Свойства рекомбинантных целлюлаз и гемицеллюлаз Chrysosporium lucknowense тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.15, кандидат химических наук Доценко, Глеб Сергеевич

• Доценко, Глеб Сергеевич
• кандидат химических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат химических наук Доценко, Глеб Сергеевич

Список сокращений.

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

ГЛАВА 1. Основные компоненты растительной биомассы.

1.1. Строение и свойства целлюлозы.

1.2. Свойства гемицеллюлоз.

1.2.1. Природные ксилансодержащие полисахариды.

1.2.2. Природные полисахариды, содержащие галактозу и маннозу.

ГЛАВА 2. Свойства некоторых ферментов, гидролизующих целлюлозу и гемицеллюлозы.

2.1. Свойства эндоглюканаз.

2.2. Свойства (3-ксилозидаз.

2.3. Свойства а-галактозидаз.

2.4. Свойства (3-маннаназ.

2.5. Свойства (3-маннозидаз.

2.6. Свойства а-Ь-арабинофуранозидаз.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

ГЛАВА 3. Объекты исследования и методы экспериментов.

3.1. Ферменты и ферментные препараты.

3.2. Субстраты.

3.3. Реактивы.

3.4. Хроматографические сорбенты.

3.5. Определение концентрации белка.

3.6. Определение молекулярной массы ферментов.

3.7. Определение концентрации Сахаров.

3.8. Определение активности ферментов.

3.9. Определение каталитических параметров действия ферментов (Км и V ).

3.10. Изучение зависимости активности ферментов от рН и температуры.

3.11. Изучение термостабильности ферментов.

3.12. Исчерпывающий гидролиз полисахаридных субстратов.

3.13. Анализ продуктов исчерпывающего гидролиза с помощью ВЭЖХ.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

ГЛАВА 4. Свойства эндоглюканаз ЭГ1, ЭГ6, ЭГ7 С.1искпом>ете.

4.1. Субстратная специфичность эндоглюканаз ЭГ1, ЭГ6, ЭГ7.

4.2. Каталитические параметры гидролиза КМЦ эндоглюканазами ЭГ1, ЭГ6, ЭГ7.

4.3. Зависимости активности эндоглюканаз ЭГ1, ЭГ6, ЭГ7 от рН и температуры.

4.4. Стабильность эндоглюканаз ЭГ1, ЭГ6, ЭГ7.

4.5. Изменение ММР р-глюкана под действием эндоглюканаз ЭГ1, ЭГ6, ЭГ7.

4.6. Состав низкомолекулярных продуктов исчерпывающего гидролиза Р-глюкана эндоглюканазами ЭГ1, ЭГ6, ЭГ7.

4.7. Осахаривание целлюлозосодержащего сырья.

ГЛАВА 5. Свойства Р-маннаназы рМан2, Р-маннозидазы рМнз9 и а-галактозидаз аГал1 и аГал2 С.1искпом>ете.

5.1. Субстратная специфичность рМан2, рМнз9, аГал1 и аГал2.

5.2. Каталитические параметры гидролиза специфических субстратов рМан2, РМнз9, аГал1 и аГал2.

5.3. Зависимости активности рМан2, РМнз9, аГал1 и аГал2 от рН и температуры.

5.4. Стабильность рМан2, РМнз9, аГал1 и аГал2.

5.5. Исчерпывающий гидролиз галактоманнанов.

5.6. Изменение ММР карубина под действием аГал1 и аГал2 СЛискпоуоете, аГалА и аГалС Р.сапезсет и рМан2 С.1искпом>ете и рМан Т.геезе1.

5.7. Состав низкомолекулярных продуктов исчерпывающего гидролиза карубина и стахиозы.

5.8. Галактоманнаны различной структуры как инструмент для изучения субстратной специфичности р-маннаназ.

ГЛАВА 6. Свойства Р-ксилозидаз рКсз1 и рКсз5 и а-Ь-арабинофуранозидазы АФ

С.1искпом>ете.

6.1. Субстратная специфичность рКсз1, рКсз5 и АФ7.

6.2. Каталитические параметры рКсз1, рКсз5 и АФ7.

6.3. Зависимости активности рКсз1, рКсз5 и АФ7 от рН и температуры.

6.4. Стабильность рКсз1, рКсз5 и АФ7.

6.5. Исчерпывающий гидролиз специфических субстратов и растительного сырья РКсз1, рКсз5 и АФ7.

6.6. Изменение ММР специфических субстратов под действием рКсз1, рКсз5 и

АФ7 СЛискпоч/ете.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Свойства рекомбинантных целлюлаз и гемицеллюлаз Chrysosporium lucknowense»

Развитие человеческой цивилизации во все времена было тесно связано с освоением и использованием различных источников энергии. При этом для сохранения темпов развития требовалось поддержание определённого уровня энергозатрат, а для открытия новых горизонтов оказывалось необходимым увеличение энерговложений. Поэтому поиск новых источников энергии и их эффективное использование всегда являлось актуальной задачей, стоящей перед человечеством. Не стало исключением и наше время, и суть этой задачи сохранилась, однако 21 век всё же внёс свою специфику в постановку этой задачи и в требования к её предлагаемым решениям. Так, современный источник энергии должен удовлетворять критериям доступности, мощности, экологичности, возобновляемости, а также конкурентоспособности с традиционными углеводородными энергоносителями. Растительное сырьё удовлетворяет всем выдвинутым критериям, и усилия биотехнологов направлены на разработку наиболее эффективных способов его использования.

Промышленная технология ферментов начала развиваться в первой четверти 20 века и довольно скоро стало понятным, что большое разнообразие ферментов и их характеристик предоставляет широкие возможности не только для эффективной переработки растительного сырья, но и для всевозможных контролируемых модификаций различных растительных биополимеров с последующим получением продуктов, обладающих ценными, заранее определёнными свойствами. В настоящее время интенсивный поиск новых продуцентов ферментов по-прежнему продолжается, а изучение свойств этих ферментов и их генно-инженерных модификаций является неотъемлемой частью современной биотехнологии.

В результате совместных исследований, проведённых на кафедре химической энзимологии МГУ имени М. В. Ломоносова, в Институте биохимии и физиологии микроорганизмов имени Г. К. Скрябина и нашими зарубежными коллегами, был найден перспективный продуцент ферментов, обладающих ценными биотехнологическими свойствами и способных гидролизовать различные углеводсодержащие субстраты - гриб СЬгуъозрогтт lucknowen.se, в последнее время известный также под названием Mycelioph.th.or thermoph.Ua [1, 2].

Ранее в нашей лаборатории были изучены свойства некоторых эндоглюканаз, целлобиогидролаз [3, 4] и ксиланаз [5], секретируемых этим грибом, в то время как другие целлюлазы и гемицеллюлазы подробно не исследовались. Поэтому целью данной диссертационной работы являлось изучение свойств новых, не исследованных ранее ферментов гриба СЛискпом/ете. Выбор этой цели был продиктован как необходимостью систематизировать знания о составе и свойствах индивидуальных компонентов, входящих в состав ферментного комплекса, секретируемого С.1искпоч>ете, так и перспективой их использования в процессах трансформации углеводсодержащего растительного сырья.

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

1) Изучить биохимические свойства десяти новых ферментов СЛискпом^ете: трёх эндоглюканаз, двух а-галактозидаз, Р-маннаназы, Р-маннозидазы, двух Р-ксилозидаз и а-арабинофуранозидазы (субстратная специфичность, каталитические параметры гидролиза специфических субстратов, рН- и температурная зависимости активности, термостабильность, характер изменения ММР в процессе гидролиза полимерных субстратов).

2) Исследовать возможности модификации полисахаридных субстратов этими гомогенными ферментами, их смесями между собой и с ферментами других грибных продуцентов.

3) Исследовать возможности гидролиза биотехнологического растительного сырья гомогенными ферментами, их смесями между собой и с ферментами других грибных продуцентов.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ ГЛАВА 1. ОСНОВНЫЕ КОМПОНЕНТЫ РАСТИТЕЛЬНОЙ

БИОМАССЫ

Основной частью органической материи на Земле являются клеточные стенки растений. Общие запасы растительной биомассы составляют около одного триллиона тонн, что делает данный материал привлекательным возобновляемым сырьем для получения различных видов топлива и других полезных продуктов [6, 7].

Наиболее важные химические компоненты клеточных стенок растений - это полисахариды [8, 9], которые можно разделить на две большие группы. Полисахариды первой группы - длинные неразветвленные молекулы, существующие в основном в кристаллической форме, которые в клеточной стенке агрегированы в пучки, называемые микрофибриллами. Наиболее распространенным микро-фибриллярным полисахаридом растительной биомассы является целлюлоза. Микрофибриллы заключены в матрикс, состоящий из полисахаридов второй группы, которые не имеют кристаллической структуры. Полисахариды матрикса, в свою очередь, делятся по химической структуре и растворимости на пектины и гемицеллюлозы. Пектины хорошо экстрагируются кипящей водой, в то время как гемицеллюлозы растворимы лишь в 6М растворе №ОН (микрофибриллярные полисахариды не растворимы ни в кипящей воде, ни в щелочи) [10].

Также в состав клеточных стенок большинства высших растений входят лигнин, белки и, в некоторых случаях, неорганические включения (главным образом карбонаты и силикаты кальция [11].

Заключение диссертации по теме «Катализ», Доценко, Глеб Сергеевич

выводы

1. Определена субстратная специфичность, каталитические и биохимические параметры десяти ферментов, кодируемых молчащими генами Скгуъозрогшт 1искпом>ете\ трёх эндоглюканаз (ЭГ1 гликозилгидролазная семья (ГС) 7; ЭГ6 ГС6; ЭГ7 ГС6), двух а-галактозидаз (аГал1, аГал2 ГС27), (3-маннаназы фМан2 ГС5), (3-маннозидазы (РМнз9 ГС2), двух Р-ксилозидаз (рКсз1, рКсз5 ГСЗ) и а-Ь-арабинофуранозидазы (АФ7 ГС43).

2. Показано, что эти ферменты отличаются от продуцируемых грибом СЛискпом>ете целлюлаз и гемицеллюлаз и представляют широкий спектр гликозилгидролаз, обладающих различной субстратной специфичностью и свойствами.

3. Среди гликозилгидролаз, кодируемых молчащими генами СЛискпоучете, обнаружены ЭГ6, являющаяся, по-видимому, белком-энхансером, увеличивающим эффективность гидролитического действия других целлюлаз на нерастворимые целлюлозосодержащие субстраты, и РКсз5, обладающая нехарактерной для ферментов своего класса широкой субстратной специфичностью и способная гидролизовать до высоких степеней конверсии не только ксилозо-, но и глюкозосодержащие полисахаридные и олигосахаридные субстраты по механизму экзо-деполимеризации.

4. Показано, что комбинированное применение двух а-галактозидаз (аГал1, аГал2), р-маннаназы (рМан2) и Р-маннозидазы (РМнз9) СЛискпом>ете позволяет эффективно трансформировать как полисахаридные, так и олигосахаридные галактозо- и маннозосодержащие субстраты в продукты с определённой химической структурой и степенью полимеризации.

5. Предложена новая статистическая модель, описывающая распределение замещенных и незамещенных звеньев полимерной цепи галактоманнанов (ГМ), позволяющая характеризовать как структуру ГМ, так и субстратную специфичность ГМ-гидролизующих ферментов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Доценко, Глеб Сергеевич, 2012 год

1. Hinz S.W.A., Pouvreau L., Joosten R., Bartels J., Jonathan M.C., Wery J., Schols H.A. Hemicellulase production in Chrysosporium lucknowense CI. J. Cereal Sci., 2009, v. 50, p. 31823.

2. Бухтояров Ф.Е. Выделение и свойства целлюлаз мицелиального гриба Chrysosporium lucknowense. Диссертация на соискание ученой степени канд. хим. наук, Москва, МГУ, 2004, 125 с.

3. Шульга Т.Н. Свойства целлобиогидролаз из грибов Chrysosporium lucknowense и Trichoderma reesei. Диссертация на соискание ученой степени канд. хим. наук, Москва, МГУ, 2008, 125 с.

4. Устинов Б.Б. Свойства ксиланаз Chrysosporium lucknowense. Диссертация на соискание ученой степени канд. хим. наук, Москва, МГУ, 2006, 148 с.

5. Sims R.E.H., Mabee W., Saddler J.N., Taylor M. An overview of second generation biofuel technologies. Biores. Technol., 2010, v. 101, p. 1570-1580.

6. Peralta-Yahya P.P., Keasling J.D. Advanced biofuel production in microbes. Biotechnol. J., 2010, v. 5, p. 147-162.

7. Abramson M., Shoseyov O., Shani Z. Plant cell wall reconstruction toward improved lignocellulosic production and processability. Plant Sci., 2010, v. 178, p. 61-72.

8. Stephen A.M. (ed.) Food polysaccharides and their applications. Marcel Dekker, Inc., New York, 1995, 654 pp.

9. Stephen C.F. Cell wall polysaccharide composition and covalent crosslinking. In Annual Plant Reviews, edited by Peter Ulvskov. Plant polysaccharides, biosynthesis and bioengineering. Blackwell Publishing, 2011, v. 41, p. 1-42.

10. O'Neill M.A., York W.S. The composition and structure of plant primary cell walls. In Annual Plant Reviews, edited by Rose J.K.C. The Plant Cell Wall, Blackwell Publishing, 2003, v. 8, p. 1-54.

11. Pérez S., Samain D. Structure and engineering of celluloses. Advan. Carbohyd. Chem. Biochem., 2010, v. 64, p. 25-116.

12. Роговин З.А. Химия целлюлозы, M., Химия, 1972, 519 с.

13. Целлюлоза и ее производные (ред. И.Байклз, Л.Сегал), М., Мир, 1974, в 2-х томах, т.1 -500 е., т.2- 510 с.

14. Азаров В.И., Буров А.В., Оболенская А.В. Химия древесины и синтетических полимеров, СПб., СПбЛТА, 1999, 628 с.

15. Jarvis M.J. Plant cell walls: supramolecular structures. Food Hydrocolloid., 2011, v. 25, p. 257-262.

16. Peng F., Peng P., Xu F., Sun R.-C. Fractional purification and bioconversion of hemicelluloses. Biotechnol. Adv., 2012, v. 30, p. 879-903.

17. Xu F. Structure, ultrastructure and chemical composition. In Cereal Straw as a Resource for Sustainable Bio Materials and Biofuels. First edition. Elsevier, 2010, p. 9-47.

18. Ren J.-L., Sun R.-C. Hemicelluloses. In Cereal Straw as a Resource for Sustainable Bio Materials and Biofuels. First edition. Elsevier, 2010, p. 73-130.

19. Samanta A.K., Jayapal N., Kolte A.P., Senani S., Sridhar M., Suresh K.P., Sampath K.T. Enzymatic production of xylooligosaccharides from alkali solubilized xylan of natural grass (Sehima nervosum). Biores. Technol., 2012, v. 112, p. 199-205.

20. Sedlmeyer F.B. Xylan as by-product of biorefineries: characteristics and potential use for food applications. Food Hydrocolloid., 2011, v. 25, p. 1891-1898.

21. Fundadora N.G.V., Enomoto-Rogersa Y., Takemura A., Iwata T. Acetylation and characterization of xylan from hardwood kraft pulp. Carbohyd. Polym., 2012, v. 87, p. 170- 176.

22. Hayashi T. Xyloglucans in the primary cell walls. Annu. Rev. Plant. Physiol., 1989, v. 40, p. 139-168.

23. Bimalendu R., Corinne L.B., Catherine L., Eric C., Azeddine D., Patrice L. Structural investigation of hemicellulosic polysaccharides from Argania spinosa: characterization of a novel xyloglucan motif. Carbohyd. Res., 2004, v. 339, p. 201-208.

24. Makaravicius T., Basinskiene L., Juodeikiene G., van Gool M.P., Schols H.A. Production of oligosaccharides from extruded wheat and rye biomass using enzymatic treatment. Catal. Today., 2012, DOI 10.1016/j.cattod.2012.02.053.

25. Nishitani K., Donald J.N. An enzyme probe for the resolution of glucuronoxylan and glucuronoarabinoxylan structures. Food Hydrocolloid., 1991, v. 5, p. 197-207.

26. Coughlan M.P., Hazlewood G.P. Hemicellulose and hemicellulases, Portland Press Research Monograph, London-Chapel Hill, 1993, v.4,120 pp.

27. Vries R.P., Broeck H.C., Dekkers E., Manzanares P., Graaff L.H., Visser J. Differential expression of three a-galactosidase genes and a single a-galactosidase gene from Aspergillus niger. AEM, 1999, v. 65, p. 2453-2460.

28. Luonteri E., Tenkanen M., Viikari L. Substrate specifities of Penicillium simplicissium alpha-galactosidases. Enzyme Microb. Technol., 1998, v. 22, p. 192-198.

29. Teixeira J.S., McNeill V., Ganzle M.G. Levansucrase and sucrose phoshorylase contribute to raffinose, stachyose, and verbascose metabolism by lactobacilli. Food Microbiol., 2012, v. 31, p. 278-284.

30. Song D., Chang S.K.C. Enzymatic degradation of oligosaccharides in pinto bean flour. J. Agr. Food Chem., 2006, v. 54, p. 1296-1301.

31. Painter T.J. Structural evolution of glycans in algae. Pure Appl. Chem., 1983, v. 55, p. 677694.

32. Simoes J., Nunes F.M., Domingues P., Coimbra M.A., Domingues M.R. Mass spectrometry characterization of an Aloe vera mannan presenting immunostimulatory activity. Carbohyd. Polym., 2012, v. 90, p. 229-236.

33. Simxes J., Nunes F.M., Domingues M.R.M., Coimbra M.A. Structural features of partially acetylated coffee galactomannans presenting immunostimulatory activity. Carbohyd. Polym., 2010, v. 79, p. 397^102.

34. An N.T., Thien D.T., Dong N.T., Dung P.L., Du N.V. Characterization of glucomannan from some Amorphophallus species in Vietnam. Carbohyd. Polym., 2010, v. 80, p. 308-311.

35. Tatirat O., Charoenrein S. Physicochemical properties of konjac glucomannan extracted from konjac flour by a simple centrifugation process. LWT Food Science and Technology, 2011, v. 44, p. 2059-2063.

36. Ademark P., Larsson M., Terneld F., Stalband H. Multiple a-galactosidases from Aspergillus niger. purification, characterization and substrate specificities. Enzyme Microb. Technol., 2001, v. 29, p. 441-448.

37. Xu C., Leppanen A.-S., Eklund P., Holmlund P., Sjoholm R., Sundberg K., Willfor S. Acetylation and characterization of spruce (Picea abies) galactoglucomannans. Carbohyd. Res., 2010, v. 345, p. 810-816.

38. Pollard M.A., Eder В., Fischer P., Windhab E.J. Characterization of galactomannans isolated from legume endosperms of Caesalpinioideae and Faboideae subfamilies by multidetection aqueous SEC. Carbohyd. Polym., 2010, v. 79, p. 70-84.

39. Щербухин В.Д., Анулов О.В. Галактоманнаны семян бобовых (обзор). Прикладная биохимия и микробиология, 1999, т. 35, с. 257-274.

40. Williams J., Villarroya H., Petek F. a-Galactosidases II, III and IV from seeds of Trifolium repens. Biochem. J„ 1978, v. 175, p. 1069-1077.

41. Simxes J., Nunes F.M., Domingues M.R., Coimbra M.A. Demonstration of the presence of acetylation and arabinose branching as structural features of locust bean gum galactomannans. Carbohyd. Polym., 2011, v. 86, p. 1476- 1483.

42. Cerqueira M.A., Souza B.W.S., Simoes J., Teixeira J.A., Domingues M.R.M., Coimbra M.A., Vicente A.A. Structural and thermal characterization of galactomannans from non-conventional sources. Carbohyd. Polym., 2011, v. 83, p. 179-185.

43. Funami T., Kataoka Y., Omoto T., Goto Y., Asai I., Nishinari K. Effects of non-ionic polysaccharides on the gelatinization and rétrogradation behavior of wheat starch. Food Hydrocolloid., 2005, v. 19, p. 1-13.

44. Clarke A.J. Biodégradation of cellulose. Enzymology and biotechnology, Technomic Publishing Company Inc., Lancaster, 1997, 272 pp.

45. Vlasenko E., Schulein M., Cherry J., Xu F. Substrate specificity of family 5, 6, 7, 9, 12 and 45 endoglucanases. Biores. Technol., 2010, v. 101, p. 2405-2411.

46. Tong C.C., Cole A.L., Shepherd M.G. Purification and properties of the cellulases from the thermophilic fungus Thermoascus auranticus. Biochem. J., 1980, v. 191, p. 83-94.

47. Schulein M. Enzymatic properties of cellulases from Humicula insolens. J. Biotechnol., 1997, v. 57, p. 71-81.

48. Lindenmuth B.E., McDonald K.A. Production and characterization of Acidothermus cellulolyticus endoglucanase in Pichia pastoris. Protein Express. Purif., 2011, v. 77, p. 153-158.

49. Mansfield S.D., Saddler J.N., Guebitz G.M. Characterization of endoglucanases from the brown rot fungi Gloeophyllum sepiarium and Gloeophyllum trabeum. Enzyme and Microbial Technology, 1998, v. 23, p. 133-140.

50. Bhat M.K., McCrae S.I., Wood T.M. The endo-l,4-P-D-glucanase system of Pénicillium pinophilum cellulase: isolation, purification and characterization of five major endoglucanase components. Carbohyd. Res., 1989, v. 190, p. 279-297.

51. Takashima S., Iikura H., Nakamura A., Hidaka M., Masaki H., Uozumi T. Overproduction of recombinant Trichoderma reesei cellulases by Aspergillus oryzae and their enzymatic properties. J. Biotechnol., 1998, v. 65, p. 163-171.

52. Claeyssens M., Nerinckx W., Piens K. Carbohydrases from Trichoderma reesei and other microorganizms. Structure, biochemistry, genetics and applications. The Royal Society of Chemistry, Cambridge, 1998, 238 pp.

53. Elvan H., Ertunga N.S., Yildirim M., Colak A. Partial purification and characterisation of endoglucanase from an edible mushroom, Lepista flaccida. Food Chem., 2010, v. 123, p. 291— 295.

54. Zhang F., Chen J.J., Ren W.Z., Nie G.H., Ming H., Tang S.K., Li W.J. Cloning, expression and characterization of an alkaline thermostable GH9 endoglucanase from Thermobifida halotolerans YIM 90462T. Biores. Technol., 2011, v. 102, p. 10143-10146.

55. Nakanishi A., Kuroda K, Ueda M. Direct fermentation of newspaper after laccase treatment using yeast codisplaying endoglucanase, cellobiohydrolase and P-glucosidase. Renewable Energy, 2012, v. 44, p. 199-205.

56. Delabona P.S., Pirota R.D.P.B., Codima C.A., Tremacoldi C.R., Rodrigues A., Farinas C.S. Using Amazon forest fungi and agricultural residues as a strategy to produce cellulolytic enzymes. Biomass Bioenerg., 2012, v. 37, p. 243-250.

57. Girio F.M., Fonseca C., Carvalheiro F., Duarte L.C., Marques S., Bogel-Lukasik R. Hemicelluloses for fuel ethanol: A review. Biores. Technol., 2010, v. 101, p. 4775-4800.

58. Henrissat B., Bairoch A. Updated the Sequence-Based Classification of Glycosyl Hydrolases. Biochem. J., 1996, v. 316, p. 695-696.

59. Juturu W., Wu J.C. Microbial xylanases: Engineering, production and industrial applications. Biotechnol. Adv., 2011, DOI 10.1016/j.biotechadv.2011.11.006.

60. Voremen S., Heldens J., Boyd C., Henrissat B., Keen N.T. Cloning and characterization of the bgx4 gene from Erwinia chryzanthemi D1 which encodes a P-glucosidase/xylosidase. Mol. Gen. Genet., 1995, v. 246, p. 465-477.

61. De Vries R.P. Acessory enzymes from Aspergillus involved in xylan and pectin degradation. PhD Dissertation, Agricultural University, Wageningen, Netherlands, 1992.

62. Bergquist P.L., Saul D.J., Gibbs M.D., Morris D.D., Te'o V.S.J., Morgan H.W. Molecular diversity of thermophilic cellulolytic and hemicellulolytic bacteria. FEMS Microbiol. Ecol., 1999, v. 28, p. 99-110.

63. Oh H., Choi Y. Sequence analysis of P-xylosidase gene from Bacillus stearothermophilus. Korean Journal of Applied Microbiology and Biotechnology, 1994, v. 22, p. 134-142.

64. Kiss T., Kiss L. Purification and characterization of an extracellular P-D-xylosidase from Aspergillus carbonarius. World J. Microbiol. Biotechnol., 2000, v. 16, p. 465-470.

65. Kumar S., Ramon D. Purification and regulation of the synthesis of a P-xyiosidase from Aspergillus nidulans. FEMS Microbial. Lett., 1996, v. 135, p. 287-293.

66. Ransom R.F., Walton J.D. Purification and characterization of extracellular P-xylosidase and a-arabinosidase from the plant pathogenus fungus Cochliobolus carbonum. Carbohyd. Res., 1997, v. 297, p. 357-364.

67. Saha B.C. Purification and characterization of an extracellular P-xylosidase from a newly isolated Fusarium verticillioides. J. Ind. Microbial. Biotechnol., 2001, v. 27, p. 241-245.

68. Saha B.C. Purification and properties of an extracellular P-xylosidase from a newly isolated Fusariumproliferatum. Biores. Technol., 2003, v. 90, p. 33-38.

69. Almeida E.M.D., Lourdes M.D., Polizeli T.M., Terenzi H.F., Jorge J.A. Purification and biochemical characterization of P-xylosidase from Humicola grisea var. Thermoidea. FEMS Microbial. Lett., 1995, v. 130, p. 171-176.

70. Garcia-Campayo V., Wood T.M. Purification and characterization of a P-D-xylosidase from the anaerobic rumen fungus Neomallimastix frontalis. Carbohyd. Res., 1993, v. 242, p. 229-245.

71. Rasmussen L.E., Sorensen H.R., Vind J., Vikso-Nielsen A. Mode of action and the properties of the P-xylosidases from Talaromyces emersonii and Trichoderma reesei. Biotechnol. Bioeng., 2006, v. 94, p. 869-876.

72. Stutzenberger F., Bodine A.B. Thermostable P-xylosidase from Thermomonospora curvata. J. Ind. Microbial. Biotechnol., 1998, v. 20, p. 55-60.

73. De A.Ximenes F., Paula Silveria F.Q., Filho E.X. Production of P-xylosidase activity by Trichoderma harzianum strains. Curr. Microbiol., 1996, v. 33, p. 71-77.

74. Herrmann M.C., Vrsanska M., Jurikova M., Hirrsch J., Biely P., Kubicek C.P. The p-D-xylosidase of Trichoderma reesei is a multifunctional P-D-xylan xylohydrolase. Biochem. J., 1997, v. 321, p. 375-381.

75. Ohta K., Fujimoto H., Fujii S., Wakiyama M. Cell-associated P-xylosidase from Aureobasidium pullulans ATCC 20524: Purification, properties, and characterization of the encoding gene. J. Biosci. Bioeng., 2010, v. 110, p. 152-157.

76. Teng C., Jia H., Yan Q., Zhou P., Jiang Z. High-level expression of extracellular secretion of a b-xylosidase gene from Paecilomyces thermophila in Escherichia coli. Biores. Technol., 2011, v. 102, p. 1822-1830.

77. Gottschalk L.M.F., Oliveira R.A., Bon E.P.S. Cellulases, xylanases, P-glucosidase and ferulic acid esterase produced by Trichoderma and Aspergillus act synergistically in the hydrolysis of sugarcane bagasse. Biochem. Eng. J., 2010, v. 51, p. 72-78.

78. Polizeli M.L., Rizzatti A.C., Monti R., Terenzi H.F., Jorge J.A., Amorim D.S. Xylanases from fungi: properties and industrial applications. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2005, v. 67, p. 577-591.

79. Dumona C., Songa L., Bozonneta S., Faurea R., O'Donohuea M.J. Progress and future prospects for pentose-specific biocatalysts in biorefining. Process Biochem., 2012, v. 47, p. 346357.

80. Anisha G.S., John R.P., Prema P. Substrate specificities and mechanism of action of multiple a-galactosidases from Streptomyces griseoloalbus. Food Chem., 2011, v. 124, p. 349-353.

81. Baik S., Saito K., Yokota A., Asano K., Tomita F. Molecular cloning and high-level expression in E.coli of fungal a-galactosidase from Absidia corymbifera IFO 8084. J. Biosci. Bioeng., 2000, v. 90, p. 168-173.

82. Bahl O., Agrawal K. Glycosidases of Aspergillus niger. J. Biol. Chem., 1969, v. 244, p. 2970-2978.

83. Manzanares P. Characterization of galactosidase from Aspergillus niger. purification of a novel a-galactosidase activity. Enzyme Microb. Technol., 1998, v. 22, p. 383 -390.

84. Lee Y.C., Wacek V. Galactosidases from Aspergillus niger. Arch. Biochem. Biophys., 1970, v. 138, p. 264-271.

85. Puchart V., Vrsanska M., Bhat M.K., Biely P. Purification and characterization of a-galactosidase from thermophilic fungus Thermomyces lanuginosus. Biochimica et Biophysica Acta, 2000, v. 1524, p. 27-37.

86. Shivam K., Mishra S.K. Purification and characterization of a thermostable a-galactosidase with transglycosylation activity from Aspergillus parasiticus MTCC-2796. Process Biochem., 2010, v. 45, p. 1088-1093.

87. Kurakake M., MoriyamaY., Sunouchi R., Nakatani S. Enzymatic properties and transglycosylation of a-galactosidase from Penicillium oxalicum SO. Food Chem., 2011, v. 126, p. 177-182.

88. Синицына О.А., Федорова E.A., Вакар И.М., Кондратьева Е.Г., Рожкова A.M., Соколова J1.M., Бубнова Т.М., Окунев О.Н., Чулкин A.M., Винецкий Ю.П., Синицын А.П. Выделение и свойства а-галактозидаз Penicillium canescens. Биохимия, 2008, т. 73, с. 127138.

89. Kumar S.K.P., Mulimani V.H. Continuous hydrolysis of raffinose family oligosaccharides in soymilk by fluidized bed reactor. LWT Food Science and Technology, 2010, v. 43, p. 220225.

90. Cao Y., Yuan T., Shi P., Luo H., Li N., Meng K., Bai Y., Yang P., Zhou Z., Zhang Z., Yao B. Properties of a novel a-galactosidase from Streptomyces sp. S27 and its potential for soybean processing. Enzyme Microb. Technol., 2010, v. 47, p. 305-312.

91. Kaneco R., Kusakabe I., Sakai Y., Murakami K. Substrate specifity of alpha-galactosidase from Mortierella vinacea. Agricultural and Biological Chemistry, 1990, v. 54, p. 237-238.

92. Mohamad S.N., Ramanan R.N., Mohamad R., Ariff A.B. Improved mannan-degrading enzymes'production by Aspergillus niger through medium optimization. New Biotechnology, 2010, v. 28, p. 146-152.

93. Zahura U.A., Rahman M.M., Inoue A., Tanaka H., Ojima T. An endo-ß-l,4-mannanase, AkMan, from the common sea hare Aplysia kurodai. Comparative Biochemistry and Physiology, Part B, 2010, v. 157, p. 137-143.

94. Kumagai Y., Usuki H., Yamamoto Y., Yamasato A., Arima J., Mukaihara T., Hatanaka T. Characterization of calcium ion sensitive region for ß-mannanase from Streptomyces thermolilacinus. Biochimica et Biophysica Acta, 2011, v. 1814, p. 1127-1133.

95. Phama T.A., Berrina J.G., Recorda E., Tob K.A., Sigoillot J.C. Hydrolysis of softwood by Aspergillus mannanase: role of a carbohydrate-binding module. J. Biotechnol., 2010, v. 148, p. 163-170.

96. Ademark P., Varga A., Medve J., Harjunp V., Drakenberg T., Tjerneld F., Stelbrand H. Soft-wood hemicellulose-degrading enzymes from Aspergillus niger. purification and properties of p-mannanase. J. Biotechnol., 1998, v. 63, p. 199-210.

97. Wua M., Tang C., Li J., Zhang H., Guo J. Bimutation breeding of Aspergillus niger strain for enhancing P-mannanase production by solid-state fermentation. Carbohyd. Res., 2011, v. 346, p. 2149-2155.

98. Ferreira H.M., Filho E.X.F. Purification and characterization of a b-mannanase from Trichoderma harzianum strain T4. Carbohyd. Polym., 2004, v. 57, p. 23-29.

99. Stalbrand H., Siika-aho M., Tenkanen M., Viikari L. Purification and characterization of two P-mannanases from Trichoderma reesei. J. Biotechnol., 1993, v. 29, p. 229-242.

100. Kurakake M., Sumida T., Masuda D., Oonishi S., Komaki T. Production of galacto- manno-oligosaccharides from guar gum by beta-mannanase from Penicillium oxalicum SO. J. Agr. Food Chem., 2006, v. 54, p. 7885-7889.

101. Cai H., Shi P., Luo H., Bai Y., Huang H., Yang P., Yao B. Acidic P-mannanase from Penicillium pinophilum CT. cloning, characterization and assessment of its potential for animal feed application. J. Biosci. Bioeng., 2011, v. 112, p. 551-557.

102. Wang Y., Shi P., Luo H., Bai Y., Huang H., Yang P., Xiong H., Yao B. Cloning, overexpression and characterization of an alkali-tolerant endo-P-l,4-mannanase from Penicillium freii F63. J. Biosci. Bioeng., 2012, v. 113, p. 710-714.

103. Katrolia P., Zhou P., Zhang P., Yan Q., Li Y., Jiang Z., Xu H. High level expression of a novel P-mannanase from Chaetomium sp. Exhibiting efficient mannan hydrolysis. Carbohyd. Polym., 2012, v. 87, p. 480- 490.

104. Wang H., Luo H., Li J., Bai Y., Huang H., Shi P., Fan Y., Yao B. An a-galactosidase from an acidophilic Bispora sp. MEY-1 strain acts synergistically with ß-mannanase. Biores. Technol., 2010, v. 101, p. 8376-8382.

105. Blibech M., Chaari F., Bhiri F., Dammak I., Ghorbel R.E., Chaabouni S.E. Production of manno-oligosaccharides from locust bean gum using immobilized Penicillium occitanis mannanase. J. Mol. Catal. B-Enzym., 2011, v. 73, p. 111-115.

106. Ozturk B., Cekmecelioglu D., Ogel Z.B. Optimal conditions for enhanced ß-mannanase production by recombinant Aspergillus sojae. J. Mol. Catal. B-Enzym., 2010, v. 64, p. 135-139.

107. Jiang Z., Wei Y., Li D., Li L., Chai P., Kusakabe I. High-level production, purification and characterization of a thermostable ß-mannanase from the newly isolated Bacillus subtilis WY34. Carbohyd. Polym., 2006, v. 66, p. 88-96.

108. Turner P., Mamo G., Karlsson E.N. Potential and utilization of thermophiles and thermostable enzymes in biorefining. Microb. Cell. Fact., 2007, v. 6, p. 1-9.

109. Sachslehner A., Foidl G., Foidl N., Gubitz G., Haltrich D. Hydrolysis of isolated coffee mannan and coffee extract by mannanases of Sclerotium rolfsii. J. Biotechnol., 2000, v. 80, p. 127-134.

110. Kote N.V., Patil A.G., Mulimani V.H. Optimization of the production of thermostable endo-beta-1,4 mannanases from a newly isolated Aspergillus niger gr and Aspergillus flavus gr. Appl. Biochem. Biotech., 2009, v. 152, p. 213-223.

111. Ethier N., Talbot G., Sygusch J. Gene cloning, DNA sequencing, and expression of thermostable beta-mannanase from Bacillus stearothermophilus. AEM, 1998, v. 64, p. 44284432.

112. Bourgault R., Oakley A.J., Bewley J.D., Wilce M.C. Three-dimensional structure of (1,4)-beta-D-mannan mannanohydrolase from tomato fruit. Protein Sci., 2005, v. 14, p. 1233-1241.

113. Ademark P., Lundqvist J., Hagglund P., Tenkanen M., Torto N., Tjerneld F., Stalbrand H. Hydrolytic properties of a beta-mannosidase purified from Aspergillus niger. J. Biotechnol., 1999, v. 75, p. 281-289.

114. Andreotti G., Giordano A., Tramice A., Mollo E., Trincone A. Purification and characterization of a P-D-mannosidase from the marine anaspidean Aplysia fasciata. J. Biotechnol., 2005, v. 119, p. 26-35.

115. Bauer M.W., Bylina E.J., Swanson R.V., Kelly R.M. Comparison of a P-glucosidase and a P-mannosidase from the Hyperthermophilic Archaeon Pyrococcus furiosus. The J. Biol. Chem., 1996, v. 271, p. 23749-23755.

116. Zahura U.A., Rahman M.M., Inoue A., Ojima T. Characterization of a P-D-mannosidase from a marine gastropod, Aplysia kurodai. Comparative Biochemistry and Physiology, Part B, 2012, v. 162, p. 24-33.

117. Bouquelet S., Spik G., Montreuil J. Properties of a beta-D-mannosidase from Aspergillus niger. Biochimica et Biophysica Acta, 1978, v. 522, p. 521-530.

118. Zhao W., Zheng J., Zhou H. A thermotolerant and cold-active mannan endo-l,4-P-mannosidase from Aspergillus niger CBS 513.88: Constitutive overexpression and high-density fermentation in Pichia pastoris. Biores. Technol., 2011, v. 102, p. 7538-7547.

119. Wan C.C., Muldrey J.E., Li S.-C., Li Y.-T. P-Mannosidase from the mushroom Polyporus sulfurous. J. Biol. Chem., 1976, v. 251, p. 4384-4388.

120. Sone Y., Misaki A. Purification and characterization of P-D-Mannosidase and P-N-Acetyl-D-Hexosaminidase of Tremella fuciformis. Journal of Biochemistry, 1978, v. 83, p. 1135-1144.

121. Prendecka M., Buczynska A., Rogalski J. Purification and characterization of beta-mannosidases from white rot fungus Phlebia radiate. Pol. J. Microbiol., 2007, v. 56, p. 139-147.

122. Lim Y.R., Yeom S.J., Kim Y.S., Oh D.K. Synergistic production of L-arabinose from arabinan by the combined use of thermostable endo- and exo-arabinanases from Caldicellulosiruptor saccharolyticus. Biores. Technol., 2011, v. 102, p. 4277^-280.

123. Ravanal M.C., Rosa L., Eyzaguirre J. a-L-Arabinofuranosidase 3 from Penicillium purpurogenum (ABF3): potential application in the enhancement of wine flavour and heterologous expression of the enzyme. Food Chem., 2012, v. 134, p. 888-893.

124. Luonteri E. Fungal a-arabinofuranosidases and a-galactosidases acting on polysaccharides. VTT Publications, 1998, v. 371, p. 113-121.

125. Kaneko S., Arimoto M., Ohba M., Kobayashi H., Ishii T., Kusakabe I. Purification and substrate specificities of two a-L-arabinofuranisidases from Aspergillus awamori IFO 4033. AEM, 1998, v. 64, p. 4021-4027.

126. Ramon D., van der Veen P., Visser J. Arabinan degrading enzymes from Aspergillus nidulans: induction and purification. J. Biotechnol., 1993, v. 113, p. 15-22.

127. Kimura I., Sasahara H., Tajima S. Purification and characterization of two xylanases and an arabinofuranisidase from Aspergillus sojae. Journal of Fermentation and Bioengineering, 1995, v. 80, p. 334-339.

128. Luonteri E., Siika-Aho M., Tenkanen M., Viikari L. Purification and characterization of three a-arabinosidases from Aspergillus terreus. J. Biotechnol., 1995, v. 38, p. 279-291.

129. Renner M.J., Breznak J.A. Purification and properties of Arfl, an a-L-arabinofuranosidase from Cytophaga xylanolytica. AEM, 1998, v. 64, p. 43-52.

130. Poutanen K. An a-L-arabinofuranosidase of Trichoderma reesei. J. Biotechnol., 1998, v. 7, p. 271-282.

131. Weinstein L., Albersheim P. Structure of plant cell walls. Purification and partial characterization of a wall degrading endo-arabanase and arabinosidase from Bacillus subtilis. Plant Phisiol., 1979, v. 63, p. 425-432.

132. Hespell R.B., O'Bryan P.J. Purification and characterization of an a-L-arabinofuranosidase from Butyrivibrio fibrisolvens GS13. AEM, 1992, v. 58, p. 1082-1088.

133. Komae K., Kaji A., Sato M. An a-L-arabinofuranosidase from Streptomyces purpurascens IFO 3389. Agricultural and Biological Chemistry, 1982, v. 46, p. 1899-1905.

134. Yan Q., Tang L., Yang S., Zhou P., Zhang S., Jiang Z. Purification and characterization of a novel thermostable a-l-arabinofuranosidase (a-l-AFase) from Chaetomium sp. Process Biochem., 2012, v. 47, p. 472-478.

135. Guerfali M., Gargouri A., Belghith H. Catalytic properties of Talaromyces thermophilus a -1-arabinofuranosidase and its synergistic action with immobilized endo-b-l,4-xylanase. J. Mol. Catal. B-Enzym., 2011, v. 68, p. 192-199.

136. Nogawa M., Yatsui K., Tomioka A., Okada H., Morikawa Y. An a-L-arabinofuranosidase from Trichoderma reesei containing a noncatalytic xylanbinding domain. AEM, 1999, v. 65, p. 3964-3968.

137. Beldman G., Searle-Van Leewen M.J.F., Deuter G.A., Siliha H.A., Voragen A.G.J. Degradation of arabinans by arabinanases from Aspergillus aculeatus and Aspergillus niger. Carbohyd. Polym., 1993, v. 20, p. 159-168.

138. Pitson S.M., Voragen A.G.J., Beldman G. Stereochemical course of hydrolysis catalyzed by arabinofuranosyl hydrolases. FEBS Letters, 1996, v. 398, p. 7-11.

139. Kaji A. L-Arabinosidases. Advan. Carbohyd. Chem. Biochem., 2000, v. 42, p. 383-394.

140. Saha B.C. a-L-Arabinofuranosidases: biochemistry, molecular biology and application in biotechnology. Biotechnol. Adv., 2000, v. 18, p. 403-423.

141. Tuohy M.G., Laffey C.D., Coughlan M.P. Characterization of the individual components of the xylanolytic enzyme system of Talaromyces emersonii. Biores. Technol., 1994, v. 50, p. 3742.

142. Saha B.C., Bothast R.J. Purification and characterization of a novel thermostable a-L-arabinofuranosidase from a color-variant strain of Aureobasidium pullulans. AEM, 1998, v. 64, p. 216-220.

143. Bezalel L., Shoham Y., Rosenberg E. Characterization and delignification activity of a thermostable a-L-arabinofuranosidase from Bacillus stearotermophilus. AEM, 1993, v. 40, p. 57-62.

144. Синицын А.П., Черноглазов B.M., Гусаков A.B. Методы изучения и свойства целлюлолитических ферментов. Итоги науки и техники, сер. Биотехнология, М., 1993, т. 25, 152 с.

145. Verdoes J.C., Punt P.J., Burlingame R.P., Pynnonen C.M., Olson P.T., Wery J., Visser J.H., Emalfarb M.A., Visser J. New fungal production system., Int. Patent W0/2010/107303, 2010.

146. Jorgensen H., Kristensen J.В., Felby C. Enzymatic conversion of lignocellulose into fermentable sugars: challenges and opportunities. Biofuels Bioprod. Biorefining., 2007, v. 1, p. 119-134.

147. Sánchez С. Lignocellulosic residues: Biodégradation and bioconversion by fungi. Biotechnol. Adv., 2009, v. 27, p. 185-194.

148. Бухтояров Ф.Е., Устинов Б.Б., Саланович Т.Н., Антонов А.И., Гусаков А.В., Окунев О.Н., Синицын А.П. Целлюлазный комплекс гриба Chrysosporium lucknowen.se: выделение и характеристика эндоглюканаз и целлобиогидролаз. Биохимия, 2004, т. 69, с. 666 677.

149. Linder M., Teeri Т.Т. The roles and function of cellulose-binding domains. J. Biotechnol., 1997, v. 57, p. 15-28.

150. Teeri T.T. Crystalline cellulose degradation: new insight into the function of cellobiohydrolases. Trends of Biotechnology, 1997, v. 15, p. 160-167.

151. Chaplin M.F., Kennedy J.F. Carbohydrate Analysis: A Practical Approach (second ed.), Oxford University Press Inc., New York, 1994, 324 pp.

152. Merino S.T., Cherry J. Progress and challenges in enzyme development for biomass utilization. Adv. Biochem. Engin./Biotechnol., 2007, v. 108, p. 95-120.

153. Gusakov A.V., Antonov A.I., Ustinov B.B. N-Glycosylation in Chrysosporium lucknowense enzymes. Carbohyd. Res., 2008, v. 343, p. 48-55.

154. Margolin A.L. Enzymes in the synthesis of chiral drugs. Enzyme Microb. Technol., 1993, v. 15, p. 266-280.

155. Pallmann T., Jonas U., Wagner M., Thevis M., Kaeferstein H., Rothschild M.A., Bender K. Enzyme-assisted synthesis and structural characterization of pure benzodiazepine glucuronide epimers. Eur. J. Pharm. Sci., 2010, v. 39, p. 233-240.

156. Gübitz G.M., Hayn M., Sommerauer M., Steiner W. Mannan-degrading enzymes from Sclerotium rolfsii: Characterization and synergism of two endo P-mannanases and a P-mannosidase. Biores. Technol., 1996, v. 58, p. 127-135.

157. Dhawan S., Kaur J. Microbial mannanases: an overview of production and applications. Crit. Rev. Biotechnol., 2007, v. 27, p. 197-216.

158. Продукты гидролиза карубина (ЗМан2 СЛискпом>ете с последующим добавлением аГалА Р. сапеясет

159. Продукты гидролиза карубина рМан2 СЛискттете с последующим добавлением аГал! CJucknowen.se1. Гад Ман

160. Продукты гидролиза карубина рМан Т.гееяег с последующим добавлением аГалА Р.сапеьсет1. Гал1. Ман

161. Продукты гидролиза карубина РМан Т.геезег с последующим добавлением аГал! СЛискпом/ете1. Ман