Структура и противоопухолевая активность фукоиданов бурых водорослей морей Дальнего Востока России тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Вищук, Олеся Сергеевна

• Вищук, Олеся Сергеевна
• кандидат химических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат химических наук Вищук, Олеся Сергеевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

¡.ВВЕДЕНИЕ

2. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

2.1. Фукоиданы бурых водорослей. Общие сведения

2.2. Структурные характеристики фукоиданов бурых водорослей

2.2.1. Фукоиданы, построенные из 1—^3-связанных остатков сульфатированной а- Ь-фукопиранозы

2.2.2. Фукоиданы, построенные из 1—>3- и 1—>4-связанных остатков сульфатированной а-Ь-фукопиранозы

2.2.3. Фукоиданы, построенные из 1—>3 и/или 1—И-связанных остатков сульфатированной а-Ь-фукопиранозы и р-О-галактопиранозы

2.2.4. Фукоиданы сложного состава

2.3. Биологическая активность фукоиданов бурых водорослей

2.3.1. Антикоагулянтная и антитромбическая активности

2.3.2. Антивирусная активность

2.3.3. Противоопухолевая активность

2.3.3.1. Антипролиферативная активность

2.3.3.2. Антиметастатическая активность

2.3.4. Апоптоз

2.3.4.1. Определение понятия «апоптоз». Отличительные признаки апоптоза42

2.3.4.2. Сигнальные пути при апоптозе

2.3.4.3. Митоген-активируемые протеинкиназные каскады

2.3.4.4. Фукоиданы бурых водорослей - индукторы апоптоза раковых клеток47

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Выделение фукоиданов из бурых водорослей и установление их структуры53

3.1.1. Выделение и фракционирование фукоиданов из бурых водорослей

3.1.2. Установление структуры фукоиданов

3.2. Исследование противоопухолевой активности фукоиданов из бурых водорослей

3.2.1. Цитотоксическая активность фукоиданов

3.2.2. Действие фукоиданов на пролиферацию опухолевых клеток

3.2.3. Действие фукоиданов на неопластическую трансформацию клеток, вызванную действием ЕвР

3.2.3.1. Молекулярный механизм канцерпревентивного действия фукоидана из бурой водоросли & сгскопогс^ея

3.2.4. Действие фукоиданов на самопроизвольное формирование колоний опухолевых клеток

3.2.4.1. Действие фукоидана из бурой водоросли Е. еуапезсепя на активацию матриксных металлопротеиназ

3.2.5. Проапоптопическое действие фукоидана из бурой водоросли & Ыскогтёез

4. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

4.1. Материалы

4.2. Оборудование

4.3. Методы

5. ВЫВОДЫ

6. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

БСА (BSA) - бычий сывороточный альбумин ДСН (SDS) - додецилсульфат натрия ДТТ (DTT) - дитиотриэтол

ДЭАЭ-целлюлоза (DEAE-cellulose) - диэтиламиноэтил-целлюлоза ПСА (APS) - персульфат аммония ТФУ (TFA) - трифторуксусная кислота

УФ-облучение (UVB) - ультрафиолетовое облучение, Аг=280-320нм ВМЕ (Basal Medium Eagle) - питательная среда для культур клеток c-Jun - белок из семейства транскрипционного фактора Jim

DMEM (Dulbecco's Modified Eagle Medium) - питательная среда для культур клеток EGF (Epidermal Growth Factor) - эпидермальный фактор роста EGFR (Epidermal Growth Factor Receptor) - рецептор эпидермального фактора роста ERK (extracellular signal-regulated protein kinase) - киназа, регулирующая внеклеточные сигналы

FBS (Fetal Bovine Serum) - эмбриональный бычий альбумин Fuc - фукоза Gal - галактоза Glc - глюкоза

JNK (Jun N-terminal kinase) - Jun N-концевая киназа Man - манноза

МАРК - митоген-активированая протеинкиназа

MEM (Minimum Essential Medium Eagle) - питательная среда для культур клеток

MMPs - матриксные металлопротеиназы

р-38 МАРК - митоген-активированая протеинкиназа р-3

RPMI (Roswell Park Memorial Institute) - питательная среда для культур клеток

Rha - рамноза

Ua - уроновая кислота

Ху1 - ксилоза

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Структура и противоопухолевая активность фукоиданов бурых водорослей морей Дальнего Востока России»

1. ВВЕДЕНИЕ

Бурые водоросли морей Дальнего Востока России являются богатым, легко возобновляемым источником уникальных по структуре и свойствам полисахаридов (ламинаранов, альгиновых кислот и фукоиданов). В последние годы объектом интенсивного исследования стали сульфатированные полисахариды бурых водорослей - фукоиданы. Они представляют собой обширный класс биополимеров, содержание и структура которых варьирует в зависимости от вида водоросли, мест ее произрастания, сезона сбора и многих других факторов. Постоянно растущий интерес к этим полисахаридам объясняется их разнообразной биологической активностью, которая может быть использована при создании медицинских препаратов нового поколения.

В последние годы наблюдается стремительный рост числа публикаций, посвященных исследованию противоопухолевой активности фукоиданов. Показано, что данная активность фукоиданов возрастает с увеличением степени сульфатирования, однако информация о влиянии на противоопухолевую активность других структурных характеристик: положения сульфатных групп в моносахаридных остатках фукоиданов, их молекулярной массы, типа О-гликозидной связи между остатками фукозы и/или других моносахаридов в главной цепи, а также наличие неуглеводных заместителей, отсутствует.

Актуальным является выделение фукоиданов со стандартными структурными характеристиками и установление молекулярного механизма их противоопухолевого действия. Исследование фукоиданов, принадлежащих к разным структурным типам, позволит выявить закономерности проявления противоопухолевой активности соединений в зависимости от их структурных особенностей.

Целью данной диссертационной работы является установление структуры фукоиданов бурых водорослей морей Дальнего Востока России Saccharina cichorioides, Saccharina japónica, Fucus evanescens и Undaria pinnatifida и характеристика взаимосвязи структуры фукоиданов и их действия на различные типы раковых клеток человека.

2. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

Бурые водоросли (РЬасорЬу1а), тип споровых растений, включающий 240 родов (более 1500 видов), из которых 3 — пресноводные, остальные — морские. Эти макроводоросли особенно широко распространены в холодных частях Атлантического и Тихого океанов, где преобладают виды, относящиеся к семействам Рисасеае и Ьапнпаппасеае. В теплых водах наиболее распространены бурые водоросли семейства 8аг§а88асеае. Слоевища бурых водорослей имеют цвет от оливково-зелёного до темно-бурого из-за присутствия в хроматофорах особого бурого пигмента фукоксантина, маскирующего другие пигменты (хлорофилл, хлорофилл с, ксантофилл и бета-каротин). Бурые водоросли разнообразны по форме и размерам (от микроскопических разветвленных нитей до 40 метровых растений).

Полисахариды являются главными компонентами биомассы водорослей и выполняют ряд важнейших биологических функций: служат энергетическим резервом, участвуют в построении клеточных стенок, образуют наружные капсулы и межклеточный матрикс, препятствуют дегидратации, создают барьер для проникновения в клетки солей из морской воды или, напротив, обеспечивают избирательное поглощение катионов, необходимых для построения минерального скелета.

Полисахариды имеют различную структуру и интригующий спектр биологической активности. Наиболее характерными полисахаридами бурых водорослей являются альгиновые кислоты и их соли, ламинараны (1—>3- или 1 —>3; 1 —>6-р-0-глюканы) и фукоиданы (сульфатированные а-Ь-фуканы или гетерополисахариды). В настоящее время наибольший интерес вызывают фукоиданы, которые перспективны для создания на их основе биологически активных добавок и лекарств, несмотря на трудности с установлением их структуры.

2.1. Фукоиданы бурых водорослей. Общие сведения

Фукоиданы - сульфатированные полисахариды, непременным и часто главным компонентом которых являются остатки a-L-фукозы, этерифицированные серной кислотой. Однако в настоящее время обнаружены фукоиданы, в которых содержание D-галактозы и L-фукозы практически одинаково.

Впервые фукозосодержащий полисахарид был выделен Н. Killing в 1913 г. из бурой водоросли и назван фукоидином [1]. Подобные полисахариды не встречаются в других отделах водорослей и в наземных растениях, однако родственные биополимеры найдены в морских беспозвоночных (морских ежах и голотуриях), принадлежащих к типу иглокожих [2]. Поскольку полисахариды животного происхождения содержат только фукозу (содержание других моносахаридов менее 5 %) и сульфат, в соответствии с IUP АС принятой номенклатурой углеводов, A. Ribeiro и A. Alves применили термин фукансульфаты к полисахаридам, выделенным из морских беспозвоночных [3].

В состав сульфатированных полисахаридов, выделенных из бурых водорослей, часто входят такие моносахариды как галактоза (Gal), манноза (Man), ксилоза (Xyl), рамноза (Rha), уроновые кислоты (Ua), а также ацетильные группы. Е. Percival и A. Ross предложили считать полисахарид из водорослей, обогащенный L-фукозой, фуканом [4]. Позже в 1959 г. в соответствии с номенклатурой полисахаридов подобный препарат, полученный N. McNeely, был назван фукоиданом [5].

Гистохимически фукоиданы определяются как основной компонент внеклеточного матрикса (ВКМ) концептакул водоросли [6]. Концентрация этих полисахаридов в ВКМ концептакул в несколько десятков раз выше, чем в межклетниках сердцевины [7]. Для определения локализации фукоидана было предложено использовать иммуноцитохимический метод окрашивания, с помощью которого удалось обнаружить, что фукоидан локализован в области клеточной стенки. Он был обнаружен не только в области эпидермальных клеток, но и во внутреннем кортикальном слое. Было показано, что в водоросли Saccharina japónica (предыдущее название Laminaria japónica) фукоидан находится на расстоянии 50 - 150 мкм от поверхности [8]. Предполагается, что фукоиданы,

благодаря их гигроскопичности, помогают в высвобождении репродуктивных клеток. Они предохраняют растения, произрастающие на литорали, от высыхания и обеспечивают стабильность клеточных стенок [9]. Предположительно, благодаря своим антиоксидантным свойствам, фукоиданы могут защищать растения от оксидативного стресса, вызванного флуктуациями температуры, света и солености в естественных условиях [10, 11]. Предполагается также экранирующая функция фукоиданов против высоких интенсивностей света и ультрафиолетового облучения (УФ-облучения) [12].

Содержание фукоиданов в бурых водорослях колеблется в довольно широких пределах: от 0,4 до 20,4 % и зависит от вида водоросли и сезона ее сбора. Самое высокое содержание фукоидана (20,4 %) было обнаружено Усовым А.И. с соавторами в Saundersella simplex, принадлежащей к порядку Dicyosiphonales [13]. Достаточно высокое содержание фукоиданов наблюдается в водорослях порядка Fucales: от 13,4 % до 16,5 % - у Fucus vesiculosus и от 10,0 % до 11,5 % - у Ascophyllum nodosum [14]. В дальневосточных представителях порядка Laminarinales содержание фукоиданов меньше: от 0,6 % до 6,5 %, а водорослях порядка Fucales - от 1,5 % и до 7,9 % [15, 16]. Различие в содержании фукоиданов для одного вида водоросли может определяться сезонными изменениями таких абиотических факторов как температура, концентрация элементов минерального питания, освещенность [17], и зависит от репродуктивного статуса водоросли [16]. Один и тот же вид водоросли может содержать несколько структурных типов фукоиданов [18].

Кроме того, водоросли одного вида, произрастающие в разных условиях, содержат фукоиданы, отличающиеся не только по моносахаридному составу, но и по степени сульфатирования. Известно, что фукоиданы из Saccharina latissima (предыдущее название Laminaria saccharina), произрастающей в Баренцевом море, более сульфатированы и состоят из остатков фукозы и глюкуроновой кислоты, тогда как полисахариды водоросли беломорской популяции менее сульфатированны и наряду с фукозой и глюкуроновой кислотой содержат глюкозу [19].

Биологическая активность этих полисахаридов в отличие от их структуры изучается чрезвычайно интенсивно. В силу недостатка информации о структуре биологически активных фракций фукоиданов сведения о связи структура/функция для этих полисахаридов практически отсутствуют.

2.2. Структурные характеристики фукоиданов бурых водорослей

С того момента, как Killing впервые выделил фукоидан (1913 г.), структура этих полисахаридов из различных бурых водорослей является объектом изучения многих естествоиспытателей. Структурные исследования фукоиданов, как правило, позволяют установить строение лишь отдельных фрагментов молекул. Это объясняется, с одной стороны, тем, что водоросли часто содержат сложные смеси различных по химической структуре сульфатированных полисахаридов. С другой стороны, это связано с особенностями структуры молекул фукоиданов, такими, как высокая степень сульфатирования, разветвленность, но главные трудности возникают из-за нерегулярного распределения отдельных структурных элементов вдоль цепи полимера.

В настоящее время установлены структуры фукоиданов, основным компонентом которых является L-фукоза. Показано, что фукоидан из бурой водоросли Saccharina cichorioides (предыдущее название Laminaria cichorioides) построен из остатков a-L-фукопиранозы, соединенных 1—в-О-гликозидной связью, сульфатированных по положениям С2 и С4 [20, 21]. Однако, фукоиданы, выделенные из видов, относящихся к разным порядкам бурых водорослей, могут различаться структурой главной цепи. Так фукоидан из Fucus vesiculosus содержит в своей полимерной цепи остатки a-L-фукопиранозы, соединенные 1—»3- и 1—>4-0-гликозидными связями, а также сульфатные и ацетильные группы [22]. Большинство известных фукоиданов, например фукоиданы из Undaria pinnatifida [23, 24] и Saccharina japónica [25], имеют еще более сложное строение, т.к. наряду с фукозой, они содержат в заметных количествах галактозу (Gal), маннозу (Man), ксилозу (Xyl), уроновые кислоты (Ua). Кроме того, они лишены элементов регулярности за счет разветвлений главной цепи и произвольного расположения неуглеводных заместителей.

В связи с этим, в настоящее время по типу связи а-Ь-фукопиранозы в полисахариде и содержанию моносахаридов, фукоиданы разделяют на три группы [26]:

1. Фукоиданы, построенные преимущественно из 1—>3-связанных остатков сульфатированной а-Ь-фукопиранозы. В эту группу входят полисахариды, выделенные из представителей порядка Ьапппапакэ (семейства Ьаттапасеае и СЬогёасеае). Они построены из 1—>3-связанных а-Ь-фукопиранозных остатков, сульфатированных по положениям С2 и/или С4 и содержат ответвления от основной цепи в виде остатков фу козы (рис. 2.1).

2. Фукоиданы, содержащие в своей полимерной цепи 1—>3- и 1^4-связанные остатки сульфатированной а-Ь-фукопиранозы. Например, фукоиданы из бурых водорослей порядка Ьисакэ (семейство Ьисасеае), построенные из чередующихся 1—>3- и 1 —>4-связанных а-Ь-фукопиранозных остатков, сульфатированных преимущественно по положению С2, с ответвлениями от основной цепи в виде остатков фукозы (рис. 2.2).

3. Фукоиданы, построенные из остатков а-Ь-фукопиранозы и РЛ)-галактопиранозы, связанных 1—>3- и/или 1—>4-0-гликозидными связями. Примером могут служить фукоиданы из бурых водорослей порядка Ьаштапа1ез (семейство А1аиасеае и некоторые представители семейства Ьаттаппасеае) и Риса1ез (семейство Ва^азэасеае) (рис. 2.3).

2.2.1. Фукоиданы, построенные из 1—>3-связанных остатков сульфатированной а-Ь-фукопиранозы

Фукоидан, содержащий практически только фукозу и сульфатные группы, был выделен из бурой водоросли БасскаНпа ыскогШйез. В результате химических модификаций (десульфатирование, метилирование), а также методом ЯМР -спектроскопии установлено, что фукоидан из 5". сшкогшёез представляет собой 1—>3-а-Ь-фукан, сульфатные группы которого находятся в положении 2 и 4 (рис. 2.1 А) [20, 21]. Сравнение с фукоиданами из других видов бурых водорослей семейства Ьаттаппасеае, показало, что бурая водоросль cichorioid.es

синтезирует самый высоко сульфатированный фукоидан: практически все остатки фукозы в нем сульфатированы. Следует отметить, что структурные характеристики фукоидана из бурой водоросли S. cichorioides расходятся у разных групп исследователей. Например, S.J. Yoon с соавторами описали галактофукан из S. cichorioides, построенный из 1—>4-связанных остатков a-L-фукопиранозы и (3-D-галактопиранозы (Fuc:Gal, 2:1), сульфатированных по положениям С2 и СЗ [27]. Известно, что структурные характеристики фукоиданов могут варьировать в зависимости от вида водоросли, сезона и места ее сбора, репродуктивного статуса водорослей, а также способа выделения сульфатированных полисахаридов [20, 28]. Возможно, это объясняет разницу в полученных результатах. Тем не менее, известно, что некоторые представители семейства Laminarinaceae {Saccharina gurjanovae, S. japónica, S. longicruris) синтезируют фукоиданы, содержащие галактозу [17, 25, 29].

Фукоидан, содержащий в основном фукозу, был выделен из бурой водоросли Saccharina latissima (рис. 2.1 Б). Первые сведения о структуре фукоидана из бурой водоросли S. latissima были опубликованы в статье [19]. Главным компонентом этого фукоидана являлась сульфатированная a-L-фукопираноза, а минорными -галактопираноза, ксилоза и глюкуроновая кислота. После сольволитического десульфатирования полисахарида установлено, что фукоидан содержит главную цепь, построенную из 1—»3-связанных остатков a-L-фукопиранозы, сульфатированных преимущественно по положению С4, и содержащую некоторое количество разветвлений и сульфатных групп в положении С2. Впоследствии авторы уточнили структуру данного фукоидана [30], в частности, определили положение минорных моносахаридов в молекуле полисахарида. Оказалось, что фракция фукоидана, полученная после анионообменной хроматографии, содержала еще 3 типа фукоиданов, помимо основного, описанного ранее [19]. В состав фракции входили: фукогалактан, построенный из 1—»б-связанных остатков (3-D-галактопиранозы с ответвлениями от основной цепи в виде единичных 1—»4-связанных остатков фукозы и галактозы; фукоглюкурономаннан, состоящий из 1—>4-связанных остатков p-D-глюкуроновой кислоты и 1—>2-связанных остатков а-D-маннопиранозы с ответвлениями в виде остатков a-L-фукопиранозы по СЗ a-D-

маннозы и фукоглюкуронан, построенный из 1—>3 -связанных остатков (3-D-глюкуроновой кислоты и содержащий разветвления в виде остатков a-L-фукопиранозы в положении С4 [30].

Из бурой водоросли Chorda filum был выделен фукоидан, содержащий практически только фукозу, сульфатные и ацетильные группы [31]. Авторам удалось полностью интерпретировать спектр 'Н-ЯМР его десульфатированного и дезацетилированного производного. Аномерная область этого спектра содержала пять сигналов (один из них имел двойную интенсивность), соответствующих гексасахаридному повторяющемуся звену, в котором на пять 3-связанных остатков a-L-фукопиранозы главной цепи приходился один незамещенный остаток a-L-фукопиранозы в качестве бокового ответвления в положении С2 (рис. 2.1 Г). Не исключено, что в полимерных молекулах могут присутствовать небольшие отклонения от регулярности, которые не проявляются в ЯМР спектре. Сульфатные группы в нативном полисахариде занимают главным образом положение С4 и в меньшей степени положение С2, тогда как некоторые 3-связанные остатки a-L-фукопиранозы ацетилированы по положению С2.

Фукоидан из Analipus japonicus, главная цепь которого содержит 1—>3-связанные остатки a-L-фукопиранозы, более разветвлен. В нем имеются в среднем три ответвления в виде единичных остатков a-L-фукопиранозы в положении С4 и одно такое ответвление в положении С2 на каждые десять остатков главной цепи (рис. 2.1 В) [32]. Сульфатные группы в этом полисахариде занимают положение С2 (преимущественно) и С4 (большинство терминальных невосстанавливающих остатков фукозы содержат два сульфата), тогда как ацетильные группы локализованы главным образом в положении С4.

Из водоросли Cladosiphon okamuranus выделен фукоидан, содержащий такую же главную цепь, но с ответвлениями в виде остатков a-D-глюкуроновой кислоты в положении С2 (рис. 2.1 Д) [33]. Еще один фукоидан с высоким содержанием глюкуроновой кислоты был найден в бурой водоросли Chordaria flagelliformis (рис. 2.1 Е). Для структурного анализа использовали фракцию этого фукоидана, содержащую сульфатированные остатки a-L-фукопиранозы и D-глюкуроновой кислоты в мольном отношении 1:0,25 и небольшое количество

ацетильных групп. Было установлено, что главная цепь фукоидана состоит из 1—>3-связанных остатков ос-Ь-фукопиранозы, примерно треть которых гликозилирована по положениям 02 остатками а-Э-глюкуроновой кислоты [34]. Около половины последних остатков гликозилированы по 04 единичными остатками а-Ь-фукофуранозы (а-Ь-Бис/) или дисахарида а-Ь-Бис/-(1-*2)-а-Ь-Рис/:(1— Фукофуранозные остатки моно- и дисульфатированы в различных положениях, в главной цепи сульфатные группы занимают положения С4 остатков фукозы. Таким образом, отличительной особенностью этого фукоидана является наличие сульфатированных фукофуранозных остатков, образующих короткие боковые цепи. Ранее отмечалось присутствие небольшого количества несульфатированных терминальных фукофуранозных остатков в нескольких фукоиданах, но положение этих остатков в молекулах полисахаридов оставалось неизвестным [35, 36].

Saccharina cichorioides Saccharina latissima

В но

H3c.

Г

OSO,

osoj-

Analipus japonicus

Chorda fllum

-O3SÖ j OH

Cladosiphon okamuranus

O3SO :

Chordariaflagelttformis

Рисунок 2.1 - Фрагменты структуры фукоиданов, построенных из 1—>3-связанных остатков сульфатированной a-L-фукопиранозы

2.2.2. Фукоиданы, построенные из 1—>3- и 1—>4-связанных остатков сульфатированной a-L-фукопиранозы

Водоросль Fucus vesiculosus известна как сырье для получения коммерческого фукоидана. Этот фукоидан состоит, в основном, из 1—>3 -связанных остатков a-L-фукопиранозы, сульфатированных по С4. Содержание фукозы, сульфатных групп и золы - 44,1 %, 26,3 % и 31,1 %, соответственно [37]. Установлено, что к основной цепи присоединены разветвления в виде 1—>2- или 1—>4-связанных остатков a-L-фукопиранозы: одно на 2 - 3 остатка a-L-фукопиранозы основной цепи (рис. 2.2 Б) [22].

Из бурой водоросли Ascophyllum nodosum выделены несколько сульфатированных полисахаридов. После частичного кислотного гидролиза наиболее сульфатированной фракции методами ЯМР - спектроскопии установлено, что полисахарид имеет регулярную структуру из повторяющихся дисахаридных звеньев [^3)-a-L-Fucp-(2-S03>(l-^4)-a-L-Fuc/?-(2,3-S03>(l-^]n (рис. 2.2 Д) [38].

Фракция фукоидана с такой же углеводной цепью, но с другим расположением сульфатных групп была выделена из Fucus evanescens (рис. 2.2 В) [39]. Строение этого полисахарида было установлено после интерпретации 1D и 2D спектров 'Н- и 13С-ЯМР продуктов его десульфатирования, дезацетилирования и метилирования. Показано, что главным структурным элементом молекул полисахарида является повторяющаяся последовательность [-^3)-a-L-Fuc/?-(2,4-S03>(1^4)-a-L-Fucp-(2-S03>(l—>]п. Полисахарид сульфатирован главным образом по С2 и в меньшей степени по С4. Ацетильные группы занимают свободные положения при С4.

Следует отметить, что Кусайкин М. и др. выделили фракцию полисахарида из F. evanescens, в котором по данным метилирования содержание 1—»3-связанных остатков a-L-фукопиранозы превышало содержание 1—>4-связанных в 3,5 раза [40]. В составе фукоидана были также обнаружены минорные моносахариды (галактоза, ксилоза и глюкуроновая кислота). Анастюк С. и группа авторов после сольволитического десульфатирования фукоидана из F. evanescens получили большой набор нейтральных и сульфатированных олигосахаридов [41] и,

используя MALDI-TOF и тандемную масс-спектрометрию с ионизацией электрораспылением, установили структуру фрагментов, содержащих остатки минорных моносахаридов. В наборе олигосахаридов были обнаружены также помимо 1—>3;1—>4-а-Ь-фукоолигосахаридов, 1—>3-а-Ь~фукоолигосахариды, что согласуется со структурой фукоидана, описанной в работе [40].

Фукоидан с необычно высокой степенью регулярности выделен из бурой

1 ^

водоросли Fucus distichus. Согласно данным С-ЯМР-спектроскопии это был ацетилированный полимер, построенный из повторяющихся дисахаридных звеньев [^3 )-a-L-Fuc/?-(2,4- S03")-( 1 -^4)-a-L-Fucp-(2-S(V)-( 1 —>]п (рис. 2.2 Г) [42].

В фукоидане из Fucus serratus, содержащем фукозу, сульфат и ацетат в мольном отношении 1:1:0,1, была найдена такая же главная цепь, но, в отличие от предыдущих примеров, молекулы оказались разветвленными, причем примерно половина 3-связанных остатков главной цепи были замещены по 04 трифукозидными звеньями a-L-Fucp-( 1 —>4)-a-L-Fucp-( 1 -^3)-a-L-Fuc/?-( 1 — Полисахарид сульфатирован главным образом по С2 и в меньшей степени по С4, хотя 3,4-дигликозилированные и некоторые терминальные остатки фукозы могут не нести сульфатных групп. Ацетаты найдены при С4 в 3-связанных остатках фукозы и при СЗ в 4-связанных остатках в соотношении приблизительно 7:3 (рис. 2.2 А) [43].

Было показано, что в фукоидане из Stoechospermum marginatum главная цепь также построена из 1—>3- и 1 ^-4-связанных остатков a-L-фукопиранозы, однако авторы не привели данных относительно чередования этих двух типов связей [44].

Fucus serratus

Fucus vesiculosus

В

О

H

03SO

H3

)Н

OS03-

AcÓ !

Fucus evanescens

h3

SO3-

SO3

Д но

1

ó

Fucus distich us

Рисунок 2.2 - Фрагменты структуры фукоиданов, построенных из 1—>3- и 1—>4-связанных остатков сульфатированной a-L-фукопиранозы

2.2.3. Фукоиданы, построенные из 1—>3- и/или 1—>4-связанных остатков сульфатированной a-L-фукопиранозы и p-D-галактопиранозы

Многие фукоиданы содержат, кроме остатков a-L-фукопиранозы, незначительные количества других моносахаридов, но структурное значение этих минорных компонентов, как правило, остается неизвестным. Найдены полисахариды, содержащие фукозу и галактозу в сравнимых количествах. Большинство препаратов фукоиданов с высоким содержанием галактозы считаются галактофуканами; впервые структура сульфатированного галактофукана из Ecklonia kurome установлена благодаря выделению нескольких олигосахаридов, содержащих оба моносахарида (рис. 2.3 А) [36].

Присутствие аналогичных олигосахаридов в продуктах деградации фукоидана из Saccharina gurjanovae (предыдущее название Laminaria gurjanovae) было установлено с помощью MALDI-TOF масс-спектрометрии. Анализ полученных данных позволил авторам предположить, что фукоидан из S. gurjanovae представляет собой либо частично ацетилированный галактофукан блочного строения, в котором сульфатированы оба моносахаридных остатка, либо смесь частично ацетилированных и высокосульфатированных фукана, галактофукана и, возможно, галактана (рис. 2.3 Б) [29]. Тем более что есть публикации о выделения галактана из бурой водоросли [37]. Фукоидан из S. gurjanovae отличается от аналогичных полисахаридов, выделенных из других видов семейства ламинариевых, которые представляют собой сульфатированные 1 —>3-a-L-фуканы. Исключение составляли фукоиданы из Saccharina cichorioides [27] и S. japónica [25], в которых отмечалось повышенное содержание галактозы.

J.Wang с соавторами выделили фукоидан из бурой водоросли S. japónica, главная цепь которого построена преимущественно из 1—>3'-связанных остатков а-L-фукопиранозы (75 %), а также 1—>4-связанных остатков a-L-фукопиранозы (25 %), тогда как ответвления в виде 1—>6-связанных остатков (З-О-галактопиранозы были присоединены в положение С4 1—>3-связанных остатков a-L-фукопиранозы главной цепи. Сульфатные группы занимают положения С2 и/или С4 a-L-фукопиранозы и С4 и/или СЗ P-D-галактопиранозы (рис. 2.3 В) [25].

Другая группа авторов охарактеризовала галактофукан из S. japónica, который, помимо фукозы и галактозы, содержал значительные количества глюкуроновой кислоты и маннозы [45].

Галактофуканы из Undaria pinnatifida изучали различные группы авторов. Скрипцова и др. из зрелой бурой водоросли U. pinnatifida выделили сульфатированный галактофукан, состоящий из остатков a-L-фукопиранозы и (3-D-галактопиранозы в соотношении 1:0,9. С помощью химических и физико-химических методов анализа было установлено, что галактофукан имеет блочное строение: блоки были построены из остатков фукозы и галактозы (п = 2 - 5). По данным ИК-спектроскопии сульфатные группы расположены преимущественно в положении С2, и незначительное их количество находилось в положении С4 остатков a-L-фукопиранозы, а также в положениях СЗ и/или С6 остатков J3-D-галактопиранозы (рис. 2.3 Г) [16]. A. Synytsya и соавторы выделили фракцию галактофукана с таким же соотношением остатков a-L-фукопиранозы и p-D-галактопиранозы (1:0,9), минорные количества ксилозы и маннозы также были обнаружены в составе данного полисахарида [24]. Главная цепь галактофукана была построена из 1—»З-связанных остатков a-L-фукопиранозы и J3-D-галактопиранозы, однако использованные методы не позволили авторам установить структуру блоков главной цепи полисахарида.

Показано, что главная цепь галактофукана из Adenocystis utricularis построена из 3-связанных остатков a-L-фукопиранозы, сульфатированных по С4 и несущих разветвления по С2. В качестве боковых ответвлений присутствуют несульфатированные фукофуранозные и частично сульфатированные по С2 фукопиранозные остатки (рис. 2.3 Д) [35]. Терминальные фукофуранозные остатки ранее были обнаружены в фукоиданах из других видов водорослей [36, 42]. Часть полисахарида была построена с преобладанием остатков D-галактопиранозы, связанных по положениям СЗ и С6 с сульфатными группами при С4 (в том числе и

13

в концевых невосстанавливающих остатках). Как следовало из данных С-ЯМР спектров, по крайней мере часть остатков галактозы имела a-конфигурацию.

Фракции фукоиданов с высоким содержанием галактозы и сульфатных групп были получены из саргассовых бурых водорослей Sargassum stenophyllum [18], S. pallidum [46], S. swartzii, S. mcClurei, и S. denticarpum [47].

R2 = S03 илиСОСНз

Eclonia kurome

Saccharina gurjanovae

В

О

H3

iso3-

НзС7^_L0S03- R=

fan

JI3C

'0S03"

o3s6 !

Saccharina japonica

OH2C

HO

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Вищук, Олеся Сергеевна

5. ВЫВОДЫ

1. Установлено, что фукоиданы из бурых водорослей Saccharina cichorioides, S. japónica, Fucus evanescens и Undaria pinnatijida отличаются по моносахаридному составу, степени сульфатирования и ацетилирования. Фукоидан из S. cichorioides представляет собой высокосульфатированный 1—»З-а-Ь-фукан; фукоидан из F. evanescens состоит из 1—>3- и 1—>4-связанных остатков a-L-фукозы, сульфатированных по С2 и менее по С4 и ацетилированных по свободным положениям.

2. Галактофуканы из S. japónica и U. pinnatifida построены из 1—>3-связанных и 1—>3- и 1^4-связанных остатков a-L-фукозы и p-D-галактозы, сульфатированных по положениям С2 и менее С4, а также частично ацетилированных по свободным положениям.

3. Показано, что фукоиданы не токсичны по отношению к эпидермальным клеткам мыши JB6 С141 и ингибируют их EGF-индуцированную неопластическую трансформацию.

4. Определено, что фукоидан из S. cichorioides блокирует EGF-индуцированную трансформацию JB6 С141 клеток посредством ингибирования активации EGFR, протеинкиназ МАРК каскада и АР-1 комплекса.

5. Показано, что фукоиданы незначительно влияют на пролиферацию раковых клеток человека, но эффективно ингибируют самопроизвольное формирование и рост колоний клеток рака кишечника, молочной железы и меланомы человека. Впервые установлена избирательность противоопухолевого действия фукоиданов, обусловленная их структурными характеристиками.

6. Фукоидан из F. evanescens подавляет УФ-индуцированную экспрессию ММР-1, мРНК и МАРК в клетках меланомы человека.

7. Показано, что высокосульфатированный a-L-фукан из S. cichorioides усиливает антипролиферативное действие ресвератрола и апоптоз раковых клеток кишечника человека, индуцированный ресвератролом. Показано, что молекулярный механизм реализации апоптоза связан с активацией инициаторных и эффекторных каспаз при совместном действии ресвератрола и фукоидана.

8. Установлена взаимосвязь структурных элементов фукоиданов и их противоопухолевого действия. Показано, что наличие 1—>3-связанных сульфатированных остатков а-Ь-фукозы необходимо для ингибирования БОБ-индуцированной трансформации нормальных клеток и роста колоний раковых клеток кишечника человека; сульфатированный и частично ацетилированный полисахарид, состоящий из 1—>3- и 1—>4-связанных остатков а-Ь-фукозы ингибирует процессы формирования и роста колоний меланомы человека; для ингибирования процессов роста колоний рака молочной железы человека необходимо присутствие в молекуле фукоидана большого количества остатков сульфатированной и частично ацетилированной галактозы и фукозы, соединенных 1—>3- и/или 1—>4-0-гликозидными связями.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Вищук, Олеся Сергеевна, 2012 год

6. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Killing Н. Zur biochemie der Meersalgen // Z. Physiol. Chem. - 1913. - Vol. 83. -P. 171-197.

2. Mulloy В., Ribeiro A., Alves A., Vieira R., Mourao P. Sulfated fucans from echinoderms have a regular tetrasaccharide repeating unit defined by specific patterns of sulfation at the 0-2 and 0-4 positions // J. Biol. Chem. - 1994. - Vol. 269, N35.-P. 22113-22123.

3. Ribeiro A., Vieira R., Mourao P., Mulloy B. A sulfated alpha-L-fucan from sea cucumber // Carbohydr. Res. - 1994. - Vol. 255. - P. 225-240.

4. Percival E., Ross A. The isolation and purification fucoidin from brown seaweeds // J. Chem. Soc. - 1950. - Vol. 35. - P. 717-720.

5. McNeely W., Whistler R. Fucoidan // Indusrtial gums. - 1959. - Vol. 52. - P. 117125.

6. McCully M. Histological studies on the genus Fucus. II. Histology of the reproductive tissues // Protoplasma. -1968. - Vol. 66. - P. 205-230.

7. Speransky V., Brawley S., McCully M. Ion fluxes and modification of the extracellular matrix during gamete release in fucoidan algae // J. Appl. Phycol. -2001. - Vol. 37, N 4. - P. 555-573.

8. Mizuno M., Nishitani Y., Tanoue Т., Matoba Y., Ojima Т., Hashimoto Т., Kanazawa K. Quantification and localization of fucoidan in Laminaria japonica using a novel antibody // Biosci. Biotech. Biochem. - 2009. - Vol. 73, N 2. - P. 335-338.

9. Mabeau S., Kloareg В., Joseleau J. Fractionation and analysis of fucans from brown algae // Phytochemistry. - 1990. - Vol. 29, N 8. - P. 2441-2445.

10. Hu J., Geng M., Zhang J., Jiang H. An in vivo study of the structure-activity relations of sulfated polysaccharide from brown algae to its antioxidant effect // J. Asian Nat. Prod. Rep. - 2001. - Vol. 3. - P. 353-358.

11. Xue C., Fang Y., Lin H., Chen L., Li Z., Deng D., Lu C. Chemical characters and antioxidative properties of sulfated polysaccharides from Laminaria japonica II J. Appl. Phycol. - 2001. - Vol. 13. - P. 67-70.

12. Holtkamp A. Isolation, characterization, modification and application of fucoidan from Fucus vesiculosus: PhD Thesis / A. Holtkamp. - Germany. - 2009. - 179 p.

13. Усов А.И., Смирнова Г.П., Клочкова Н.Г. Полисахариды водорослей. Полисахаридный состав некоторых бурых водорослей Камчатки // Биоорган, химия. - 2001. - Т. 27, № 6. - С. 444-448.

14. Репина О.И., Муравьева Е.П., Подкорытова А.В. Химический состав промысловых бурых водорослей Белого моря // Тр. ВНИРО: Прикл. биохим. технол. гидробионтов. - 2004. - Т. 143. - С. 93-99.

15. Имбс Т.И., Шевченко Н.М., Суховерхов С.В., Семенова Т.Д., Скрипцова А.В., Звягинцева Т.Н. Сезонные изменения состава и структурных характеристик полисахаридов бурой водоросли Costaría costata // Химия природ, соедин. -2009. - Т. 45, № 6. - С. 661-665.

16. Skriptsova A., Shevchenko N., Zvyagintseva Т., Imbs Т. Monthly changes in the content composition of fucoidan from Undaria pinnatifida (Laminariales, Phaeophyta) // J. Appl. Phycol. - 2010. - Vol. 22. - P. 79-86.

17. Rioux L., Turgeon S., Beaulieu M. Structural characterization of laminaran and galactofucan extracted from the brown seaweed Saccharina longicruris II Phytochemistry. - 2010. - Vol. 71, N 13. - P. 1586-1595.

18. Duarte M., Cardoso M., Noseda M., Cerezo A. Structural studies on fucoidans from the brown seaweed Sargassum stenophyllum II Carbohydr. Res. - 2001. - Vol. 333, N4.-P. 281-293.

19. Усов A.M., Смирнова Г.П., Билан М.И., Шашков A.C. Полисахариды водорослей. Бурая водоросль Laminaria saccharina (L.) Lam. как источник фукоидана // Биоорган, химия - 1998. - Т. 24, № 6. - С. 437-445.

20. Zvyagintseva Т., Shevchenko N., Nazarenko Е., Gorbach V., Urvantseva А., Kiseleva М., Isakov V. Water-soluble polysaccharides of some far-eastern brown seaweeds. Distribution, structure, and their dependence on the developmental conditions // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. - 2003. - Vol. 294. - P. 1-13.

21. Anastyuk S., Shevchenko N., Nazarenko E., Imbs Т., Gorbach V., Dmitrenok P., Zvyagintseva T. Structural analysis of a highly sulfated fucan from the brown alga Laminaria cichorioides by tandem MALDI and ESI mass spectrometry // Carbohydr. Res. - 2010. - Vol. 345, N 15. - P. 2206-2212.

22. Patankar M., Oehninger S., Barnett Т., Williams R., Clark G. A revised structure for fucoidan may explain some of its biological activities // J. Biol. Chem. - 1993. -Vol. 268, N 29. - P. 21770-21776.

23. Hemmingson J., Falshaw R., Furneaux R., Thompson K. Structure and antiviral activity of the galactofucan sulfates extracted from lindaría pinnatifida (Phaeophyta) // J. Appl. Phycol. - 2006. - Vol. 18. -P. 185-193.

24. Synytsya A., Kim W., Kim S., Pohl R., Kvasnicka F., Copikovaa J., Parke Y. Structure and antitumour activity of fucoidan isolated from sporophyll of Korean brown seaweed Undariapinnatifida // Carbohydr. Polym. -2010. - Vol. 81. - P. 4148.

25. Wang J., Zhang Q., Zhang Z., Zhang H., Niu X. Structural studies on a novel fucogalactan sulfate extracted from the brown seaweed Laminaria japónica II Int. J. Biol. Macromol. - 2010. - Vol. 47, N 2. - P. 126-131.

26. Cumashi A., Ushakova N., Preobrazhenskaya M., D'lncecco A., Piccoli A., Totani L., Tinari N., Morozevich G., Berman A., Bilan M., Usov A., Ustyuzhanina N., Grachev A., Sanderson C., Kelly M., Rabinovich G., Iacobelli S., Nifantiev N. A comparative study of the anti-inflammatory, anti-coagulant, anti-angiogenic, and anti-adhesive activities of nine different fucoidans from brown seaweeds // Glycobiology. - 2007. - Vol. 17, N 5. - P. 541-552.

27. Yoon S., Pyun Y., Hwang J., Mourao P. A sulfated fucan from the brown alga Laminaria cichorioides has mainly heparin cofactor II-dependent anticoagulant activity // Carbohydr. Res. - 2007. - Vol. 342, N 15. - P. 2326-2330.

28. Honya M., Mori H., Anzai M., Araki Y., Nishizawa K. Monthly changes in the content of fucans, their constituent sugars and sulphate in cultured Laminaria japónica II Hydrobiologia - 1999. - Vol. 398/399. - P. 411-416.

29. Шевченко H.M., Анастюк С.Д., Герасименко E.B., Дмитренок П.С., Исаков В.В., Звягинцева Т.Н. Полисахаридный и липидный состав бурой водоросли Laminaria gurjanovae II Биоорган, химия - 2007. - Т. 33, № 1. - С. 96-107.

30. Bilan М., Grachev A., Shashkov A., Kelly М., Sanderson С., Nifantiev N., Usov А. Further studies on the composition and structure of a fucoidan preparation from the brown alga Saccharina latissima II Carbohydr. Res. - 2010. - Vol. 345, N 14. - P. 2038-2047.

31. Chizhov A., Dell A., Morris H., Haslam S., McDowell R., Shashkov A., Nifant'ev N., Khatuntseva E., Usov A. A study of fucoidan from the brown seaweed Chorda filum II Carbohydr. Res. - 1999. - Vol. 320, N 1-2. - P. 108-119.

32. Билан М.И., Захарова A.H., Грачев A.A., Шашков А.С., Нифантьев Н.Е., Усов А.И. Полисахариды водорослей. Фукоидан из Тихоокеанской бурой водоросли Analipus japonicus (Harv.) winne (Ectocarpales, Scytosiphonaceae) // Биоорган, химия. - 2007. - Т. 33, № 1. - С. 38-46.

33. Nagaoka М., Shibata Н., Kimura-Takagi I., Hashimoto S., Kimura K., Makino Т., Aiyama R., Ueyama S., Yokokura T. Structural study of fucoidan from Cladosiphon okamuranus TOKIDA // Glycoconjugate J. - 1999. - Vol. 16, N 1. - P. 19-26.

34. Bilan M., Vinogradova E., Tsvetkova E., Grachev A., Shashkov A., Nifantiev N., Usov A. A sulfated glucuronofiican containing both fucofuranose and fucopyranose residues from the brown alga Chordaria flagelliformis II Carbohydr. Res. - 2008. -Vol. 343, N 15. - P. 2605-2612.

35. Ponce N., Pujol C., Damonte E., Flores M., Stortz C. Fucoidans from the brown seaweed Adenocystis utricularis: extraction methods, antiviral activity and structural studies 11 Carbohydr. Res. - 2003. - Vol. 338, N 2. - P. 153-165.

36. Nishino Т., Nagumo Т., Kiyohara H., Yamada H. Structural characterization of a new anticoagulant fucan sulfate from the brown seaweed Ecklonia kurome II Carbohydr. Res. - 1991. - Vol. 211, N 1. - P. 77-90.

37. Nishino Т., Nishioka C., Ura H., Nagumo T. Isolation and partial characterization of a novel amino sugar-containing fucan sulfate from commercial Fucus vesiculosus fucoidan // Carbohydr. Res. - 1994. - Vol. 255. - P. 213-224.

38. Chevolot L., Mulloy В., Ratiskol J., Foucault A., Colliec-Jouault S. A disaccharide repeat unit is the major structure in fucoidans from two species of brown algae // Carbohydr. Res. - 2001. - Vol. 330, N 4. - P. 529-535.

39. Bilan M., Grachev A., Ustuzhanina N., Shashkov A., Nifantiev N., Usov A. Structure of a fucoidan from the brown seaweed Fucus evanescens C.Ag // Carbohydr. Res. - 2002. - Vol. 337, N 8. - P. 719-730.

40. Kusaykin M., Chizhov A., Grachev A., Alekseeva S., Bakunina I., Nedashkovskaya O., Sova V., Zvyagintseva T. A comparative study of specificity of fucoidanases

from marine microorganisms and invertebrates // J. Appl. Phycol. - 2006. - Vol. 18, N3-5.-P. 369-373.

41. Anastyuk S., Shevchenko N., Nazarenko E., Dmitrenok P., Zvyagintseva T. Structural analysis of a fucoidan from the brown alga Fucus evanescens by MALDI-TOF and tandem ESI mass spectrometry // Carbohydr. Res. - 2009. - Vol. 344,N6.-P. 779-787.

42. Bilan M., Grachev A., Ustuzhanina N., Shashkov A., Nifantiev N., Usov A. A highly regular fraction of a fucoidan from the brown seaweed Fucus distichus L // Carbohydr. Res. - 2004. - Vol. 339, N 3. - P. 511-517.

43. Bilan M., Grachev A., Shashkov A., Nifantiev N., Usov A. Structure of a fucoidan from the brown seaweed Fucus serratus L // Carbohydr. Res. - 2006. - Vol. 341, N 2.-P. 238-245.

44. Adhikari U., Mateii C., Chattopadhyay K., Pujol C., Damonte E., Ray B. Structure and antiviral activity of sulfated fucans from Stoechospermum marginatum // Phytochemistry. - 2006. - Vol. 67, N 22. - P. 2474-2482.

45. Zhao X., Xue C., Li B. Study of antioxidant activities of sulfated polysaccharides from Laminaria japonica II J. Appl. Phycol. - 2008. - Vol. 20, N 4. - P. 431-436.

46. Ye H., Wang K., Zhou C., Liu J., Zeng X. Purification antitumor and antioxidant activities in vitro of polysaccharides from the brown seaweed Sargassum pallidum И Food Chem. - 2008. - Vol. 111. - P. 428-432.

47. Вищук O.C., Ермакова С.П., Фам Т.Д., Ли Б.М., Звягинцева Т.Н. Противоопухолевая активность фукоиданов бурых водорослей // Тихоокеанский медицинский журнал. - 2009. - Т.З. - С. 92-96.

48. Albuquerque I., Queiroz К., Alves L., Santos E., Leite E., Rocha H. Heterofucans from Dictyota menstrualis have anticoagulant activity // Braz. J. Med. Biol. Res. -2004.-Vol. 37, N2.-P. 167-171.

49. Silva Т., Alves L., de Queiroz K., Santos M., Marques C., Chavante S., Rocha H., Leite E. Partial characterization and anticoagulant activity of a heterofucan from the brown seaweed Padina gymnospora II Braz. J. Med. Biol. Res. - 2005. - Vol. 38, N 4.-P. 523-533.

50. Leite E., Medeiros M., Rocha H., Farias G., da Silva L., Chavante S., de Abreu L., Dietrich C., Nader H. Structure and pharmacological activities of a sulfated

xylofucoglucuronan from the alga Spatoglossum schroederi II Plant Science. - 1998. -Vol. 132, N2.-P. 215-228.

51. Rocha H., Moraes F., Trindade E., Franco C., Torquato R., Veiga S., Valente A., Mourao P., Leite E., Nader H., Dietrich C. Structural and hemostatic activities of a sulfated galactofucan from the brown alga Spatoglossum schroederi. An ideal antithrombotic agent? // J. Biol. Chem. - 2005. - Vol. 280, N 50. - P. 41278-41288.

52. Li B., Wei X., Sun J., Xu S. Structural investigation of a fucoidan containing a fucose-free core from the brown seaweed Hizikia fusiforme II Carbohydr. Res. -2006. - Vol. 341, N 9. - P. 1135-1146.

53. Sakai T., Kimura H., Kojima K., Shimanaka K., Ikai K., Kato I. Marine bacterial sulfated fucoglucuronomannan (SFGM) lyase digests brown algal SFGM into trisaccharides // Mar. Biotechnol. (NY). - 2003. - Vol. 5, N 1. - P. 70-78.

54. Springer G., Wurzel H., McNeal G., Ansell N., Doughty M. Isolation of anticoagulant fractions from crude fucoidin // Proc. Soc. Exp. Biol. Med. - 1957. -Vol. 94,N2.-P. 404-409.

55. Capila I., Linhardt R. Heparin-protein interactions // Angew. Chem. Int. Ed. - 2002. -Vol. 41,N3,-P. 391-412.

56. Warkentin T. Heparin-induced thrombocytopenia: a clinicopathologic syndrome // Thromb. Haemost. - 1999. - Vol. 82, N 2. - P. 439-447.

57. Kakkar V., Kakkar S., Sanderson R., Peers C. Efficacy and safety of two regimens of low molecular weight heparin fragment (Fragmin) in preventing postoperative venous thrombolism // Haemostasis. - 1986. - Vol. 16, N 2. - P. 19-24.

58. Mourao P. Use of sulfated fucans as anticoagulant and antithrombotic agents: future perspectives // Curr. Pharm. Des. - 2004. - Vol. 10, N 9. - P. 967-981.

59. Tanaka K., Levy J. Regulation of thrombin activity-pharmacologic and structural aspects // Hematol. Oncol. Clin. North. Am. - 2007. - Vol. 21, N 1. - P. 33-50.

60. Casu B., Lindahl U. Structure and biological interactions of heparin and heparan sulfate // Adv. Carbohydr. Chem. Biochem. - 2001. - Vol. 57. - P. 159-206.

61. Nishino T., Yokoyama G., Dobashi K., Fujihara M., Nagumo T. Isolation, purification, and characterization of fucose-containing sulfated polysaccharides from the brown seaweed Ecklonia kurome and their blood-anticoagulant activities // Carbohydr. Res. - 1989. - Vol. 186, N 1. - P. 119-129.

62. Chevolot L., Foucault A., Chaubet F., Kervarec N., Sinquin C., Fisher A., Boisson-Vidal С. Further data on the structure of brown seaweed fucans: relationships with anticoagulant activity // Carbohydr. Res. - 1999. - Vol. 319, N 1-4. - P. 154-165.

63. Haroun-Bouhedja F., Ellouali M., Sinquin C., Boisson-Vidal С. Relationship between sulfate groups and biological activities of fucans. // Braz. J. Med. Biol. Res. - 2000. - Vol. 100, N 5. - P. 453.

64. Лапикова E.C., Дрозд H.H., Толстенков A.C., Макаров В.А., Звягинцева Т.Н., Шевченко Н.М., Бакунина И.Ю., Беседнова Н.Н., Кузнецова Т.А. Ингибирование тромбина и фактора Ха фукоиданом из Fucus evanescens и его модифицированными аналогами // Бюл. эксперим. биол. мед. - 2008. - Т. 146, № 9. - С. 304-309.

65. Nishino T., Nagumo Т. Sugar constituents and blood - anticoagulant activities of fucose-containing sulfated polysaccharides in nine brown seaweeds species // Nippon. Nogeikagaku. Kaishi. -1987. - Vol. 61. - P. 361-363.

66. Ушакова H.A., Морозевич Т.Е., Устюжанина Н.Е., Билан М.И., Усов А.И., Нифантьев Н.Э., Преображенская М.Е. Антикоагулянтная активность фукоиданов из бурых водорослей // Биомед. химия. - 2006. - Т. 54, № 5. - С. 597-606.

67. Li В., Zhao R., Wei X. Anticoagulant activity of fucoidan from Hizikia fusiforme II Agro Food Ind. Hi-Tech. - 2008. - Vol. 19, N 1. - P. 22-24.

68. Mauray S., Sternberg C., Theveniaux J., Millet J., Sinquin C., Tapon-Bretaudiere J., Fischer A. Venous antithrombotic and anticoagulant activities of a fucoidan fraction // Thromb. Haemost. - 1995. - Vol. 74, N 5. - P. 1280-1285.

69. Church F., Meade J., Treanor R., Whinna H. Antithrombin activity of fucoidan. The interaction of fucoidan with heparin cofactor II, antithrombin III, and thrombin // J. Biol. Chem. - 1989. - Vol. 264, N 6. - P. 3618-3623.

70. Chandia N., Matsuhiro B. Characterization of a fucoidan from Lessonia vadosa (Phaeophyta) and its anticoagulant and elicitor properties // Int. J. Biol. Macromol. -2008. - Vol. 42, N 3. - P. 235-240.

71. Zhu Z„ Zhang Q., Chen L., Ren S., Xu P., Tang Y., Luo D. Higher specificity of the activity of low molecular weight fucoidan for thrombin-induced platelet aggregation // Thromb. Res. - 2010. - Vol. 125, N 5. - P. 419-426.

72. Nishino T., Nagumo T. Change in the anticoagulant activity and composition of a fucan sulfate from the brown seaweed Ecklonia kurome during refrigerated storage of the fronds // Bot. Mar. - 1991. - Vol. 34, N 5. - P. 387-389.

73. Беседнова H.H., Запорожец T.C. Фундаментальные и прикладные аспекты изучения биополимеров из гидробионтов Тихого океана // Бюллетень СО РАМН. - 2008. - Т. 132, № 4. - С. 16-21.

74. Baba M., Snoeck R., Pauwels R., de Clercq E. Sulfated polysaccharides are potent and selective inhibitors of various enveloped viruses, including herpes simplex virus, cytomegalovirus, vesicular stomatitis virus, and human immunodeficiency virus // Antimicrob. Agents Chemother. - 1988. - Vol. 32, N 11. - P. 1742-1745.

75. Witvrouw M., De Clercq E. Sulfated polysaccharides extracted from sea algae as potential antiviral drugs // Gen. Pharmacol. - 1997. - Vol. 29, N 4. - P. 497-511.

76. Damonte E., Matulewicz M., Cerezo A. Sulfated seaweed polysaccharides as antiviral agents // Curr. Med. Chem. - 2004. - Vol. 11, N 18. - P. 2399-2419.

77. Lee J., Hayashi K., Hashimoto M., Nakano T., Hayashi T. Novel antiviral fucoidan from sporophyll of Undaria pinnatifida (Mekabu) // Chem. Pharm. Bull. (Tokyo). -2004. - Vol. 52, N 9. - P. 1091-1094.

78. Hayashi K., Nakano T., Hashimoto M., Kanekiyo K., Hayashi T. Defensive effects of a fucoidan from brown alga Undaria pinnatifida against herpes simplex virus infection // Int. Immunopharmacol. - 2008. - Vol. 8, N 1. - P. 109-116.

79. Zhu W., Ooi V., Chan P., Ang P. Isolation and characterization of a sulfated polysaccharide from the brown alga Sargassum patens and determination of its antiherpes activity // Biochem. Cell Biol. - 2003. - Vol. 81, N 1. - P. 25-33.

80. Sinha S., Astani A., Ghosh T., Schnitzler P., Ray B. Polysaccharides from Sargassum tenerrimum: structural features, chemical modification and anti-viral activity // Phytochemistry. - 2010. - Vol. 71, N 2-3. - P. 235-242.

81. Mandai P., Mateu C., Chattopadhyay K., Pujol C., Damonte E., Ray B. Structural features and antiviral activity of sulphated fucans from the brown seaweed Cystoseira indica II Antivir. Chem. Chemother. - 2007. - Vol. 18, N 3. - P. 153-162.

82. McClure M., Moore J., Blanc D. Investigations into the mechanism by which sulfated polysaccharides inhibit HIV infection in vitro // AIDS Res. Hum. Retroviruses. - 1992. - Vol. 8. - P. 19-26

83. Макаренкова И.Д., Компанец Г.Г., Беседнова Н.Н., Слонова Р.А., Звягинцева Т.Н., Шевченко Н.М. Ингибирующее действие фукоиданов на адсорбцию вируса Хантаан на модели перитонеальных макрофагов in vitro II Вопросы вирусологии. - 2008. - Т. 53. - С. 12-15.

84. Макаренкова И.Д., Дерябин П.Г., Львов Д.К., Звягинцева Т.Н., Беседнова Н.Н. Противовирусная активность сульфатированного полисахарида из бурой водоросли Laminaria japónica в отношении инфекции культур клеток, вызванной вирусом гриппа А птиц (H5N1) // Вопросы вирусологии. - 2010. -Т. 1.-С. 41-45.

85. Лапшина Л.А., Реунов А.В., Нагорская В.П., Звягинцева Т.Н., Шевченко Н.М. Действие фукоидана из бурой водоросли Fucus evanescens на формирование ВТМ-специфических включений в клетках листьев табака // Физиология растений. - 2005. - Т. 54, № 1. - С. 127-130.

86. Klarzynski О., Descamps V., Plesse В., Yvin J., Kloareg В., Fritig В. Sulfated fucan oligosaccharides elicit defense responses in tobacco and local and systemic resistance against tobacco mosaic virus // Mol. Plant. Microb. Interact. - 2003. -Vol. 16, N2.-P. 115-122.

87. Кузнецова T.A., Шевченко H.M., Звягинцева Т.Н., Беседнова Н.Н. Биологическая активность фукоиданов из бурых водорослей и перспективы их применения // Антибиотики и химиотерапия. - 2004. - Т. 49, № 5. - С. 24-27.

88. Hidari К., Takahashi N., Arihara М., Nagaoka М., Morita К., Suzuki Т. Structure and anti-dengue virus activity of sulfated polysaccharide from a marine alga // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 2008. - Vol. 376, N 1. - P. 91-95.

89. McReynolds K., Gervay-Hague J. Chemotherapeutic interventions targeting HIV interactions with host-associated carbohydrates // Chem. Rev. - 2007. - Vol. 107, N 5.-P. 1533-1552.

90. Ghosh Т., Chattopadhyay K., Marschall M., Karmakar P., Mandal P., Ray B. Focus on antivirally active sulfated polysaccharides: from structure-activity analysis to clinical evaluation // Glycobiology. - 2009. - Vol. 19, N 1. - P. 2-15.

91. Hanahan D., Weinberg R. The hallmarks of cancer // Cell. - 2000. - Vol. 100, N 1. -P. 57-70.

92. Hanahan D., Weinberg R. Hallmarks of cancer: the next generation // Cell. - 2011. -Vol. 144, N5.-P. 646-674.

93. Жуков H.B., Тюляндин C.A. Целевая терапия в лечении солидных опухолей: практика противоречит теории // Биохимия. - 2008. - Т. 73, № 5. - С. 751-768.

94. Usui Т., Asari К., Mizuno Т. Isolation of highly purified fucoidan from Eisenia bicyclis and its anti-coagulant and anti-tumor activities // Agric. Biol. Chem. - 1980. -Vol. 44, N8.-P. 1965-1966.

95. Riou D., Colliec-Jouault S., Pinczon du Sel D., Bosch S., Siavoshian S., Le Bert V., Tomasoni C., Sinquin C., Durand P., Roussakis C. Antitumor and antiproliferative effects of a fucan extracted from Ascophyllum nodosum against a non-small-cell bronchopulmonary carcinoma line // Anticancer Res. - 1996. - Vol. 16, N 3. - 12131218.

96. Atkinson K., Fentem J., Clothier R., Balls M. Alternatives to ocular irritation testing in animals // Lens Eye Toxic. Res. - 1992. - Vol. 9, N 3-4. - P. 247-258.

97. Clemedson C., McFarlane-Abdulla E., Andersson M., Barile F., Calleja M., Chesne C., Clothier R., Cottin M., Curren R., Dierickx P., Ferro M., Fiskesjo G., Garza-Ocanas L., Gomez-Lechon M., Gulden M., Isomaa В., Janus J., Judge P., Kahru A., Kemp R., Kerszman G., Kristen U., Kunimoto M., Karenlampi S., Lavrijsen K., Lilius H., Malmsten A., Ohno Т., Persoone G., Pettersson R., Roguet R., Romert L., Sandberg M., Sawyer Т., Seibert H., Shrivastava R., Sjostrom M., Stammati A., Tanaka N., Torres A., Voss J., Wakuri S., Walum E., Wang X., Zucco F., Ekwall B. MEIC evaluation of acute systemic toxicity. In vitro results from 68 toxicity assays used to test the first 30 reference chemicals and a comparative cytotoxicity analysis // ATLA. - 1996.-Vol. 24, N 1. - P. 273-311.

98. Denizot F., Lang R. Rapid colorimetric assay for cell growth and survival. Modifications to the tetrazolium dye procedure giving improved sensitivity and reliability // J. Immunol. Methods. - 1986. - Vol. 89, N 2. - P. 271-277.

99. Page M., Bejaoui N., Cinq-Mars В., Lemieux P. Optimization of the tetrazolium-based colorimetric assay for the measurement of cell number and cytotoxicity // Int. J. Immunopharmacol. - 1988. - Vol. 10, N 7. - P. 785-793.

100. Berridge M., Tan A. Characterization of the cellular reduction of 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium bromide (MTT): subcellular

localization, substrate dependence, and involvement of mitochondrial electron transport in MTT reduction // Arch. Biochem. Biophys. - 1993. - Vol. 303, N2.-P. 474-482.

101. Freshney R. Culture of animal cells: a manual of basic technique / R. Freshney. -N.Y.: Wiley-Liss, 1994.-691 p.

102. Ale M., Maruyama H., Tamauchi H., Mikkelsen J., Meyer A. Fucoidan from Sargassum sp. and Fucus vesiculosus reduces cell viability of lung carcinoma and melanoma cells in vitro and activates natural killer cells in mice in vivo II Int. J. Biol. Macromol. - 2011. - Vol. 49, N 3. - P. 331-336.

103. Yamamoto I., Takahashi M., Suzuki T., Seino H., Mori H. Antitumor effect of seaweeds. IV. Enhancement of antitumor activity by sulfation of a crude fucoidan fraction from Sargassum kjellmanianum II Jpn. J. Exp. Med. - 1984. - Vol. 54, N 4. -P. 143-151.

104. Zhuang C., Itoh H., Mizuno T., Ito H. Antitumor active fucoidan from the brown seaweed umitoranoo (Sargassum thunbergii) // Biosci. Biotechnol. Biochem. -1995. - Vol. 59, N 4. - P. 563-567.

105. Foley S., Mulloy B., Tuohy M. An unfractionated fucoidan from Ascophyllum nodosum: extraction, characterization, and apoptotic effects in vitro // J. Nat. Prod. -2011.-Vol. 74, N9.-P. 1851-1861.

106. Jiang Z., Okimura T., Yokose T., Yamasaki Y., Yamaguchi K., Oda T. Effects of sulfated fucan, ascophyllan, from the brown alga Ascophyllum nodosum on various cell lines: a comparative study on ascophyllan and fucoidan // J. Biosci. Bioeng. -2010. - Vol. 110, N 1.-P. 113-117.

107. Teas J., Harbison M., Gelman R. Dietary seaweed (Laminaria) and mammary carcinogenesis in rats // Cancer Res. - 1984. - Vol. 44, N 7. - P. 2758-2761.

108. Zhang Z., Teruya K., Eto H., Shirahata S. Fucoidan extract induces apoptosis in MCF-7 cells via a mechanism involving the ROS-dependent JNK activation and mitochondria-mediated pathways // PLOS One. - 2011. - V. 6, N 11. - P. 27441.

109. Boo H., Hyun J., Kim S., Kang J., Kim M., Kim S., Cho H., Yoo E., Kang H. Fucoidan from Undaria pinnatifida induces apoptosis in A549 human lung carcinoma cells // Phytother. Res. - 2011. - Vol. 25, N 7. - P. 1082-1086.

110. Yang C., Chung D., Shin I., Lee H., Kim J., Lee Y., You S. Effects of molecular weight and hydrolysis conditions on anticancer activity of fucoidans from sporophyll of Undaria pinnatifida II Int. J. Biol. Macromol. - 2008. - Vol. 43, N 5. -P. 433-437.

111. Koyanagi S., Tanigawa N., Nakagawa H., Soeda S., Shimeno H. Oversulfation of fucoidan enhances its anti-angiogenic and antitumor activities // Biochem. Pharm. -2003. - Vol. 65, N 2. - P. 173-179.

112. Kim K, Lee O., Lee H., Lee B. A 4-week repeated oral dose toxicity study of fucoidan from the sporophyll of Undaria pinnatifida in Sprague-Dawley rats // Toxicology. -2010. - Vol. 267, N 1-3.-P. 154-158.

113. Fukahori S., Yano H., Akiba J., Ogasawara S., Momosaki S., Sanada S., Kuratomi K., Ishizaki Y., Moriya F., Yagi M., Kojiro M. Fucoidan, a major component of brown seaweeds, prohibits the growth of human cancer cells in vitro II Mol. Med. Rep. - 2008. - Vol. 1. - P. 537-542.

114. Zhang J., Ewart H. Chemical structures and bioactivities of sulfated polysaccharides from marine algae // Mar. Drugs. - 2011. - Vol. 9, N 2. - P. 196-223.

115. Wang H., Vincent C., Ooi E., Ang P. Seaweed polysaccharides with anticancer potential // Botan. Mar. - 2008. - Vol. 51, N 2. - P. 313-319.

116. Almeida-Lima J., Costa L., Silva N., Melo-Silveira R., Silva F., Felipe M., Medeiros S., Leite E., Rocha H. Evaluating the possible genotoxic, mutagenic and tumor cell proliferation-inhibition effects of a non-anticoagulant, but antithrombotic algal heterofucan // J. Appl. Toxicol. - 2010. - Vol. 30, N 7. - P. 603-614.

117. Costa L., Fidelis G., Cordeiro S., Oliveira R., Sabry D., Camara R., Nobre L., Costa M., Almeida-Lima J., Farias E., Leite E., Rocha H. Biological activities of sulfated polysaccharides from tropical seaweeds // Biomed. Pharmacother. - 2010. - Vol. 64, N 1,-P. 21-28.

118. Hyun J., Kim S., Kang J, Kim M., Boo H., Kwon J., Koh Y., Hyun J., Park D., Yoo E., Kang H. Apoptosis inducing activity of fucoidan in HCT-15 colon carcinoma cells //Biol. Pharm. Bull. - 2009. - Vol. 32, N 10. - P. 1760-1764.

119. Kim E., Park S., Lee J., Park J. Fucoidan present in brown algae induces apoptosis of human colon cancer cells // BMC Gastroenterol. - 2010. - Vol. 10. - P. 96-107.

120. Haneji К., Matsuda Т., Tomita M., Kawakami H., Ohshiro К., Uchihara J., Masuda M., Takasu N., Tanaka Y., Ohta Т., Mori N. Fucoidan extracted from Cladosiphon okamuranus Tokida induces apoptosis of human T-cell leukemia virus type 1-infected T-cell lines and primary adult T-cell leukemia cells // Nutr. Cancer. - 2005. -Vol. 52, N2.-P. 189-201.

121. Coombe D., Parish C., Ramshaw I., Snowden J. Analysis of the inhibition of tumor metastasis by sulphated polysaccharides // Int. J. Cancer. - 1987. - Vol. 39, N 1. -P. 82-88.

122. Roszkowski W., Beuth J., Ко H., Uhlenbruck G., Pulverer G. Blocking of lectin-like adhesion molecules on pulmonary cells inhibits lung sarcoma L-l colonization in BALB/c-mice // Experientia. - 1989. - Vol. 45, N 6. - P. 584-588.

123. Алексеенко T.B., Жанаева С.Я., Бенедиктова А.А. Противоопухолевая и антиметастатическая активность сульфатированного полисахарида фукоидана, выделенного из бурой водоросли Охотского моря Fucus evanescens II Бюл. эксперим. биол. мед. - 2007. - Т. 143, № 6. - С. 675-677.

124. Liu J., Bignon J., Haroun-Bouhedja F., Bittoun P., Vassy J., Fermandjian S., Wdzieczak-Bakala J., Boisson-Vidal C. Inhibitory effect of fucoidan on the adhesion of adenocarcinoma cells to fibronectin // Anticancer Res. - 2005. - Vol. 25, N3.-P. 2129-2133.

125. Rocha H., Franco C., Trindade E., Veiga S., Leite E., Nader H., Dietrich C. Fucan inhibits Chinese hamster ovary cell (CHO) adhesion to fibronectin by binding to the extracellular matrix // Planta Med. - 2005. - Vol. 71, N 7. - P. 628-633.

126. Coombe D., Parish C., Jacobsen K., Underwood P. Sulfated polysaccharides with antimetastatic activity acts by inhibiting tumor cell secreted endoglycosidases // Cell. Biol. Int. Rep. - 1987. - Vol. 11. - P. 53.

127. Фильченков А.А. Терапевтический потенциал ингибиторов ангиогенеза // Онкология. - 2007. - Vol. 9. - Р. 321-328.

128. Aguayo A., Kantarjian Н., Manshouri Т., Gidel С., Estey Е., Thomas D., Koller С., Estrov Z., O'Brien S., Keating M., Freireich E., Albitar M. Angiogenesis in acute and chronic leukemias and myelodysplastic syndromes // Blood. - 2000. - Vol. 96, N 6. - P. 2240-2245.

129. Соляник Г.И. Противоопухолевая антиангиогенная терапия: принципы, проблемы, перспективы // Онкология. - 2006. - Т. 8, № 2. - С. 209-217.

130. Ye J., Li Y., Teruya К., Katakura Y., Ichikawa A., Eto H., Hosoi M., Nishimoto S., Shirahata S. Enzyme-digested fucoidan extracts derived from seaweed Mozuku of Cladosiphon novae-caledoniae kylin inhibit invasion and angiogenesis of tumor cells // Cytotechnology. - 2005. - Vol. 47, N 1-3. - P. 117-126.

131. Paiva A., Castro A., Nascimento M., Will L., Santos N., Araujo R., Xavier C., Rocha F., Leite E. Antioxidant and anti-inflammatory effect of polysaccharides from Lobophora variegata on zymosan-induced arthritis in rats // Int. Immunopharm. - 2011. -Vol. 11,N9.-P. 1241-1250.

132. Gately S., Li W. Multiple roles of COX-2 in tumor angiogenesis: a target for antiangiogenic therapy // Semin. Oncol. - 2004. - Vol. 31, N 2. - P. 2-11.

133. Park H., Kim G., Nam Т., Kim N., Choi Y. Antiproliferative activity of fucoidan was associated with the induction of apoptosis and autophagy in AGS human gastric cancer cells // J. Food Sci. - 2011. - Vol. 76, N 3. - P. 77-83.

134. Brauer P. MMPs - Role in cardiovascular development and disease // Frontiers in Biosci. - 2006. - Vol. 11. - P. 447-478.

135. Li Y., Feldman A. Matrix metalloproteinases in the progression of heart failure -potential therapeutic implications // Drugs. - 2001. - Vol. 61, N 9. - P. 1239-1252.

136. Sun J., Feng A., Zhang Y., Sun S., Hu W., Yang M., Wei F., Qu X. Fucoidan increases TNF-alpha-induced MMP-9 secretion in monocytic cell line U937 // Inflamm. Res. - 2010. - Vol. 59, N 4. - P. 271-276.

137. Moon H., Park K., Ku M., Lee M., Jeong S., Imbs Т., Zvyagintseva Т., Ermakova S., Lee Y. Effect of Costaria costata fucoidan on expression of matrix metalloproteinase-1 promoter, mRNA, and protein // J. Nat. Prod. - 2009. - Vol. 72, N 10.-P. 1731-1734.

138. Bar P. Apoptosis-the cell's silent exit // Life Science - 1996. - Vol. 59, N 5-6. - P. 369-378.

139. Savill J., Fadok V. Corpse clearance defines the meaning of cell death // Nature. -2000. - Vol. 407, N 6805. - P. 784-788.

140. Bortner C., Cidlowski J. Apoptotic volume decrease and the incredible shrinking cell // Cell Death Differ. - 2002. - Vol. 9, N 12. - P. 1307-1310.

141. Reed J. Mechanisms of apoptosis // Am. J. Pathol. - 2000. - Vol. 157, N 5. - P. 1415-1430.

142. Ghobrial I., Witzig T., Adjei A. Targeting apoptosis pathways in cancer therapy // CA Cancer J. Clin. - 2005. - Vol. 55, N 3. - P. 178-194.

143. Earnshaw W., Martins L., Kaufmann S. Mammalian caspases: structure, activation, substrates, and functions during apoptosis // Ann. Rev. Biochem. - 1999. - Vol. 68. -P. 383-424.

144. Kaufmann S., Earnshaw W. Induction of apoptosis by cancer chemotherapy // Exp. Cell. - 2000. - Vol. 256, N 1. - P. 42-49.

145. Ho P., Hawkins C. Mammalian initiator apoptotic caspases // FEBS. J. - 2005. -Vol. 272, N 21. - P. 5436-5453.

146. Vermeulen K., Van Bockstaele D., Berneman Z. Apoptosis: mechanisms and relevance in cancer // Ann. Hematol. - 2005. - Vol. 84, N 10. - P. 627-639.

147. Janicke R., Ng P., Sprengart M., Porter A. Caspase-3 is required for alpha-fodrin cleavage but dispensable for cleavage of other death substrates in apoptosis // J. Biol. Chem. - 1998. - Vol. 273, N 25. - P. 15540-15545.

148. Kaufmann S., Hengartner M. Programmed cell death: alive and well in the new millennium // Trends Cell Biol. - 2001. - Vol. 11, N 12. - P. 526-534.

149. Mayer B., Oberbauer R. Mitochondrial regulation of apoptosis // News Physiol. Sci. -2003.-Vol. 18.-P. 89-94.

150. Green D., Reed J. Mitochondria and apoptosis // Science. - 1998. - Vol. 281, N 5381.-P. 1309-1312.

151. Hengartner M. The biochemistry of apoptosis // Nature. - 2000. - Vol. 407, N 6805. -P. 770-776.

152. Haupt S., Berger M., Goldberg Z., Haupt Y. Apoptosis - the p53 network // J. Cell Sci. - 2003. - Vol. 116, N 20. - P. 4077-4085.

153. Bedner E., Li X., Kunicki J., Darzynkiewicz Z. Translocation of Bax to mitochondria during apoptosis measured by laser scanning cytometry // Cytometry. - 2000. - Vol. 41, N 2. - P. 83-88.

154. Nagata S., Nagase H., Kawane K., Mukae N., Fukuyama H. Degradation of chromosomal DNA during apoptosis // Cell Death Differ. - 2003. - Vol. 10, N 1. -P. 108-116.

155. Aoki M., Furusawa Y., Shibamoto Y., Kobayashi A., Tsujitani M. Effect of a hypoxic cell sensitizer doranidazole on the radiation-induced apoptosis of mouse L5178Y lymphoma cells // J. Radiat. Res. - 2002. - Vol. 43, N 2. - P. 161-166.

156. Beer S., Taylor E., Brown S. Dahm C., Costa N., Runswick M., Murphy M. Glutaredoxin 2 catalyzes the reversible oxidation and glutathionylation of mitochondrial membrane thiol proteins - implications for mitochondrial redox regulation and antioxidant defense // J. Biol. Chemistry. - 2004. - Vol. 279, N 46. -P. 47939-47951.

157. Garrington Т., Johnson G. Organization and regulation of mitogen-activated protein kinase signaling pathways // Curr. Opin. Cell Biol. - 1999. - Vol. 11, N 2. - P. 211218.

158. Murray A. MAP kinases in meiosis // Cell. - 1998. - Vol. 92, N 2. - P. 157-159.

159. Johnson G., Lapadat R. Mitogen-activated protein kinase pathways mediated by ERK, JNK, and p38 protein kinases // Science. - 2002. - Vol. 298, N 5600. - P. 1911-1912.

160. Melanie H., Erik, M. MAP kinase signaling pathways // Promega Notes Magazine. -1996.-Vol. 59, N6.-P. 37.

161. Потехина E.C., Надеждина E.C. Митоген-активируемые протеинкиназные каскады и участие в них 81е2()-подобных протеинкиназ // Успехи биол. химии. -2002.-Т. 42.-С. 235-256.

162. Zhang W., Liu Н. МАРК signal pathways in the regulation of cell proliferation in mammalian cells // Cell Res. - 2002. - Vol. 12, N 1. - P. 9-18.

163. Aisa Y., Miyakawa Y., Nakazato Т., Shibata H., Saito K, Ikeda Y., Kizaki M. Fucoidan induces apoptosis of human HS-sultan cells accompanied by activation of caspase-3 and down-regulation of ERK pathways // Am. J. Hematol. - 2005. - Vol. 78, N 1. - P. 7-14.

164. Yamasaki-Miyamoto Y., Yamasaki M., Tachibana H., Yamada K. Fucoidan induces apoptosis through activation of caspase-8 on human breast cancer MCF-7 cells // J. Agric. Food Chem. - 2009. - Vol. 57, N 18. - P. 8677-8682.

165. Dhanasekaran D., Reddy E. JNK signaling in apoptosis // Oncogene. - 2008. - Vol. 27, N48.-P. 6245-6251.

166. Costa L., Telles C., Oliveira R., Nobre L., Dantas-Santos N., Camara R., Costa M., Almeida-Lima J., Melo-Silveira R., Albuquerque I., Leite E., Rocha H. Heterofiican from Sargassum filipéndula induces apoptosis in HeLa cells // Mar. Drugs. - 2011. -Vol. 9, N4.-P. 603-614.

167. Nakayasu S., Soegima R., Yamaguchi K., Oda Т. Biological activities of fucose-containing polysaccharide ascophyllan isolated from the brown alga Ascophyllum nodosum И Biosci. Biotechnol. Biochem. - 2009. - Vol. 73, N 4. - P. 961-964.

168. Philchenkov A., Zavelevich M., Imbs T, Zvyagintseva Т., Zaporozhets T. Sensitization of human malignant lymphoid cells to etoposide by fucoidan, a brown seaweed polysaccharide // Exp. Oncol. - 2007. - Vol. 29, N 3. - P. 181-185.

169. Кузнецова T.A., Жанаева С.Я., Бенедиктова A.A., Савченко Н.Г., Юзько Ю.В., Сорочинская Н.В., Звягинцева Т.Н., Беседнова Н.Н., Короленко Г.Л. Противоопухолевая и антиметастатическая активность фукоидана из бурой водоросли Охотского моря Fucus evanescens II Антибиотики и химиотерапия. -2005.-Т. 50, № 10-11.-С. 28-31.

170. Patent WO 2005/014657. Method of processing seaweed / Shevchenko N., Imbs Т., Urvantseva A., Kusaykin M., Kornienko V., Zvyagintseva Т., Elyakova L. - 2005.

171. Wang J., Zhang Q., Zhang Z., Song H., Li P. Potential antioxidant and anticoagulant capacity of low molecular weight fucoidan fractions extracted from Laminaria japónica II Int. J. Biol. Macromol. - 2010. - Vol. 46, N 1. - P. 6-12.

172. Nishino Т., Kiyohara H., Yamada H., Nagumo T. An anticoagulant fucoidan from the brown seaweed Ecklonia kurome II Phytochemistry. - 1991. - Vol. 30, N 2. - P. 535-539.

173. Вишук O.C., Ермакова С.П. Полисахариды бурой водоросли Laminaria gurjanovae / О.С. Вищук // Открытая научная конференция ДВГУ: Тез. докл. 2008. - С. 245.

174. Усов А.И., Смирнова Т.П., Клочкова Н.Г. Полисахариды водорослей. Полисахаридный состав Тихоокеанской бурой водоросли Alaria fistulosa (Alariaceae, Laminariales) // Известия РАН. - 2005. - Т. 54, № 5. - С. 1282-1286.

175. Chaubet F., Chevolot L., Jozefonvicz J., Durand P., Boisson-Vidal С. Relationships between chemical characteristics and anticoagulant activity of low molecular weight

fucans from marine algae // Bioactive Carbohydr. Polym. - 2000. - Vol. 44. - P. 5984.

176. Zvyagintseva Т., Shevchenko N., Nazarenko E., Gorbach V., Urvantseva A., Kiseleva M., Isakov V. Water-soluble polysaccharides of some brown algae of the Russian Far-East. Structure and biological action of low-molecular mass polyuronans // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. - 2005. - Vol. 320, N 2. - P. 123-131.

177. Patent 7056520 United States. Method and composition for the treatment of a viral infection / Fitton H., Dragar C. - 2008.

178. Lee N., Ermakova S., Zvyagintseva Т., Kang K., Dong Z., Choi H. Inhibitory effects of fucoidan on activation of epidermal growth factor receptor and cell transformation in JB6 C141 cells // Food Chem. Toxicol. - 2008. - Vol. 46, N 5. - P. 1793-1800.

179. Wells A. EGF receptor // Int. J. Biochem. Cell Biol. - 1999. - Vol. 31, N 6. - P. 637-643.

180. Aggarwal В., Bhardwaj A., Aggarwal R., Seeram N., Shishodia S., Takada Y. Role of resveratrol in prevention and therapy of cancer: preclinical and clinical studies // Anticancer Res. - 2004. - Vol. 24, N 5. - P. 2783-2840.

181. Nam K., Kim S., Heo Y., Lee S. Resveratrol analog, 3,5,2',4'-tetramethoxy-trans-stilbene, potentiates the inhibition of cell growth and induces apoptosis in human cancer cells // Arch. Pharm. Res. - 2001. - Vol. 24, N 5. - P. 441-445.

182. Scarlatti F., Sala G., Somenzi G., Signorelli P., Sacchi N., Ghidoni R. Resveratrol induces growth inhibition and apoptosis in metastatic breast cancer cells via de novo ceramide signaling // FASEB. J. - 2003. - Vol. 17, N 15. - P. 2339-2341.

183. El-Mowafy A., Alkhalaf M. Resveratrol activates adenylyl-cyclase in human breast cancer cells: a novel, estrogen receptor-independent cytostatic mechanism // Carcinogenesis. - 2003. - Vol. 24, N 5. - P. 869-873.

184. Фильченков A.A., Бутенко З.П. Индукция апоптоза в злокачественных лимфоидных клетках человека ДНК-повреждающими препаратами с различным механизмом действия // Эксперим. онкол. - 1999. - Т. 23, № 3. - С. 170-174.

185. Фильченков А.А., Завелевич А.П., Храновская Н.Н., Запорожец Т.С., Имбс Т.И., Звягинцева Т.Н., Беседнова Н.Н. Изучение способности фукоиданов из

дальневосточных бурых водорослей модулировать апоптоз клеток МТ-4 лейкоза in vitro II Биотерапия. - 2006. - T. 4, № 5. - С. 30-37.

186. Lane С., Mayes С., Druehl L., Saunders G. A multi-gene molecular investigation of the kelp (Laminariales, Phaeophyceae) supports substantial taxonomic reorganization // J. Phycol. - 2006. - Vol. 42, N 4. - P. 962-962.

187. Suringar W. Illustrationes des algues du Japon // Musée Botanique de Leide. - 1873. -Vol. l.-P. 77-90.

188. Dubois M., Gilles K., Hamilton J., Rebers P., Smith F. A colorimetric method for the determination of sugars //Nature. -1951.-Vol. 168, N4265.-P. 167.

189. Dodgson K., Price R. A note on the determination of the ester sulphate content of sulphated polysaccharides // Biochem. J. - 1962. - Vol. 84. - P. 106-110.

190. Van Alstyne K. A comparison of three methods for quantifying brown algal polyphenolic compounds // J. Chem. Ecol. - 1995. - Vol. 21. - P. 45-58.

191. Bradford M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. - 1976. - Vol. 72. - P. 248-254.

192. Waffenschmidt S., Jaenicke L. Assay of reducing sugars in the nanomole range with 2,2'-bicinchoninate // Anal. Biochem. - 1987. - Vol. 165, N 2. - P. 337-340.

193. Слонекер Д. Методы исследования углеводов / Д. Слонекер. - М.: Мир, 1967. -С. 371-373.

194. Chen P., Baker A., Novotny M. The use of osazones as matrices for the matrixassisted laser desorption/ionization mass spectrometry of carbohydrates // Anal. Biochem. - 1997. - Vol. 244, N 1. - P. 144-151.

195. Colburn N, Wendel E., Abruzzo G. Dissociation of mitogenesis and late-stage promotion of tumor cell phenotype by phorbol esters: mitogen-resistant variants are sensitive to promotion // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1981. - Vol. 78, N 11. - P. 6912-6916.

196. Laemmli U. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. - 1970. - Vol. 227, N 5259. - P. 680-685.

197. Li J., Dong Z., Dawson M., Colburn N. Inhibition of tumor promoter-induced transformation by retinoids that transrepress AP-1 without transactivating retinoic acid response element // Cancer Res. - 1996. - Vol. 56, N 3. - P. 483-489.

то

Wmnmfetx «ж-1

1400 1200

ЩтттЛшш-Х

§

ТО Ж К то

Рисунок А. 1 - ИК- спектры фукоиданов из бурых водорослей S. cichorioides (A), F. evanescens (Б), S. japónica (В),

U. pinnatifida (Г)

о.«! а»

0.S 0.4

ал оя од о

iLu^^Jk

4 'VWffW' **

M3-, tsN os-, ft?l aei 6S-04

m. 02 ai a

Ctoutji&dSH&tpi&ü

a~L.FlnJ¡MGfi

00

WIWÉW''

5 Oí'

I ■

I

jj M'

аз-

Ий-

В

p.JMJíl-CI

L-Fuip-CÍ.

80 1«> 140 136 100 BÓ . fiü « 20 O

ehertolSiWCBitnV

CRsnlsat SM«№»»n)

<1 u n] 11 п и"'{"' тп й»

ЦЧИЦШф 1ПЦ Ш ¡ 1И

«о -во «а

во

«а

ж

§

ТО Ж К то

bi

Рисунок Б. 1 - 13С-ЯМР- спектры фукоиданов из бурых водорослей S. cichorioides (A), F. evanescens (Б), S. japónica (В),

U. pinnatifida (Г)