Теоретическое исследование сворачивания белков и пептидов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, доктор физико-математических наук Галзитская, Оксана Валериановна

• Галзитская, Оксана Валериановна
• доктор физико-математических наук
• 2006

Оглавление диссертации доктор физико-математических наук Галзитская, Оксана Валериановна

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1.1. Проблема сворачивания белка

1.2. Открытие одностадийного перехода («все-или-ничего») в кинетике

1.3. Ядра сворачивания и скорости сворачивания: экспериментальные работы

1.4. Ядра сворачивания и скорости сворачивания: теоретические работы

1.5. Сворачивание Р-шпилек

1.6. Экспериментальные работы по сворачиванию Р-шпилек

1.7. Скорость сворачивания (3-структуры

1.8. Теоретические работы по сворачиванию Р-шпилек

1.9. Предсказание границ доменов

1.10. Предсказание нативно-развернутых участков белковой цепи

1.11. Предсказание амилоидогенных участков белковой цепи

ГЛАВА 2. РАЗВИТИЕ МЕТОДА ДЛЯ ПРЕДСКАЗАНИЯ ЯДЕР СВОРАЧИВАНИЯ В ГЛОБУЛЯРНЫХ БЕЛКАХ

2.1. Условия моделирования: точка термодинамического равновесия

2.2. Сеть путей разворачивания белка

2.3. Оценка свободной энергии

2.4. Переходные состояния на путях разворачивания белка

2.5. Анализ сети путей разворачивания белка при помощи метода динамического программирования: поиск оптимального переходного состояния.

2.6. Полный набор возможных переходных состояний, найденных методом динамического программирования

2.7. Ограничения, присущие поиску переходных состояний методом динамического программирования

2.8. Поиск переходных состояний методом Монте-Карло

2.9. Вычисление величин Ф для аминокислотных остатков

2.10. Исследованные белки

2.11. Сравнение экспериментально полученных величин Ф с вычисленными при помощи метода динамического программирования

2.12. Предсказание ядер сворачивания для белков, величины Ф для которых еще не исследованы экспериментально

2.13. Сравнение качества предсказаний ядер сворачивания при использовании метода динамического программирования и метода Монте-Карло

ГЛАВА 3. РАЗЛИЧИЯ МЕЖДУ СТРУКТУРАМИ БЕЛКА, ОПРЕДЕЛЯЕМЫМИ С ПОМОЩЬЮ РЕНТГЕНОСТРУКТУРНОГО АНАЛИЗА И ЯДЕРНОГО МАГНИТНОГО РЕЗОНАНСА

3.1. Введение

3.2. Создание базы белков, структура которых разрешена с помощью методов рентгеноструктурного анализа и ядерного магнитного резонанса

3.3. Контакты аминокислотных остатков в структурах белков, расшифрованных методами рентгеноструктурного анализа и ядерного магнитного резонанса

3.4. Анализ водородных связей в главной цепи для PC А- и ЯМР-структур

3.5. Сравнение ЯМР-структур до и после их уточнения

ГЛАВА 4. РАСЧЕТ СКОРОСЕТЙ СВОРАЧИВАНИЯ И СРАВНЕНИЕ С ЭКСПЕРИМЕНТОМ

4.1. Оценка скорости сворачивания белка по вычисленной свободной энергии переходного состояния

4.2. Вычисление скоростей сворачивания методом Монте-Карло

4.3. Длина цепи - один из определяющих факторов для сворачивания белков, имеющих интермедиаты сворачивания

ГЛАВА 5. ВЛИЯНИЕ СРЕДНЕЙ КОНФОРМАЦИОННОЙ ЭНТРОПИИ И

СРЕДНЕЙ ЭНЕРГИИ ОСТАТКА НА СКОРОСТЬ СВОРАЧИВАНИЯ

5.1.Ввеедние

5.2. Энтропийная емкость для белков с заданной топологией.

5.3. Измеение величины барьера свободной энергии от изменения величины энтропийной емкости

5.4. Статистический анализ средней конформационной энтропии и среднего числа контактов на остаток для различных классов белков

5.5. Корреляция между скоростью сворачивания и энтропийной емкостью для различных структурных классов

5.6. Обсуждение

ГЛАВА 6. МОДЕЛИРОВАНИЕ СВОРАЧИВАНИЯ ПЕПТИДОВ МЕТОДОМ МОЛЕКУЛЯРНОЙ ДИНАМИКИ И

МУЛЬТИКАНОНИЧЕСКОГО МОДЕЛИРОВАНИЯ

6.1 Введение

6.2 Моделирование сворачивания дистальной Р-шпильки из src SH домена методом молекулярной динамики

6.3 Моделирование сворачивания дистальной Р-шпильки из src SH домена методом мульти-канонического моделирования

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Теоретическое исследование сворачивания белков и пептидов»

7.2. Создание базы двухдоменных белков 168

7.3. Статистика аминокислотных остатков на границе доменов 169

7.4. Построение вероятностного профиля 170

7.5. Определение качества предсказания границ доменов нашим методом 171

7.6. Результаты и обсуждения 172

ГЛАВА 8. ПРЕДСКАЗАНИЕ НАТИВНО-РАЗВЕРНУТЫХ УЧАСТКОВ

БЕЖОВОЙ ЦЕПИ 185

8.1. Создание баз данных белков 185

8.2. Наблюдаемое среднее число сближенных остатков в глобулярном состоянии на заданном расстоянии: средняя плотность окружения 187

8.3. Предсказания формы (свернутой или развернутой) нативного состояния белка 189

8.4. Предсказание разупорядоченных участков белковой цепи 190

8.5. Сравнение различных методов для предсказания разупорядоченных участков белковой цепи 193

8.6. Заключение 195 ГЛАВА 9. ПРЕДСКАЗАНИЕ АМИЛОИДОГЕННЫХ УЧАСТКОВ БЕЖОВОЙ ЦЕПИ 196

9.1. Поиск амилоидогенных участков в белках и пептидах, связанных с амилоидными болезнями 196

9.2. Изменения скорости агрегации при мутациях в белках и пептидах 205 ЗАКЛЮЧЕНИЕ 207 РЕЗУЛЬТАТЫ И ВЫВОДЫ 212 ЦИТИРУЕМАЯ ЛИТЕРАТУРА 215

ВВЕДЕНИЕ

Проблема сворачивания белка была и остается центральным вопросом современной биофизики. Цель заключается в том, чтобы объяснить, каким образом белок из развернутой полипептидной цепи очень быстро и точно приобретает уникальную пространственную структуру, обеспечивающую выполнение им специфической функции.

Данная работа посвящена поиску и изучению основных принципов, которые лежат в основе кинетики и термодинамики сворачивания белков, котороые в свою очередь генерируют новый взгляд на факторы, контролирующие этот процесс. Понимание механизмов сворачивания белка имеет большое значение для фундаментальной науки, являясь ключом к пониманию принципов фунционирования живой материи.

Сворачивание белка - сложный процесс, в результате которого такая сложная система, как белковая молекула, состоящая из многих сотен или тысяч атомов, приобретает свою уникальную пространственную структуру. Помимо своей фундаментальной значимости, понимание механизма сворачивания белка имеет огромное значение для решения многих прикладных направлений, таких, как разработка лекарств и создание искусственных белков с заданными свойствами, предсказание пространственной структуры белка по его аминокислотной последовательности. Нарушение правильного сворачивания белков in vivo, а также часто сопутствующий этому процесс агрегации во многих случаях приводят к заболеваниям. Несмотря на многолетние усилия, решить этот вопрос полностью пока не удалось.

Белковая цепь в ходе самоорганизации проходит через множество промежуточных состояний. Ключевую роль в сворачивании белков играет «зародыш» его нативной структуры. Этот зародыш соответствует переходному, т.е. самому нестабильному состоянию на пути сворачивания. После образования структур, соответствующих переходным состояниям ("ядер сворачивания"), белковая цепь быстро приходит к своей нативной структуре. Знание структуры ядер сворачивания позволяет выяснить, образование каких структурных элементов лимитирует скорость сворачивания белковой молекулы.

В настоящее время существует единственный экспериментальный подход к поиску ядер сворачивания - Ф-анализ предложенный Фёрштом (Matouschek et al., 1990) и производные от него методы, суть которых сводится к введению в изучаемый белок множества точечных мутаций и выявлению тех аминокислотных остатков, замена которых меняет стабильность переходного состояния белка столь же сильно, как и стабильность нативного состояния. Экспериментально это проявляется в сильном изменении скорости сворачивания мутантного белка по сравнению с белком дикого типа, при малом изменении скорости разворачивания. Необходимо сделать очень большое количество одинарных и двойных мутаций в белке, чтобы получить достаточный набор данных для выделения входящих в «зародыш» остатков белковой цепи. Поэтому так важно изучение структуры зародыша сворачивания белка теоретическими методами.

Умение теоретически определять остатки белковой цепи, важные для формирования ядра сворачивания, позволило бы предварительно определять наиболее вероятный кинетический путь сворачивания, и, главное, выявить, образование каких структурных элементов является лимитирующей стадией в процессе сворачивания данной молекулы. Это, в свою очередь, позволит рационально планировать белково-инженерные работы по экспериментальному определению зародыша сворачивания белковой структуры. Поэтому главное направление диссертации состояло в развитие теории и методов для расчета ядер сворачивания и оценки времени сворачивания глобулярного белка по его пространственной структуре. При этом сравнительный анализ теоретических и экспериментальных данных позволяет судить о потенциальных возможностях развитых в данной работе подходов.

Изучение кинетических аспектов самоорганизации белков, поиск факторов, определяющих скорость сворачивания белковых молекул, как с простой, так и сложной кинетикой, остается актуальной проблемой физики белка. Скорость сворачивания белковой молекулы определяется барьером свободной энергии между нативным и развернутым состояниями. Величина этого барьера определяется сложной картиной различных взаимодействий в белке, величина которых напрямую связана со структурой белка. Поэтому другое направление диссертации было посвящено поиску факторов важных для сворачивания белков с простой и сложной кинетикой.

Предсказание структуры и функции белков является одним из главных направлений в структурной геномике. Особую роль в этом направлении играют развернутые участки белковой цепи, предсказание которых представляет особый интерес. На сегодняшний день известно более 100 белков с неупорядоченной структурой (Тотра, 2002; Uversky, 2002). Эти белки и домены развернуты в нативном состоянии (так называемые нативно-развернутые белки) или содержат большие неструктурированные участки белковой цепи. При этом оказывается, что функционально важные белковые участки часто находятся вне глобулярных доменов (Wright & Dyson, 1999; Dunker et al., 2002). Это противоречит классическому понятию, что белок обязательно должен быть глобулярным, чтобы быть функциональным.

Умение предсказывать неупорядоченные участки белковой структуры важно как для понимания функции белка, так и путей его сворачивания (Bracken et al., 2004; Fink, 2005; Dyson & Wright, 2005). Эти же данные необходимы и для дизайна белков de novo, где необходимо знать, какие особенности первичной структуры определяют, будет ли белок свернут или нативно-развернут. Поэтому одна из глав посвящена этому вопросу: предсказанию неструктурированных участкой белковой цепи.

В настоящее время структуры белков, определяемые с помощью рентгеноструктурного анализа (РСА), чаще используются как для теоретических расчетов так и для моделирования взаимодействий белковых структур, чем структуры, определяемые с помощью ядерного магнитного резонанса (ЯМР). Это связано с тем, что пока нет критерия оценки качества ЯМР структур, а «РСА-структура» считается более надежной и качественной для теоретических расчетов (Doreleijers et al., 1999a,b; Bastolla et al, 2001; Spronk et al., 2002), Кроме того, необходимо понимать, чем отличаются белковые структуры в кристалле от тех, что расшифрованы методом ЯМР, поскольку, как выяснилось, все вычислительные методы оценки стабильности белковых структур чувствительны к методу определения структуры белка. Одна из глав посвящена структурному сравнительному анализу белков, структура которых расшифрована методом рентгеноструктурного анализа и методом ядерного магнитного резонанса.

Одним из наиболее многообещающих теоретических подходов к исследованию самоорганизации белков является метод молекулярной динамики, который, в принципе, может позволить проследить динамику конформационных изменений пептида в водном окружении на атомном уровне. Однако на это требуется очень много компьютерного времени; к тому же любое явление, найденное при молекулярно-динамическом моделировании, требует проверки статистической достоверности, - а это, в свою очередь, требует гигантского компьютерного времени. Одна из глав диссертации (глава 6) посвящена моделированию сворачивания пептидов с помощью метода молекулярной динамики и мульти-канонического моделирования, который хорошо дополняет метод молекулярной динамики: не воспроизводя кинетику процесса, он позволяет исследовать большую выборку точек конформационного пространства без затрат времени на преодоление энергетических ловушек.

Наряду с проблемой предсказания пространственной структуры белка, остро стоит проблема предсказания границ доменов по аминокислотной последовательности, в связи с тем, что число аннотированных последовательностей белков растет значительно быстрее, чем число расшифрованных пространственных структур. В главе 7 рассматривается эта проблема.

Процесс образования амилоидных фибрилл тесно связан с механизмом сворачивания белковой цепи в нативную структуру. Так как нативная структура есть результат баланса между конформационной энтропией и энергией взаимодействий аминокислотных остатков, то сбой в одной из этих составляющих будет приводить к неправильному сворачиванию белков, а в худшем варианте, к образованию амилоидных фибрилл. Выявление факторов, которые влияли бы на конформационные изменения белка и приводящих к неправильному сворачиванию белковых структур, является одной из важных фундаментальных задач в настоящее время. Заключительная часть диссертации посвящена развитию теории и метода для предсказания и поиска участков белковой цепи, способных к образованию амилоидных фибрилл. Предсказание таких участков является одной из важных задач для понимания основных физических принципов агрегации. Поиск таких участков особенно важен в связи с тем, что многие глобулярные белки могут образовывать амилоидные фибриллы, которые в свою очередь могут вызывать ряд сложных болезней в организме человека.

Диссертация написана на основе статей и обзоров, публиковавшихся в течении десяти лет.

1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Галзитская, Оксана Валериановна

РЕЗУЛЬТАТЫ И ВЫВОДЫ

1. Развито новое научное направление - теория локализации ядер сворачивания в пространственной структуре белков. Разработаны два метода поиска ядер сворачивания в пространственных структурах белков: первый основан на методе динамического программирования (именно им были сделаны первые в мире успешные предсказания ядер сворачивания), второй - на методе Монте-Карло. Оба метода дают возможность предсказывать как ядра, так и скорости сворачивания глобулярных белков, причем показано, что предсказания более успешны для белков, структура которых установлена методом рентгеноструктурного анализа, чем для тех, структуры которых установлены методом ЯМР.

2. Впервые выявлены систематические различия во внутреннем строении белковых глобул, расшифрованных методами рентгеноструктурного анализа, с одной стороны, и ядерного магнитного резонанса, с другой. Они проявляются в разной зависимости от расстояния как числа Ван-дер-Ваальсовых контактов, так и числа водородных связей.

3. Впервые доказано, что наблюдаемые скорости самоорганизации белков, имеющих интермедиаты сворачивания, определяются в основном длинами их цепей, в отличие от скоростей самоорганизации тех небольших белков, которые таковых интермедиатов не имеют. Впервые показано, что отношение средней конформационной энтропии к среднему числу контактов на остаток коррелирует со скоростью сворачивания белков: для а-белков это соотношение самое высокое, и это самые быстро сворачивающиеся белки, для а/р-белков это соотношение самое низкое, и это самые медленно сворачивающиеся белки.

4. Разработан новый и самый успешный в настоящее время метод предсказания нативно-развернутых участков белковой цепи. Показано, что участки белковой цепи, обогащенные аминокислотными остатками, имеющими низкую «ожидаемую», (согласно статистике), плотность окружения, обычно являются нативно-развернутыми. Этим методом проведена оценка доли нативно-развернутых участков в различных протеомах: у эукариот эта доля оказалась в два раза больше, чем у бактерий и архей.

5. Предложены новые методы для предсказания границ доменов по аминокислотной последовательности белков, основанные на конформационной энтропии цепи и на статистике встречаемости аминокислотных остатков на границах доменов.

6. Предложен новый метод для предсказания амилоидогенных I участков белковых цепей. Показано, что участки цепи, обогащенные аминокислотными остатками, имеющими высокую «ожидаемую» плотность окружения, имеют тенденцию к образованию амилоидных фибрилл.

В заключении я хочу выразить глубокую благодарность моему учителю А.В. Финкельштейну. Я также благодарю моих коллег и соавторов. Я благодарю всех сотрудников лаборатории физики белка за доброе отношение и помощь.

Выражаю свою признательность моему мужу, А.К. Сурину, и отделу информации Института белка, Т.Б. Кувшинкиной и М.С.Шелестовой, за критические замечания и помощь в оформлении статей и иллюстративного материала, М.И. Ивановой и А.Б. Овчинниковой за обеспечение литературой, а также всем сотрудникам Института белка, способствовавшим выполнению данной работы. Я благодарна моим родителям за неоценимую помощь во всей моей работе.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Развито новое научное направление - теоретический поиск ядер сворачивания глобулярных белков с известной пространственной структурой. Данный подход расчета ядер сворачивания белков базируется на поиске самых низких «перевалов», отделяющих развернутое состояние цепи от нативной структуры на свободно-энергетическом ландшафте белковой цепи. Этот поиск ведется методом динамического программирования. Модель удовлетворительно предсказывает ядра сворачивания белков, структура которых решена методом рентгеноструктурного анализа (средний коэффициент корреляции теоретически рассчитанных Ф-значений с экспериментальными составляет 0.57), и хуже - при использовании в наших расчётах структур, решённых методом ЯМР (средний коэффициент корреляции 0.20). Вычисленная из нашей модели свободная энергия переходного состояния также хорошо согласуется с логарифмом скорости сворачивания, измеренной в точке равновесия: коэффициент корреляции составляет 73%.

Полученные результаты показывают, что наш подход удовлетворительно учитывает основные характеристики белкового сворачивания, несмотря на то, что пренебрегает многими деталями взаимодействий и движений в белковой цепи.

Разработанный метод выделения ядра сворачивания белка может найти применение в белковой и генной инженерии.

Впервые был проведен систематический сравнительный анализ 60 белковых структур, расшифрованных методом рентгеноструктурного анализа (РСА) и структур, расшифрованных методом ядерного магнитного резонанса (ЯМР), при условии, что эти структуры не имеют больших отличий при пространственном наложении друг на друга. Анализ остаток-остаточных контактов (при контактных расстояниях от 2 до 8 А) показал, что на расстояниях менее 3 А и 4.5 — 6.5 А ЯМР-структуры имеют больше контактов, чем РСА-структуры, а на остальных расстояниях больше контактов имеют РСА-структуры. При этом разница в числе остаток-остаточных контактов более выражена для внутренних спрятанных от воды остатков. Другое, не менее важное, отличие касается числа водородных связей в главной цепи: это число больше у РСА структур. При этом коэффициент корреляции между водородными связями в ЯМР- и РСА-структурах составляет только 69%. Анализ ЯМР структур до и после их уточнения путем конформационных расчетов дает основание предположить, что найденные нами различия связаны не столько с реальным различием конформаций белка в кристалле и растворе, сколько с математической обработкой экспериментальных ЯМР-данных.

Получена оценка времени сворачивания глобулярных белков с известной пространственной структурой (методом динамического программирования и методом Монте-Карло), которая хорошо согласуется с экспериментальными данными (коэффициент корреляции составляет 70%). Впервые было показано, что скорости самоорганизации белков, имеющих интермедиаты сворачивания при физиологических условиях, определяются в основном длинами их цепей, — в то время как скорости сворачивания небольших белков, сворачивающихся в одну стадию при всех внешних условиях, мало зависят от длин их цепей, и определяются в основном «относительным порядком контактов» их нативной структуры.

Используя теоретическую модель белкового сворачивания, мы продемонстрировали, что существует корреляция между энтропийной емкостью (отношение между средней конформационной энтропией и средней энергией остатка в белке) и скоростью сворачивания белков. Впервые было показано, используя статистические и экспериментальные данные по белковому сворачиванию, что каждый класс белков имеет свои, присущие данному классу, характеристики: среднее число контактов и среднюю конформационную энтропию на остаток, и эти класс-специфические характеристики коррелируют со скоростью сворачивания белков: а-белки - самые быстро сворачивающиеся, затем следуют Р-, ос+Р-белки и, наконец, самые медленно сворачивающиеся - а/р-белки, причем а/р-белки - самые плотно упакованные белки.

Одним из наиболее многообещающих теоретических подходов к исследованию самоорганизации белков является метод молекулярной динамики, который, в принципе, может позволить проследить динамику конформационных изменений пептида в водном окружении на атомном уровне. Однако на это требуется очень много компьютерного времени; к тому же любое явление, найденное при молекулярно-динамическом моделировании, требует проверки статистической достоверности, - а это, в свою очередь, требует гигантского компьютерного времени.

Метод мульти-канонического моделирования хорошо дополняет метод молекулярной динамики: не воспроизводя кинетику процесса, он позволяет исследовать большую выборку точек конформационного пространства без затрат времени на преодоление энергетических ловушек. Таким образом можно сравнительно быстро получить энергетический ландшафт для полипептида в воде и оценить его структурные и термодинамические свойства.

Исследование, с помощью мульти-канонического моделирования, энергетического ландшафта полипептида, охватывающего дистальную Р-шпильку из SH3 домена, показало, что данный пептид при 27°С в воде должен флуктуировать. При этом он принимает нерегулярную («клубковую»), спиральную и Р-шпилечную конформацию с вероятностью 75.6%, 18.0% и 6.4%, соответственно. Последнее хорошо совпадает с результатом, полученным с помощью метода молекулярной динамики, где, в ходе длительного моделирования, полипептид сворачивается в Р-шпильку один раз из 10. При этом показано, что остатки, входящие в Р-поворот важны для сворачивания данной Р-шпильки. Это подтверждает экспериментальный результат, что этот Р-поворот образуется в переходном состоянии при сворачивании целого белка. Возможный механизм сворачивания всего SH3 домена предложен, основываясь на энергетическом ландшафте изученного пептида.

Предложен простой метод определения границы доменов в белках с неизвестной пространственной структурой. Метод основывается на гипотезе, что высокая энтропия гибких боковых групп, расположенных в какой-то области белковой цепи, должна компенсироваться сильными взаимодействиями аминокислотных остатков в той же области цепи, так что эта область должна соответствовать наиболее структурированной компактной части белка, т.е. глобулярному домену.

Это означает, что междоменная граница обусловлена сгущением аминокислотных остатков с малой энтропией боковых групп, которая, в свою очередь, коррелирует с малым числом степеней свободы у аминокислотных остатков (таких, как аланин, глицин, пролин). Относительно высокое содержание аланинов, глицинов и пролинов на границе доменов приводит к низкой конформационной энтропии перемычки между доменами. Более того, наличие жестких пролиновых остатков на границе доменов приводит к образованию жестких перемычек, пригодных для более четкой относительной ориентации доменов.

Отталкиваясь от гипотезы, был предложен новый метод для предсказания границы доменов на основе статистики встречаемости аминокислотных остатков. Согласно этому методу, граница домена для двухдоменного белка совпадает с глобальным минимумом на вероятностном профиле, построенном по статистике встречаемости аминокислотных остатков на границе доменов. Были построены статистические шкалы встречаемости аминокислотных остатков на границе доменов. Была показана применимость разработанного метода для предсказаний границы доменов в многодоменных белках (международное соревнование CASP6). Предложенный метод может быть применен в генной инженерии - для выделения доменов в первичной структуре белков, пространственная структура которых еще не установлена.

Введен новый параметр - ожидаемая, согласно статистики, плотность окружения аминокислотных остатков. Показано, что способность белка при нативных условиях находиться в глобулярном или в нативно-развернутом состоянии может определяться (помимо пониженной гидрофобности и повышенного заряда) этим параметром. Данный параметр можно использовать как для предсказания формы (свернутой или развернутой) нативного состояния белка, так и для предсказания нативно-развернутых участков в белковой цепи. Результаты сравнения нашего метода предсказания нативно-развернутых участков с другими известными методами (такими как PONDR VL3H, GlobPlot, DISOPRED, IUPred) показывают, что процент правильно предсказанных нативно-развернутых участков у нашего метода самый высокий (87% и 77%, если усреднение проводить по остаткам и по белкам, соответственно). Разработанный метод может найти применение в белковой инженерии.

Предложен новый метод для поиска амилоидогенных участков белковой цепи. Показано, что участки белковой цепи, обогащенные аминокислотными остатками, имеющими высокую ожидаемую плотность окружения, часто ответственны за образование амилоидных фибрилл. Из 11 рассмотренных нами амилоидогенных белков и пептидов, для 8 предсказания находятся в согласие с экспериментальными данными. Разработанный метод поиска амилоидогенных участков белковой цепи может найти применение в белковой и генной инженерии.

Список литературы диссертационного исследования доктор физико-математических наук Галзитская, Оксана Валериановна, 2006 год

1. Ахо А., Хопкрофт Дж., Ульман Дж. 1979. Построение и анализ вычислительных алгоритмов. М.: Мир, 536 с.

2. Галзитская О.В. 1997. Влияние энергии дальних контактов на время поиска нативной структуры для РНК-подобных гетерополимеров. // Молекуляр. биология. Т.31, С.488-491.

3. Галзитская О.В., Финкелыптейн А.В. 1997. Теоретическое исследование зависимости скорости сворачивания РНК-подобных гетерополимеров от длины цепи. // Молекуляр. биология. Т.31, С.478-487.

4. Галзитская О.В., Иванков Д.Н., Финкелыптейн А.В. 2001. Нуклеация и скорость сворачивания в белках. // Молекуляр. биология. Т.35, С.708-717.

5. Галзитская О.В. 2002. Сворачивание Р-шпилек. // Молекуляр. биология. Т.36, С.755-760.

6. Галзитская О.В. 2002. Чувствительность пути сворачивания к деталям аминокислотной последовательности. // Молекуляр. биология. Т.36, С.З 86-390.

7. Галзитская О.В., Гарбузинский С.А., Лобанов М.Ю. 2006. Предсказаниение нативно-развернутых участков белковой цепи. // Молекуляр. биология. Т.40, С.341-348.

8. Галзитская О.В., Довидченко Н.В., Лобанов М.Ю., Гарбузинский С.А. 2006. Предсказание границ доменов на основе статистики встречаемости аминокислотных остатков. // Молекуляр. биология. Т.40, С.111-121.

9. Гарбузинский С.А., Финкелыптейн А.В., Галзитская О.В. 2005. К вопросу о предсказании ядер сворачивания в глобулярных белках. // Молекуляр. биология. Т.39, С.1032-1041.

10. Ландсберг П. 1971. Задачи по термодинамике и статистической физике. М.: Мир, 503 с.

11. И. Лесин В. В., Лисовец Ю. П. 1995. Основы методов оптимизации. М.: МАИ, 344 с.

12. Липский В. 1988. Комбинаторика для программистов. М.: Мир, 213 с.

13. Мельник Б.С., Гарбузинский С.А., Лобанов М.Ю., Галзитская О.В. 2005. Различия между белковыми структурами, определенными с помощью рентгеноструктурного анализа и ядерного магнитного резонанса. //Молекуляр. биология. Т.39, С.113-122.

14. Сердюк И.Н., Галзитская О.В., Тимченко А.А. 1997. О природе шероховатости поверхности белковых глобул. // Биофизика. Т.42, С.1197-207.

15. Скугарев А.В., Галзитская О.В., Финкельштейн А.В. 1999. Поиск ядер сворачивания в пространственных структурах белков. // Молекуляр. биология. Т.ЗЗ, С.1016-1026.

16. Уверский И.Н., Галзитская О.И., Винтер С., Киттлер Л., Лобер Г. 1999. Влияние избыточного фосфорилирования на структурные свойства белка ТАУ. Цитология. Т.41, С.540-549.

17. Финкельштейн А.В., Бадретдинов А.Я. 1997. Физические причины быстрой самоорганизации стабильной пространственной структуры белков: решение парадокса Левинталя. // Молекуляр. биология. Т.31, С.469-477.

18. Финкельштейн А.В., Иванков Д.Н., Галзитская О.В. 2005. Предсказание скоростей и ядер сворачивания глобулярных белков на основе теории их самоорганизации. // Усп. биол. химии. Т.45, С.3-36.

19. Флори П. 1971. Статистическая механика цепных молекул. М.: Мир, 440 с.

20. Шульц Г., Ширмер Р. 1983. Принципы структурной организации белков. М.: Мир, 360 с.

21. Abkevich V.I., Gutin A.M., and Shakhnovich E.I. 1994a. Free energy landscape for protein folding kinetics: Intermediates, traps, and multiple pathways in theory and lattice model simulations. // J. Chem. Phys. V.101, P.6052-6062.

22. Abkevich V.I., Gutin A.M., and Shakhnovich E.I. 1994b. Specific nucleus as a transition state for protein folding: an evidence from lattice model. // Biochemistry. V.33, P.10026-10036.

23. Adams R.M., Das S., and Smith T.F. 1996. Multiple domain protein diagnostic patterns. //Protein Sci. V.5, P.1240-1249.

24. Aho A., Hopcroft J., and Ullman J. 1976. The Design and Analysis of Computer Algorithms. Addison-Wesley, Reading, MA.

25. Aim E., and Baker D. 1999. Prediction of protein-folding mechanisms from free-energy landscapes derived from native structures. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.96, P.l 1305-11310.

26. Aim E., Morozov A.V., Kortemme Т., and Baker D. 2002. Simple physical models connect theory and experiment in protein folding kinetics. // J. Mol. Biol. V.322, P.463-476.

27. Altschul S.F., Gish W., Miller W., Myers E.W., and Lipman DJ. 1990. Basic local alignment search tool. // J. Mol. Biol. V.215, P.403-410.

28. Amadei A., Linssen A.B., and Berendsen H.J. 1993. Essential dynamics of proteins. // Proteins. V.17, P.412-425.

29. Anfinsen C.B. 1973. Principles that govern the folding of protein chains. // Science. V. 181, P.223-230.

30. Anfinsen C.B., and Scheraga H.A. 1975. Experimental and theoretical aspects of protein folding. // Adv. Protein Chem. V.29, P.205-300. Review.

31. Anfinsen C.B., Haber E., Sela M., and White F.H. 1961. The kinetics of formation of native ribonuclease during oxidation of the reduced polypeptide chain. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.47, P.1309-1314.

32. Aszodi A., and Taylor W. 1994. Folding polypeptide a-carbon backbones by distance geometry methods. // Biopolymers. V.34, P.489-505.

33. Atkinson R.A., and Saudek V. 2002. The direct determination of protein structure by NMR without assignment. // FEBS Lett. V.510, P. 1-4.

34. Azriel R., and Gazit E. 2001. Analysis of the minimal amyloid-forming fragment of the islet amyloid polypeptide. An experimental support for the key role of the phenylalanine residue in amyloid formation. // J. Biol. Chem. V.276, P.34156—34161.

35. Bairoch A., and Apweiler R. 2000. The SWISS-PROT protein sequence database and its supplement TrEMBL in 2000. // Nucl. Acids Res. V.28, P.45-48.

36. Baker D. 2000. A surprising simplicity to protein folding. // Nature. V.405, P.39-42.

37. Baldwin R.L., and Creighton Т.Е. 1980. // In: Protein Folding, RJaenicke, Ed. Amsterdam, New York: Elsevier, pp.217-260.

38. Baldwin R.L., and Rose G.D. 1999. Is protein folding hierarchic? I. Local structure and peptide folding. // Trends Biochem. Sci. V.24, P.26-33.

39. Bastolla U., Farwer J., Knapp E.W., and Vendruscolo M. 2001. How to guarantee optimal stability for most representative structures in the Protein Data Bank. // Proteins. V.44, P.79-96.

40. Berezovsky I.N., Namiot V.A., Tumanyan V.G., and Esipova N.G. 1999. Hierarchy of the interaction energy distribution in the spatial structure of globular proteins and the problem of domain definition. // J. Biomol. Struct. Dynam. V.17, P.133-155.

41. Berman H.M., Westbrook J., and Trifonov E.N. 1994. Underlyimg order in protein sequence organization. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.91, P.4044-4047.

42. Billeter M. 1992. Comparison of protein structures determined by NMR in solution and by X-ray diffraction in single crystals. // Q. Rev. Biophys. V.25, P.325-377.

43. Blanco F.J., Jimenez M.A., Herrantz J., Rico M., Santoro J., and Nieto J.L. 1993. NMR evidence of a short linear peptide that folds into a P-hairpin in aqueous solution. // J. Am. Chem. Soc. V.l 15, P.5887-5888.

44. Blanco F.J., Rivas G., and Serrano L. 1994. A short linear peptide that folds into a native stable P-hairpin in aqueous solution. //Nature Struct. Biol. V.l, P.584-590.

45. Bodies A.M., and Irvine G.B. 2004. Alpha-synuclein aggregation. // Protein Pept. Lett. V.l 1, P.271-279.

46. Bogatyreva N.S., Finkelstein A.V., Galzitskaya O.V. 2006. Trend of amino acid compositions of different taxa. // J. Bioinf. Comput. Biol., in press.

47. Bonvin A.M.J.J., and van Gunsteren W.F. 2000. P-hairpin stability and folding: molecular dynamics studies of the first P-hairpin of Tendamistat. // J. Mol. Biol. V.296, P.255-268.

48. Bracken C., Iakoucheva L.M., Romero P.R., and Dunker A.K. 2004. Combining prediction, computation and experiment for the characterization of protein disorder. // Curr. Opin. Struct. Biol. V.14, P.570-576.

49. Brandts J.F., Halverson H.R., and Brennan M. 1975. Consideration of the possibility that the slow step in protein denaturation reactions is due to cis-trans isomerism of proline residues. // Biochemistry. V.14. P.4953-4963.

50. Brooks C.L., III, Gruebele M., Onuchic J.N., and Wolynes P.G. 1998. Chemical physics of protein folding. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.95, P.l 1037-11038.

51. Brunger A.T. 1992. X-PLOR, Version 3.1 Manual. New Haven CT: Yale University.

52. Bryngelson J.B., and Wolynes P.G. 1990. A simple statistical field theory of heteropolymer collapse with applications to protein folding. // Biopolymers. V.30, P. 177-188.

53. Bucciantini M., Calloni G., Chiti F., Formigli L., Nosi D., Dobson C.M., and Stefani M. 2004. Prefibrillar amyloid protein aggregates share common features of cytotoxicity. // J. Biol. Chem. V.279, P.31374-31382.

54. Buchete N.V., Tycko R., and Hummer G. 2005. Molecular dynamics simulations of Alzheimer's beta-amyloid protofilaments. // J. Mol. Biol. V.353, P.804-821.

55. Burns L.L., Dalessio P.M., and Ropson I.J. 1998. Folding mechanism of three structurally similar beta-sheet proteins. // Proteins. V.33, P. 107-118.

56. Bursulaya B.D., and Brooks C.L., III. 1999. Folding free energy surface of a three-stranded p-sheet protein. //J. Am. Chem. Soc. V.121, P.9947-9951.

57. Burton R.E., Huang G.S., Daugherty M.A., Calderoni T.L., and Oas T.G. 1997. The energy landscape of a fast-folding protein mapped by Ala-»Gly substitutions. // Nature Struct. Biol. V.4, P.305-310.

58. Burton R.E., Huang G.S., Daugherty M.A., Fullbright P.W., and Oas T.G. 1996. Microsecond protein folding through a compact transition state. // J. Mol. Biol. V.263, P.311-322.

59. Busetta В., and Barrans Y. 1984. The prediction of protein domains. // Biochim. Biophys. Acta. V.790, P. 117-124.

60. Caflisch A., and Karplus M. 1995. Acid and thermal denaturation of barnase investigated by molecular dynamics simulations. // J. Mol. Biol. V.252, P.672-708.

61. Capaldi A.P., Kleanthous C., and Radford S.E. 2002. Im7 folding mechanism: misfolding on a path to the native state. // Nature Struct. Biol. V.9, P.209-216.

62. Cavagnero S., Dyson H.J., and Wright P.E. 1999. Effect of H helix destabilizing mutations on the kinetic and equilibrium folding of apomyoglobin. //J. Mol. Biol. V.285,P.269-282.

63. Chamberlain A.K., MacPhee C.E., Zurdo J., Morozova-Roche L.A., Hill H.A., Dobson C.M., and Davis J.J. 2000. Ultrastructural organization of amyloid fibrils by atomic force microscopy. // Biophys. J. V.79, P.3282-3293.

64. Chiti F., Stefani M., Taddei N., Ramponi G., and Dobson C.M. 2003. Rationalization of the effects of mutations on peptide and protein aggregation rates. // Nature. V.424, P.805-808.

65. Chiti F., Taddei N., Baroni F., Capanni C., Stefani M., Ramponi G., and Dobson C.M. 2002. Kinetic partitioning of protein folding and aggregation. //Nature Struct. Biol. V.9, P.137-143.

66. Chiti F., Webster P., Taddei N., Clark A., Stefani M., Ramponi G., and Dobson C.M. 1999b. Designing conditions for in vitro formation of amyloid protofilaments and fibrils. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.96, P.3590-3594.

67. Choe S.E., Li L., Matsudaira P.T., Wagner G., and Shakhnovich E.I. 2000. Differential stabilization of two hydrophobic cores in the transition state of the villin 14T folding reaction. // J. Mol. Biol. V.304, P.99-115.

68. Choe S.E., Matsudaira P.T., Osterhout J., Wagner G., and Shakhnovich E.I. 1998. Folding kinetics of villin 14T, a protein domain with a central beta-sheet and two hydrophobic cores. // Biochemistry. V.37, P.14508-14518.

69. Chung S.Y., and Subbiah S. 1999. Validation of NMR side-chain conformations by packing calculations. // Proteins. V.35, P. 184-194.

70. Clarke J., Cota E., Fowler S.B., and Hamill S.J. 1999. Folding studies of immunoglobulin-like beta-sandwich proteins suggest that they share a common folding pathway. // Struct. Fold Des. V.7, P.l 145-53.

71. Clarke J., Hamill S.J., and Johnson C.M. 1997. Folding and stability of a fibronectin type III domain of human tenascin. // J. Mol. Biol. V.270, P.771-778.

72. Clementi C., Jennings P.A., and Onuchic J.N. 2000. How native-state topology affects the folding of dihydrofolate reductase and interleukin-l(3. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.97, P.5871-5876.

73. Cota E., and Clarke J. 2000. Folding of beta-sandwich proteins: three-state transition of a fibronectin type III module. // Protein Sci. V.9, P.l 12-120.

74. Cota E., Steward A., Fowler S., and Clarke J. 2001. The folding nucleus of a fibronectin type III domain is composed of core residues of the immunoglobulin-like fold. //J. Mol. Biol. V.305, P.l 185-1194.

75. Creamer T.P., and Rose G.D. 1992. Side-chain entropy opposes alpha-helix formation but rationalizes experimentally determined helix-forming propensities. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.89. P.5937-5941.

76. Creighton Т.Е. 1992. // In: Protein Folding, T.E.Creighton, Ed. New York: W.H.Freeman & Co., pp.301-351.

77. Daggett V., and Fersht A.R. 2003. The present view of the mechanism of protein folding. // Nature Rev. Mol. Cell Biol. V.4, P.497-502.

78. Daggett V., Li A., Itzhaki L.S., Otzen D.E., and Fersht A.R. 1996. Structure of the transition state for folding of a protein derived from experiment and simulation. // J. Mol. Biol. V.257, P.430-440.

79. Dalessio P.M., and Ropson IJ. 2000. Beta-sheet proteins with nearly identical structures have different folding intermediates. // Biochemistry. V.39, P.860-871.

80. Davis R., Dobson C.M., and Vendruscolo M. 2002. Determination of the structures of distinct transition state ensembles for a beta-sheet peptide with parallel folding pathways. // J. Chem. Phys. V.l 17, P.9510-9517.

81. Davy S.L., Osborne M.J., and Moore G.R. 1998. Determination of the structure of oxidized Desulfovibrio africanus ferredoxin I by 1H NMR spectroscopy and comparison of its solution structure with its crystal structure. // J. Mol. Biol. V.277, P.683-706.

82. De Alba E., Jimenez M.A., and Rico M. 1997. Turn residue sequence determines P-hairpin conformation in designed peptides. // J. Am. Chem. Soc. V.l 19, P.175-183.

83. De Alba E., Jimenez M.A., Rico M., and Nieto J.L. 1996. Conformational investigation of designed short linear peptides able to fold into P-hairpin structures in aqueous solution. // Fold. Des. V.l, P. 133-144.

84. De Alba E., Rico M., and Jimenez M.A. 1999. The turn sequence directs P-strand alignment in designed P-hairpins. // Protein Sci. V.8, P.2234-2344.

85. Demirel M.C., Atilgan A.R., Jernigan R.L., Erman В., and Bahar I. 1998. Identificaton of kinetically hot residues in proteins. // Protein Sci. V.7, P.2522-2532.

86. Dill K.A., and Chan H.S. 1997. From Levinthal to pathways to funnels. // Nature Struct. Biol. V.4, P. 10-19.

87. Ding H-Q., Karasawa N. and Goddard W.A., III. 1992. Atomic level simulations on a million particles: the cell multipole method for Coulomb and London nonbond interactions. // J. Chem. Phys. V.97, P.4309-4315.

88. Dinner A.R., Lazaridis Т., and Karplus M. 1999. Understanding p-hairpin formation. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.96, P.9068-9073.

89. Dobson C.M. 1999. Protein misfolding, evolution and disease. // Trends Biochem. Sci. V.24, P.329-332.

90. Dobson C.M., and Karplus M. 1999. The fundamentals of protein folding: bringing together theory and experiment. // Curr. Opin. Struct. Biol. V.9, P.92-101.

91. Doreleijers J.F., Raves M.L., Rullmann Т., and Kaptein R. 1999a. Completeness of NOEs in protein structure: a statistical analysis of NMR. // J. Biomol. NMR. V.14, P.123-132.

92. Doreleijers J.F., Vriend G., Raves M.L., and Kaptein R. 1999b. Validation of nuclear magnetic resonance structures of proteins and nucleic acids: hydrogen geometry and nomenclature. // Proteins. V.37, P.404-416.

93. Dosztanyi Z., Csizmok V., Tompa P., and Simon I. 2005. The pairwise energy content estimated from amino acid composition discriminates between folded and intrinsically unstructured proteins. // J. Mol. Biol. V.347, P. 827-83 9.

94. Du R., Pande V.S., Grosberg A.Y., Tanaka Т., and Shakhnovich E.I. 1998. On the transition coordinate for protein folding. // J. Chem. Phys. V.108, P.334-350.

95. Dunker A.K., Brown C.J., Lawson J.D., Iakoucheva L.M., and Obradovic Z. 2002. Intrinsic disorder and protein function. // Biochemistry. V.41, P.6573-6582.

96. Dyson J.H., and Wright P.E. 1996. Insights into protein folding from NMR. // Annu. Rev. Phys. Chem. V.47. P.369-395.

97. Dyson H.J., and Wright P.E. 2002. Insights into the structure and dynamics of unfolded proteins from nuclear magnetic resonance. // Adv. Protein Chem. V.62, P.311-340.

98. Dyson H.J., and Wright P.E. 2005. Intrinsically unstructured proteins and their functions. //Nature Rev. Mol. Cell Biol. V.6, P. 197-208. Review.

99. Dyson H.J., Ranee M., Houghten R.A., Lerner R.A., and Wright P.E. 1988. Folding of immunogenic peptide fragments of proteins in water solution. I. Sequence requirements for the formation of reverse turn. // J. Mol. Biol. V.201, P.161-200.

100. Eaton W.A., Munoz V., Hagen S.J., Jas G.J., Lapidus L.J., Henry E.G., and Hofrichter J. 2000. Fast kinetics and mechanisms in protein folding. // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. V.29, P.327-359.

101. Espinosa J.F., Munoz V., and Gellman S.H. 2001. Interplay between hydrophobic cluster and loop propensity in P-hairpin formation. // J. Mol. Biol. V.306, P.397-402.

102. Esteras-Chopo A., Serrano L., and Lopez de la Paz M. 2005. The amyloid stretch hypothesis: recruiting proteins toward the dark side. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.102, P.16672-16677.

103. Evans D.J., and Morriss G.P. 1983. The isothermal/isobaric molecular dynamics ensemble. // Phys. Lett. V.A98, P.433-436.

104. Fandrich M., Fletcher M.A., and Dobson C.M. 2001. Amyloid fibrils from muscle myoglobin. //Nature. V.410, P. 165-166.

105. Fauchere I.I., and Pliska V. 1983. Hydrophobic parameters amino-acid side chains from partitioning of N-acetyl-amino-acid amides. // Eur. J. Med. Chem.-Chim. Ther. V.18, P.369-375.

106. Feng Z., Ha J.-H., and Loh S.N. 1999. Identifying the site of initial tertiary structure disruption during apomyoglobin unfolding. // Biochemistry. V.38. P. 14433-14439.

107. Ferguson N., Capaldi A.P., James R., Kleanthous C., and Radford S.E. 1999. Rapid folding with and without populated intermediates in the homologous four-helix proteins Im7 and Im9. // J. Mol. Biol. V.286, P. 1597-608.

108. Fernandez A., Kardos J., Scott L.R., Goto Y., and Berry R.S. 2003. Structural defects and the diagnosis of amyloidogenic propensity. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.100, P.6446-6451.

109. Ferrara P., and Caflisch A. 2000. Folding simulations of a three-stranded antiparallel p-sheet peptide. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.97, P. 1078010785.

110. Ferrara P., and Caflisch A. 2001. Native topology or specific interactions: what is more important for protein folding? // J. Mol. Biol. V.306, P.837-850.

111. Fersht A.R. 1995. Characterizing transition states in protein folding: an essential step in the puzzle. // Curr. Opin. Struct. Biol. V.5, P.79-84.

112. Fersht A.R. 1997. Nucleation mechanisms in protein folding. // Curr. Opin. Struct. Biol. V.7, P.3-9.

113. Fersht A.R. 1999. Structure and Mechanism in Protein Science: A Guide to Enzyme Catalysis and Protein Folding. W.H. Freeman, Ed. New York.

114. Fersht A.R. 2000. Third printing. Structure and Mechanism in Protein Science: A Guide to Enzyme Catalysis and Protein Folding, W.H.Freeman, Ed. New York.

115. Fersht A.R., and Sato S. 2004. Phi-value analysis and the nature of protein-folding transition states. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.101, P.7976-7981.

116. Fersht A.R., Matouschek A., and Serrano L. 1992. The folding of an enzyme. I. Theory of protein engineering analysis of stability and pathway of protein folding. //J. Mol. Biol. V.224, P.771-782.

117. Fink A.L. 2005. Natively unfolded proteins. // Curr. Opin. Struct. Biol. V.15, P.35-41.

118. Finkelstein A.V. 1987. Program FITT for rmsd Calculation. Institute of Protein Research. Russian Academy of Sciences.

119. Finkelstein A.V. 1997. Can protein unfolding simulate protein folding? // Protein Eng. V.10, P.843-845.

120. Finkelstein A.V., and Badretdinov A.Ya. 1997. Rate of protein folding near the point of thermodynamic equilibrium between the coil and the most stable chain fold. // Fold. Des. V.2, P.l 15-121.

121. Finkelstein A.V., and Galzitskaya O.V. 2004. Physics of protein folding.// Phys. Life Rev. V.l,P.23-56.

122. Finkelstein A.V., and Roytberg M.A. 1993. Computation of biopolymers: a general approach to different problems. //Biosystems, V.30, P.l-19.

123. Fleming P.J., and Richards F.M. 2000. Protein packing: dependence on protein size, secondary structure and amino acid composition. // J. Mol. Biol. V.299, P.487-498.

124. Flory P.J. 1969. Statistical Mechanics of Chain Molecules. New York: Interscience.

125. Fowler S.B., and Clarke J. 2001. Mapping the folding pathway of an immunoglobulin domain: structural detail from phi value analysis and movement of the transition state. // Structure (Camb). V.9, P.355-366.

126. Frare E., Polverino de Laureto P., Zurdo J., Dobson C.M., and Fontana A. 2004. A highly amyloidogenic region of hen lysozyme. // J. Mol. Biol. V.340, P.l 153-1165.

127. Friel C.T., Capaldi A.P., and Radford S.E. 2003. Structural analysis of the rate-limiting transition states in the folding of Im7 and Im9: similarities and differences in the folding of homologous proteins. // J. Mol. Biol. V.326, P.293-305.

128. Frishman D., and Argos P. 1996. Incorporation of non-local interactions in protein secondary structure prediction from the amino acid sequence. // Protein Eng. V.9, P.133-142.

129. Fulton K.F., Main E.R.G., Dagett V., and Jackson S.E. 1999. Mapping the interactions present in the transition state for unfolding/folding of FKBP12. //J. Mol. Biol. V.291, P.445-461.

130. Galzitskaya O.V., and Finkelstein A.V. 1995. Folding of chains with random and edited sequences: similarities and differences. // Protein Eng. V.8, P.883-892.

131. Galzitskaya O.V. 1997. Geometrical factor and physical reasons for its influence on the kinetic and thermodynamic properties of RNA-like heteropolymers. // Fold Des. 2,193-201.

132. Galzitskaya O.V., Caflisch A. 1999. Solution conformation of phakellistatin 8 investigated by molecular dynamics simulations. //J. Mol. Graph. Model. 17,19-27.

133. Galzitskaya O.V., and Finkelstein A.V. 1998. Folding rate dependence on the chain length for RNA-like heteropolymers. // Fold. Des. V.3, P.69-78.

134. Galzitskaya O.V., and Finkelstein A.V. 1999. A theoretical search for folding/ unfolding nuclei in three-dimensional protein structures. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.96, P. 11299-11304.

135. Galzitskaya O.V., and Melnik B.S. 2003. Prediction of protein domain boundaries from sequence alone. // Protein Sci. V.12, P.696-701.

136. Galzitskaya O.V., Garbuzynskiy S.O., Ivankov D.N., and Finkelstein A.V. 2003. Chain length is the main determinant of the folding rate for proteins with three-state folding kinetics. // Proteins Struct. Funct. Genet. V.51. P. 162-166.

137. Galzitskaya O.V., Higo J., and Finkelstein A.V. 2002. ct-Helix and 0-hairpin folding from experiment, analytical theory and molecular dynamics simulations. // Curr. Protein Peptide Sci., V.3, P.191-200.

138. Galzitskaya O.V., Higo J., Kuroda M., and Nakamura H. 2000a. p-Hairpin folds by molecular dynamics simulations. // Chem. Phys. Lett. V.326, P.421-429.

139. Galzitskaya O.V., Ivankov D.N., and Finkelstein A.V. 2001. Folding nuclei in proteins. // FEBS Lett. V.489. P.l 13-118.

140. Galzitskaya O.V., Skoogarev A.V., Ivankov D.N., and Finkelstein A.V. 1999. Folding Nuclei in 3D Protein Structures (Proceedings of the Pacific

141. Symposium on Biocomputong'2000), R.B.Altman, A.K.Dunker, L.Hunter, K.Lauderdale and T.E.Klein, Eds. Singapore New Jersey - London - Hong Kong: World Scientific, pp.131-142.

142. Galzitskaya O.V., Surin A.K., and Nakamura H. 2000b. Optimal region of average side-chain entropy for fast protein folding. // Protein Sci. V.9, P.580-586.

143. Galzitskaya O.V., Higo J., and Finkelstein A.V. 2002. ct-Helix and 0-hairpin folding from experiment, analytical theory and molecular dynamics simulations. // Curr. Protein Peptide Sci. V.3, P.191-200.

144. Garbuzynskiy S.O., Finkelstein A.V., and Galzitskaya O.V. 2004a. Outlining folding nuclei in globular proteins. // J. Mol. Biol. V.336, P.509-525.

145. Garbuzynskiy S.O., Lobanov M.Yu., and Galzitskaya O.V. 2004b. To be folded or to be unfolded? // Protein Sci. V.13, P.2871-2877.

146. Galzitskaya O.V., Garbuzynskiy S.O., Finkelstein A.V. 2005. Theoretical study of protein folding: outlining folding nuclei and estimation of protein folding rates. // J. Phys.: Condensed Matter. 17, S1539-S1551.

147. Galzitskaya O.V., Garbuzynskiy S.O. 2006. Entropy capacity determines protein folding. // Proteins, 62, in press.

148. Galzitskaya O.V., Garbuzynskiy S.O., Lobanov M.Yu. 2006. Is it possible to predict amyloidogenic regions from sequence alone? // J. Bioinf. Comput. Biol., in press.

149. Garcia A.E., and Sanbonmatsu K.Y. 2001. Exploring the energy landscape of a P-hairpin in explicit solvent. // Proteins. V.42, P.345-354.

150. Garcia С., Nishimura С., Cavagnero S., Dyson H.J., and Wright P.E. 2000. Changes in the apomyoglobin folding pathway caused by mutation of the distal histidine residue. // Biochemistiy. V.39, P.l 1227-11237.

151. George R.A., and Heringa J. 2002a. SnapDRAGON: a method to delineate protein structural domains from sequence data. //J. Mol. Biol. V.316, P.839-851.

152. George R.A., and Heringa J. 2002b. Protein domain identification and improved sequence similarity searching using PSI-BLAST. // Proteins. V.48, P.672-681.

153. George R.A., and Heringa J. 2002c. An analysis of protein domain linkers: their classification and role in protein folding. // Protein Eng. V.15, P.871-879.

154. Go N. 1975. Theory of reversible denaturation of globular proteins. // Int. J. Pept. Protein Res. V.7, P.313-23.

155. Go M. 1983. Modular structural units, exons and function of chicken lysozyme. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.80, P. 1964-1968.

156. Godzik A., Kolinski A., and Skolnick J. 1995. Are proteins ideal mixtures of amino acids? Analysis of energy parameter sets. // Protein Sci. V.4, P.2107-2117.

157. Golbik R., Zahn R., Harding S.E., and Fersht A.R. 1998. Thermodynamic stability and folding of GroEL minichaperones. // J. Mol. Biol. V.276, P.505-515.

158. Goldberg M.E., Semisotnov G.V., Friguet В., Kuwajima K., Ptitsyn O.B., and Sugai S. 1990. An early immunoreactive folding intermediate of the tryptophan synthease beta 2 subunit is a 'molten globule'. // FEBS Lett. V.263, P.51-56.

159. Goldenberg D.P., Frieden R.W., Haack J.A., and Morrison T.B. 1989. Mutational analysis of a protein-folding pathway. // Nature. V.338, P.127-132.

160. Gouzy J., Corpet F., and Kahn D. 1999. Whole genome protein domain analysis using a new method for domain clustering. // Comput. Chem. V.23, P.333-340.

161. Gracy J., and Argos P. 1998. DOMO: a new database of aligned protein domains. // Trends Biochem. Sci. V.23, P.495-497.

162. Grantcharova V.P., and Baker D. 1997. Folding dynamics of the src SH3 domain. // Biochemistry. V.36, P.15685-15692.

163. Grantcharova V.P., and Baker D. 2001. Circularization changes the folding transition state of the src SH3 domain. // J. Mol. Biol. V.306, P.555-63.

164. Grantcharova V.P., Aim E.J., Baker D., and Horwich A.L. 2001. Mechanisms of protein folding. // Curr. Opin. Struct. Biol. V.l 1, P.70-82.

165. Grantcharova V.P., Riddle D.S., Santiago J.V., and Baker D. 1998. Important role of hydrogen bonds in the structurally polarized transition state for folding of the src SH3 domain. // Nature Struct. Biol. V.5, P.714-720.

166. Gsponer J., and Caflisch A. 2002. Molecular dynamics simulations of protein folding from the transition state. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.99, P.6719-6724.

167. Guan X., and Du L. 1998. Domain identification by clustering sequence alignments. // Bioinformatics. V.14, P.783-788.

168. Guerois R., and Serrano L. 2000. The SH3-fold family: experimental evidence and prediction of variations in the folding pathways. // J. Mol. Biol. V.304, P.967-982.

169. Guerois R., and Serrano L. 2001. Protein design based on folding models. // Curr. Opin. Struct. Biol. V. 11, P. 101 -106.

170. Guijarro J.I., Morton C.J., Plaxco K.W., Campbell I.D., and Dobson C.M. 1998a. Folding kinetics of the SH3 domain of PI3 kinase by real-time NMR combined with optical spectroscopy. // J. Mol. Biol. V. 276. P. 657-667.

171. Guijarro J.I., Sunde M., Jones J.A., Campbell I.D., and Dobson C.M. 1998b. Amyloid fibril formation by an SH3 domain. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.95, P.4224-4228.

172. Gunasekaran K., Eyles S.J., Hagler A.T., and Gierasch L.M. 2001. Review. Keeping it in the family: folding studies of related proteins. // Curr. Opin. Struct. Biol. V. 11, P.83-93.

173. Gutin A.M., Abkevich V.I., and Shakhnovich E.I. 1995. Is burst hydrophobic collapse necessary for protein folding? // Biochemistry. V.34, P.3066-3076.

174. Gutin A.M., Abkevich V.I., and Shakhnovich E.I. 1996. Chain length scaling of protein folding time. // Phys. Rev. Lett. V.77, P.5433-5436.

175. Hamidi A.K., Liepnieks J.J., Nakamura M., Parker F., and Benson M.D. 1999. A novel apolipoprotein A-l variant, Argl73Pro, associated with cardiac and cutaneous amyloidosis. // Biochem. Biophys. Res. Commun. V.257, P.584-588.

176. Hamill S., Steward A., and Clarke J. 2000. The folding of an immunoglobulin-like greek key protein is defined by a common-core nucleus and regions constrained by topology. // J. Mol. Biol. V.297, P. 165178.

177. Harrison P.M., Chan H.S., Prusiner S., and Cohen F.E. 1999. Thermodynamics of model prions and its implications for the problem of prion protein folding. // J. Mol. Biol. V.286. P.593-606.

178. Hartl F.U. 1996. Molecular shaperones in cellular protein folding. // Nature. V.381, P.571-580.

179. Hauer J.A., Barthe P., Taylor S.S., Parello J., and Padilla A. 1999a. Two well-defined motifs in the cAMP-dependent protein kinase inhibitor (PKIalpha) correlate with inhibitory and nuclear export function. // Protein Sci. V.8, P.545-553.

180. Hauer J.A., Taylor S.S., and Johnson D.A. 1999b. Binding-dependent disorder-order transition in PKI alpha: a fluorescence anisotropy study. // Biochemistry. V.38, P.6774-6780.

181. Higo J., and Umeyama H. 1997. Protein dynamics determined by backbone conformation and atom packing. // Protein Eng. V.10, P.373-380.

182. Higo J., Galzitskaya O.V., Ono S., and Nakamura H. 2001a. Energy landscape of a р-hairpin peptide in explicit water studied by multicanonical molecular dynamics. // Chem. Phys. Lett. V.337, P. 169-175.

183. Higo J., I to N., Kuroda M., Ono S., Nakajima N., and Nakamura H. 2001b. Energy landscape of a peptide consisting of a-helix, Зю-helix, p-turn, P-hairpin, and other disordered conformations. // Protein Sci. V.10, P.l 1601171.

184. Honda S., Kobayashi N., and Munekata, E. 2000. Thermodynamics of a beta-hairpin structure: evidence for cooperative formation of folding nucleus. //J. Mol. Biol. V.295, P.269-278.

185. Hubner I.A., Oliveberg M., and Shakhnovich E.I. 2004a. Simulation, experiment, and evolution: understanding nucleation in protein S6 folding. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.101, P.8354-8359.

186. Hubner I.A., Shimada J., and Shakhnovich E.I. 2004b. Commitment and nucleation in the protein G transition state. // J. Mol. Biol. V.336, P.745-761.

187. Hudson D.J. Statistics. Lectures on Elementary Statistics and Probability. Geneva: CERN, 1964.

188. Ichiye Т., and Karplus M. 1991. Collective motions in proteins: a covariance analysis of atomic fluctuations in molecular dynamics and normal mode simulations. // Proteins. V.l 1, P.205-17.

189. Idicula-Thomas S., and Balaji P.V. 2005. Understanding the relationship between the primary structure of proteins and their amyloidogenic propensity: clues from inclusion body formation. // Protein Eng. Des. Sel. V.18, P.175-180.

190. Ikeda K., Galzitskaya O.V., Nakamura H., and Higo J. 2003. р-Hairpins, a-helices, and the intermediates among the secondary structures in the energy landscape of a peptide from a distal P-hairpin of SH3 domain. // J. Comput. Chem. V.24, P.310-318.

191. Ikura Т., Hayano Т., Takahashi N., and Kuwajima K. 2000. Fast folding of Escherichia coli cyclophilin A: a hypothesis of a unique hydrophobic core with a phenylalanine cluster. // J. Mol. Biol. V.297, P.791-802.

192. Islam S.A., Luo J., and Sternberg M.J. 1995. Identification and analysis of domains in proteins. // Protein Eng. V.8, P.513-525.

193. Ivankov D.N., and Finkelstein A.V. 2001. Theoretical study of a landscape of protein folding-unfolding pathways. Folding rates at midtransition. // Biochemistry. V.40, P.9957-9961.

194. Ivankov D.N., and Finkelstein A.V. 2004. Prediction of protein folding rates from the amino acid sequence-predicted secondary structure. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.l01. P.8942-8944.

195. Ivankov D.N., Garbuzynskiy S.O., Aim E., Plaxco K.W., Baker D., and Finkelstein A.V. 2003. Contact order revisited: influence of protein size on the folding rate. // Prot. Sci. V.l2, P.2057-2062.

196. Ivanova M.I., Sawaya M.R., Gingery M., Attinger A., and Eisenberg D. 2004. An amyloid-forming segment of beta2-microglobulin suggests a molecular model for the fibril. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.V.l01, P. 10584-10589.

197. Jackson S.E. 1998. How do small single-domain proteins fold? // Fold. Des. V.3, P.81-91.

198. Jackson S.E., and Fersht A.R. 1991. Folding of chymotrypsin inhibitor 2. 1. Evidence for a two-state transition. // Biochemistry. V.30, P. 10428-10435.

199. Jackson S.E., ElMasry N., and Fersht A.R. 1993. Structure of the hydrophobic core in the transition state for folding of chymotrypsin inhibitor 2: A critical test of the protein engineering method of analysis. // Biochemistry. V.32, P.l 1270-11278.

200. Jacobs D.J., Rader A.J., Kuhn L.A., and Thorpe M.F. 2001. Protein flexibility predictions using graph theory. // Proteins. V.44, P. 150-165.

201. Jaroniec C.P., MacPhee C.E., Astrof N.S., Dobson C.M., and Griffin R.G. 2002. Molecular conformation of a peptide fragment of transthyretin in an amyloid fibril. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.99, P.16748-16753.

202. Jennings P.A., and Wright P.E. 1993. Formation of a molten globule intermediate early in the kinetic folding pathway of apomyoglobin. // Science. V.262, P.892-896.

203. Jennings P.A., Finn B.E., Jones B.E., and Matthews C.R. 1993. A reexamination of the folding mechanism of dihydrofolate reductase from Escherichia coli: verification and refinement of a four-channel model. // Biochemistry. V.32, P.3783-3789.

204. Jimenez J.L., Guijarro J.I., Orlova E., Zurdo J., Dobson C.M., Sunde M., and Saibil H.R. 1999. Cryo-electron microscopy structure of an SH3amyloid fibril and model of the molecular packing. // EMBO J. V.18, P.815-821.

205. Jones S., Manning J., Kad N.M., and Radford S.E. 2003. Amyloid-forming peptides from beta2-microglobulin-Insights into the mechanism of fibril formation in vitro. // J. Mol. Biol. V.325, P.249-257.

206. Jones S., Stewart M., Michie A., Swindells M.B., Orengo C., and Thornton J.M. 1998. Domain assignment for protein structures using a consensus approach: characterization and analysis. // Protein Sci. V.7, P.233-242.

207. Jorgensen W.L., Chandrasekhar J., Madura J.D., Impey R.W., and Klein M.L. 1983. Comparison of simple potential functions for simulating liquid water. //J. Chem. Phys. V.79, P.926-935.

208. Jorgensen W.L., Chandrasekhar J., Madura J.D., Impley R.W., and Klein M.L. 1987. Comparison of simple potential functions for simulating liquid water. // J. Chem. Phys. V.79, P.926-935.

209. Kabsch W., and Sander C. 1983. Dictionary of protein secondary structure: pattern recognition of hydrogen-bonded and geometrical features. // Biopolymers. V.22, P.2577-2637.

210. Kajava A.V., Baxa U., Wickner R.B., and Steven A.C. 2004. A model for Ure2p prion filaments and other amyloids: the parallel superpleated beta-structure. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.101, P.7885-7890.

211. Karplus M., and Sali A. 1995. Theoretical studies of protein folding and unfolding. // Curr. Opin. Struct. Biol. V.5, P.58-73.

212. Kayed R., Head E., Thompson J.L., Mclntire T.M., Milton S.C., Cotman C.W., and Glabe C.G. 2003. Common structure of soluble amyloid oligomers implies common mechanism of pathogenesis. // Science. V.300, P.486-489.

213. Khorasanizadeh S., Peters I.D., and Roder H. 1996. Evidence for a three-state model of protein folding from kinetic analysis of ubiquitin variants with altered core residues. // Nature Struct. Biol. V.3, P. 193-205.

214. Kikuchi Т., Nemethy G., and Scheraga H.A. 1988. Prediction of the location of structural domains in globular proteins. // J. Protein Chem. V.7, P.427-471.

215. Kim D.E., Fisher C., and Baker D. 2000. A breakdown of symmetry in the folding transition state of protein L. // J. Mol. Biol. V.298, P.971-984.

216. Kim S.T., Shirai H., Nakajima N., Higo J., and Nakamura H. 1999. Enhanced conformational diversity search of CDR-H3 in antibodies: role of the first CDR-H3 residue. // Proteins. V.37, P.683-96.

217. Kitao A., Hayward S., and Go N. 1998. Energy landscape of a native protein: jumping-among-minima model. //Proteins. V.33, P.496-517.

218. Kitao A., Hirata F., and Go N. 1991. The effects of solvent on the conformation and the collective motions of protein: Normal mode analysis and molecular dynamics simulations of melittin in water and in vacuum. // Chem. Phys. V.l58, P.447-472.

219. Klimov D.K., and Thirumalai D. 2000. Mechanisms and kinetics of (3-hairpin formation. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.97, P.2544-2549.

220. Klimov D.K., and Thirumalai D. 2001. Multiple protein folding nuclei and the transition state ensemble in two-state proteins. // Proteins. V.43, P.465-75.

221. Klimov D.K., and Thirumalai D. 2003. Dissecting the assembly of Abetal6-22 amyloid peptides into antiparallel beta sheets. //Structure. V.l 1, P.295-307.

222. Koga N., and Takada S. 2001. Roles of native topology and chain-length scaling in protein folding: a simulation study with a Go-like model. // J. Mol. Biol. V.313. P.171-180.

223. Kolinski A., Ilkowski В., and Skolnick J. 1999. Dynamics and thermodynamics of beta-hairpin assembly: insights from various simulation techniques. // Biophys. J. V.77, P.2942-2952.

224. Kortemme Т., Kelly M.J., Kay L.E., Forman-Kay J., and Serrano L. 2000. Similarities between the spectrin SH3 domain denatured state and its folding transition state. //J. Mol. Biol. V.297, P.1217-1229.

225. Kortemme Т., Ramirez-Alvarado M., and Serrano L. 1998. Design of a 20-amino acid, three-stranded P-sheet protein. // Science. V.281, P.253-256.

226. Kozhukh G.V., Hagihara Y., Kawakami Т., Hasegawa K., Naiki H., and Goto Y. 2002. Investigation of a peptide responsible for amyloid fibril formation of beta 2-microglobulin by Achromobacter protease I. // J. Biol. Chem. V.277, P.1310-1315.

227. Kragelund B.B., Robinson C.V., Knudsen J., Dobson C.M., and Poulsen F.M. 1995. Folding of a four-helix bundle: studies of acyl-coenzyme A binding protein. // Biochemistry. V.34, P.7217-7224.

228. Krantz B.A., and Sosnick T.R. 2001. Engineered metal binding sites map the heterogeneous folding landscape of a coiled coil. // Nature Struct. Biol. V.8, P. 1042-1047.

229. Krantz B.A., Dothager R.S., and Sosnick T.R. 2004. Discerning the structure and energy of multiple transition states in protein folding using psi-analysis. // J. Mol. Biol. V.337, P.463-475.

230. Krieger E., Koraimann G., and Vriend G. 2002. Increasing the precision of comparative models with YASARA NOVA a self-parameterizing force field. // Proteins. V.47, P.393-402.

231. Kuhlman В., Luisi D.L., Evans P.A., and Raleigh D.P. 1998. Global analysis of the effects of temperature and denaturant on the folding and unfolding kinetics of the N-terminal domain of the protein L9. // J. Mol. Biol. V.284, P.1661-1670.

232. Kuwajima K., and Sugai S. 1978. Equilibrium and kinetics of the thermal unfolding of alpha-lactalbumin. The relation to its folding mechanism. // Biophys. Chem. V.8, P.247-254.

233. Kuznetsov I.B., and Rackovsky S. 2004. Class-specific correlations between protein folding rate, structure-derived, and sequence-derived descriptors. // Proteins Struct. Funct. Genet. V.54. P.333-341.

234. Kyte J., and Doolittle R.F. 1982. A simple method for displaying the hydropathic character of a protein. // J. Mol. Biol. V.157, P.105-132.

235. Landsberg P.T. 1971. Problems in Thermodynamics and Statistical Physics. London: PION.

236. Lapidus L.J., Eaton W.A., and Hofrichter J. 2000. Measuring the rate of intramolecular contact formation in polypeptides. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.97, P.7720-7725.

237. Laurents D.V., Corrales S., Elias-Arnanz M., Sevilla P., Rico M., and Padmanabhan S. 2000. Folding kinetics of phage 434 Cro protein. // Biochemistry. V.39, P. 13963-13973.

238. Lazaridis Т., and Karplus M. 1997. "New view" of protein folding reconciled with the old through multiple unfolding simulations. // Science. V.278, P.1928-1931.

239. Leeson D.T., Gai F., Rodriguez H.M., Gregoret L.M., and Dyer R.B. 2000. Protein folding and unfolding on a complex energy landscape. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.97, P.2527-2532.

240. Leffler J.E., and Grunwald E. 1963. Rates and Equilibria of Organic Chemistry. New York: Dover.

241. Leninger A.L., Nelson D.L., and Cox M.M. 1993. Principles of Biochemistry, 2nd ed., Part III. New York: Worth Publ., Inc.

242. Levinthal C. 1968. Are there pathways for protein folding? // J. Chim. Phys., Chim. Biol. V.65, P.44-45.

243. Levy R.M., Srinivasan A.R., Olson W.K., and McCammon J.A. 1984. Iй Quasi-harmonic method for studying very low frequency modes in proteins.

244. Biopolymers. V.23, P. 1099-112.

245. Li A., and Daggett V. 1996. Identification and characterization of the unfolding transition state of chymotrypsin inhibitor 2 by molecular dynamics simulations. // J. Mol. Biol. V.257, P.412-429.

246. Li L., and Shakhnovich E.I. 2001. Constructing, verifying, and dissecting the folding transition state of chymotrypsin inhibitor 2 with all-atom simulations. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.98, P.13014-13018.

247. Li L., Mirny L.A., and Shakhnovich E.I. 2000. Kinetics, thermodynamics and evolution of non-native interactions in a protein folding nucleus. // Nature Struct. Biol. V.7, P.336-342.

248. Liu J., and Rost B. 2004a. CHOP proteins into structural domain-like fragments. // Proteins. V.55, P.678-688

249. Liu J., and Rost B. 2004b. Sequence-based prediction of protein domains. // Nucl. Acids Res. V.32, P.3522-3530.

250. Liu J., Tan H., and Rost B. 2002. Loopy proteins appear conserved in evolution. // J. Mol. Biol. V.322, P.53-64.

251. Lopez de la Paz M., and Serrano L. 2004. Sequence determinants of amyloid fibril formation. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.l01, P.87-92.

252. Lopez-Hernandez E., and Serrano L. 1996a. Empirical correlation for the replacement of Ala by Gly: Importance amino acid secondary intrincic properties. //Proteins. V.22, P.340-349.

253. Lopez-Hernandez E., and Serrano L. 1996b. Structure of the transition state for folding of the 129 aa protein CheY resembles that of a smaller protein, CI-2. // Fold. Des. V.1,P.43.

254. Ma В., and Nussinov R. 2000. Molecular dynamics simulations of a (3-hairpin fragment of protein G: balance between side-chain and backbone forces. // J. Mol. Biol. V.296, P. 1091-1104.

255. MacPhee C.E., and Dobson C.M. 2000. Chemical dissection and reassembly of amyloid fibrils formed by a peptide fragment of transthyretin. // J. Mol. Biol. V.297, P.1203-1215.

256. Main E.R., Fulton K.F., and Jackson S.E. 1999. Folding pathway of FKBP12 and characterisation of the transition state. // J. Mol. Biol. V.291, P.429-444.

257. Makin O.S., Atkins E., Sikorski P., Johansson J., and Serpell L.C. 2005. Molecular basis for amyloid fibril formation and stability. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.102, P.315-320.

258. Marsden R.L., McGuffin L.J., and Jones D.T. 2002 Rapid protein domain assignment from amino acid sequence using predicted secondary structure. // Protein Sci. V.l 1, P.2814-2824.

259. Martinez J.C., and Serrano L. 1999. The folding transition state between SH3 domains is conformationally restricted and evolutionarily conserved. // Nature Struct. Biol. V.6, P. 1010-1016.

260. Martinez J.C., Pisabarro M.T., and Serrano L. 1998. Obligatory steps in protein folding and the conformational diversity of the transition state. // Nature Struct. Biol. V.5, P.721-729.

261. Matouscheck A., Kellis J.T., Jr., Serrano L., Bycroft M., and Fersht A.R. 1990. Transient folding intermediates characterized by protein engineering. //Nature. V.346, P.440-445.

262. Matouschek A., Kellis J.T., Jr., Serrano L., and Fersht A.R. 1989. Mapping the transition state and pathway of protein folding by protein engineering, // Nature. V.340, P. 122-126.

263. Matouscheck A., Otzen D.E., Itzhaki L.S., Jackson S.E., and Fersht A.R. 1995. Movement of the position of the transition state in protein folding. // Biochemistry. V.34, P.13656-13662.

264. Matthews C.R. 1987. Effect of point mutations on the folding of globular proteins. //Methods Enzymol. V.l54, P.498-511.

265. Mayor U., Guydosh N.R., Johnson C.M., Grossman J.G., Sato S., Jas G.S., Freund S.M.V., Alonso D.O.V., Daggett V., and Fersht A.R. 2003. The complete folding pathway of a protein from nanoseconds to microseconds. // Nature. V.421, P.863-867.

266. Mayor U., Johnson C.M., Daggett V., and Fersht A.R. 2000. Protein folding and unfolding in microseconds to nanoseconds by experiment and simulation. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.97, P.13518-13522.

267. Mazor Y., Gilead S., Benhar I., and Gazit E. 2002. Identification and characterization of a novel molecular-recognition and self-assembly domain within the islet amyloid polypeptide. // J. Mol. Biol. V.322, P. 1013-1024.

268. McCallister E.L., Aim E., and Baker D. 2000. Critical role of beta-hairpin formation in protein G folding. // Nature Struct. Biol. V.7, P.669-673.

269. McGuffin L.J., Bryson K., and Jones D.T. 2001. What are the baselines for protein fold recognition? // Bioinformatics. V.l7, P.63-72.

270. Melamud E., and Moult J. 2003. Evaluation of disorder predictions in CASP5. //Proteins. V.53, Suppl. 6, P.561-565.

271. Metropolis N., Rosenbluth A., Rosenbluth M., Teller A., and Teller E. 1953. Equation of state calculations by fast computing machines. // J. Chem. Phys. V.96, P.768-780.

272. Michnick S.W., and Shakhnovich E. 1998. A strategy for detecting the conservation of folding-nucleus residues in protein superfamilies. // Fold. Des. V.3, P.239-251.

273. Minor D.L., Jr., and Kim P.S. 1994. Context is a major determinant of beta-sheet propensity. // Nature. V.371, P.264-267.

274. Mirny L.A., and Shakhnovich E.I. 1999. Universally conserved positions in protein folds: Reading evolutionary signals about stability, folding kinetics and function. //J. Mol. Biol. V.291, P. 177-196.

275. Mirny L.A., and Shakhnovich E.I. 2001a. Evolutionary conservation of the folding nucleus. //J. Mol. Biol. V.308, P. 123-129.

276. Mirny L.A., and Shakhnovich E.I. 2001b. Protein folding theory: from lattice to all-atom models. // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. V. 30. P. 361-396.

277. Mirny L.A., Abkevich V.I., and Shakhnovich E.I. 1998. How evolution makes proteins fold quickly. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.95, P.4976-4981.

278. Moore J.W., and Pearson R.G. 1981. Kinetics and Mechanism. New York: J. Wiley, p.234.

279. Morikami K., Nakai Т., Kidera A., Saito M., and Nakamura H. 1992. PRESTO: a vectorized molecular mechanics program for biopolymers. // Comput. Chem. V.16, P.243-248.

280. Morrissey M.P., and Shakhnovich E.I. 1999. Evidence for the role of PrP(C) helix 1 in the hydrophilic seeding of prion aggregates. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.96, P.l 1293-11298.

281. Munoz V., and Eaton W. A. 1999. A simple model for calculating the kinetics of protein folding from three-dimensional structures. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.96, P.l 1311-11316.

282. Munoz V., Henry E.R., Hofrichter J., and Eaton W.A. 1998. A statistical mechanical model for P-hairpin kinetics. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.95, P.5872-5879.

283. Munoz V., Lopez E.M., Jager M., and Serrano L. 1994. Kinetic characterization of the chemotactic protein from Escherichia coli, CheY. Kinetic analysis of the inverse hydrophobic effect. // Biochemistry. V.33, P.5858-5866.

284. Munoz V., Thompson P.A., Hofrichter J., and Eaton W.A. 1997. Folding dynamics and mechanism of р-hairpin formation. // Nature. V.390, P. 196199.

285. Murzin A.G., Brenner S.E., Hubbard Т., and Chothia C. 1995. SCOP: a structural classification of proteins database for the investigation of sequences and structures. // J. Mol. Biol. V.247, P.536-540.

286. Nabuurs S.B., Nederveen A.J., Vranken W., Doreleijers J.F., Bonvin A.M., Vuister G.W., Vriend G., and Spronk C.A. 2004. DRESS: a database of REfined solution NMR structures. // Proteins. V.55, P.483-486.

287. Nakajima N., Nakamura H., and Kidera A. 1997. Multicanonical ensemble generated by molecular dynamics simulation for enhanced conformational sampling of peptides. //J. Phys. Chem. V.101, P.817-824.

288. Nolting В., and Andert K. 2000. Mechanism of protein folding. // Proteins: Struct. Funct. Genet. V.41, P.288-298.

289. Obradovic Z., Peng K., Vucetic S., Radivojac P., Brown C.J., and Dunker A.K. 2003. Predicting intrinsic disorder from amino acid sequence. // Proteins. V.53, P.566-572.

290. Ogasahara K., and Yutani K. 1994. Unfolding-refolding kinetics of the tryptophan synthase alpha subunit by CD and fluorescence measurements. // J. Mol. Biol. V.236, P. 1227-1240.

291. Oliveberg M. 2001. Characterisation of the transition states for protein folding: towards a new level of mechanistic detail in protein engineering analysis. // Curr. Opin. Struct. Biol. V.l 1, P.94-100. Review.

292. Oliveberg M., and Fersht A.R. 1996. Thermodynamics of transient conformations in the folding pathway of barnase: reorganization of the folding intermediate at low pH. // Biochemistry. V.35. P.2738-2749.

293. Ono S., Kuroda M., Higo J., Nakajima N., and Nakamura H. 2002. Calibration of force-field dependency in free energy landscapes of peptide conformations by quantum chemical calculations. // J. Comput. Chem. V.23, P.470-476.

294. Onuchic J.N., Socci N.D., Luthey-Schulten Z., and Wolynes P.G. 1996. Protein funnels: The nature of the transition state ensemble. // Fold. Des. (London). V.l, P.441-450.

295. Orengo С.A., Michie A.D., Jones S., Jones D.T., Swindells M.B., and Thornton J.M. 1997. CATH: a hierarchic classification of protein domain structures. // Structure. V.5, P. 1093-1108.

296. Otzen D.E., and Fersht A.R. 1998. Folding of circular and permuted chymotrypsin inhibitor 2: retention of the folding nucleus. // Biochemistry. V.37, P.8139-8146.

297. Otzen D.E., and Oliveberg M. 1999. Salt-induced detour through compact regions of the protein folding landscape. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.96, P.l 1746-11751.

298. Otzen D.E., Kristensen 0., Proctor M., and Oliveberg M. 1999. Structural changes in the transition state of protein folding: Alternative interpretations of curved chevron plots. // Biochemistry. V.3 8, P.6499-6511.

299. Paci E., Clarke J., Steward A., Vendruscolo M., and Karplus M. 2003. Self-consistent determination of the transition state for protein folding: application to a fibronectin type III domain. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.l00, P.394-399.

300. Paci E., Vendruscolo M., Dobson C.M., and Karplus M. 2002. Determination of a transition state at atomic resolution from protein engineering data. // J. Mol. Biol. V.324, P.151-163.

301. Pande V.S., and Rocksar D.S. 1999a. Folding pathway for a lattice model proteins. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.96, P.1273-1278.

302. Pande V.S., and Rokhsar D.S. 1999b. Molecular dynamics simulations of unfolding and refolding of a beta-hairpin fragment of protein G. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.96, P.9062-9067.

303. Park J., and Teichmann S.A. 1998. DIVCLUS: an automatic method in the GEANFAMMER package that finds homologous domains in single- and multi-domain proteins. // Bioinformatics.V.14, P.144-150.

304. Parker M.J., and Marqusee S. 1999. The cooperativity of burst phase reactions explored. //J. Mol. Biol. V.293, P. 1195-1210.

305. Parker M.J., Dempsey C.E., Lorch M., and Clarke A.R. 1997. Acquisition of native beta-strand topology during the rapid collapse phase of protein folding. // Biochemistry. V.36, P. 13396-13405.

306. Parker M.J., Sessions R.B., Badcoe I.G., and Clarke A.R. 1996. The development of tertiary interactions during the folding of a large protein. // Fold. Des. V.l, P.145-156.

307. Parker M.J., Spencer J., and Clarke A.R. 1995. An integrated kinetic analysis of intermediates and transition states in protein folding reactions. // J. Mol. Biol. V.253,P.771-786.

308. Pawar A.P., Dubay K.F., Zurdo J., Chiti F., Vendruscolo M., and Dobson C.M. 2005. Prediction of "aggregation-prone" and "aggregation-susceptible" regions in proteins associated with neurodegenerative diseases. // J. Mol. Biol. V.350, P.379-92.

309. Perl D., Welker Ch., Schindler Т., Schroder K., Marahiel M.A., Jaenicke R., and Schmid F.X. 1998. Conservation of rapid two-state folding in mesophilic, thermophilic and hyperthermophilic cold shock proteins. // Nature Struct. Biol. V.5, P.229-235.

310. Plaxco K.W., Simons K.T., and Baker D. 1998a. Contact order, transition state placement and the refolding rates of single domain proteins. // J. Mol. Biol. V.277, P.985-994.

311. Plaxco K.W., Guijarro J.I., Morton С J., Pitkeathly M., Campbell I.D., and Dobson C.M. 1998b. The folding kinetics and thermodynamics of the Fyn-SH3 domain. //Biochemistry. V.37, P.2529-2537.

312. Plaxco K.W., Larson S., Ruczinski I., Riddle D.S., Thayer E.C., Buchwitz В., Davidson A.R., and Baker D. 2000. Evolutionary conservation in protein folding kinetics. // J. Mol. Biol. V.298, P.303-312.

313. Plaxco K.W., Spitzfaden C., Campbell I.D., and Dobson C.M. 1997. A comparison of the folding kinetics and thermodynamics of two homologous fibronectin type III modules. // J. Mol. Biol. V.270, P.763-770.

314. Plotkin S.S., and Onuchic J.N. 2000. Investigation of routes and funnels in protein folding by free energy functional methods. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.97, P.6509-6514.

315. Poulsen S.A., Watson A.A., Fairlie D.P., and Craik D.J. 2000. Solution structures in aqueous SDS micelles of two amyloid beta peptides of A beta(l-28) mutated at the alpha-secretase cleavage site (K16E, K16F). // J. Struct. Biol. V.130, P. 142-152.

316. Prevost M., and Ortmans I. 1997. Refolding simulations of an isolated fragment of barnase into a native-like |3-hairpin: evidence for compactness and hydrogen bonding as concurrent stabilizing factors. // Proteins. V.29, P.212-227.

317. Privalov P.L. 1979. Stability of proteins: small globular proteins. // Adv. Protein Chem. V.33, P. 167-241.

318. Privalov P.L. 1982. Stability of proteins. Proteins which do not present a single cooperative system. // Adv. Protein Chem. V.35, P.l-104.

319. Ptitsyn O.B. 1995. Molten globule and protein folding. (Review). // Adv. Prot. Chem. V.47, P.83-229.

320. Ptitsyn O.B. 1998. Protein folding and protein evolution: common folding nucleus in different subfamilies of c-type cytochromes? // J. Mol. Biol. V.278, P.655-666.

321. Ptitsyn O.B., and Ting K.-L. 1999. Non-functional residues in globins and their possible role as a folding nucleus. // J. Mol. Biol. V.291, P.671-682.

322. Punta M., and Rost B. 2005. Protein folding rates estimated from contact predictions. //J. Mol. Biol. V. 348. P. 507-512.

323. Ramakrishna V., and Sasidhar Y.U. 1998. Conformational features of a peptide model Ac-DTVKLMYKGQPMTFR-NH2, corresponding to an early folding 3-hairpin region of staphylococcal nuclease. // Indian J. Biochem. Biophys. V.35, P.333-338.

324. Ramirez-Alvarado M., Blanco F.J., and Serrano L. 1996. De novo design and structural analysis of a model |3-hairpin peptide system. // Nature Struct. Biol. V.3,P.604-612.

325. Ramirez-Alvarado M., Blanco F.J., and Serrano L. 2001. Elongation of the BH8 P-hairpin peptide: Electrostatic interactions in р-hairpin formation and stability. //Protein Sci. V.10, P.1381-1392.

326. Ramirez-Alvarado M., Blanco F.J., Niemann H., and Serrano L. 1997. Role of P-turn residues in |3-hairpin formation and stability in designed peptides. // J. Mol. Biol. V.273, P.898-912.

327. Ramirez-Alvarado M., Kortemme Т., Blanco F.J., and Serrano L. 1997. P-hairpin and P-sheet formation in designed linear peptides. // Bioorg. Med. Chem. V.7, P.93-103.

328. Reches M., and Gazit E. 2004. Amyloidogenic hexapeptide fragment of medin: homology to functional islet amyloid polypeptide fragments. // Amyloid. V.ll,P.81-89.

329. Reid K.L., Rodriguez H.M., Hillier B.J., and Gregoret L.M. 1998. Stability and folding properties of a model beta-sheet protein, Escherichia coli CspA. // Protein Sci. V.7, P.470-479.

330. Riddle D.S., Grantcharova V.P., Santiago J.V., Aim E., Ruczinski I., and Baker D. 1999. Experiment and theory highlight role of native state topology in SH3 folding. //Nature Struct. Biol. V.6, P.1016-1024.

331. Roccatano D., Amadei A., Di Nola A., and Berendsen H.J. 1999. A molecular dynamics study of the 41-56 P-hairpin from B1 domain of protein G. // Protein Sci. V.8, P.2130-2143.

332. Rochet J.C., and Lansbury P.T., Jr. 2000. Amyloid fibrillogenesis: themes and variations. // Curr. Opin. Struct. Biol. V.10, p.60-68. Review.

333. Roder H., Elove G.A., and Englander S.W. 1988. Structural characterization of folding intermediates in cytochrome с by H-exchange labelling and proton NMR. // Nature. V.335. P.700-704.

334. Rossmann M.G., and Liljas A. 1974. Recognition of structural domains in globular proteins. // J. Mol. Biol. V.85, P. 177-181.

335. Rudall K.M. 1952. The proteins of the mammalian epidermis. // Adv. Protein Chem. V.7, P.253-290.

336. Ryckaert J.P., Ciccotti G. and Berendsen H.J.C. 1997. Numerical integration of the cartesian equations of motion of a system with constraints: molecular dynamics ofN-alkanes. //J. Copmt. Phys. V.23, P.327-341.

337. Sali A., Shakhnovich E.I., and Karplus M. 1994. Kinetics of protein folding a lattice model study of the requirements for folding to the native state. // J. Mol. Biol. V.235,P.1614-1636.

338. Sanchez I.E., and Kiefhaber T. 2003. Origin of unusual phi-values in protein folding: evidence against specific nucleation sites. // J. Mol. Biol. V.334, P. 1077-85.

339. Santiveri C.M., Rico M., and Jimenez M.A. 2000. Position effect of cross-strand side-chain interactions on P-hairpin formation. // Protein Sci. V.9, P.2151-2160.

340. Sato S., Religa T.L., Daggett V., and Fersht A.R. 2004. Testing protein-folding simulations by experiment: В domain of protein A. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.l01, P.6952-6956.

341. Schindler Т., Herrler M., Marahiel M.A., and Schmid F.X. 1995. Extremely rapid protein folding in the absence of intermediates. // Nature Struct. Biol. V.2,P.663-673.

342. Schreiber G., and Fersht A. R. 1993. The refolding of cis- and trans-peptidylprolyl isomers of barstar. // Biochemistry. V.32, P.l 1195-11203.

343. Schulz G.E., and Schirmer R.H. 1979. Principles of Protein Structure. New York-Heidelberg-Berlin: Springer-Verlag.

344. Schymkowitz J., Rousseau F., Irvine L., and Itzhaki L. 2000. The folding pathway of the cell-cycle regulatory protein pl3sucl: clues for the mechanism of domain swapping. // Struct. Fold. Des. V.8, P.89-100.

345. Searle M.S., Williams D.H., and Packman L.C. 1995. A short linear peptide derived from the N-terminal sequence of ubiquitin folds into a water-stable non-native ^-hairpin. //Nature Struct. Biol. V.2, P.999-1006.

346. Searle M.S., Zerella R., Williams D.H., and Packman L.C. 1996. Nativelike ^-hairpin structure in an isolated fragment from ferredoxin: NMR and CD studies of solvent effects on the N-terminal 20 residues. // Protein Eng. V.9, P.559-565.

347. Segawa S.-I., and Sugihara M. 1984. Characterization of the transition state of lysozyme unfolding. I. Effect of protein-solvent interactions on the transition state. // Biopolymers. V.23, P.2473-2488.

348. Serrano L., Matouschek A., and Fersht A. R. 1992. The folding of an enzyme. III. Structure of the transition state for unfolding of barnase analyzed by a protein engineering procedure. // J. Mol. Biol. V.224, P.805-818.

349. Shakhnovich E.I. 1998. Protein design: a perspective from simple tractable models.// Fold. Des. V.3, P.R45-R58.

350. Shakhnovich E., Abkevich V., and Ptitsyn O. 1996. Conserved residues and the mechanism of protein folding. // Nature. V.379, P.96-98.

351. Shirai H., Nakajima N., Higo J., Kidera A., and Nakamura H. 1998. Conformational sampling of CDR-H3 in antibodies by multicanonical molecular dynamics simulation. // J. Mol. Biol. V.278, P.481-96.

352. Shoemaker B.A., and Wolynes P.G. 1999. Exploring structures in protein folding funnels with free energy functionals: the denatured ensemble. // J. Mol. Biol. V.287, P.657-674.

353. Shoemaker B.A., Wang J., and Wolynes P.G. 1999. Exploring structures in protein folding funnels with free energy functionals: the transition state ensemble. // J. Mol. Biol. V.287, P.675-694.

354. Shrake A., and Rupley, J.A. 1973. Environment and exposure to solvent of protein atoms. Lysozyme and insulin. // J. Mol. Biol. V.79, P.351-371.

355. Siddiqui Q.S., and Barton G.J. 1995. Continuous and discontinuous domains: an algorithm for the automatic generation of reliable protein domain definitions. //Protein Sci. V.4, P.872-884.

356. Siew N., Elofsson A., Rychlewski L., and Fischer D. 2000. MaxSub: an automated measure for the assessment of protein structure prediction quality. //Bioinformatics. V.16, P.776-785.

357. Silow M., and Oliveberg M. 1997. High-energy channeling in protein folding. //Biochemistry. V.36, P.7633-7637.

358. Silva R.A., Sherman S.A., and Keiderling T.A. 1999. р-hairpin stabilization in a 28-residue peptide derived from the P-subunit sequence of human chorionic gonadotropin hormone. // Biopolymers. V.50, P.413-423.

359. Sonnhammer E.L.L., and Kahn D. 1994. Modular arrangement of proteins as infered from analysis of homology. // Protein Sci. V.3, P.482-492.

360. Speare J.O., Rush T.S., III, Bloom M.E., and Caughey B. 2003. The role of helix 1 aspartates and salt bridges in the stability and conversion of prion protein. // J. Biol. Chem. V.278, P.12522-12529.

361. Spector S., and Raleigh D.P. 1999. Submillisecond folding of the peripheral subunit-binding domain. // J. Mol. Biol. V.293, P.763-768.

362. Spronk C.A., Linge J.P., Hilbers C.W., and Vuister G.W. 2002. Improving the quality of protein structures derived by NMR spectroscopy. // J. Biomol. NMR. V.22, P.281-289.

363. Sticht H., Bayer P., Willbold D., Dames S., Hilbich C., Beyreuther K., Frank R.W., and Rosch P. 1995. Structure of amyloid A4-(l-40)-peptide of Alzheimer's disease. // Eur. J. Biochem. V.233, P.293-298.

364. Sung S.S. 1999. Monte Carlo simulations of P-hairpin folding at constantitemperature. //Biophys. J. V.76, P.164-175.

365. Suzuki S., Galzitskaya O.V., Mitomo D., and Higo J. 2004. General dynamic properties of Abetal2-36 amyloid peptide involved in Alzheimer's disease from unfolding simulation. // J. Biochem. (Tokyo). V.l36, P.583-594.

366. Takano M., Yamato Т., Higo J., Suyama A., and Nagayama K. 1999. Molecular dynamics of a 15-residue poly (L-alanine) in water: helix formation and energetics. // J. Am. Chem. Soc. V.l21, P.605-612.

367. Tanford С. 1968. Protein denaturation. // Adv. Protein Chem. V.23, P.121-282.

368. Tang K.S., Guralnick B.J., Wang W.K., Fersht A.R., and Itzhaki L.S. 1999. Stability and folding of the tumour suppressor protein pi6. // J. Mol. Biol. V.285, P.1869-1886.

369. Tarus В., Straub J.E., and Thirumalai D. 2005. Probing the initial stage of aggregation of the Abeta (10-35)-protein: assessing the propensity for peptide dimerization. //J. Mol. Biol. V.345, P.l 141-1156.

370. Ternstrom Т., Mayor U., Akke M., and Oliveberg M. 1999. From snapshot to movie: phi analysis of protein folding transition states taken one step further. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.96, P.14854-14859.

371. Thirumalai D. 1995. From minimal models to real proteins: time scales for protein folding kinetics. // J. Physiq. Orsay Fr. V.5, P. 1457-1467.

372. Thompson A., White A.R., McLean C., Masters C.L., Cappai R., and Barrow C.J. 2000. Amyloidogenicity and neurotoxicity of peptides corresponding to the helical regions of PrP(C). // J. Neurosci. Res. V.62, P.293-301.

373. Tjernberg L.O., Callaway D.J., Tjernberg A., Hahne S., Lilliehook C., Terenius L., Thyberg J., and Nordstedt C. 1999. A molecular model of Alzheimer amyloid beta-peptide fibril formation. // J. Biol. Chem. V.274, P.12619-12625.

374. Timchenko A.A., Galzitskaya O.V., Serdyuk I.N. 1997. Roughness of the globular protein surface: analysis of high resolution X-ray data. // Proteins. V.28, P.l 94-201.

375. Tompa P. 2002. Intrinsically unstructured proteins. // Trends Biochem. Sci. V.27, P.527-33.

376. Torok M., Milton S., Kayed R., Wu P., Mclntire Т., Glabe C.G., and Langen R. 2002. Structural and dynamic features of Alzheimer's Abeta peptide in amyloid fibrils studied by site-directed spin labeling. // J. Biol. Chem. V.277, P.40810^0815.

377. Torrent J., Alvarez-Martinez M.T., Liautard J.P., Balny C., and Lange R. 2005. The role of the 132-160 region in prion protein conformational transitions. // Protein Sci. V.l4, P.956-967.

378. Tsai J., Levitt M., and Baker D. 1999. Hierarchy of structure loss in MD simulations of src SH3 domain unfolding. // J. Mol. Biol. V.291, P.215-225.

379. Udgaonkar J.B., and Baldwin R.L. 1988. NMR evidence for an early framework intermediate on the folding pathway of ribonuclease A. // Nature. V.335. P.694-699.

380. Uversky V.N., Winter S., Galzitskaya O.V., Kittler L., Lober G. 1998. Hyperphospho-rylation induces structural modification of tau-protein. FEBS Lett. V. 439, P.21-5.

381. Uversky V.N. 2002. What does it mean to be natively unfolded? // Eur. J. Biochem. V.269, P.2-12.

382. Vendruscolo M., Paci E., Dobson C.M., and Karplus M. 2001. Three key residues form a critical contact network in a protein folding transition state. //Nature. V.409, P.641-645.

383. Viguera A.R., and Serrano L. 2001. Bergerac-SH3: "frustation" induced by stabilizing the folding nucleus. // J. Mol. Biol. V.311, P.357-71.

384. Viguera A.R, Serrano L., and Wilmanns M. 1996. Different folding transition states may result in the same native structure. // Nature Struct. Biol. V.3, P.874-880.

385. Viguera A.R., Villegas V., Aviles F.X., and Serrano L. 1997. Favourable native-like helical local interactions can accelerate protein folding. // Fold. Des. V.2, P.23-33.

386. Villegas V., Azuaga A., Catasus L., Reverter D., Mateo P.L., Aviles F.X., and Serrano L. 1995. Evidence for a two-state transition in the folding process of the activation domain of human procarboxypeptidase A2. //Biochemistry. V.34, P.15105-15110.

387. Vonderviszt F, and Simon I. 1986 A possible way for prediction of domain boundaries in globular proteins from amino acid sequence. // Biochem. Biophys. Res. Commun. V.139, P.l 1-17.

388. Wang H., and Sung S.S. 1999. Effects of turn residues on P-hairpin folding: a molecular dynamics study. // Biopolymers. V.50, P.763-776.

389. Wang H., Varady J., Ng L., and Sung S.S. 1999a. Molecular dynamics simulations of (5-hairpin folding. // Proteins. V.37, P.325-333.

390. Wang L., Duan Y., Shortle R., Imperiali B. and Kollman P.A. 1999b. Study of the stability and unfolding mechanism of BBA1 by molecular dynamics simulations at different temperatures. // Protein Sci. V.8, P.1292-1304.

391. Ward J.J., McGuffin L.J., Bryson K., Buxton B.F., and Jones D.T. 2004. The DISOPRED server for the prediction of protein disorder. // Bioinformatics. V.20, P.2138-2139.

392. Wetlaufer D.B. 1973. Nucleation, rapid folding, and globular intrachain regions in proteins. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.70, P.697-701.

393. Wheelan S.J., Marchler-Bauer A., and Bryant S.H. 2000. Domain size distributions can predict domain boundaries. // Bioinformatics. V.l6, P.613-618.

394. Wittung-Stafshede P., Lee J.C., Winkler J.R., and Gray H.B. 1999. Cytochrome b562 folding triggered by electron transfer: approaching the speed limit for formation of a four-helix-bundle protein. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.96, P.6587-6590.

395. Wodak S.J., and Janin J. 1981. Location of structural domains in proteins. // Biochemistry. V.20, P.6544-6552.

396. P 428. Wolynes P.G. 1997. Folding funnels and energy landscapes of larger proteins within the capillarity approximation. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V.94, P.6170-6175.

397. Wootton J.C. 1994. Non-globular domains in protein sequences: automated segmentation using complexity measures. // Comput. Chem. V.l8, P.269-285.

398. Wright P.E., and Dyson H.J. 1999. Intrinsically unstructured proteins: reassessing the protein structure-function paradigm. // J. Mol. Biol. V.293, P.321-331.У

399. Wright P.E., Dyson H.J., and Lerner R.A. 1988. Conformation of peptide fragments of proteins in aqueous solution: implications for initiation of protein folding. // Biochemistry. V.27, P.7167-7175.

400. Xu W., Harrison, S.C. and Eck M. J. 1997. Three-dimensional structure of the tyrosine kinase c-Src. //Nature. V.385, P.595-602.

401. Yi Q., Scalley-Kim M.L., Aim E.J., and Baker D. 2000. NMR characterization of residual structure in the denatured state of protein L. // J. Mol. Biol. V.299, P.1341-1351.

402. Yoon S., and Welsh W.J. 2004. Detecting hidden sequence propensity for amyloid fibril formation. // Protein Sci. V.13, P.2149-2160.

403. Zana R. 1975. On the rate-determining step for helix-propagation in the helix-coil transition of polypeptides in solution. // Biopolymers, V.l4, P.2425-2428.

404. Zehfus M.H. 1994. Binary discontinuous compact protein domains. // Protein Eng. V.7, P.335-340.

405. Zehfus M.H., and Rose G.D. 1986. Compact units in proteins. // Biochemistry. V.25, P.5759-5765.

406. Zerella R., Evans P.A., Ionides J.M., Packman L.C., Trotter B.W., Mackay J.P., and Williams D.H. 1999. Autonomous folding of a peptide corresponding to the N-terminal P-hairpin from ubiquitin. // Protein Sci. V.8, P.1320-1331.

407. Zhou H.X., Hoess R.H., and DeGrado W.F. 1996. In vitro evolution of thermodynamically stable turns. //Nature Struct. Biol. V.3, P.446-451.