Теоретическое обоснование и практическое использование молекулярно-генетических методов в защите сельскохозяйственных растений от вредителей и оценке трансгенных растений на биобезопасность тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 06.01.07, доктор биологических наук Киль, Владимир Ильич

• Киль, Владимир Ильич
• доктор биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации доктор биологических наук Киль, Владимир Ильич

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. Молекулярная биология и генная инженерия в практике защиты растений от вредных насекомых (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ).

1.1 Типы ДНК-маркеров, их преимущества и недостатки.

1.2 Использование ДНК-маркеров в интегрированных системах защиты растений от вредителей.

1.2.1 идентификация видов.

1.2.2 изучение генетики популяций вредных и полезных насекомых.

1.2.3 мониторинг резистентности насекомых к инсектицидам.

1.3 Генетически-модифицированные организмы в защите растений от вредителей.

1.3.1 Трансгенные насекомые.

1.3.1.1 Техника трансформации ДНК членистоногих.

1.3.1.2 Трансгенные насекомые в практике защиты растений.

1.3.1.3 Паратрансгенные насекомые.

1.3.2 Трансгенные растения.

1.3.2.1 Современное состояние выращивания трансгенных растений в мире.

1.3.2.2 Выгоды и преимущества использования трансгенных растений.

1.3.2.3 Экологическая безопасность трансгенных растений.

1.3.2.3.1 Оценка риска вертикального переноса генов.

1.3.2.3.2 Резистентность вредителей к ¿?/-токсинам.

1.3.2.3.3 Оценка влияния ^-токсинов на нецелевые виды насекомых.

1.3.2.4 Методы контроля ГМР.

Глава 2. Материалы и методы.

Глава 3. Фенетические маркеры в изучении генетической структуры популяций вредных и полезных насекомых.

3.1 Изменчивость фенетической структуры популяций колорадского жука под действием инсектицидов.

3.2 Фенетическая структура популяций клопа вредная черепашка.

3.3 Генетический контроль феноформ окраски щитка и переднеспинки клопа периллюса.

Глава 4. Молекулярно-генетический анализ популяций вредных насекомых по ДНК-маркерам.

4.1 ДНК-полиморфизм популяций колорадского жука.

4.1.1 Тестирование праймеров на информативность для RAPD-анализа популяций насекомых на примере колорадского жука.

4.1.2 Изменчивость генетической структуры популяций колорадского жука в зависимости от географического положения.

4.2 ДНК-полиморфизм различных видов клопов (Hemiptera).

4.2.1 ПЦР анализ некоторых видов клопов из энтомологической коллекции.

4.2.2 Систематика вида Eurygaster integriceps Put.

4.2.3 Молекулярно-генетический анализ различных популяций клопа вредная черепашка по RAPD- и ISSR-маркерам.:.

4.3 ДНК-полиморфизм и генетическое разнообразие различных видов чешуекрылых (Lepidoptera).

4.3.1 Картофельная минирующая моль Phthorimaea operculella Z. (Lepidoptera:Gelechiidae).

4.3.2 Хлопковая совка Helicoverpa armígera Hbn. (Lepidoptera:Noctuidae).

4.3.3 Яблонная плодожорка Cydia pomonella (L.) (Lepidoptera: Tortricidae).

4.4 Сравнительный анализ генетического разнообразия различных видов насекомых.

Глава 5. ДНК-маркеры резистентности популяций вредителей к инсектицидам.

5.1 Влияние инсектицидов на молекулярно-генетическую структуру и генетическое разнообразие популяции яблонной плодожорки.

5.2 ДНК-маркеры резистентности к инсектициду Би-58 Новый в популяции клопа вредная черепашка.

Глава 6. Изучение экологической безопасности трансгенных растений с использованием фенетических и ДНК-маркеров.

6.1 Мониторинг резистентности колорадского жука к ^-картофелю.

6.2 Влияние 2?£-картофеля на молекулярно-генетическую структуру популяций и жизнеспособность нецелевых видов насекомых.

6.3 Оценка риска вертикального переноса генов от ГМ-культур к их диким сородичам и традиционно возделываемым сортам.

6.4 Методы контроля ГМР.

Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Теоретическое обоснование и практическое использование молекулярно-генетических методов в защите сельскохозяйственных растений от вредителей и оценке трансгенных растений на биобезопасность»

Для успешного осуществления программ защиты сельскохозяйственных растений от вредных членистоногих необходимо изучение биологии и генетики популяций как вредных, так и полезных насекомых. Это включает в себя знание генетической структуры популяций, миграционных процессов (динамики), акклиматизации, поведенческих реакций, условий размножения, отношения полов и трофических связей.

Значительный прогресс в этом отношении был достигнут в 50-60-е годы прошлого столетия, благодаря использованию классических генетических принципов и подходов. Изучение популяционных процессов насекомых исследователи проводили, главным образом, с помощью видимых и хорошо различимых фенотипических маркеров (морфологических и фенетических), таких как окраска и рисунок, волоски или шипы на теле особи. Это приблизило ученых к пониманию закономерностей распространения насекомых, их поведенческих реакций, включая половые отношения, и наследования отдельных генов, контролирующих те или иные признаки [ВеЬига, 2006].

Использование молекулярно-генетических подходов, начиная с белковых маркеров в 1970-х годах, главным образом изоферментов (продуктов различных локусов, но со сходной функцией) и позже ДНК-маркеров, во многом способствовало более глубокому пониманию исследуемых закономерностей в популяциях насекомых. Большинство ДНК-маркеров, используемых сегодня - это продукты полимеразной цепной реакции (ПЦР), которые могут быть получены из экстремально малого количества биоматериала (из яйца, личинки, куколки, имаго насекомого или его отдельных органов).

В последние несколько лет использование молекулярных маркеров в энтомологии широко обсуждалось в различных обзорах [Удалов и др., 2003;

Behura, 2006.,' Loxdale, MacDonald, 2004; MacDonald., Loxdale, 2004]. Молекулярные маркеры позволяют анализировать и объяснять популяционные процессы там, где этого не могут сделать никакие другие методы исследований. Использование ДНК маркеров необходимо для анализа структуры популяций как полезных насекомых - паразитов и хищников - так и вредителей, являющихся объектом контролирующих их биоагентов. Кроме того, они могут использоваться для целей таксономии и филогении [Roehrdanz, Flanders, 1993; Mitchell et al., 2006]. С их помощью можно разделить таксоны насекомых, т.е. биотипы, подвиды, близкородственные виды, а также виды-двойники, т.е. виды, которые трудно различить морфологически или каким-то другим способом [Mitchell et al., 2005, Mitchell, Samways, 2005; Silva-Brandao et al., 2008].

Несмотря на столь широкие возможности ДНК-маркеров, сегодня в нашей стране в генетических исследованиях популяций вредителей преобладает использование морфологических и фенетических маркеров. На их основе исследователи продолжают изучать динамику, поведенческие реакции и строят прогнозы о развитии резистентности насекомых к инсектицидам, главным образом для сельскохозяйственно-значимых вредителей [Фасулати, Вилкова, 2000; Сухорученко, 2001, 2005; Король, Новосельская, 2001; Беньковская и др, 2004; Ростовцева, 2005;].

Несмотря на то, что фенотипические маркеры просты для использования и часто проявляются на протяжении всего жизненного цикла организма, они имеют ряд существенных недостатков. Основными ограничениями их использования является то, что хорошо различимые фены относительно редки и встречаются далеко не у всех видов насекомых. Проблема идентификации вида по морфологическим признакам в отдельных случаях значительно затрудняется из-за существования видов-двойников. Кроме того, модификационная изменчивость фенотипических маркеров, как правило, весьма значительна, что б затрудняет оценку и прогноз динамики популяционных процессов. Более того, идентификация таких маркеров должна базироваться на знании их генетического контроля и того как гены, контролирующие этот признак, наследуются в потомстве.

Использование для этих целей современных методов молекулярно-генетического анализа, в частности, ПЦР-метода и полученных на его основе ДНК-маркеров, может во многом способствовать решению этих проблем. Важно отметить, что использование ДНК-маркеров не умаляет применения фенетических и других морфологических критериев в практике защиты растений от вредителей, но лишь дополняет их и расширяет возможности для популяционных исследований видов насекомых, не имеющих четких видимых морфо-фенетических признаков, позволяет повысить точность мониторинга и прогноза. Кроме того, с использованием ДНК-маркеров появляется возможность проследить динамику отдельных генетических элементов, отдельных хромосомных локусов, генов и аллелей генов в популяциях, оценить гетерозиготность, гетерогенность и генетическое сходство популяций и другие параметры, которые невозможно оценить с помощью морфологических критериев.

Таким образом, сегодня исследователям недостает точных методов анализа и прогноза в популяциях вредных и полезных насекомых для целей мониторинга и защиты рстений. Также существует недостаток знаний о молекулярно-генетической структуре популяций насекомых и закономерностях ее изменчивости под влиянием стрессовых факторов внешней среды. В этой связи данные исследования, несомненно, актуальны и представляют интерес для практики защиты растений от вредных насекомых.

В то же время многие эксперты по сельскому хозяйству считают, что проблема нехватки продовольствия не может быть решена без применения ДНК технологий и, в частности, генной инженерии. Генетическая инженерия, по 7 сути, продолжает направление традиционной селекции по улучшению генотипов полезных растений, но достигает той же цели более эффективным и быстрым путем. На сегодняшний день генетическая инженерия уже располагает большим арсеналом знаний и методов для эффективного переноса полезных генов из одних организмов в другие [Романов, 2000]. На этой основе уже созданы многие сорта трансгенных или генетически-модифицированных растений (ГМР) и некоторые виды ГМ-насекомых, нашедшие сегодня применение в мировой практике защиты сельскохозяйственных растений. Однако их использование в нашей стране сдерживается недостаточной изученностью вопросов их экологической безопасности.

В этой связи данные исследования также актуальны и могут найти свое отражение в практике защиты растений на этапе предрегистрационных, регистрационных испытаний и пострегистрационного мониторинга ГМР и продукции на их основе.

Заключение диссертации по теме «Плодоводство, виноградарство», Киль, Владимир Ильич

выводы

В результате проведенных исследований можно сделать следующие основные выводы:

1. Созданы новые более информативные системы описания фенстической структуры популяций колорадского жука и клопа вредная черепашка.

2. Чувствительность различных фенетических групп насекомых к инсектицидам не является решающим фактором, определяющим фенооблик популяций колорадского жука. Фенетическая структура популяций колорадского жука и клопа вредная черепашка в первую очередь определяется соотношением внутрипопуляционных групп насекомых, имеющих различную неспецифическую устойчивость к различным стрессам, что указывает также на универсальный характер выявленных закономерностей.

3. Выявлена сцепленность генов окраски и рисунка имаго клопов вредной черепашки с полом. Изучение популяционных процессов клопа вредная черепашка по фенетическим маркерам необходимо проводить с учетом половых различий.

4. Выявлена высокая модификационная изменчивость фенетической структуры популяции клопа вредная черепашка, что ставит под вопрос использование фенетических маркеров при мониторинге резистентности клопов к инсектицидам.

9. Риск вертикального переноса генов от ^/-картофеля к его диким сородичам и культурным сортам минимален, тогда как риск вертикального переноса генов от ГМ-кукурузы к культурным сортам существует. Поля с трансгенными сортами кукурузы должны быть удалены не менее чем на 200 м от полей с культурными сортами, при этом необходимо создание барьеров на пути движения пыльцы.

10. Разработан метод полу количественной оценки содержания ГМИ, основанный на амплификации участка целевого гена СР4 ЕРБРБ с использованием пары праймеров: ЯШИ и ЫШ)4, фланкирующих участок целевого гена размером 356 п.н., который позволяет проводить не только ПЦР-детекцию и идентификацию трансгенов в зерне и зернопродуктах сои, но и определять их количественное содержание.

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ

1. Для целей фенетического анализа популяций колорадского жука и клопа вредная черепашка предлагается использовать новые системы описания феноформ рисунка и окраски имаго насекомых.

2. Для молекулярно-генетического анализа популяций насекомых предлагается использовать разработанную методику: «Методика оценки ДНК-полиморфизма популяций насекомых с помощью ПЦР (КАРБ- и ^БЯ-РСК)».

3. Поиск резистентных к инсектицидам генотипов в популяциях моновольтинных видов насекомых можно проводить с использованием предлагаемого нами подхода.

4. В целях быстрого и эффективного мониторинга ГМ-растений на полях и получаемых на их основе продуктов и кормов использовать предлагаемые нами методы детекции, идентификации и полуколичественной оценки трансгенной вставки в биоматериале.

5. Поля с трансгенными сортами кукурузы должны быть удалены не менее чем на 200 м от полей с культурными сортами, необходимо создание барьеров на пути движения пыльцы. Изоляции полей с трансгенным картофелем не требуется.

6. Мониторинг резистентности колорадского жука к трансгенному (В1:) картофелю проводить с использованием предлагаемого нами метода: «Метод оценки чувствительности популяций колорадского жука к трансгенному (В^ картофелю по феноформам рисунка переднеспинки имаго».

7. На этапе предрегистрационных испытаний оценку пролонгированного влияния трансгенных растений на нецелевых насекомых проводить с использованием предлагаемого нами подхода и, в частности, оценку В1-картофеля - по предлагаемой нами методике: «Методика оценки пролонгированного действия трансгенного (В1;) картофеля на нецелевых насекомых».

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Киль, Владимир Ильич, 2010 год

1. Бей-Биенко Г.Я., Богданов-Катъков H.H., Чигарев Г.А., Щеголев В.Н. 1955. Сельскохозяйственная энтомология.-М. Сельхозгиз, 616с.

2. Бенъковская Г.В., Удалое М.Б., Поскряков A.B., Николенко А.Г. 2004. Феногенетический полиморфизм колорадского жука Leptinotarsa decemlineata Say и его чувствительность к инсектицидам на территории Башкортостана. // Агрохимия. №12. С.23-28.

3. Будин К. 3. 1982. Эволюция и филогения видов секции Tuberarium (Dun.) Buk. рода Solanum L. // Труды по прикл. бот., ген. и селекции. ВИР. Т. 73, вып. 2. С. 3-14.

4. Булат С. А., Захаров И. А. 1992. Выявление ДНК методом полимеразной цепной реакции в материале энтомологических коллекций // Журнал общей биологии. Т.53, N6.C.861-863.

5. Бурьянов Я.И. 1999. Успехи и перспективы генно-инженерной биотехнологии растений// Физиология растений.Т.46, №6.С.930-944.

6. Вельков В.В., Соколов М.С., Мёдвинский А.Б. 2003. Оценка агроэкологических рисков производства трансгенных энтомоцидных растений // Агрохимия. №3. С.74-96.

7. Генно-инженерные технологии. 2001 // Информационный дайджест. Центр «Биоинженерия» РАН. N6. 28 с.

8. Генно-инженерные технологии. 2001 // Информационный дайджест. Центр «Биоинженерия» РАН. N7. 24 с.

9. Генно-инженерные технологии. 2002 // Информационный дайджест. Центр «Биоинженерия» РАН. N8. 28 с.

10. Генно-инженерные технологии. 2002 // Информационный дайджест. Центр «Биоинженерия» РАН. N9. 32 с.

11. Глазко В.И., Глазко Т.Т. 2006. ДНК-технологии в генетике и селекции: Курс лекций. Краснодар- 399 с.

12. Глазко В.К, Дунин И.М., Глазко Г.В., Калашникова Л.А. 2001. Введение в ДНК-технологии. М.: ФГНУ «Росинформагротех» - 436 с.

13. Дорохов Д.Б., Клоке Э. 1997. Быстрая и экономичная технология RAPD-анализа растительных геномов // Генетика. Т. 33. №4. С.443-450.

14. Киль В.И., 2009. Методика оценки ДНК полиморфизма популяций насекомых с помощью ПЦР (RAPD- и ISSR-PCR) // Методические рекомендации. «ООО Просвещение-Юг». Краснодар. 16 с.

15. Киль В.И., Головатенко H.A., 2006. Мониторинг резистентности колорадского жука к трансгенному картофелю по фенетическим маркерам // Агрохимия. №2. С.58-64.

16. Киль В.И., Гронин В.В., Крутенко Д.В., Исмаилов В.Я., 2008. О полиморфизме RAPD-маркеров у различных таксонов полужесткокрылых (Hemiptera) II Сельскохозяйственная биология. №1. С.70-76.

17. Киль В.И., Исмаилов В.Я., 2009. Идентификация резистентных к инсектицидам генотипов в популяции клопа вредная черепашка по фенам рисунка и RAPD-маркерам // Агрохимия. №1. С.38-49.

18. Киль В.И, Исмаилов В.Я., Надыкта В Д. 2003. Выгоды и преимущества возделывания трансгенных растений // Достижения науки и техники АПК. N.10.C.26-30.

19. Киль В.И., Крутенко Д.В., Гронин В.В., 2007.Молекулярно-генетическая структура популяции картофельной минирующей моли Phthorimaea operculella Z. (Lepidoptera:Gelechiidae) // Наука Кубани. №4. С.25-29.

20. Киль В.И., Ширинян Ж.А., 2008. RAPD-анализ популяции хлопковой совки Helicoverpa armígera Hbn. (Lepidopterá:Noctuidae) II Наука Кубани.- Приложение. С. 176-179.

21. Коваленков В.Г., Тюрина Н.М., Казадаева C.B. 2007. Разноуровневая резистентность вредителей сельскохозяйственных культур к инсектоакарицидам и принципы ее биоценотического контроля в условиях Ставрополья // Агрохимия. № 8. С. 48-57.

22. Король Т.С., Новосельская Т.Г. 2001. Мониторинг популяции колорадского жука по рисунку переднеспинки имаго // Биологизация защиты растений: состояние и перспективы. Материалы докл. междунар. конф. 18-22 сентября 2000 г., г. Краснодар. Ч. 2. С. 19-21.

23. Кохманюк Ф.С. 1982. Изменчивость фенетической структуры популяций колорадского жука в пределах ареала. / В кн.: Фенетика популяции. М.: Наука. С. 233-243.

24. Крутенко Д.В. 2006. Изучение вертикального переноса генов от биозащищенных растений к их диким сородичам и традиционно возделываемым сортам. // Автореферат дисс. канд. биол. наук., Краснодар.

25. Медицинские биотехнологии (специальный выпуск), 2000 // Информационный дайджест. Центр «Биоинженерия» РАН. №4. 32с.

26. Романов Г.А. 2000. Генетическая инженерия растений и пути решения проблемы биобезопасности // Физиология растений.Т.47, №3, С.343-353.

27. Рославцева С.А. 2005. Мониторинг резистентности колорадского жука к инсектицидам // Агрохимия. №2. С.61-66.

28. Сидоренко А.П., Березовская О.П. Созинов А.А., 2000. Оценка генетического полиморфизма в популяциях колорадского жука Leptinotarsa decemlineata (Say) по RAPD-маркерам // Генетика. Т. 36. №5. С.651-656.

29. Сидоренко А.П., Березовская О.П. 2001. Индивидуальный полиморфизм по RAPD-маркерам в весенней генерации колорадского жука Leptinotarsa decemlineata (Say) // Генетика. Т.37. №10. С.1348-1352.

30. Сидоренко А.П., Березовская О.П. 2002. Генетическая структура популяций колдорадского жука Leptinotarsa desemlineata (Coleóptera: Chrysomelidae) //Генетика.T.38. № 1 l.C. 1485-1491.

31. Соколов M.C., Марченко А.И., Бельков В.В. и др. 2005. Система эколого-токсикологической оценки генетически модифицированных энтомоцидных растений (концептуальное обоснование) // Агрохимия. №9. С.76-90.

32. Соломина И. П., Макаров П. П. 1986. Современные тенденции в селекции картофеля. М.: ВНИИТЭИагропром. 61с.

33. Сухорученко Г.И. 2001. Резистентность вредных объектов к пестицидам в конце XX столетия // Защита и карантин растений. №6. С. 2328.

34. Сухорученко Г.И. 2005. Экотоксикологический мониторинг основа рационального применения пестицидов // Защита и карантин растений. №1. С. 18-21.

35. Тимофеев-Ресовский Н.В., Яблоков A.B. 1973. Фены, фенетика и эволюционная биология // Природа. №5. С. 40-51.

36. Уайтхед Т., Мак-Интош Т., Финдлей У. 1955. Картофель здоровый и больной. / пер. с англ. под ред. Пушкарева И. И. М.: "Иностранная литература". 608 с.

37. Удалое М.Б., Поскряков A.B., Бенъковская Г.В., Николенко А.Г., 2003. Молекулярно-биологические методы мониторинга резистентности к инсектоакарицидам в популяциях членистоногих // Агрохимия. № 6. С. 81-88.

38. Фасулати С.Р. 1986. Анализ структуры популяций колорадского жука и его значение для разработки зональных систем защиты картофеля // Бюлл. ВИЗР. №63. С. 38-43.

39. Шевелуха B.C. 2001. Эволюция агроэкотехнологий и перспективная стратегия адаптивной селекции растений. Главные задачи отечественной селекции и биотехнологии на ближайшую перспективу // Arpo ХХ1.№1. С. 1416.

40. Шоболта О.М., Переро М. 1996. Питательные среды для выращивания картофельной моли в биолабораториях. // Садоводство и виноградарство. № 2. С. 50.

41. Яблоков A.B., Ларина Н.И. 1985. Введение в фенетику популяций. Новый подход к изучению природных популяций: Учебное пособие для283студентов вузов. М.: Высшая школа. 159с.

42. Abdullahi I, Winter S, Atiri GI, Thottappilly G. 2003. Molecular characterization of whitefly, Bemisia tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae) populations infesting cassava // Bull. Entomol. Res. Vol.93, N 2. P. 97-106.

43. A Bioengineered Plague. Phenotypes New Insects/Plants Among us // http://www.morphborgs.blog.com. (October, 2006).

44. Agusti, N., De Vicente, M. C., Gabarra, R., 2000. Developing SCAR markers to study predation on Trialeurodes vaporariorum // Insect Molecular Biology, Vol.9. P. 263-268.

45. Allmann M., Candrian U. Hofelein C., Luthy J. 1993. Polymerase chain reaction (PCR): a possible alternative to immunochemical methods ensuring Safety and quality of food//Z.Lebensm.Unters.Forsch.V. 196. P.248-251.

46. Alstad D.N., Andow D.A. 1995. Managing the evolution of insect resistance to transgenic plants// Science. V.268. P. 1894-1896.

47. Alyokhin A. V., Ferro D. N. 1999. Relative fitness of Colorado potato beetle {Coleoptera: Chrysomelidae) resistant susceptible to the Bacillus thuringiensis СгуЗА toxin // J. Econ. Entomol. V. 92. P. 510-515

48. Alvarez, J- M. and Hoy, M. A., 2002. Evaluation of the ribosomal ITS2 DNA sequences in separating closely related populations of the parasitoid Ageniaspis (Hymenoptera: Encyrtidae) // Annals of the Entomological Society of America, Vol. 95. P. 250-256.

49. Althoff, D. M., Thompson, J. N., 2001. Geographic structure in the searching behaviour of a specialist parasitoid: combining molecular and behavioural approaches // Journal of Evolutionary Biology. Vol. 14. P.406-417.

50. Andow D. A., Hutchison W. D. 1998. Bt corn resistance management//In: M. Mellon and J. Rissler (eds.). Now or Never: Serious New Plants to Save a Naturel Pest Control. Union of Concerned Scientists: Cambridge, M.A. P. 16-66.

51. Anon. 1994. The Regulatory Directive Dir94-ll: The biology of Zea mays L. (Corn/Maize) // Plant Biotechnology Office, Plant Health and Production Division, Canadian Food Inspection Agency.

52. Arias D. M., Rieseberg L. H. 1994. Gene Flow between cultivated and wild sunflower // Theor. Appl. Genet. V. 89. P. 655-660.

53. Arndt G. C., Rueda J. L., Kidane-Mariam H. M, Peloquin S. J. 1990. Pollen fertility in relation to open pollinated true seed production in potatoes. // American Potato Journal. V. 67. P. 499-505.

54. Arnold M. L. 1997. Natural hybridization and evolution. N. Y.: Oxford University Press. 196 p.

55. Arriola P. E., Ellstrand. 1997. Fitness of interspecific hybrids in the genus Sorghum: persistence of crop genes in wild populations. // Ecol. Appl. V. 7. P. 512-518.

56. Bateman, A. J., 1947. Contamination in seed crops I. Insect pollination // J. Genet. V.48. P. 257-275.

57. Bonnett O. T„ 1947. Development of the corn kernel // In: Growth and development of the corn plant. American Seed Trade Association. P. 32-36.

58. Burdon J. J. 1987. Diseases and plant population biology. New York: Cambridge University Press, 148 p.

59. Barton K., Binns A., Matzke A., Chilton M.-D. 1983. Regeneration of intact tobacco plants containing full length copies of genetically engineered T-DNA to R1 progeny// Cell.V.32.P. 1033-1043.

60. Bartsch D., Schmidt M., Pohl-Orf M. e. a. 1996. Competitiveness of transgenic sugar beet resistant to beet necrotic yellow vein virus and potential impact on wild beet populations. // Mol. Ecol. V. 5. P. 199-205.

61. Beard C.B., Durvasula R.V., Richards F.F., 2000. Bacterial symbiont transformation in Chagas disease vectors // In: Insect Transgenesis. Methods and Applications. / Eds. A. M. Handler and A. A. James. CRC Press, Boca Raton. FL. pp. 289-303.

62. Beard C.B., Mason P.W, Aksoy S., et al., 1992. Transformation of an insect symbiont and expression of a foreign gene in the Chagas' disease vector Rhodniusprolixus // Amer. J. Trop. Med. Hyg. Vol.46. P. 195-200.

63. Beard C.B., O'Neill S.L., Tesh R.B., et al, 1993. Modification of arthropod vector competence via symbiotic bacteria // Parasitol. Today. Vol. 9. P. 179-183.

64. Beaty B.J., 2000. Genetic manipulation of vectors: a potential novel approach for control of vector-borne diseases // Proc. Natl. Acad. Sci. Vol. 97. P. 10295-10297.

65. Behura S.K., 2006. Molecular marker systems in insects: current trends and future avenues //Molecular Ecology. Vol. 15. P. 3087-3113.

66. Berghammer A.J, Klingler M., Wimmer E.A., 1999. A universal marker for transgenic insects //Nature. Vol. 402. P. 370-371.

67. Blake N.K., Ditterline R.L., Stout R.G. 1991. Polymerase chain reaction used for monitoring multiple gene integration in Agrobacterim-mediated transformation// Crop Science.V.31. P.1686-1688.

68. Brand A. 1995. GFP in Drosophila // Trends Genet. Vol. 11. P.324-325.

69. Brouat C., Sennedot F., Audiot P., et al., 2003. Fine-scale genetic structure of two carabid species with contrasted levels of habitat specialization // Molecular Ecology. Vol.12. P. 1731-1745.

70. Canadian Food Inspection Agency (CFIA). 2000. .Summary of Consultation on Pest resistance management strategies for Bt potatoes. January 20. (htt^://www.inspection.gc.cayenglish/plaveg/pbo/bt/potpome.shtml).

71. Cao J, Zhao JZ, Tang D, et al., 2002. Broccoli plants with pyramided cry 1 Ac and crylC Bt genes control diamondback moths resistant to CrylA and CrylC proteins // Theor Appl Genet. V. 105. N 2-3. P. 258-264.

72. Carriere Y, Ellers-Kirk C, Liu YB, et al., 2001. Fitness costs and maternal effects associated with resistance to transgenic cotton in the pink bollworm (Lepidoptera: Gelechiidae)// J. Econ. Entomol. . V.94, N6. P. 1571-1576.

73. Carriere Y, Ellers-Kirk C, Patin AL, et al., 2001. Overwintering cost associated with resistance to transgenic cotton in the pink bollworm (Lepidoptera: Gelechiidae)// J. Econ. Entomol. V.94, N4. P. 935-941.

74. Carriere Y, Ellers-Kirk C, Sisterson M, et al, 2003. Long-term regional suppression of pink bollworm by Bacillus thuringiensis cotton// PNAS USA. V.100. N4. P. 1519-1523.

75. Cassanelli S., Reyes M., Rault M., et al., 2006. Acetylcholinesterase mutation in an insecticide-resistant population of the codling moth Cydia pomonella (L.) // Insect Biochemistry and Molecular Biology. Vol.36. N 8. P.642-653.

76. Chalmers, K.J., Waugh J.I., Sprent A.J., Simons A.J., Powell W. 1992. Detection of genetic variation between and within populations of Gliricidia sepium and G.maculata using RAPD markers // Heredity. V.69. P.465-472.

77. ChalfieM., Tu Y, Euskirchen G., etal, 1994. Green fluorescent protein as a marker for gene expression // Science. Vol. 263. P. 802-805.

78. Chaufaux J, Muller-Cohn J, Buisson C. e.a 1997. Inheritance of resistance to the Bacillus thuringiensis Cry IC Toxin in Spodoptera Littoralis2871.pidoptera: Noctuidae)//J. Econ. Entomol. V. 90. №4. P. 873-878.

79. Chin E. C. L., Senior M. L., Shu H. et al. 1996. Maize simple repetitive DNA sequences: abundance and allele variation // Genome. V. 39. P. 866-873.

80. Coates C.J., Jasinskiene N., Miyashiro L., James A.A. 1998. Mariner transposition and transformation of the yellow fever mosquito, Aedes aegypti // PNAS. Vol. 95. P. 3748-3751.

81. Coates C.T., Jasinskiene N., Pott G.B., James A.A. 1999. Promoter-directed expression of recombinant fire-fly luciferase in the salivary glands of //ernes-transformed Aedes aegypti /'Gene (Amsterdam). Vol. 226. P. 317-325.

82. Coates C.J., Turney C.L., Frommer M, et al, 1995. The transposable element mariner can excise in non-drosophilid insects. // Mol. Gen. Genet. Vol. 249. P. 246-252.

83. Coates C.J., Turney C.L., Frommer M, et al 1997. Interplasmid transposition of the mariner transposabie element in non-drosophilid insects // Mol. Gen. Genet. Vol. 253. P.728-733.

84. Collins F.H., Kamau L., Ranson H.A., Vulule J.M. 2000. Molecular entomology and prospects for malaria control // Bull World Health Org. Vol. 78. P.1412-1423.

85. Comparison of the ABI 7700 system (TagMan) and competitive PCR for quantitation of IS6110 DNA in sputum during treatment of tuberculosis. 1998. // J.Clin.Microbiol. V.36. P.1964-1968.

86. Crampton J.M., 1994. Molecular studies of insect vectors of malaria // Adv. Parasitol.Vol. 34. P. 1-31.

87. Crampton J.M., Morris A., Lycett G., et al. 1990. Transgenic mosquitoes: a future vector control strategy? // Parasitol. Today. Vol. 6. P. 31-36.

88. Cupta M., Chyi Y-S, Romero-Severson J, Owen JL. Amplification of DNA markers from evolutionarily diverse genomes using single primers of simple-sequence repeats // Theoretical and Applied Genetics, 1994. Vol. 89. P. 998-1006.

89. Curtis C.F., 2001. Present and future control of malaria // Science. Vol. 291. P. 436.

90. Cuthbertson A.G.S., Fleming C.C., Murchie A.K., 2003. Detection of Rhopalosiphum insertum (Apple-grass aphid) predation by the predatory mite Anystis baccarum using molecular gut analysis // Agricultural and Forest Entomology, Vol.5. P. 219-225.

91. Daniell H., Datta R., Varma S. e. a. 1998. Containment of herbicide resistance through genetic engineering of the chloroplast genome. // Nat. Biotechnol. V. 16. P. 345-348.

92. De La Rua P., Galian J., Serrano J., Moritz R. F. A., 2003. Genetic structure of Balearic honeybee populations based on microsatellite polymorphism // Genetics Selection Evolution, Vol.35. P. 339-350.

93. De La Rua P., Galian J., Serrano J., Moritz R. F. A., 2001. Molecular characterization and population structure of the honeybees from the Balearic islands (Spain) H Apidologie, Vol.32. P. 417-427.

94. Doebley, J., Stec, A., Wendel, J. & Edwards, M. 1990. Genetic and orphological analysis of a maize-teosinte F2 population: Implications for the origin of maize //PNAS USA, V.87. P. 9888-9892.

95. Dunwell, J. M. 2000. Transgenic approaches to crop improvement // J Experiment Bot. Vol.51. P.487-496.

96. Durvasala R, Gumbs A., Panackal A., et al, 1997. Prevention of insect borne disease: an approach using transgenic symbiotic bacteria // PNAS USA. Vol. 94. P. 3274-3278.

97. Edwards 0. R., Hoy M. A., 1993. Polymorphism in two parasitoids detected using random amplified polymorphic DNA-polymerase chain reaction//Biological Control, Vol. 3. P. 243-257.

98. Eggleston P., 1991. The control of insect-borne disease through recombinant DNA technology // Heredity. Vol.66. P. 161-172.

99. Elick T.A., Bauser C.A., Eraser M.J. 1996. Excision of the piggyBac transposable element in vitro is a precise event that is enhanced by the expression of its encoded transposase // Genetica (Dordrecht). Vol. 98. P. 33-41.

100. Elick TA., Lobo N„ Eraser MJ. 1997. Analysis of the cis-acting DNA elements required for piggyBac transposable element excision // Mol. Gen. Genet. Vol.289255. P. 605-610.

101. Ellstrand N. C. 1992. Gene Flow by pollen: implications for plant conservation genetics. // Oikos. V. 63. P. 77-86.

102. Ellstrand N. C., Hoffman C. A. 1990. Hybridization as an avenue for the escape of engineered genes. // Bioscience.V. 40.P. 438-442.

103. Ellstrand N. C., Prentice H. C., Hancock J. R. 1999. Gene flow and introgression from domesticated plants into their wild relatives // Annual Review of Ecology & Systematics. V. 30. P. 539-563.

104. Emberlin, J., Adams-Groom, B. & Tidmarsh, J. 1999. The dispersal of maize (Zea mays) pollen // A report commissioned by the Soil Association: National Pollen Research Unit, University College Worcester, UK.

105. English L., Slatin S. L. 1992. Mode of action of delta-endotoxins from Bacillus thuringiensis: a comparison with other bacterial toxins. // Insect. Biochem. Mol. V.22. P. 1-7.

106. Endersby, N.M., McKechnie, S.W., Ridland, P.M. et al. 2006. Microsatellite reveal lack of structure in Australian populations of the diamondback moth, Plutella xylostella (L.) // Mol. Ecol. Vol. 15. P. 107-118.

107. Endersby, N.M., Hoffmann, A.A., McKechnie, S. W., Weeks, A.R. 2007. Is There genetic structure in populations of Helicoverpa armigera from Australia? // Entomol. Exp. Appl. Vol.122. P.253-263.

108. Esse link G.D., Belder E., Elderson J., Smulders M.J.M., 2006. Isolation and characterization of trinucleotide repeat microsatellite markers for Plutella xylostella L. // Molecular Ecology Notes. Vol.6, N 4. P. 1246 1248.

109. Essential Biosafaty. 2000. Agriculture and Biotechnology Strategies

110. AGBios) Inc. ( http: // biobel. basnet.by / biosafaty/agbios/static/SHORT24.html).

111. EPA (US Environmental Protection Agency). 2000. Pesticide Fact Sheet: Bacillus thuringiensis Cry III(A) delta endotoxin and the genetic material necessary for its production in potato. April. EPA.Pub.Number: 730-F-00-008. 1 lp.

112. European Commission Official Journal. 2000 /L 006, 13-14.

113. Fagan L., Schoel B., Haegert A. e.a. 2001. Performance assessment under field conditions of a rapid IMMUNOLOGICAL TEST FOR TRANSGENIC SOYBEANS // Int.J.of Food Science and Technology. V.36. P.357-367.

114. Feitelson J.S, Payne J., Kim L. 1992. Bacillus thuringiensis: insects and beyond//Bio/Technology. V. 10. P. 271-275.

115. Ferre J., Real M. D., van Rie J. e.a. 1991. Resistance to the Bacillus thuringiensis bioinsecticide in field population of Plutella xylostella is due to a change in a midgut membrane receptor. // PNAS USA. V. 88. P. 5119-5123.

116. Ferre J., Van Rie. 2002. Biochemistry and genetics of insect resistance to Bacillus thuringiensis. II Annu. Rev. Entomol. V. 47. P. 501-533.

117. Foster G.G., 1973. Temperature-sensitive mutations in Drosophila melanogastenXUI. Temperature-sensitive periods of the lethal and morphological phenol-types of selected combinations of Notch-locus mutations. // Dev. Biol. Vol. 32. P. 282296.

118. Ffrench-Coustant R. H., Roush R. T. 1990. In. Pesticide Resistance in Arthropods; Roush R. T., Tabashnik B.E. (eds); Chapman and Hall, N. Y., P. 4-38.

119. Franck P., Guerin F., Loiseau A., Sauphanor B.t 2005. Isolation and characterization of microsatellite loci in the codling moth Cydia pomonella L. (Lepidoptera, Tortricidae) // Molecular Biology Notes. Vol.5. N 1. P. 99-102.

120. Franck P., Reyes M., Olivares J., Sauphanor B., 2007. Genetic architecture in codling moth populations: comparison between microsatellite and insecticide resistance markers // Mol. Ecology. Vol.16. P. 3554-3564.

121. Fredshaven, J. R. and G. S. Poulsen. 1996. Growth behavior and competitive ability of transgenic crops // Field Crops Res. Vol. 54. P. 11-18.

122. Fryxell K.J., Miller T.A 1995. Autocidal biological control: A general strategy for insect control based on genetic transformation with a highly conserved gene // J Econ Entomol. Vol. 88. P. 1221-1232.

123. Fuentes-Contreras E., Espinoza J.L., Lavandero B., Ramirez C.C., 2008. Population Genetic Structure of Codling Moth (Lepidoptera: Tortricidae) from Apple Orchards in Central Chile // Journal of Economic Entomology. Vol.101. N 1. P. 190198.

124. Gahan L. J., Gould F., Heckel D. G. 2001. Indentification of gene associated with Bt resistance in Heliothis virescens. II Science. V. 293. P. 857-860.

125. Gary L.C., Goebel M, Corsaro H.H., et al., 1989. Transposon mutagenesis of baculoviruses: analysis of Trichoplusia ni transposon IFP2 insertions within the FP-Locus of nuclear polyhedrosis viruses // Virology. Vol. 161. P. 8-17.

126. Gasser C. S., Fraley M. 1989. Genetically engineered plants for crop improvement. // Science. V. 244. P. 1293-1299.

127. Gene Flow / Outcrossing questions . 2001 // SAP report № 2000-07. March 12, (http://www.epa.gov).

128. Genetically modified Crops and Foods. 2000 // Report of the American Medical Association Council on Sci. Affairs (CSA). 263p.

129. Genetically Modified Pest-protected plants: Science and regulation. 2000 // US National Research Council -National Academy Press: Washington, DC, USA-214 p.

130. Georghiou G. P., 1990. Overview of Insecticide Resistance // Managing Resistance to Agrochemicals / Eds. M. B. Green, et al., Washington, DC: American Chemical Society. P. 18-41.

131. Georghiou G. P. 1994. Principles of insecticide resistance management. //Phytoprotection. V. 75 (suppl.). P. 51-59.

132. Gonzalez-Cabrera J, Herrero S, Ferre J. 2001. High genetic variability for resistance to Bacillus thuringiensis toxins in a single population of diamondback moth// Appl. Environ. Microbial. V. 67. P. 5043-5048.

133. Gonzalez-Cabrera J, Herrero S, Sayyed AH, et al., 2001. Variation in susceptibility to Bacillus thuringiensis toxins among unselected strains of Plutella xylostella //Appl. Environ. Microbiol. V.67, N.10. P.4610-4613.

134. Gopinathan K.P., 1992. Biotechnology in sericulture // Current Sci. Vol. 62. P. 283-287.

135. Goto F. et.al. 1999 //Nature Biotechnology.V. 17. P.282-286.

136. Gould F. 1986. Simulation models for predicting durability of insect-resistant germ plasm: A deterministic diploid, two-locus model // Environ. Entomol. V. 15. P. 1-10.

137. Gould, F. 1986. Simulation models for predicting durability of insect-resistant germ plasm: Hessian fly (Diptera: Cecidomyiidae)-resistant winter wheat//Environ. Entomol. V. 15. P. 11-23.

138. Gould F. 1998. Evolutionary biology and genetically engineered crops // Bioscience. V. 38. P. 26-33.

139. Gould F. 1998. Sustainability of transgenic insecticidal cultivars: Integrating pest genetics and ecology // Annu. Rev. Entomol. V. 43. P. 701-726.

140. Grant V. 1981. Plant speciation // Columbia University Press, N.Y. 203p.

141. Gray P. J. 2000. The transfer of traits to wild relatives // BCPC Symp. Proc. No. 74: Predicting field performance in crop protection. P. 165-174.

142. Gray A. J., Raybould A. F. 1999. Environmental risks of herbicide-tolerant oilseed rape // DETR Research Report.-London, № 15.P. 96-100.

143. GresselJ. 1999. Tandem constructs: preventing the rise of superweeds. // Trends Biotechnol. V. 17. P. 361-366.

144. Gresswel J. E., Bassom A. P., Bell S. A. e. a., 1995. Predicted pollen dispersal by honey-bees and three species of bumble bee foraging on oilseed rape: A comparison of three models. // Funct. Ecol. V. 9. P. 829-842.

145. Griffitts J. S., Whitacre J. L., Stevens D. E., Aroian R. V. 2001. Bt toxin resistant from loss of putative carbohydrate-modifying enzyme. // Science. V. 293.1. P. 860-864.

146. Grossman G.L., Rafferty C.S., Fraser M.J., Benedict M.Q., 2000. The piggyBac element is capable of precise excision and transposition in cells and-embryos of the mosquito, Anopheles gambiae. //Insect Biochem. Molec. Biol. Vol. 30. P. 909-914.

147. Groeters FR, Tabashnik BE. 2000. Roles of selection intensity, major genes, and minor genes in evolution of insecticide resistance// J. Econ. Entomol.V.93. N.6. P.1580-1587.

148. Guretzky J. A., Louda S. M. 1997. Evidence for natural biological control: insects decrease survival and growth of native thistle. // Ecol. Appl. 1997. V. 7. P. 1330-1340.

149. Haffani YZ, Cloutier C, Belzile FJ. 2001. Bacillus thuringiensis cry3Cal protein is toxic to the Colorado potato beetle, Leptinotarsa decemlineata (Say)// Biotechnol Prog. V. 17. P. 211-216.

150. Hall H. G., 1998. PCR amplification of a locus with RFLP alleles specific to African honey bees // Biochemical Genetics, Vol. 36. P. 351 -361.

151. Handel S. N. 1983. Pollination ecology, plant population structure, and gene flow. // Pollination biology (L. Real ed.). Academic Press, Orlando, FL. P. 163211.

152. Handler A.M., Harrell III R.A. 1999. Germline transformation of Drosophila melanogaster with the piggyBac transposon vector // Insect Mol. Biol. Vol. 8. P. 449-457.

153. Handler A.M., Harrell III R.A., 2001. Transformation of the Caribbean fruit fly, Anastrepha suspensa, with a piggyBac vector marked with polyubiquitin-regulated GFP. // Insect Biochem. Mol. Biol. Vol. 31. P. 199-205.

154. Handler A.M., McCombs S.D., Fraser M.J., Saul S.H. 1998. The lepidopteran transposon vector, piggyBac, mediates germ line transformation in the

155. Mediterranean fruit fly // PNAS USA Vol.95. P. 7520-7525.

156. Hupfer C., Hotzel H„ Sachse K., Engel K.H. 1998.Detection of genetic modification in heat treated products of Bt-maize by polymerase chain reaction// Z.Lebensm.Unters.Forsch. V.206. P.203-207 (German).

157. Hassan-Hauser C., Mayer W., Hörtner H. 1998. Detection of the starch modifying gbss-antisense construct in transgenic potatoes// Z.Lebensm.Unters.Forsch. V. 206. P.83-87 (German).

158. Hawthorne D.J., 2001. AFLP-based genetic linkage map of the Colorado potato beetle Leptinotarsa decemlineata: sex chromosomes and a pyrethroid-resistance candidate gene // Genetics. Vol.158. P. 695-700.

159. Hechel D.G. 1994. The complex genetic basis of resistance to Bacillus thuringiensis toxins in insects//Biocontrol. Sei. Technol. V.4. P. 405-417.

160. Hechel D.G., Gahan L.J., Liu Y.B., et al. 1999. Genetic mapping of resistance to Bacillus thuringiensis toxins in diamondback moth using biphasic linkage analysis II PNAS USA. Vol.96. P. 8373-8377.

161. Heckel D. G., Gahan L. J., Daly J. C., Trowell S. 1998. A genomic approach to understanding Heliothis and Helicoverpa resistance to chemical and biological insecticides. // Phil. Trans. R. Soc. London Ser. B 353. P. 1713-1722.

162. Hedinger M., Niessen M., Wimmer E.A., et al., 2001. Genetic transformation of the housefly Musca domestica with the lepidopteran derived transposonpiggyBac // Insect Mol. Biol. Vol.10. P. 113-119.

163. Heid C.A., Stevens J., Livak K.J., Williams P.M. 1996. Real time quantitative PCR// Genome Res.Vol.6. P.986-994.

164. Herrera-Estrella R. 2000. // Plant Physiol.V.124, N3. P.923-925.

165. Herrera-Estrella L., Depicker A., Van Montagu M., Svhell J. 1983. Expression of Chimeric Genes Transfered into plant cell ising a Ti-plasmidderived vector// Nature. V.303 .P.209-213.

166. Higgs S., Lewis D.L. 2000. Green fluorescent protein (GFP) as a marker for transgenic insects // in "Insect Transgenesis: Methods and Applications" /Eds A.M. Handler and A.A. James. CRC Press, Boca Raton. FL. pp. 93-108.

167. Hokanson S. G, Grumet R., Hancock J. F. 1997. Effect of border rows and trap / donor ratios on pollen-mediated gene movement. // Ecol. Appl.V. 7. P. 1075-1081.

168. Hoy M. A., Jeyaprakash A., Morakote R., et al., 2000. Genomic analyses of two populations of Ageniaspis citricola (Hymenoptera: Encyrtidae) suggest that a cryptic species may exist // Biological Control, Vol.17. P.l-10.

169. Huang F., Buschman L.L., Higgins R.A., McGaughey W. H. 1999. nheritance of resistance to Bacillus thuringiensis toxin (Dipel ES)) in the Europian Corn borer II Science. V.284. P.965-967

170. Implications of Testing and Segregating Nonbiotech Crops for Grain Grades and Standarts. -2000. / U.S.Department of Agricultural, Economic Research Service, Economic Issues in Agric.Biotechnology/ AIB-762.

171. Ingram, J. 2000. Report on the separation distances required to ensure296cross-pollination is below specified limits in non-seed crops of sugar beet, maize and oilseed rape // MAFF Project. -No. RG0123.

172. Ioannidis P.I., Grafius E.J., Whalon M.E. 1991. Patterns of insecticide resistance to azinphosmethyl, carbofuran, and permethrin in the Colorado potato beetle (Coleóptera: Chrysomelidae) //J.Econ. Entomol. V. 84. P. 1417-1423.

173. Jack G., Goruhardt B., Mundy J. e.a 1995. Enhanced quantitative resistance against fungal diseases by combinatorial expression of different barley antifungal proteins in transgenic tobacco // Plant J. V. 8. P.97-109.

174. James A.A., 2001. Present and future control of malaria // Science. Vol. 291.1. P. 435.

175. James C. 2001. Global review of commercialized transgenic crops: 2000 // ISAAA Briffs. N21 .ISAAA:Ithaca, NY.

176. James C., 2003. Global review of commercialized transgenic crops: 2002 // ISAAA Briefs. N27. ISAAA: Ithaca, NY.

177. Jang J.S., Ju T.-A., Cheng G.-H., Yeh S.-D. 1996. Transgenic papaya plants from Agrobacterium mediated transformation of petioles of in vitro propagated multishoots// Plant Cell Reports, V.15. P.459-464.

178. Jasinskiene N., Coates C.J., Benedict M.O., et al. 1998. Stable transformation of the yellow fever mosquito, Aedes aegypti, with the Hermes element from the housefly // PNAS. Vol. 95. P. 3743-3747.

179. Ji Ya-Jie, Zhang De-Xing. 2004. Charateristics of microsatellite DNA in lepidopteran genomes and implications for their isolation // Acta Zoologica Sinica, V. 50 (Issue 4). P. 608-614.

180. Ji Y. J., Zhang D. X., Hewitt G. M., KangL., Li D. M. 2003. Polymorphic microsatellite loci for the cotton bollworm Helicoverpa armígera (Lepidoptera: Noctuidae) and some remarks on their isolation. // Molecular Ecology Notes. Vol. 3. N l.P. 102-104.

181. Johnston S. A., T. P. M. den Nijs., S. J. Peloquin, R. E. Hanneman, Jr., 1980. The significance of genie balance to endosperm development in interspecific crosses. // Theoretical and Applied Genetics. V. 57. P. 5-9.297

182. Jones D. 1998. Paper Presented to the research and development perspectives workshop. // Agricultural Biotech. And Environmental Quality : Gene Escape and Pest Resistance. NABC Report 10. P. 11-14 (http://www.cals.cornell.edu/extension/nabc).

183. Jones, M. D. & Brooks, J. S., 1950. Effectiveness of distance and border rows in preventing outcrossing in corn // Oklahoma Agricultural Experimental Station, Technical Bulletin. No. T-38.

184. Jones, M. D. & Brooks, J. S. 1952. Effect of tree barriers on outcrossing in corn. Oklahoma Agricultural Experimental Station // Technical Bulletin. No T-45.

185. Keller I., Largiader C. R., 2003. Five microsatellite DNA markers for the ground beetle Abax parallelepipedus (Coleoptera, Carabidae) // Molecular Ecology Notes, Vol. 3. P. 113-114.

186. Kinderlerer, J. 2001. Effects on non-target organisms of the release of genetically modified crops into the environment // R. Custers, Editor. Safety of Genetically Engineered Crops. Jo Bury VIB Publishers, Zwijnaarde, Belgium. P. 88107.

187. Klassen W., Knipling E.F., McGuire J.U., 1970. The potential for insect population suppression by dominant conditional lethal traits // Ann.Entomol.Soc.Am. Vol.48. P. 459-462.

188. Kleppe K, Ohtsuku E., Kleppe R., e.a 1971. Studies on polynucleotides. Repair replication, of short synthetic DNAs as catalysed by DNA polymerase // J.Mol.Biol.V.56. P.341-361.

189. Klinger T., Ellstrand N. C. 1994. Engineered genes in wild populations: fitness of weed-crop hybrids of Raphanus sativus. // Ecological Application. V. 4. P. 117-120.

190. Knowles B. H., Dow J.A.T. 1993. The crystal 5-endotoxin of Bacillus thuringiensis: models for their mechanism of action on the insect gut. // BioEssays. V. 15. P. 469-475.

191. Koller C. N., Bauer L. S., Hollingworth R. M. 1992. Characterisation of the pH-mediated solubility of Bacillus thuringiensis var. sandiego native 5-endotoxin crystals. // Biochem. Biophys. Res. Commun. V. 184. P. 692-699.

192. Kota M., Daniell H., Varma S. e.a. 1999. Overexpression of the Bacillus thuringiensis (Bt) Cry2Aa2 protein in chloroplasts confers resistance to plants against susceptible and Bt-resistant insects // Proc. Natl. Acad. USA. V. 96. P. 1840-1845.

193. Krohn A., Pfleger H. 1994. Alles Kase-der "Hurdenlauf' des Chymosins aus anwalilicher Sicht. ZLR, 5-6:511-528.

194. Kuvshinov V., Koivu K, Kanerva A., Pehu E. 2001. Molecular control oftransgene escape from genetically modified plants // Plant science. V. 160. P. 517522.

195. Langevin S. A., Clay K., Grace J. 1990. The incidence and effects of hybridization between cultivated rice and its related weed red rice (Oryza sativa L.). // Evolution. V. 44. P. 1000-1008.

196. Lee M. K., Rajamohan F„ Gould F., Dean D. H. 1995. Resistance to Bacillus thuringiensis Cry 1A 8-endotoxin in a laboratory-selected Heliothis virescens straine is related to receptor alteration. // Appl. Environ. Microbiol. V. 61. P. 38363842.

197. Lefol E., Danielou V., Darmency H. 1996. Predicting hybridization between transgenic oilseed rape and wild mustard // Field Crops Research.V 45.P. 153-161.

198. Lerv X, LaRue B, Cossette J, Charpentier G. 2003. Characterization and authentication of insect cell lines using RAPD markers // Insect Biochem Mol Biol. 0ct;33(10). P. 1035-41.

199. Liebherr J. K., 1986. Comparison of genetic variation in two carabid beetles (Coleoptera) of differing vagility // Annals of the Entomological Society of America. Vol. 79. P. 424-433.

200. Liebherr J. K., 1988. Gene flow in ground beetles {Coleoptera, Carabidae) of differing habitat preference and flight-wing development // Evolution. Vol. 42. P. 129-137.

201. Lipp M, Anklam E, Stave J. W. e.a. 2000. Validation of an immunoassay for detection and quantitation of a genetically modified soybean in food and food fractions using reference materials: interlaboratory study // J.AOACInt. V.83(4). P.919-927.

202. Liu, Y.B., Tabashnik B.E., 1997. Experimental evidence that refuges delay insect adaptation to Bacillus thuringiensis// Proc. Roy. Soc. Lond. Ser.B. V. 264. P. 605-610.

203. Liu Y-B., Tabashnik B.E., Dennehy T.J., et al., 1999. Development time and resistance to Bt crops^ // Nature. V.400. P. 519.

204. Liu YB, Tabashnik BE, Dennehy TJ, et al, 2001. Effects of Bt cotton and crylac toxin on survival and development of pink bollworm (Lepidoptera: Gelechiidae)// J. Econ. Entomol. V.94, N5. P. 1237-1242.

205. Liu YB, Tabashnik BE, Meyer SK, Crickmore N. 2001. Cross-resistance and stability of resistance to Bacillus thuringiensis toxin CrylC in diamondback moth.//Appl Environ. Microbiol. V.67, N7. P.3216-3219.

206. Lobo N.F., Hua-Van A., LiX., et al., 2002. Germ line transformation of the yellow fever mosquito, Aedes aegypti, mediated by transpositional insertion of a piggyBac vector // Insect Mol. Biol. Vol. 1 1. P. 133-139.

207. Loseva O, Ibrahim M, Candas M, et al., 2002. Changes in protease299activity and Cry3Aa toxin binding in the Colorado potato beetle: implications for insect resistance to Bacillus thuringiensis toxins // Insect Biochem Mol Biol. V. 32. P. 567-577.

208. Losey JRayor L., Carter M. 1999. Transgenic pollen harms monarch larvae //Nature. V.399. N 6733. P.1710-1716.

209. Loukeris T.G., Area B., Livadaras /., et al, 1995. Introduction of the transsposable element Minos into the germ line of Drosophila melanogaster // PNAS. Vol.92. P.9485-9489.

210. Loxdale H. D., Lushai O., 1998. Molecular markers in entomology. // Bulletin of Entomological Research,"Vol. 88. P. 577-600.

211. Lynch M., Milligan B. G., 1994. Analysis of population genetic structure with RAPD markers I I Molecular Ecology, Vol. 3. P. 91-99.

212. Lushai G., Loxdale H. D., Brookes C. P., et.al, 1997. Genotypic variation among different phenotypes within aphid clones // Proceedings of the Royal Society, London, Series B, Vol. 264. P. 725-730.

213. Lushai G., Markovitch O., Loxdale H.D., 2002. Host-based genotype variation in insect revisited // Bulletin Entomol. Res. Vol. 92. P. 159-164.

214. Macdonald C., Brookes C.P., Edwards K.J., et al., 2003. Microsatellite isolation and characterisation in the beneficial parasitoid wasp Diaeretiella rapae (M'lntosh) (Hymenoptera: Braconidae: Aphidiidae) // Molecular Ecology Notes, Vol. 3. P. 601-603.

215. MacDonald C., Loxdale H.D., 2004. Molecular marcers to study population structure and dynamics in beneficial insects (predators and parasitoids) // International Journal of Pest Management. Vol. 50. N 3. P. 215-224.

216. Margaritopoulos J.T., Bacandritsos N., Pekas A.N., e.a. 2003. Genetic variation of Marchalina hellenica (Hemiptera: Margarodidae) sampled from different hosts and localities in Greece // Bull. Entomol. Res. Vol.93. N 5. P. 447-53.

217. Matten S. R. 1998. EPA regulation of plant-pesticides and Bt plant-pesticide resistance management// NABC Report 10. P. 121-143. (http://www.cals.cornell.edu/extension/nabc).

218. Matten S. R. Lewis P. I. Tomimatsu G. e.a. 1996. The US environmental protection agency's role in pesticide resistance management // In.: Molecular genetics and evolution of pesticide resistance; Ed. T. Brown. ACS. Washington. DC. P. 243-253.

219. McGaughey W. H., Beeman R. W. 1988. Resistance to Bacillus thuringiensis in colonies of Indianmeal moth and almond moth (Lepidoptera:Pyralidae)//J.Econ. Entomol. V. 81. P. 28-33.

220. McCaughey W.H., Whalon M.E. 1992. Managing Insect resistance to Bacillus thuringiensis toxins// Science. V.258. P. 1451-1455.

221. Mclnnis D.O., D.R. Lance D.R., C.G. Jackson C.G. 1996. Behavioral resistance to the Sterile Insect Technique by Mediterranean fruit fly (Diptera: Tephritidae) in Hawaii //Ann. Entomol. Soc. Am. Vol. 89. P. 739-744.

222. Meyer R. 1995. Detection ot genetically engineerid plants the FLAVR SAVR tomato as an example// Z.Lebensm.Unters.Forsch. V.201. P.583-586 (German).

223. Meyer R., Candrian U., Lüthy J. 1993. Tierartbestimmung und Soyanachweis in erhitzten Fleischprodukten mittels der Polymerase Kettenreaktion // Mitt.Gebiete Lebensm.Hyg., V.84. P.l 12-121.

224. Mikkelsen T. R., Andersen B., Jorgensen R. B. 1996. The risk of crop transgene spread//Nature. V. 380.P. 31.

225. Miller T.A., 2004. Use of transgenic insects in plant protection. // Proceedings of the 15th International Plant Protection Congress. "Plant protection towards the 21st century", Beijing, China, May 11-16, P.17-21.

226. Miller T. 2005. Designing insects. //http://www.actionbioscience.org/biotech/miller.html

227. Mitchell A., Mitter C., Regier J.C., 2006. Phylogeny of Noctuidae (Lepidoptera): Evidence from nuclear protein-coding genes // Systematic Entomology. Vol. 31. P. 21-46.

228. Mitchell A., Samways M.J., 2005. DNA evidence that the morphological 'forms' of Palpopleura lucia (Drury) are separate species (Odonata: Libellulidae). // Odonatologica. Vol. 34. P. 173-178.

229. MollS. 1998. //Brighton CropProf. Conf."Weeds": Proc. Int. Conf. Brit. Crop.Prot.Counc., Brighton, 17-20 Nov., 1997.Vol.3.Farnham, P.931-940.

230. Moya A, Guirao P., Cifuentes D., e.a. 2001. Genetic diversity of Iberian populations of Bemisia tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae) based on random amplified polymorphic DNA-polymerase chain reaction //Mol. Ecol. Vol.10. N 4. P. 891-897.

231. Naimov S, Weemen-Hendriks M, Dukiandjiev S, de Maagd RA. 2001. Bacillus thuringiensis delta-endotoxin Cryl hybrid proteins with increased activity against the Colorado potato beetle // Appl Environ Microbiol. V. 67. P. 5328-5330.

232. National Research Council. Genetically modified pest-protected plants: Science and regulation. 2000.// Washington. DC: National Academy Press; V. 1. P. 81-93.

233. Navarro, Mariechel J. (Ed.) 2009. Communicating Crop Biotechnology: Stories from Stakeholders. ISAAA Brief No. 40. IS AAA: Ithaca, NY.

234. Nei,M, W.H. Li. 1979. Mathematical model for studying genetic variation in terms of restriction endonucleases // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. Vol.76. P. 5269-5273.

235. New Report Finds Genetically Modified Insects May Offer Public Health And Agricultural Benefits, But Clear Regulatory Oversight Is Lacking // http://www.ScienceDaily.com (Jan. 22, 2004)

236. O'Brochta D.A., Warren W.D., Saville K.J., Atkinson P. W., 1996. Hermes, a functional non-drosophilid insect gene vector from Musca domestica. // Genetics. Vol.142. P. 907-914.

237. Oppert B., Kramer K. J., Beeman R. W. e.a. 1997. Proteinase-mediatedinsect resistance to Bacillus thuringiensis toxins. // J. Biol. Chem. V. 272. P. 2347323476.

238. Oppert B., Kramer K. J., Johnson D. E. e.a. 1994. Altered protoxin activation by midgut enzymes from a Bacillus thuringiensis resistant strain of Plodia interpunctella. // Biochem. Biophys. Res. Commun. V. 198. P. 940-947

239. Owen, M. D. K. 2001. World maize/soybean and herbicide resistance // In S. B. Powles and D. L. Shaner (eds.). Herbicide Resistance and World Grains. CRC Press, Boca Raton, Florida. P. 101-163.

240. Patemiani, E. & Stort, A. C. 1974. Effective maize pollen dispersal in the field//Euphytic. V.23. P. 129-134.

241. Peakall R. 1989. A new technique for monitoring pollen flow in orchids //Oecologia (Berl.) V. 79. P. 361-365.

242. Peloquin J J., Thibault S.T., Staten R., Miller T.A., 2000. Germ-line transformation of pink bollworm (Lepidoptera: Gelechiidae) mediated by the piggyBac transposable element. // Insect Mol Biol. Vol. 9. P. 323-333.

243. PengJ.R. et. al. 1999//Nature.V.400.P.256-261.

244. Perera O.P., Harrel R.A., Handler A.M., 2002. Germ-line transformation of the South American malaria vector. Anopheles albimanus, with a piggyBac/EGFP transposon vector is routine and highly efficient // Insect Mol. Biol. Vol. 11. P. 291-291.

245. Perez C.J., Shelton A.M. 1997. Resistance of Plutella xylostella (Lepidoptera: Plutellidae), to Bacillus thuringiensis Berliner in Central America// J. Econ. Entomol. V.90. P.87-93.

246. Pietsch K, Waiblinger H.U., Brodman P., Würz A. 1997. Screeningverfahren zur Identifizierung "gentechnish veränderter" pflanzlicher Lebensmittel //Dtsch.Lebensm.Rundsch. V.93. P.35-38 ( German.).

247. Pinto Y.M.et.al. 1999 //Nature Biotechnology.V.17. P.702-707.

248. Pleasants, J. M., Hellmich, R. L. & Lewis, L. C. 1999. Pollen depositionon milkweed leaves under natural conditions // Presentation at the Monarch Butterfly Research Symposium, Chicago.

249. PonsieM.E., Mitchell A., Edwards T.J., Johnson S.D., 2007. Phylogeny of Bonatea (Orchidaceae: Habenariinae) based on molecular and morphological data // Plant Systematics and Evolution. Vol. 263. P. 253-268.

250. Pradeep A.R., Chatterjee S.N., Nair C.V., 2005. Genetic differetiation induced by selection in an inbred population of the silkworm Bombyx mori, revealed by RAPD and ISSR marker systems. // J. Appl. Genet. Vol.46. N 3. P. 291-298.

251. Prinsloo G., Chen Y, Giles K. L., Greenstone M. H., 2002. Release and recovery in South Africa of the exotic aphid parasitoid Aphelinus hordei verified by the polymerase chain reaction // Biocontrol. Vol. 47. P. 127-136.

252. Rahardja U., Whalon M. E. 1995. Inheritance of resistant to Bacillus thuringiensis subsp. Tenebrionis Cry III A 5-endotoxin in Colorado potato beetle (Coleoptera: Chrysomelidae). // J. Econ. Entomol. V. 88. P. 21-26.

253. Raynor G. S., Ogden E. C., Hayes J. V. 1972. Dispersion and deposition of corn pollen from experimental sources. // Agron. J. V. 64. P. 420-427.

254. Rees M., Raynter O. 1997. Biological control of Scotch broom: Modeling the determinants of abundance and the potential impact of introduced insect herbivores. //J. Appl. Ecol. V. 34. P. 1203-1221.

255. Rieseberg L. H, Wende J. 1993. Introgression and its consequences in plants. // Hybrid zones and the evolutionary process (Harrison R. ed.) Oxford University Press, London. P. 70-102.

256. Robinson K.O., Ferguson H.J., Cobey S., et al. 2000. Sperm-mediated transformation of the honey bee, Apis mellifera //Insect Mol. Biol. Vol. 9. P. 625-634.

257. Roush R T. 1994. Managing pests and their resistance to Bacillus thuringiensis: Can crops be better than sprays? // Biocontrol Science and Technology. V.4. P. 501-516.

258. Roush RT. 1997. Managing resistance to transgenic crops // In Advances in Insect Control: The Role of Transgenic Plants, N. Carozzi, M.Koziel, eds. London: Taylor and Francis. P. 271-294.

259. Rubin G.M., Spradling A.C., 1982. Genetic transformation of Drosophila with transposable element vectors.// Science. Vol. 218. P. 348-353.

260. Rubin G.M., Spradling A.C. 1983. Vectors for P element-mediated gene transfer in Drosophila // Nucleic Acids Res. Vol. 11. P.6341-6351.

261. Saeedi Z, Esmaili M, Abd-Mishani C., et al. 1999. Detection of DNA polymorphisms between populations of Eurygaster integriceps Put. in Iran using RAPD-PCR // Iranian Journal of Agricultural Sciences. Vol.30. N 2. P. 331-340.

262. Saiki R.H., ScharfS., Faloona F. e.a. 1985. Enzymatic amplification of beta-globulin genomic sequences and restriction site analysis for diagnosis of Sickle cell anemia/// Science.V.230. P. 1350-1354.

263. Sarkar A. Coates C.J., Whyard S., et al. 1997. The Hermes element from Musca domestica can transpose in four families of cyclorrhaphan flies // Genetica (Dordrecht). Vol. 99. P. 15-29.

264. Sarkar A., Yardley K., Atkinson P.W., et al., 1997. Transposition of the

265. Hermes element in embryos of the vector mosquito Aedes aegypti // Insect Biochem. Mol. Biol. Vol. 27. P. 359-363.

266. Sayyed AH, Wright DJ. 2001. Cross-resistance and inheritance of resistance to Bacillus thuringiensis toxin Cry 1 Ac in diamondback moth (Plutella xylostella L) from lowland Malaysia // Pest Manag Sci. V. 57. P. 413-421.

267. Scientific Methods Workshop: Ecological and Agronomic Consequences of Gene Flow from Transgenic Crops to Wild Relatives. 2002 // Meeting Proceedings, The Ohio State University, March 5, 6., P.43-49.

268. Schihalius D.I. Cheng O., Reilly P.E., et.al, 2002. Genetic linkage analysis of the lesser grain borer Rhyzopertha dominica identifies two loci that confer high-level resistance to the fumigant phosphine // Genetics. Vol.161. P. 773782.

269. Scott, K.D, Lange, C.L, Scott, L.J, Graham, G.C. 2004. Isolation and characterization of microsatellite loci from Helicoverpa armigera. Htibner (Lepidoptera:Noctuidae) // Molecular Ecology Notes V. 4. P.204-205.

270. Scott, L.J., Lawrence, N. Lange, C.L., et al. 2006. Population dynamics and gene flow of Helicoverpa armigera (Lepidoptera: Noctuidae) on cotton and grain crops in the Murrumbidgee Valley, Australia // J. Econ. Entomol. Vol.99. P. 155-163.

271. Scott S. E., Wilkinson M. J. 1998. Transgene risk is low // Nature. № 393.1. P. 320.

272. Sears M.K., Hellmich R.L., Stanley-Horn D.E. e.a. 2001. Impact of Bt corn pollen on monarch butterfly populations: A risk assessment // PNAS USA.-V.98, N21. P. 11937-11942.

273. Seiler G. J. 1992. Utilization of wild sunflower species for the improvement of cultivated sunflower. // Field Crops Res. V. 30.P. 195-230.

274. SheltonA. M., Tang J. D., Roush R. T. e.a. 2000. Field tests on managing resistance to Bt-engineered plants // Nat. Biotechnol. V. 18. P.339-342.

275. Shirai N., Momma K., Ozawa S. e.a. 1998. Safety assessment of genetically engineered food: detection and monitoring of glyphosate-tolerant soybeant/ Biosci Biotechnol. Biochem.V.62(7).P. 1461-1464.

276. Silva-Brandao K. L., Azeredo-Espin A. M. L., Freitas A. V. L., 2008. New evidence on the systematic and phylogenetic position of Parides bitrchellanus1.pidoptera: Papilionidae) // Molecular Ecology Resources. Vol. 8. N 3. P. 502-511.

277. Skene Loane., 2000.// Cenet.Law Monit.-V. 1, N1 .-P.9-10.

278. Snow A. A., Moran-Palma P., Rieseberg L. H., Wszelaki A. 1998. Fecundity, phenology and seed dormancy of Fj wild-crop hybrids in sunflower (Helianthus annuus, Asteraceae). // Am. J. Bot. V. 85. P. 794-801.

279. Spradling A.C., Rubin G.M., 1982. Transposition of cloned P elements into Drosophila germ line chromosomes // Science. Vol. 218. P.341-347.

280. Steward C. K, All J. N., Raymer P. L., Ramachadrans. 1997. Increased fitness of transgenic insecticidal rapeseed under insect selection pressuse // Mol. Ecol. V. 6. P. 773-779.

281. Stewart C. N., Prakesh C. S. 1998. Chloroplast transgenic plants are not a gene flow panacea. // Nat. Biotechnol. V. 16. P. 401.

282. Stoger et.al. 2000.//Plant Molecular. Biology.V.42. P.583-590.

283. Stone T.B., Sims S.R. 1993. Geographic susceptibility of Heliothis virescens and Helicoverpa zea (Helioptera: Noctuidae) to Bacillus thuringiensis!'/ J. Econ. Entomol. V. 86. P. 989-994.

284. StuderE., Rhuner C„ LiithyJ., Hubner P. 1998. Quantitative competitive PCR for the detection of genetically modified soybean and maize// Z.Lebensm.Unters.Forsch. V.207. P.207-213(German).

285. Subramanian S., Mohankumar S., 2006. Genetic variability of the bollworm, Helicoverpa armigera, occurring on different host plants // Journal of Insect Science, Vol.6. P.26, available online: insectscience.org/6.26.

286. Sudeep AB., Khushiramani R, Athawale SS, Mishra AC, Mourva DT 2005. Characterization of a newly established potato tuber moth (Phthorimaea operculella Zeller) cell line // Indian J Med Biol. Mar,121(3). P.159-63.

287. Sunil Archak., 2006. Insect genetics and genomics on the fast track // Current Science.Vol.91. N.5. P.575-578 (a report on the International Symposium on Insect Genetics and Genomics. 9-11 january 2006, India)

288. Sunil Archak, Eshwar Meduri, P. Sravana Kumar, J. Nagaraju., 2007. InSatDb: a microsatellite database of fully sequenced insect genomes // Nucleic Acids Research. Vol. 35, Database issue D36-D39.

289. Tabashnik, B.E. 1994. Evolution of resistance to Bacillus thuringiensis. II Ann. Rev. Entomol. V.39. P. 47-79.

290. Tabashnik B. E„ Cushing N. L., Finson N. Johnson M. W. 1990. Field development of resistant to Bacillus thuringiensis in diamondback moth CLepidoptera: Plutellidae). II J. Econ. Entomol. V. 83. P. 1671-1676.

291. Tabashnik BE, Dennehy TJ, Sims MA, et al., 2002. Control of resistant pink bollworm (Pectinophora gossypiella) by transgenic cotton that produces Bacillus thuringiensis toxin Cry2Ab //Appl. Environ. Microbiol. V.68, N.8. P.3790-3794.

292. Tabashnik B. E., Finson N., Chilcutt C. F., et al, 1993. Increasing Efficiency of Bioassays: Evaluating Resistance to Bacillus thuringiensis in Diamondback Moth (Lepidoptera: Plutellidae) // J. Econ. Entomol. V.86. P. 635 -644.

293. Tabashnik BE, Liu YB, de Maagd RA, Dennehy TJ. 2000. Cross-resistance of pink bollworm (Pectinophora gossypiella) to Bacillus thuringiensis toxins.// Appl. Environ. Microbiol. V.66, N. 10. P.4582-4584.

294. Tabashnik BE, Liu YB, Dennehy TJ, et al., 2002. Inheritance of resistance to Bt toxin crylac in a field-derived strain of pink bollworm (Lepidoptera: Gelechiidae)// J. Econ. Entomol. V.95, N5. P.1018-1026.

295. Tabashnik BE, Finson N, Groeters FR, et al., 1994. Reversal of resistance to Bacillus thuringiensis in Plutella xylostella.// Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. V.91, N.10. P.4120-4124.

296. Tabashnik B. E, RoushR. T., Earle E. D., SheltonA. M. 2000. Resistance to Bt toxins. II Science. V.287. P.42 -45.

297. Tamura T., Thibert C., Royer C., et al.,. 2000. Germline transformation of the silkworm Bombyx mori L. using a piggyBac transposon-derived vector // Nature Biotechnol. Vol.18. P. 81-84.

298. Tan S, Chen X, Zhang A, Li D. 2001. Isolation and characterization of DNA microsatellites from cotton bollworm {Helicoverpa armigera. Hiibner) //

299. Molecular Ecology Notes V. 1. P.243-244.

300. Tanavala Y. et.al. 1995 //PNAS (USA).V.92, N8. P.3358-3361.

301. Teuber M. 1993. Genetic Engineering techniques in Food Microbiology and enzymology/ Food Reviews Int., 9:389-409.

302. Thomas D.D., Donnelly C.A., WoodR.J., Alphey L.S. 2000. Insect population control using a dominant, repressible, lethal genetic system. // Science. Vol. 287. P. 2474-2476.

303. Tilmon K. J., Danforth B. N. Day W. H., Hoffmann M. P., 2000. Determining parasitoid species composition in a host population: A molecular approach. // Annals of the Entomological Society of America. Vol. 93. P. 640-647.

304. Timm, A.E., Geertsema, H., Warnich, L. 2006. Gene flow among Cydia pomonella (L.) (Lepidoptera: Tortricidae) geographic and host populations in Soush Africa//J. Econ. Entomol. Vol.99. P.341-348.

305. Treu, R. & Emberlin, J. 2000. Pollen dispersal in the crops Maize (Zea mays), Oil seed rape (Brassica napus ssp oleifera), Potatoes {Solanum tuberosum), Sugar beet {Beta vulgaris ssp vulgaris) and wheat {Triticum aestivum) II Soil Association.

306. Trisyono A., Whalon M. E. 1997. Fitness costs of resistance to Bacillus thuringiensis in Colorado potato beetle (Coleoptera: Chrysomelidae) // J. Econ. Entomol. V. 90. P. 267-271.

307. Vaughn T. T., Antolin M. F., 1998. Population genetics of an opportunistic parasitoid in an agricultural landscape // Heredity. Vol. 80. P. 152-162.

308. Vijayan K., Anuradha H.J., Nair C. V, et al., 2006. Genetic diversity and differentiation among population of the Indian eri silkworm, Samia Cynthia ricini, revealed by ISSR markers // Journal of Insect Science. Vol. 6. N 30. P. 1-11.

309. Weatherwax, P. 1955. Structure and development of reproductive organs // In: Sprague, G. F. (ed.), Corn and corn improvement, Academic Press, New York. Chap. III. P. 89-121.

310. Welsh J., McClelland M., 1990. Fingerprinting genomes using PCR with arbitrary primers // Nucleic Acids Research, Vol. 18. P. 7213-7218.

311. Whalon M. E., Miller O. L., Hollingworth R. M. e. a. 1993. Selection of a Colorado potato beetle (Coleoptera: Chrysomelidae) strain resistant to Bacillus thuringiensis // J. Econ. Entomol. V. 86. P.226-233.

312. Whalon M. E., Wierenga J. M. 1994. Bacillus thuringiensis resistant Colorado potato beetle and transgenic plants:some operational and ecological implications for deployment 11 Biocontrol Sci. Technol. V. 4. P. 555-561.

313. Wilkes, H. G. 1977. Hybridisation of maize and teosinte, in Mexico and Guatemala and the improvement of maize // Economic Botany. Vol.31. P. 254-293.

314. Wilkinson M. J., Davenport J., Charters Y. M., et.al. 2000. A direct regional scale estimate of transgene movement from GM oilseed rape to its wild progenitors //Molecular Ecology.№ 9.P. 983-991.

315. Williams J. G. K., Kublelik A. R., Livak K. J., et al., 1990. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers // Nucleic Acids Research, Vol. 18. P. 6531-6535.

316. Wolfe AX)., Qiu-Yun Xiang., Kephart S.R., 1998. Assessing hibridizationin natural populations of Penstemon (Scrophulariaceae) using hypervariable intersiraple sequence repeat (ISSR) bands // Molecular Ecology. Vol.7. P. 1107-1125.

317. Wozniak C. A. 2002. Gene Flow assessment for Plant-Incorporated Protectants by the biopesticide and pollution prevention division, U. S. EPA. // Gene Flow Workshop, The Ohio State University, March 5, 6. P. 146-161.

318. Wu K.-S., Jones R., Danneberger L., Scolnik P.A., 1994. Detection of microsatellite polymorphism without cloning // Nucl. Acids Res. Vol. 22. P.3257-3258.

319. Xudong Ye et.al. 2000 // Science.V.287.P.303-306.

320. Zhou Y., Gu H., Dorn S., 2005. Isolation of microsatellite loci in the codling moth, Cydia pomonella (Lepidoptera: Tortricidae) // Molecular Ecology Notes. Vol. 5. P. 226-227.

321. Zhu Y. C., Williams L., 2002. Detecting the egg parasitoid Anaphes iole (Hymenoptera: Mymaridae) in tarnished plant bug (Heteroptera: Miridae) eggs by using a molecular approach // Annals of the Entomological Society of America, Vol. 95. P. 359-365.

322. Zietkiewicz E., Rafalski A., Labuda D., 1994. Genome finger-printing by simple sequence repeat (SSR)-anchored polymerase chain reaction amplification // Genetics. Vol.20. P. 176-183.