Структурно-функциональные исследования семиспиральных мембранных белков тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат наук Кузьмичев, Павел Константинович

• Кузьмичев, Павел Константинович
• кандидат наук
• 2018

Оглавление диссертации кандидат наук Кузьмичев, Павел Константинович

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

Цель работы

Актуальность работы

Основные задачи исследования

Научная новизна

Теоретическая и практическая значимость

Методология и методы исследования

Положения, выносимые на защиту

Степень достоверности результатов работы

Апробация результатов работы

Объем и структура диссертации

ОСНОВНОЕ СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

ГЛАВА 1 ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1.1 Введение

1.2 Липиды биологических мембран

1.3 Мембранные белки

1.4 Искусственные модельные мембранные системы - миметики

1.5 Мицеллы

1.6 Бицеллы

1.7 Фосфолипид-белковые нанодиски

1.8 Амфиполы

1.9 Липидные кубические мезофазы

1.10 Липосомы и фосфолипидные везикулы

ГЛАВА 2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Материалы

2.1.1 Реактивы

2.1.2 Детергенты и липиды

2.1.3 Генно-инженерные ферменты, векторы и коммерческие наборы

2.1.4 ДНК манипуляции и компьютерные программы

2.1.5 Штаммы Escherichia coli

2.1.6 Питательные среды для выращивания культур E. coli

2.1.7 Хроматографические сорбенты

2.1.8 Антитела, мембрана и субстрат для иммуноблоттинга

2.2 Оборудование и расходные материалы

2.3 Методы исследования

2.3.1 Общие методы генетической и белковой инженерии

2.3.2 Общие приемы работы с клетками Escherichia coli

2.3.3 Белковый гель-электрофорез и иммуноблоттинг

2.3.4 Спектрофотометрический анализ концентраций белков и ДНК

2.3.5 Гель-проникающая хроматография

2.3.6 Метод динамического светорассеяния для определения размеров частиц в растворе

2.3.7 Спектроскопия кругового дихроизма

2.3.8 Конструирование плазмид для экспресии и точечный мутагенез

2.3.9 Экспрессия рекомбинантного Р2-адренергического рецептора и его мутантной формы

2.3.10 Выделение и очистка рекомбинатного рецептора P2AR

2.3.11 Солюбилизация рецептора P2AR в «мягких» детергентах алкилфосфохолинах

2.3.12 Экспрессия и выделение рекомбинантного родопсина ESR

2.3.13 Рефолдинг семиспиральных мембранных белков в фосфолипидные нанодиски

2.3.14 Химический синтез альпренололцистамина

2.3.15 Иммобилизация альпренолола на эпокси-активированную матрицу

2.3.16 Анализ эффективности работы аффинного сорбента. Метод Брэдфорда

ГЛАВА 3 РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1 Общие сведения о семиспиральных мембранных белках, используемых в работе

3.1.1 р2-адренергический рецептор (Р2АЯ) человека

3.1.2 Бактериальный родопсин из Exiguobacterium 81Ътсит (ЕБЯ)

3.2 Получение рекомбинантного рецептора Р2АВ. человека. Проблема олигомеризации и пути ее решения. Мутагенез

3.3 Экспрессия мутантной формы рецептора Р2АВ

3.4 Солюбилизация рекомбинатного Р2АЯ

3.5 Экспрессия родопсина из Exiguobacterium БШпсит (ЕБЯ)

3.6 Получение аффинного сорбента с иммобилизованным альпренололом

3.7 Рефолдинг рецептора Р2АЯ и бактериородопсина ЕБЯ в мицеллах

3.8 Рефолдинг родопсина ЕБЯ в нанодисках

3.9 Рефолдинг мутантной формы рецептора Р2АВ. в нанодисках

3.10 Теститорование наличия функциональной активности рецептора Р2АК в нанодисках

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ОСНОВНЫЕ ВЫВОДЫ РАБОТЫ

ОПУБЛИКОВАННЫЕ РАБОТЫ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ И УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Структурно-функциональные исследования семиспиральных мембранных белков»

ВВЕДЕНИЕ

Мембранные белки составляют значительную часть всех белков в живых организмах: около четверти генома прокариотов и эукариотов кодируют именно эти белки [1]. Данные белки содержатся в плазматической мембране клетки и в различных клеточных органеллах; они играют жизненно важную роль в осуществлении множества клеточных функций, таких как передача сигналов, производство и преобразование энергии, распознавание и транспорт веществ через мембрану. Было показано, что дисфункция определенных мембранных белков ведет к развитию серьезных заболеваний, таких как сердечная недостаточность, бронхиальная астма, болезнь Альцгеймера и др. [2]. С фундаментальной точки зрения изучение пространственной структуры и механизмов работы мембранных белков позволит понять способы взаимодействия клетки с окружающей средой, а следовательно, и патогенез многих распространенных, социально значимых заболеваний. С практической точки зрения мембранные белки являются основными мишенями для существующих и вновь создаваемых лекарственных препаратов. Уже сегодня более половины доступных на фармацевтическом рынке лекарств действуют именно на различные виды интегральных МБ, в частности, на рецепторы, сопряженные с G-белками, ионные каналы и др. [3].

Несмотря на то что в последнее время были достигнуты значительные успехи в изучении пространственной структуры различных мембранных белков, доступная на сегодняшний день информация о структуре и механизмах их функционирования крайне ограничена. Это связано со сложностями проведения структурных и функциональных исследований МБ. Так, в базе данных Protein Data Bank данные о мембранных белках составляют всего 1 % от общего числа сведений о пространственной структуре белков (URL: http://blanco.biomol.uci.edu/mpstruc/).

Среди всех мембранных белков большую часть представляют семиспиральные мембранные белки, то есть белки с семью трансмембранными тяжами. К ним относятся и два суперсемейства рецепторных белков: бактериальные белки-родопсины и суперсемейство GPCR (рецепторы, сопряженные с G-белком, G-protein coupled receptors) [4]. В человеческом организме насчитывается более 800 различных видов рецепторов данного суперсемейства, каждый из которых отвечает на конкретный улавливаемый внешний стимул: свет, ионы, различные низкомолекулярные вещества, пептиды или белки. Свое название эти рецепторы получили вследствие функционального сопряжения с различными гетеротримерными G-белками [5]. В зависимости от видов субъединиц, составляющих G-белок, после связывания лиганда с GPCR и последующих структурных перестроек молекулы рецептора происходит активация цикла G-белка и запускаются различные биохимические каскады реакций сигнальных молекул -

вторичных «мессенджеров» (например, цАМФ, ионы Ca2+, инозитолтрифосфат или диацилглицерин).

Светочувствительные рецепторы родопсины являются ближайшими эволюционными предшественниками рецепторов, сопряженных с G-белком. Одним из самых исследованных представителей этого класса белков является бактериородопсин из Halobacterium Salinarum [6]. Полипептидная цепь молекул родопсинов имеет схожую с GPCR семиспиральную топологию в мембране, но передача сигнала происходит без участия G-белков. На сегодняшний день родопсины часто используются в качестве моделей в структурно-функциональных исследованиях мембранных белков, включая и рецепторы семейства GPCR.

За последние 10 лет в структурной биологии рецепторов GPCR и родопсинов был совершен качественный прорыв, и на настоящий момент известно уже порядка 50 пространственных структур атомарного разрешения данных рецепторов (URL: http://gpcr.usc.edu/). Основная проблема, как и в исследованиях других мембранных белков, заключается в трудности получения в необходимых для постановки экспериментов количествах стабильного и активного образца, что часто связано с низким уровнем экспрессии белков-рецепторов и невозможностью их получения в нативном виде. С практической точки зрения для высокоэффективного поиска новых лекарственных препаратов необходимо знание пространственной структуры рецепторов и наличие надежных тест-систем на основе чиповых технологий, для чего также требуется точная отработанная методика по получению функционально активного и стабильного препарата GPCR рецепторов. В свою очередь родопсины являются основным рабочим инструментом в оптогенетике - новой сфере нейронаук, которая позволит управлять работой нервных клеток посредством света [7]. Поэтому оптимизация экспрессии таких белков в различных микроорганизмах или бесклеточных системах белкового синтеза, разработка методов выделения и очистки, рефолдинга являются значимыми задачами как для современной структурной биологии и биофизики, так и для биотехнологии и фармакологии.

Цель работы

Цель данной работы - разработка и рефолдинг одного из представителей суперсемейства рецепторов GPCR, полученного в клетках Escherichia coli рекомбинантного Р2-адренергического рецептора человека (P2AR) (в качестве тестового и контрольного объекта использован его структурный аналог - родопсин из Exiguobacterium Sibiricum (ESR)), а также разработка нового эффективного метода получения аффинных сорбентов для тестирования функциональной

астивности адренорецепторов для последующих структурно-функциональных исследований и биофизической характеристики их свойств.

Актуальность работы

На сегодняшний день одной из актуальных задач современной биологии является структурно-функциональное исследование различных семиспиральных мембранных белков, включая рецепторы семейства ОРСЯ и родопсины, различными биофизическими методами, такими как рентгеновская кристаллография, ЯМР-спектроскопия, криоэлектронная микроскопия и др. Знание структуры МБ позволит исследователям понять фундаментальные основы процессов передачи клеточных сигналов в природе. В частности, даст ответы на вопросы: как осуществляется светозависимый транспорт ионов через биомембрану, каким образом рецептор узнает свой лиганд, где находится интерфейс их взаимодействия, за счет чего достигается селективность связывания с лигандом, что происходит дальше с О-белком? Понимание механизмов взаимодействия рецептора и его лигандов значительно повысит эффективность поиска новых лекарственных препаратов, целенаправленно воздействующих на конкретную мишень с минимальными побочными эффектами [8]. На основе знания пространственной структуры рецепторов ОРСЯ значительно повышается эффективность поиска потенциальных лекарственных препаратов с помощью методов компьютерного моделирования. Исследование молекулярных механизмов работы родопсинов позволит глубже понять механизмы мембранного транспорта в клетках. С практической точки зрения это расширит сферу применения родопсинов как оптогенетических инструментов для целого ряда нейрофизиологических задач [7], а также позволит создавать различные наноустройства. Например, был предложен новый светозависимый способ получения водорода из воды [9].

Сегодня фундаментальными и прикладными вопросами структурной биологии рецепторов, сопряженных с О-белком, занимаются различные крупные исследовательские университетские лаборатории и фармакологические компании. С 2017 года Россия, в лице МФТИ, входит в международный ОРСЯ консорциум, основной целью которого как раз является консолидация усилий нескольких исследовательских лабораторий и ряда заинтересованных фармкомпаний с целью ускорения процесса разработки и доведения до реальной клинической практики принципиально новых лекарственных средств, предложенных на основе самых новых знаний о структурах и молекулярных механизмах действия рецепторов. На сегодняшний день 30 % от всех продаваемых лекарств, годовой оборот продаж которых составляет около 900 млрд долларов, нацелены на рецепторы ОРСЯ [10].

Одна из главных проблем в структурной биологии семиспиральных мембранных белков -трудность получения в необходимых для экспериментов количествах функционально активного и стабильного образца конкретного вида рецептора. Несмотря на достигнутые успехи [11], по-прежнему актуальна задача разработки новых подходов в экспрессии рецепторов GPCR в различных клеточных и бесклеточных системах синтеза. Самым распространенным и дешевым способом получения генно-инженерных белков в больших количествах является экспрессия в клетках Escherichia coli. Большинство бактериальных родопсинов успешно в них экспрессируются, однако рекомбинантные человеческие рецепторы GPCR получаются в денатурированном виде в составе телец включения [12, 13]. Это означает, что белок после выделения и очистки необходимо подвергать рефолдингу, что до сих пор является чрезвычайно трудной задачей и остается в некотором смысле «искусством». Все имеющиеся на сегодняшний день структуры рецепторов GPCR были получены путем экспрессии в клетках насекомых Spodoptera frugiperda линии Sf9. Различными способами удается поднять уровень экспрессии функционально активного белка-рецептора, но итоговый выход составляет около миллиграмма с литра достаточно дорогой питательной среды [14]. Кроме того, таким способом невозможно получить белок в полностью или частично изотопно-меченом виде, что является необходимым условием для изучения структуры и динамики биополимеров методами ЯМР-спектроскопии.

Даже при наличии хорошего уровня бактериальной экспресиии GPCR в тельца включения и проведения рефолдинга остается нерешенным вопрос тестирования функциональной активности и выделения активного рецептора от неправильно свернутого неактивного или агрегированного. Одним из надежных и простых способов становится аффинная хроматография рецептора на сорбенте с ковалентно связанным лигандом [15]. Поэтому разработка методов посадки лигандов различных рецепторов на коммерчески доступные матрицы, например, на основе агарозы, - одна из актуальных задач для биохимических и биофизических исследований GPCR рецепторов.

Основные задачи исследования

Для проведения структурно-функциональных исследований мембранных белков основной задачей начального этапа изысканий является получение гомогенного, стабильного, функционально активного образца данного белка. Поскольку невозможно получить достаточное количество рецептора при прямой экстракции из живых тканей, необходима разработка протоколов гетерологической экспрессии с последующим выделением и очисткой препарата. Интегральные мембранные белки, к которым относятся и рецепторы GPCR, ввиду наличия

гидрофобных трансмембранных доменов склонны к агрегации и требуют солюбилизации и рефолдинга, включающего поиск оптимальной мембраномоделирующей среды, которая предохраняет от олигомеризации [16]. К тому же экспериментально необходимо подтвердить факт наличия активности у готового к структурным экспериментам образца, так как это будет служить подтверждением того, что белок имеет нативную пространственную структуру.

Исследование, проведенное в рамках настоящей диссертации, было направлено на решение основной задачи - получение стабильного и функционально активного образца, пригодного для структурных и других биофизических и биохимических исследований. Данная задача в свою очередь подразделялась на несколько подзадач:

1. Бактериальная экспрессия, выделение и очистка ß2-адренергического рецептора человека (ß2AR) и его мутантной формы; бактериального родопсина из Exiguobacterium Sibiricum (ESR), различных вариантов белка MSP (фрагмента аполипопротеина AI человека) для получения фосфолипидных нанодисков.

2. Отработка методов солюбилизации и рефолдинга рецептора ß2AR и родопсина ESR в мицеллах и фосфолипидных нанодисках.

3. Разработка метода получения сорбента для аффинной хроматографии адренорецепторов с целью проверки наличия функциональной активности с возможностью дальнейшего хроматографического разделения активной формы рецептора от неактивной.

4. Отработка условий проведения аффинной хроматографии рецептора на сорбенте с ковалентно иммобилизованным лигандом.

Научная новизна

Впервые в данной работе была разработана и подтверждена методика солюбилизации и рефолдинга ß2-адренергического рецептора человека, изначально полученного в денатурированном виде в составе телец включения в клетках E. coli. Было показано, что рекомбинатный рецептор ß2AR склонен к агрегации за счет гидрофобных взаимодействий и образования межмолекулярных дисульфидных связей. Для решения обозначенной проблемы впервые были получены и экспрессированы новые генетические конструкции данного рецептора с мутированными остатками цистеина, не участвующих в образовании дисульфидных связей в нативном рецепторе и формировании сайта связывания с лигандом. Разработаны методы экспрессии ß2AR и его мутантов, позволяющие получать данные белки в количестве до нескольких десятков миллиграммов с литра культуры как на богатых, так и на бедных средах, а

также изотопно-меченые образцы белка-рецептора для проведения структурно-динамических исследований методами ЯМР-спектроскопии.

Разработана новая методика получения аффинного сорбента с ковалентно связанным альпренололом - антагонистом рецептора ß2AR. Предложенный метод дает возможность простого спектрофотометрического контроля степени посадки лиганда на матрицу. Предложен эффективный метод солюбилизации рецептора ß2AR в смешанных мицеллах фосфохолинов; проведен рефолдинг рецептора в мицеллах и нанодисках. Рецептор в мицеллах показал отсутствие взаимодействия с аффинным сорбентом. В связи с чем возникла необходимость проведения рефолдинга рецептора, что удобно делать в фосфолипидных нанодисках. Были получены нанодиски с встроенным рецептором. Однако сами нанодиски неспецифически взаимодействовали с аффинным сорбентом. Было показано, что неспецифическое взаимодействие зависит от концентрации лиганда на аффинном сорбенте. При концентрации лиганда на сорбенте менее 300 мкМ неспецифическое взаимодейстие удаляется. Нанодиски с встроенным рецептором специфически взаимодействуют с аффинным сорбентом и это взаимодействие конкурентно удаляется антагонистом рецептора ß2AR, альпренололом. Таким образом получен функционально активный рецептор ß2AR из телец включения.

Нами впервые была решена пространственная структура ESR с разрешением 2,3 Ä методами рентгеноструктурного анализа, выявлены интересные особенности в структуре активного центра, отличные от других родопсинов с известными пространственными структурами, открывающие новые направления в изучении механизма транспорта протонов через мембрану.

Теоретическая и практическая значимость

Адаптирован протокол экспрессии, выделения и очистки ß2-адренергического рецептора и бактериального родопсина ESR в клетках E. coli, который позволяет получить необходимое количество образца для дальнейшего изучения его пространственной структуры.

Разработана методика рефолдинга родопсина ESR и рецептора ß2AR человека в фосфолипидных нанодисках. Данный подход может быть расширен и перенесен на другие семиспральные мембранные белки. Параллельно с этой задачей был адаптирован протокол получения различных вариантов структурообразующего белка нанодисков MSP, что позволяет варьировать размеры и свойства нанодисков как мембранных миметиков для разных семиспиральных и не только мембранных белков для многих биофизических исследований.

Предложен и отработан метод получения аффинных сорбентов для адренергических рецепторов человека - представителей семейства рецепторов GPCR, позволяющий

спектрофотометрически контролировать степень иммобилизаци лиганда на матрице. Синтезирована аффинная смола с ковалентно присоединенным к агарозной матрице альпренололом. Показано, что в составе нанодисков происходит рефолдинг мутантной формы P2AR человека в функционально активное состояние. При концентрации алпренолола на матрице выше 800 мкМ происходит неспецифическое взаимодействие нанодисков с сорбентом. Предложенный метод синтеза может быть использован для получения подобных аффинных сорбентов с различными лигандами для других рецепторов семейства GPCR.

Достигнутые результаты являются одним из ключевых этапов получения стабильного, функционально-активного функционального Р2-адренергического рецептора для структурно-функциональных и других биофизических и фармакологических исследований.

Методология и методы исследования

В работе были использованы следующие методы и технологии:

• Генетическая инженерия для создания плазмидных конструкций.

• Экспрессия рекомбинантных белков в клетках Escherichia coli, ферментация.

• Методы выделения мембранных белков: получение очищенных мембран или телец включения, их солюбилизация, прямая и вычитающая аффинная хроматография, ферментативное расщепление, ионобменная, обращеннофазовая и тонкослойная хроматографии, ультрацентрифугирование, диализ.

• Физико-химические и биофизические методы анализа белков: гель-электрофорез, иммуноблоттинг, аналитическая гель-фильтрационная хроматография, динамическое светорассеяние, спектроскопия кругового дихроизма, спектроскопия в ультрафиолетовом и видимом свете.

• Биоорганический синтез.

• Рентгеноструктурный анализ и ЯМР-спектроскопия.

Положения, выносимые на защиту

1. Экспериментальный подход, включающий в себя экспрессию и выделение, позволяющий получить в клетках Escherichia coli рекомбинантный ß2-адренергический рецептор человека, его мутантную форму, бактериальный родопсин из Exiguobacterium Sibiricum, и различные варианты белка MSP для сборки нанодисков.

2. Метод солюбилизации и рефодинга рецептора ß2AR в фосфолипидных нанодисках, который позволяет получить фукционально-активный препарат рецептора для биофизических исследований.

3. Новый метод получения аффинного сорбента с ковалетно иммобилизованным лигандом для выделения активного ß2AR рецептора, который может быть применен и для других адренергических рецепторов.

Степень достоверности результатов работы

Достоверность результатов диссертационной работы определяется комплексным применением современных методов биофизики, биохимии, молекулярной биологии и биоорганической химии. Все выводы диссертации основываются на результатах лабораторных экспериментов, полученных лично автором. Теоретическую и методологическую основу проведенных разработок и исследований составили труды отечественных и зарубежных авторов в области исследований интегральных мембранных белков, включая родопсины и рецепторы семейства GPCR. Для анализа полученных результатов использовались различные методы обработки изображений и статистической обработки данных. Положения и выводы, сформулированные в диссертации, прошли квалифицированную апробацию на всероссийских и международных конференциях. Сопоставление результатов исследования с данными зарубежного и отечественного опыта подтверждает их обоснованность и достоверность, что также подтверждается и публикациями результатов работы в рецензируемых научных изданиях.

Апробация результатов работы

По материалам диссертации опубликовано 3 статьи в рецензируемых журналах, индексируемых базами данных Web of Sciences, Scopus и РИНЦ, и 8 тезисов докладов на отечественных и международных конференцях.

Основные результаты диссертационной работы были представлены на следующих международных научных конференциях и семинарах: международная конференция по

биоорганической химии и бионанотехнологии, посвященная 75-летию со дня рождения акад. Ю.А. Овчинникова; 14-я международная школа-конференция молодых учёных «Биология -наука XXI века»; 38th FEBS Congress; 6-я конференция «Высокие технологии, фундаментальные и прикладные исследования в физиологии и медицине»; EUROMAR-2014; Biomembranes-2014; 58-я конференция МФТИ «Актуальные проблемы фундаментальных и прикладных наук в области физики»; конференция «Биомедицинские инновации для здорового долголетия»; Biomembranes-2016.

Объем и структура диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы на тему искусственных модельных систем для изучения интегральных мембранных белков, материалов и методов, результатов исследований и их обсуждения, выводов, заключения и списка использованной литературы. Диссертационная работа изложена на 136 страницах машинописного текста, содержит 38 рисунков и ¿0 таблиц. Список использованных литературных источников насчитывает 300 наименований.

ОСНОВНОЕ СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

ГЛАВА 1 ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1.1 Введение

Основной структурной единицей всех живых организмов на Земле является клетка, состоящая из мембраны, цитозольной жидкости и различных органелл. Клеточная мембрана играет ключевую роль в жизни клетки - наличие мембраны делает клетку клеткой, так как мембрана отделяет содержимое клетки от внешней среды; мембрана является главным посредником во взаимодействии с внешним миром, обладает способностью пропускать отдельные виды метаболитов и ионов, улавливать специфические сигналы из внешней среды, проводить их внутрь клетки, запуская ответные процессы уже внутри самой клетки, меняющие ее физиологический статус. Клеточные органеллы также имеют собственную мембрану (ядро, митохондрии, хлоропласты, эндоплазматический ретикулум и др.).

Рисунок 1 - Схематическое изображение биологической мембраны - липидный бислой и различные мембранные белки, гликопротеины и др.

Мембраны различных типов клеток и различных органелл уникальны по своему строению, физико-химическим свойствам, однако все они построены по схожему принципу (Рисунок 1, Таблица 1). Главным образом все биологические мембраны состоят из липидного бислойного матрикса мембраны и нековалентно взаимодействующих с ним белков, осуществляющих самые разнообразные функции (транспорт ионов, передача сигналов), а также выполняющих и структурную роль в клетке (цитоскелет).

Олигосахариды Гликопротеины

Figure 4-4с Cell and Molecular Biology, S/e (® 2008 John Wiley & Sons)

Таблица 1 - Состав некоторых биологических мембран природных объектов [17]

—Состав Источник ——^^^ Белки, % Липиды, % Углеводы, %

Мембраны клеток печени мыши 44 52 4

Мембрана миелиновой оболочки аксонов 18 79 3

Мембраны эритроцитов 49 43 8

1.2 Липиды биологических мембран

Липиды бислоя биологических мембран представляют собой амфипатические молекулы, состоящие из гидрофильной полярной головной части и гидрофобной хвостовой. Классификация липидов основана на их химическом строении - в зависимости от строения полярной головной части они бывают заряженные (анионные) и незаряженные (нейтральные и цвиттерионные). Различаются липиды и строением гидрофобной хвостовой части (количество цепей, длина углеводородной цепи, с наличием или отсутствием двойных связей, циклов и др.). Основными молекулами мембранного матрикса являются глицерофосфолипиды. Помимо них в мембране содержится множество других видов липидов, из которых отдельно стоит упомянуть стерины (например, холестерин), сфинголипиды, гликолипиды и другие [18] Строение некоторых липидов показано в таблице 2.

Благодаря химической структуре и уникальности физико-химических свойств каждого вида липидов разнообразно и строение ассоциатов, в которые они способны самопроизвольно организовываться в водных средах при разных внешних условиях (Рисунок 2). В 1925 году Е. Гортер и Ф. Гредел высказали предположение [19, 20], что липиды способны формировать бислойные структуры - в водной среде, когда гидрофобные хвосты плотно упаковываются друг к другу, в то время как гидрофильные головные части смотрят наружу, непосредственно контактируя с водной фазой. В последствии эта идея оформилась в модель двумерной жидкости с латеральной диффузией мембранных липидов, которая получила название мозаичной модели биологических мембран [21].

Таблица 2 - Строение некоторых видов липидов биологических мембран. Разработана автором

Ламеллярная фаза

Прямая гексагональная фаза

Кубическая фаза

Обращенная гексагональная фаза

Рисунок 2 - Различные формы ассоциатов, образуемые молекулами липидов в водной среде

Объяснение, как молекулярное строение амфифильных мономеров влияет на форму и размер формируемых ими ассоциатов, было предложено более 30 лет Танфордом и Израелашвили [22, 23]. Для этого они предложили ввести в использование параметр, характеризующий молекулярную упаковку мономеров в сложный ассоциат. Критический параметр упаковки (КПУ или СРР) связан с геометрией мономера (Рисунок 3) и определяется как

отношение , где У0 - объем хвостовой гидрофобной части мономера, /0 - его длина, а -

площадь поперечного сечения, приходящаяся на одну молекулу. Тогда параметр упаковки связан

V 1 1 V 1

с формой ассоциатов следующим образом: 0 < —^ < - для сферических мицелл, - < —^ < - для

&чд 3 3 2

1 ^ ^ л

цилиндрических мицелл и - < — < 1.

2

Параметр упаковки зависит не только от размеров и формы молекулы липида, но также от состава буферного раствора. Наличие в растворе электролитов уменьшает электростатическое отталкивание между полярными головными группами, а в случае неполярных головных групп электролиты влияют на упаковку гидрофобных хвостовых частей, действуя на сетку водородных связей с молекулами воды. Космотропные электролиты способствуют образованию водородных связей с молекулами воды и тем самым стабилизируют упаковку гидрофобных хвостовых частей, способствуя образованию липидных ассоциатов [24]. Также повышение температуры увеличивает стерическое отталкивание между незаряженными головными группами, позволяя большему количеству мономеров участвовать в формировании ассоциатов [25]. Также

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Кузьмичев, Павел Константинович, 2018 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Wallin E., von Heijne G. Genome-wide analysis of integral membrane proteins from eubacterial, archaean, and eukaryotic organisms // Protein Sci. - 1998. - Vol. 7, № 4. - PP. 1029-38.

2. Sanders C. R., Myers J. K. Disease-Related Misassembly of Membrane Proteins // Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure. - 2004. - Vol. 33, № 1. - PP. 25-51.

3. Lundstrom K. An Overview on GPCRs and Drug Discovery: Structure-Based Drug Design and Structural Biology on GPCRs // G Protein-Coupled Receptors in Drug Discovery / Leifert W. R. -Totowa, NJ: Humana Press, 2009. - P. 51-66.

4. Lagerstrom M. C., Schioth H. B. Structural diversity of G protein-coupled receptors and significance for drug discovery // Nat Rev Drug Discov. - 2008. - Vol. 7, № 4. - PP. 339-57.

5. Moreira I. S. Structural features of the G-protein/GPCR interactions // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - General Subjects. - 2014. - Vol. 1840, № 1. - PP. 16-33.

6. Belrhali H., Nollert P., Royant A., Menzel C., Rosenbusch J. P., Landau E. M., Pebay-Peyroula E. Protein, lipid and water organization in bacteriorhodopsin crystals: a molecular view of the purple membrane at 1.9 Â resolution // Structure. - 1999. - Vol. 7, № 8. - PP. 909-917.

7. Adamantidis A., Arber S., Bains J. S., Bamberg E., Bonci A., Buzsâki G., Cardin J. A., Costa R. M., Dan Y., Goda Y., Graybiel A. M., Häusser M., Hegemann P., Huguenard J. R., Insel T. R., Janak P. H., Johnston D., Josselyn S. A., Koch C., Kreitzer A. C., Lüscher C., Malenka R. C., Miesenböck G., Nagel G., Roska B., Schnitzer M. J., Shenoy K. V., Soltesz I., Sternson S. M., Tsien R. W., Tsien R. Y., Turrigiano G. G., Tye K. M., Wilson R. I. Optogenetics: 10 years after ChR2 in neurons—views from the community // Nature Neuroscience. - 2015. - Vol. 18. - PP. 1202.

8. Roth B. L. Receptor systems: will mining the receptorome yield novel targets for pharmacotherapy? // Pharmacol Ther. - 2005. - Vol. 108, № 1. - PP. 59-64.

9. Wang P., Chang A. Y., Novosad V., Chupin V. V., Schaller R. D., Rozhkova E. A. Cell-Free Synthetic Biology Chassis for Nanocatalytic Photon-to-Hydrogen Conversion // ACS Nano. -2017.10.1021/acsnano.7b01142.

10. Hauser A. S., Attwood M. M., Rask-Andersen M., Schioth H. B., Gloriam D. E. Trends in GPCR drug discovery: new agents, targets and indications // Nature Reviews Drug Discovery. - 2017. -Vol. 16. - PP. 829.

11. Milic D., Veprintsev D. B. Large-scale production and protein engineering of G protein-coupled receptors for structural studies // Front Pharmacol. - 2015. - Vol. 6. - PP. 66.

12. Петровкая Л. Е., Шульга А. А., Бочарова О. В., Ермолюк Я. С., Крюкова Е. А., Чупин В. В., Бломмерс М. Ж. Ж., Арсеньев А. С., Киричников М. П. Экспрессия генов рецепторов, сопряженных с G-белками в Escherichia coli для структурных исследований // Биохимия. -

2010. - Т. 75, № 7. - С. 1001-1013.

13. Gerasimov A. S., Shul'ga A. A., Zeinalov O. A., Skryabin K. G. Synthesis of heterologous G protein-coupled receptors in the methylotrophic yeast P. pastoris // Dokl Biochem Biophys. -

2011. - Vol. 441. - PP. 280-2.

14. Lv X., Liu J., Shi Q., Tan Q., Wu D., Skinner J. J., Walker A. L., Zhao L., Gu X., Chen N., Xue L.,

Si P., Zhang L., Wang Z., Katritch V., Liu Z.-j., Stevens R. C. In vitro expression and analysis of the 826 human G protein-coupled receptors // Protein & Cell. - 2016. - Vol. 7, № 5. - PP. 325337.

15. O'Hara D. S., Lefkowitz R. J. Affinity chromatography of adrenergic receptors and binding proteins // Methods Enzymol. - 1974. - Vol. 34. - PP. 695-700.

16. Seddon A. M., Curnow P., Booth P. J. Membrane proteins, lipids and detergents: not just a soap opera // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 2004. - Vol. 1666, № 1-2. -PP. 105-117.

17. Biomembranes: molecular structure and function. / Gennis R. B.: Springer-Verlag, 1989.

18. Sezgin E., Levental I., Mayor S., Eggeling C. The mystery of membrane organization: composition, regulation and roles of lipid rafts // Nat Rev Mol Cell Biol. - 2017. - Vol. 18, № 6. -PP. 361-374.

19. Gorter E., Grendel F. ON BIMOLECULAR LAYERS OF LIPOIDS ON THE CHROMOCYTES OF THE BLOOD // J Exp Med. - 1925. - Vol. 41, № 4. - PP. 439-43.

20. Cherezov V., Rosenbaum D. M., Hanson M. A., Rasmussen S. G., Thian F. S., Kobilka T. S., Choi H. J., Kuhn P., Weis W. I., Kobilka B. K., Stevens R. C. High-resolution crystal structure of an engineered human beta2-adrenergic G protein-coupled receptor // Science. - 2007. - Vol. 318, № 5854. - PP. 1258-65.

21. Nicolson G. L. The Fluid-Mosaic Model of Membrane Structure: still relevant to understanding the

structure, function and dynamics of biological membranes after more than 40 years // Biochim Biophys Acta. - 2014. - Vol. 1838, № 6. - PP. 1451-66.

22. Krimm S. The hydrophobic effect: Formation of micelles and biological membranes, Charles Tanford, Wiley-Interscience, New York, 1980, 233 pp. price: $18.50 // Journal of Polymer Science: Polymer Letters Edition. - 1980. - Vol. 18, № 10. - PP. 687-687.

23. Israelachvili J. N., Mitchell D. J., Ninham B. W. Theory of self-assembly of lipid bilayers and vesicles // Biochim Biophys Acta. - 1977. - Vol. 470, № 2. - PP. 185-201.

24. Ray A., Nemethy G. Effects of ionic protein denaturants on micelle formation by nonionic detergents // J Am Chem Soc. - 1971. - Vol. 93, № 25. - PP. 6787-93.

25. Nagarajan R. Amphiphilic Surfactants and Amphiphilic Polymers: Principles of Molecular Assembly // Amphiphiles: Molecular Assembly and ApplicationsAmerican Chemical Society, 2011. - P. 1-22.

26. Burger K., Gimpl G., Fahrenholz F. Regulation of receptor function by cholesterol // Cell Mol Life

Sci. - 2000. - Vol. 57, № 11. - PP. 1577-92.

27. Opekarova M., Tanner W. Specific lipid requirements of membrane proteins--a putative bottleneck in heterologous expression // Biochim Biophys Acta. - 2003. - Vol. 1610, № 1. - PP. 11-22.

28. Gidden J., Denson J., Liyanage R., Ivey D. M., Lay J. O. Lipid Compositions in Escherichia coli and Bacillus subtilis During Growth as Determined by MALDI-TOF and TOF/TOF Mass Spectrometry // Int J Mass Spectrom. - 2009. - Vol. 283, № 1-3. - PP. 178-184.

29. Membrane Proteins Production for Structural Analysis. / Mus-Veteau I.: Springer New York, 2014.

30. Liu J., Rost B. Comparing function and structure between entire proteomes // Protein Sci. - 2001. -Vol. 10, № 10. - PP. 1970-9.

31. Fagerberg L., Jonasson K., von Heijne G., Uhlen M., Berglund L. Prediction of the human membrane proteome // Proteomics. - 2010. - Vol. 10, № 6. - PP. 1141-9.

32. Pieper U., Schlessinger A., Kloppmann E., Chang G. A., Chou J. J., Dumont M. E., Fox B. G., Fromme P., Hendrickson W. A., Malkowski M. G., Rees D. C., Stokes D. L., Stowell M. H., Wiener M. C., Rost B., Stroud R. M., Stevens R. C., Sali A. Coordinating the impact of structural genomics on the human alpha-helical transmembrane proteome // Nat Struct Mol Biol. - 2013. -Vol. 20, № 2. - PP. 135-8.

33. Kiefer H. In vitro folding of alpha-helical membrane proteins // Biochim Biophys Acta. - 2003. -Vol. 1610, № 1. - PP. 57-62.

34. Mineev Konstantin S., Nadezhdin Kirill D. Membrane mimetics for solution NMR studies of membrane proteins // Book Membrane mimetics for solution NMR studies of membrane proteins / Editor, 2017. - P. 15.

35. Johansson L. C., Stauch B., Ishchenko A., Cherezov V. A Bright Future for Serial Femtosecond Crystallography with XFELs // Trends Biochem Sci. - 2017. - Vol. 42, № 9. - PP. 749-762.

36. Nikolaev M., Round E., Gushchin I., Polovinkin V., Balandin T., Kuzmichev P., Shevchenko V., Borshchevskiy V., Kuklin A., Round A., Bernhard F., Willbold D., Büldt G., Gordeliy V. Integral Membrane Proteins Can Be Crystallized Directly from Nanodiscs // Crystal Growth & Design. -2017. - Vol. 17, № 3. - PP. 945-948.

37. Baker L. A., Baldus M. Characterization of membrane protein function by solid-state NMR

spectroscopy // Curr Opin Struct Biol. - 2014. - Vol. 27. - PP. 48-55.

38. Koehler Leman J., Ulmschneider M. B., Gray J. J. Computational modeling of membrane proteins // Proteins. - 2015. - Vol. 83, № 1. - PP. 1-24.

39. Maler L. Solution NMR studies of peptide-lipid interactions in model membranes // Mol Membr Biol. - 2012. - Vol. 29, № 5. - PP. 155-76.

40. Garavito R. M., Ferguson-Miller S. Detergents as tools in membrane biochemistry // J Biol Chem. - 2001. - Vol. 276, № 35. - PP. 32403-6.

41. Moraes I., Evans G., Sanchez-Weatherby J., Newstead S., Stewart P. D. Membrane protein

structure determination - the next generation // Biochim Biophys Acta. - 2014. - Vol. 1838, № 1 Pt A. - PP. 78-87.

42. Zorman S., Botte M., Jiang Q., Collinson I., Schaffitzel C. Advances and challenges of membraneprotein complex production // Curr Opin Struct Biol. - 2015. - Vol. 32. - PP. 123-30.

43. Wang L., Tonggu L. Membrane protein reconstitution for functional and structural studies // Sci China Life Sci. - 2015. - Vol. 58, № 1. - PP. 66-74.

44. le Maire M., Champeil P., Moller J. V. Interaction of membrane proteins and lipids with

solubilizing detergents // Biochim Biophys Acta. - 2000. - Vol. 1508, № 1-2. - PP. 86-111.

45. Keyes W. M., Logan C., Parker E., Sanders E. J. Expression and function of bone morphogenetic proteins in the development of the embryonic endocardial cushions // Anat Embryol (Berl). -2003. - Vol. 207, № 2. - PP. 135-47.

46. Booth P. J., Flitsch S. L., Stern L. J., Greenhalgh D. A., Kim P. S., Khorana H. G. Intermediates in the folding of the membrane protein bacteriorhodopsin // Nat Struct Biol. - 1995. - Vol. 2, № 2. -PP. 139-43.

47. Tulumello D. V., Deber C. M. Efficiency of detergents at maintaining membrane protein structures in their biologically relevant forms // Biochim Biophys Acta. - 2012. - Vol. 1818, № 5. - PP. 1351-8.

48. Arseniev A. S., Barsukov I. L., Bystrov V. F., Lomize A. L., Ovchinnikov Yu A. 1H-NMR study of gramicidin A transmembrane ion channel. Head-to-head right-handed, single-stranded helices // FEBS Lett. - 1985. - Vol. 186, № 2. - PP. 168-74.

49. Lomize A. L., Pervushin K. V., Arseniev A. S. Spatial structure of (34-65)bacterioopsin polypeptide in SDS micelles determined from nuclear magnetic resonance data // J Biomol NMR. - 1992. - Vol. 2, № 4. - PP. 361-72.

50. Pervushin K. V., Arseniev A. S. Three-dimensional structure of (1-36)bacterioopsin in methanolchloroform mixture and SDS micelles determined by 2D 1H-NMR spectroscopy // FEBS Lett. -1992. - Vol. 308, № 2. - PP. 190-6.

51. Chill J. H., Louis J. M., Miller C., Bax A. NMR study of the tetrameric KcsA potassium channel in detergent micelles // Protein Sci. - 2006. - Vol. 15, № 4. - PP. 684-98.

52. Chill J. H., Louis J. M., Delaglio F., Bax A. Local and global structure of the monomeric subunit of the potassium channel KcsA probed by NMR // Biochim Biophys Acta. - 2007. - Vol. 1768, № 12. - PP. 3260-70.

53. Krishnamani V., Hegde B. G., Langen R., Lanyi J. K. Secondary and tertiary structure of bacteriorhodopsin in the SDS denatured state // Biochemistry. - 2012. - Vol. 51, № 6. - PP. 105160.

54. Gong X. M., Ding Y., Yu J., Yao Y., Marassi F. M. Structure of the Na,K-ATPase regulatory protein FXYD2b in micelles: implications for membrane-water interfacial arginines // Biochim Biophys Acta. - 2015. - Vol. 1848, № 1 Pt B. - PP. 299-306.

55. Miyamoto K., Togiya K. Solution structure of LC4 transmembrane segment of CCR5 // PLoS One. - 2011. - Vol. 6, № 5. - PP. e20452.

56. Booth P. J., Paulsen H. Assembly of Light-Harvesting Chlorophyll a/b Complex in Vitro. Time-Resolved Fluorescence Measurements // Biochemistry. - 1996. - Vol. 35, № 16. - PP. 5103-5108.

57. Lau F. W., Bowie J. U. A Method for Assessing the Stability of a Membrane Protein // Biochemistry. - 1997. - Vol. 36, № 19. - PP. 5884-5892.

58. Nishida H., Sakamoto T., Takeshita T., Otomo J. Crystallization of halorhodopsin from Halobacterium sp. shark // Biochim Biophys Acta. - 2005. - Vol. 1749, № 1. - PP. 143-5.

59. Ishchenko A., Abola E. E., Cherezov V. Crystallization of Membrane Proteins: An Overview // Methods Mol Biol. - 2017. - Vol. 1607. - PP. 117-141.

60. Haga K., Kruse A. C., Asada H., Yurugi-Kobayashi T., Shiroishi M., Zhang C., Weis W. I., Okada T., Kobilka B. K., Haga T., Kobayashi T. Structure of the human M2 muscarinic acetylcholine receptor bound to an antagonist // Nature. - 2012. - Vol. 482, № 7386. - PP. 547-51.

61. Hiller S., Garces R. G., Malia T. J., Orekhov V. Y., Colombini M., Wagner G. Solution structure of the integral human membrane protein VDAC-1 in detergent micelles // Science. - 2008. - Vol. 321, № 5893. - PP. 1206-10.

62. Maslennikov I., Krupa M., Dickson C., Esquivies L., Blain K., Kefala G., Choe S., Kwiatkowski W. Characterization of protein detergent complexes by NMR, light scattering, and analytical ultracentrifugation // J Struct Funct Genomics. - 2009. - Vol. 10, № 1. - PP. 25-35.

63. Brown L. R., Wüthrich K. NMR and ESR studies of the interactions of cytochrome c with mixed cardiolipin-phosphatidylcholine vesicles // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Biomembranes. - 1977. - Vol. 468, № 3. - PP. 389-410.

64. Schubert M., Kolbe M., Kessler B., Oesterhelt D., Schmieder P. Heteronuclear multidimensional NMR spectroscopy of solubilized membrane proteins: resonance assignment of native bacteriorhodopsin // Chembiochem. - 2002. - Vol. 3, № 10. - PP. 1019-23.

65. Park J. H., Scheerer P., Hofmann K. P., Choe H.-W., Ernst O. P. Crystal structure of the ligand-free G-protein-coupled receptor opsin // Nature. - 2008. - Vol. 454, № 7201. - PP. 183-187.

66. Murakami M., Kouyama T. Crystal structure of squid rhodopsin // Nature. - 2008. - Vol. 453, № 7193. - PP. 363-7.

67. Deupi X., Edwards P., Singhal A., Nickle B., Oprian D., Schertler G., Standfuss J. Stabilized G protein binding site in the structure of constitutively active metarhodopsin-II // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2012. - Vol. 109, № 1. - PP. 119-24.

68. Choe H. W., Kim Y. J., Park J. H., Morizumi T., Pai E. F., Krauss N., Hofmann K. P., Scheerer P., Ernst O. P. Crystal structure of metarhodopsin II // Nature. - 2011. - Vol. 471, № 7340. - PP. 651-5.

69. Isogai S., Deupi X., Opitz C., Heydenreich F. M., Tsai C. J., Brueckner F., Schertler G. F., Veprintsev D. B., Grzesiek S. Backbone NMR reveals allosteric signal transduction networks in the beta1-adrenergic receptor // Nature. - 2016. - Vol. 530, № 7589. - PP. 237-41.

70. Nygaard R., Zou Y., Dror R. O., Mildorf T. J., Arlow D. H., Manglik A., Pan A. C., Liu C. W., Fung J. J., Bokoch M. P., Thian F. S., Kobilka T. S., Shaw D. E., Mueller L., Prosser R. S., Kobilka B. K. The dynamic process of beta(2)-adrenergic receptor activation // Cell. - 2013. -Vol. 152, № 3. - PP. 532-42.

71. Parker J. L., Newstead S. Current trends in alpha-helical membrane protein crystallization: an update // Protein Sci. - 2012. - Vol. 21, № 9. - PP. 1358-65.

72. Katritch V., Cherezov V., Stevens R. C. Structure-function of the G protein-coupled receptor

superfamily // Annu Rev Pharmacol Toxicol. - 2013. - Vol. 53. - PP. 531-56.

73. Manglik A., Kruse A. C., Kobilka T. S., Thian F. S., Mathiesen J. M., Sunahara R. K., Pardo L., Weis W. I., Kobilka B. K., Granier S. Crystal structure of the micro-opioid receptor bound to a morphinan antagonist // Nature. - 2012. - Vol. 485, № 7398. - PP. 321-6.

74. Hollenstein K., Kean J., Bortolato A., Cheng R. K., Dore A. S., Jazayeri A., Cooke R. M., Weir M., Marshall F. H. Structure of class B GPCR corticotropin-releasing factor receptor 1 // Nature. -2013. - Vol. 499, № 7459. - PP. 438-43.

75. Warne T., Serrano-Vega M. J., Baker J. G., Moukhametzianov R., Edwards P. C., Henderson R., Leslie A. G., Tate C. G., Schertler G. F. Structure of a beta1-adrenergic G-protein-coupled receptor // Nature. - 2008. - Vol. 454, № 7203. - PP. 486-91.

76. Warne T., Serrano-Vega M. J., Tate C. G., Schertler G. F. Development and crystallization of a minimal thermostabilised G protein-coupled receptor // Protein Expr Purif. - 2009. - Vol. 65, № 2. - PP. 204-13.

77. Warne T., Moukhametzianov R., Baker J. G., Nehme R., Edwards P. C., Leslie A. G., Schertler G. F., Tate C. G. The structural basis for agonist and partial agonist action on a beta(1)-adrenergic receptor // Nature. - 2011. - Vol. 469, № 7329. - PP. 241-4.

78. Dore A. S., Robertson N., Errey J. C., Ng I., Hollenstein K., Tehan B., Hurrell E., Bennett K., Congreve M., Magnani F., Tate C. G., Weir M., Marshall F. H. Structure of the adenosine A(2A) receptor in complex with ZM241385 and the xanthines XAC and caffeine // Structure. - 2011. -Vol. 19, № 9. - PP. 1283-93.

79. Egloff P., Hillenbrand M., Klenk C., Batyuk A., Heine P., Balada S., Schlinkmann K. M., Scott D. J., Schutz M., Pluckthun A. Structure of signaling-competent neurotensin receptor 1 obtained by directed evolution in Escherichia coli // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2014. - Vol. 111, № 6. - PP. E655-62.

80. Ishchenko A., Abola E., Cherezov V. Lipidic Cubic Phase Technologies for Structural Studies of Membrane Proteins // Membrane Proteins Production for Structural Analysis / Mus-Veteau I. -New York, NY: Springer New York, 2014. - P. 289-314.

81. Ozawa S., Kimura T., Nozaki T., Harada H., Shimada I., Osawa M. Structural basis for the inhibition of voltage-dependent K+ channel by gating modifier toxin // Sci Rep. - 2015. - Vol. 5.

- PP. 14226.

82. Payandeh J., Scheuer T., Zheng N., Catterall W. A. The crystal structure of a voltage-gated sodium channel // Nature. - 2011. - Vol. 475, № 7356. - PP. 353-8.

83. Kim D. M., Nimigean C. M. Voltage-Gated Potassium Channels: A Structural Examination of

Selectivity and Gating // Cold Spring Harb Perspect Biol. - 2016. - Vol. 8, № 5.

84. MacKenzie K. R., Prestegard J. H., Engelman D. M. A transmembrane helix dimer: structure and implications // Science. - 1997. - Vol. 276, № 5309. - PP. 131-3.

85. Liang B., Tamm L. K. Structure of outer membrane protein G by solution NMR spectroscopy // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2007. - Vol. 104, № 41. - PP. 16140-5.

86. Zhou Y., Cierpicki T., Jimenez R. H., Lukasik S. M., Ellena J. F., Cafiso D. S., Kadokura H., Beckwith J., Bushweller J. H. NMR solution structure of the integral membrane enzyme DsbB: functional insights into DsbB-catalyzed disulfide bond formation // Mol Cell. - 2008. - Vol. 31, № 6. - PP. 896-908.

87. Nadezhdin K. D., Garcia-Carpio I., Goncharuk S. A., Mineev K. S., Arseniev A. S., Vilar M.

Structural Basis of p75 Transmembrane Domain Dimerization // J Biol Chem. - 2016. - Vol. 291, № 23. - PP. 12346-57.

88. Bocharov E. V., Lesovoy D. M., Goncharuk S. A., Goncharuk M. V., Hristova K., Arseniev A. S.

Structure of FGFR3 transmembrane domain dimer: implications for signaling and human pathologies // Structure. - 2013. - Vol. 21, № 11. - PP. 2087-93.

89. Bocharov E. V., Lesovoy D. M., Pavlov K. V., Pustovalova Y. E., Bocharova O. V., Arseniev A.

S. Alternative packing of EGFR transmembrane domain suggests that protein-lipid interactions underlie signal conduction across membrane // Biochim Biophys Acta. - 2016. - Vol. 1858, № 6.

- PP. 1254-61.

90. Zhang Q., Horst R., Geralt M., Ma X., Hong W. X., Finn M. G., Stevens R. C., Wuthrich K. Microscale NMR screening of new detergents for membrane protein structural biology // J Am Chem Soc. - 2008. - Vol. 130, № 23. - PP. 7357-63.

91. Stanczak P., Zhang Q., Horst R., Serrano P., Wuthrich K. Micro-coil NMR to monitor optimization of the reconstitution conditions for the integral membrane protein OmpW in detergent micelles // J Biomol NMR. - 2012. - Vol. 54, № 2. - PP. 129-33.

92. Kefala G., Ahn C., Krupa M., Esquivies L., Maslennikov I., Kwiatkowski W., Choe S. Structures of the OmpF porin crystallized in the presence of foscholine-12 // Protein Sci. - 2010. - Vol. 19, № 5. - PP. 1117-25.

93. Krueger-Koplin R. D., Sorgen P. L., Krueger-Koplin S. T., Rivera-Torres I. O., Cahill S. M., Hicks D. B., Grinius L., Krulwich T. A., Girvin M. E. An evaluation of detergents for NMR structural studies of membrane proteins // J Biomol NMR. - 2004. - Vol. 28, № 1. - PP. 43-57.

94. Maslennikov I., Klammt C., Hwang E., Kefala G., Okamura M., Esquivies L., Mors K., Glaubitz C., Kwiatkowski W., Jeon Y. H., Choe S. Membrane domain structures of three classes of histidine kinase receptors by cell-free expression and rapid NMR analysis // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2010. - Vol. 107, № 24. - PP. 10902-7.

95. Barrett P. J., Song Y., Van Horn W. D., Hustedt E. J., Schafer J. M., Hadziselimovic A., Beel A. J.,

Sanders C. R. The amyloid precursor protein has a flexible transmembrane domain and binds cholesterol // Science. - 2012. - Vol. 336, № 6085. - PP. 1168-71.

96. Lohr F., Reckel S., Karbyshev M., Connolly P. J., Abdul-Manan N., Bernhard F., Moore J. M., Dotsch V. Combinatorial triple-selective labeling as a tool to assist membrane protein backbone resonance assignment // J Biomol NMR. - 2012. - Vol. 52, № 3. - PP. 197-210.

97. Sobhanifar S., Reckel S., Junge F., Schwarz D., Kai L., Karbyshev M., Lohr F., Bernhard F., Dotsch V. Cell-free expression and stable isotope labelling strategies for membrane proteins // J Biomol NMR. - 2010. - Vol. 46, № 1. - PP. 33-43.

98. Kai L., Roos C., Haberstock S., Proverbio D., Ma Y., Junge F., Karbyshev M., Dotsch V., Bernhard F. Systems for the cell-free synthesis of proteins // Methods Mol Biol. - 2012. - Vol. 800. - PP. 201-25.

99. Poget S. F., Girvin M. E. Solution NMR of membrane proteins in bilayer mimics: small is beautiful, but sometimes bigger is better // Biochim Biophys Acta. - 2007. - Vol. 1768, № 12. -PP. 3098-106.

100. Gautier A., Mott H. R., Bostock M. J., Kirkpatrick J. P., Nietlispach D. Structure determination of the seven-helix transmembrane receptor sensory rhodopsin II by solution NMR spectroscopy // Nat Struct Mol Biol. - 2010. - Vol. 17, № 6. - PP. 768-74.

101. Reckel S., Gottstein D., Stehle J., Löhr F., Verhoefen M.-K., Takeda M., Silvers R., Kainosho M., Glaubitz C., Wachtveitl J., Bernhard F., Schwalbe H., Güntert P., Dötsch V. Solution NMR Structure of Proteorhodopsin // Angewandte Chemie (International ed. in English). - 2011. - Vol. 50, № 50. - PP. 11942-11946.

102. Butterwick J. A., MacKinnon R. Solution structure and phospholipid interactions of the isolated voltage-sensor domain from KvAP // Journal of molecular biology. - 2010. - Vol. 403, № 4. - PP. 591-606.

103. Zhang X., Ren W., DeCaen P., Yan C., Tao X., Tang L., Wang J., Hasegawa K., Kumasaka T., He J., Wang J., Clapham D. E., Yan N. Crystal structure of an orthologue of the NaChBac voltage-gated sodium channel // Nature. - 2012. - Vol. 486, № 7401. - PP. 130-4.

104. Yin J., Mobarec J. C., Kolb P., Rosenbaum D. M. Crystal structure of the human OX2 orexin receptor bound to the insomnia drug suvorexant // Nature. - 2015. - Vol. 519, № 7542. - PP. 247250.

105. Rosenbaum D. M., Zhang C., Lyons J. A., Holl R., Aragao D., Arlow D. H., Rasmussen S. G. F., Choi H.-J., DeVree B. T., Sunahara R. K., Chae P. S., Gellman S. H., Dror R. O., Shaw D. E., Weis W. I., Caffrey M., Gmeiner P., Kobilka B. K. Structure and function of an irreversible agonist-[bgr]2 adrenoceptor complex // Nature. - 2011. - Vol. 469, № 7329. - PP. 236-240.

106. Zhang Q., Tao H., Hong W.-X. New amphiphiles for membrane protein structural biology // Methods (San Diego, Calif.). - 2011. - Vol. 55, № 4. - PP. 318-323.

107. Chae P. S., Rasmussen S. G., Rana R. R., Gotfryd K., Kruse A. C., Manglik A., Cho K. H., Nurva S., Gether U., Guan L., Loland C. J., Byrne B., Kobilka B. K., Gellman S. H. A new class of amphiphiles bearing rigid hydrophobic groups for solubilization and stabilization of membrane proteins // Chemistry. - 2012. - Vol. 18, № 31. - PP. 9485-90.

108. White J. F., Noinaj N., Shibata Y., Love J., Kloss B., Xu F., Gvozdenovic-Jeremic J., Shah P.,

Shiloach J., Tate C. G., Grisshammer R. Structure of the agonist-bound neurotensin receptor // Nature. - 2012. - Vol. 490, № 7421. - PP. 508-513.

109. Kim T. H., Chung K. Y., Manglik A., Hansen A. L., Dror R. O., Mildorf T. J., Shaw D. E., Kobilka B. K., Prosser R. S. The role of ligands on the equilibria between functional states of a G protein-coupled receptor // J Am Chem Soc. - 2013. - Vol. 135, № 25. - PP. 9465-74.

110. Columbus L., Lipfert J., Jambunathan K., Fox D. A., Sim A. Y. L., Doniach S., Lesley S. A. Mixing and Matching Detergents for Membrane Protein NMR Structure Determination // Journal of the American Chemical Society. - 2009. - Vol. 131, № 21. - PP. 7320-7326.

111. Eichmann C., Tzitzilonis C., Bordignon E., Maslennikov I., Choe S., Riek R. Solution NMR

Structure and Functional Analysis of the Integral Membrane Protein YgaP from Escherichia coli // The Journal of Biological Chemistry. - 2014. - Vol. 289, № 34. - PP. 23482-23503.

112. Eichmann C., Tzitzilonis C., Nakamura T., Kwiatkowski W., Maslennikov I., Choe S., Lipton S. A., Riek R. S-Nitrosylation Induces Structural and Dynamical Changes in a Rhodanese Family Protein // Journal of molecular biology. - 2016. - Vol. 428, № 19. - PP. 3737-3751.

113. Bordag N., Keller S. Alpha-helical transmembrane peptides: a "divide and conquer" approach to membrane proteins // Chem Phys Lipids. - 2010. - Vol. 163, № 1. - PP. 1-26.

114. Anglin T. C., Conboy J. C. Lateral pressure dependence of the phospholipid transmembrane diffusion rate in planar-supported lipid bilayers // Biophys J. - 2008. - Vol. 95, № 1. - PP. 18693.

115. Bae H. E., Gotfryd K., Thomas J., Hussain H., Ehsan M., Go J., Loland C. J., Byrne B., Chae P. S. Deoxycholate-Based Glycosides (DCGs) for Membrane Protein Stabilisation // Chembiochem. -2015. - Vol. 16, № 10. - PP. 1454-9.

116. Breyton C., Pucci B., Popot J. L. Amphipols and fluorinated surfactants: Two alternatives to detergents for studying membrane proteins in vitro // Methods Mol Biol. - 2010. - Vol. 601. - PP. 219-45.

117. Wiener M. C. A pedestrian guide to membrane protein crystallization // Methods. - 2004. - Vol. 34, № 3. - PP. 364-72.

118. Kang H. J., Lee C., Drew D. Breaking the barriers in membrane protein crystallography // Int J Biochem Cell Biol. - 2013. - Vol. 45, № 3. - PP. 636-44.

119. Torchilin V. P. Multifunctional nanocarriers // Advanced Drug Delivery Reviews. - 2012. - Vol. 64. - PP. 302-315.

120. Sanders C. R., 2nd, Schwonek J. P. Characterization of magnetically orientable bilayers in mixtures of dihexanoylphosphatidylcholine and dimyristoylphosphatidylcholine by solid-state NMR // Biochemistry. - 1992. - Vol. 31, № 37. - PP. 8898-905.

121. Glover K. J., Whiles J. A., Wu G., Yu N., Deems R., Struppe J. O., Stark R. E., Komives E. A., Vold R. R. Structural evaluation of phospholipid bicelles for solution-state studies of membrane-associated biomolecules // Biophysical Journal. - 2001. - Vol. 81, № 4. - PP. 2163-2171.

122. Lee D., Walter K. F., Bruckner A. K., Hilty C., Becker S., Griesinger C. Bilayer in small bicelles revealed by lipid-protein interactions using NMR spectroscopy // J Am Chem Soc. - 2008. - Vol. 130, № 42. - PP. 13822-3.

123. Poget S. F., Cahill S. M., Girvin M. E. Isotropic bicelles stabilize the functional form of a small multidrug-resistance pump for NMR structural studies // J Am Chem Soc. - 2007. - Vol. 129, № 9. - PP. 2432-3.

124. Gayen A., Goswami S. K., Mukhopadhyay C. NMR evidence of GM1-induced conformational change of Substance P using isotropic bicelles // Biochim Biophys Acta. - 2011. - Vol. 1808, № 1. - PP. 127-39.

125. Yamaguchi T., Uno T., Uekusa Y., Yagi-Utsumi M., Kato K. Ganglioside-embedding small bicelles for probing membrane-landing processes of intrinsically disordered proteins // Chem Commun (Camb). - 2013. - Vol. 49, № 12. - PP. 1235-7.

126. Gabriel N. E., Roberts M. F. Interaction of short-chain lecithin with long-chain phospholipids: characterization of vesicles that form spontaneously // Biochemistry. - 1986. - Vol. 25, № 10. -PP. 2812-21.

127. Gabriel N. E., Roberts M. F. Spontaneous formation of stable unilamellar vesicles // Biochemistry. - 1984. - Vol. 23, № 18. - PP. 4011-5.

128. Mineev K. S., Nadezhdin K. D., Goncharuk S. A., Arseniev A. S. Characterization of Small Isotropic Bicelles with Various Compositions // Langmuir. - 2016. - Vol. 32, № 26. - PP. 662437.

129. Sanders C. R., 2nd, Prestegard J. H. Magnetically orientable phospholipid bilayers containing small amounts of a bile salt analogue, CHAPSO // Biophys J. - 1990. - Vol. 58, № 2. - PP. 44760.

130. Morgado L., Zeth K., Burmann B. M., Maier T., Hiller S. Characterization of the insertase BamA in three different membrane mimetics by solution NMR spectroscopy // J Biomol NMR. - 2015. -Vol. 61, № 3-4. - PP. 333-45.

131. Rasmussen S. G., Choi H. J., Rosenbaum D. M., Kobilka T. S., Thian F. S., Edwards P. C., Burghammer M., Ratnala V. R., Sanishvili R., Fischetti R. F., Schertler G. F., Weis W. I., Kobilka B. K. Crystal structure of the human beta2 adrenergic G-protein-coupled receptor // Nature. -2007. - Vol. 450, № 7168. - PP. 383-7.

132. Triba M. N., Warschawski D. E., Devaux P. F. Reinvestigation by phosphorus NMR of lipid distribution in bicelles // Biophys J. - 2005. - Vol. 88, № 3. - PP. 1887-901.

133. Park S. H., Prytulla S., De Angelis A. A., Brown J. M., Kiefer H., Opella S. J. High-resolution NMR spectroscopy of a GPCR in aligned bicelles // J Am Chem Soc. - 2006. - Vol. 128, № 23. -PP. 7402-3.

134. Beaugrand M., Arnold A. A., Henin J., Warschawski D. E., Williamson P. T., Marcotte I. Lipid concentration and molar ratio boundaries for the use of isotropic bicelles // Langmuir. - 2014. -Vol. 30, № 21. - PP. 6162-70.

135. Bocharov E. V., Mayzel M. L., Volynsky P. E., Goncharuk M. V., Ermolyuk Y. S., Schulga A. A., Artemenko E. O., Efremov R. G., Arseniev A. S. Spatial structure and pH-dependent conformational diversity of dimeric transmembrane domain of the receptor tyrosine kinase EphA1 // J Biol Chem. - 2008. - Vol. 283, № 43. - PP. 29385-95.

136. Bocharov E. V., Mayzel M. L., Volynsky P. E., Mineev K. S., Tkach E. N., Ermolyuk Y. S.,

Schulga A. A., Efremov R. G., Arseniev A. S. Left-handed dimer of EphA2 transmembrane domain: Helix packing diversity among receptor tyrosine kinases // Biophys J. - 2010. - Vol. 98, № 5. - PP. 881-9.

137. Mineev K. S., Bocharov E. V., Pustovalova Y. E., Bocharova O. V., Chupin V. V., Arseniev A. S.

Spatial structure of the transmembrane domain heterodimer of ErbB1 and ErbB2 receptor tyrosine kinases // J Mol Biol. - 2010. - Vol. 400, № 2. - PP. 231-43.

138. Unnerstale S., Maler L., Draheim R. R. Structural characterization of AS1-membrane interactions from a subset of HAMP domains // Biochim Biophys Acta. - 2011. - Vol. 1808, № 10. - PP. 2403-12.

139. Denisov I. G., Sligar S. G. Nanodiscs in Membrane Biochemistry and Biophysics // Chem Rev. -2017. - Vol. 117, № 6. - PP. 4669-4713.

140. Bayburt T. H., Grinkova Y. V., Sligar S. G. Assembly of single bacteriorhodopsin trimers in bilayer nanodiscs // Arch Biochem Biophys. - 2006. - Vol. 450, № 2. - PP. 215-22.

141. Brouillette C. G., Anantharamaiah G. M., Engler J. A., Borhani D. W. Structural models of human apolipoprotein A-I: a critical analysis and review // Biochim Biophys Acta. - 2001. - Vol. 1531, № 1-2. - PP. 4-46.

142. Bayburt T. H., Grinkova Y. V., Sligar S. G. Self-Assembly of Discoidal Phospholipid Bilayer Nanoparticles with Membrane Scaffold Proteins // Nano Letters. - 2002. - Vol. 2, № 8. - PP. 853856.

143. Durbin D. M., Jonas A. The effect of apolipoprotein A-II on the structure and function of apolipoprotein A-I in a homogeneous reconstituted high density lipoprotein particle // J Biol Chem. - 1997. - Vol. 272, № 50. - PP. 31333-9.

144. Li L., Chen J., Mishra V. K., Kurtz J. A., Cao D., Klon A. E., Harvey S. C., Anantharamaiah G. M., Segrest J. P. Double belt structure of discoidal high density lipoproteins: molecular basis for size heterogeneity // J Mol Biol. - 2004. - Vol. 343, № 5. - PP. 1293-311.

145. Jonas A., Steinmetz A., Churgay L. The number of amphipathic alpha-helical segments of apolipoproteins A-I, E, and A-IV determines the size and functional properties of their reconstituted lipoprotein particles // J Biol Chem. - 1993. - Vol. 268, № 3. - PP. 1596-602.

146. Hagn F., Etzkorn M., Raschle T., Wagner G. Optimized phospholipid bilayer nanodiscs facilitate high-resolution structure determination of membrane proteins // J Am Chem Soc. - 2013. - Vol. 135, № 5. - PP. 1919-25.

147. Puthenveetil R., Vinogradova O. Optimization of the design and preparation of nanoscale phospholipid bilayers for its application to solution NMR // Proteins. - 2013. - Vol. 81, № 7. -PP. 1222-31.

148. Mineev K. S., Goncharuk S. A., Kuzmichev P. K., Vilar M., Arseniev A. S. NMR Dynamics of Transmembrane and Intracellular Domains of p75NTR in Lipid-Protein Nanodiscs // Biophysical Journal. - 2015. - Vol. 109, № 4. - PP. 772-782.

149. Li Y., Kijac A. Z., Sligar S. G., Rienstra C. M. Structural analysis of nanoscale self-assembled discoidal lipid bilayers by solid-state NMR spectroscopy // Biophys J. - 2006. - Vol. 91, № 10. -PP. 3819-28.

150. Koppaka V., Silvestro L., Engler J. A., Brouillette C. G., Axelsen P. H. The structure of human lipoprotein A-I. Evidence for the "belt" model // J Biol Chem. - 1999. - Vol. 274, № 21. - PP. 14541-4.

151. Wlodawer A., Segrest J. P., Chung B. H., Chiovetti R., Jr., Weinstein J. N. High-density lipoprotein recombinants: evidence for a bicycle tire micelle structure obtained by neutron scattering and electron microscopy // FEBS Lett. - 1979. - Vol. 104, № 2. - PP. 231-5.

152. Phillips J. C., Wriggers W., Li Z., Jonas A., Schulten K. Predicting the structure of apolipoprotein A-I in reconstituted high-density lipoprotein disks // Biophys J. - 1997. - Vol. 73, № 5. - PP. 2337-46.

153. Ozawa M., Handa T., Nakano M. Effect of cholesterol on binding of amphipathic helices to lipid emulsions // J Phys Chem B. - 2012. - Vol. 116, № 1. - PP. 476-82.

154. Kariyazono H., Nadai R., Miyajima R., Takechi-Haraya Y., Baba T., Shigenaga A., Okuhira K., Otaka A., Saito H. Formation of stable nanodiscs by bihelical apolipoprotein A-I mimetic peptide // J Pept Sci. - 2016. - Vol. 22, № 2. - PP. 116-22.

155. Larsen A. N., Sorensen K. K., Johansen N. T., Martel A., Kirkensgaard J. J., Jensen K. J., Arleth L., Midtgaard S. R. Dimeric peptides with three different linkers self-assemble with phospholipids to form peptide nanodiscs that stabilize membrane proteins // Soft Matter. - 2016. - Vol. 12, № 27. - PP. 5937-49.

156. Xu H., Hill J. J., Michelsen K., Yamane H., Kurzeja R. J., Tam T., Isaacs R. J., Shen F., Tagari P. Characterization of the direct interaction between KcsA-Kv1.3 and its inhibitors // Biochim Biophys Acta. - 2015. - Vol. 1848, № 10 Pt A. - PP. 1974-80.

157. Bayburt T. H., Carlson J. W., Sligar S. G. Reconstitution and imaging of a membrane protein in a nanometer-size phospholipid bilayer // J Struct Biol. - 1998. - Vol. 123, № 1. - PP. 37-44.

158. Bayburt T. H., Sligar S. G. Single-molecule height measurements on microsomal cytochrome P450 in nanometer-scale phospholipid bilayer disks // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2002. - Vol. 99, № 10. - PP. 6725-30.

159. Xu X. P., Kim E., Swift M., Smith J. W., Volkmann N., Hanein D. Three-Dimensional Structures of Full-Length, Membrane-Embedded Human alpha(IIb)beta(3) Integrin Complexes // Biophys J. - 2016. - Vol. 110, № 4. - PP. 798-809.

160. Denisov I. G., Grinkova Y. V., Lazarides A. A., Sligar S. G. Directed self-assembly of monodisperse phospholipid bilayer Nanodiscs with controlled size // J Am Chem Soc. - 2004. -Vol. 126, № 11. - PP. 3477-87.

161. Duggal R., Liu Y., Gregory M. C., Denisov I. G., Kincaid J. R., Sligar S. G. Evidence that cytochrome b5 acts as a redox donor in CYP17A1 mediated androgen synthesis // Biochem Biophys Res Commun. - 2016. - Vol. 477, № 2. - PP. 202-8.

162. Gregory M. C., Denisov I. G., Grinkova Y. V., Khatri Y., Sligar S. G. Kinetic solvent isotope effect in human P450 CYP17A1-mediated androgen formation: evidence for a reactive peroxoanion intermediate // J Am Chem Soc. - 2013. - Vol. 135, № 44. - PP. 16245-7.

163. Mak P. J., Gregory M. C., Denisov I. G., Sligar S. G., Kincaid J. R. Unveiling the crucial intermediates in androgen production // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2015. - Vol. 112, № 52. -PP. 15856-61.

164. Nakatani-Webster E., Hu S. L., Atkins W. M., Catalano C. E. Assembly and characterization of gp160-nanodiscs: A new platform for biochemical characterization of HIV envelope spikes // J Virol Methods. - 2015. - Vol. 226. - PP. 15-24.

165. Ye X., McLean M. A., Sligar S. G. Conformational equilibrium of talin is regulated by anionic lipids // Biochim Biophys Acta. - 2016. - Vol. 1858, № 8. - PP. 1833-40.

166. Boettcher J. M., Davis-Harrison R. L., Clay M. C., Nieuwkoop A. J., Ohkubo Y. Z., Tajkhorshid E., Morrissey J. H., Rienstra C. M. Atomic view of calcium-induced clustering of

phosphatidylserine in mixed lipid bilayers // Biochemistry. - 2011. - Vol. 50, № 12. - PP. 226473.

167. Yao Y., Nisan D., Fujimoto L. M., Antignani A., Barnes A., Tjandra N., Youle R. J., Marassi F. M. Characterization of the membrane-inserted C-terminus of cytoprotective BCL-XL // Protein Expr Purif. - 2016. - Vol. 122. - PP. 56-63.

168. Eggensperger S., Fisette O., Parcej D., Schafer L. V., Tampe R. An annular lipid belt is essential for allosteric coupling and viral inhibition of the antigen translocation complex TAP (transporter associated with antigen processing) // J Biol Chem. - 2014. - Vol. 289, № 48. - PP. 33098-108.

169. Finkenwirth F., Sippach M., Landmesser H., Kirsch F., Ogienko A., Grunzel M., Kiesler C.,

Steinhoff H. J., Schneider E., Eitinger T. ATP-dependent Conformational Changes Trigger Substrate Capture and Release by an ECF-type Biotin Transporter // J Biol Chem. - 2015. - Vol. 290, № 27. - PP. 16929-42.

170. Hornschemeyer P., Liss V., Heermann R., Jung K., Hunke S. Interaction Analysis of a Two-Component System Using Nanodiscs // PLoS One. - 2016. - Vol. 11, № 2. - PP. e0149187.

171. Bajaj R., Bruce K. E., Davidson A. L., Rued B. E., Stauffacher C. V., Winkler M. E. Biochemical characterization of essential cell division proteins FtsX and FtsE that mediate peptidoglycan hydrolysis by PcsB in Streptococcus pneumoniae // Microbiologyopen. - 2016. - Vol. 5, № 5. -PP. 738-752.

172. Mitra N., Liu Y., Liu J., Serebryany E., Mooney V., DeVree B. T., Sunahara R. K., Yan E. C. Calcium-dependent ligand binding and G-protein signaling of family B GPCR parathyroid hormone 1 receptor purified in nanodiscs // ACS Chem Biol. - 2013. - Vol. 8, № 3. - PP. 617-25.

173. Shirzad-Wasei N., van Oostrum J., Bovee-Geurts P. H., Kusters L. J., Bosman G. J., DeGrip W. J. Rapid transfer of overexpressed integral membrane protein from the host membrane into soluble lipid nanodiscs without previous purification // Biol Chem. - 2015. - Vol. 396, № 8. - PP. 903-15.

174. Marty M. T., Wilcox K. C., Klein W. L., Sligar S. G. Nanodisc-solubilized membrane protein library reflects the membrane proteome // Anal Bioanal Chem. - 2013. - Vol. 405, № 12. - PP. 4009-16.

175. Wilcox K. C., Marunde M. R., Das A., Velasco P. T., Kuhns B. D., Marty M. T., Jiang H., Luan C. H., Sligar S. G., Klein W. L. Nanoscale Synaptic Membrane Mimetic Allows Unbiased High Throughput Screen That Targets Binding Sites for Alzheimer's-Associated Abeta Oligomers // PLoS One. - 2015. - Vol. 10, № 4. - PP. e0125263.

176. Hoi K. K., Robinson C. V., Marty M. T. Unraveling the Composition and Behavior of Heterogeneous Lipid Nanodiscs by Mass Spectrometry // Anal Chem. - 2016. - Vol. 88, № 12. -PP. 6199-204.

177. Landreh M., Marty M. T., Gault J., Robinson C. V. A sliding selectivity scale for lipid binding to membrane proteins // Curr Opin Struct Biol. - 2016. - Vol. 39. - PP. 54-60.

178. Li J., Fan X., Kitova E. N., Zou C., Cairo C. W., Eugenio L., Ng K. K., Xiong Z. J., Prive G. G., Klassen J. S. Screening Glycolipids Against Proteins in Vitro Using Picodiscs and Catch-and-Release Electrospray Ionization-Mass Spectrometry // Anal Chem. - 2016. - Vol. 88, № 9. - PP. 4742-50.

179. Civjan N. R., Bayburt T. H., Schuler M. A., Sligar S. G. Direct solubilization of heterologously expressed membrane proteins by incorporation into nanoscale lipid bilayers // Biotechniques. -2003. - Vol. 35, № 3. - PP. 556-60, 562-3.

180. Gregersen J. L., Fedosova N. U., Nissen P., Boesen T. Reconstitution of Na(+),K(+)-ATPase in Nanodiscs // Methods Mol Biol. - 2016. - Vol. 1377. - PP. 403-9.

181. Etzkorn M., Raschle T., Hagn F., Gelev V., Rice A. J., Walz T., Wagner G. Cell-free expressed bacteriorhodopsin in different soluble membrane mimetics: biophysical properties and NMR accessibility // Structure. - 2013. - Vol. 21, № 3. - PP. 394-401.

182. Dalal K., Duong F. Reconstitution of the SecY translocon in nanodiscs // Methods Mol Biol. -2010. - Vol. 619. - PP. 145-56.

183. Luthra A., Gregory M., Grinkova Y. V., Denisov I. G., Sligar S. G. Nanodiscs in the studies of membrane-bound cytochrome P450 enzymes // Methods Mol Biol. - 2013. - Vol. 987. - PP. 11527.

184. Periasamy A., Shadiac N., Amalraj A., Garajova S., Nagarajan Y., Waters S., Mertens H. D., Hrmova M. Cell-free protein synthesis of membrane (1,3)-beta-d-glucan (curdlan) synthase: co-

translational insertion in liposomes and reconstitution in nanodiscs // Biochim Biophys Acta. -2013. - Vol. 1828, № 2. - PP. 743-57.

185. Springer C. L., Huntoon H. P., Peersen O. B. Polyprotein context regulates the activity of poliovirus 2CATPase bound to bilayer nanodiscs // J Virol. - 2013. - Vol. 87, № 10. - PP. 59946004.

186. Rues R. B., Orban E., Dotsch V., Bernhard F. Cell-free expression of G-protein coupled receptors: new pipelines for challenging targets // Biol Chem. - 2014. - Vol. 395, № 12. - PP. 1425-34.

187. Li B., Makino S., Beebe E. T., Urano D., Aceti D. J., Misenheimer T. M., Peters J., Fox B. G., Jones A. M. Cell-free translation and purification of Arabidopsis thaliana regulator of G signaling 1 protein // Protein Expr Purif. - 2016. - Vol. 126. - PP. 33-41.

188. Abdine A., Park K. H., Warschawski D. E. Cell-free membrane protein expression for solid-state NMR // Methods Mol Biol. - 2012. - Vol. 831. - PP. 85-109.

189. LaGuerre A., Lohr F., Bernhard F., Dotsch V. Labeling of membrane proteins by cell-free expression // Methods Enzymol. - 2015. - Vol. 565. - PP. 367-88.

190. Baumann A., Kerruth S., Fitter J., Buldt G., Heberle J., Schlesinger R., Ataka K. In-Situ Observation of Membrane Protein Folding during Cell-Free Expression // PLoS One. - 2016. -Vol. 11, № 3. - PP. e0151051.

191. Roos C., Kai L., Haberstock S., Proverbio D., Ghoshdastider U., Ma Y., Filipek S., Wang X., Dotsch V., Bernhard F. High-level cell-free production of membrane proteins with nanodiscs // Methods Mol Biol. - 2014. - Vol. 1118. - PP. 109-30.

192. Warschawski D. E., Arnold A. A., Beaugrand M., Gravel A., Chartrand E., Marcotte I. Choosing membrane mimetics for NMR structural studies of transmembrane proteins // Biochim Biophys Acta. - 2011. - Vol. 1808, № 8. - PP. 1957-74.

193. Mors K., Roos C., Scholz F., Wachtveitl J., Dotsch V., Bernhard F., Glaubitz C. Modified lipid and protein dynamics in nanodiscs // Biochim Biophys Acta. - 2013. - Vol. 1828, № 4. - PP. 1222-9.

194. Mineev K. S., Goncharuk S. A., Kuzmichev P. K., Vilar M., Arseniev A. S. NMR Dynamics of Transmembrane and Intracellular Domains of p75NTR in Lipid-Protein Nanodiscs // Biophys J. -2015. - Vol. 109, № 4. - PP. 772-82.

195. Wang X., Mu Z., Li Y., Bi Y., Wang Y. Smaller Nanodiscs are Suitable for Studying Protein Lipid Interactions by Solution NMR // Protein J. - 2015. - Vol. 34, № 3. - PP. 205-11.

196. Shenkarev Z. O., Lyukmanova E. N., Paramonov A. S., Shingarova L. N., Chupin V. V., Kirpichnikov M. P., Blommers M. J., Arseniev A. S. Lipid-protein nanodiscs as reference medium in detergent screening for high-resolution NMR studies of integral membrane proteins // J Am Chem Soc. - 2010. - Vol. 132, № 16. - PP. 5628-9.

197. Shenkarev Z. O., Lyukmanova E. N., Butenko I. O., Petrovskaya L. E., Paramonov A. S., Shulepko M. A., Nekrasova O. V., Kirpichnikov M. P., Arseniev A. S. Lipid-protein nanodiscs promote in vitro folding of transmembrane domains of multi-helical and multimeric membrane proteins // Biochim Biophys Acta. - 2013. - Vol. 1828, № 2. - PP. 776-84.

198. McDermott A., Polenova T. Solid state NMR: new tools for insight into enzyme function // Curr Opin Struct Biol. - 2007. - Vol. 17, № 5. - PP. 617-22.

199. Kofuku Y., Ueda T., Okude J., Shiraishi Y., Kondo K., Mizumura T., Suzuki S., Shimada I. Functional dynamics of deuterated beta2 -adrenergic receptor in lipid bilayers revealed by NMR spectroscopy // Angew Chem Int Ed Engl. - 2014. - Vol. 53, № 49. - PP. 13376-9.

200. Yoshiura C., Ueda T., Kofuku Y., Matsumoto M., Okude J., Kondo K., Shiraishi Y., Shimada I. Elucidation of the CCR1- and CCR5-binding modes of MIP-1alpha by application of an NMR spectra reconstruction method to the transferred cross-saturation experiments // J Biomol NMR. -2015. - Vol. 63, № 4. - PP. 333-40.

201. Catoire L. J., Damian M., Giusti F., Martin A., van Heijenoort C., Popot J. L., Guittet E., Baneres J. L. Structure of a GPCR ligand in its receptor-bound state: leukotriene B4 adopts a highly constrained conformation when associated to human BLT2 // J Am Chem Soc. - 2010. - Vol. 132, № 26. - PP. 9049-57.

202. Alvarez F. J., Orelle C., Davidson A. L. Functional reconstitution of an ABC transporter in nanodiscs for use in electron paramagnetic resonance spectroscopy // J Am Chem Soc. - 2010. -Vol. 132, № 28. - PP. 9513-5.

203. Alvarez F. J., Orelle C., Huang Y., Bajaj R., Everly R. M., Klug C. S., Davidson A. L. Full engagement of liganded maltose-binding protein stabilizes a semi-open ATP-binding cassette dimer in the maltose transporter // Mol Microbiol. - 2015. - Vol. 98, № 5. - PP. 878-94.

204. Kang Y., Zhou X. E., Gao X., He Y., Liu W., Ishchenko A., Barty A., White T. A., Yefanov O., Han G. W., Xu Q., de Waal P. W., Ke J., Tan M. H., Zhang C., Moeller A., West G. M., Pascal B. D., Van Eps N., Caro L. N., Vishnivetskiy S. A., Lee R. J., Suino-Powell K. M., Gu X., Pal K., Ma J., Zhi X., Boutet S., Williams G. J., Messerschmidt M., Gati C., Zatsepin N. A., Wang D., James D., Basu S., Roy-Chowdhury S., Conrad C. E., Coe J., Liu H., Lisova S., Kupitz C., Grotjohann I., Fromme R., Jiang Y., Tan M., Yang H., Li J., Wang M., Zheng Z., Li D., Howe N., Zhao Y., Standfuss J., Diederichs K., Dong Y., Potter C. S., Carragher B., Caffrey M., Jiang H., Chapman H. N., Spence J. C., Fromme P., Weierstall U., Ernst O. P., Katritch V., Gurevich V. V., Griffin P. R., Hubbell W. L., Stevens R. C., Cherezov V., Melcher K., Xu H. E. Crystal structure of rhodopsin bound to arrestin by femtosecond X-ray laser // Nature. - 2015. - Vol. 523, № 7562. - PP. 561-7.

205. Shin J., Lou X., Kweon D. H., Shin Y. K. Multiple conformations of a single SNAREpin between two nanodisc membranes reveal diverse pre-fusion states // Biochem J. - 2014. - Vol. 459, № 1. -PP. 95-102.

206. Gingras A. R., Ye F., Ginsberg M. H. Reconstructing integrin activation in vitro // Methods Mol Biol. - 2013. - Vol. 1046. - PP. 1-17.

207. Dai A., Ye F., Taylor D. W., Hu G., Ginsberg M. H., Taylor K. A. The Structure of a Full-length Membrane-embedded Integrin Bound to a Physiological Ligand // J Biol Chem. - 2015. - Vol. 290, № 45. - PP. 27168-75.

208. Efremov R. G., Leitner A., Aebersold R., Raunser S. Architecture and conformational switch mechanism of the ryanodine receptor // Nature. - 2015. - Vol. 517, № 7532. - PP. 39-43.

209. Gao Y., Cao E., Julius D., Cheng Y. TRPV1 structures in nanodiscs reveal mechanisms of ligand and lipid action // Nature. - 2016. - Vol. 534, № 7607. - PP. 347-51.

210. Gatsogiannis C., Merino F., Prumbaum D., Roderer D., Leidreiter F., Meusch D., Raunser S. Membrane insertion of a Tc toxin in near-atomic detail // Nat Struct Mol Biol. - 2016. - Vol. 23, № 10. - PP. 884-890.

211. Akkaladevi N., Mukherjee S., Katayama H., Janowiak B., Patel D., Gogol E. P., Pentelute B. L., John Collier R., Fisher M. T. Following Natures Lead: On the Construction of Membrane-Inserted Toxins in Lipid Bilayer Nanodiscs // J Membr Biol. - 2015. - Vol. 248, № 3. - PP. 595-607.

212. Akkaladevi N., Hinton-Chollet L., Katayama H., Mitchell J., Szerszen L., Mukherjee S., Gogol E. P., Pentelute B. L., Collier R. J., Fisher M. T. Assembly of anthrax toxin pore: lethal-factor complexes into lipid nanodiscs // Protein Sci. - 2013. - Vol. 22, № 4. - PP. 492-501.

213. Gogol E. P., Akkaladevi N., Szerszen L., Mukherjee S., Chollet-Hinton L., Katayama H., Pentelute

B. L., Collier R. J., Fisher M. T. Three dimensional structure of the anthrax toxin translocon-lethal factor complex by cryo-electron microscopy // Protein Sci. - 2013. - Vol. 22, № 5. - PP. 586-94.

214. Justesen B. H., Laursen T., Weber G., Fuglsang A. T., Moller B. L., Pomorski T. G. Isolation of monodisperse nanodisc-reconstituted membrane proteins using free flow electrophoresis // Anal Chem. - 2013. - Vol. 85, № 7. - PP. 3497-500.

215. Nath A., Trexler A. J., Koo P., Miranker A. D., Atkins W. M., Rhoades E. Single-molecule fluorescence spectroscopy using phospholipid bilayer nanodiscs // Methods Enzymol. - 2010. -Vol. 472. - PP. 89-117.

216. Laursen T., Singha A., Rantzau N., Tutkus M., Borch J., Hedegard P., Stamou D., Moller B. L., Hatzakis N. S. Single molecule activity measurements of cytochrome P450 oxidoreductase reveal the existence of two discrete functional states // ACS Chem Biol. - 2014. - Vol. 9, № 3. - PP. 630-4.

217. Lamichhane R., Liu J. J., Pljevaljcic G., White K. L., van der Schans E., Katritch V., Stevens R.

C., Wüthrich K., Millar D. P. Single-molecule view of basal activity and activation mechanisms of the G protein-coupled receptor ß2AR // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2015. - Vol. 112, № 46. - PP. 14254-14259.

218. Sadler E. E., Kapanidis A. N., Tucker S. J. Solution-Based Single-Molecule FRET Studies of K(+) Channel Gating in a Lipid Bilayer // Biophys J. - 2016. - Vol. 110, № 12. - PP. 2663-70.

219. Lee T. Y., Yeh V., Chuang J., Chung Chan J. C., Chu L. K., Yu T. Y. Tuning the Photocycle Kinetics of Bacteriorhodopsin in Lipid Nanodiscs // Biophys J. - 2015. - Vol. 109, № 9. - PP. 1899-906.

220. Ranaghan M. J., Schwall C. T., Alder N. N., Birge R. R. Green proteorhodopsin reconstituted into nanoscale phospholipid bilayers (nanodiscs) as photoactive monomers // J Am Chem Soc. - 2011. - Vol. 133, № 45. - PP. 18318-27.

221. Tsukamoto H., Szundi I., Lewis J. W., Farrens D. L., Kliger D. S. Rhodopsin in nanodiscs has native membrane-like photointermediates // Biochemistry. - 2011. - Vol. 50, № 22. - PP. 508691.

222. Skar-Gislinge N., Kynde S. A., Denisov I. G., Ye X., Lenov I., Sligar S. G., Arleth L. Small-angle scattering determination of the shape and localization of human cytochrome P450 embedded in a phospholipid nanodisc environment // Acta Crystallogr D Biol Crystallogr. - 2015. - Vol. 71, № Pt 12. - PP. 2412-21.

223. Bocquet N., Kohler J., Hug M. N., Kusznir E. A., Rufer A. C., Dawson R. J., Hennig M., Ruf A., Huber W., Huber S. Real-time monitoring of binding events on a thermostabilized human A2A receptor embedded in a lipid bilayer by surface plasmon resonance // Biochim Biophys Acta. -

2015. - Vol. 1848, № 5. - PP. 1224-33.

224. Inagaki S., Ghirlando R., White J. F., Gvozdenovic-Jeremic J., Northup J. K., Grisshammer R. Modulation of the interaction between neurotensin receptor NTS1 and Gq protein by lipid // J Mol Biol. - 2012. - Vol. 417, № 1-2. - PP. 95-111.

225. Pan L., Segrest J. P. Computational studies of plasma lipoprotein lipids // Biochim Biophys Acta. -

2016. - Vol. 1858, № 10. - PP. 2401-20.

226. Segrest J. P., Jones M. K., Catte A., Thirumuruganandham S. P. Validation of previous computer models and MD simulations of discoidal HDL by a recent crystal structure of apoA-I // J Lipid Res. - 2012. - Vol. 53, № 9. - PP. 1851-63.

227. Popot J. L., Engelman D. M. Helical membrane protein folding, stability, and evolution // Annu Rev Biochem. - 2000. - Vol. 69. - PP. 881-922.

228. Durand G., Abla M., Ebel C., Breyton C. New Amphiphiles to Handle Membrane Proteins: "Ménage à Trois" Between Chemistry, Physical Chemistry, and Biochemistry // Membrane Proteins Production for Structural Analysis / Mus-Veteau I. - New York, NY: Springer New York, 2014. - P. 205-251.

229. Althoff T., Mills D. J., Popot J. L., Kuhlbrandt W. Arrangement of electron transport chain components in bovine mitochondrial supercomplex I1III2IV1 // Embo j. - 2011. - Vol. 30, № 22. - PP. 4652-64.

230. Dahmane T., Damian M., Mary S., Popot J. L., Baneres J. L. Amphipol-assisted in vitro folding of G protein-coupled receptors // Biochemistry. - 2009. - Vol. 48, № 27. - PP. 6516-21.

231. Bazzacco P., Billon-Denis E., Sharma K. S., Catoire L. J., Mary S., Le Bon C., Point E., Baneres J. L., Durand G., Zito F., Pucci B., Popot J. L. Nonionic homopolymeric amphipols: application to membrane protein folding, cell-free synthesis, and solution nuclear magnetic resonance // Biochemistry. - 2012. - Vol. 51, № 7. - PP. 1416-30.

232. Zoonens M., Giusti F., Zito F., Popot J. L. Dynamics of membrane protein/amphipol association studied by Forster resonance energy transfer: implications for in vitro studies of amphipol-stabilized membrane proteins // Biochemistry. - 2007. - Vol. 46, № 36. - PP. 10392-404.

233. Nagy J. K., Kuhn Hoffmann A., Keyes M. H., Gray D. N., Oxenoid K., Sanders C. R. Use of amphipathic polymers to deliver a membrane protein to lipid bilayers // FEBS Lett. - 2001. - Vol. 501, № 2-3. - PP. 115-20.

234. Polovinkin V., Gushchin I., Sintsov M., Round E., Balandin T., Chervakov P., Schevchenko V., Utrobin P., Popov A., Borshchevskiy V., Mishin A., Kuklin A., Willbold D., Chupin V., Popot J. L., Gordeliy V. High-resolution structure of a membrane protein transferred from amphipol to a lipidic mesophase // J Membr Biol. - 2014. - Vol. 247, № 9-10. - PP. 997-1004.

235. Tribet C., Audebert R., Popot J. L. Amphipols: polymers that keep membrane proteins soluble in aqueous solutions // Proc Natl Acad Sci U S A. - 1996. - Vol. 93, № 26. - PP. 15047-50.

236. Le Bon C., Popot J. L., Giusti F. Labeling and functionalizing amphipols for biological applications // J Membr Biol. - 2014. - Vol. 247, № 9-10. - PP. 797-814.

237. Giusti F., Kessler P., Hansen R. W., Della Pia E. A., Le Bon C., Mourier G., Popot J.-L., Martinez K. L., Zoonens M. Synthesis of a Polyhistidine-bearing Amphipol and its Use for Immobilizing Membrane Proteins // Biomacromolecules. - 2015. - Vol. 16, № 12. - PP. 3751-3761.

238. Elter S., Raschle T., Arens S., Viegas A., Gelev V., Etzkorn M., Wagner G. The use of amphipols for NMR structural characterization of 7-TM proteins // J Membr Biol. - 2014. - Vol. 247, № 910. - PP. 957-64.

239. Liu W., Wacker D., Gati C., Han G. W., James D., Wang D., Nelson G., Weierstall U., Katritch V., Barty A., Zatsepin N. A., Li D., Messerschmidt M., Boutet S., Williams G. J., Koglin J. E., Seibert M. M., Wang C., Shah S. T., Basu S., Fromme R., Kupitz C., Rendek K. N., Grotjohann I., Fromme P., Kirian R. A., Beyerlein K. R., White T. A., Chapman H. N., Caffrey M., Spence J. C., Stevens R. C., Cherezov V. Serial femtosecond crystallography of G protein-coupled receptors // Science. - 2013. - Vol. 342, № 6165. - PP. 1521-4.

240. Misquitta Y., Cherezov V., Havas F., Patterson S., Mohan J. M., Wells A. J., Hart D. J., Caffrey M. Rational design of lipid for membrane protein crystallization // J Struct Biol. - 2004. - Vol. 148, № 2. - PP. 169-75.

241. Rasmussen S. G., DeVree B. T., Zou Y., Kruse A. C., Chung K. Y., Kobilka T. S., Thian F. S., Chae P. S., Pardon E., Calinski D., Mathiesen J. M., Shah S. T., Lyons J. A., Caffrey M., Gellman S. H., Steyaert J., Skiniotis G., Weis W. I., Sunahara R. K., Kobilka B. K. Crystal structure of the beta2 adrenergic receptor-Gs protein complex // Nature. - 2011. - Vol. 477, № 7366. - PP. 54955.

242. Landau E. M., Rosenbusch J. P. Lipidic cubic phases: a novel concept for the crystallization of membrane proteins // Proc Natl Acad Sci U S A. - 1996. - Vol. 93, № 25. - PP. 14532-5.

243. Pebay-Peyroula E., Rummel G., Rosenbusch J. P., Landau E. M. X-ray structure of bacteriorhodopsin at 2.5 angstroms from microcrystals grown in lipidic cubic phases // Science. -1997. - Vol. 277, № 5332. - PP. 1676-81.

244. Caffrey M. A comprehensive review of the lipid cubic phase or in meso method for crystallizing membrane and soluble proteins and complexes // Acta Crystallographica Section F. - 2015. - Vol. 71, № 1. - PP. 3-18.

245. Caffrey M., Cherezov V. Crystallizing membrane proteins using lipidic mesophases // Nat Protoc. - 2009. - Vol. 4, № 5. - PP. 706-31.

246. Kors C. A., Wallace E., Davies D. R., Li L., Laible P. D., Nollert P. Effects of impurities on membrane-protein crystallization in different systems // Acta Crystallogr D Biol Crystallogr. -2009. - Vol. 65, № Pt 10. - PP. 1062-73.

247. Li D., Caffrey M. Lipid cubic phase as a membrane mimetic for integral membrane protein enzymes // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2011. - Vol. 108, № 21. - PP. 8639-44.

248. Cherezov V., Yamashita E., Liu W., Zhalnina M., Cramer W. A., Caffrey M. In meso structure of the cobalamin transporter, BtuB, at 1.95 A resolution // J Mol Biol. - 2006. - Vol. 364, № 4. - PP. 716-34.

249. Shah J. C., Sadhale Y., Chilukuri D. M. Cubic phase gels as drug delivery systems // Adv Drug Deliv Rev. - 2001. - Vol. 47, № 2-3. - PP. 229-50.

250. Clogston J., Caffrey M. Controlling release from the lipidic cubic phase. Amino acids, peptides, proteins and nucleic acids // J Control Release. - 2005. - Vol. 107, № 1. - PP. 97-111.

251. Nazaruk E., Bilewicz R., Lindblom G., Lindholm-Sethson B. Cubic phases in biosensing systems // Anal Bioanal Chem. - 2008. - Vol. 391, № 5. - PP. 1569-78.

252. Cherezov V. Lipidic cubic phase technologies for membrane protein structural studies // Curr Opin Struct Biol. - 2011. - Vol. 21, № 4. - PP. 559-66.

253. Caboi F., Murgia S., Monduzzi M., Lazzari P. NMR Investigation on Melaleuca alternifolia Essential Oil Dispersed in the Monoolein Aqueous System: Phase Behavior and Dynamics // Langmuir. - 2002. - Vol. 18, № 21. - PP. 7916-7922.

254. Bangham A. D. Lipid bilayers and biomembranes // Annu Rev Biochem. - 1972. - Vol. 41. - PP. 753-76.

255. Woodle M. C., Papahadjopoulos D. Liposome preparation and size characterization // Methods Enzymol. - 1989. - Vol. 171. - PP. 193-217.

256. Wingfield P. T., Palmer I., Liang S. M. Folding and Purification of Insoluble (Inclusion Body) Proteins from Escherichia coli // Curr Protoc Protein Sci. - 2014. - Vol. 78. - PP. 6.5.1-30.

257. Vemuri S., Rhodes C. T. Preparation and characterization of liposomes as therapeutic delivery systems: a review // Pharm Acta Helv. - 1995. - Vol. 70, № 2. - PP. 95-111.

258. de Kruyff B., Demel R. A., van Deenen L. L. The effect of cholesterol and epicholesterol incorporation on the permeability and on the phase transition of intact Acholeplasma laidlawii cell membranes and derived liposomes // Biochim Biophys Acta. - 1972. - Vol. 255, № 1. - PP. 33147.

259. Kirby C., Clarke J., Gregoriadis G. Effect of the cholesterol content of small unilamellar liposomes on their stability in vivo and in vitro // Biochem J. - 1980. - Vol. 186, № 2. - PP. 591-8.

260. Lopez-Pinto J. M., Gonzalez-Rodriguez M. L., Rabasco A. M. Effect of cholesterol and ethanol on dermal delivery from DPPC liposomes // Int J Pharm. - 2005. - Vol. 298, № 1. - PP. 1-12.

261. Rigaud J.-L., Pitard B., Levy D. Reconstitution of membrane proteins into liposomes: application to energy-transducing membrane proteins // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Bioenergetics. - 1995. - Vol. 1231, № 3. - PP. 223-246.

262. Deisenhofer J., Epp O., Miki K., Huber R., Michel H. Structure of the protein subunits in the photosynthetic reaction centre of Rhodopseudomonas viridis at 3A resolution // Nature. - 1985. -Vol. 318, № 6047. - PP. 618-24.

263. Grasnick D., Sternberg U., Strandberg E., Wadhwani P., Ulrich A. S. Irregular structure of the HIV fusion peptide in membranes demonstrated by solid-state NMR and MD simulations // Eur Biophys J. - 2011. - Vol. 40, № 4. - PP. 529-43.

264. Park S. H., Das B. B., Casagrande F., Tian Y., Nothnagel H. J., Chu M., Kiefer H., Maier K., De Angelis A. A., Marassi F. M., Opella S. J. Structure of the chemokine receptor CXCR1 in phospholipid bilayers // Nature. - 2012. - Vol. 491, № 7426. - PP. 779-83.

265. Reggie L., Lopez J. J., Collinson I., Glaubitz C., Lorch M. Dynamic nuclear polarization-enhanced solid-state NMR of a 13C-labeled signal peptide bound to lipid-reconstituted Sec translocon // J Am Chem Soc. - 2011. - Vol. 133, № 47. - PP. 19084-6.

266. Andreas L. B., Barnes A. B., Corzilius B., Chou J. J., Miller E. A., Caporini M., Rosay M., Griffin R. G. Dynamic nuclear polarization study of inhibitor binding to the M2(18-60) proton transporter from influenza A // Biochemistry. - 2013. - Vol. 52, № 16. - PP. 2774-82.

267. Gregoriadis G. Liposomes in Drug Delivery: How It All Happened // Pharmaceutics. - 2016. -Vol. 8, № 2.

268. Mozafari M. R., Johnson C., Hatziantoniou S., Demetzos C. Nanoliposomes and their applications in food nanotechnology // J Liposome Res. - 2008. - Vol. 18, № 4. - PP. 309-27.

269. Alekseeva A., Kapkaeva M., Shcheglovitova O., Boldyrev I., Pazynina G., Bovin N., Vodovozova E. Interactions of antitumour Sialyl Lewis X liposomes with vascular endothelial cells // Biochim Biophys Acta. - 2015. - Vol. 1848, № 5. - PP. 1099-110.

270. Ivanova E. A., Maslov M. A., Kabilova T. O., Puchkov P. A., Alekseeva A. S., Boldyrev I. A., Vlassov V. V., Serebrennikova G. A., Morozova N. G., Zenkova M. A. Structure-transfection activity relationships in a series of novel cationic lipids with heterocyclic head-groups // Org Biomol Chem. - 2013. - Vol. 11, № 41. - PP. 7164-78.

271. Molecular Cloning: A Laboratory Manual. / Sambrook J., Russell D. W.: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2001. - Vol. t. 1.

272. Inoue H., Nojima H., Okayama H. High efficiency transformation of Escherichia coli with plasmids // Gene. - 1990. - Vol. 96, № 1. - PP. 23-28.

273. Laemmli U. K. Cleavage of Structural Proteins during the Assembly of the Head of Bacteriophage T4 // Nature. - 1970. - Vol. 227. - PP. 680.

274. Light Scattering and the Absolute Characterization of Macromolecules. / Wyatt P., 1993. - 1-40 p.

275. Sreerama N., Woody R. W. Estimation of protein secondary structure from circular dichroism spectra: comparison of CONTIN, SELCON, and CDSSTR methods with an expanded reference set // Anal Biochem. - 2000. - Vol. 287, № 2. - PP. 252-60.

276. Lobley A., Whitmore L., Wallace B. A. DICHROWEB: an interactive website for the analysis of protein secondary structure from circular dichroism spectra // Bioinformatics. - 2002. - Vol. 18, № 1. - PP. 211-212.

277. Petrovskaya L. E., Lukashev E. P., Chupin V. V., Sychev S. V., Lyukmanova E. N., Kryukova E. A., Ziganshin R. H., Spirina E. V., Rivkina E. M., Khatypov R. A., Erokhina L. G., Gilichinsky D. A., Shuvalov V. A., Kirpichnikov M. P. Predicted bacteriorhodopsin from Exiguobacterium sibiricum is a functional proton pump // FEBS Lett. - 2010. - Vol. 584, № 19. - PP. 4193-6.

278. Drill's Pharmacology in medicine. / Drill V. A., DiPalma J. R. - 4th ed. - New York,: McGraw-Hill, 1971. - xiii, 1920 p. p.

279. Kobilka B. K., Dixon R. A., Frielle T., Dohlman H. G., Bolanowski M. A., Sigal I. S., Yang-Feng T. L., Francke U., Caron M. G., Lefkowitz R. J. cDNA for the human beta 2-adrenergic receptor: a protein with multiple membrane-spanning domains and encoded by a gene whose chromosomal location is shared with that of the receptor for platelet-derived growth factor // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 1987. - Vol. 84, № 1. - PP. 4650.

280. Rosenbaum D. M., Cherezov V., Hanson M. A., Rasmussen S. G. F., Thian F. S., Kobilka T. S., Choi H.-J., Yao X.-J., Weis W. I., Stevens R. C., Kobilka B. K. GPCR Engineering Yields HighResolution Structural Insights into P₂-Adrenergic Receptor Function // Science. -2007. - Vol. 318, № 5854. - PP. 1266-1273.

281. Sineshchekov O. A., Jung K. H., Spudich J. L. Two rhodopsins mediate phototaxis to low- and high-intensity light in Chlamydomonas reinhardtii // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2002. - Vol. 99, № 13. - PP. 8689-94.

282. Rodrigues D. F., Ivanova N., He Z., Huebner M., Zhou J., Tiedje J. M. Architecture of thermal adaptation in an Exiguobacterium sibiricum strain isolated from 3 million year old permafrost: a genome and transcriptome approach // BMC Genomics. - 2008. - Vol. 9. - PP. 547.

283. Gushchin I., Chervakov P., Kuzmichev P., Popov A. N., Round E., Borshchevskiy V., Ishchenko A., Petrovskaya L., Chupin V., Dolgikh D. A., Arseniev A. S., Kirpichnikov M., Gordeliy V. Structural insights into the proton pumping by unusual proteorhodopsin from nonmarine bacteria // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2013. -Vol. 110, № 31. - PP. 12631-12636.

284. Complete Genome Sequence of the Thermophilic Bacterium Exiguobacterium sp. AT1b. / Vishnivetskaya T., Lucas S., Copeland A., Lapidus A., Glavina del Rio T., Dalin E., Tice H., C Bruce D., Goodwin L., Pitluck S., Saunders E., Brettin T., Detter C., Han C., Larimer F., Land M., Hauser L., C Kyrpides N., Ovchinnikova G., Tiedje J., 2011. - 2880-1 p.

285. Petrovskaya L. E., Balashov S. P., Lukashev E. P., Imasheva E. S., Gushchin I. Y., Dioumaev A. K., Rubin A. B., Dolgikh D. A., Gordeliy V. I., Lanyi J. K., others. ESR—A retinal protein with

unusual properties from Exiguobacterium sibiricum // Biochemistry (Moscow). - 2015. - Vol. 80.

- PP. 688-700.

286. Zuscik M. J., Porter J. E., Gaivin R., Perez D. M. Identification of a conserved switch residue responsible for selective constitutive activation of the beta2-adrenergic receptor // J Biol Chem. -1998. - Vol. 273, № 6. - PP. 3401-7.

287. Cline D. J., Redding S. E., Brohawn S. G., Psathas J. N., Schneider J. P., Thorpe C. New water-soluble phosphines as reductants of peptide and protein disulfide bonds: reactivity and membrane permeability // Biochemistry. - 2004. - Vol. 43, № 48. - PP. 15195-203.

288. Fraser C. M. Site-directed mutagenesis of beta-adrenergic receptors. Identification of conserved cysteine residues that independently affect ligand binding and receptor activation // J Biol Chem. -1989. - Vol. 264, № 16. - PP. 9266-70.

289. Lefkowitz R. J. A Brief History of G-Protein Coupled Receptors (Nobel Lecture) // Angewandte Chemie International Edition. - 2013. - Vol. 52, № 25. - PP. 6366-6378.

290. Attrill H., Harding P. J., Smith E., Ross S., Watts A. Improved yield of a ligand-binding GPCR expressed in E. coli for structural studies // Protein Expr Purif. - 2009. - Vol. 64, № 1. - PP. 32-8.

291. Goncharuk S., Shulga A., Ermolyuk Y. S., Kuzmichev P., Sobol V., Bocharov E., Chupin V., Arseniev A., Kirpichnikov M. Bacterial synthesis, purification, and solubilization of membrane protein KCNE3, a regulator of voltage-gated potassium channels // Biochemistry (Moscow). -2009. - Vol. 74, № 12. - PP. 1344-1349.

292. Roosild T. P., Greenwald J., Vega M., Castronovo S., Riek R., Choe S. NMR structure of Mistic, a membrane-integrating protein for membrane protein expression // Science. - 2005. - Vol. 307, № 5713. - PP. 1317-21.

293. Petrovskaya L. E., Shulga A. A., Bocharova O. V., Ermolyuk Y. S., Kryukova E. A., Chupin V. V., Blommers M. J., Arseniev A. S., Kirpichnikov M. P. Expression of G-protein coupled receptors in Escherichia coli for structural studies // Biochemistry (Mosc). - 2010. - Vol. 75, № 7.

- PP. 881-91.

294. Studier F. W. Protein production by auto-induction in high density shaking cultures // Protein Expr Purif. - 2005. - Vol. 41, № 1. - PP. 207-34.

295. Rath A., Glibowicka M., Nadeau V. G., Chen G., Deber C. M. Detergent binding explains anomalous SDS-PAGE migration of membrane proteins // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2009. -Vol. 106, № 6. - PP. 1760-5.

296. Kiefer H., Krieger J., Olszewski J. D., Von Heijne G., Prestwich G. D., Breer H. Expression of an olfactory receptor in Escherichia coli: purification, reconstitution, and ligand binding // Biochemistry. - 1996. - Vol. 35, № 50. - PP. 16077-84.

297. Hanson M. A., Cherezov V., Griffith M. T., Roth C. B., Jaakola V. P., Chien E. Y., Velasquez J., Kuhn P., Stevens R. C. A specific cholesterol binding site is established by the 2.8 A structure of the human beta2-adrenergic receptor // Structure. - 2008. - Vol. 16, № 6. - PP. 897-905.

298. Caron M. G., Srinivasan Y., Pitha J., Kociolek K., Lefkowitz R. J. Affinity chromatography of the beta-adrenergic receptor // J Biol Chem. - 1979. - Vol. 254, № 8. - PP. 2923-7.

299. Roth C. B., Hanson M. A., Stevens R. C. Stabilization of the human beta2-adrenergic receptor TM4-TM3-TM5 helix interface by mutagenesis of Glu122(3.41), a critical residue in GPCR structure // J Mol Biol. - 2008. - Vol. 376, № 5. - PP. 1305-19.

300. Park S. H., Casagrande F., Chu M., Maier K., Kiefer H., Opella S. J. Optimization of purification and refolding of the human chemokine receptor CXCR1 improves the stability of proteoliposomes for structure determination // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. - 2012. -Vol. 1818, № 3. - PP. 584-591.