Структурно-термодинамические исследования химерных белков на основе спектринового SH3-домена тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Гущина, Любовь Владимировна

• Гущина, Любовь Владимировна
• кандидат биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Гущина, Любовь Владимировна

I. ВВЕДЕНИЕ.

II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

11.1. Структура и функции 8НЗ-доменов.

II. 1.1. Общая характеристика SH3-доменов.

11.1.2. Структура 8НЗ-доменов.

11.1.3. Спектриновый 8НЗ-домен дикого типа и его варианты.

11.2. Структурные и термодинамические особенности р-шпилек в изолированном виде и в составе 8НЗ-доменов.

11.2.1. Принципы организации изолированной Р-структуры.

11.2.2. Химерные формы спектринового БНЗ-домена типа «Бержерак».

П.З. Анализ структуры комплексов SH3-aomchob с лигандами.

11.3.1. Полипролиновая спираль И.

11.3.2. Взаимодействие БНЗ-доменов с полипролиновыми пептидами.

11.3.3. Способность SH3-доменов связывать полипролиновые спирали в двух ориентациях.

11.3.4. Энергетика связывания пептидных лигандов SH3-доменами.

III. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

1П.1. Материалы.

111.1.1. Химические реактивы, приборы.

III. 1.2. Бактериальные штаммы и плазмиды.

III.2. Методы.

111.2.1. Методы генной инженерии и микробиологии.

111.2.2. Биохимические методы.

111.2.3. Кристаллизация белков и сбор дифракционных данных.

111.2.4. Спектроскопия ЯМР.

III.2.5. Физические методы исследования.

111.2.5.1. Анализ данных сканирующей калориметрии и проверка справедливости модели двух состояний.

111.2.5.2. Флуоресцентная спектроскопия и применение модели двух состояний к анализу денатурации белков мочевиной.

111.2.5.3. Более сложные модели равновесных переходов.

IV. РЕЗУЛЬАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

IV. 1. Структурно-термодинамические исследования белков семейства «Бержерак».

IV. 1.1. Кристаллизация белков и исследование их структуры методом РСА.

IV. 1.2. Структуры SHH-SH3 и SHA-SH3, определенные методом ЯМР.

IV. 1.3. Микрокалориметрические исследования белков «Бержерак».

IV. 1.4. Спектры флуоресценции и разворачивание SHA-SH3 мочевиной.

IV. 1.5. Отклонения от одностадийной модели разворачивания.

IV.1.6. Обсуждение результатов исследований белков «Бержерак».

IV.2. Структурно-термодинамические исследования доменов с пришитыми лиганадами.

IV.2.1. Дизайн химерных белков с пришитыми лигандами.

IV.2.1.1. Дизайн F2-SH3.

IV.2.1.2. Дизайн химерных белков с длинным линкром на основе PWT-SH3.

IV.2.2. Клонирование белков с пришитыми лигандами.

IV.2.3. Кристаллизация белков с пришимыми лигандами.

IV.2.4. Структура F2-SH3, определенная методом ЯМР.

IV.2.5. Кристаллографическая структура C1-SH3.

IV.2.6. Исследования термодинамики разворачивания структуры химерных белков с пришитыми лигандами.

IV.2.6.1.Спектры флуоресценции и равновесное разворачивание структуры химерных белков мочевиной.

IV.2.6.1.1. Разворачивание F2-SH3 мочевиной.

IV.2.6.1.2. Разворачивание WT-SH3 и C1-SH3 мочевиной.

IV.2.6.2. Калориметрические исследования белков.

IV.2.6.2.1. Исследования F2-SH3.

IV.2.6.2.2. Оценка возможных отклонений от «идеализированной» модели двух состояний для белка F2-SH3.

IV.2.6.2.3. Оценка теплоемкости и других параметров для F2-SH3, исходя из структуры белка.

IV.2.6.2.4. Калориметрические исследования химерных белков с длинными линкерами.

ТУ.2.1. Обсуждение результатов структурно-термодлинамических исследований химерных белков с пришитыми лигандами.

V. ВЫВОДЫ.

БЛАГОДАРНОСТИ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Структурно-термодинамические исследования химерных белков на основе спектринового SH3-домена»

Проблема сворачивания полипептидной цепочки в уникальную пространственную структуру является одной из важнейших и находится на стыке молекулярной биологии, физической химии и химии полимеров. Со времени классических работ Анфинсена известно, что аминокислотная цепочка белка в растворе способна самопроизвольно переходить из развернутого состояния в упорядоченное, соответствующее минимуму свободной энергии. За последние годы в понимании термодинамики сворачивания биополимеров достигнут большой прогресс и разработаны алгоритмы предсказания пространственной структуры белков, основанные на минимизации энергии. Эти алгоритмы, однако, до сих пор не дают однозначного решения из-за недостаточной точности их параметризации. Особенно это актуально для факторов, определяющих стабильность (3-структуры в растворе, а также для оценки энергетики образования полипролиновой спирали II, которая в последнее время считается наиболее предпочтительной конформацией полипептидной цепи в развернутых белках. Фрагменты белков, находящиеся в этой конфор-мации, играют важную роль и в регуляции внутриклеточных процессов эука-риот через взаимодействие пролин-богатых участков с SH3-доменами - компонентами киназ и других мультидоменных белков. Данная работа посвящена созданию белковых моделей и уточнению на их основе термодинамических параметров образования элементов Р-структуры и полипролиновой спирали II, а также параметров белок - пептидных взаимодействий в системе SH3 -домен/лиганд.Экспериментальные подходы к исследованию модельных олигопептидов, имеющих тенденцию к образованию р-шпилек, сильно ограничены ввиду их малых размеров, плохой растворимости, склонности к агрегации и неспособности находиться в полностью структурированной форме без фиксации концов. С целью одновременного устранения перечисленных проблем и облегчения прямых калориметрических и структурных исследований мы решили использовать небольшие химерные белки, в которых имеющаяся в бел-ке-хозяине |3-шпилька удлинена на несколько пар остатков, так чтобы эти остатки выступали в раствор за пределы глобулы. Структурные исследования, проведенные с помощью ЯМР и РСА, показали, что встроенные фрагменты действительно находятся в конформации (3-шпильки. В результате использования таких модельных белков впервые путем прямых калориметрических измерений были определены тепловые эффекты и изменения других термодинамических функций при образовании квази-изолированной р-структуры в растворе. Этим исследованиям посвящена первая часть диссертации.Кроме того, в данной работе был выполнен дизайн новых белков путем включения в полипептидную цепь спектринового SH3-домена олигопептидов (лигандов) богатых пролином, через линкеры разной длины. Проведены термодинамические исследования вновь созданных белков, а также определена структура некоторых из них, что позволило дать адекватную структурную интерпретацию термодинамической информация.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Гущина, Любовь Владимировна

V. выводы

1. Созданы, подобраны и охарактеризованы модельные конструкции, пригодные для определения вкладов элементарных структурных элементов в термодинамику сворачивания полипептидных цепей и белок-лигандных взаимодействий.

2. Обнаружено, что удлинение центральной (3-шпильки 8НЗ-домена на 4 пары специально подобранных аминокислот приводит к удлинению этого элемента вторичной структуры, что подтверждено прямыми структурными исследованиями методами ЯМР и РСА.

3. Методом сканирующей микрокалориметрии показано, что модельные химерные белки образуют единую кооперативную систему. Это позволило напрямую определить некоторые термодинамические параметры образования (3-структуры и провести их структурную интерпретацию.

4. Показано, что тепловой эффект образования одной водородной связи в рамках квази-изолированного и доступного растворителю элемента (3-структуры составляет примерно - 4 кДж/моль, что хорошо коррелирует с косвенными литературными данными.

5. Проведен дизайн новых химерных белков на основе спектринового SH3-домена с лигандами, включенными в полипептидную цепь белка.

6. Показано, что присоединение лиганда к телу домена через короткий линкер приводит к его прочной посадке на консервативное место связывания в ориентации II с образованием новой единой кооперативной системы.

7. Обнаружено, что сворачивание такого химерного белка сопровождается большим тепловым эффектом (-37 кДж/моль) и значительным увеличением стабильности структуры (-10 кДж/моль). Высокое значение теплового эффекта и отсутствие изменения теплоемкости находятся в противоречии с некоторыми общепринятыми структурно-термодинамическими корреляциями и, по-видимому, определяются параметрами образования полипролиновой спирали II в ходе фиксации лиганда на домене.

8. Присоединение лиганда к телу белка через длинный линкер (10 - 12 остатков) не дает термодинамической выгоды по сравнению с бимолекулярной реакцией связывания.

БЛАГОДАРНОСТИ

Я приношу свою глубокую и искреннюю благодарность

Владимиру Васильевичу Филимонову, моему научному руководителю, за его доброжелательное и вместе с тем критическое отношение ко мне и к моей работе, за его постоянное внимание и поддержку.

Валентине Васильевне Матвеевой за постоянное внимание ко мне, постоянную помощь в работе и плодотворное обсуждение всех вопросов, связанных с настоящей работой и не связанных с ней.

Выражаю искреннюю благодарность всему коллективу лаборатории термодинамики белка, и в особенности Сергею Александровичу Потехину, за помощь и плодотворное обсуждение результатов.

Приношу свою глубокую благодарность сотрудникам ИТЭБ РАН: Виктору Павловичу Кутышенко и Владимиру Сергеевичу Христофорову, Дмитрию Прохорову, Марии Тимченко.

Азату Габдулхакову за плодотворное сотрудничество.

Моим родителям, Владимиру Николаевичу и Галине Геннадьевне Гущиным без помощи которых данная работа не состоялась бы.

Всем сотрудникам Института белка РАН, оказавшим мне поддрежку и помощь, в чем бы она не выражалась.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Гущина, Любовь Владимировна, 2009 год

1. Andreotti А.Н., Bunnel S.C., Feng S., Berg L.J. and Schreiber S.L. (1997) Regulatory intramolecular association in a tyrosine kinase of the Tec family. Nature 385, 93-97.

2. Arold S., Franken P., Strub M.P., Hoh F., Benichou S., Benarous R. and Dumas

3. C. (1997) The crystal structure of HIV-l Nef protein bind to the Fyn kinase SH3 domain suggests a role for this complex in altered T cell receptor signaling. Struct. 5, 1361-1372.

4. Avbelj F., Baldwin RL. (2002) Role of backbone solvation in determining thermodynamic beta propensities of the amino acids. PNAS 99, 1309-13.

5. Baker B.M., Murphy K.P. (1998) Prediction of binding energetics from structure using empirical parameterization. Methods Enzymol. 295, 294-315.

6. Bar-Sagi D., Rotin D., Batzer A., Mandiyan V. and Schlessinger J (1993) SH3 domains direct cellular localization of signaling molecules. Cell 74, 83-91.

7. Bauer F., Urdaci M., Aigle M. and Crouzet M. (1993) Alteration of a yeast SH3 protein leads to conditional viability with defects in cytoskeletal and budding patterns. Mol. Cell. Biol. 13, 5070-5084.

8. Berisio R., Viguera A., Serrano L., Wilmanns M. (2001) Acta Crystallogr. Sect.1. D. 57, 337- 340.

9. Berjanskii M.V., Neal S., Wishart D.S. (2006) PREDITOR: a web server for predicting protein torsion angle restraints. Nucleic Acids Res. 34, 63-69.

10. Birnboim H. and Doly J. (1997) A rapid alkaline extraction method for screening recombinant plasmid DNA. Nucl. Acid. Res. 7, 1513-1522.

11. Blanco F.J., Rivas G., Serrano L. (1994) A short linear peptide that folds into a native stable (3-hairpin in aqueous solution. Nat. Struct. Biology 1, 399409.

12. Blanco F.J., Ortiz A.R., Serrano L. (1997) 1H and 15N NMR assignment and solution structure of the SH3 domain of spectrin: comparison of unrefined and refined structure sets with the crystal structure. J. Biomol. NMR. 9, 347-357.

13. Blanco F.J., Ramirez-Alvarado M. and Serrano L. (1998) Formation and stability of P-hairpin structures in polypeptides. Curr Opinion in Struct. Biol. 8, 107-111.

14. Booker G.W., Gout I., Downing A.K., Driscoll P.C., Boyd J., Waterfield M.D. and Campbell I.D. (1993) Solution structure and ligand-binding site of the SH3 domain of the p85a subunit of phosphatidylinositol-3 '-kinase. Cell 73, 813822.

15. Brown M.T. and Cooper J.A. (1996) Regulation, subsrates and function of src. Biochem. Biophys. Acta 1287, 121-149.

16. Casares S., Sadqi M., Lopez-Mayorga J.C., Conejero-Lara F. (2003) Structural cooperativity in the SH3 domain studied by site-directed mutagenesis and amide hydrogen exchange. FEBS Lett. 539, 125-130.

17. Cesareni G., Panni S., Nardelli G. and Castagnoli L. (2002) Can we infer peptide recognition specificity mediated by SH3 domain. FEBS Lett. 5X3, 38-44.

18. Chant J., Corrado K., Pringle J.R. and Herskowitz I. (1991) Yeast BUD5, encoding a putative GDP-GTP exchange factor, is necessary for bud site selection and interact with bud formation gene BEM1. Cell 65, 1213-1224.

19. Chen J., Wang J., Wang W. (2004) Transition states for folding of circular-permuted protein. Proteins: Struct, andBioinform. 57, 153-171.

20. Chenevert J., Corrado K., Bender A., Pringle J.R. and Herskowitz I. (1992) A yeast gene (BEM1) necessaiy for cell polarization whose product contains two SH3 domains. Nature 356, 77-79.

21. Clark S.C., Stern M.J. and Horvitz H.R. (1992) C. elegans cell-signaling gene sem-5 encodes a protein with SH2 and SH3 domains. Nature 356, 340-344.

22. Cobos E.S., Filimonov V.V., Vega M.C., Mateo P.L., Serrano L., Martinez J.C. (2003) A thermodynamic and kinetic analysis of the folding pathway of an SH3 domain entropically stabilised by a redesigned hydrophobic core. J. Mol. Biol. 328, 221-233.

23. Collaborative Computational Project (1994) The CCP4 Suite: Programs for Protein Crystallography. Acta Ciystall D. 50, 760-763.

24. Dalgarno D.C., Botfield M.C., Rickles R.J. (1997) SH3 domains and drug design: ligands, structure and biological function. Biopol. 43, 383-400.

25. De Alba E., Jimenez M.A., Rico M. (1997) Turn residue sequence determines P-hairpin conformation in designed peptides. J. Am. Chem. Soc. 119, 175-183.

26. De Alba E., Blanco F.J., Jimenez M.A., Rico M., Nieto J.L. (1995) Interactions responsible for the P-hairpin conformation population formed by a designed linear peptide. Eur. J. Biochem. 233, 283-292.

27. De Alba E., Jimenez M.A., Rico M., Nieto J.L. (1996) Conformational investigation of designed short linear peptides able to fold into P-hairpin structures in aqueous solution. Fold. Des. 1, 122-144.

28. Drubin D.G., Miller K.G. and Botshein D. (1988) Yeast actin-binding proteins: Evidence for a role in morphogenesis. J. Cell. Biol 107, 2551-2561.

29. Drubin D.G., Mulholiand D., Zhu Z. and Botshein D. (1990) Homology of a yeast actin-binding protein to signal transduction proteins and myosin-I. Nature 343, 288-290.

30. Dubendorff J. W. and Studier W. (1991) Creation of T7 autogene. Cloning and expression of the gene for bacteriophage T7 RNA polymerase under control of its cognate promoter. J. Mol. Biol. 219, 61-68.

31. Emsley P. and Cowtan K. (2004) Coot: model-building tools for molecular graphics. Acta Crystallogr. D. 60, 2126-2132.

32. Feng S., Chen J.K., Yu H., Simon J.A. and Schreiber S.L. (1994) Two binding orientation for peptides to the Src SH3 domain: development of a general model for SH3-ligand interactions. Scien. 266, 1241-1246.

33. Fernandes-Ballester G., Blanes-Mira C. and Serrano L. (2004) The tryptophan switch: changing ligand-binding specificity from type I to type II in SH3 domains. J. Mol Biol 336, 619-629.

34. Ferreon J.C., Hilser V.J. (2004) Thermodynamics of binding to SH3 domains: the energetic impact of polyproline II (PII) helix formation. Biochem. 43, 7787-97.

35. Filimonov V.V., Matveev S.V., Potekhin S.A., Privalov P.L. (1982) Thermodynamic analysis of the scanning microcalorimetry data. Mol. Biol. (U.S.S.R.) 16, 551-562.

36. Filimonov V.V. and Rogov V.V. (1996) Reversible association of the equilibrium unfolding intermediate of X Cro repressor. J. Mol. Biol. 255, 767777.

37. Filimonov V.V., Azuaga A.I., Viguera A.R., Serrano L., Mateo P.L. (1999) A thermodynamic analysis of a family of small globular proteins: SH3 domains. Biophys. Chem. 77, 195-208.

38. Gnose R., Shekhtman A., Goger M.J., Ji H. and Cowburn D. (2001) A novel, specific interaction involving the Csk SH3 domain and its natural ligand. Nat. Struct. Biol. 8, 998-1004.

39. Gomez J., Freire E. (1995) Thermodynamic mapping of the inhibitor site of the aspartic protease endothiapepsin. J Mol Biol 252, 337-50.

40. Grantcharova V.P. and Baker D. (1997) Folding dynamics of the src SH3 domain. Biochem. 36, 15685-15692.

41. Grantcharova V.P., Riddle D.S., Santiago J.V. and Baker D. (1998) Important role of hydrogen bonds in the structurally polarized transition state for folding of the src SH3 domain. Nat. Struct. Biol. 5, 714-720.

42. Gsponer J. and Caflisch A. (2001) Role of native topology investigated by multiple unfolding simulation of four SH3 domains. J. Mol Biol. 309, 285-298.

43. Guntert P. (2004) Automated NMR structure calculation with CYANA. Meth. Mol. Biol. 278, 353-378.

44. Haque T.S., Gellman S.H. (1997) Insights on P-hairpin stability in aqueous solution from peptides with enforced type I' and type II' p-turns. J. Am. Chem. Soc. 119, 2303-2304.

45. Hackel M., Hinz H.J., Hedwig G.R. (1999) A new set of peptide-based group heat capacities for use in protein stability calculations. J Mol Biol 291, 197-213.

46. Harkiolaki M., Lewitzky M., Gilbert R.J.C., Jones E.Y., Bourette R.P., Mouchiroud G., Sonderman H., Moarefi I. and Feller S.M. (2003) Structural basis for SH3 domain-mediated high-affinity binding between Mona-Gads and SLP-76. EMBOJ. 22, 2571-2582.

47. Haslam R.J., Kolde H.B. and Hemmings B.A. (1993) Pleckstrin domain homology. Nature 363, 309-310.

48. Hiroaki H., Klaus W., Senn H. (1996) Determination of the solution structure of the SH3 domain of human p56 Lck tyrosine kinase. J. Biomol. NMR. 8, 105-122.

49. Holtzman D.A., Yang S. and Drubin D.G. (1993) Synthetic-lethal interactions identify two novel genes, SLA1 and SLA2, that control membrane cytoskeleton assembly in Saccharomyces cerevisiae. J. Cell. Biol. 122, 635-644.

50. Hutchens J.O., Cole A.G., Stout J.W. (1969) Heat capacities from 11 to 305 degrees К and entropies of hydrated and anhydrous bovine zinc insulin and bovine chymotrypsinogen A. Entropy change for formation of peptide bonds. J. Biol. Chem.244, 26-32.

51. Jancarik J. and Kim S.H. (1991) Sparse Matrix Sampling, a screening method for crystallization of proteins. J. Appl. Cryst. 24, 409-411.

52. Jonson C.M. and Fersht A.R. (1995) Protein stability as a function concentration: the therminal stability of barnase in the presense of urea. Biochem. 34, 6795-6804.

53. Kang H., Freund C., Duke-Cohan J. S., Musacchio A., Wagner G. and Rudd С. E. (2000) SH3 domain recognition of a praline independent tyrosine -based RKxxYxxY motif in immune cell adaptor SKAP55. EMBOJ. 11, 2889-2899.

54. Kato J.-Y., Takeya Т., Grandori C., Iba H., Levy J.B. and Hanafiisa H. (1986) Amino acid substitutions sufficient to convert the nontransforming p60c~ src protein to a transforming protein. Mol. Cell. Biol. 6, 4155-4160.

55. Kay B.K., Williamson M.P. and Sudol M. (2000) The importance of being proline: the interaction of praline rich motifs in signaling proteins with their cognate domains. FASEB J. 14, 231-241.

56. Khechinashvili, N. N. Janin, J., Rodier, F. (1995) Thermodynamics of the temperature-induced unfolding of globular proteins. Protein Sci. 4, 1315-24.

57. Koch C.A., Anderson D., Moran M.F., Ellis C. and Pawson T. (1991) SH2 and SH3 domains: elements that control interactions of cytoplasmic signaling molecules. Scien. 252, 668-674.

58. Lazaridis T, Archontis G, Karplus M (1995) Enthalpic contribution to protein stability: insights from atom-based calculations and statistical mechanics. Adv Protein Chem 47, 231-306.

59. Lehto V.-P., Wasenius V.-M., Salven P. and Saraste M. (1988) Transforming and membrane proteins. Nature 334, 388.

60. Lefferts J.A., Wang C., Sridharan D., Baralt M. and Lambert M.W. (2009) The SH3 domain of RII spectrin is a target for the fanconi anemia protein, FANCG. Biochemistry 48, 254-263.

61. Li X., Chen Y., Liu Y., Gao J., Gao F., Wu J.Y. and Rao Z. (2006) Structural basis of Robo proline-rich motif recognition by the srGAPl Src homology 3 domain in the Slit-Robo signaling pathway. J. Biol. Chem. 38, 28430-28437.

62. Lopez de la Paz M., Lacroix E., Ramirez-Alvarado M., Serrano L. (2001) Computer-aided design of beta-sheet peptides. J. Mol. Biol. 312, 229-246.

63. Macias M.J., Hyvonen M., Baraldi E., Schultz J., Sudol M., Saraste M., Oschkinat H. (1996) Structure of the WW domain of a kinase-associated protein complexed with a proline-rich peptide. Nature 382, 646-649.

64. Macias M.J., Wiesner S., Sudol M. (2002) WW and SH3 domains, two different scaffolds to recognize proline-rich ligands. FEBSLett. 513, 30-37.

65. Makarov A.A., Adzhubei I.A., Protesevich I.I., Lobachev V.M., Fasman G.D. (1994) Melting of the left-handed helical conformation of chrged poly-L-lysine. Biopolym. 34, 1123-1124.

66. Makhatadze G.I. and Privalov P.L. (1990) Heat capacity of proteins. I. Partial molar heat capacity of individual amino acid residues in aqueous solution: hydration effect. J. Mol. Biol. 213, 375-384.

67. Mandel M. and Higa A. (1970) Calcium-dependent bacteriophage DNA infection. J. Mol. Biol, 53: 159-162.

68. Markossian K.A, Zamyatnin A.A. Kurganov B.I. (2004) Antibacterial proline-rich oligopeptides and their target proteins. Biochem. (Mosc.) 69, 10821091.

69. Martin-Sierra F.M., Candel A.M., Filimonov V.V., Martinez J.C., Conejero -Lara F. (2003) A binding event converted into a folding event. FEBS Lett. 553, 328-332.

70. Martinez J.C., Pisabarro M.T. and Serrano L. (1998) Obligatory steps in protein folding and the conformational diversity of the transition state. Nat. Struct. Biol. 5, 721-729.

71. Martinez J.C. and Serrano L. (1999) The folding transition state between SH3 domains is conformationally restricted and evolutionarily conserved. Nat. Sti-iict. Biol. 11, 1010-1016.

72. Matveev S.V., Filimonov V.V., Privalov P.L. (1983) Thermodynamic approach to the study of the structural organization of 5S from Escherichia coli ribosomes. II. Analysis of optical, curved melting. Mol. Biol. (Mosk). 17, 17280.

73. Matthews D.A., Smith S.L., Baccanaru D.P., Burchall J.J., Oatley S.J. and Kraut J. (1986) Crystal structure of a novel trimethiprim-resistant dihydrofolate reductase specified in Escherichia coli by R-plasmid R67. Biochem. 25, 41924204.

74. Mayer B.J. (2001) SH3 domains: complexity in moderation. J. Cell. Sci. 114, 1253-1263.

75. Mayer B.J. and Baltimore D. (1993) Signaling through SH2 and SH3 domains. Trends Cell. Biol 3, 8-13.

76. Mayer B.J., Hamaguchi M. and Hanafusa H. (1988) A novel viral oncogene with structural similarity to phospholipase C. Nature 332, 272-275.

77. Mayer B.J., Ren R., Clark K.L. and Baltimore D. (1993) A putative modular domain present in diverse signaling proteins. Cell 73, 629-630.

78. Merilainen J., Palovuori R., Sormunen R., Wasenius V.-M. and Lehto V.-P. (1993) Binding of the a-fodrin SH3 domain to the leading lamellae of locomoting chicken fibroplasts. J. Cell. Scien. 105, 647-654.

79. Moncalian G., Cardenes N., Deribe Y.L., Spinola-Amilibia M., Diric I. and Bravo J. (2006) Atypical polyproline recognition by the CMS N-terminal Src homology 3 domain. J. Biol. Chem. 50, 38845-38853.

80. Mongiovi A.M., Romano P.R., Panni S., Mendoza M., Wong W.T., Musacchio A., Cesareni G. and Di Fiore P.P. (1999) A novel peptide-SH3 interaction. EMBO J. 19, 5300-5309.

81. Morel В., Casares S., Conejero-Lara F. (2006) A single mutation induces amyloid aggregation in the alpha-spectrin SH3 domain: analysis of the early stages of fibril formation. J. Mol. Biol. 356, 453-468.

82. Morton C.J., Pugh D.J.R., Brown E.L.J., Kahmann J.D., Renzoni D.A.C. and Campbell I.D. (1996) Solution structure and peptide binding of the SH3 domain from human Fyn. Struct. 4, 705-714.

83. Munoz V., Ghirlando R., Blanco F.J., Jas G.S., Hofrichter J. and Eaton W.A. (2006) Folding and aggregation kinetics of a beta-hairpin. Biochem. 45, 70237035.

84. Murshudov G.N., Vagin A.A., Dodson E.J. (1997) Refinement of macromolecular structures by the maximum-likelihood method. Acta Crystallogr. D. 53, 240-255.

85. Murzin A.G. (1992) Familiar strangers. Nature 360, 365.

86. Musacchio A., Gibson N., Lehto V.P. and Saraste M. (1992a) SH3-an abundant protein domain in search of a function. FEBS Lett. 307, 55-61.

87. Musacchio A., Noble M.E.M., Pauptit R., Wierenga R.K. and Saraste M. (1992b) Crystal structure of a Scr-homology 3 (SH3) domain. Nature 359, 851855.

88. Musacchio A., Gibson N., Rice P., Thompson J. and Saraste M. (1993) The PH domain: A new piece in the structural patchwork of signaling proteins. Trends Biochem. Scien. 18, 343-348.

89. Musacchio A., Wilmanns M. and Saraste M. (1994a) Structure and function of the SH3 domain. Prog. Biophys. Mol. Biol. 61, 283-297.

90. Musacchio A, Saraste M, Wilmanns M. (1994b) High-resolution crystal structures of tyrosine kinase SH3 domains complexed with proline-rich peptides. Nat. Struct. Biol. 8, 546-51.

91. Nakanishi M. and Tsuboi M. (1974) A slow fluctuation in the molecular conformation of a soya bean trypsin inhibitor. J. Mol. Biol. 83, 379-391.

92. Noble M.E., Musacchio A., Saraste M., Courtneidge S.A., Wierenga R.K (1993) Crystal structure of the SH3 domain in human Fyn; comparison of the three-dimensional structures of SH3 domains in tyrosine kinases and spectrin. EMBOJ. 12,2617-2624.

93. Ortega Rolden J.L., Romero Romero M.L., Ora A., AB E., Lopez-Mayorga O., Aznaga A.I., N. A.J. van Nuland. (2007) The high resolution NMR structure of the third SH3 domain of CD2AP. J. Biomol. NMR. 39, 331-336.

94. Otvos J.L (2002) the short proline-rich antibacterial peptide family. Cell. Mol. Life Scien. 59, 1138-1150.

95. Padmanabhan S., Laurents D.V., Fernandez A.M., Elias-Arnanz M., Ruiz-Sanz J., Mateo P.L., Rico M., and Filimonov V.V. (1999) Thermodynamic analysis of the structural of phage 434 Cro protein. Biochem. 38, 15536-15547.

96. Palencia A., Cobos E.S., Mateo P.L., Martinez J.C., Luque I. (2004) Thermodynamic dissection of the binding energetics of proline-rich peptides to the Abl-SH3 domain: implications for rational ligand design. J Mol Biol. 336, 527-37

97. Pawson T. (1988) Non-catalytic domains of cytoplasmic protein-tyrosine kinases: regulatory elements in signal transduction. Oncogene 3, 491-495.

98. Pawson T. and Schlessinger J. (1993) SH2 and SH3 domains. Curr. Biol. 3, 434-442.

99. Peranen J., Rikkonen M., Hyvonen M. and Kaariainen L. (1996) T7 vectors with modified Tllac promoter for expression of proteins in Escherichia coli. Anal. Biochem. 236, 371-373.

100. Pisabarro M.T., Ortiz A.R., Viguera A.R., Gago F. and Serrano L. (1994) Molecular modeling of the interaction of polyproline-based peptides with the Abl-SH3 domain: rational modification of the interaction. Protein Eng. 7, 14551462.

101. Pisabarro M.T. and Serrano L. (1996) Rational design of specific high-affinity peptide ligands for the Abl-SH3 domain. Biochem. 35, 10634-10640.

102. Pisabarro M.T., Serrano L. and Wilmanns M. (1998) Crystal structure of Abl-SH3 domain complexed with a designed high-affinity peptide ligand: implications for SH3-ligand interactions. J. Mol. Biol. 281, 513-521.

103. Privalov P.L. (1979) Stability of proteins: small globular proteins. Adv Protein Chem. 33, 167-241.

104. Privalov P.L., Tiktopulo E.I. (1970) Thermal conformational transformation of tropocollagen. I. Calorimetric study. Biopolym. 9, 127-39.

105. Privalov P.L. and Potekhin S.A. (1986) Scanning microcalorimetry in studying temperature-induced changes in proteins. Methods Enzymol. 131, 4-51.

106. Privalov P.L., Tiktopulo E.I., Venyaminov S.Yu., Griko Yu.V., Makhatadze G.I., Khechinashvili N.N. (1989) Heat capacity and conformation of proteins in the denatured state. J. Mol Biol 205, 737-750.

107. Privalov P.L. and Makhatadze G.I. (1990) Heat capacity of proteins. II. Partial molar heat capacity of the unfolded polypeptide chain of proteins: protein unfolding effects. J. Mol Biol 213, 385-391.

108. Ramirez-Alvarado M., Blanco F.J., Serrano L. (1996) De novo design and structural analysis of a model P-hairpin peptide system. Nat. Struct. Biol. 3, 604612.

109. Ramirez-Alvarado M., Blanco F.J., Niemann H., Serrano L. (1997) Role of P-turn residues in P-hairpin formation and stability in designed peptides. J. Mol Biol 273, 898-912.

110. Rayment I., Rypniewski W.R., Schmidt-Base K., Smith R., Tomchick D.R., Benning M.M., Winkelmann D.A., Wesenberg G and Holden H.M. (1993) Three-dimensional structure of myosin sub fragment-1: A molecular motor. Scien. 261, 50-58.

111. Reiersen H. and Rees A.R. (2001) The hunchback and its neighbours: proline as an environmental modulator. Trends in Biochem. Scien. 26, 679-684.

112. Ren R., Mayer В., Cicchetti P. and Baltimore D. (1993) Identification of a ten-amino acid proline-rich SH3 binding site. Scien. 259, 1157-1161.

113. Roskoski R.J. (2004) Src protein-tyrosine kinase structure and regulation. Biochem. andBiophys. Res. Commun. 324, 1155-1164.

114. Rodaway A.R.F., Sternberg M.J.E. and Bentley D.L. (1989) Similarity in membrane proteins. Nature 342, 624.

115. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. (1989) Molecular cloning: a laboratory manual cold spring harbor, NY.

116. Sibanda B.L., Blundell T.L., Thornton J.M. (1989) Conformation of p-hairpins in protein structures. A systematic classification with applications to modeling by homology, electron density fitting and protein engineering. J. Mol. Biol. 229, 759-777.

117. Schagger H. and von Jagow G. (1987) Tricine-sodium dodecyl sulfate-polyacrilamide gel electrophoresis for the separation of proteins in the range from to 100 kDa. Anal. Biochem. 166, 368-379.

118. Sheldrick G.M. (2008) A short history of SHELX. Acta Cryst. A.' 64, 112122.

119. Stahl M.L., Ferenz C.R., Kelleher K.L.O., Kriz R.W. and Knoph J.L. (1988) Sequence similarity of phospholipase С with the non-catalytic region of src. Nature 332, 269-272.

120. Studier F.W., Rosenberg A.H., Dunn J.J. and Dubendorff J.W. (1990) Use of T7 RNA polymerase to direct expression of cloned genes. Metod. Enzym. 185, 60-89.

121. Tiktopulo EI, Kajava AV. (1998) Denaturation of type I collagen fibrils is an endothermic process accompanied by a noticeable change in the partial heat capacity. Biochem. 37, 8147-52.

122. Tong A.H., Drees В., Nardelli G., Bader G.D., Brannetti В., Castagnoli L. (2002) A combined experimental and computational strategy to define protein interaction networks for peptide recognition modules. Science 295, 321-324.

123. Tsodikov O.V., Record M.T., Sergeev Y.V. (2002) Novel computer program for fast exact calculation of accessible and molecular surface areas and average surface curvature. J Comput Chem. 23, 600-9.

124. Vaguine A.A., Richelle J., Wodak S.J. (1999) SFCHECK: a unified set of procedure for evaluating the quality of macromolecular structure-factor data and their agreement with atomic model. Acta Crystall. D. 55, 191-205.

125. Vega M.C., Martinez J.C. and Serrano L. (2000) Thermodynamic and structural characterization of Asn and Ala residues in the disallowed II' region of the Ramachandran plot. Prot. Scien. 9, 2322-2328.

126. Viguera A.R., Arrondo J.L., Musacchio A., Saraste M. and Serrano L. (1994a) Characterization of the interaction of natural proline-rich peptides with five different SH3 domains. Biochem. 33, 10925-10933.

127. Viguera A.R., Martinez J.C., Filimonov V.V., Mateo P.L. and Serrano L. (1994b) Thermodynamic and kinetic analysis of the SH3 domain of spectrin shows a two-state folding transition. Biochem. 33, 2142-2150.

128. Viguera A.R. and Serrano L. (2001) Bergerac-SH3: «frustration» induced by stabilizing the folding nucleus. J. Mol. Biol. 311, 357-371.

129. Viguera A.R. and Serrano L. (2003) Hydrogen-exchange stability analysis of Bergerac-Src homology 3 variants allows the characterization of a folding intermediate in equilibrium. PNAS100, 5730-5735.

130. Viguera A.R., Francisco J.B., Serrano L. (1995) The order of secondary structure elements does not determine the structure of a protein but does affect its folding kinetics J. Mol. Biol. 247, 670-681.

131. Viguera A.R., Serrano L., Wilmanns M. (1996) Different folding transition states may result in the same native structure. Nat. Struct. Biol. 3, 874-880.

132. Warren J.R. and Gordon J.A. (1966) On refractive indices of aqueous solutions of urea. J. Phys. Chem. 70, 297.

133. Wasenius V.-M., Saraste M., Salven P., Eramaa M., Holm L. and Lehto V,-P. (1989) Primary structure of brain a-spectrin. J. Cell. Biol. 108, 79-93.

134. Whitten S.T., Yang H.W., Fox R.O., Hilser V.J. (2008) Exploring the impact of polyproline II (PII) conformational bias on the binding of peptides to the SEM-5 SH3 domain. Protein Sci. 17, 1200-11.

135. Wildes D., Meadowanderson L., Sabogal A., Marqusee S. (2006) Native state energetics of the Src SH2 domain: Evidence for a partially structured state in the denatured ensemble. Prot. Scien. 15, 1769-1779.

136. Wilson K.P., Shewchuk L.M., Brennan R.G., Otsuka A.J. and Matthews B.W. (1992) Escherichia coli biotin holoenzyme synthetase/^ю repressor crystal structure delineates the biotin- and DNA-binding domains. PNAS 89, 9257

137. Zhou H.X., Hoess R.H., Degrade W.F. (1996) In vitro evolution of thermodynamically stable turns. Nat.

138. Xie D., Fox R., Freire E., (1994) Thermodynamic characterization of an equilibrium folding intermediate of staphylococcal nuclease. Protein Sci. 3,9261.2175-84.