Структура митотического аппарата при некоторых формах патологии митоза. Том 1 тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.17, кандидат биологических наук Быстревская, Виктория Борисовна

• Быстревская, Виктория Борисовна
• кандидат биологических наук
• 1984

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Быстревская, Виктория Борисовна

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Структура митотического аппарата в норме .II

2. Формы патологии митоза

3. К-митоз

4. Многополюсный митоз

5. Механизм индукции многополюсных митозов

ГЛАВА П. МАТЕРИАЛ И МЕТОДИКА

1. Объект исследования.

2. Методы исследования.

3. Постановка экспериментов

ГЛАВА Ш. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

1. Структура аппарата деления многополюсных митотических клеток, возникающих в культуре ткани спонтанно

2. Экспериментальная индукция многополюсных митозов в культуре ткани СПЭВ.

3. Структура аппарата деления митотических клеток опухоли человека

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Структура митотического аппарата при некоторых формах патологии митоза. Том 1»

Многополюсный митоз - наиболее распространенная форма патологии деления, связанная с нарушением структуры митотического веретена (Алов,1972). Многополюсные митозы обнаружены в нормальных тканях организма (Goyanes-viilaescusa,i969), с большой частотой возникают при патологических изменениях, например, опухолевом росте (Васильева,I966;Koiier,194-7), образуются спонтанно в культурах тканей млекопитающих (oftebro,woif,1967) и легко индуцируются разнообразными химическими и физическими воздействиями (Ehmann et al., 197^-;Harria, 1982). Биологический смысл многополгосного деления клеток во всех этих случаях неясен. Имеющиеся данные показывают, что характер распределения хромосом в дочерние ядра при многополюсном митозе различается для разных объектов исследования. В одних клетках существует механизм, контролирующий распределение полных гаплоидных наборов хромосом (Teplitz et al.,1968). При многополюсном делении клеток других типов образуются ядра с несбалансированными хромосомными наборами (лиг, 1963). Исходя из результатов этих исследований, многополюсный митоз можно рассматривать двояко: I) как способ снижения шюидности клеточной популяции в норме (при условии контролируемого распределения хромосомных наборов); 2) как одну из причин нарастания анеуплоидии, например, опухолевых клеток (при отсутствии контроля распределения хромосомных наборов). Поэтому, исследование закономерностей образования многополгосного митотического аппарата имеет как общебиологическое, так и практическое значение.

В настоящее время нет единой точки зрения о том, какие структурные элементы митотических клеток ответственны за возникновение многополгосного веретена. Принято считать, что формирование дополнительных полюсов при многополюсном делении обусловлено изменением числа или способа функционирования центриолей. Так, предполагается, что образование многополюсного веретена в полиплоидных клетках вызвано присутствием в них избыточного, по сравнению с диплоидными клетками, числа центриолей (Schmid,i966; Рега,1975). При многополюсном делении диплоидных клеток, по мнению ряда авторов (Stubblefield,l967; Friedlander,Wahrman,l970), ПРОИСХОДИТ изменение характера функционирования их центриолей - нарушается структура диплосом. Указанные предположения об организации полюсов многополюсного веретена основаны на косвенных данных и не являются единственно возможными. Показано, например, что полюс веретена деления клеток млекопитающих может быть организован и без центриолей (Brenner et ai.,1977) . Вопрос о структуре полюсов многополюсного митоза, таким образом, в настоящее время не решен. Это объясняется тем, что прямое электронномикроскопическое исследование числа и расположения центриолей в многополюсных митотических клетках различной плоидности не проводилось.

Механизм возникновения многополюсности изучали в различных экспериментальных условиях. Показано, что при индукции многополюсных митозов многополюсный митотический аппарат образуется после длительной задержки клеток в интерфазе или митозе. Наиболее детально особенности митотического цикла клеток, делящихся многополюсно, исследованы Мэзия (Mazia et ai.,1960) при воздействии 2-меркап-тоэтанола на дробящиеся яйца морского ежа. Мэзия сделал вывод о том, что причиной многополюсного деления (после задержки клеток в К-метафазе) является созревание и расхождение митотических центров - в норме составляющих дуплекс - в то время, как другие события митоза блокированы ( Mazia et ai.,1960) Отсюда возникло представление, что задержка клеток в одной из стадий митотического цикла приводит к функциональному созреванию дочерних центриолей, которые в дальнейшем приобретают способность к организации собственных полюсов веретена ( Б1;иЬЬ1еГ1е1<1,19б7; ЕЬпапп et а1.,1974). Это представление в настоящее время не доказано, так как изучение динамики митотического цикла клеток, вступающих в многополюсный митоз, не сопровождалось параллельным исследованием ультраструктуры их митотического аппарата.

К-метафаза и многополюсный митоз изначально рассматривались как две независимые формы патологии митоза. Взаимосвязь этих форм нарушений деления впервые была выявлена в работах Мэзия (маг±а et а1.,19бо ), который показал, что К-метафазное состояние в определенных экспериментальных условиях может быть переходным этапом к многополюсному делению. Блокирование клеток в К-метафазе, по данным Мэзия, является необходимой предпосылкой для возникновения многополюсного веретена. Именно в этот период задержки осуществляется десинхронизация клеточного цикла и цикла митотических центров - клетка блокирована в митозе, а созревание и расхождение митотических центров продолжается. Такой механизм возникновения мно-гополюсности возможен, вероятно, не только в эксперименте.

Известно, что К-метафазные клетки и многополюсные, митозы являются двумя одинаково распространенными формами патологии деления, встречающимися в опухолевой ткани. Косвенным ответом на вопрос о механизме возникновения многополюсных митозов в опухолях было бы сопоставление ультраструктуры митотического аппарата, и в частности, числа и расположения центриолей, в К-метафазных и многополюсных митотических клетках опухоли. Подобные исследования в литературе отсутствуют.

Исходя из всего вышесказанного, в настоящей работе была поставлена цель: изучить ультраструктуру-митотического аппарата мно-гополгосных митозов, возникающих in vitro в клетках различной плоидности спонтанно и в диплоидных клетках при экспериментальной индукции; исследовать механизм возникновения экспериментально индуцированных многополюсных митозов; сравнить ультруструктуру спонтанных и индуцированных экспериментально многополюсных митозов со структурой многополюсных митотических клеток, образующихся в организме при опухолевом росте.

С этой целью в настоящей работе были поставлены следующие конкретные задачи:

1. Изучить ультраструктуру митотического аппарата многополгос-ных митозов, возникающих спонтанно в диплоидной культуре ткани СПЭВ и в гетероплоидной культуре ткани китайского хомячка.

2. Изучить условия экспериментальной индукции многополюсных митозов в культуре ткани СПЭВ 2-меркаптоэтанолом и исследовать динамику митотического цикла клеток СПЭВ в ходе индукционного воздействия.

3. Изучить ультраструктуру митотического аппарата К-метафаз-ных клеток и многополюсных митозов, возникающих в культуре СПЭВ при индукции 2--меркаптоэтанолом.

4. Изучить ультраструктуру митотического аппарата К-метафаз-ных клеток и многополюсных митозов, возникающих в организме при опухолевом росте (гистиоцитома человека).

При исследовании ультраструктуры митотического аппарата многополюсных митозов и К-метафазных клеток особое внимание обращали на число, расположение и структуру микроокружения центриолей.

В результате проведенных в настоящей работе исследований получены новые данные об ультраструктуре митотического аппарата (кинетохоров, митотического веретена и его полюсов) многополюсных

- 8 - . митозов, возникающих спонтанно и при экспериментальной индукции в диплоидной и гетероплоидной культуре клеток млекопитающих. Показано, что в диплоидной культуре клеток в полюсах многополюсного митоза находятся одиночные функционально зрелые центриоли (общее число центриолей в клетке равно 4). Б гетероплоидной культуре клеток при наличии большего, чем в диплоидных клетках числа центриолей (больше 4), возможны два способа организации многополюсного митоза: I) за счет избытка числа диплосом (больше двух); 2) за счет одиночных функционально зрелых центриолей.

При исследовании механизма экспериментальной индукции многополюсных митозов 2-меркаптоэтанолом обнаружено, что возникновение многополюсных митозов обусловлено обратимой задержкой клеток в форме К-метафазы. Далее показано, что как переход клеток в К-мета-фазное состояние, так и выход из него осуществляется через форму нормальной метафазы и сопровождается перестройкой всех основных элементов митотического аппарата. К-метафазные клетки, в которых нормализуется структура всех элементов митотического аппарата, делятся двухполюсно. К-метафазные клетки, в которых отсутствует нормализация диплосомной организации центриолей, делятся многополюсным митозом. Предложена схема этапов перестройки митотического аппарата метафазных клеток при переходе из формы нормальной метафазы в форму К-метафазы и обратно. Схемы подобного рода в литературе отсутствуют.

В настоящей работе, впервые, проведен ультраструктурный анализ патологических митозов, возникающих in vivo в опухолевых клетках человека (злокачественная гистиоцитома). Выявлено большое разнообразие в характере нарушений структуры митотического аппарата биполярных и многополюсных митозов, а также К-метафазных клеток. Эти нарушения затрагивают все элементы митотического аппарата клетки: хромосомы, митотическое веретено и структуры, организующие его полюса»

Детальное исследование организации полюсов многополюсных митозов в опухолевой ткани выявило многообразие их форм. Одни многополюсные митозы опухолевых клеток по организации полюсов митоти-ческого веретена сходны с многополюсными митозами, возникающими в культуре клеток (спонтанно и при экспериментальной индукции), другие - резко отличны. В частности, впервые, в опухоли человека обнаружены многополюсные митозы, полюса веретена деления которых не содержат центриолей.

В настоящей работе получены доказательства множественности путей возникновения патологических митозов как in vivo так и in vitro.

Результаты настоящей работы представляют теоретический и практический интерес. Так, сопоставление полученных нами данных о числе центриолей в полюсах многополюсного веретена диплоидных клеток с данными других авторов о плоидности дочерних ядер многополюсного митоза диплоидных клеток наводит на мысль о существовании зависимости между числом хромосомных наборов, отходящих к полюсам и числом центриолей в них. Это дает основания для поиска такой зависимости в клетках других типов и других уровней плоидности, что было бы весьма важно в свете проблемы регуляции клеточного деления. Полученные в настоящей работе данные о многообразии типов и механизмов возникновения многополюсных митозов, ранее объединявшихся в одну категорию патологии митоза, ставят вопрос о биологическом значении разных типов многополюсных митозов и предполагает дальнейшее изучение структуры и механизма возникновения многополюсных митозов, образующихся при разных формах клеточной дифференцировки, разных формах патологических процессов в организме и т.д. Данные о множественности нарушений митотического аппарата и в том числе нарушения цикла функционирования центри-олей в опухолевых клетках поднимают вопрос о роли этих нарушений в опухолевой прогрессии и предполагают исследование ультраструктуры митотического аппарата делящихся клеток опухоли на разных этапах малигнизации ткани. Такое исследование было бы весьма существенно для разработки медицинской и общебиологической проблемы опухолевого роста.

Заключение диссертации по теме «Цитология», Быстревская, Виктория Борисовна

ВЫВОДЫ

1. В полюсах многополюсных митозов, возникающих спонтанно в культуре ткани СПЭВ, находятся одиночные центриоли, каждая из которых окружена фибриллярным гало.

Многополюсные митозы, возникающие спонтанно в культуре ткани китайского хомячка, различаются по организации полюсов митотического веретена. Обнаружены: а) многополгосные митозы, во всех полюсах веретена которых находятся диплосомы; б) многополюсные митозы, структура полюсов веретена которых неодинакова: в одних полюсах расположены диплосомы, в других - одиночные центриоли; в) многополюсные митозы, во всех полюсах которых находятся одиночные центриоли.

2. 2-меркаптоэтанол в концентрации 0,001М индуцирует многополюсные митозы в культуре ткани СПЭВ после снятия воздействия.

3. 2-меркаптоэтанол (0,001М) вызывает изменение динамики митотического цикла и индуцирует возникновение К-метафаз в культуре ткани СПЭВ в процессе обработки клеток агентом.

4. Переход клеток СПЭВ в форму К-метафазы в присутствии 2-меркаптоэтанола и выход клеток из блока в К-метафазе после снятия воздействия осуществляется через стадию нормальной метафазы.

5. Переход метафазных клеток СПЭВ из стадии нормальной метафазы в К-метафазу и обратно сопровождается перестройкой всех элементов митотического аппарата: метафазной пластинки, кинетохорных районов хромосом, митотического веретена и структур, организующих его полюса. При переходе клеток из нормальной метафазы в К-метафазу в присутствии агента разрушение митотического веретена и метафазной пластинки происходит независимо друг от друга. Восстановление митотического аппарата в К-метафазных клетках

- 143 после снятия воздействия идет в определенной последовательности -в первую очередь образуется митотическое веретено, а затем восстанавливается метафазная пластинка.

6. В полюсах многополюсных митозов, индуцированных 2-мер-каптоэтанолом в культуре СПЭВ, находятся одиночные центриоли, каждая из которых окружена гало, из чего следует, что возникновение многополюсных митозов при действии 2-меркаптоэтанола связано с отсутствием восстановления структуры диплосом в метафазных клетках при восстановлении всех остальных элементов митотического аппарата.

7. В гистиоцитоме человека выявлено три типа многополюсных митозов: а) клетки, в полюсах веретена деления которых находятся диплосомы; б) клетки, в полюсах веретена деления которых находятся от одной до нескольких одиночных центриолей; в) клетки, полюса веретена деления которых не содержат центриолей.

8. В гистиоцитоме человека выявлено два типа двухполюсных митозов: а) клетки, в полюсах веретена деления которых находятся диплосомы; б) клетки, в полюсах веретена деления которых находится множество одиночных центриолей.

9. К-метафазные клетки гистиоцитомы человека характеризуются следующей структурой митотического аппарата: хромосомы образуют полую сферу, к центру которой обращены кинетохоры всех хромосом; в цитоплазме,ограниченной хромосомами,расположены одиночные центриоли.

- 139 -ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Имеющиеся в настоящее время предположения относительно механизма возникновения многополюсного митотического аппарата заключаются в следующем: I) дочерние центриоли созревают во время задержки клетки в какой-либо стадии митотического цикла (маг±а et а1.,19бО; Б1;иЬЬ1е:Е'1е1<1,19б7; ЕЬшапп et а1.,1974 ); 2) В КЛетке имеется избыточное, по сравнению с диплоидными клетками, число центриолей (диплосом), каждая из которых образует свой полюс веретена ( Болтай,1966; Рега,1975 ). Результаты настоящей работы прямо показывают правомерность и первой и второй точки зрения. Созревание дочерних центриолей происходит, например, в экспериментальных условиях при индукции многополюсности. 2-меркаптоэта-нолом в культуре СПЭВ. В присутствии агента клетки СПЭВ блокируются в митозе (К-метафаза). Во время задержки дочерние центриоли приобретают морфологические признаки материнских центриолей и после снятия воздействия образуют собственные полюса митотического веретена. Конкретно, созревание дочерних центриолей выражается в том, что они как и материнские окружены фибриллярным материалом. Присутствие перицентриолярного гало является, таким образом, признаком функционального созревания дочерних центриолей. Вполне возможно, что с помощью такого же механизма возникают многополюсные митозы с одиночными центриолями в культуре ткани спонтанно. Трудно сказать, однако, блок в какой именно стадии митотического цикла может вызвать созревание дочерних центриолей к моменту вступления клеток в митоз в норме.

Многополюсные митозы, как показывают представленные здесь результаты, могут возникать не только за счет созревания дочерних центриолей, но и при наличии избыточного (больше двух) числа

- 140 диплосом в клетке. Многополюсные митотические клетки с диплосомой в каждом полюсе веретена деления обнаружены в гетероплоидной культуре ткани китайского хомячка. Конкретный механизм возникновения многополюсности в этом случае неизвестен. Исходя из данных Пера (pera, 1975), можно допустить, что характер деления клеток с избыточным числом центриолей (многополюсный или биполярный) определяется временной последовательностью репликации ДНК в различных хромосомах или хромосомных наборах клетки.

Указанные механизмы возникновения многополюсности реализуются и в опухолевой ткани (гистиоцитома человека). Обнаружены как клетки с одиночными, окруженными гало центриолями, так и клетки с диплосомами в полюсах веретена (3-4 диплосомы). Однако, помимо этих способов возникновения многополюсности в опухолевой ткани существуют и другие возможности. Так, многополюсные митотические опухолевые клетки могут вовсе не содержать центриолей в полюсах веретена; либо в полюсах расположены одиночные центриоли, находящиеся в разной степени функциональной зрелости. Центриоли одной клетки имеют неодинаковую длину цилиндра и некоторые из них лишены гало. Такое разнообразие форм многополюсных митозов в опухолевых клетках обусловлено тем, что в них может быть нарушена не только координация клеточного и центриолярного цикла, но нарушен собственно центриолярный цикл клетки. Расхождение центриолей из диплосомы происходит до того, как полностью закончится их элонгация. Показана также возможность недорепликации центриолей. До настоящего времени подобные нарушения цикла созревания и расхождения центриолей описаны только в клетках гистиоцитомы человека in vivo. Неясно, могут ли такие изменения в цикле функционирования центриолей возникать не в опухолевых клетках. В связи с этим интересен вопрос о том, на каком этапе опухолевого роста появляются нарушения центриолярного цикла клетки и какова роль этих нарушений в опухолевой прогрессии.

До настоящего времени многополюсные митозы, встречающиеся в самых разнообразных условиях - при дифференцировке мегакариоци-тов, в опухолевой ткани, в культуре клеток млекопитающих - объединяли в единую категорию патологии деления. Действительно, на светооптическом уровне многополюсные митотические клетки различаются только числом полюсов веретена. Ультраструктурные данные, полученные нами, однако, показывают множественность форм и механизмов возникновения многополюсности как в организме, так и в культуре клеток. Разные морфологические типы многополюсного деления, очевидно, имеют неодинаковое значение в жизнедеятельности клеток, Можно предполагать, что многополюсные митозы, возникающие, например, при делении мегакариоцитов, отличаются морфологически и функционально от многополюсных митозов опухолевых клеток. Различаются, вероятно многополюсные митозы, образующиеся на разных этапах малигнизации тканей или в разных типах опухолей и т.д. Обнаружение таких различий позволило бы вплотную подойти к решению вопроса о механизме возникновения и биологическом смысле конкретных форм нарушений митотического деления клеток.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Быстревская, Виктория Борисовна, 1984 год

1. Алов И.А. 1965. Патология митоза. Вести. АМН СССР, 1. : 58-66.

2. Алов И.А. 1972. Цитофизиология и патология митоза. М.,1. Медицина", 264 с.

3. Анисимов А.П. 1974. По.стнатальныи рост некоторых клеточныхпопуляций аскариды в связи с развитием.в них соматической полиплоидии. Автореф. дис. . канд. биол. наук., Л.

4. Бродский В.Я., Урываева И.В. 1981. Клеточная полиплоидия.

5. Пролиферация и дифференцировка, М.,"Наука", 259 с.

6. Васильева А.П. 1966. Изменения митотической активности и числапатологических митозов в эпидермисе уха мыши в на*г чальный период канцерогенеза. Бюлл. экспер. биол., №10,: 83-91.

7. Гольцман Л.Л. 1965. Некоторые аномалии митотического деленияклеток на поверхности инородного тела в брюшной по~ лости. Арх. патол., 18 : 72-73.

8. Граменицкий Е.М. 1963. Прижизненная, окраска клеток и тканей.1. Л.,"Медгиз", 151 с.

9. Данилова Л.В. 1972. Кинетохрр в сперматогенезе тутового шелкопряда . ДАН СССР,, 206 : 216-218.

10. Епифанова О.Е., Терских В.В., Зшсаров А.Ф. 1977.

11. Радиоавтография. М. ,"Высш. школа", 246 с.

12. Зыбина Е.В., Гриценко Т.А. 1970. Полиплоидные клетки трофобласта в различных отделах плаценты белой крысы. Цитология, 12 : 585-595.

13. Казанцева И.А. 1981. Патология митоза в опухолях. Новосибирск,1. Наука", 144 с.

14. Казанцева И.А., Ольховская И.Г. 1979. Митотический режимнекоторых веретеноклеточных сарком и их дифференциальная диагностика. Вопр. онкол., №9 : 21-24.

15. Каудри Е. 1958. Раковые клетки. М.,4"И.Л.'\ 655 с.

16. Курило Л.Ф. 1973. Колхициновый митоз и его обратимость.

17. Билл, экспер. биол., №3 : 97-101.

18. Москвин-Тарханов М.И., Онищенко Г.Е. 1978. Центриоли в мегаккариоцитах костного мозга мыши. Цитология, 20 : 1436-1440.

19. Оглоблина Т.А. 1976. Изменение количества ДНК в клетках культуры СПЭВ в процессе роста. Цитология, 18 : 12881290.

20. Окада Ш. 1974. Радиоционная биохимия клетки. М.,"Мир", 407 с.

21. Онищенко Г.Е. 1978. О соответствии числа центриолей плоидности гепатоцитов в печени мыши. Цитология, 20 : 396-399.

22. Онищенко Г.Е. 1982. Строение центров организации микротрубочек в сравнительно-эволюционном аспекте. Усп. совр. биол., 94 : 360-375.

23. Онищенко Г.Е., Быстревская В.Б., Ченцов Ю.С. 1979. Многополюсные митозы в клетках культуры ткани в норме и при экспериментальной индукции 2-меркаптоэтанолом. ДАН СССР, 248 : 1443-1446.

24. Онищенко Г.Е., Волкова Л.В. 1983. Центриолярный комплекс вгибридах соматических клеток /мышь х китайский хомячок/. Цитология, 25 : 508-515.

25. Онищенко Г.Е., Феличкина Н.М., Ченцов Ю.С. 1978. Использование метода двойного мечения и^С-тимидином для идентификации клеток в разных периодах интерфазы митотического цикла. Цитология, 20 : 51-57.- 146

26. Перов H.A., Ченцов Ю.С. 1969. Применение метода совмещениясветовой и электронной микроскопии для изучения структуры хромосом. В сб.: Приборы и методы электронной микроскопии*. М., 3.

27. Пожарисский K.M., Климашевский В.Ф., Гущин В.А. 1977. Изменения кинетики популяций энтероцитов в процессе развития опухолей кишечника у крыс. Цитология, 19 : 768780.

28. Ромейс Б. 1953. Микроскопическая техника. М.,"И.Л.'\ 718с.

29. Строчкова Л.С., Алов И.А. 1978. Отдаленные изменения течениямитоза в синхронизированной культуре клеток китайского хомячка после ингибирования синтеза РНК и белка. Бюлл. экспер. биол. и мед., 86 : 78-81.

30. Уикли Б. 1975. Электронная микроскопия для начинающих. М.,1. Мир", 324 с.

31. Хлопин Н.Г. 1947. Гистологические элементы опухолей. В кн.:

32. Злокачественные опухоли, Л.,"Медгиз", с. 36-63.

33. Aikawa М., Beaudoin R.H. 1968. Studies on nuclear divisionof a malarial parasite under pyrimethamine treatment. J.Cell Biol.,74-9-754.

34. Bajer A., Mole-Bajer J. 1972. Spindle dynamics and chromosome movement. In: Inter.Rev.of Cytol., G.H.Bourne and J.F.Danielli (eds.), suppl.3, pp.1-271.

35. Ascaris megalocephala. Jena, Zeitsch.Naturv/iss. ,Bd.22

36. Brenner S., Branch A., Merediths S., Berns H.W. 1977. Theabsence of centrioles from spindle poles of rat kangaroo (PtK2) cell undergoing meiotic-like reduction division in vitro. J.Cell.Biol., 72: 368-379»

37. Brinkley B.R., Barham S.S., Barranco S.C., Fuller G.LI.1974. Rotenone inhibition of spindle microtubule assembly in mammalian cells. Exp.Cell.Res., 85: 41-46.

38. De Brabander M., Borgers M. 1975» The formation of annulated lamellae induced by the disintegration of microtubules. J.Cell Sci., 1£: 331-3/K).

39. Dreher R., Koller H.U., Hess M.W., Roos B., Cottier H. 1978.

40. Early appearance and mitotic activity of multinucleated giant cells in mice after combined injection of talc and prednisolone acetate. A model for stu-ding repid histocitic polycarion formation in vivo. Lab.Invest., ¿8: 149-156.

41. Ehmaim U.K., Lett J.T. 1972. Effect of cold on metaphasecells. Extended generation times and abberant cytokinesis. Exp.Cell.Res., £4: 9-14.

42. Ehmann U.K., Nagasawa H., Peterson D.P., Lett J.T. 1974.

43. Symptoms of X-ray damage of radiosensitive mouse leukemic cells: asynchronous populations. Radiat. Res., 60: 453-4-72. 57» Eigsti O.J. 194-7« Colchicine bibliography (with supplement by P.Dustin), Lloydia, 10: 65.

44. Eigsti O.J., Dustin P. 1955* Colchicine in agriculture,medicine, biology and chemistry. The Jowa State College Press, Ames, Jowa.

45. Fetner R.H., Porter E.D. 1965. Multipolar mitosis in the KBeagle) human cell line and its increased frequency as a function of 250 kv X-irradiation. Exp.Cell Res., 429-439.

46. Friedlander M., Wahrman J. 1970. The spindle as a basalbody distributor. A study in the meiosis of the male silkworm moth Bombyx mori. J.Cell Sci.,2: 65-89.

47. Fuge H. 1974. Ultrastructure and function of the spindleapparatus. Microtubules and chromosomes during nuclear division. Protoplasma, 82: 289-320.

48. Gatti M., Pecci L., Olivieri G. 1976. "Spontaneous" endoreduplication in Chinese hamster cell cultures. Effect of growth conditions. Caryologia, 2^: 155-175*

49. George P., Journey L.J., Goldstein M.N. 1965. Effect ofvincristine on the fine structure of HeLa cells during mitosis. J.Natl.Cancer.Inst., 305-375»

50. Goyanes-Villaescusa V. 1969* Cycles of reduplication in megacaryocyte nuclei. Cell.Tissue Kinet., 2: 165-168.

51. Goyle Sh., Gupta I.M., Viswanathan R. 1964. Some observations on abnormal mitosis and prophase index in human cancer. Ind.Jour.Med.Res., ¿2: 15-25«

52. Hadder J.C., Wilson G.B. 1958. Cytological assay of C-mitotic and prophase poison actions. Chromosoma, 91-104.

53. Harris P. 1962. The effect of mexcaptoethanol on the mitotic spindle. Electron Microscopy, 2: 1-3*

54. Harris P. 1982. Effect of caffeine on mitosis in eggs ofthe sea urchin Strongylocentrotus purpuratus: the possible role of calcium. Cell differentiation, lis 357-558.

55. Heidemann S.R., Zieve G.W., Mcintosh J.R. 198O. Evidencefor microtubule subunit addition to the distal end of mitotic structures in vitro. J.Cell Biol., 8: 152-159•

56. Res.Commun., 6£: 319-324. 75» Inoue S. 1952. The effect of colchicine 011 the microscopicand submicroscopic structure of the mitotic spirtdie. Exp.Cell Res., suppl.2: 305-318.

57. Inoue S. 1952. Effect of temperature on the "birefringenceof the mitotic spindle. Biol.Bull., 103: 316.77« Inoue S. 1964. Organization and function of the mitoticspindle. In: Primitive Motile Syst. Cell Biol.,

58. E.D.Allen and N.Kamiya (eds.), IT.-Y.Acad. Press,pp. 54-9-580.

59. Inoue S. Sato H. 1967» Cell motility by labile associationof molecules: the nature of the mitotic fibers and their role in chromosome movement. J.Gen.Physiol, ¿0: 259-292.

60. Jellinghaus W., Schultze B., Maurer W. 1977» The effect ofvincristine on mouse jejunal crypt cells of differing cell age: double labelling autoradiographic ^ 1 ¿1studies using -^H- and '^C TdR. Cell Tissue Kinet. 10: 14-7-156*

61. Johnson H.A., Eubini J. ., Cronkite E.P. 1960. Labelling ofhuman tumour cells in vivo by triated thymidine. Labor .Invest., 4-60-4-65.

62. Jokelainen P.T. 1965. The differentiation of sister kinetochores during metakinesis. J.Cell Biol., 2£: 4-8a.

63. Jokelainen P.T. 1967* The ultrastructure and spatial organization of the metaphase kinetochore in mitotic rat cells. J.Ultrastruct.Res., 19-44.

64. Kinosita R., Ohno S., Nakazawa M. 1959» On differentiationof the thrombocytic series of cells. Prpc.Amer. Assoc.Cancer.Res., 33*

65. Krishan A. 1968(b). Fine structure of the kinetochore invinblastine sulfate treated mammalian cells. J. Ultrastruct.Res., 2£: 134-143•

66. Krishan A., Buck R.C. 19&5» Structure of the mitotic spindle in L-strain fibroblasts. J.Cell Biol., 24: 433-444.

67. Luykx P. 1970. Cellular mechanisms of chromosome distribution. New York and London Acad.Press., 172p.

68. Malawista S.E., Sato H., Bensch E.G. 1968. Vinblastine andgriseofulvin reversibly disrupt the living mitotic spindle. Science, 160: 48-49.

69. Marin G., Bender M.A. 1966. Radiation-induced mammaliancell death: lapse-time cinematographic observations. Exp.Cell. Res., 4£: 413-423.

70. Martin G.M., Sprague C.A. 1970. Vinblastine induces multipolar mitoses in tetraploid cells. Exp.Cell.Res., 6£: 466-467.

71. Mattews J.L., Martin J.H., Race G.J. 1967. Giant-cellcentrioles. Science, 155: 1423-1424. 103* Mauro F., Madoc-Jones H. 1970. Age responses of cultured mammalian cells to cytotoxic drugs. Cancer.Res., ¿0: 1397-1408.- 155

72. Mazia D. 1958. SH compaunds in mitosis. I. The action ofmercaptoethanol on the eggs of the sand dollar Den-draster excentricus. Exp .Cell Res., 14 : 486-494.

73. Mazia D., Harris P.J., Bibring T. 1960. The multiplicityof mitotic centers and the time-course of their duplication and separation. J.Biophys.Biochem. Cytol. 2' 1-20.

74. Mazia D., Paweletz IT., Sluder G., Finze E.-M. 1981. Cooperation of kinetochores and pole in the establishment of monopolar mitotic apparatus. Proc.Nat.Acad. Sci .USA, £8: 377-381.

75. McGill M., Brinkley B.R. 1972. Mitosis in human leukocytes during colcemid iiihibition and recovery. Cancer.Res., ¿2: 746-755»

76. Meisner H.M., Sorensen L. 1966. Metaphase arrest of Chinese hamster cells with rotenon. Exp.Cell Res., 42: 291-295.

77. Mole-Bajer J. 1975» Role of centrioles in development ofastral spindle. Cytobios, 1£: 117-140.

78. Murray E.G., Murray A.S., Pizzo A. 1965. The fine structure of mitosis in rat thymic lymphocytes. J.Cell. Biol., 26: 601-619.

79. Nagasawa H., Dewey W.C. 1972. Effects of cold treatment onsynchronous Chinese hamster cells treated in mitosis. J.Cell Phisiol•, 80: 89-106.

80. Uur U. 1963. Meiotic parthenogenesis and heterochromatization in a soft scale, Pulvinaria hydrangeae (coc-coidea: homoptera). Chromosoma, 14: 123-139»

81. Oberling Ch. Bernhard W. 1961. The morphology of the cancer cells. In: The cell, Hew York-London Acad. Press, j>, pp.405-4-96.

82. Oftebro R., Wolf I. 1967. Mitosis of bi- and multi-nucliate HeLa cells. Esp.Cell Res., 48: 39-52»

83. Ohno S., Weiler C., Poole J., Christian L., Stenius C.1966. Autosomal polymorphism due to pericentric inversions in the deer mouse (Peromyscus maniculatus), and some evidence of somatic segregation. Chromosoma, 18: 177-187.

84. Pera F. 1975» Arrangement of spindle apparatus in mitosesof different ploidy. Exp .Cell Res., ^2: 419-427,

85. Pera F., Rainer B. 1973« Studies of multipolar mitosis ineuploid tissue cultures. Chromosoma, ¡±2i 71-79«

86. Pera F., Schwarzacher H.G-. 1968. Formation and division ofbinucleated cells in kidney cell cultures of Micro-tus agrestis. Humangenetik, 6: 158-162.

87. Porter K.R. 1966. Cytoplasmic microtubules and their func- 157 tions. In: Principles of Biomolecular Organization, Little (ed.), Brown a.Co., Boston, Massachusetts, pp.508-565»

88. Post J., Hoffman J. 1964. The replication time of carcinogeninduced hepatoma cells. J.Cell Biol., 22: 541-350.

89. Rao P.N., Engelberg J. 1966. Mitotic non-disjunction ofsister chromatids and anomalous mitosis induced by low temperatures in HeLa cells. Exp.Cell Res., : 332-342.

90. Rebhun L.I., Sander G. 1967- Ultrastructure and birefringence of the isolated mitotic apparatus of marine eggs. J.Cell Biol., ¿4: 859-S83.

91. Richart R.M., Lerch V., Barron B.A. 1967» A time-lapsecinematographic study in vitro of mitosis in normal human cervical epithelium, dysplasia and carcinoma in situ. J.Natl. Concer Inst., ¿2: 571-577»

92. Rieder C.L., Bajer A.S. 1977» Effect of elevated temperatures on spindle microtubules and chromosome movements in cultured newt lung cells. Cytobios, 18: 201-233»

93. Rieder C.L., Borisy G.G. 1981. The attachment of kinetochores to the prometaphase spindle in PtK1 cells. Chromosoma, 82: 693-716.

94. Ring D., Hubble R., Kirschner M. 1982. Mitosis in a cellwith multiple centrioles. J.Cell Biol., 94: 549-556.

95. Roos U.P. 1973- Light and electron microscopy of rat kangaroo cells in mitosis. II. Einetochore structure and function. Chromosoma, 41: 195-220.

96. Roqs U.P. 1976. Light and electron microscopy of rat kangaroo cells in mitosis. III. Patterns of chromosome behavior during prometaphase. Chromosoma, ¿4: 363-385*

97. Rothberg S., Nancarrow G.E. 1979* Inhibition of thymydineincorporation into epidermal and dermal DM of HRS/J mice after a colcemid pulse. J.Natl. Cancer Inst., 6£: 67-70.

98. Rustad R. 1970. Variations in the sensitivity to X-ray-induced mitotic delay during the cell division cycle of the sea urchin egg. Rad.Res., 42: 498-512.

99. Sapp J.P. 1976. An ultrastructural study of nuclear andcentriolar configurations in multinucleated giant cells. Lab.Invest., ¿4: 109-114.

100. Sato H. 1975- The mitotic spindle. Ins Aging Gametes, ed.

101. R.J.Blandau, Inter.Symp.Seattle, 1973* Publ. S.Karger AG, Basel, pp.19-49.

102. Sauaia H., Mazia D. 1961. Action of colchicine on the mitotic apparatus. Semaine hopitaux. Pathol.et Biol., 2: 473-4*0.

103. Sawada N., Eebhun L.I. 1969. The effect of dinitrophenoland other phosphorylation uncouplers on the birefringence of the mitotic apparatus of marine eggs. Exp .Cell Res., 33-38.

104. Sluder G. 1979« Role of spindle microtubules in the control of cell cycle timing. J.Cell Biol., 80: 674-691.

105. Speit G., Speit D., Vogel W. 1982. A comparative investigation of the antimitotic action of 2-mercaptoetha-nol and colcemid on V-79 Chinese hamster cells. Cell Tissue Kinet., 1£: 413-421.

106. Stich H.F., Florian S.F., Emson H.E. 1960. The DKA content of tumor cells. I. Polyps and adenocarcinomas of large intestine of man. J.Natl.Cancer Inst., 24: 471-482.

107. Stubblefield E. 1967. Centriole replication in mammaliancell. In: The proliferation and s.pread of neoplastic cells. A collection of papers presented at the21st Annual symposium on Fundamental Cancer Research, Houston, Tex., pp.175-193.

108. Stubblefield E., Brinkley B.R. 1967. Architecture andfunction of the mammalian centriole. In: Formation and Fate Cell Organelles, New York-London, pp. 175-200.

109. Taylor E.N. 1959« Dynamics of spindle formation and itsinhibition by chemicals. J.Biophys.Biochem.Cytol.,6: 193-196.

110. Teplitz R.L., Gustafson P.E., Pellett O.L. 1968. Chromosomal distribution in interspecific in vitro hybrid cells. Exp.Cell„Res., 52: 379-391«

111. Timonen S., Therman E. 1950. The change in the mitoticmechanism of human cancer cells. Cancer Res., 10:431.439•

112. Vorobjev I.A., Chentsov Yu.S. 1982. Centrioles in the cellcycle. I. Epithelial cells. J.Cell Biol., ^8:958.942.

113. Weber K., Wehland J., Herzog W. 1976. Griseofulvin interacts with microtubules both in vivo and in vitro. J.Mol.Biol., 12: 817-829.

114. Witt P.L., Eis H., Borisy G.G. 1980. Origin of kinetochore microtubules in Chinese hamster ovary cells. Chromosoma, 81: 483-505.

115. Zeuthen E. 1972. Inhibition of chromosome separation incleaving Psammechinus eggs by elevated temperature. Exp.Cell Res., £2: 337-344.

116. Zielke-Temme B., Hopwood L. 1982 (a). Time-lapse cinematographic observations of heated G1-phase Chinese hamster ovary cells. I. Division probabilities and generation times. Rad.Res. 320-331*

117. Zielke-Temme B., Hopwood L. 1982 ((3 ). Time-lapse cinematographic observations of heated G1-phase Chinese hamster ovary cells. II. Cell death, fusion and multipolar divisions .Rad.Res., £2: 332-342.

118. Zieve G.W., Turnbull D., Mullins M., Mcintosh J.K. 1980.

119. Production of large numbers of mitotic mammalian cells by use the reversible microtubule inhibitor nocodazole. Nocodazole accumulated mitotic cells. Exp.Cell Res., 126: 397-405.