Структурные и каталитические свойства ферментов перекисного окисления липидов – 12/15-липоксигеназ тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат наук Иванов, Игорь Владимирович

• Иванов, Игорь Владимирович
• кандидат наук
• 2017

Оглавление диссертации кандидат наук Иванов, Игорь Владимирович

ОГЛАВЛЕНИЕ

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

АКТУАЛЬНОСТЬ ПРОБЛЕМЫ И ЦЕЛЬ РАБОТЫ

НАУЧНАЯ НОВИЗНА

ПРАКТИЧЕСКАЯ ЗНАЧИМОСТЬ

АПРОБАЦИЯ РАБОТЫ И ПУБЛИКАЦИИ

ЛИЧНЫЙ ВКЛАД АВТОРА

ВЫПОЛНЕНИЕ РАБОТЫ

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ И ЛИТЕРАТУРНЫХ ДАННЫХ

Глава 1. Структурные основы катализа под действием LOX

1.1. Липоксигеназы млекопитающих представляют собой единую полипептидную цепь, которая организована в виде двухдоменной структуры; в низших организмах встречаются гибридные белки

1.2. Малый ^терминальный домен LOX является важным структурным элементом, отвечающим за мембранное связывание и каталитическую активность

1.3. С-Терминальный домен LOX содержит субстрат-связывающий карман и каталитически активное негемовое железо

1.4. Междоменная подвижность как источник структурной гибкости LOX

1.5. Связывание лиганда с активным центром 12/15^0Х кролика приводит к конформационным изменениям белковой матрицы

1.6. Субстрат-связывающий карман LOX является гидрофобной полостью с выходом на поверхность белка

1.7. Молекулярный кислород проникает в активный центр LOX посредством строго контролируемых механизмов

1.8. Первичная структура LOX играет ключевую роль в реакционной специфичности окисления жирных кислот

1.9. Антароповерхностный характер и стереоконтроль липоксигеназной реакции

1.10. Геометрия трех ключевых аминокислот определяет позиционную специфичность 12/15-липоксигеназ (концепция триады)

1.11. Реакционная специфичность 15LOX2 человека и ее ортолога ^-ЮХ мыши) не может быть объяснена концепцией триады

1.12. Реакционная специфичность изоформ LOX зависит от экспериментальных условий

1.13. Суицидальная инактивация LOX

1.14. Аллостерический характер LOX

1.15. Структура LOX в растворе

Глава 2. Эволюция LOX

2.1. Гены, кодирующие последовательность липоксигеназ, обнаружены в эукариотах и бактериях, но не найдены в археях

2.2. Существует ли общий прототип ЮХ?

2.3. Биологическая роль изоформ LOX

Глава 3. Будущее и перспективы развития исследований в области структурной

биологии ЮХ

Глава 4. Химический синтез зондов активного центра липоксигеназ

4.1. Полный химический синтез терминальных и субтерминальных замещенных производных арахидоновой кислоты

4.1.1. Синтез региоизомерных по положению гидроксигруппы терминальных ацетиленов

4.1.2. Синтез ю-4/ю-З замещенных оптически активных производных арахидоновой кислоты

4.1.3. Синтез терминальных и ю-1/ю-2 субтерминальных замещенных производных арахидоновой кислоты

4.2. Синтез зондов активного центра на основе ингибиторов г12/15-ЮХ

Глава 5. Изучение взаимодействия г12/15-ЬОХ с лигандом

5.1. Исследования г12/15^0Х с использованием аналогов их природных субстратов

5.1.1. Введение фотоаффинной метки в г12/15-ЮХ

5.1.2. Энантиоселективное окисление г12/15-ЮХ региоизомеров ПНЖК гидроксилированных в субтерминальной части молекулы

5.2. Исследования г12/15^0Х с использованием ингибиторов липоксигеназного окисления

Глава 6. Роль кислорода в реакциях с участием липоксигеназ

6.1. Бифазный характер скорости окисления 19-НЕТЕ под действием г12/15-1_ОХ

6.2. Кинетическое моделирование и оценка кинетических параметров

6.3. Расчетная модель механизма транспорта кислорода в 12/15-ЬОХ на основе симуляции молекулярной динамики и метода неявного

лиганда

Глава 7. Изучение пространственной структуры г12/15-ЮХ в растворе

7.1. Вклад контактов между Ы-терминальным и каталитическим доменами г12/15-ЬОХ в стабильность вторичной и третичной структур белка

7.1.1. Анализ взаимодействия Ы-концевого и каталитического

доменов

7.1.2. Функциональная роль Туг98 Ы-терминального домена

7.1.3. Структурные изменения фермента при мутациях Туг98 и Туг614

7.1.4. Роль Ы-концевого домена в стабилизации подвижной а2 спирали

7.1.5. Анализ третичной структуры и динамики конформационных изменений г12/15-_ОХ дикого типа и мутантов

7.1.6. Вклад Агд403 в стабильность структуры г12/15-_ОХ

7.1.7. Функциональная роль Агд403 в структуре г12/15^0Х

7.2. Исследование межмолекулярных контактов г12/15-_ОХ в растворе

7.2.1. Термодинамическая устойчивость димеров липоксигеназы

7.2.2. Влияние внешнего окружения на структуру г12/15-_ОХ в растворе

7.2.3. Влияние лиганда на структуру и структурную подвижность г12/15-

1_ОХ

7.2.4. Исследования интерфейса в димере г12/15-_ОХ с применением метода малоуглового рассеивания рентгеновских лучей и направленного мутагенеза

7.2.5. Изучение устойчивости димеров фермент-субстратного комплекса г12/15-_ОХ и мутантов с использованием методов молекулярной динамики

7.2.6. Влияние межмолекулярных контактов в димерном интерфейсе

белка на ферментативные свойства г12/15-_ОХ

7.2.7. Роль аминокилотных остатков а18 спирали в конформационных переходах г12/15-1_ОХ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Эксперимент к главе 4

Материалы и общие методы

Методики к разделу 4.1.1

Методики к разделу 4.1.2

Методики к разделу 4.1.3

Методики к разделу 4.2

Эксперимент к главе 5

Материалы и общие методы

Методики к разделу 5.1.1

Методики к разделу 5.1.2

Методики к разделу 5.2

Эксперимент к главе 6

Материалы и общие методы

Методики к разделу 6.1

Методики к разделу 6.2

Методики к разделу 6.3

Эксперимент к главе 7

ПРИЛОЖЕНИЯ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ АВТОРА ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ 193 Основные результаты данной работы изложены в следующих публикациях:

Обзоры

Экспериментальные статьи

Тезисы докладов на научных конференциях

СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Структурные и каталитические свойства ферментов перекисного окисления липидов – 12/15-липоксигеназ»

ВВЕДЕНИЕ

АКТУАЛЬНОСТЬ ПРОБЛЕМЫ

Липоксигеназы млекопитающих (ШХ) - негемовые железосодержащие ферменты

- непосредственно связаны с регуляцией физиологических процессов и липидного гомеостаза живой клетки [1-4]. Они селективно окисляют полиненасыщенные жирные кислоты (ПНЖК) с образованием серии биологически активных соединений

- оксилипинов, являющихся как эффекторами активации сигналов биологического ответа на то или иное событие, происходящее на внутриклеточном уровне, так и межклеточными вторичными мессенджерами, действующими посредством сигналов трансдукции [5-10]. Расшифровка генома человека показала наличие шести функциональных генов, кодирующих структуры различных липоксигеназных изоферментов, которые отличаются по своим структурным и функциональным свойствам [11]. 5-ШХ вовлечена в биосинтез лейкотриенов и, тем самым, играет важную роль в патогенезе воспалительных и аутоиммунных заболеваний [10, 12, 13]. Другие изоферменты, такие как 12- и 15-ШХ, и их продукты принимают участие в процессах возникновения и развития атеросклероза [14, 15], дифференциации клеток и их метастазирования [16-19], а так же воспаления жировой ткани и возникновения резистентности к инсулину [20, 21]. Ключевая роль липоксигеназ в патогенезе воспалительных и гиперпролиферативных заболеваний сделала их потенциальной мишенью при лечении многих заболеваний. На протяжении последних 20 лет были предприняты многочисленные попытки создания препаратов на основе ингибиторов биосинтеза оксилипинов. Так, ингибиторы 5-^Х [22] и ряд антагонистов рецепторов лейкотриенов в настоящее время получили допуск к медицинскому применению в качестве «анти-астматиков» [23, 24]. Что касается группы ингибиторов изоферментов 12- и 15-ЮХ млекопитающих, то ни один из препаратов, предложенных на их основе, не прошел клинических испытаний вследствие их низкой специфичности и ряда побочных эффектов [25]. Необъясненными остались аллостерические свойства 12/15-ЮХ, которые предусматривают наличие альтернативных механизмов активации фермента лигандом, не укладывающихся в рамки общепринятой модели единственного субстрат-связывающего центра фермента. Экспериментальные данные последних лет свидетельствуют о том, что как линолевая кислота (ЛК), так и ее продукт, 13(S)-H(p)ODE, приводит 12/15-ЮХ в каталитически компетентное состояние, повышая сродство фермента к другому природному субстрату, арахидоновой кислоте (АК) [26, 27]. Хотя механизмы этого процесса остаются

невыясненными, он может играть ключевую роль в клеточной биологии раковых заболеваний, так как первичные продукты окисления ЛК и АК изоформами 12/15-_ОХ, 13(5)-Н(р)ОйЕ и 15(в)-Н(р)ЕТЕ, соответственно, оказывают диаметрально противоположное действие на процессы пролиферации и дифференциации раковых клеток посредством как активации (13(5)-Н(р)ОйЕ) [28-29], так и инактивации (15(в)-Н(р)ЕТЕ) механизмов МАП-киназного сигнального пути [30].

Таким образом, хотя биологическая роль большинства изоформ 12- и 15-_ОХ млекопитающих достаточно хорошо изучена, многолетние усилия в области структурно-функциональных исследований этой группы ферментов до настоящего времени не увенчались полноценным успехом. Главной причиной подобных неудач может служить тот факт, что большинство гипотез и стратегий в области исследований 12/15-_ОХ основывались на данных статической кристаллической структуры комплекса 12/15-_ОХ кролика (г12/15-_ОХ) с лигандом активного центра [31], не уделяя при этом должного внимания динамике внутри- и межмолекулярной организации фермента в физиологической среде.

ЦЕЛИ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ

Цель настоящей работы заключалась в создании концептуально новой структурно-кинетической модели, в основу которой положен динамический характер взаимодействия этого фермента, как с субстратом ПНЖК, так и со вторым «неявным лигандом» - кислородом - в условиях конформационной подвижности белковой матрицы как ключевого элемента, определяющего взаимосвязь структура-функция. В качестве объекта исследования была выбрана 12/15-_ОХ кролика (г12/15-_ОХ), фермент, который по своим структурно-каталитическим свойствам наиболее близок к 12/15-_ОХ человека (И12/15-_ОХ). Для достижения поставленной цели, в первую очередь, было необходимо охарактеризовать структурные элементы белка, вступающие в непосредственное взаимодействие с субстратом в физиологической среде. Для этого, на начальном этапе исследований предстояло предложить дизайн и разработать синтез зондов активного центра фермента, наиболее близко отражающих структуру природных субстратов/лигандов _ОХ и способных вступать в ковалентное связывание с ферментом, а также оптимизировать технологию введения метки в молекулу г12/15-_ОХ. После этого предстояло более детально изучить роль второго липоксигеназного субстрата, молекулярного кислорода, в ферментативной реакции г12/15-_ОХ и механизмы его транспорта в активный центр фермента. Обобщающим звеном в рамках поставленных задач явились исследования в

области внутри- и межмолекулярной организации г12/15-ШХ в водном растворе, в том числе, в присутствии лианда.

НАУЧНАЯ НОВИЗНА

С целью создания новой структурно-кинетической (динамической) модели липоксигеназого катализа предложена междисциплинарная платформа, сочетающая в себе разработку синтетических подходов к получению аналогов природных лигандов г^/^-ШХ, математическое и кинетическое моделирование, методы биохимии и молекулярной биологии, а также структурные исследования макромолекул в растворе:

- Предложен дизайн и разработана стратегия полного химического синтеза зондов активного центра ШХ на основе новых региоизомерных аналогов арахидоновой кислоты, содержащих азидогруппу в качестве фотоаффинной метки.

- С использованием полученных соединений изучены механизмы взаимодействия в ряду фермент-субстрат и впервые показана возможность непосредственного участия кислорода в процессах активации г12/15-ШХ.

- На основе компьютерного моделирования молекулярной динамики с участием малых молекул создана экспериментально подтвержденная модель, описывающая механизмы транспорта кислорода в белковой матрице г12/15-ЮХ.

- Впервые с применением комбинированной стратегии направленного мутагенеза, малоуглового рентгеновского рассеяния (МРР), кругового дихроизма и динамической флуоресценции проведено детальное изучение внутри- и межмолекулярной организации г^/^-^Х в растворе.

- Впервые показана возможность динамического равновесия мономер-димер между молекулами г12/15-ШХ, и образования переходного димерного комплекса этого фермента в присутствии лиганда в растворе. Полученные данные позволяют предположить, что в переходном димере г12/15-ШХ обе молекулы фермента могут работать совместно, контролируя и координируя процессы связывания с субстратом и диссоциации продукта.

ПРАКТИЧЕСКАЯ ЗНАЧИМОСТЬ

- Полученные результаты являются основой для формирования стратегии поиска новых потенциальных антиатеросклеротических и противовоспалительных лекарственных препаратов.

- Предложенная междисциплинарная платформа может быть применена при изучении организации и функционирования биологических макромолекул в растворе.

- Разработанные теоретические подходы для оценки энергии распределения и динамики диффузии кислорода могут быть использованы для изучения распределения других малых гидрофобных молекул, таких как NO, CO, CO2 в структуре макромолекул.

- Разработанная стратегия синтеза природных (ю/ю-4)-гидроксилированных производных арахидоновой кислоты через ацетиленовые предшественники обеспечивает возможность выхода к целому ряду новых перспективных, в том числе меченых тритием соединений, и возможности реализации комбинаторного подхода при их получении.

АПРОБАЦИЯ РАБОТЫ И ПУБЛИКАЦИИ

Основные результаты диссертационной работы были представлены на 18 всероссийских и международных и конференциях, в том числе на III съезде Биохимического общества (Санкт-Петербург, 2002); International symposium on recent biomedical advances in eicosanoid research (Берлин, Германия, 2002); XVII Менделеевском съезде по общей и прикладной химии (Казань, 2003); 8th International conference on eicosanoids and other bioactive lipids in cancer, inflammation and related diseases (Чикаго, США, 2003); International prestigious research meeting Центрального технологического университета (Блюмфонтейн, ЮАР, 2006); на ежегодном симпозиуме Европейского консорциума в области исследований эйкозаноидов «Annual EICOSANOX Meeting 2007» (Айген, Австрия); 10th International conference on bioactive lipids in cancer, inflammation and related diseases (Монреаль, Канада, 2007); на итоговом симпозиуме Европейского консорциума в области исследований эйкозаноидов «EICOSANOX Meeting 2009» в Каролинском институте (Стокгольм, Швеция), на конференциях XVII Lipid meeting (Лейпциг, Германия, 2011) и 14th International conference on bioactive lipids in cancer, inflammation and related diseases» (Будапешт, Венгрия, 2015). Лично автором

представлено 4 устных доклада и 7 стендовых докладов. Данные, полученные в работе, изложены в 22 оригинальных статьях и 4 обзорах в рецензируемых журналах из списка ВАК. Многие публикации имеют высокие индексы цитирования.

ЛИЧНЫЙ ВКЛАД АВТОРА

Автору принадлежит решающая роль на всех этапах исследования от теоретического обоснования гипотез и постановки задачи, организации и планировании проведения ключевых экспериментов до обсуждения и оформления полученных результатов. Кроме того, автором непосредственно выполнено подавляющее количество синтетических, молекулярно-биологических, биохимических и аналитических работ. Выводы работы базируются на данных, полученных автором лично или при его непосредственном участии (в том числе сотрудниками под его руководством) в результате совместных исследований с соавторами научных работ, перечисленных в списке публикаций автора по теме диссертации. В диссертации частично использованы идеи и/или разработки, принадлежащие проф. Х. Кюну (Берлин, Германия), проф. Е. Скржыпчак-Янкун (Толедо, США), проф. Г. Мею (Рим, Италия) и их сотрудникам, опубликованные в соавторстве с ними. Основные статьи по работе подготовлены лично автором или при его непосредственном участии.

ВЫПОЛНЕНИЕ РАБОТЫ

Работа выполнена на кафедре химии и технологии биологически активных соединений им. Н.А. Преображенского (ХТБАС) Института тонких химических технологий ФГБОУ ВО Московский технологический университет. Части данной работы выполнялись в рамках проведения совместных научных исследований кафедры ХТБАС с Институтом биохимии медицинского университета Charité (Берлин, Германия). Введение радиоактивной метки проводили в Институте молекулярной генетики РАН с участием д.х.н. В. П. Шевченко. Кинетическое и структурное моделирование проведено в Институте биохимии Медицинского университета Charité совместно с группой Биофизики под руководством проф. Х. Г. Хольцхюттера (Берлин, Германия). Исследования структуры растворов белков методом МРР поведены на разгонном кольце DORIS немецкого синхротрона совместно с группой д.х.н. Д.И. Свергуна, Европейская лаборатория молекулярной биологии (Гамбург, Германия). Строение всех полученных впервые соединений однозначно подтверждено методами спектроскопии ЯМР 1Н и 13C и частично

двумерной корреляционной спектроскопии (НМБО/НМОО), а также масс-спектрометрией. Экспериментальные методики приведены в экспериментальной части, а также в оригинальных публикациях автора, в которых изложено содержание данной диссертации (см. список публикаций автора по теме диссертации).

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ И ЛИТЕРАТУРНЫХ ДАННЫХ

Глава 1. Структурные основы катализа под действием ЬОХ

Липоксигеназы (ЬОХ) - ферменты перекисного окисления липидов - являются диоксигеназами, содержащими негемовое железо [1, 32, 33]. Они катализируют стереоспецифическое пероксидирование полиненасыщенных жирных кислот (ПНЖК), содержащих, по крайней мере, одно 17,47-пентадиеновое звено. Процесс окисления жирных кислот при участии 1_ОХ обычно включает четыре стадии: отщепление водорода, радикальную перегруппировку, введение кислорода и восстановление перокси-радикала, протекающие со строго контролируемой стереохимией (Схема 1). Отщепление водорода является лимитирующей стадией [34], контролируемой законами квантовой механики [35]. Перенос водорода сопровождается переносом электрона и протона, при этом электрон не локализуется на протоне, а переносится непосредственно от субстрата к Ре3+ [36, 37]. В переходном состоянии соединенный ковалентной связью мостик Ре-(ОН)-О понижает энергетический барьер реакции и обеспечивает наиболее эффективный путь для ее протекания [36]. Хотя некоторые из изоформ 1_ОХ и способны окислять ПНЖК в составе липидов, расположенных в биомембранах и липопротеинах [3840], для большинства 1_ОХ субстратами являются исключительно свободные ПНЖК, что предусматривает необходимость их высвобождения из состава липидов при помощи ферментов, гидролизующих сложные эфиры, преимущественно под действием фосфолипазы А2 [41]. Общепринятая номенклатура классифицирует 1_ОХ млекопитающих по их позиционной специфичности (положению введения кислорода в молекулу АК) как 5-ЮХ, 8-ЮХ, 11-ЮХ, 12-ЮХ или 15-ЮХ, а также на основе конфигурации асимметрического гидроксильного центра в образовавшемся продукте как в- или Я-ЬОХ. Подобная классификация не идеальна по ряду причин: АК не является оптимальным субстратом для большинства 1_ОХ не млекопитающих; ПНЖК состава С18 с меньшей степенью ненасыщенности, такие как ЛК и линоленовая кислоты, также являются субстратами этих ферментов, по отношению к которым реакционная специфичность 1_ОХ может сильно различаться. В отличие от 1_ОХ с низкой степенью филогенетического родства, даже эволюционно-родственные изоформы 1_ОХ могут проявлять различные ферментативные свойства. Возрастающее число обнаруженных геномных последовательностей, кодирующих 1_ОХ, а также попытки предсказать специфику окисления АК

Схема 1.

Механизм окисления ПНЖК, катализируемого LOX: 1) стереоселективное отщепление водорода сопровождается восстановлением каталитически активной Fe3+-ОН-формы фермента в каталитически неактивную Fe2+-LOX; 2) радикальная перегруппировка, при которой электрон жирнокислотного радикала смещается либо в [+2], либо [-2] положение по отношению к карбоксильной группе субстрата; 3) антароповерхностное присоединение кислорода; 4) восстановление перокси-радикала посредством переноса электрона от Fe2+-LOX с образованием окисленной формы фермента.

исключительно на основе первичной структуры белка приводит к запутанной ситуации, вследствие чего большинство изоформ LOX не могут быть классифицированы в соответствии с номенклатурой, основанной на позиционной специфичности фермента. Напротив, классификация, в основе которой лежит филогенетическая связь различных групп LOX, является наиболее подходящей. К сожалению, до настоящего времени не было предложено ни одной простой и объединяющей номенклатуры LOX, которая бы учитывала вышеупомянутые проблемы. Другой проблемой, которая выделяет исследования LOX в молекулярной энзимологии, является наличие нескольких изоформ в пределах одного вида, а также функциональная гетерогенность этих изоферментов. Так, в сое было идентифицировано 13 различных изоформ LOX; геном риса содержит более чем 20 генов различных LOX. Человеческий геном включает 6 функциональных генов LOX, тогда как геном мыши - 7 (по сравнению с псевдогеном кластера LOX человеческого гена ген 12S-LOX эпидермиса мыши не является функциональным).

1.1. Липоксигеназы млекопитающих представляют собой единую полипептидную цепь, которая организована в виде двухдоменной структуры; в низших организмах встречаются гибридные белки. На

основании анализа структур ряда LOX растительного и животного происхождения и их комплексов с лигандом в кристалле (табл. 1) можно заключить, что большинство изоформ LOX состоят из одной полипептидной цепи, которая организована в виде двухдоменной структуры: малого ^терминального р-складчатого домена и большого а-спирального каталитического домена (рис. 1). 12/15^0Х кролика (г12/15-ЬОХ) имеет форму цилиндра высотой 10 нм с эллиптическим основанием (большой радиус 3,05 нм, малый радиус 2,25 нм). 8Я^ОХ кораллов, которая по своей структуре довольно близка к ферменту кролика, напоминает цилиндр с радиусом основания 3 нм и высотой 10 нм [59], тогда как 1Ш^ОХ кораллов [64], несмотря на общее структурное сходство, отличается в организации внешних а-спиралей каталитического домена. В то же время растительная LOX1 сои имеет форму эллипсоида (9*6,5*6 нм) [48].

В низших организмах 1_ОХ встречаются в виде гибридных белков, в которых липоксигеназный домен связан с другим каталитическим доменом, играющим роль во вторичном метаболизме гидропероксидов жирных кислот. Первый гибридный белок ЮХ был обнаружен в кораллах Р1ехаига ЬототаНа [66]. В нем ЮХ-домен связан с гемсодержащим доменом пероксидазы, превращающей пероксиды жирных кислот в алленоксиды с последующим образованием эйкозаноидов циклопентенонового ряда. Гибрид этого белка был клонирован и обе единицы гибрида были выделены и охарактеризованы индивидуально [67, 68]. Также были идентифицированы их кристаллические структуры [59, 60, 69]. Хотя степень сохранения аминокислотной последовательности (АКП) 1_ОХ-домена этого гибридного белка по отношению к АКП г12/15-ЮХ была достаточно низка (30%), трехмерные структуры двух изоформ 1_ОХ довольно схожи друг с другом. Структура низкого разрешения гибридного белка указывала на то, что домен алленоксид-синтазы нековалентно связан с субдоменом 1_ОХ, в то время как предполагаемые сайты связывания ионов кальция и остатки Тгр, участвующие во взаимодействии с липидными мембранами, экспонированы на поверхности фермента [58]. При этом мембранное связывание гибридного белка приводило к изменениям пространственной ориентации субдоменов по отношению друг к другу и, как следствие, появлению нового сайта протеолитического расщепления [58]. Другой

Таблица 1. Структурные данные LOX, опубликованные в банке данных белков

и нуклеиновых кислот (PDB)

LOX Лиганд / комментарии Разрешение, А PDB-код Лит. источник

Мутантные формы LOX1 сои [42-44]

LOX1 соевых бобов лиганд отсутствует 2,60 2SBL [45]

лиганд отсутствует 1,40 1YGE [46]

уточнение 1YGE 1,40 1F8N [43]

LOX3 соевых бобов лиганд отсутствует 2,60 1LNH [47]

при температуре окружающей среды 2,0 1RRH [48]

при 93 К 2,0 1RRL [48]

VLX-B соевых бобов 2,40 2IUJ [49]

VLX-D соевых бобов 2,40 2IUK [49]

LOX3 соевых бобов лиганд: 4-гидроперокси-2-метоксифенол 2,20 1HU9 [50]

лиганд: 13(S)-HрODE 2,0 1IK3 [51]

лиганд: протокатехуровая 2,10 1N8Q [52]

кислота

лиганд:эпиголокатехин 2,10 1JNQ [53]

лиганд: 4-нитрокатехол 2,15 1NO3 (1BYT) [54] [55]

r12/15-LOX кролика лиганд: ингибитор RS7 2,40 1LOX [31]

повторный анализ структуры 1 LOX, димер с ингибитором RS7 2,40 2P0M [56]

15-LOX-2 человека 3,6,9,12-тетраоксаэйкозанол-1 2,63 4NRE [57]

8R-LOX-fusion protein Plexaura homomalla 3,50 3DY5 [58]

8R-LOX кораллов 3,20 2FNQ [59]

1,85 3FG1 [60]

арахидоновая кислота, анаэробные условия 2,0 4QWT [61]

12-LOX тромбоцитов человека неполная структура 2,60 3D3L [62]

5-LOX человека модифицированная структура 2,40 3O8Y [63]

11R-LOX Gersemia fruticosa 2,70 3VF1 [64]

12-LOX лейкоцитов свиньи катал. домен; лиганд: ингибитор:4-(2-оксапентадека-4-ин)фенилпропионовая кислота 1,90 3RDE [65]

гибридный белок 1_ОХ, обладающий 84%-ой идентичностью последовательности с АКП ЮХ Р1ехаига 1ютота11а, был обнаружен в коралле Оегвет1а Кийсова [70], что предполагает наличие этих ферментов в октокораллах. Кроме того, гибриды

Рис. 1. Изображение структур различных липоксигеназ. Изображения получены с помощью программы VMD и представлены в единой проекции методом наложения структур.

алленоксид-синтазы и 1_ОХ были обнаружены в цианобактериях АпаЬаепа РСС 7120 и АсагуосЫопвтаппа [71, 72]. В отличие от ферментов кораллов, в которых гибриды содержат завершенные последовательности липоксигеназ, в изоформах цианобактерий отсутствует Ы-терминальный домен. При этом усеченный каталитический домен 1_ОХ сохраняет свою каталитическую активность. Хотя биологическая роль гибридных белков не ясна, они участвуют в биосинтезе сигнальных молекул липидной природы [66, 73]. Во всех гибридных белках домены 1_ОХ связаны с С-концевым остатком нелипоксигеназной единицы. Таким образом, С-терминальная аминокислота, которая представляет собой один из пяти непосредственных лигандов железа, остается свободной. Этот факт имеет

функциональное значение, так как ранее проведенные исследования мутагенеза показали, что усечение молекулы LOX по С-концу приводит к нарушениям свойств этих ферментов.

1.2. Малый Ы-терминальный домен ШХ является важным структурным элементом, отвечающим за мембранное связывание и каталитическую активность. ^Терминальный (Р-складчатый) домен всех LOX, для которых получены кристаллические структуры, в основном состоит из антипараллельных р-складок и напоминает структуру С2-домена липазы поджелудочной железы [74]. У LOX1 сои р-складчатый домен содержит первые 146 остатков АКП белка. В случае r12/15-LOX и 8R-LOX кораллов р-складчатые домены образованы первыми 110 и 114 аминокислотными остатками, соответственно. N и ^концевые домены ковалентно связаны неупорядоченным олигопептидом. Хотя р-складчатые домены изоформ LOX сои превышают по размеру таковые ферментов млекопитающих, их общие структуры обладают высокой степенью схожести (рис. 1). ^Терминальный домен r12/15-LOX кролика образует с С-концевым доменом поверхностный контакт общей площадью 1600 А2 [31]. У LOX1 сои эта поверхность существенно больше по размерам (2600 А2), что предполагает наличие более сильного междоменного взаимодействия в случае растительной LOX. Высокая степень сохранения двухдоменной структуры липоксигеназ свидетельствует о функциональной роли ^терминального р-складчатого домена. Ограниченный протеолиз LOX1 сои приводит к образованию усеченного варианта LOX, в котором отсутствует ^терминальная часть [75]. Эта «мини-LOX» каталитически активна, при этом обладает пониженным сродством к линолевой кислоте (Км ~24,2 мкМ для «мини-LOX» против 11,2 мкМ для нативной LOX) и проявляет более высокую активность (Vmax 363 с-1 для «мини-LOX» против 55 с-1 для нативного фермента). Эти данные говорят о том, что общая каталитическая эффективность «мини-LOX» повышается в результате протеолиза. Более того, усечение N терминальной части приводит к структурным изменениям в области субстрат-связывающей полости, так как в отличие от нативного фермента негемовое железо «мини-LOX» может быть обратимо удалено из активного центра [76]. К сожалению, для «мини-LOX» данные о кристаллической структуре отсутствуют, что делает анализ структурных изменений, вызванных усечением ^терминальной части, невозможным. Усечение ^терминального р-складчатого домена r12/15-LOX кролика генно-инженерными методами [77], напротив, приводит к понижению эффективности катализа (1,43 против 0,14 мкМ/с). Интересно отметить, что усеченный мутант подвергается более быстрой суицидальной инактивации в

процессе окисления АК. Эти данные свидетельствуют о том, что N-терминальный р-складчатый домен может играть роль в регулировании каталитической функции фермента [77]. Обладая структурной схожестью с р-складчатым доменом липазы человека [31, 78], N-терминальный домен LOX растений и млекопитающих также участвует в процессах ассоциации LOX с липидными мембранами [79, 80]. Действительно, как направленный мутагенез поверхностных остатков триптофана N-терминального домена 8R-LOX коралла и 5-LOX [59, 81], так и усечение р-складчатого домена r12/15-LOX понижают способность связывания этих белков с биологическими мембранами. При этом изолированный каталитический домен r12/15-LOX сохраняет способность вступать в мембранное взаимодействие, хотя и в меньшей степени. Исследования в области направленного мутагенеза показали, что в этом процессе могут участвовать остатки гидрофобных аминокислот обоих доменов, расположенные на поверхности молекулы белка [77, 82]. Протеолитическое отщепление N-терминального р-складчатого домена LOX1 сои, напротив, повышает способность фермента к мембранной ассоциации [75]. Для достижения наивысшей каталитической активности 5-LOX человека необходимо присутствие ионов Ca2+ [83, 84]. Хотя в присутствии Ca2+ способность r12/15-LOX кролика к мембранному связыванию повышается [82, 85], анализ поверхности р-складчатого домена фермента кролика не выявил наличия определенных структурных элементов, способных вступать во взаимодействие с ионами Ca2+. Напротив, р-складчатый домен 8R-LOX кораллов содержит остатки Asp39 и Asp45, а также Asp19, Asn44 и Glu47. Эти аминокислотные остатки, находящиеся на поверхности белка, аналогичны соответствующим аминокислотным остаткам 5-LOX человека, которые при взаимодействии с ионами Ca2+ способствуют проникновению остатков Trp41 и Trp77 в фосфолипидный слой биомембран [59]. Так как боковые цепи аминокислотных остатков, участвующих во взаимодействии с ионами Ca2+, и остатков триптофана находятся на одной стороне от предполагаемого входа в субстрат-связывающий карман, они, по-видимому, изменяют конформацию каталитического домена, облегчая проникновения ПНЖК мембранной фазы в активный центр фермента.

1.3. С-Терминальный домен LOX содержит субстрат-связывающий карман и каталитически активное негемовое железо. Каталитический домен всех известных на сегодняшний день изоформ LOX состоит, главным образом, из а-спиралей и содержит негемовое железо. Девятая спираль LOX1 сои длиной в 65 Â (аминокислотные остатки (а.о.) 473-518) является центральным структурным

элементом каталитического домена [46]. Остальные из наиболее длинных спиралей расположены по отношению к ней как параллельно, так и антипараллельно, образуя тем самым ядро домена в виде мультиспирального пучка. В С-домене также представлены две антипараллельные р-складки [60]. В r12/15-LOX каталитический домен (а.о. 114-663) состоит из 21-ой спирали и малого Р-складчатого субдомена [31]. Каталитический домен фермента кораллов (а.о. 115-694) содержит 23 спирали. В этом ферменте вторая спираль разбита на две части и расположена под углом к тройной антипараллельной р-складке [60]. Каталитически активное негемовое железо всех изоформ LOX координируется в форме октаэдрической сферы пятью аминокислотными остатками. Шестым координационным лигандом служит ОН-анион. В случае LOX1 сои и 8R-LOX коралла лигандами железа являются три остатка His, один Asn и C-терминальный Ile. В кристаллической структуре Asn отдален приблизительно на 3 Â от иона железа, в связи с чем его роль в образовании координационного кластера довольно слаба. Несмотря на это, анализ рентгеновских координат [43] указывает на наличие обширной сети водородных связей между Asn и экваториальным лигандом His499 посредством двух аминокислотных остатков вторичной координационной сферы железа - Gln495 и Gln697 [86]. В r12/15-LOX железо координируется при помощи четырех остатков His и С-терминального Ile [87] (рис. 2). Один из остатков первичной

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Иванов, Игорь Владимирович, 2017 год

СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ:

1. Brash A.R. Lipoxygenases: Occurrence, functions, catalysis, and acquisition of substrate // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 23679-23682.

2. Ivanov I., Heydeck D., Hofheinz K., Roffeis J., O'Donnell V.B., Kuhn H., Walther M. Molecular enzymology of lipoxygenases // Arch. Biochem. Biophys. 2010. V. 503, P. 161-174.

3. Haeggstrom J.Z., C.D. Funk Lipoxygenase and leukotriene pathways: biochemistry, biology, and roles in disease // Chem. Rev. 2011. V. 111. P. 58665898.

4. Kuhn, H., Banthiya, S., van Leyen K. Mammalian lipoxygenases and their biological relevance // Biochim. Biophys. Acta. 2015. V.1851. P. 308-330.

5. Pace-Asciak C.R. The hepoxilins and some analogues: a review of their biology // Br. J. Pharmacol. 2009. V.158. P. 972-981.

6. Sachs-Olsen C., Sanak M., Lang A.M., Gielicz A., Mowinckel P., Lodrup Carlsen K.C., Carlsen K.H., Szczeklik, A. Eoxins: a new inflammatory pathway in childhood asthma // J. Allergy. Clin. Immunol. 2010. V.126, P. 859-867. e9.

7. Romano M. Lipoxin and aspirin-triggered lipoxins // Scientific World Journal. 2010. V. 10. P. 1048-1064.

8. Serhan C.N., Petasis N.A. Resolvins and protectins in inflammation resolution // Chem. Rev. 2011. V. 111. P. 5922-5943.

9 Yoo S., Lim J.Y., Hwang S.W. Resolvins: Endogenously-generated potent painkilling substances and their therapeutic perspectives // Curr. Neuropharmacol. 2013. V. 11. P. 664-676.

10. Savari S., Vinnakota K., Zhang Y., Sjolander A. Cysteinyl leukotrienes and their receptors: bridging inflammation and colorectal cancer // World J. Gastroenterol. 2014. V. 20, P. 968-977.

11. Funk C.D., Chen, X.S., Johnson, E.N., Zhao, L. Lipoxygenase genes and their targeted disruption // Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2002. V. 68-69. P. 303312.

12. Duroudier N.P., Tulah A.S., Sayers I. Leukotriene pathway genetics and pharmacogenetics in allergy // Allergy. 2009. V. 64. P. 823-839.

13 Hersberger M. Potential role of the lipoxygenase derived lipid mediators in atherosclerosis: Leukotrienes, lipoxins and resolvins. // Clin. Chem. Lab. Med. 2010. V. 12. P. 1063-1073.

14. Chawengsub Y., Gauthier K.M., Campbell W.B. Role of arachidonic acid lipoxygenase metabolites in the regulation of vascular tone // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2009. V. 297. P. 495-507.

15. Mochizuki N., Kwon Y.G. 15-Lipoxygenase-1 in the vasculature: Expanding roles in angiogenesis // Circ. Res. 2008. V. 102. P. 143-145.

16. Bhattacharya S., Mathew G., Jayne D.G., Pelengaris S., Khan M. 15-Lipoxygenase-1 in colorectal cancer: a review // Tumour Biol. 2009. V. 30. P. 185-199.

17. Pidgeon G.P., Lysaght J., Krishnamoorthy S., Reynolds J.V., O'Byrne K., Nie D., Honn K.V. Lipoxygenase metabolism: Roles in tumor progression and survival // Cancer Metastasis Rev. 2007. V. 26. P. 503-524.

18. Cimen I., Tuncay S., Banerjee S. 15-Lipoxygenase-1 expression suppresses the invasive properties of colorectal carcinoma cell lines HCT-116 and HT-29 // Cancer Sci. 2009. V. 100, P. 2283-2291.

19. Cimen I., Astarci E., Banerjee S. 15-lipoxygenase-1 exerts its tumor suppressive role by inhibiting nuclear factor-kappa B via activation of PPAR gamma // J. Cell Biochem. 2011. V. 112. P. 2490-2501.

20. Nunemaker C.S., Chen M., Pei H., Kimble S.D., Keller S.R., Carter J.D., Yang Z., Smith K.M., Wu R., Bevard M.H., Garmey J.C., Nadler J.L. 12-Lipoxygenase-knockout mice are resistant to inflammatory effects of obesity induced by Western diet // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2008. V. 295. P. E1065-E1075.

21. Lieb D.C., Brotman J.J., Hatcher M.A. Aye M.S. Cole B.K., Haynes B.A., Wohlgemuth S.D., Fontana M.A., Beydoun H., Nadler J.L., Dobrian A.D. Adipose tissue 12/15 lipoxygenase pathway in human obesity and diabetes // J. Clin. Endocrinol. Metab. 2014. V. 99, P. E1713-E1720.

22. Steinhilber D., Hofmann B. Recent advances in thesearch of novel 5-lipoxygenase inhibitors // Basic Clin. Pharmacol.Toxicol. 2012. V.114. P. 70-77.

23. Dunn C.J., Goa K.L. Zafirlukast. An update of its Pharmacology nd therapeutic efficacy in asthma // Drugs 2001. V.61. P. 285-31523.

24. Theron A.J., Steel H.C., Trintinger G.R., Gravett C.M., Andrson R., Feldman C. Cystienyl leukotriene receptor-1 antagonists as modulators of innate cell function // J. Immunol. Res. 2014. Article ID: 608930.

25. Sadeghian H, Jabbari A. 15-Lipoxygenase inhibitors: a patent review // Expert Opin. Ther. Pat. 2015. D0I:10.1517/13543776.2016.11113259.

26. Wecksler A.T., Kenyon V., Deschamps J.D., Holman T.R. Substrate specificity changes for human reticulocyte and epithelial 15-lipoxygenases reveal allosteric product regulation // Biochemistry 2008. V.47. P. 7364-7375.

27. Wecksler A.T., Jacquot C., van der Donk W.A., Holman TR. Mechanistic investigations of human reticulocyte 15- and platelet 12-lipoxygenases with arachidonic acid // Biochemistry 2009. V. 48. P. 6259-6267.

28. Shappell S.B., Manning S., Boeglin W.E., Guan Y.F., Roberts R.L., Davis L., Olson S.J., Jack G.S. Coffey C.S., Wheeler T.M., Breyer M.D., Brash, A. R. Alterations in lipoxygenase and cyclooxygenase-2 catalytic activity and mRNA expression in prostate carcinoma// Neoplasia 2001. V. 3, P. 287-303.

29. Butler R.M., Mitchell S.H., Tindall D.J., Young C.Y. Nonapoptotic cell death associated with S-phase arrest of prostate cancer cells via the peroxisome proliferator-activated receptor y ligand, 15-deoxy-512,14-prostaglandin J2 // Cell Growth Differ. 2000. V. 11. P. 49-61.

30. Hsi L.C., Wilson L., Nixon J., Eling, T.E. 15-Lipoxygenase-1 metabolites down-regulate peroxisome proliferator- activated receptor y via the MAPK signaling pathway // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 34545-34552.

31. Gillmor S.A., Villasenor A., Fletterick R., Sigal E., Browner M.F. The structure of mammalian 15lipoxygenase reveals similarity to the lipases and the determinants of substrate specificity // Nat. Struct. Biol. 1997. V. 4. P. 1003-1009.

32. Kuhn H., Saam J., Eibach S., Holzhutter H.G., Ivanov I., Walther M. Structural biology of mammalian lipoxygenases: Enzymatic consequences of targeted alterations of the protein structure // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2005. V. 338. P. 93-101.

33. Schneider C., Pratt D.A., Porter N.A., Brash A.R. Control of oxygenation in lipoxygenase and cyclooxygenase catalysis // Chem. Biol. 2007. V. 14. P. 473488.

34. Glickman M.H., Klinman J.P. Nature of rate-limiting steps in the soybean lipoxygenase-1 reaction // Biochemistry. 1995. V. 34. P. 14077-14092.

35. Rickert K.W., Klinman J.P. Nature of hydrogen transfer in soybean lipoxygenase 1: Separation of primary and secondary isotope effects // Biochemistry. 1999. V. 38. P. 12218-12228.

36. Lehnert N., Solomon E.I. Density-functional investigation on the mechanism of H-atom abstraction by lipoxygenase // J. Biol. Inorg. Chem. 2003. V. 8. P. 294-305.

37. Hatcher E., Soudackov A.V., Hammes-Schiffer S. Proton-coupled electron transfer in soybean lipoxygenase // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. P. 57635775.

38. Upston J.M., Neuzil J., Witting P.K., Alleva R., Stocker R. Oxidation of free fatty acids in low density lipoprotein by 15-lipoxygenase stimulates nonenzymic, alpha-tocopherol-mediated peroxidation of cholesteryl esters // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 30067-30074.

39. Takahashi Y., Glasgow W.C., Suzuki H., Taketani Y., Yamamoto S., Anton M., Kuhn H., Brash A.R. Investigation of the oxygenation of phospholipids by the porcine leukocyte and human platelet arachidonate 12-lipoxygenases // Eur. J. Biochem. 1993. V. 218. P. 165-171.

40. Schewe T., Halangk W., Hiebsch C., Rapoport S.M. A lipoxygenase in rabbit reticulocytes which attacks phospholipids and intact mitochondria // FEBS Lett. 1975. V. 60. P. 149-152.

41. Mancini A.D., Di Battista, J.A. The cardinal role of the phospholipase A(2)/cyclooxygenase-2/prostaglandin E synthase/prostaglandin E(2) (PCPP) axis in inflammostasis // Inflamm Res. 2011. V. 60. P. 1083-1092.

42. Meyer M.P., Tomchick D.R., Klinman J.P. Enzyme structure and dynamics affect hydrogen tunneling: The impact of a remote side chain (I553) in soybean lipoxygenase-1 // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008. V. 105. P. 1146-1151.

43. Tomchick D.R., Phan P., Cymborowski M., Minor W., Holman T.R. Structural and functional characterization of second-coordination sphere mutants of soybean lipoxygenase-1 // Biochemistry. 2001. V. 40. P. 7509-7517.

44. Minor W., Solomon E.I., Holman T.R. Kinetic, spectroscopic, and structural investigations of the soybean lipoxygenase-1 first-coordination sphere mutant, Asn694Gly // Biochemistry. 2006. V. 45. P. 10233- 10242.

45. Boyington J.C., Gaffney B.J., Amzel L.M. Structure of soybean lipoxygenase-I // Biochem. Soc. Trans. 1993. V. 21. P. 744-748.

46. Minor W., Steczko J., Stec B., Otwinowski Z., Bolin J.T., Walter R., Axelrod B. Crystal structure of soybean lipoxygenase L-1 at 1.4 Ä resolution // Biochemistry. 1996. V. 35. P. 10687-10701.

47. Skrzypczak-Jankun E., Amzel L.M., Kroa B.A., Funk Jr. M.O. Structure of soybean lipoxygenase L3 and a comparison with its L1 isoenzyme // Proteins. 1997. V. 29. P. 15-31.

48. Skrzypczak-Jankun E., Borbulevych O.Y., Zavodszky M.I., Baranski M.R., Padmanabhan K., Petricek V., Jankun J. Effect of crystal freezing and small-molecule binding on internal cavity size in a large protein: X-ray and docking studies of lipoxygenase at ambient and low temperature at 2.0 Ä resolution // Acta Crystallogr. Sect. D. Biol. Crystallogr. 2006. V. 62. P. 766-775.

49. Youn B., Sellhorn G.E., Mirchel R.J., Gaffney B.J., Grimes H.D., Kang C. Crystal structures of vegetative soybean lipoxygenase VLX-B and VLX-D, and comparisons with seed isoforms LOX-1 and LOX-3 // Proteins. 2006. V. 65. P. 1008-1020.

50. Skrzypczak-Jankun E., Zhou K., McCabe N.P., Selman S.H., Jankun J. Structure of curcumin in complex with lipoxygenase and its significance in cancer // Int. J. Mol. Med. 2003. V. 12. P. 17-24.

51. Skrzypczak-Jankun E., Bross R.A., Carroll R.T., Dunham W.R., Funk Jr. M.O. Three dimensional structure of a purple lipoxygenase // J. Am. Chem. Soc. 2001. V. 123. P. 10814-10820.

52. Borbulevych O.Y., Jankun J., Selman S.H., Skrzypczak-Jankun E. Lipoxygenase interactions with natural flavonoid, quercetin, reveal a complex with protocatechuic acid in its X-ray structure at 2.1 Ä resolution // Proteins. 2004. V. 54. P. 13-19.

53. Skrzypczak-Jankun E., Zhou K., Jankun J. Inhibition of lipoxygenase by (-)-epigallocatechin gallate: X-ray analysis at 2.1 Ä reveals degradation of EGCG and shows soybean LOX-3 complex with EGC instead // Int. J. Mol. Med. 2003. V. 12. P. 415-420.

54. Skrzypczak-Jankun E., Borbulevych O.Y., Jankun J. Soybean lipoxygenase-3 in complex with 4nitrocatechol // Acta Crystallogr. Sect. D Biol. Crystallogr. 2004. V. 60. P. 613-615.

55. Pham C., Jankun J., Skrzypczak-Jankun E., Flowers 2nd R.A., Funk Jr. M.O. Structural and thermochemical characterization of lipoxygenase catechol complexes // Biochemistry. 1998. V. 37. P. 17952-17957.

56. Choi J., Chon J.K., Kim S., Shin W. Conformational flexibility in mammalian 15S-lipoxygenase: Reinterpretation of the crystallographic data // Proteins. 2008. V. 70. P. 1023-1032.

57. Kobe M.J., Neau D.B, Mitchell C.E., Bartlett S.G., Newcomer M.E. The structure of human 15lipoxygenase-2 with a substrate mimic // J. Biol. Chem. 2014. [Epub ahead of print].

58. Gilbert N.C., Niebuhr M., Tsuruta H., Bordelon T., Ridderbusch O., Dassey A., Brash A.R., Bartlett S.G., Newcomer M.E. A covalent linker allows for membrane targeting of an oxylipin biosynthetic complex // Biochemistry. 2008. V. 47. P. 10665-10676.

59. Oldham M.L., Brash A.R., Newcomer M.E. Insights from the X-ray crystal structure of coral 8Rlipoxygenase: Calcium activation via a C2-like domain and a structural basis of product chirality // J. Biol. Chem. 2005. V. 280. P. 3954539552.

60. Neau D.B., Gilbert N.C., Bartlett S.G., Boeglin W., Brash A.R., Newcomer M.E. The 1.85 A structure of an 8R-lipoxygenase suggests a general model for lipoxygenase product specificity // Biochemistry. 2009. V. 48. P. 7906-7915.

61. Neau D.B., Bender G., Boeglin W., Bartlett S.G., Brash A.R., Newcomer M.E. Crystal structure of a lipoxygenase in complex with substrate: the arachidonic acid-binding site of 8R-lipoxygenase // J. Biol. Chem. 2014. V. 289. P. 3190531913.

62. Tresaugues L., Moshe M., Arrowsmith C.H. [et al.] Crystal structure of the lipoxygenase domain of human arachidonate 12-lipoxygenase, 12s-type /PDB Deposition Date: 2008/5/12 (unpublished data).

63. Gilbert N.C., Bartlett S.G., Waight M.T., Neau D.B., Boeglin W.E., Brash A.R., Newcomer M.E. The structure of human 5-lipoxygenase // Science. 2011. V. 331. P. 217-219.

64. Eek P., Järving R., Järving I., Gilbert N.C., Newcomer M.E., Samel N. Structure of a calciumdependent 11R-lipoxygenase suggests a mechanism for Ca2+ regulation // J. Biol. Chem. 2012. V. 287. P. 22377-22386.

65. Xu S., Mueser T.C., Marnett L.J., Funk Jr. M.O. Crystal structure of 12-lipoxygenase catalytic domain-inhibitor complex identifies a substrate-binding channel for catalysis // Structure. 2012. V. 20. P. 1490-1497.

66. Koljak R., Boutaud O., Shieh B.H., Samel N., Brash A.R. Identification of a naturally occurring peroxidase-lipoxygenase fusion protein // Science. 1997. V. 277. P. 1994-1996.

67. Boutaud O., Brash A.R. Purification and catalytic activities of the two domains of the allene oxide synthaselipoxygenase fusion protein of the coral Plexaura homomalla // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 33764-33770.

68. Abraham B.D., Sono M., Boutaud O., Shriner A., Dawson J.H., Brash A.R., Gaffney B.J. Characterization of the coral allene oxide synthase active site with UV-visible absorption, magnetic circular dichroism, and electron paramagnetic resonance spectroscopy: Evidence for tyrosinate ligation to the ferric enzyme heme iron // Biochemistry. 2001. V. 40. P. 2251-2259.

69. Oldham M.L., Brash A.R., Newcomer M.E. The structure of coral allene oxide synthase reveals a catalase adapted for metabolism of a fatty acid hydroperoxide // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. V. 102. P. 297-302.

70. Lohelaid H., Jarving R., Valmsen K., Varvas K., Kreen M., Jarving I., Samel N. Identification of a functional allene oxide synthase-lipoxygenase fusion protein in the soft coral Gersemia fruticosa suggests the generality of this pathway in octocorals // Biochim. Biophys. Acta. 2008. V. 1780. P. 315-321.

71. Zheng Y., Boeglin W.E., Schneider C., Brash A.R. A 49 KD mini-lipoxygenase from Anabaena sp. PCC 7120 retains catalytically complete functionality // J. Biol. Chem. 2008. V. 283. P. 5138-5147.

72. Schneider C., Niisuke K., Boeglin W.E., Voehler M., Stec D.F., Porter N.A., Brash A.R. Enzymatic synthesis of a bicyclobutane fatty acid by a hemoprotein-lipoxygenase fusion protein from the cyanobacterium Anabaena PCC 7120 // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. V. 104. P. 18941-18945.

73. Gao B., Boeglin W.E., Zheng Y., Schneider C., Brash A.R. Evidence for an ionic intermediate in the transformation of fatty acid hydroperoxide by a catalase-related allene oxide synthase from the cyanobacterium Acaryochloris marina // J. Biol. Chem. 2009. V. 284. P. 22087-22098.

74. Chahinian H., Sias B., Carriere F. The C-terminal domain of pancreatic lipase: Functional and structural analogies with C2 domains // Curr. Protein Pept. Sci. 2000. V. 1. P. 91-103.

75. Maccarrone M., Salucci M.L. Tryptic digestion of soybean lipoxygenase-1 generates a 60 kDa fragment with improved activity and membrane binding ability // Biochemistry. 2001. V. 40. P. 6819-6827.

76. Dainese E., Angelucci C.B., Sabatucci A., De Filippis V., Mei G., Maccarrone M. A novel role for iron in modulating the activity and membrane-binding ability of a trimmed soybean lipoxygenase-1 // FASEB J. 2010. V. 24. P. 1725-1736.

77. Walther M., Anton M., Wiedmann M., Fletterick R., Kuhn H. The N-terminal domain of the reticulocyte-type 15-lipoxygenase is not essential for enzymatic activity but contains determinants for membrane binding // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 27360-27366.

78. Winkler F.K., D'Arcy A., Hunziker W. Structure of human pancreatic lipase // Nature. 1990. V. 343. P. 771-774.

79. May C., Hohne M., Gnau P., Schwennesen K., Kindl H. The N-terminal p-barrel structure of lipid body lipoxygenase mediates its binding to liposomes and lipid bodies // Eur. J. Biochem. 2000. V. 267. P. 1100-1109.

80. Tatulian S.A., Steczko J., Minor W. Uncovering a calcium-regulated membrane-binding mechanism for soybean lipoxygenase-1 // Biochemistry. 1998. V. 37. P. 15481-15490.

81. Kulkarni S., Das S., Funk C.D., Murray D., Cho W. Molecular basis of the specific subcellular localization of the C2-like domain of 5-lipoxygenase // J. Biol. Chem.

2002. V. 277. P. 13167-13174.

82. Walther M., Wiesner R., Kuhn H. Investigations into calcium-dependent membrane association of 15-lipoxygenase-1. Mechanistic roles of surface-exposed hydrophobic amino acids and calcium // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 3717-3725.

83. Hammarberg T., Provost P., Persson B., Radmark O. The N-terminal domain of 5-lipoxygenase binds calcium and mediates calcium stimulation of enzyme activity // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 38787-38793.

84. Chen X.S., Funk C.D. The N-terminal "ß-barrel" domain of 5-lipoxygenase is essential for nuclear membrane translocation // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 811-818.

85. Brinckmann R., Schnurr K., Heydeck D., Rosenbach T., Kolde G., Kuhn H. Membrane translocation of 15-lipoxygenase in hematopoietic cells is calcium-dependent and activates the oxygenase activity of the enzyme // Blood. 1998. V. 91. P. 64-74.

86. Schenk G., Neidig M.L., Zhou J., Holman T.R., Solomon E.I. Spectroscopic characterization of soybean lipoxygenase-1 mutants: The role of second coordination sphere residues in the regulation of enzyme activity // Biochemistry.

2003. V. 42. P. 7294-7302.

87. Kuban R.J., Wiesner R., Rathman J., Veldink G., Nolting H., Sole V.A., Kuhn H. The iron ligand sphere geometry of mammalian 15-lipoxygenases // Biochem. J. 1998. V. 332 (Pt 1). P. 237-242.

88. Dainese E., Sabatucci A., van Zadelhoff G., Angelucci C.B., Vachette P., Veldink G.A., Agro A.F., Maccarrone M. Structural stability of soybean lipoxygenase-1 in

solution as probed by small angle X-ray scattering // J. Mol. Biol. 2005. V. 349. P. 143-152.

89. Di Venere A., Salucci M.L., van Zadelhoff G., Veldink G., Mei G., Rosato N., Finazzi-Agro A., Maccarrone M. Structure-to-function relationship of mini-lipoxygenase, a 60-kDa fragment of soybean lipoxygenase-1 with lower stability but higher enzymatic activity // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 18281-18288.

90. Hammel M., Walther M., Prassl R., Kuhn H. Structural flexibility of the N-terminal beta-barrel domain of 15-lipoxygenase-1 probed by small angle X-ray scattering. Functional consequences for activity regulation and membrane binding // J. Mol. Biol. 2004. V. 343. P. 917-929.

91. Borngraber S., Browner M., Gillmor S., Gerth C., Anton M., Fletterick R., Kuhn H. Shape and specificity in mammalian 15-lipoxygenase active site. The functional interplay of sequence determinants for the reaction specificity // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 37345-37350.

92. Borngraber S., Kuban R.J., Anton M., Kuhn H. Phenylalanine 353 is a primary determinant for the positional specificity of mammalian 15-lipoxygenases // J. Mol. Biol. 1996. V. 264. P. 1145-1153.

93. Knapp M.J., Klinman J.P. Kinetic studies of oxygen reactivity in soybean lipoxygenase-1 // Biochemistry. 2003. V. 42. P. 11466-11475.

94. Chu K., Vojtchovsky J., McMahon B.H., Sweet R.M., Berendzen J., Schlichting I. Structure of a ligand-binding intermediate in wild-type carbonmonoxy myoglobin // Nature. 2000. V. 403. P. 921-923.

95. Ostermann A., Waschipky R., Parak F.G., Nienhaus G.U. Ligand binding and conformational motions in myoglobin // Nature. 2000. V. 404. P. 205-208.

96. Scott E.E., Gibson Q.H. Ligand migration in sperm whale myoglobin // Biochemistry. 1997. V. 36. P. 11909-11917.

97. Knapp M.J., Seebeck F.P., Klinman J.P. Steric control of oxygenation regiochemistry in soybean lipoxygenase-1 // J. Am. Chem. Soc. 2001. V. 123. P. 2931-2932.

98. Hamberg M., Samuelsson B. On the specificity of the oxygenation of unsaturated fatty acids catalyzed by soybean lipoxidase // J. Biol. Chem. 1967. V. 242. P. 5329-5335.

99. Kuhn H., Sprecher H., Brash A.R. On singular or dual positional specificity of lipoxygenases // J. Biol. Chem. 1990. V. 265. P. 16300-16305.

100. Kuhn H., Schewe T., Rapoport S.M. The stereochemistry of the reactions of lipoxygenases and their metabolites. Proposed nomenclature of lipoxygenases and related enzymes // Adv. Enzymol. Relat. Areas Mol. Biol. 1986. V. 58. P. 273-311.

101. Browner M., Gillmor S.A., Fletterick R. Burying a charge // Nat. Struct. Biol. 1998. V. 5. P. 179.

102. Prigge S.T., Gaffney B.J., Amzel L.M. Relation between positional specificity and chirality in mammalian lipoxygenases // Nat. Struct. Biol. 1998. V. 5. P. 178-179.

103. Hornung E., Walther M., Kuhn H., Feussner I. Conversion of cucumber linoleate 13-lipoxygenase to a 9-lipoxygenating species by site-directed mutagenesis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 4192-4197.

104 Gardner H.W. Soybean lipoxygenase-1 enzymically forms both (9S)- and (13S)-hydroperoxides from linoleic acid by a pH-dependent mechanism // Biochim. Biophys. Acta. 1989. V. 1001. P. 274-281.

105. Walther M., Roffeis J., Jansen C., Anton M., Ivanov I., Kuhn H. Structural basis for pH-dependent alterations of reaction specificity of vertebrate lipoxygenase isoforms // Biochim. Biophys. Acta. 2009. V. 1791. P. 827-835.

106. Walther M., Ivanov I., Myagkova G., Kuhn H. Alterations of lipoxygenase specificity by targeted substrate modification and site-directed mutagenesis // Chem. Biol. 2001. V. 8. P. 779-790.

107. Meruvu S., Walther M., Ivanov I., Hammarstrom S., Furstenberger G., Krieg P., Reddanna P., Kuhn H. Sequence determinants for the reaction specificity of murine (12R)-lipoxygenase: Targeted substrate modification and site-directed mutagenesis // J. Biol. Chem. 2005. V. 280. P. 36633-36641.

108. Coffa G., Brash A.R. A single active site residue directs oxygenation stereospecificity in lipoxygenases: Stereocontrol is linked to the position of oxygenation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. V. 101. P. 15579-15584.

109. Coffa G., Schneider C., Brash A.R. A comprehensive model of positional and stereo control in lipoxy-genases // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2005. V. 338. P. 87-92.

110. Coffa G., Imber A.N., Maguire B.C., Laxmikanthan G., Schneider C., Gaffney B.J., Brash A.R. On the relationships of substrate orientation, hydrogen abstraction, and product stereochemistry in single and double dioxygenations by soybean lipoxygenase-1 and its Ala542Gly mutant // J. Biol. Chem. 2005. V. 280. P. 38756-38766.

110. Boeglin W.E., Itoh A., Zheng Y., Coffa G., Howe G.A., Brash A.R. Investigation of substrate binding and product stereochemistry issues in two linoleate 9-lipoxygenases // Lipids. 2008. V. 43. P. 979-987.

111. Sloane D.L., Leung R., Barnett J., Craik C.S., Sigal E. Conversion of human 15-lipoxygenase to an efficient 12-lipoxygenase: The side-chain geometry of amino acids 417 and 418 determine positional specificity // Protein Eng. 1995. V. 8. P. 275-282.

112. Sloane D.L., Leung R., Craik C.S., Sigal E. A primary determinant for lipoxygenase positional specificity // Nature. 1991. V. 354. P. 149-152.

113. Vogel R., Jansen C., Roffeis J., Reddanna P., Forsell P., Claesson H.E., Kuhn H., Walther M. Applicability of the triad concept for the positional specificity of mammalian lipoxygenases // J. Biol. Chem. 2010. V. 285. P. 5369-5376.

114. Burger F., Krieg P., Marks F., Furstenberger G. Enzymic characterization of epidermis-derived 12lipoxygenase isoenzymes // Biochem. J. 2000. V. 348 (Pt 2). P. 329-335.

115. Watanabe T., Haeggstrom J.Z. Rat 12-lipoxygenase: Mutations of amino acids implicated in the positional specificity of 15- and 12-lipoxygenases // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1993. V. 192. P. 1023-1029.

116. Suzuki H., Kishimoto K., Yoshimoto T., Yamamoto S., Kanai F., Ebina Y., Miyatake A., Tanabe T. Sitedirected mutagenesis studies on the iron-binding domain and the determinant for the substrate oxygenation site of porcine leukocyte arachidonate 12-lipoxygenase // Biochim. Biophys. Acta. 1994. V. 1210. P. 308-316.

117. Schwarz K., Walther M., Anton M., Gerth C., Feussner I., Kuhn H. Structural basis for lipoxygenase specificity. Conversion of the human leukocyte 5-lipoxygenase to a 15-lipoxygenating enzyme species by site-directed mutagenesis // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 773-779.

118. Hornung E., Rosahl S., Kuhn H., Feussner I. Creating lipoxygenases with new positional specificities by site-directed mutagenesis // Biochem. Soc. Trans. 2000. V. 28. P. 825-826.

119. Toledo L., Masgrau L., Marechal J.D., Lluch J.M., Gonzalez-Lafont A. nsights into the mechanism of binding of arachidonic acid to mammalian 15-lipoxygenases // J. Phys. Chem. B. 2010. V. 114. P. 7037-7046.

120. Toledo L., Masgrau L., Lluch J.M., Gonzalez-Lafont A. Substrate binding to mammalian 15lipoxygenase // J. Comput. Aided Mol. Des. 2011. V. 25. P. 825835.

121. Jisaka M., Kim R.B., Boeglin W.E., Brash A.R. Identification of amino acid determinants of the positional specificity of mouse 8S-lipoxygenase and human 15S-lipoxygenase-2 // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 1287-1293.

122. Veldink G.A., Garssen G.J., Vliegenthart J.F., Boldingh J. Positional specificity of corn germ lipoxygenase as a function of pH // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1972. V. 47. P. 22-26.

123. Hornung E., Kunze S., Liavonchanka A., Zimmermann G., Kuhn D., Fritsche K., Renz A., Kuhn H., Feussner I. Identification of an amino acid determinant of pH regiospecificity in a seed lipoxygenase from Momordica charantia // Phytochemistry. 2008. V. 69. P. 2774-2780.

124. Härtel B., Ludwig P., Schewe T., Rapoport, S.M. Self-inactivation by 13-hydroperoxylinoleic acid and lipohydroperoxidase activity of the reticulocyte lipoxygenase // Eur. J. Biochem. 1982. V. 126. P 353-357.

126. Kishimoto K., Nakamura M., Suzuki H., Yoshimoto T., Yamamoto, S., Takao T., Shimonishi Y., Tanabe T. Suicide inactivation of porcine leukocyte 12-lipoxygenase associated with its incorporation of 15-hydroperoxy-5,8,11,13-eicosatetraenoic acid derivative// Biochim. Biophys. Acta 1996. V. 1300. P. 5662.

126. Miyamoto T., Ogino N., Yamamoto S.. Hayaishi O. Purification of prostaglandin endoperoxide synthetase from bovine vesicular gland microsomes // J. Biol. Chem. 1976. V. 251. P.2629-2636.

127. Lands W.E. Biological consequences of fatty acid oxygenase reaction mechanisms // Prostaglandins Leukot. Med. 1984. V.13. P. 35-46.

128. Tong H., Richards E., Wood C.E. Prostaglandin endoperoxide synthase-2 abundance is increased in brain tissues of late-gestation fetal sheep in response to cerebral hypoperfusion // J. Soc. Gynecol. Investig. 1999, V. 6. P. 127-135.

129. Smith W.L., DeWitt D.L., Garavito R.M. Cyclooxygenases: structural, cellular, and molecular biology // Ann. Rev. Biochem. 2000. V. 69. P. 145-182.

130. Wade M.L., Voelkel N.F., Fitzpatrick F.A. "Suicide" inactivation of prostaglandin I2 synthase: characterization of mechanism-based inactivation with isolated enzyme and endothelial cells // Arch. Biochem. Biophys. 1995. V. 321. P. 453-458.

131. Jones D.A., Fitzpatrick F. A. Thromboxane A2 synthase. Modification during "suicide" inactivation //. J. Biol. Chem1991. V. 266. P. 23510- 23514.

132. Mueller M.J., Wetterholm A., Blomster M., Jornvall H., Samuelson B., Haeggstrom J.Z. Leukotriene A4 hydrolase: mapping of a henicosapeptide involved in mechanism-based inactivation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1995. V. 92. P.8383-8387

133. Takahashi Y., Ueda N., Yamamoto S. Two immunologically and catalytically distinct arachidonate 12-lipoxygenases of bovine platelets and leukocytes // Arch. Biochem. Biophys. 1988. V. 266. P. 613-621

134. Rouzer C.A., Kargman S. Translocation of 5-lipoxygenase to the membrane in human leukocytes challenged with ionophore A23187. // J. Biol. Chem. 1988. V. 263. P. 10980-10988.

135. de Carolis E., Denis D., Riendeau D. Oxidative inactivation of human 5-lipoxygenase in phosphatidylcholine vesicles // Eur. J. Biochem. 1996. V. 235. P. 416-423

136. Kim M.R., Kim S.H., Sok D.E. Inactivation of potato lipoxygenase by hydroperoxy acids as suicide substrates // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1989. V. 164. P. 1384-1390

137. Furukawa M., Yoshimoto T., Ochi K., Yamamoto S. Studies on arachidonate 5-lipoxygenase of rat basophilic leukemia cells // Biochim. Biophys. Acta 1984.V. 795. P. 458-465.

138. Yoshimoto T., Miyamoto Y., Ochi K., Yamamoto S. Arachidonate 12-lipoxygenase of porcine leukocyte with activity for 5-hydroxyeicosatetraenoic acid // Biochim. Biophys. Acta 1982.V. 713. P. 638- 646.

139. Yamamoto S., Suzuki H., Ueda N. Arachidonate 12-lipoxygenases // Prog. Lipid Res. 1997. V. 36. P. 23-41.

140. Rapoport S., Hartel B., Hausdorf G. Methionine sulfoxide formation: the cause of self-inactivation of reticulocyte // Eur. J. Biochem. 1984. V. 139. P. 573-576.

141. Gan Q.F., Witkop G.L., Sloane D.L., Straub K.M., Sigal E. Identification of a specific methionine in mammalian 15-lipoxygenase lipoxygenase which is oxygenated by the enzyme product 13-HPODE: dissociation of sulfoxide formation from self-inactivation //. Biochemistry 1995. V. 34. P. 7069-7079.

142. Kulkarni A.P. Lipoxygenase: a versatile biocatalyst for biotransformation of endobiotics and xenobiotics // Cell. Mol. Life Sci. 2001. V. 58. P. 1805-1825.

143. Nunez-Delicado E., Sanchez-Ferrer A., Garcia-Carmona F.A. A kinetic study of the one-electron oxidation of Trolox C by the hydroperoxidase activity of lipoxygenase // Biochim. Biophys. Acta 1997. V. 1335. P. 127-134.

144. Rapoport S.M., Härtel B., Schewe T., Kühn H. Hydroperoxy fatty acids inactivate the reticulocyte lipoxygenase independently of a hydroperoxidase activity // FEBS Lett. 1986. V. 202. P. 201-206.

145. de Groot J.J., Veldink G.A., Vliegenthart J.F., Boldingh J., Wever R., van Gelder B.F. Demonstration by EPR spectroscopy of the functional role of iron in soybean lipoxygenase-1 // Biochim. Biophys. Acta 1975. V. 377. P. 71-79

146. Kim M.R., Sok D.E. Irreversible inhibition of soybean lipoxygenase-1 by hydroperoxy acids as substrates // Arch. Biochem. Biophys. 1991. V. 288. P. 270-275.

147. Wiesner R, Suzuki H, Walther M, Yamamoto S, Kuhn H. Suicidal inactivation of the rabbit 15-lipoxygenase by 15S-HpETE is paralleled by covalent modification of active site peptides // Free Radic Biol Med 2003. V.34. P. 304-315.

148. Falgueyret J.P., Denis D., Macdonald D., Hutchinson J.H., Riendeau D. Characterization of the arachidonate and ATP binding sites of human 5-lipoxygenase using photoaffinity labeling and enzyme immobilization // Biochemistry. 1995. V. 34. P. 13603-13611.

149. Smyrniotis C.J., Barbour S.R., Xia Z., Hixon M.S., Holman T.R. ATP allosterically activates the human 5-lipoxygenase molecular mechanism of arachidonic acid and 5(S)-hydroperoxy-6(E),8(Z),11(Z),14(Z)-eicosatetraenoic acid // Biochemistry. 2014. V. 53. P. 4407-4419.

150. Mogul R., Johansen E., Holman T.R. Oleyl sulfate reveals allosteric inhibition of soybean lipoxygenase-1 and human 15-lipoxygenase // Biochemistry. 2000. V. 39. P. 4801-4807

151. Wecksler A.T., Garcia N.K., Holman T.R. Substrate specificity effects of lipoxygenase products and inhibitors on soybean lipoxygenase-1 // Bioorg. Med. Chem. 2009. V. 17. P. 6534-6539.

152. Joshi N., Hoobler E.K., Perry S., Diaz G., Fox B., Holman T.R. Kinetic and structural investigations into the allosteric and pH effect on the substrate specificity of human epithelial 15-lipoxygenase-2 // Biochemistry 2013. V. 52. P. 8026-8035.

153. Aleem A.M., Jankun J., Dignam J.D., Walther M., Kuhn H., Svergun D.I., Skrzypczak-Jankun E. Human platelet 12-lipoxygenase, new findings about its activity, membrane binding and low-resolution structure // J. Mol. Biol. 2008. V. 376. P. 193-209.

154. Häfner A.K., Cernescu M., Hofmann B., Ermisch M., Hörnig M., Metzner J., Schneider G., Brutschy B., Steinhilber D. Dimerization of human 5-lypoxygenase // Biol. Chem. 2011. V. 392. P. 1097-1111.

155. Andreou A., Feussner I. Lipoxygenases - Structure and reaction mechanism // Phytochemistry. 2009. V. 70. P. 1504-1510.

156. Oliw E.H. Plant and fungal lipoxygenases // Prostaglandins Other Lipid Mediators. 2002. V. 68- 69. P. 313-323.

157. De Petrocellis L., Di Marzo V. Aquatic invertebrates open up new perspectives in eicosanoid research: Biosynthesis and bioactivity // Prostaglandins Leukotrienes Essent. Fatty Acids 1994. V. 51. P. 215-229.

158. Hawkins D.J., Brash A.R. Eggs of the sea urchin, Strongylocentrotus purpuratus, contain a prominent (11R) and (12R) lipoxygenase activity // J. Biol. Chem. 1987. V. 262. P. 7629-7634.

159. Porta H., Rocha-Sosa M. Lipoxygenases in bacteria: Horizontal transfer event? // Microbiology. 2001. V. 147. P. 3199-3200.

160. Vance R.E., Hong S., Gronert K., Serhan C.N., Mekalanos J.J. The opportunistic pathogen Pseudomonas aeruginosa carries a secretable arachidonate 15-lipoxygenase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. V. 101. P. 2135-2139.

161. Koeduka T., Kajiwara T., Matsui K. Cloning of lipoxygenase genes from a cyanobacteria, Nostoc punctiforme, and its expression in Eschelichia coli // Curr. Microbiol. 2007. V. 54. P. 315-319.

162. Srivastava M., Begovic E., Chapman J., Putnam N.H., Hellsten U., Kawashima T., Kuo A., Mitros T., Salamov A., Carpenter M.L., Signorovitch A.Y., Moreno M.A., Kamm K., Grimwood J., Schmutz J., Shapiro H., Grigoriev I.V., Buss L.W., Schierwater B., Dellaporta S.L., Rokhsar D.S. The Trichoplax genome and the nature of placozoans // Nature. 2008. V. 454. P. 955-960.

163. Bannenberg G., Martinez M., Hamberg M., Castresana C. Diversity of the enzymatic activity in the lipoxygenase gene family of Arabidopsis thaliana // Lipids. 2009. V. 44. P. 85-95.

164. Toh H., Yokoyama C., Tanabe T., Yoshimoto T., Yamamoto S. Molecular evolution of cyclooxygenase and lipoxygenase // Prostaglandins. 1992. V. 44. P. 291-315.

165. Shin J.H., Van K., Kim D.H., Kim K.D., Jang Y.E., Choi B.S., Kim M.Y., Lee S.H. The lipoxygenase gene family: A genomic fossil of shared polyploidy between Glycine max and Medicago truncatula // BMC Plant Biol. 2008. V. 8. P. 133.

166. Lang I., Feussner I. Oxylipin formation in Nostoc punctiforme (PCC73102) // Phytochemistry. 2007. V. 68. P. 1120-1127.

167. Lang I., Gobel C., Porzel A., Heilmann I., Feussner I. A lipoxygenase with linoleate diol synthase activity from Nostoc sp. PCC 7120 // Biochem. J. 2008. V. 410. P. 347-357.

168. Andreou A., Gobel C., Hamberg M., Feussner I. A bisallylic mini-lipoxygenase from cyanobacterium Cyanothece sp. that has an iron as cofactor // J. Biol. Chem. 2010. V. 285. P. 14178-14186.

169. Mereschkowski C. Über Natur und Ursprung der Chromatophoren im Pflanzenreiche // Biol. Centralbl. 1905. B. 25. S. 593-604.

170. Sagan L. On the origin of mitosing cells // J. Theor. Biol. 1967. V. 14. P. 255-274.

171. Huang C.Y., Ayliffe M.A., Timmis J.N. Direct measurement of the transfer rate of chloroplast DNA into the nucleus // Nature. 2003. V. 422. P. 72-76.

172. Maliga P. Plant biology: Mobile plastid genes // Nature. 2003. V. 422. P. 31-32.

173. Huang C.Y., Ayliffe M.A., Timmis J.N. Simple and complex nuclear loci created by newly transferred chloroplast DNA in tabacco // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. V. 101. P. 9710-9715.

174. Timmis J.N., Ayliffe M.A., Huang C.Y., Martin W. Endosymbiotic gene transfer: Organelle genomes forge eukaryotic chromosomes // Nat. Rev. Genet. 2004. V. 5. P. 123-135.

175. Martin W., Stoebe B., Goremykin V., Hapsmann S., Hasegawa M., Kowallik K.V. Gene transfer to the nucleus and the evolution of chloroplasts // Nature. 1998. V. 393. P. 162-165.

176. Barsan C., Sanchez-Bel P., Rombaldi C., Egea I., Rossignol M., Kuntz M., Zouine M., Latche A., Bouzayen M., Pech J.C. Characteristics of the tomato chromoplast revealed by proteomic analysis // J. Exp. Bot. 2010. V. 61. P. 2413-2431.

177. Johannesson M., Backman L., Claesson H.E., Forsell P.K. Cloning, purification and characterization of non-human primate 12/15-lipoxygenases // Prostaglandins Leukotrienes Essent. Fatty Acids. 2010. V. 82. P. 121-129.

178. Yoshimoto T., Suzuki H., Yamamoto S., Takai T., Yokoyama C., Tanabe T. Cloning and sequence analysis of the cDNA for arachidonate 12-lipoxygenase of porcine leukocytes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V. 87. P. 2142-2146.

179. Chen X.S., Kurre U., Jenkins N.A., Copeland N.G., Funk C.D. cDNA cloning, expression, mutagenesis of C-terminal isoleucine, genomic structure, and chromosomal localizations of murine 12lipoxygenases // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 13979-13987.

180. Watanabe T., Medina J.F., Haeggstrom J.Z., Radmark O., Samuelsson B. Molecular cloning of a 12-lipoxygenase cDNA from rat brain // Eur. J. Biochem. 1993. V. 212. P. 605-612.

181. Berger M., Schwarz K., Thiele H., Reimann I., Huth A., Borngraber S., Kuhn H., Thiele B.J. Simultaneous expression of leukocyte-type 12-lipoxygenase and reticulocyte-type 15-lipoxygenase in rabbits // J. Mol. Biol. 1998. V. 278. P. 935948.

182. Sun D., Funk C.D. Disruption of 12/15-lipoxygenase expression in peritoneal macrophages. Enhanced utilization of the 5-lipoxygenase pathway and diminished oxidation of low density lipoprotein // J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 24055-24062.

183. Chen X.S., Sheller J.R., Johnson E.N., Funk C.D. Role of leukotrienes revealed by targeted disruption of the 5-lipoxygenase gene // Nature. 1994. V. 372. P. 179-182.

184. Johnson E.N., Brass L.F., Funk C.D. Increased platelet sensitivity to ADP in mice lacking platelettype 12-lipoxygenase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 3100-3105.

185. Poeckel D., Zemski Berry K.A., Murphy R.C., Funk C.D. Dual 12/15- and 5-lipoxygenase deficiency in macrophages alters arachidonic acid metabolism and attenuates peritonitis and atherosclerosis in ApoE knock-out mice // J. Biol. Chem. 2009. V. 284. P. 21077-21089.

186. Porta H., Rocha-Sosa M. Plant lipoxygenases. Physiological and molecular features // Plant Physiol. 2002. V. 130. P. 15-21.

187. Feussner I., Wasternack C., Kindl H., Kuhn H. Lipoxygenase-catalyzed oxygenation of storage lipids is implicated in lipid mobilization during germination // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 11849-11853.

188. Bousquet J.F., Thimann K.V. Lipid peroxidation forms ethylene from 1-aminocyclopropane-1carboxylic acid and may operate in leaf senescence // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984. V. 81. P. 1724-1727.

189. He Y., Fukushige H., Hildebrand D.F., Gan S. Evidence supporting a role of jasmonic acid in arabidopsis leaf senescence // Plant Physiol. 2002. V. 128. P. 876-884.

190. Chen G., Hackett R., Walker D., Taylor A., Lin Z., Grierson D. Identification of a specific isoform of tomato lipoxygenase (TomloxC) involved in the generation of fatty acid-derived flavor compounds // Plant Physiol. 2004. V. 136. P. 2641-2651.

191. Ridolfi M., Terenziani S., Patumi M., Fontanazza G. Characterization of the lipoxygenases in some olive cultivars and determination of their role in volatile compounds formation // J. Agric. Food Chem. 2002. V. 50. P. 835-839.

192. Andreou A.Z., Vanko M., Bezakova L., Feussner I. Properties of a mini 9R-lipoxygenase from Nostoc sp. PCC 7120 and its mutant forms // Phytochemistry. 2008. V. 69. P. 1832-1837.

193. Aparoy P., Reddy R.N., Guruprasad L., Reddy M.R., Reddanna P. Homology modeling of 5lipoxygenase and hints for better inhibitor design // J. Comput. Aided Mol. Des. 2008. V. 22. P. 611-619.

194. Mei G., Di Venere A., Nicolai E., Angelucci C.B., Ivanov I., Sabatucci A., Dainese E., Kuhn H., Maccarrone M. Structural Properties of Plant and Mammalian Lipoxygenases. Temperature-dependent conformational alterations and membrane binding ability // Biochemistry 2008. V. 47. P. 9234-9242.

195. Alcala J.R., Gratton E., Prendergast F.G. Interpretationof fluorescence decays in proteins using continuous lifetime distributions. Biophys. J. 1987. V. 51. P. 925936.

196. Putnam C.D., Hammel M., Hura G.L., Tainer J.A. X-ray solution scattering (SAXS) combined with crystallography and computation: defining accurate macromolecular structures, conformations and assemblies in solution // Q. Rev. Biophys. 2007. V. 40. P. 191-285.

197. Schulz E.C., Tietzel M., Tovy A., Ankri S., Ficner R. Structure analysis of Entamoeba histolytica enolase // Acta Cryst. D 2011. V. 67. P. 619-627.

198. Nooren I.M.A., Thornton J.M. Structural characterisation and functional significance of transient protein-protein interactions // J. Mol. Biol. 2003. V. 325. P. 991-1018.

199. Chung I., Akita R., Vandlen R., Toomre D., Schlessinger J., Mellman I. Spatial control of EGF receptor activation by reversible dimerization on living cells // Nature 2010. V. 464. P. 783-787.

200. Tateyama M., Abe H., Nakata H., Saito O., Kubo Y. Ligand-induced rearrangement of the dimeric metabotropic glutamate receptor 1alpha // Nat. Struct. Mol. Biol. 2004. V. 11. P. 637-642.

201. Yuan C., Rieke C.J., Rimon G., Wingerd B.A., Smith W.L. Partnering between monomers of cyclooxygenase-2 homodimers // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2006. V. 103. P. 6142-6147.

202. Yuan C., Sidhu R.S., Kuklev D.V., Kado Y., Wada M., Song I., Smith W.L. Cyclooxygenase allosterism, fatty acid-mediated cross-talk between monomers of cyclooxygenase homodimers // J. Biol. Chem. 2009. V. 284 P. 10046-10055.

203. Bayley H. (1983) Photogenerated reagents in biochemistry and molecular biology, V.12, Elsevier, New York.

204. Antonovic L., Hodek P., Smrcek S., Novak P., Sulc M., Strobel H.W. Heterobifunctional photoaffinity probes for cytochrome P450 2B // Arch. Biochem. Biophys. 1999. V. 370. P. 208-215.

205. Heckmann B., Mioskowski Ch., Lumin S., Falck J.R., Wei Sh., Capdevila J.H. Chiral acetals: Stereocontrolled synthesis of 16-, 17- and 19-

xydroxyeicosatetraenoic acids; cytochrome P-450 arachidonate metabolites //Tetrahedron Lett. 1996. V. 37. P. 1425-1428.

206. Reddy Y.K., Reddy L.M., Capdevila J.H., Falck J.R. Practical, asymmetric synthesis of 16-zydroxyeicosa-5(Z),8(Z),11(Z),14(Z)-tetraenoic acid (16-HETE), an endogenous inhibitor of neutrophil activity // Bioorg. Med. Chem. Lett. 2003. V. 13.P. 3719-3720.

207. Manna S., Falck R.J., Chacos N., Capdevila, J. Synthesis of arachidonic acid metabolites produced by purified kidney cortex microsomal cytochrome P-450 // Tetrahedron Lett. 1983. V. 24. P. 33-36.

208. Falck J.R., Anjaiah S., Tuniki V.R., Gopal V R. Capdevila J.H. Convenient syntheses of [20,20,20-2H3]-arachidonic acid and [20,20,-2H2]-20-hydroxyeicosatetraenoic acid //J Label. Compd. Radiopharm 2006. V.49. P. 245252.

209. Ivanov I.V., Groza N.V., Romanov S.G., Kuhn H., Myagkova G.I. Total synthesis of the lipoxygenase substrates (5Z,8Z,11Z,14Z)-nonadeca-5,8,11,14-tetraene-1,19-dioic acid and (5Z,8Z,11Z,14Z)-20,20-dimethylheneicosa-5,8,11,14-tetraenoic Acid // Synthesis 2000. P. 691—694.

210. Lapitskaya M.A., Vasiljeva L.L., Pivnitsky K.K. A chemoselective synthesis of functionalized 1,4-alkadiynes (skipped diacetylenes) // Synthesis 1993. P 65-66.

211. Ivanov I., Romanov S.G., Groza N.V., Nigam S., Kuhn H., Myagkova G.I. A Simple method for preparation of (5Z, 8Z, 11Z, 14Z)-16-hydroxyeicosa-5,8,11,14-tetraenoic acid enantiomers and the corresponding 14,15-dehydro analogues: role of the 16-hydroxy group for the lipoxygenase reaction // Bioorg. Med. Chem. 2002. V. 10. P. 2335-2343.

212. Ivanov I., Romanov S.G., Shevchenko V.P., Rozhkova E.A., Maslov M.A., Groza N.V., Myasoedov N.F., Kuhn H., Myagkova G.I. A convergent syntesis of (17R, 5Z, 8Z, 11Z, 14Z)-17-hydroxyeicosa-5,8,11,14-tetraenoic acid analogues and their tritiated derivatives // Tetrahedron 2003. V. 59. P. 8091-8097.

213. Yamaguchi M., Hirao I. An efficient method for the alkylation of oxyranes by alkynyl boranes // Tetrahedron Lett. 1983. V. 24. P. 391-394.

214. Groza N. V., Ivanov I. V., Romanov S. G., Myagkova G. I., Nigam S. A novel synthesis of 3(R)-HETE, 3(R)-HTDE and enzymatic synthesis of 3(R),15(S)-DiHETE // Tetrahedron 2002. V 58. P. 9859-9863.

215. Romanov S.G., Ivanov I., Groza N.V., Kuhn H., Myagkova G.I. Total synthesis of (5Z, 8Z, 11Z, 14Z)-18- and 19-oxoeicosa-5,8,11,14-tetraenoic acids // Tetrahedron 2002. V. 58. P. 8483-8487.

216. Posner G.H., Whitten C.E., McFarland P.E. Organocopperchemistry. Halo-, cyano-, and carbonyl-substituted ketones from the corresponding acyl chlorides and organocopper reagents // J. Am. Chem. Soc. 1972. V. 94. P. 5106-5108.

217. Romanov S.G., Ivanov I., Shevchenko V.P., Nagaev I.Yu., Pushkov A.A., Myasoedov N.F., Myagkova G.I., Kuhn H. Synthesis of (5Z, 8Z, 11Z, 14Z)-18-and 19-azidoeicosa-5,8,11,14-tetraenoic acids and their [5,6,8,9,11,12,14,15-3H8]-analogues through a common synthetic route // Chem. Phys. Lipids 2004. V. 130. P. 117-126.

218. Shevchenko V.P., Myagkova G.I., Lazurkina T.Yu., Dyomin P.M., Shram S.I., Zabolotsky D.A., Nagaev I.Yu., Belosludtsev Yu.Yu., Evstigneeva R.P., Myasoedov N.F. Synthesis of tritium-labelled natural prostaglandins of series 1,2,3 // J. Labelled Compd. Radiopharm. 1989. V. 27. P. 1177-1193.

219. Mitsunobu O. The use of diethyl azidocarboxlate and triphenylphosphine in synthesis and transformation of natural products // Synthesis 1981. P. 1-23.

220. Lie Ken Jie M.S.F., Lao H.B.. Fatty acids, part 31. Thepreparation and some physical properties of azido fatty esters // Chem. Phys. Lipids 1987. V. 45. P. 6574.

221 .Lane J.W.; Halcomb R. L. New design concepts for constraining glycosylated amino acids //Tetrahedron 2001. V. 57. P. 6531-6538.

222. Koviach J.L., Chappell M.D., Halcomb R.L. Design and Synthesis of Conformationally Constrained Glycosylated Amino Acids // J. Org. Chem. 2001. V. 66. P. 2318-2326.

223. Schewe C., Schewe T., Wendel A. Strong inhibition of mammalian lipoxygenases by the antiinflammatory seleno-organic compound ebselen in the absence of glutathione // Biochem. Pharmacol. 1994. V. 48. P. 65-74.

224. Walther M., Holzhütter H.G., Kuban R.J., Wiesner R., Rathmann J., Kuhn H. The inhibition of mammalian 15-lipoxygenases by the anti-inflammatory drug ebselen: dual-type mechanism involving covalent linkage and alteration of the iron ligand sphere // Mol. Pharmacol. 1999. V. 56. P.196- 203.

225. Lapenna D., Ciofani G., Pierdomenico S.D., Neri M., Cuccurullo C., Giamberardino M.A., Cuccurullo F. Inhibitory activity of salicylic acid on lipoxygenase-dependent lipid peroxidation // Biochim. Biophys. Acta. 2009. V. 1790. P. 25-30.

226. Here S., Schadendorf T., Ivanov I., Herberger Ch., Steinle W., Rück-Braun K., Preissner R., Kuhn H. Photoactivation of an inhibitor of the 12/15lipoxygenase pathway // ChemBioChem. 2006. V.7. P. 1089-1095.

227. Yu S.-C., Borchert A., Kuhn H., Ivanov I. Synthesis of a new seleninic acid anhydride and mechanistic studies into its glutathione peroxidase activity // Chemistry Eur. J. 2008. V 14. P. 7066-7071.

228. Yu S.-C., Kuhn H., Daniliuc C.G., Ivanov I., Jones P.G., du Mont W.W. 5-Selenization of salicylic acid derivatives yielded isoform-specific 5-lipoxygenase inhibitors // Org. Biomol. Chem. 2010. V. 8. P. 828-834.

229. Nelson R.E., Degering E.F., Bilderback J.A. The Action of Selenium Tetrachloride on Some Esters of Salicylic Acid // Am. Chem. Soc.1938. V. 60. P. 1239-1241.

230. Romanov S., Wiesner R., Myagkova G., Kuhn H., Ivanov I. Affinity labeling of the rabbit 12/15-lipoxygenase using azido derivatives of arachidonic acid // Biochemistry 2006. V. 45. P. 3554-3562.

231. Rapoport S.M., Schewe T., Wiesner R., Halangk W., Ludwig P., Janicke-Höhne M., Tannert C., Hiebsch C., Klatt D. The lipoxygenase of reticulocytes. Purification, characterization and biological dynamics of the lipoxygenase; its identity with the respiratory inhibitors of the reticulocyte // Eur. J. Biochem. 1979. V. 96. P. 545-561.

232. Wattenberg A., Organ A.J., Schneider K., Tyldesley R., Bordoli R., Bateman R.H. Sequence dependent fragmentation of peptides generated by MALDI quadrupole time-of-flight (MALDI Q-TOF) mass spectrometry and its implications for protein identification // J. Am. Soc. Mass. Spectrom. 2002. V. 13. P. 772-83

233. Kale L., Skeel R., Bhandarkar M., Brunne, R., Gursoy R., Krawetz N., Phillips J., Shinozaki J., Varadarajan K., Schulten K. NAMD2: greater scalability for parallel molecular dynamics // J. Comput. Phys. 1999.V. 151. P. 283-312.

234. Ivanov I., Romanov S., Odzdoba Ch., Holzhutter H.-G., Myagkova G., Kuhn H. Enantioselective substrate specificity of 15-lipoxygenases // Biochemistry 2004. V. 43, P. 15720-15728.

234. Maury G., Ginestar E. Srairi D., Thaler-Dao H., Dembele-Duchesne M. J., Lorquin J., Crastes, and de Paulet, A. Racemic LTA4 methyl ester bioconversion into LTC4 methyl ester by various glutathione S-transferases // Biochem. Int. 1987. V. 15, P.1127-1135.

235. Uppenberg J., Ohrner N., Norin M., Hult K., Kleywegt G. J., Patkar S., Waagen V., Anthonsen T., Jones, T. A. The selectivity of CALB for the (R)-enantiomer has been ationalized based on the crystal structure and modelling of the active site // Biochemistry 1995. V. 34. P. 16838-16851.

236. Raza S., Fransson L., Hult, K. Enantioselectivity in Candida antarctica lipase B: a molecular dynamics study // Protein Sci. 2001. V. 10. P. 329-338.

237. Vigorita M.G., Ottana R., Monforte F., Maccari R., Monforte M.T., Trovato A., Taviano N., Miceli M.F., De Luca G., Alcaro S., Ortuso F. Chiral 3,3'-(1,2-ethanediyl)-bis-[2-(3,4-dimethoxyphenyl)-4-thiazolidinones] with antiinflammatory activity. Part 11: evaluation of COX-2 selectivity and modeling // Bioorg. Med. Chem. 2003. V. 11. P. 999-1006.

238. Dupont R., Goossens J.-F., Cotelle N., Vrielynck L., Vezin H.,.Henichart J.-P., Cotelle P. New bis-catechols 5-lipoxygenase inhibitors // Bioorg. Med. Chem. 2001. V. 9. P. 229-235.

239. Noguchi N., Yamashita H., Hamahara J., Nakamury A., Kühn H., Niki E. The specificity of lipoxygenase-catalyzed lipid peroxidation and the effects of radical scavenging antioxidants // Biol. Chem. 2002. V. 383. P. 619-626.

240. Berry H., Débat H., Larreta-Garde V. Oxygen concentration determines regiospecificity in soybean lipoxygenase-1 reaction via a branched kinetic scheme // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 2769-2776.

241. Ivanov I., Kuhn H., Saam J., Holzhutter H.-G. Dual role of oxygen during lipoxygenase reactions // FEBS J. 2005, V. 272. P. 2523-2535.

242. Ludwig P., Holzhuütter H.-G, Colosimo A., Silvestrini Ch., Schewe T., Rapoport S.M. A kinetic model for lipoxygenases based on experimental data with the lipoxygenase of reticulocytes // Eur. J. Biochem.1987. V. 168. P. 325-337.

243. Schilstra M.J., Veldink G.A., Vliegenthart J,F, The dioxygenation rate in lipoxygenase catalysis is determined by the amount of iron (III) lipoxygenase in solution // Biochemistry 1994. V. 33. P. 3974-3979.

244. de Groot J.J., Garssen G.J., Veldink G.A., Vliegenthart J..F Boldingh J. On the interaction of soybean lipoxygenase-1 and 13-L-hydroperoxylinoleic acid, involving yellow and purple coloured enzyme species // FEBS Lett. 1975. V. 56. P. 50-54.

245. Chamulitrat W., Hughes M.F., Eling T.E., Mason R.P. Superoxide and peroxyl radical generation from the reduction of polyunsaturated fatty acid hydroperoxides by soybean lipoxygenase // Arch. Biochem. Biophys. 1991. V. 1. P. 153-159.

246. Nelson M.J., Seitz S.P. The structure and function of lipoxygenase // Curr. Opin. Struct. Biol. 1994. V. 4. P. 878-884.

247. Lario P.I., Sampson N., Vrielink A. Sub-atomic resolution crystal structure of cholesterol oxidase: what atomic resolution crystallography reveals about enzyme

mechanism and the role of the FAD cofactor in redox activity // J. Mol. Biol. 2003. V. 326, P. 1635-1650.

248. Koutsoupakis K., Stavrakis S., Soulimane T., Varotsis C. Oxygen-linked equilibrium CuB-CO species in cytochrome ba3 oxidase from thermus thermophilus. Implications for an oxygen channel ar the CuB site // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 14893-14896.

249. Brunori M., Cutruzzola F., Savino C., Travaglini-Allocatelli C., Vallone B., Gibson Q.H. Structural dynamics of ligand diffusion in the protein matrix: A study on a new myoglobin mutant Y(B10) Q(E7) R(E10) // Biophys. J. 1999. V. 76. P. 12591269.

250. Cohen J., Arkhipov A., Braun R., Schulten K. Imaging the migration pathways for O2, CO, NO, and Xe inside myoglobin // Biophys. J. 2006. V. 91. P. 1844-1857.

251. Saam J., Ivanov I., Walther M., Holzhütter H.-G., Kuhn H. Molecular dioxygen enters the active site of 12/15-lipoxygenase via dynamic oxygen access chanels // Proc. Natl. Acad. Sci USA 2007. V. 104. P. 13319-13324.

252. Moin S.T., Hofer T.S., Sattar R., Ul-Haq Z. Molecular dynamics simulation of mammalian 15S-lipoxygenase with AMBER force field // Eur. Biophys. J. 2011. V. 40. P. 715-726.

253. Krissinel E., Henrick K. Inference of macromolecular assemblies from crystalline state // J. Mol. Biol. 2007. V. 372. V. 774-797.

254. Ivanov I., Di Venere A., Horn T., Scherer P., Nicolai E., Steling S., Skrzypczak-Jankun E., Mei G., Maccarrone M., Kühn H. Tight association of N-terminal and catalytic subunits of rabbit 12/15-lipoxygenase is important for protein stability and catalytic activity // Biochim. Biophys. Acta 2011. V. 1811. P. 1001-1010.

255. Cauet E., Rooman M., Wintjens R., Lievin J., Biot C. Histidine-aromatic interactions in proteins and protein-ligand complexes: quantum chemical study of X-ray and model structures // J. Chem. Theory Comput. 2005. V.1. P. 472-483.

256. Churchill C.D., Wetmore S.D. Noncovalent interactions involving histidine: the effect of charge on pi-pi stacking and T-shaped interactions with the DNA nucleobases // J. Phys. Chem. B 2009. V. 113. P. 16046-16058.

257. Bhattacharyya R., Samanta U., Chakrabarti P. Aromatic-aromatic interactions in and around alpha-helices // Protein Eng. 2002. V. 15. P. 91-100.

258. Kannan N., Vishveshwara S Aromatic clusters: a determinant of thermal stability of thermophilic proteins // Protein Eng. 2000. V. 13. P. 753-761.

259. Shang W., Ivanov I., Svergun D.I., Borbulevych O.Y., Aleem A.M., Stehling S., Jankun J., Kühn H., Skrzypczak-Jankun E. Probing dimerization and structural flexibility of mammalian lipoxygenases by small angle X-ray scattering // J. Mol. Biol. 2011. V. 409. P. 654-663.

260. Yang J.T., Wu C.S., Martinez H.M. Calculation of protein conformation from circular dichroism // Methods Enzymol. 1986. V. 130. P. 208-269.

261. Lami H., Glasser N. Indole's solvatochromism revisited // J. Chem. Phys. 1986. V. 84. P. 597-604.

262. Valeur B., Weber G. Resolution of the fluorescence excitation spectrum of indole into the 1La and 1Lb excitation bands// Photochem. Photobiol. 1977. V. 25. P. 441-444.

263. Callis P.R. 1La and 1Lb transitions of tryptophan: applications of theory and experimental observations to fluorescence of proteins // Methods Enzymol. 1997. V. 278. P. 113-150.

264. Di Venere A., Mei G., Gilardi G., Rosato N., De Matteis F., McKay R., Gratton E., Finazzi-Agro A. Resolution of the heterogeneous fluorescence in multi-tryptophan proteins: ascorbate oxidase // Eur. J. Biochem. 1998. V. 257. P. 337-343.

265. Mei G., Pugliese L., Rosato N., Toma L., Bolognesi M., Finazzi-Agro A. Biotin and biotin analogues specifically modify the fluorescence decay of avidin // J. Mol. Biol. 1994. V. 242. P. 559-565.

266. Gan Q.-F., Browner M.F., Sloane D.L., Sigal E. Defining the arachidonic acid binding site of human 15-lipoxygenase //J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 2541225418.

267. Ivanov I., Schwarz K., Holzhütter H.G., Myagkova G., Kühn H., Omega-oxidation impairs oxidizability of polyenoic fatty acids by 15-lipoxygenases: consequences for substrate orientation at the active site // Biochem. J. 1998. V. 336. P. 345352.

268. Suardiaz R., Masgrau L., Lluch J.M., Gonzalez-Lafont A. Regio- and stereospecificity in the oxygenation of arachidonic acid catalyzed by Leu597 mutants of rabbit 15-lipoxygenase: a QM/MM study // Chemphyschem. 2014. V. 15. P. 2303-2310.

269. Suardiaz R., Masgrau L., Lluch J.M., Gonzalez-Lafont A. An insight into the regiospecificity of linoleic acid peroxidation catalyzed by mammalian 15-lipoxygenases // J. Phys. Chem .B. 2013. V. 117. P. 3747-3754.

270. Di Venere A., Horn T., Stehling S., Mei G., Masgrau L., Gonzalez-Lafont A., Kühn H., Ivanov I. Role of Arg403 for thermostability and catalytic activity of rabbit 12/15-lipoxygenase // Biochim. Biophys. Acta 2012. V. 1831. P.1079-1088.

271. Pace C.N. Determination and analysis of urea and guanidine hydrochloride denaturation curves // Methods Enzymol. 1986. V. 31. P. 266-280.

272. Sudharshan E., Rao A.G. Involvement of cysteine residues and domain interactions in the reversible unfolding of lipoxygenase-1 // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 35351-35358.

273. Myers J.K., Pace C.N., Scholtz J.M. Denaturant m values and heat capacity changes: relation to changes in accessible surface areas of protein unfolding // Protein Sci. 1995. V. 4. P. 2138-2148.

274. Courtenay E.S., Capp M.W., Saecker R.M., Record Jr M.T. Thermodynamic analysis of interactions between denaturants and protein surface exposed on unfolding: interpretation of urea and guanidinium chloride m-values and their correlation with changes in accessible surface area (ASA) using preferential

interaction coefficients and the local-bulk domain model // Proteins 2000. Suppl. 4. P. 72-85

275. Schwarz K., Borngräber S., Anton M., Kuhn H. Probing the substrate alignment at the active site of 15-lipoxygenases by targeted substrate modification and site-directed mutagenesis. Evidence for an inverse substrate orientation // Biochemistry 1998. V. 37. P. 15327-15335.

276. Krissinel E., Henrick K. Inference of macromolecular assemblies from crystalline state // J. Mol. Biol. 2007. V. 372. P. 774-797.

277. Lagarde M., Croset M., Authi K.S. Crawford N. Subcellular localization and some properties of lipoxygenase activity in human blood platelets // Biochem. J. 1984. V. 222. P. 495-500.

278. Petoukhov M.V., Svergun D.I. Global rigid body modelling of macromolecular complexes against small-angle scattering data //. Biophys. J. 2005. V. 89. P. 1237-1250.

279. Ivanov I., Shang W., Toledo L., Masgrau L., Svergun D.I., Stehling S., Gomez H., Di Venere A., Mei G., Lluch J.M., Skrzypczak-Jankun E., Gonzalez-Lafont A., Kuhn H. Ligand-induced formation of transient dimers of mammalian 12/15-lipoxygenase: A key to allosteric behavior of this class of enzymes? // Proteins. 2012. V. 80. P. 703-712.

280. Konarev P.V., Volkov V.V., Sokolova A.V., Koch M.H.J., Svergun D.I. PRIMUS: a Windows PC-based system for small-angle scattering data analysis // J. Appl. Crystallogr. 2003. V. 36. P. 1277-1282.

281. Di Venere A., Nicolai E., Ivanov I., Dainese E., Adel S., Angelucci B.C., Kuhn H., Maccarrone M., Mei G. Probing conformational changes in lipoxygenases upon membrane binding: Fine-tuning by the active site inhibitor ETYA // Biochim. Biophys. Acta. 2014. V. 1841. P. 1-10.

282. Kühn H., Holzhütter H.G., Schewe T., Hiebsch C., Rapoport S.M. The mechanism of inactivation of lipoxygenases by acetylenic fatty acids // Eur. J. Biochem. 1984. V. 139. P. 577-583

283. Alber T. Structure of the leucine zipper // Curr. Opin. Genet. Dev. 1992. V. 2. P. 205-210.

284. Nikolaev Y., Pervushin K. Rethinking leucine zipper—a ubiquitous signal transduction motif. Nat. Preced. 2009. hdl:10101/npre.2009.3271.1.

286. Guerois R., Nielsen J.E., Serrano L. Predicting changes in the stability of proteins and protein complexes: a study of more than 1000 mutations. J. Mol. Biol. 2002. V. 320. P. 369-387.

287. Simons K.T., Kooperberg C., Huang E., Baker D. Assembly of protein tertiary structures from fragments with similar local sequences using simulated annealing and Bayesian scoring functions // J. Mol. Biol. 1997. V. 268. P. 209-225.

288. Sloane D.L., Dixon R.A., Craik C.S., Sigal E. Expression of cloned human 15-lipoxygenase in eukaryotic and prokaryotic systems // Adv Prostaglandin Thromboxane Leukot. Res. 1991. V. 21A. P. 25-28.

289. Chaitidis P., Adel S., Anton M., Heydeck D., Kuhn, H., Horn, T. Lipoxygenase pathways in Homo neanderthalensis: functional comparison with Homo sapiens isoforms // J. Lipid Res. 2013. V. 54. P. 1397-1409.

290. Adel S., Kakularam K.R., Horn T., Reddanna P., Kuhn H., Heydeck D. Leukotriene signaling in the extinct human subspecies Homo denisovan and Homo neanderthalensis. Structural and functional comparison with Homo sapiens // Arch. Biochem. Biophys. 2015. V. 565. P. 17-24.

291. Pekarova M., Kuhn H., Bezakova L., Ufer C., Heydeck D. Mutagenesis of triad determinants of rat Alox15 alters the specificity of fatty acid and phospholipid oxygenation // Arch. Biochem. Biophys. 2015. V. 571. P. 50-57.

292. I. Ivanov, H. Kuhn, D. Heydeck / Molekular and structural biology of arachidonic acid 15-Lipoxygenase (ALOX15) // Gene, 2015. doi: 10.1016/j.gene.2015.07.073.

293. Horn T., Ivanov I., Di Venere A., Kakularam K.R., Reddanna P., Conrad M.L., Richter C., Scheerer P., Kuhn H. Molecular basis for the catalytic inactivity of a

naturally occurring near-null variant of human ALOX15 // Biochim. Biophys. Acta 2013. V. 1831. P. 1702-1713.

294. Watson S.C., Eastman J.F. Colored indicators for simple direct titration of magnesium and lithium reagents J. Organomet. Chem. 1967. V. 9. P. 165-168.

295. Houben-Weyl Methods of Organic Chemistry Vol. IX, 4th Edition, Thieme Verlag 1955. P. 1009.

296. Keimatsu S., Yokota K., Satoda I. Organoselenium Compaunds// Yakugaku Zasshi 1933. V. 53. P. 994-1046.

297. Humphrey W., Dalke A., Schulten K. VMD-visual molecular dynamics // J. Mol. Graphics 1996. V. 14. P. 33-38.

298. Lougheed T., Borisenko V., Hennig T., Rück-Braun K., Woolley A. Photomodulation of ionic current through hemithioindigo-modified gramicidin channels // Org Biomol. Chem. 2004. V. 2. P. 2798 -2801.

299. Garnier J., Gibrat J.F., Robson B. GOR method for predicting protein secondary structure from amino acid sequence // Methods in Enzymology 1996. V. 266. P. 540-553.

300. Geourjon C., Del'eage G. SOPMA: significant improvements in protein secondary structure prediction by consensus prediction from multiple alignments // Comput. Appl. Biosci. 1995. V. 11. P. 681-684.

301. Rost B., Sander C. Prediction of protein secondary structure at better than 70% accuracy // J. Mol. Biol. 1993. V. 232. P. 584-599.

302. Zhang L., Hermans J. Hydrophilicity of cavities in proteins //Proteins 1996. V. 24. P. 433-438.

303. MacKerell Jr. A.D., Bashford D., Bellott M., Dunbrack Jr. R.L., Evanseck J., Field M.J., Fischer S., Gao J., Guo H., Ha S., Joseph D., Kuchnir L., Kuczera K., Lau F.T.K., Mattos C., Michnick S., Ngo T., Nguyen D.T., Prodhom B., Reiher I.W.E., Roux B., Schlenkrich M., Smith J., Stote R., Straub J., Watanabe M.,

Wiorkiewicz-Kuczera J., Yin D., Karplus M. All-atom empirical potential for molecular modeling and dynamics studies of proteins // J. Phys. Chem. B 1998. V. 102. P. 3586-3616.

304. Becke A.D. Density-functional exchange-energy approximation with correct asymptotic behaviour // Phys. Rev. A 1988. V. 38. P. 3098-3100.

305. Frisch M.J., Trucks G.W., Schlegel H.B., Scuseria G.E., Robb M.A., Cheeseman J.R., Montgomery Jr. J.A., Vreven T., Kudin K.N., Burant J.C., Millam J.M., Iyengar S.S., Tomasi J., Barone V., Mennucci B., Cossi M., Scalmani G., Rega N., Petersson G.A., Nakatsuji H., Hada M., Ehara M., Toyota K., Fukuda R., Hasegawa J., Ishida M., Nakajima T., Honda Y., Kitao O., Nakai H., Klene M., Li X., Knox J.E., Hratchian H.P., Cross J.B., Adamo C., Jaramillo J., Gomperts R., Stratmann R.E., Yazyev O., Austin A.J., Cammi R., Pomelli C., Ochterski J.W., Ayala P.Y., Morokuma K., Voth G.A., Salvador P., Dannenberg J.J., Zakrzewski V.G., Dapprich S., Daniels A.D., Strain M.C., Farkas O., Malick D.K., Rabuck A.D., Raghavachari K., Foresman J.B., Ortiz J.V., Cui Q., Baboul A.G., Clifford S., Cioslowski J., Stefanov B.B., Liu G., Liashenko A., Piskorz P., Komaromi I., Martin R.L., Fox D.J., Keith T., Al-Laham M.A., Peng C.Y., Nanayakkara A., Challacombe M., Gill P.M.W., Johnson B., Chen W., Wong M.W., Gonzalez C., Pople J.A. (2003) Gaussian 03 (revision b.05).

306. Mihel J., Sikic, M., Tomic, S., Jeren, B. & Vlahovicek,K. PSAIA—Protein structure and interaction analyser // BMC Struct. Biol. 2008. V. 8. P. 21.

307. Paladini A.A., Weber G. Absolute measurements of fluorescence polarization athigh pressure // Rev. Sci. Instrum. 1981. V. 52. P. 419-427.

308. Pace C.N, Shirley B.A., Thomson J.A. A practical approach, in: T.E. Creighton (Ed.), Protein Structure, IRL Press at Oxford University Press, Oxford, 1989, P. 311-330.

309. Kuwajima K. The molten globule state as a clue for understanding the folding and cooperativity of globular-protein structure // Proteins 1989. V. 6. P. 87-103.

310. Roessle M.W., Klaering R., Ristau U., Robrahn B., Jahn D., Gehrmann T., Konarev P., Round A., Fiedler S., Hermesa C., Svergun D.I. Upgrade of the

small-angle X-ray scattering beamline X33 at the European Molecular Biology Laboratory, Hamburg // J. Appl. Cryst. 2007. P. 40. V. 190-194.

311. Round A.R., Franke D., Moritz S., Huchler R., Fritsche M., Malthan D., Klaering R., Svergun D.I. Roessle M. Automated sample-changing robot for solution scattering experiments at the EMBL Hamburg SAXS station X33 // J. Appl. Cryst. 2008. V. 41. P. 913-917.

312. Svergun D.I., Barberato C., Koch M.H.J. CRYSOL—a program to evalateX-ray solution scattering of biological macromolecules fromatomic coordinates // J. Appl. Crystallogr. 1995. V. 28. P. 768-773.

313. Brooks B.R., Brooks C.L., Mackerell A.D., Nilsson L., Petrella R.J., Roux B., Won Y., Archontis G., Bartels C., Boresch S., Caflisch A., Caves L., Cui Q., Dinner A.R., Feig M., Fischer S., Gao J., Hodoscek M., Im W., Kuczera K., Lazaridis T., Ma J.., Ovchinnikov V., Paci E., Pastor R.W., Post C.B., Pu J.Z., Schaefer M., Tidor B., Venable R.M., Woodcock H.L., Wu X., Yang W., York D.M., Karplus M. CHARMM: the biomolecular simulation program // J. Comput. Chem. 2009. V. 30. P. 1545-1614.

314. Pettersen E.F., Goddard T.D., Huang C.C., Couch G.S., Greenblatt D.M., Meng E.C., Ferrin T.E.. UCSF Chimera—a visualization system for exploratory research and analysis // J. Comput. Chem. 2004. V. 25. P. 1605-1612.

315. Hoover W.G. Canonical dynamics: equilibrium phase-space distributions // Phys. Rev. A 1985. V. 31. P. 1695-1697.

316. Ryckaert J.P., Ciccotti G., Berendsen H.J.C. Numerical integration of the cartesian equations of motion of a system with constraints: molecular dynamics of n-alkanes // J. Comput. Phys. 1977. V. 23. P. 327-341.

317. MacKerell A.D., Feig M., Brooks C.L. Extending the treatment of backbone energetics in protein force fields: limitations of gas-phase quantum mechanics in reproducing protein conformational distributions in molecular dynamics simulations // J. Comput. Chem. 2004. V. 25. P. 1400-1415.

318. Feller S.E, MacKerell A.D. An improved empirical potential energyfunction for molecular simulations of phospholipids // J. Phys. Chem. B 2000. V. 104. P. 7510-7515.

319. O' Prey J., Chester J., Thiele B.J., Janetzki S., Prehn S., Fleming J., Harrison P.R. The promoter structure and complete sequence of the gene encoding the rabbit erythroid cell-specific 15-lipoxygenase // Gene. 1989. V. 84. P. 493-499.