991, V.265, p.652-656

57. Petrova T.V., Comte M., Takagi Т., and Cox J.A. Ninth International Symposium on Calcium-binding Proteins and Calcium functions in Health and Disease // Air lie, I7A, 1995

58. Apel E.D., Byford M.F., Au D., Walsh K.A., and Storm D.R. Identification of the protein kinase С phosphorylation site in neuromodulin // Biochemistry, 1990, V.29, №9, p.2330-2335

59. Petrova T.Y., Takagi Т., and Cox J.A. Phosphorylation of the IQ domain regulates the interaction between Ca2+- vector protein and its target in Amphioxus // J. Biol. Chem., 1996, V.271, №43, p.26646-26652

60. Schlesinger M J. Heat shock proteins // J. Biol. Chem., 1990, V.265, №21, p. 12111 -12114

61. Lai B.T., Chin N.W., Stanek A.E., Keh W., and Lanks K.W. Quantitation and intracellular localization of the 85K heat shock protein by using monoclonal and polyclonal antibodies // Mol. Cell Biol., 1984, V.4, №12, p.2802-2810

62. Minami Y., Kawasaki H., Miyata Y., Suzuki K., and Yahara I. Analysis of native forms and isoform compositions of the mouse 90-kDa heat shock protein, HSP90 // J. Biol. Chem., 1991, V.266, №16, p.10099-10103

63. Minami Y., Kawasaki H., Suzuki K., and Yahara I. The calmodulin-binding domain of the mouse 90-kDa heat shock protein // J. Biol. Chem., 1993, Y.268, №13, p.9604-9610

64. Yonehara M., Minami Y., Kawata Y., Nagai J., and Yahara I. Heat-induced chaperone activity of HSP90 // J. Biol. Chem., 1996, V.271, №5, p.2641-2645

65. Jakob U., Lilie H., Meyer I., and Buchner J. Transient interaction of Hsp90 with early unfolding intermediates of citrate synthase. Implications for heat shock in vivo // J. Biol. Chem., 1995, V.270, №13, p.7288-7294

66. Lanks K.W., London E., and Dong D.L. Hsp85 conformational change within the heat shock temperature range // Biochem. Biophys. Res. Commun., 1992, V.l84, №1, p.394-399

67. Farrelly F.W. and Finkelstein D.B. Complete sequence of the heat shock-inducible HSP90 gene of Saccharomyces cerevisiae // J. Biol. Chem., 1984, V.259, №9, p.5745-5751

68. Stebbins C.E., Russo A.A., Schneider C., Rosen N., Hartl F.U., and Pavletich N.P. Crystal structure of an Hsp90-geldanamycin complex: targeting of a protein chaperone by an antitumor agent // Cell, 1997, V.89, №2, p.239-250

69. Rose D.W., Wettenhall R.E., Kudlicki W., Kramer G., and Hardesty B. The 90-kilodalton peptide of the heme-regulated eIF-2 alpha kinase has sequence similarity with the 90-kilodalton heat shock protein // Biochemistry, 1987, V.26, №21, p.6583-6587

70. Gamier C., Lafitte D., Jorgensen T.J., Jensen O.N., Briand C., and Peyrot V. Phosphorylation and oligomerization states of native pig brain HSP90 studied by mass spectrometry // Eur. J. Biochem., 2001, V.268, №8, p.2402-2407

71. Minami Y., Kimura Y., Kawasaki H., Suzuki K., and Yahara I. The carboxy-terminal region of mammalian HSP90 is required for its dimerization and function in vivo // Mol. Cell Biol, 1994, V.14, №2, p. 1459-1464

72. Lanks K.W. Temperature-dependent oligomerization of hsp85 in vitro // J. Cell Physiol,1989, V. 140, №3,p.601-607

73. Nemoto Т., Matsusaka Т., Ota M., Takagi Т., Collinge D.B., and Walther-Larsen H. Dimerization characteristics of the 94-kDa glucose-regulated protein // J. Biochem. (Tokyo), 1996, V.120, №2, p.249-256

74. Welch W.J. and Feramisco J.R. Purification of the major mammalian heat shock proteins // J. Biol Chem., 1982, V.257, №24, p.14949-14959

75. Koyasu S., Nishida E., Kadowaki Т., Matsuzaki F., Iida K., Harada F., Kasuga M., Sakai H., and Yahara I. Two mammalian heat shock proteins, HSP90 and HSP100, are actin-binding proteins // Proc. Natl Acad. Sci. USA, 1986, V.83, №21, p.8054-8058

76. Iwasaki M., Saito H., Yamamoto M., Korach K.S., Hirogome Т., and Sugano H. Purification of heat shock protein 90 from calf uterus and rat liver and characterization of the highly hydrophobic region // Biochim. Biophys. Acta, 1989, V.992, №1, p. 1-8

77. Yamamoto M., Takahashi Y., Inano K., Horigome Т., and Sugano H. Characterization of the hydrophobic region of heat shock protein 90 // J. Biochem. (Tokyo), 1991, V.l 10, №1, p.141-145

78. Csermely P. Proteins, RNAs and chaperones in enzyme evolution: a folding perspective // Trends Biochem. Sci., 1997, V.22, №5, p. 147-149

79. Pratt W.B. The role of the hsp90-based chaperone system in signal transduction by nuclear receptors and receptors signaling via MAP kinase // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol., 1997, V.37, p.297-326

80. Czar M.J., Welsh M.J., and Pratt W.B. Immunofluorescence localization of the 90-kDa heat-shock protein to cytoskeleton // Eur. J. Cell Biol., 1996, V.70, №4, p.322-330

81. Fostinis Y., Theodoropoulos P.A., Gravanis A., and Stournaras C. Heat shock protein HSP90 and its association with the cytoskeleton: a morphological study // Biochem. Cell Biol., 1992, V.70, №9, p.779-786

82. Gamier C., Barbier P., Gilli R., Lopez C., Peyrot V., and Briand C. Heat-shock protein 90 (hsp90) binds in vitro to tubulin dimer and inhibits microtubule formation // Biochem. Biophys. Res. Commun., 1998, V.250, №2,p.414-419

83. Williams N.E. and Nelsen E.M. HSP70 and HSP90 homologs are associated with tubulin in heterooligomeric complexes, cilia and the cortex of Tetrahymena // J. Cell Sci., 1997, V.l 10 (Pt 14), p.1665-1672

84. Nadeau К., Das A., and Walsh C.T. Hsp90 chaperonins possess ATPase activity and bind heat shock transcription factors and peptidyl prolyl isomerases // J. Biol. Chem., 1993, V.268, №2, p.1479-1487

85. Wagner B.J. and Margolis J.W. Age-dependent association of isolated bovine lens multicatalytic proteinase complex (proteasome) with heat-shock protein 90, an endogenous inhibitor//Arch. Biochem. Biophys., 1995, V.323, №2, p.455-462

86. Pratt W.B. The role of heat shock proteins in regulating the function, folding, and trafficking of the glucocorticoid receptor // J. Biol Chem., 1993, Y.268, №29, p.21455-21458

87. Csermely P. and Kahn C.R. The 90-kDa heat shock protein (hsp-90) possesses an ATP binding site and autophosphorylating activity // J. Biol. Chem., 1991, V.266, №8, p.4943-4950

88. Csermely P., Kajtar J., Hollosi M., Jalsovszky G., Holly S., Kahn C.R., Gergely P.J., Soti C., Mihaly K., and Somogyi J. ATP induces a conformational change of the 90-kDa heat shock protein (hsp90) II J. Biol Chem., 1993, V.268, №3 , p.1901-1907

89. Nadeau K., Sullivan M.A., Bradley M., Engman D.M., and Walsh C.T. 83-kilodalton heatshock proteins of trypanosomes are potent peptide-stimulated ATPases // Protein Set, 1992, V. 1, №8, p.970-979

90. Nardai G., Schnaider Т., Soti C., Ryan M.T., Hoj P.B., Somogyi J., and Csermely P.

91. Characterization of the 90 kDa heat shock protein (hsp90)-associated ATP/GTP-ase. // J. Biosci., 1996, V.21, p.179-190

92. Prodromou С., Roe S.M., O'Brien R., Ladbury J.E., Piper P.W., and Pearl L.H. Identification and structural characterization of the ATP/ADP-binding site in the Hsp90 molecular chaperone // Cell, 1997, V.90, №1, p.65-75

93. Kellermayer M.S. and Csermely P. ATP induces dissociation of the 90 kDa heat shock protein (hsp90) from F-actin: interference with the binding of heavy meromyosin // Biochem. Biophys. Res. Commun., 1995, V.211, №1, p.166-174

94. Scheibel Т., Neuhofen S., Weikl Т., Mayr C., Reinstein J., Vogel P.D., and Buchner J. ATP-binding properties of human Hsp90 // J. Biol. Chem., 1997, V.272, №30, p.18608-18613

95. Prodromou C., Roe S.M., Piper P.W., and Pearl L.H. A molecular clamp in the crystal structure of the N-terminal domain of the yeast Hsp90 chaperone // Nat. Struct. Biol., 1997, V.4, №6, p.477-482

96. Young J.C., Schneider C., and Hartl F.U. In vitro evidence that hsp90 contains two independent chaperone sites // FEBSLett., 1997, V.418, №1-2, p.139-143

97. Nagamune K., Yamamoto K., and Honda T. Intramolecular chaperone activity of the pro-region of Vibrio cholerae El Tor cytolysin // J. Biol. Chem., 1997, V.272, №2 , p. 13381343

98. Nemoto Т., Ohara-Nemoto Y., Ota M., Takagi Т., and Yokoyama K. Mechanism of dimer formation of the 90-kDa heat-shock protein // Eur. J. Biochem., 1995, V.233, №1, p. 1-8

99. Schlatter L.K., Howard K.J., Parker M.G., and Distelhorst C.W. Comparison of the 90-kilodalton heat shock protein interaction with in vitro translated glucocorticoid and estrogen receptors // Mol. Endocrinol., 1992, V.6, №1, p.132-140

100. Sullivan W.P. and Toft D.O. Mutational analysis of hsp90 binding to the progesterone receptor // J. Biol Chem., 1993, V.268, №27, p.20373-20379

101. Sullivan W.P., Vroman B.T., Bauer V.J., Puri R.K., Riehl R.M., Pearson G.R., and Toft D.O. Isolation of steroid receptor binding protein from chicken oviduct and production of monoclonal antibodies // Biochemistry, 1985, V.24, №15, p.4214-4222

102. Jakob U., Scheibel Т., Bose S., Reinstein J., and Buchner J. Assessment of the ATP binding properties of Hsp90 // J. Biol. Chem., 1996, V.271, №17, p.10035-10041

103. Walker J.E., Saraste M., Runswick M.J., and Gay N.J. Distantly related sequences in the a-and b-subunits of ATP synthase, myosin, kinases and other ATP-binding enzymes and a common nucleotide binding fold // EMBO J., 1982, V. 1, №8, p.945-951

104. Soti C. and Csermely P. Molecular chaperones in the etiology and therapy of cancer // Pathol. Oncol.Res., 1998, V.4, №4, p.316-321

105. Wawrzynow A., Banecki В., and Zylicz M. The Clp ATPases define a novel class of molecular chaperones // Mol. Microbiol., 1996, V.21, №5, p.895-899

106. Weikl Т., Muschler P., Richter K., Veit Т., Reinstein J., and Buchner J. C-terminal regions of Hsp90 are important for trapping the nucleotide during the ATPase cycle // J. Mol. Biol., 2000, V.303, №4, p.583-592

107. Yonezawa N., Nishida E., Sakai H., Koyasu S., Matsuzaki F., Iida K., and Yahara I. Purification and characterization of the 90-kDa heat-shock protein from mammalian tissues. II Eur. J. Biochem., 1988, V.177, p.1-7

108. Gill S.C. and von Hippel P.H. Calculation of protein extinction coefficients from amino acid sequence data. I/Anal. Biochem., 1989, V.182, p.319-326

109. Kilhoffer M.C., Roberts D.M., Adibi A., Watterson D.M., and Haiech J. Fluorescence characterization of VU-9 calmodulin, an engineered calmodulin with one tryptophan in calcium binding domain III // Biochemistry, 1989, V.28, №14, p.6086- 6092

110. Guimard L., Afshar M., Haiech J., and Calas B. A protein/peptide assay using peptide-resin adduct: application to the calmodulin/RS20 complex И Anal. Biochem., 1994, V.221, №>1, p.118-126

111. Lukas T.J., Burgess W.H., Prendergast F.G., Lau W., and Watterson D.M. Calmodulin binding domains: characterization of a phosphorylation and calmodulin binding site from myosin light chain kinase // Biochemistry, 1986, V.25, №6, p.1458-1464

112. Haiech J., Klee C.B., and Demaille J.G. Effects of cations on affinity of calmodulin for calcium: ordered binding of calcium ions allows the specific activation of calmodulin-stimulated enzymes // Biochemistry, 1981, V.20, №13, p.3890-3897

113. Cox J.A., Smith V.L., and Dedman J.R. Stimulus response coupling: the role of intracellular calcium-binding proteins // CRC Press, 1990, p.83-107

114. Colowick S.P. and Womack F.C. Binding of diffusible molecules by macromolecules: rapid measurement by rate of dialysis. //J. Biol. Chem., 1969, V.244, №4, p.774-777

115. Makhatadze G.I., Medvedkin V.N., and Privalov P.L. Partial molar volumes of polypeptides and their constituent groups in aqueous solution over a broad temperature range // Biopolymers, 1990, Y.30, №11-12, p.1001-1010

116. Schippers P.H. and Dekkers J.M. Direct determination of absolute circular dichroism data and calibration of commercial instruments. // Anal. Chem., 1981, Y.53, p.778-788

117. Takakuwa Т., Konno Т., and Meguro H.A. A new standard substance for calibration of circular dichroism: Ammonium d-10-camphorsulfonate. II Anal. Sci., 1985, V.l, p.215-225

118. Chen Y.H., Yang J.T., and Martinez H.M. Determination of the secondary structures of proteins by circular dichroism and optical rotatory dispersion // Biochemistry, 1972, V.l 1, №22, p.4120-4131

119. Lavanant H., Derrick P.J., Heck A.J., and Mellon F.A. Analysis of nisin A and some of its variants using Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry // Anal. Biochem., 1998, V.255, №1, p.74-89

120. Lafitte D., Heck A.J., Hill T.J., Jumel K., Harding S.E., and Derrick P.J. Evidence of noncovalent dimerization of calmodulin// Eur. J. Biochem., 1999, V.261, №1, p.337-344

121. Mamar-Bachi A. and Cox J.A. Quantitative analysis of the free energy coupling in the system calmodulin, calcium, smooth muscle myosin light chain kinase // Cell Calcium, 1987, V.8, №6, p.473-482

122. Tsvetkov P.O., Protasevich I.I., Gilli R., Lafitte D., Lobachov V.M., Haiech J., Briand C., and Makarov A.A. Apocalmodulin binds to the myosin light chain kinase calmodulin target site II J. Biol. Chem., 1999, V.274, №26, p. 18161-18164

123. Permyakov E.A., Medvedkin V.N., Mitin Y.V., and Kretsinger R.H. Noncovalent complex between domain AB and domains CD*EF of parvalbumin. // Biochim. Biophys. Acta, 1991, V.l 076, p.67-70

124. Gregori L., Marriott D., West C.M., and Chau V. Specific recognition of calmodulin from Dictyostelium discoideum by the ATP, ubiquitin-dependent degradative pathway // J. Biol. Chem., 1985, V.260, №9, p. 5232-5235

125. Minowa O. and Yagi K. Calcium binding to tryptic fragments of calmodulin II J. Biochem. (Tokyo), 1984, V.96, №4, p. 1175-1182

126. Ptitsyn O.B., Pain R.H., Semisotnov G.V., Zerovnik E., and Razgulyaev O.I. Evidence for a molten globule state as a general intermediate in protein folding // FEBS Lett., 1990, V.262, №1, p.20-24

127. Wright P.E. and Dyson H.J. Intrinsically unstructured proteins: re-assessing the protein structure- function paradigm // J. Mol. Biol., 1999, V.293, №2, p.321-331

128. Daughdrill G.W., Chadsey M.S., Karlinsey J.E., Hughes K.T., and Dahlquist F.W. The C-terminal half of the anti-sigma factor, FlgM, becomes structured when bound to its target, sigma 28 //Nat. Struct. Biol., 1997, V.4, №4, p.285-291

129. Lydakis-Simantiris N., Hutchison R.S., Betts S.D., Barry B.A., and Yocum C.F. Manganese stabilizing protein of photosystem II is a thermostable, natively unfolded polypeptide // Biochemistry, 1999, V.38, №1, p.404-414

130. Montgomery D., Jordan R., McMacken R., and Freire E. Thermodynamic and structural analysis of the folding/unfolding transitions of the Escherichia coli molecular chaperone DnaK HJ. Mol. Biol., 1993, V.232,№3,p.680-692

131. Hooker T.M. and Schellman J.A. Optical activity of aromatic chromophores // Biopolymers, 1970, V.9, № 11, p. 1319-1348

132. Potekhin, S. A., Loseva, О. I., Tiktopulo, E. I., and Dobtitsa, A. P. Transition state of the rate-limiting step of heat denaturation of СгуЗА delta-endotoxin // Biochemistry, 1999, V.38, №13, p.4121-4127