Стимуляция миграции и изменение секреции МСК человека при сокультивировании с макрофагами тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат наук Макаревич, Ольга Александровна

• Макаревич, Ольга Александровна
• кандидат наук
• 2016

Оглавление диссертации кандидат наук Макаревич, Ольга Александровна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Общие принципы регенерации ткани

1.2. Мезенхимные стромальные клетки (МСК): определение и общие положения

1.3. Источники получения МСК

1.4. Роль МСК в регенерации и репарации: секреторные свойства

1.5. Взаимодействие МСК и клеток иммунной системы

1.5.1. Регуляция МСК с участием факторов, секретируемых клетками иммунной системы

1.5.2. Влияние МСК на развитие иммунного ответа: иммуносупрессивные свойства

1.5.3. Взаимодействие МСК с макрофагами

1.6. Моделирование воспалительного окружения с помощью THP-1

1.7. Миграция МСК in vitro и in vivo

1.7.1. Общие положения

1.7.2. Механизм хоуминга МСК

1.7.3. Хемотаксис МСК: хемокины и факторы роста

1.7.4. Гаптотаксис: роль внеклеточного матрикса

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Культивируемые клетки

2.2. Выделение мезенхимных стромальных клеток из жировой ткани

2.3. Иммунофенотипирование МСК

2.4. Выделение фибробластов дермы человека

2.5. Запуск макрофагальной дифференцировки THP-1 и анализ профиля экспрессии макрофагов

2.6. Культивирование МСК в среде, кондиционированной THP-1

2.7. Бесконтактное сокультивирование МСК с макрофагами или фибробластами

2.8. Выделение РНК из клеток

2.9. Количественная ПЦР с обратной транскрипцией в реальном времени

2.10. Анализ профиля экспрессии генов с применением системы RT2 Profiler PCR Array

2.11. Обработка результатов количественного анализа уровня экспрессии генов

2.12. Коллекционирование кондиционированной среды

2.13. Анализ уровня белков в кондиционированной среде методом ИФА

2.14. Scratch assay (модель раны монослоя)

2.15. Миграция в системе xCELLigence

2.16. Иммуноцитохимия

2.17. Электрофорез белков и иммуноблоттинг

2.18. Статистическая обработка

3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Иммунофенотипирование МСК

3.2. Оценка профиля экспрессии генов провоспалительных и противовоспалительных факторов клетками THP-1 при макрофагальной дифференцировке

3.3. Анализ уровня провоспалительных цитокинов и хемокинов, секретируемых макрофагами

3.4. Анализ профиля экспрессии генов провоспалительных и противовоспалительных факторов МСК после сокультивирования

3.5. Анализ количества провоспалительных интерлейкинов в среде сокультивирования МСК и макрофагов

IL6

ILlß

3.6. Анализ профиля экспрессии генов хемокинов и их рецепторов МСК после сокультивирования с помощью системы RT2 Profiler PCR Array

2.6.1. Экспрессия генов хемокинов

2.6.2. Экспрессия генов рецепторов к хемокинам

3.7. Анализ уровня хемокинов в среде сокультивирования МСК и макрофагов

CCL2 (MCP-1)

CCL3 (MIP-1a)

CCL1

3.8. Анализ экспрессии генов металлопротеиназ и системы урокиназы, отвечающих за клеточную миграцию, в МСК после сокультивирования

3.9. Изменение морфологии МСК при сокультивировании с макрофагами

3.10. Исследование изменений фокальных контактов МСК в условиях сокультивирования с макрофагами

3.11. Подвижность МСК в среде кондиционированной макрофагами (ненаправленная миграция)

3.12. Зависимость скорости направленной миграции МСК в системе xCELLigence от вида матрикса

3.13. Направленная миграция МСК на хемокины и факторы роста

3.14. Предварительное сокультивирование с макрофагами не влияет на скорость хемотаксиса МСК по градиенту хемокинов

3.15. Предварительное сокультивирование с макрофагами увеличивает скорость направленной миграции МСК на PDGF-BB в системе xCELLigence

3.16. При сокультивировании с макрофагами в МСК возрастает уровень экспрессии гена PDGFRß и его белка

3.17. Блокирующие антитела к PDGF-BB не влияют на скорость миграции МСК через фибронектин

3.18. Ингибиторы сигнального каскада PDGFRß снижают скорость направленной миграции МСК в системе xCELLigence

3.19. При сокультивировании с макрофагами в МСК возрастает уровень экспрессии генов интегринов а3, а4, а5, ß1 и уровень белка - интегрина ß1 (CD29)

3.20. При связывании МСК с фибронектином увеличивается уровень фосфорилированного Akt под действием макрофагов

3.21. При сокультивировании МСК с макрофагами изменяется уровень экспрессии генов белков внеклеточного матрикса

4. ОБСУЖДЕНИЕ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Стимуляция миграции и изменение секреции МСК человека при сокультивировании с макрофагами»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования

Мезенхимные стромальные клетки (МСК) являются одним из наиболее перспективных объектов в регенеративной медицине и клеточной терапии заболеваний человека. Известно, что МСК играют центральную роль в регенеративных процессах в организме, принимая участие, как в физиологической, так и в репаративной регенерации. При этом механизмы, за счет которых МСК регулируют регенеративные процессы (оказывая иммуномодулирующее действие, стимулируя реваскуляризацию и нейрогенез, активируя пролиферацию региональных стволовых клеток и формируя внеклеточный матрикс) представляются ключевыми как для фундаментальной науки, так и для новой области трансляционной науки - регенеративной медицины.

Долгое время считалось, что основной вклад в регенерацию МСК вносят, мигрируя в зону повреждения и дифференцируясь в ее функциональные элементы для замещения утраченных компонентов ткани. Однако при трансплантациях МСК оказалось, что лишь относительно небольшая доля клеток способна к интеграции в ткани реципиента. В исследованиях на животных с системным введением МСК при инфаркте миокарда (Ko, et al. 2008), неврологических заболеваниях (Safford, et al. 2004) и аутоиммунных расстройствах (González, et al. 2009) практически не было обнаружено встраивания этих клеток в зону повреждения. В настоящее время наиболее вероятным механизмом влияния МСК на репарацию называют их паракринную активность, поскольку среди секретируемых ими факторов обнаружено несколько десятков белков, регулирующих процессы репарации и иммуномодуляции (Kalinina, et al. 2015). В свете этих данных актуальным остается вопрос о механизмах запускающих изменения в секреции МСК в тканях под влиянием воспалительного процесса.

Еще одной важной частью действия МСК в регенеративных процессах является их способность к хоумингу - направленной миграции в зону повреждения. Хоуминг МСК - это сложный процесс, который зависит от скоординированного взаимодействия между хемокинами, рецепторами хемокинов, молекулами адгезии и

протеазами. Существует гипотеза, что воспалительное окружение способно активировать хоуминг МСК, но выявление механизмов данного процесса in vivo затруднено, особенно при системном введении клеток. Поэтому актуальной остается проблема разработки моделей in vitro взаимодействия МСК с иммунными клетками для установления механизмов запуска миграции МСК в зону повреждения. Таким образом, выяснение молекулярных механизмов активации МСК при воспалении имеет большое значение, как с фундаментальной точки зрения, так и для разработки новых терапевтические стратегий или оптимизации эффективности уже существующих методов клеточной терапии.

Цель исследования

Выявить изменения секреторной и миграционной активности, происходящие в МСК под влиянием воспалительных факторов, выделяемых макрофагами, и исследовать механизмы их активации.

Задачи исследования

1. На модели экспериментального воспаления in vitro оценить влияние паракринных факторов, выделяемых макрофагами, на продукцию цитокинов и хемокинов МСК человека.

2. Проанализировать изменения миграционной активности МСК при бесконтактном сокультивировании с макрофагами.

3. Выявить механизмы влияния макрофагов на миграцию МСК.

4. Определить влияние бесконтактного действия макрофагов на продукцию МСК белков внеклеточного матрикса.

Научная новизна

Исследованы изменения морфологии, секреции и миграции МСК при бесконтактном сокультивировании с макрофагами. Впервые показано, что хемокины, вырабатываемые моноцитами в первые сутки после активации макрофагальной дифференцировки, вызывают рост уровня экспрессии генов провоспалительных хемокинов и цитокинов в МСК. Впервые показано, что паракринные факторы макрофагов приводят к повышению чувствительности МСК к одному из основных хемоаттрактантов МСК - PDGF-BB. В работе предложен возможный молекулярный

механизм, объясняющий данный феномен. Впервые показана роль фибронектина в активации хоуминга МСК в провоспалительном окружении.

Практическая значимость работы

Разработана in vitro модель экспериментального воспаления, которая может быть использована для исследования механизмов активации МСК при развитии воспаления. Экспериментальные результаты работы и полученные данные о механизме хоуминга МСК могут быть использованы для оптимизации протоколов клеточной терапии и повышения ее эффективности и безопасности. Полученные фундаментальные данные о механизмах активации МСК и роли PDGF могут быть использованы для разработки новых подходов к стимуляции эндогенной регенерации.

Степень достоверности и апробация результатов

Полученные в ходе работы результаты были доложены на российских и зарубежных международных конференциях. Результаты были представлены на конгрессе ведущего научного сообщества - Федерации Европейского сообщества биохимиков (FEBS) в 2012 году и опубликованы в сборнике тезисов этого мероприятия. Также результаты были доложены на Всероссийской научной конференции «Стволовые клетки и регенеративная медицина» в 2010 и 2011 гг., Научной конференции молодых ученых «Фундаментальная наука и клиническая медицина» (2011 г.), конференциях «Биологическая подвижность: фундаментальная и прикладная наука» (2012 г.) и «Физиологические механизмы регуляции деятельности организма» (2012 г.).

Результаты, полученные во время работы над диссертацией, были использованы при выполнении государственного контракта по соглашению о субсидии № 14.607.21.0045 от 22 августа 2014 г. "Получение композиций, содержащих секретируемые компоненты стволовых клеток" (уникальный идентификатор проекта RFMEFI60714X0045).

По материалам диссертации опубликовано 15 печатных работ, из них - 5 в резензируемых журналах, входящих в перечень ВАК РФ.

Апробация работы состоялась 18 ноября 2014 г на совместном заседании кафедры биохимии и молекулярной медицины, лаборатории генных и клеточных технологий, лаборатории постгеномных технологий факультета фундаментальной медицины МГУ имени М.В. Ломоносова и лаборатории ангиогенеза ФГБУ РКНПК МЗ РФ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Общие принципы регенерации ткани

Под термином «регенерация» подразумевается способность живых организмов восстанавливать поврежденные ткани и органы. В зависимости от факторов, вызвавших повреждение, регенерация может быть как физиологической, так и репаративной. Физиологическая регенерация - это восстановление и обновление всех тканей, которое происходит на протяжении всей жизни. Классический пример физиологической регенерации - это гемопоэз, который происходит в костном мозге с участием гемопоэтических стволовых клеток (ГСК), открытых Александром Александровичем Максимовым в начале двадцатого века (Maximow 1909). Позднее в костном мозге Александром Яковлевичем Фриденштейном были обнаружены отличные от гематопоэтических клетки (Епеёеш!ет, е1 а1. 1966), также обладающие свойством стволовости - мезенхимные клетки (МСК). Позднее было показано, что МСК костного мозга играют ключевую роль в создании и поддержании ниши для ГСК костного мозга (Freidenstein, е1 а1. 1968; НогмЙ7, е1 а1. 2011) и в репаративной регенерации, которая происходит в результате повреждения ткани (Нотйз, et а1. 2008) (рисунок 1).

Рисунок 1. Гемопоэтические и стромальные клетки в костном мозге принимают участие в физиологической регенерации. © 2001 Те^е Wins1ow.

Репарация тканей всегда начинается с развития воспалительной реакции. Иммунные клетки, которые с первых минут появляются в зоне повреждения, вырабатывают факторы роста и цитокины. Эти белки стимулируют наступление

НК-КЛЕТКИ

<и V /

Г ЛИМФОЦИТЫ

НЕИТРОФИЛЫ БАЗОФИЛЫ

МИОЦИТОВ

следующей фазы регенерации - пролиферации и миграции клеток. В ходе этой фазы в зону повреждения начинают прорастать сосуды и нервы, сюда мигрируют как тканеспецифичные предшественники, формирующие функциональные элементы ткани, так и стромальные клетки, восстанавливающие каркас ткани (рисунок 2). По существующей гипотезе, важную роль в этом процессе играют МСК, которые способны взаимодействовать с иммунными клетками (Meirelles, et al. 2009) и модулировать воспалительный процесс с одной стороны, а с другой - стимулировать прогресс пролиферативной фазы регенерации за счет привлечения в поврежденную зону различных клеточных типов и поддержания их жизнеспособности, секреции внеклеточного матрикса и факторов роста (Brooke, et al. 2007). Конкретные механизмы стимуляции регенерации ткани с участием МСК широко обсуждаются в настоящее время.

повреждение 4

РйЭИН! 11« вмпалении ГывНОциТьИив крофаги, ШЧтрдфЧПИ, тррибдичты)

I

ПрОйутцЛ н ЦИТвкИНОв

*

П01*1Ш»-ии* ?нспр»мии piUtm^pW-t^ifTSpOi pWTi

I

М14 pa цм i| и ЛрвЛИфЕ-рДчиЛкЛЫбк

Формирование стронь«, вое стан of пен не КРОВОСИЗбженнч 1 нннервзцич

I

РЕПАРАЦИЯ II РЕГЕНЕРАЦИЯ ТКАНН

= ; пропмфррвинн

it линДОьртл

И

реьщн^саава

1Kb«

ЧИ-ТЫ чки днн медс-лн мкяиы

Рисунок 2. Схема событий при репаративной регенерации ткани.

1.2. Мезенхимные стромальные клетки (МСК): определение и общие

положения

Мезенхимные стромальные клетки (МСК) были открыты и охарактеризованы А.Я. Фриденштейном в 1966 году (Епеёеш1ет, е1 а1. 1966), когда впервые он обнаружил эти клетки в костном мозге. Позднее эти клетки были обнаружены и

!

описаны во многих органах и тканях и выделены в культуру. Полученные из разных источников, МСК характеризуются рядом общих свойств, среди которых фибробластоподобная морфология и высокая адгезия к пластику. Показано, что при определенных условиях относительно легко вызвать дифференцировку МСК in vitro в остео-, хондро-, и адипогенном направлениях (Caplan 1991). Исследования прошлых лет указывают, что помимо классических направлений дифференцировки МСК могут превращаться в миоциты (Bacou, et al. 2004), эндотелиальные (Oswald, et al. 2004) клетки сосудов, кардиомиоциты (Rangappa, et al. 2003), а также дифференцироваться в нейрональном направлении (Safford, et al. 2004) (рисунок 3).

Рисунок 3. Направления дифференцировки МСК, выделенных из жировой ткани. Адаптировано из обзора Калининой с соавт. (Kalinina, et al. 2011)

Однозначного маркера для МСК, культивируемых in vitro, не существует. Список существующих маркеров постоянно меняется и дополняется, однако согласно существующему Положению Международного Общества клеточной терапии (International Society for Cellular Therapy Statement), более 95% МСК человека должны экспрессировать такие маркеры как CD73 (экто-5' -нуклеаза), CD90 (THY1 - антиген тимоцитов) и CD105 (эндоглин), при этом экспрессия таких маркеров как CD14, CD19, CD34, CD45, CD79 и HLA-DR (человеческий лейкоцитарный антиген) (маркеры гематопоэтических стволовых клеток) должна наблюдаться не более чем у 1-2% клеток (Dominici, et al. 2006). Кроме того к маркерам МСК некоторые

исследователи относят CD44, CD71, ганглиозид GD2, STRO-1 и другие молекулы. Такое определение МСК не является исчерпывающим. Так, согласно некоторым исследованиям, свежевыделенные МСК костного мозга и жировой ткани, и могут содержать клетки несущие маркер CD34, характерный, для гемопоэтических стволовых клеток (Lin, et al. 2012). Ко второму пассажу клетки несущие данный маркер исчезают из популяции. (Lin, et al. 2012). По данным других исследователей, популяция МСК может содержать примеси клеток экспрессирующие маркеры CD45, или CD31, характерные для лейкоцитов и клеток эндотелия, соответственно. Кроме того, популяция МСК содержит около 0,3% клеток, несущих комбинацию маркеров, характерных для стволовых мезенхимных клеток (С D271, CD56 и MSCA-1 - антиген мезенхимных стволовых клеток) (Battula, et al. 2009). Количество разных субпопуляций в составе гетерогенной популяции МСК может существенно отличаться и по мнению исследователей зависит от типа ткани, донора и способа выделения клеток. Эти данные показывают, что определение МСК требует дальнейшей доработки и обсуждения.

In vivo МСК могут располагаться периваскулярно (Lin, et al. 2008) (рисунок 4), кроме того, показано, что большинство этих клеток in vitro экспрессируют поверхностные маркеры NG2 (антиген нейронов и глиальных клеток) и PDGFRß (CD140b, рецептор фактора роста, выделенного из тромбоцитов) (Maumus, et al. 2011; Traktuev, et al. 2008), что позволяет некоторым исследователям причислять их к перицитам (Shi, et al. 2003).

N

щ

* J

<

А.

Я

Рисунок 4. Морфология культивируемых МСК, (А); МСК в жировой ткани мыши, иммунофлуоресценция, красный - CD31, зеленый - МСК, синий - ядра DAPI (Б). Масштабный отрезок 100цм.

Впервые МСК были выделены и охарактеризованы в костном мозге, и большая часть исследований проведена на этих клетках. Позднее МСК были обнаружены во многих органах и тканях, таких как жировая ткань (Zuk, et al. 2001), плацента (In 't Anker, et al. 2004), кожа (Shih, et al. 2005), пуповина (Sarugaser, et al. 2005), пуповинная кровь (Erices, et al. 2000), пульпа зуба (Gronthos, et al. 2000), амниотическая жидкость (In 't Anker, et al. 2003), синовиальная мембрана (De Bari, et al. 2001), скелетные мышцы (Lecourt, et al. 2010), эндометрий (Chan, et al. 2004) и других. Фенотипически МСК, выделенные из костного мозга (МСК-КМ) и жировой ткани (МСК-ЖТ), имеют много общих характеристик. В таблице 1 представлена экспрессия поверхностных маркеров этих двух видов клеток. Однако вопрос об идентичности (в первую очередь функциональной) до сих пор остается открытым. Безусловно, преимущества использования МСК жировой ткани для терапевтических целей очевидны. Если количество МСК в костном мозге относительно невелико (1 из 25.000-100.000 ядерных клеток в костном мозге, что позволяет выделять порядка 1001000 клеток из 1 мл аспирата) и при этом уменьшается с возрастом пациента, то в сильно васкуляризированной жировой ткани число МСК достигает 2% от всех ядерных клеток, что позволяет выделить около 5000 клеток из 1 г жировой ткани (Strem, et al. 2005).

1.3. Источники получения МСК

Таблица 1. Набор поверхностных маркеров, характерных для МСК, выделенных из жировой ткани (ADSCs - adipose derived stem cells) и МСК костного мозга (MSCs - mesenchymal stem cells). Адаптировано из работы Strem и соавт. (Strem, et al. 2005).

Повгрхносгнын Паттгрн зкспрксын

маркер AD5.Cs. MSCs

CD1 _ 4-

сшо + 4-

CD 13 + 4-

CD29 + 4-

CD31 - —

CD34 - —

CD44 + 4-

CD4Î — —

пнм + —

CD4fc + 4-

CQS4 + 4-

СШ5 + 4-

СЕЙ? + 4-

CD90 + 4-

CDLW + 4-

СИП«! - 4-

CDII7 + 4-

CD 1-16 + 4-

CDltf + 4-

STRO-1 + ■Ь

Транскриптомный и протеомный профиль МСК, выделенных из костного мозга и жировой ткани, во многом схож, однако существуют отличия (Izadpanah, et al. 2006; Park, et al. 2007). Группа ученых проанализировала экспрессию 384 генов в двух этих типах клеток. 3,4% всех проанализированных генов экспрессировались только в одной из популяций МСК, а 9,7% генов обладали разным уровнем экспрессиии в костномозговых МСК и МСК выделенных из жировой ткани (Noël, et al. 2008). Гены, экспрессированные только в костномозговых МСК, относились к WNT-сигналингу (WNT11, WNT7B, SOX6), в то время как МСК, выделенные из жировой ткани экспрессировали гены, вовлеченные в межклеточные взаимодействия (CCL3, FGF9, IL1R2, KDR) и контроль транскрипции. Протеомный анализ (2D электрофорез) показал, что 23% белков секретируются одним типом МСК, а 18%

белков секретируются MCK-KM и MCK-ЖТ на разном уровне (Noël, et al. 2008). Kак будет рассмотрено дальше, секреция белков является одним из основных механизмов участия MCK в репарации и регенерации, поэтому выявление таких различий является важной частью исследования этих типов клеток.

1.4. Роль МСК в регенерации и репарации: секреторные свойства

Mезенхимные клетки играют важную роль как в физиологической (Chan, et al. 2004), так и в регенеративной репарации, т.е. восстановлении ткани после повреждения. Mногими исследователями на моделях in vivo была показана эффективность введения MCK для восстановления ткани после определенных повреждений, в том числе для лечения трофических язв и ожогов (Kim, et al. 2009; Natesan, et al. 2011), инфаркта миокарда (Gimble, et al. 2007; Madonna, et al. 2009; Nombela-Arrieta, et al. 2011; Pittenger, et al. 2004), повреждения легких (Nombela-Arrieta, et al. 2011), мышц, печени и почек (Nauta 2007; Nombela-Arrieta, et al. 2011), спинного и головного мозга (при инсультах и нейродегенеративных заболеваниях) (Hofstetter, et al. 2002; Riordan, et al. 2009; Sasaki, et al. 2009; Yoon, et al. 2007; Zuk 2010). ^оме того, доказана способность MCK стимулировать ангиогенез (Gimble, et al. 2007; Miyahara, et al. 2006; Nakagami, et al. 2006; Rehman, et al. 2004; Rubina, et al. 2009) и восстановление периферической иннервации (Carlson, et al. 2011; Kucerova, et al. 2007; Lopatina, et al. 2011; Pittenger, et al. 2004; Traktuev, et al. 2008).

По данным NIH (National Institute of Health) (ClinicalTrials.gov) на конец 2016 года в мире проводится более 5776 клинических исследований с применением стволовых клеток, из которых значительная часть (666, около 11,5%) проводятся с использованием мезенхимных стромальных клеток. MCK стали одним из наиболее распространенных и эффективных объектов для клеточной терапии благодаря безопасности их использования в практике, перспективным клиническим эффектам и относительно невысоким экономических затратам, с которыми связано их применение. Однако до сих пор механизмы действия MCK in vivo продолжают обсуждаться, и наше представление о них меняется в свете накапливаемой информации.

Впервые МСК были успешно применены в клинике в середине 1990х, когда аутологичные клетки были использованы в терапии пациентов с раком молочной железы, которым проводилась аутологичная трансплантация гематопоэтических клеток (I стадия исследования) (Lazarus, et al. 1995). Предложенный механизм основывался на способности МСК мигрировать в костный мозг и восстанавливать его микроокружение. После того, как была показана их безопасность, была проведена II фаза испытаний, в которой показали, что совместное введение МСК и ГСК приводит к уменьшению периода встраивания ГСК и восстановления гемопоэза (Ko?, et al. 2000). Таким образом была показана способность МСК при системном введении мигрировать в ткань и поддерживать гемопоэз.

Изучение механизма реализации этой функции МСК привели к обнаружению в костном мозге популяции МСК, экспрессирующих один из белков промежуточных филаментов - нестин. Авторы показали, что именно нестин-положительные клетки обладают свойствами стволовости и выполняют функцию регуляции состояния ГСК, т.е. участвуют в создании кроветворной ниши (Mendez-Ferrer, et al. 2010). В дальнейшем такие клетки (MSC-nestin+) были обнаружены в жировой ткани, причем доказано их происхождение из нервного гребня (Sowa, et al. 2013).

Другой особенностью МСК, определяющей их участие в регенеративных процессах считается их способность к дифференцировке в функционально активные элементы ткани. В 1995 году было проведено исследование, которое показало распределение генетически меченых МСК, введенных системно. Клетки, введенные мыши в хвостовую вену, были обнаружены в костном мозге, селезенке, костях, легких и хрящах животных-реципиентов (Pereira, et al. 1995). Авторы показали, что раз МСК способны мигрировать в костную ткань in vivo и дифференцироваться в кость in vitro, в модели несовершенного остеогенеза у мышей они будут способны встраиваться в костную ткань и вносить свой вклад в синтез нормального коллагена (Pereira, et al. 1998). Эти исследования на мышах стали отправной точкой для первого клинического исследования по пересадке костного мозга детям, страдающим несовершенным остеогенезом. При этом впервые костный мозг был использован не как источник ГСК, а как источник МСК (Horwitz, et al. 1999). В следующем исследовании была показана

эффективность введения аллогенных культивированных МСК при несовершенном остеогенезе (Horwitz, et al. 2002). В обоих исследованиях был показан благотворный эффект введения МСК на толщину костей и минерализацию, что дало основания полагать, что МСК могут участвовать в формировании костной ткани.

Таким образом, в пользу эффективности введения МСК, говорило предположение о дифференцировке введенных клеток в функциональные компоненты поврежденной ткани в зависимости от микроокружения. Однако исследования достоверно подтвердили лишь дифференцировку МСК in vivo в клетки мезенхимной линии. Важно отметить, что есть лишь два заболевания, при которых системное введение МСК приводит именно к встраиванию клеток в ткань. У человека - это несовершенный остеогенез (Horwitz, et al. 2002) и реакция трансплантат против хозяина - GVHD (Le Blanc, et al. 2004). Несмотря на то, что in vivo в популяции мезенхимных клеток обнаруживается экспрессия маркеров кардиомиоцитов, нейронов, глии (астроцитов и олигодендроцитов), эти данные не подтверждены появлением, например, функциональных кардиомиоцитов, дифференцированных из экзогенных МСК. В доклинических исследованиях системного введения МСК при остром инфаркте миокарда, нейрональных заболеваниях и аутоиммунных расстройствах практически не обнаруживали встраивания этих клеток в поврежденную зону. Таким образом, данный механизм встраивания МСК и дифференцировки их в функциональные элементы ткани, вероятно, не является основным при трансплантации МСК.

Другим механизмом, определяющим участие МСК в репарации, может быть слияние клеток. Во-первых, в 2007 году было показано, что трансплантированные МСК могут служить донорами митохондрий для клеток поврежденных тканей, таким образом, поддерживая их аэробный метаболизм (Gimble, et al. 2007). Позднее был зафиксирован факт слияния МСК с клетками других тканей (нейронами, кардиомиоцитами, гепатоцитами) (Alvarez-Dolado, et al. 2003; Nombela-Arrieta, et al. 2011). Другая группа исследователей, обнаружившая встраивание экзогенных МСК -КМ в зону инфаркта миокарда, обсуждает возможность слияния МСК и кардиомиоцитов (Hatzistergos, et al. 2010). Однако доля встроившихся в

поврежденную ткань МСК относительно невысока, т.е. этот путь тоже не может вносить существенного вклада в регенерацию.

Объем данных, накопленных за последние годы, привел исследователей к выводу, что основной вклад в регенерацию МСК вносят за счет секретируемых факторов. В паракринном действии вводимых МСК можно выделить трофическую составляющую, иммуномодулирующее действие, антифибротическое действие и хемоаттрактивный эффект. К трофическим эффектам можно отнести антиапоптотическое, ангиогенное и поддерживающее действие (к последнему относят стимуляцию пролиферации и дифференцировки тканеспецифичных предшественников). Число известных молекул, опосредующих эти эффекты, растет с каждым днем, часть этих факторов представлена в таблице 2.

Таблица 2. Трофические и иммуномодуляторные факторы, секретируемые

МСК.

Эффект Молекулы

Антиапоптотический VEGF, HGF, IGF-1, TGFp, bFGF, GM-CSF, stanniocalcin-1

Иммуномодуляторный PGE-2, TGFp, HGF, mpCCL2, IDO, iNOS, HLA-G5, LIF

Антифибротический bFGF, HGF, adrenomedullin

Поддерживающий (в т.ч. гемопоэз) SCF, LIF, IL-6, M-CSF, SDF-1, angiopoetin-1

Ангиогенный bFGF, VEGF, PIGH, MCP-1, IL-6, ECM

Хемоаттрактивный CCL2, CCL3, CCL4, CCL5, CCL7, CCL20, CL26, CX3CL1, CXCL5, CXCL11, CXCL1, CXCL2, CXCL8, CCL10, CXCL12

1. Антиапоптотический и протективный эффекты

При введении МСК для лечения острых повреждений тканей в первую очередь исследователи ожидают снижение уровня гибели клеток реципиента, и этот эффект наблюдается как во многих моделях in vivo, так и в экспериментах по

сокультивированию клеток. Так, в модели острого повреждения почек введенные МСК прикреплялись к сосудам микроциркуляторного русла почек и снижали уровень апоптоза среди близлежащих клеток. С целью выявить протективные факторы, авторы проанализировали среду, кондиционированную МСК, и обнаружили в ней факторы УЕОБ (фактор роста эндотелия сосудов), ИОБ (фактор роста гепатоцитов) и ЮБ-1 (инсулиноподобный фактор роста-1), которые стимулируют рост и выживаемость эндотелиальных клеток (Toge1, et а1. 2007). МСК снижают уровень апоптоза фибробластов, облученных ультрафиолетом, и опухолевых клеток эпителия легких, культивируемых в условиях низкого рИ и гипоксии Авторы считают, что за этот эффект может отвечать станниокальцин-1, секретируемый МСК. МСК, выделенные из жировой ткани, экспрессируют такие молекулы, как ИОБ, УЕОБ, TGFp (трансформирующий фактор роста Р), ЬБОБ (основный фактор роста фибробластов), ОМ-СББ (гранулоцитарный макрофагальный

колониестимулирующий фактор), причем их концентрация растет в условиях гипоксии. Гипоксия в ткани наблюдается в первое время после повреждения, и секреция МСК анти-апоптотических факторов на этой стадии снижает уровень клеточной гибели в окружающих тканях. На модели ишемии нижней конечности мышей было показано, что введение культивируемых МСК, выделенных из жировой ткани, приводит к снижению размера зоны некроза и улучшению перфузии (БЬеуеЬепко, е1 а1. 2013).

2. Антифибротическое действие

Антифибротический эффект МСК был показан на нескольких животных моделях. Основываясь на имеющихся данных, можно сказать, что введение МСК эффективно только на ранних стадиях до развития массивного фиброза (Ме^еЦеБ Ьёа, е1 а1. 2009). Недавно была показана роль ЬБОБ и ИОБ в предотвращении фиброза на мышиной модели ишемии-реперфузии жировой ткани. Блокирующие антитела к ЬБОБ снижали уровень пролиферации СВ34+СВ31-стромальных/периваскулярных клеток (которые авторы рассматривают как МСК) в поврежденной ткани, что приводило к снижению уровня фиброза. Антитела к ИОБ не влияли на пролиферацию МСК, но при их инъекции в поврежденную ткань развивался выраженный фиброз

(Suga, et al. 2009). Это исследование показывает, что при повреждении ткани стромальные клетки, расположенные периваскулярно, начинают пролиферировать и синтезировать HGF, который обуславливает антифибротический эффект. В свете этих данных можно рассматривать внесение культивированных МСК в зону повреждения с целью локального производства HGF (и, возможно, других антифибротических факторов) для предотвращения развития фиброза. На модели инфаркта у крыс было показано, что трансплантация МСК снижает уровень фиброза в сердечной мышце, а одним из факторов, опосредующих этот эффект, оказался адреномедуллин (Li, et al. 2009).

3. Стимуляция роста, пролиферации и дифференцировки локальных клеток-предшественников

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Макаревич, Ольга Александровна, 2016 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Онищенко Г.Е. Центриолярный и центросомный цикл при дифференцировке и патологии / Онищенко Г.Е. — Москва : Москва, 1993. — С. 257.

2. Abbott J.D., Huang Y., Liu D., Hickey R., Krause D.S., Giordano F.J. Stromal cell-derived factor-1a plays a critical role in stem ell recruitment to the heart after myocardial infarction but is not sufficient to induce homing in the absence of injury // Circulation. 2004. Т. 110. №21. - С. 3300-3305.

3. Akiyama K., Chen C., Wang D., Xu X., Qu C., Yamaza T., Cai T., Chen W., Sun L., Shi S. Mesenchymal-stem-cell-induced immunoregulation involves FAS-ligand-/FAS-mediated T Cell apoptosis // Cell Stem Cell. 2012. Т. 10. №5. - С. 544-555.

4. Alexandrova A.Y., Arnold K., Schaub S., Vasiliev J.M., Meister J.J., Bershadsky A.D., Verkhovsky A.B. Comparative dynamics of retrograde actin flow and focal adhesions: formation of nascent adhesions triggers transition from fast to slow flow // PLoS One. 2008. №1932-6203 (Electronic).

5. Alvarez-Dolado M., Pardal R., Garcia-Verdugo J.M., Fike J.R., Lee H.O., Pfeffer K., Lois C., Morrison S.J., Alvarez-Buylla A. Fusion of bone-marrow-derived cells with Purkinje neurons, cardiomyocytes and hepatocytes // Nature. 2003. Т. 425. №6961. - С. 968-973.

6. Andres P.G., Beck P.L., Mizoguchi E., Mizoguchi A., Bhan A.K., Dawson T., Kuziel W.A., Maeda N., MacDermott R.P., Podolsky D.K., Reinecker H.-C. Mice with a selective deletion of the CC chemokine receptors 5 or 2 are protected from dextran sodium sulfate-mediated colitis: lack of CC chemokine receptor 5 expression results in a NK1.1+ lymphocyte-associated Th2-type immune response in the intestine // The Journal of Immunology. 2000. Т. 164. №12. - С. 6303-6312.

7. Antebi B., Zhang Z., Wang Y., Lu Z., Chen X.D., Ling J. Stromal-cell-derived extracellular matrix promotes the proliferation and retains the osteogenic differentiation capacity of mesenchymal stem cells on three-dimensional scaffolds // Tissue Eng Part C Methods. 2015. Т. 21. №2. - С. 171-181.

8. Anton K., Banerjee D., Glod J. Macrophage-associated mesenchymal stem cells assume an activated, migratory, pro-inflammatory phenotype with increased IL-6 and CXCL10 secretion // PLoS One. 2012. T. 7. №4. - C. e35036.

9. Asai A., Nakamura K., Kobayashi M., Herndon D.N., Suzuki F. CCL1 released from M2b macrophages is essentially required for the maintenance of their properties // Journal of Leukocyte Biology. 2012. T. 92. №4. - C. 859-867.

10. Asari S., Itakura S., Ferreri K., Liu C.-P., Kuroda Y., Kandeel F., Mullen Y. Mesenchymal stem cells suppress B-cell terminal differentiation // Experimental Hematology. 2009. T. 37. №5. - C. 604-615.

11. Ashcroft G.S., Yang X., Glick A.B., Weinstein M., Letterio J.J., Mizel D.E., Anzano M., Greenwell-Wild T., Wahl S.M., Deng C., Roberts A.B. Mice lacking Smad3 show accelerated wound healing and an impaired local inflammatory response // Nat Cell Biol. 1999. T. 1. №5. - C. 260-266.

12. Askari A.T., Unzek S., Popovic Z.B., Goldman C.K., Forudi F., Kiedrowski M., Rovner A., Ellis S.G., Thomas J.D., DiCorleto P.E., Topol E.J., Penn M.S. Effect of stromal-cell-derived factor 1 on stem-cell homing and tissue regeneration in ischaemic cardiomyopathy // The Lancet. 2003. T. 362. №9385. - C. 697-703.

13. Aubin J.E., Osborn M., Franke W.W., Weber K. Intermediate filaments of the vimentin-type and the cytokeratin-type are distributed differently during mitosis // Experimental Cell Research. 1980. T. 129. №1. - C. 149-165.

14. Auwerx J. The human leukemia cell line, THP-1: a multifacetted model for the study of monocyte-macrophage differentiation // Experientia. 1991. T. 47. №1. - C. 22-31.

15. Bacou F., el Andalousi R.B., Daussin P.A., Micallef J.P., Levin J.M., Chammas M., Casteilla L., Reyne Y., Nougues J. Transplantation of adipose tissue-derived stromal cells increases mass and functional capacity of damaged skeletal muscle // Cell Transplant. . 2004. T. 13(2). №0963-6897. - C. 103-111.

16. Baggiolini M., Walz A., Kunkel S.L. Neutrophil-activating peptide-1/interleukin 8, a novel cytokine that activates neutrophils // J Clin Invest. 1989. T. 84. №4. - C. 10451049.

17. Barminko J., Kim J.H., Otsuka S., Gray A., Schloss R., Grumet M., Yarmush M.L. Encapsulated mesenchymal stromal cells for in vivo transplantation // Biotechnology and Bioengineering. 2011. T. 108. №11. - C. 2747-2758.

18. Barna B.P., Pettay J., Barnett G.H., Zhou P., Iwasaki K., Estes M.L. Regulation of monocyte chemoattractant protein-1 expression in adult human nonneoplastic astrocytes is sensitive to tumor-necrosis-factor (TNF) or antibody to the 55-kda TNF receptor // Journal of Neuroimmunology. 1994. T. 50. №1. - C. 101-107.

19. Battula V.L., Treml S., Bareiss P.M., Gieseke F., Roelofs H., de Zwart P., Müller I., Schewe B., Skutella T., Fibbe W.E., Kanz L., Bühring H.-J. Isolation of functionally distinct mesenchymal stem cell subsets using antibodies against CD56, CD271, and mesenchymal stem cell antigen-1 // Haematologica. 2009. T. 94. №2. - C. 173-184.

20. Benvenuto F., Ferrari S., Gerdoni E., Gualandi F., Frassoni F., Pistoia V., Mancardi G., Uccelli A. Human mesenchymal stem cells promote survival of T cells in a quiescent state // Stem Cells. 2007. T. 25. №7. - C. 1753-1760.

21. Bershadsky A.D., Ballestrem C., Carramusa L., Zilberman Y., Gilquin B., Khochbin S., Alexandrova A.Y., Verkhovsky A.B., Shemesh T., Kozlov M.M. Assembly and mechanosensory function of focal adhesions: experiments and models // Eur J Cell Biol. 2006. T. 85. №3-4. - C. 165-173.

22. Bigildeev A.E., Zezina E.A., Shipounova I.N., Drize N.J. Interleukin-1 beta enhances human multipotent mesenchymal stromal cell proliferative potential and their ability to maintain hematopoietic precursor cells // Cytokine. 2015. T. 71. №2. - C. 246-254.

23. Boomsma R.A., Geenen D.L. Mesenchymal stem cells secrete multiple cytokines that promote angiogenesis and have contrasting effects on chemotaxis and apoptosis // PLoS One. 2012. T. 7. №4. - C. e35685.

24. Brancato S.K., Albina J.E. Wound macrophages as key regulators of repair: origin, phenotype, and function // The American Journal of Pathology. 2011. T. 178. №1. - C. 19-25.

25. Brooke G., Cook M., Blair C., Han R., Heazlewood C., Jones B., Kambouris M., Kollar K., McTaggart S., Pelekanos R. Therapeutic applications of mesenchymal stromal cells // Semin Cell Dev Biol. 2007. T. 18. №6. - C. 846-858.

26. Brooke G., Tong H., Levesque J.P., Atkinson K. Molecular trafficking mechanisms of multipotent mesenchymal stem cells derived from human bone marrow and placenta // Stem Cells Dev. 2008. T. 17. №5. - C. 929-940.

27. Brown B.N., Ratner B.D., Goodman S.B., Amar S., Badylak S.F. Macrophage polarization: An opportunity for improved outcomes in biomaterials and regenerative medicine // Biomaterials. 2012. T. 33. №15. - C. 3792-3802.

28. Cai Q., Lanting L., Natarajan R. Interaction of monocytes with vascular smooth muscle cells regulates monocyte survival and differentiation through distinct pathways // Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2004. T. 24. №12. - C. 2263-2270.

29. Cantley L.C. The phosphoinositide 3-kinase pathway // Science. 2002. T. 296. №5573. - C. 1655-1657.

30. Cao J., Wang L., Du Z.-j., Liu P., Zhang Y.-b., Sui J.-f., Liu Y.-p., Lei D.-l. Recruitment of exogenous mesenchymal stem cells in mandibular distraction osteogenesis by the stromal cell-derived factor-1/chemokine receptor-4 pathway in rats // British Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 2013. T. 51. №8. - C. 937-941.

31. Caplan A.I. Mesenchymal stem cells // J Orthop Res. 1991. T. 9(5). №0736-0266 (Print). - C. 641-650.

32. Carlson K.B., Singh P., Feaster M.M., Ramnarain A., Pavlides C., Chen Z.L., Yu W.M., Feltri M.L., Strickland S. Mesenchymal stem cells facilitate axon sorting, myelination, and functional recovery in paralyzed mice deficient in Schwann cell-derived laminin // Glia. 2011. T. 59. №2. - C. 267-277.

33. Carrion F.A., Figueroa F.E. Mesenchymal stem cells for the treatment of systemic lupus erythematosus: is the cure for connective tissue diseases within connective tissue? // Stem Cell Res Ther. 2011. T. 2. №3. - C. 23.

34. Chabannes D., Hill M., Merieau E., Rossignol J., Brion R., Soulillou J.P., Anegon I., Cuturi M.C. A role for heme oxygenase-1 in the immunosuppressive effect of adult rat and human mesenchymal stem cells // Blood. 2007. T. 110. №10. - C. 3691-3694.

35. Chan R.W.S., Schwab K.E., Gargett C.E. Clonogenicity of Human Endometrial Epithelial and Stromal Cells // Biology of Reproduction. 2004. T. 70. №6. - C. 17381750.

36. Chen P.-M., Yen M.-L., Liu K.-J., Sytwu H.-K., Yen B.L. Immunomodulatory properties of human adult and fetal multipotent mesenchymal stem cells // Journal of Biomedical Science. 2011. T. 18. №1. - C. 49.

37. Clark-Lewis I., Mattioli I., Gong J.-H., Loetscher P. Structure-Function Relationship between the Human Chemokine Receptor CXCR3 and Its Ligands // Journal of Biological Chemistry. 2003. T. 278. №1. - C. 289-295.

38. Cole K.E., Strick C.A., Paradis T.J., Ogborne K.T., Loetscher M., Gladue R.P., Lin W., Boyd J.G., Moser B., Wood D.E., Sahagan B.G., Neote K. Interferon-inducible T cell alpha chemoattractant (I-TAC): a novel non-ELR CXC chemokine with potent activity on activated T cells through selective high affinity binding to CXCR3 // The Journal of Experimental Medicine. 1998. T. 187. №12. - C. 2009-2021.

39. Colvin R.A., Campanella G.S.V., Sun J., Luster A.D. Intracellular domains of CXCR3 that mediate CXCL9, CXCL10, and CXCL11 function // Journal of Biological Chemistry. 2004. T. 279. №29. - C. 30219-30227.

40. Combadiere C., Ahuja S.K., Van Damme J., Tiffany H.L., Gao J.-L., Murphy P.M. Monocyte chemoattractant protein-3 is a functional ligand for CC chemokine receptors 1 and 2B // Journal of Biological Chemistry. 1995. T. 270. №50. - C. 29671-29675.

41. Crop M.J., Baan C.C., Korevaar S.S., Ijzermans J.N., Pescatori M., Stubbs A.P., van Ijcken W.F., Dahlke M.H., Eggenhofer E., Weimar W., Hoogduijn M.J. Inflammatory conditions affect gene expression and function of human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells // Clin Exp Immunol. 2010. T. 162. - C. 474-486.

42. Cushing S.D., Berliner J.A., Valente A.J., Territo M.C., Navab M., Parhami F., Gerrity R., Schwartz C.J., Fogelman A.M. Minimally modified low density lipoprotein induces monocyte chemotactic protein 1 in human endothelial cells and smooth muscle cells // Proc Natl Acad Sci U S A. 1990. T. 87. №13. - C. 5134-5138.

43. Cutler A.J., Limbani V., Girdlestone J., Navarrete C.V. Umbilical cord-derived mesenchymal stromal cells modulate monocyte function to suppress T cell proliferation // The Journal of Immunology. 2010. T. 185. №11. - C. 6617-6623.

44. De Bari C., Dell'Accio F., Tylzanowski P., Luyten F.P. Multipotent mesenchymal stem cells from adult human synovial membrane // Arthritis & Rheumatism. 2001. T. 44. №8. - C. 1928-1942.

45. De Donatis A., Comito G., Buricchi F., Vinci M.C., Parenti A., Caselli A., Camici G., Manao G., Ramponi G., Cirri P. Proliferation versus migration in platelet-derived growth factor signaling: the key role of endocytosis // Journal of Biological Chemistry. 2008. T. 283. №29. - C. 19948-19956.

46. DiPietro L.A., Burdick M., Low Q.E., Kunkel S.L., Strieter R.M. MIP-1alpha as a critical macrophage chemoattractant in murine wound repair // J Clin Invest. 1998. T. 101. №8. - C. 1693-1698.

47. Djouad F., Charbonnier L.-M., Bouffi C., Louis-Plence P., Bony C., Apparailly F., Cantos C., Jorgensen C., Noël D. Mesenchymal stem cells inhibit the differentiation of dendritic cells through an interleukin-6-dependent mechanism // Stem Cells. 2007. T. 25. №8. - C. 2025-2032.

48. Dominici M., Le Blanc K., Mueller I., Slaper-Cortenbach I., Marini F., Krause D., Deans R., Keating A., Prockop D., Horwitz E. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement // Cytotherapy. 2006. T. 8. №4. - C. 315-317.

49. Dwyer R.M., Potter-Beirne S.M., Harrington K.A., Lowery A.J., Hennessy E., Murphy J.M., Barry F.P., O'Brien T., Kerin M.J. Monocyte chemotactic protein-1 secreted by primary breast tumors stimulates migration of mesenchymal stem cells // Clinical Cancer Research. 2007. T. 13. №17. - C. 5020-5027.

50. Eggenhofer E., Hoogduijn M. Mesenchymal stem cell-educated macrophages // Transplantation Research. 2012. T. 1. №1. - C. 12.

51. English K., Ryan J.M., Tobin L., Murphy M.J., Barry F.P., Mahon B.P. Cell contact, prostaglandin E2 and transforming growth factor beta 1 play non-redundant roles in human mesenchymal stem cell induction of CD4+CD25Highforkhead box P3+ regulatory T cells // Clinical & Experimental Immunology. 2009. T. 156. №1. - C. 149160.

52. Erices A., Conget P., Minguell J.J. Mesenchymal progenitor cells in human umbilical cord blood // Br J Haematol. 2000. T. 109. №1. - C. 235-242.

53. Fang B., Song Y., Zhao R.C., Han Q., Lin Q. Using human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells as salvage therapy for hepatic graft-versus-host disease resembling acute hepatitis // Transplantation Proceedings. 2007. T. 39. №5. - C. 17101713.

54. Freidenstein A.J., Petrakova K.V., Kurolesova A.I., Frolova G.P. Heterotopic of bone marrow. Analysis of precursor cells for osteogenic and hematopoietic tissues. // Transplantation. 1968. T. 6. №2. - C. 230-247.

55. Friedenstein A.J., Piatetzky-Shapiro I.I., Petrakova K.V. Osteogenesis in transplants of bone marrow cells // Journal of Embryology and Experimental Morphology. 1966. T. 16. №3. - C. 381-390.

56. Friedl P., Zallen J.A. Dynamics of cell-cell and cell-matrix interactions in morphogenesis, regeneration and cancer // Curr Opin Cell Biol. 2010. T. 22. №5. - C. 557-559.

57. Friedland J.C., Lee M.H., Boettiger D. Mechanically activated integrin switch controls alpha5beta1 function // Science. 2009. T. 323. №5914. - C. 642-644.

58. Fuentes M.E., Durham S.K., Swerdel M.R., Lewin A.C., Barton D.S., Megill J.R., Bravo R., Lira S.A. Controlled recruitment of monocytes and macrophages to specific organs through transgenic expression of monocyte chemoattractant protein-1 // The Journal of Immunology. 1995. T. 155. №12. - C. 5769-5776.

59. Gao F., Wu D.-Q., Hu Y.-H., Jin G.-X., Li G.-D., Sun T.-W., Li F.-J. In vitro cultivation of islet-like cell clusters from human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells // Translational Research. 2008. T. 151. №6. - C. 293-302.

60. Garg A., Houlihan D.D., Aldridge V., Suresh S., Li K.K., King A.L., Sutaria R., Fear J., Bhogal R.H., Lalor P.F., Newsome P.N. Non-enzymatic dissociation of human mesenchymal stromal cells improves chemokine-dependent migration and maintains immunosuppressive function // Cytotherapy. 2014. T. 16. №4. - C. 545-559.

61. Ghadge S.K., Mühlstedt S., Özcelik C., Bader M. SDF-1a as a therapeutic stem cell homing factor in myocardial infarction // Pharmacology & Therapeutics. 2011. T. 129. №1. - C. 97-108.

62. Ghannam S., Bouffi C., Djouad F., Jorgensen C., Noel D. Immunosuppression by mesenchymal stem cells: mechanisms and clinical applications // Stem Cell Research & Therapy. 2010. T. 1. №1. - C. 2.

63. Gimble J.M., Katz A.J., Bunnell B.A. Adipose-derived stem cells for regenerative medicine // Circulation Research. 2007. T. 100. №9. - C. 1249-1260.

64. Gleichmann M., Gillen C., Czardybon M., Bosse F., Greiner-Petter R., Auer J., Muller H.W. Cloning and characterization of SDF-1gamma, a novel SDF-1 chemokine transcript with developmentally regulated expression in the nervous system // European Journal of Neuroscience. 2000. T. 12. №6. - C. 1857-1866.

65. González M.A., Gonzalez-Rey E., Rico L., Büscher D., Delgado M. Adipose-derived mesenchymal stem cells alleviate experimental colitis by inhibiting inflammatory and autoimmune responses // Gastroenterology. 2009. T. 136. №3. - C. 978-989.

66. Gordon M.K., Hahn R.A. Collagens // Cell Tissue Res. 2010. T. 339. №1. - C. 247257.

67. Gordon S. Alternative activation of macrophages // Nat Rev Immunol. 2003. T. 3. №1. - C. 23-35.

68. Goren I., Allmann N., Yogev N., Schürmann C., Linke A., Holdener M., Waisman A., Pfeilschifter J., Frank S. A transgenic mouse model of inducible macrophage depletion: effects of diphtheria toxin-driven lysozyme m-specific cell lineage ablation on wound inflammatory, angiogenic, and contractive processes // The American Journal of Pathology. 2009. T. 175. №1. - C. 132-147.

69. Gregory H., Young J., Schröder J.-M., Mrowietz U., Christophers E. Structure determination of a human lymphocyte derived neutrophil activating peptide (LYNAP) // Biochemical and Biophysical Research Communications. 1988. T. 151. №2. - C. 883890.

70. Gronthos S., Mankani M., Brahim J., Robey P.G., Shi S. Postnatal human dental pulp stem cells (DPSCs) in vitro and in vivo // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2000. T. 97. №25. - C. 13625-13630.

71. Gunn M.D., Nelken N.A., Liao X., Williams L.T. Monocyte chemoattractant protein-1 is sufficient for the chemotaxis of monocytes and lymphocytes in transgenic mice but requires an additional stimulus for inflammatory activation // The Journal of Immunology. 1997. T. 158. №1. - C. 376-383.

72. Hao L., Wang J.C., Zou Z.M., Yan G., Dong S., Deng J., Ran X., Feng Y., Luo C., Wang Y., Cheng T. Transplantation of BMSCs expressing hPDGF-A/hBD2 promotes wound healing in rats with combined radiation-wound injury // Gene Therapy. 2009. T. 16 №1. - C. 34-42.

73. Haque N.S., Fallon J.T., Pan J.J., Taubman M.B., Harpel P.C. Chemokine receptor-8 (CCR8) mediates human vascular smooth muscle cell chemotaxis and metalloproteinase-2 secretion // Blood. 2004. T. 103. №4. - C. 1296-1304.

74. Harpel P.C., Haque N.S. Chemokine receptor-8: potential role in atherogenesis // Isr Med Assoc J. 2002. №1565-1088 (Print).

75. Hatzistergos K.E., Quevedo H., Oskouei B.N., Hu Q., Feigenbaum G.S., Margitich I.S., Mazhari R., Boyle A.J., Zambrano J.P., Rodriguez J.E., Dulce R., Pattany P.M., Valdes D., Revilla C., Heldman A.W., McNiece I., Hare J.M. Bone marrow mesenchymal stem cells stimulate cardiac stem cell proliferation and differentiation // Circ Res. 2010. T. 107. №7. - C. 913-922.

76. Heissig B., Dhahri D., Eiamboonsert S., Salama Y., Shimazu H., Munakata S., Hattori K. Role of mesenchymal stem cell-derived fibrinolytic factor in tissue regeneration and cancer progression // Cell Mol Life Sci. 2015. T. 72. №24. - C. 4759-4770.

77. Hoffmann E., Dittrich-Breiholz O., Holtmann H., Kracht M. Multiple control of interleukin-8 gene expression // Journal of Leukocyte Biology. 2002. T. 72. №5. - C. 847-855.

78. Hofstetter C.P., Schwarz E.J., Hess D., Widenfalk J., El Manira A., Prockop D.J., Olson L. Marrow stromal cells form guiding strands in the injured spinal cord and promote recovery // Proc Natl Acad Sci U S A. 2002. T. 99. №4. - C. 2199-2204.

79. Horwitz E.F., Dominici M. How do mesenchymal stromal cells exert their therapeutic benefit? // Cytotherapy. 2008. T. 10. №8. - C. 771-774.

80. Horwitz E.M., Gordon P.L., Koo W.K.K., Marx J.C., Neel M.D., McNall R.Y., Muul L., Hofmann T. Isolated allogeneic bone marrow-derived mesenchymal cells engraft and stimulate growth in children with osteogenesis imperfecta: Implications for cell therapy of bone // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2002. T. 99. №13. - C. 8932-8937.

81. Horwitz E.M., Maziarz R.T., Kebriaei P. MSCs in hematopoietic cell transplantation // Biology of Blood and Marrow Transplantation. 2011. T. 17. №1. - C. S21-S29.

82. Horwitz E.M., Prockop D.J., Fitzpatrick L.A., Koo W.W.K., Gordon P.L., Neel M., Sussman M., Orchard P., Marx J.C., Pyeritz R.E., Brenner M.K. Transplantability and therapeutic effects of bone marrow-derived mesenchymal cells in children with osteogenesis imperfecta // Nat Med. 1999. T. 5. №3. - C. 309-313.

83. Hou Y., Ryu C.H., Jun J.A., Kim S.M., Jeong C.H., Jeun S.S. IL-8 enhances the angiogenic potential of human bone marrow mesenchymal stem cells by increasing vascular endothelial growth factor // Cell Biol Int. 2014.

84. Hu C., Yong X., Li C., Lü M., Liu D., Chen L., Hu J., Teng M., Zhang D., Fan Y., Liang G. CXCL12/CXCR4 axis promotes mesenchymal stem cell mobilization to burn wounds and contributes to wound repair // Journal of Surgical Research. 2013. T. 183. №1. - C. 427-434.

85. Huang J., Zhang Z., Guo J., Ni A., Deb A., Zhang L., Mirotsou M., Pratt R.E., Dzau V.J. Genetic modification of mesenchymal stem cells overexpressing CCR1 increases cell viability, migration, engraftment, and capillary density in the injured myocardium // Circulation Research. 2010. T. 106. №11. - C. 1753-1762.

86. Hubert T., Perdu S., Vandekerckhove J., Gettemans J. gamma-Tubulin localizes at actin-based membrane protrusions and inhibits formation of stress-fibers // Biochem Biophys Res Commun. 2011. T. 408. №2. - C. 248-252.

87. Hung S.C., Pochampally R.R., Chen S.C., Hsu S.C., Prockop D.J. Angiogenic effects of human multipotent stromal cell conditioned medium activate the PI3K-Akt pathway

in hypoxic endothelial cells to inhibit apoptosis, increase survival, and stimulate angiogenesis // Stem Cells. 2007. T. 25. №9. - C. 2363-2370.

88. Hynes R.O. The extracellular matrix: not just pretty fibrils // Science. 2009. T. 326. №5957. - C. 1216-1219.

89. In 't Anker P.S., Scherjon S.A., Kleijburg-van der Keur C., de Groot-Swings G.M., Claas F.H., Fibbe W.E., Kanhai H.H. Isolation of mesenchymal stem cells of fetal or maternal origin from human placenta // Stem Cells. 2004. T. 22. №7. - C. 1338-1345.

90. In 't Anker P.S., Scherjon S.A., Kleijburg-van der Keur C., Noort W.A., Claas F.H., Willemze R., Fibbe W.E., Kanhai H.H. Amniotic fluid as a novel source of mesenchymal stem cells for therapeutic transplantation // Blood. 2003. T. 102. №4. - C. 1548-1549.

91. Izadpanah R., Trygg C., Patel B., Kriedt C., Dufour J., Gimble J.M., Bunnell B.A. Biologic properties of mesenchymal stem cells derived from bone marrow and adipose tissue // Journal of Cellular Biochemistry. 2006. T. 99. №5. - C. 1285-1297.

92. Croitoru-Lamoury J., Lamoury F.M., Zaunders J.J., Veas L.A., Brew B.J. Human mesenchymal stem cells constitutively express chemokines and chemokine receptors that can be upregulated by cytokines, IFN-beta, and Copaxone // J Interferon Cytokine Res. 2007. №1079-9907 (Print).

93. Jaganathan B.G., Ruester B., Dressel L., Stein S., Grez M., Seifried E., Henschler R. Rho inhibition induces migration of mesenchymal stromal cells // Stem Cells. 2007. T. 25. №8. - C. 1966-1974.

94. Jiang X.-X., Zhang Y., Liu B., Zhang S.-X., Wu Y., Yu X.-D., Mao N. Human mesenchymal stem cells inhibit differentiation and function of monocyte-derived dendritic cells // Blood. 2005. T. 105. №10. - C. 4120-4126.

95. Jones D.L., Rando T.A. Emerging models and paradigms for stem cell ageing // Nat Cell Biol. 2011. T. 13. №5. - C. 506-512.

96. Kalinina N., Kharlampieva D., Loguinova M., Butenko I., Pobeguts O., Efimenko A., Ageeva L., Sharonov G., Ischenko D., Alekseev D., Grigorieva O., Sysoeva V., Rubina K., Lazarev V., Govorun V. Characterization of secretomes provides evidence for adipose-derived mesenchymal stromal cells subtypes // Stem Cell Research & Therapy. 2015. T. 6. - C. 221.

97. Kalinina N.I., Sysoeva V.Y., Rubina K.A., Parfenova Y.V., Tkachuk V.A. Mesenchymal stem cells in tissue growth and repair // Acta Naturae. 2011. T. 3. .№4 - C. 30-37.

98. Kalluri R. EMT: When epithelial cells decide to become mesenchymal-like cells // The Journal of Clinical Investigation. 2009. T. 119. №6. - C. 1417-1419.

99. Kang J.-W., Park Y.S., Lee D.H., Kim J.-h., Kim M.S., Bak Y., Hong J., Yoon D.-Y. Intracellular interaction of interleukin (IL)-32a with protein kinase Ce (PKCe) and STAT3 protein augments IL-6 production in THP-1 promonocytic cells // Journal of Biological Chemistry. 2012. T. 287. №42. - C. 35556-35564.

100. Kaplanski G., Marin V., Fabrigoule M., Boulay V., Benoliel A.M., Bongrand P., Kaplanski S., Farnarier C. Thrombin-activated human endothelial cells support monocyte adhesion in vitro following expression of intercellular adhesion molecule-1 (ICAM-1; CD54) and vascular cell adhesion molecule-1 (VCAM-1; CD106) // Blood. 1998. T. 92. №4. - C. 1259-1267.

101. Kim J., Hematti P. Mesenchymal stem cell-educated macrophages: A novel type of alternatively activated macrophages // Experimental Hematology. 2009. T. 37. №12. - C.

1445-1453.

102. Kim W.-S., Park B.-S., Park S.-H., Kim H.-K., Sung J.-H. Antiwrinkle effect of adipose-derived stem cell: Activation of dermal fibroblast by secretory factors // Journal of Dermatological Science. 2009. T. 53. №2. - C. 96-102.

103. Kimura K., Nagano M., Salazar G., Yamashita T., Tsuboi I., Mishima H., Matsushita S., Sato F., Yamagata K., Ohneda O. The role of CCL5 in the ability of adipose tissue-derived mesenchymal stem cells to support repair of ischemic regions // Stem Cells Dev. 2014. T. 23. №5. - C. 488-501.

104. Kinnaird T., Stabile E., Burnett M.S., Epstein S.E. Bone-marrow-derived cells for enhancing collateral development: mechanisms, animal data, and initial clinical experiences // Circ Res. 2004. T. 95. №4. - C. 354-363.

105. Ko I.K., Kim B.S. Mesenchymal stem cells for treatment of myocardial infarction // Int J Stem Cells. 2008. T. 1. №1. - C. 49-54.

106. Ko? O.N., Gerson S.L., Cooper B.W., Dyhouse S.M., Haynesworth S.E., Caplan A.I., Lazarus H.M. Rapid hematopoietic recovery after coinfusion of autologous-blood stem cells and culture-expanded marrow mesenchymal stem cells in advanced breast cancer patients receiving high-dose chemotherapy // Journal of Clinical Oncology. 2000. T. 18. №2. - C. 307-307.

107. Kochegura T.N., Sharonov G.V., Sysoeva V.Y., Olenev A.S., Parfyonova Y.V., Tkachuk V.A. The effect of low-density lipoproteins on mesenchymal stromal cells of adipose tissue // Doklady Biological Sciences. 2011. T. 441. №1. - C. 363-366.

108. Kohidai L., Csaba G. Chemotaxis and chemotactic selection induced with cytokines (IL-8, RANTES and TNF-alpha) in the unicellular Tetrahymena pyriformis // Cytokine. 1998. T. 10. №7. - C. 481-486.

109. Krampera M., Cosmi L., Angeli R., Pasini A., Liotta F., Andreini A., Santarlasci V., Mazzinghi B., Pizzolo G., Vinante F., Romagnani P., Maggi E., Romagnani S., Annunziato F. Role for interferon-y in the immunomodulatory activity of human bone marrow mesenchymal stem cells // Stem Cells. 2006. T. 24. №2. - C. 386-398.

110. Kucerova L., Altanerova V., Matuskova M., Tyciakova S., Altaner C. Adipose tissue-derived human mesenchymal stem cells mediated prodrug cancer gene therapy // Cancer Research. 2007. T. 67. №13. - C. 6304-6313.

111. Kurihara T., Warr G., Loy J., Bravo R. Defects in macrophage recruitment and host defense in mice lacking the CCR2 chemokine receptor // Journal of Experimental Medicine. 1997. T. 186. №10. - C. 1757-1762.

112. Lauffenburger D.A., Horwitz A.F. Cell migration: a physically integrated molecular process // Cell. 1996. T. 84. №3. - C. 359-369.

113. Lazarus H.M., Haynesworth S.E., Gerson S.L., Rosenthal N.S., Caplan A.I. Ex vivo expansion and subsequent infusion of human bone marrow-derived stromal progenitor cells (mesenchymal progenitor cells): implications for therapeutic use // Bone Marrow Transplant. 1995. T. 16(4). №0268-3369 (Print). - C. 557-564.

114. Le Blanc K., Rasmusson I., Sundberg B., Gotherstrom C., Hassan M., Uzunel M., Ringden O. Treatment of severe acute graft-versus-host disease with third party

haploidentical mesenchymal stem cells // The Lancet. 2004. T. 363. №9419. - C. 14391441.

115. Le Blanc K., Tammik L., Sundberg B., Haynesworth S.E., Ringden O. Mesenchymal stem cells inhibit and stimulate mixed lymphocyte cultures and mitogenic responses independently of the major histocompatibility complex // Scandinavian Journal of Immunology. 2003. T. 57. №1. - C. 11-20.

116. Lecourt S., Marolleau J.-P., Fromigue O., Vauchez K., Andriamanalijaona R., Ternaux B., Lacassagne M. -N., Robert I., Boumediene K., Chereau F., Marie P., Larghero J., Fiszman M., Vilquin J.-T. Characterization of distinct mesenchymal-like cell populations from human skeletal muscle in situ and in vitro // Experimental Cell Research. 2010. T. 316. №15. - C. 2513-2526.

117. Lee J.W., Fang X., Krasnodembskaya A., Howard J.P., Matthay M.A. Concise review: Mesenchymal stem cells for acute lung injury: role of paracrine soluble factors // Stem Cells. 2011. T. 29. №6. - C. 913-919.

118. Lee M.M.K., Chui R.K.S., Tam I.Y.S., Lau A.H.Y., Wong Y.H. CCR1-mediated STAT3 tyrosine phosphorylation and CXCL8 expression in THP-1 macrophage-like cells involve pertussis toxin-insensitive Ga14/16 signaling and IL-6 release // The Journal of Immunology. 2012. T. 189. №11. - C. 5266-5276.

119. Li L., Zhang S., Zhang Y., Yu B., Xu Y., Guan Z. Paracrine action mediate the antifibrotic effect of transplanted mesenchymal stem cells in a rat model of global heart failure // Mol Biol Rep. 2009. T. 36. №4. - C. 725-731.

120. Liang-kuan B., Nan Z., Cheng L., Fu-Ding L., Tian-Xin L., Xu-Jun X., Chun J., Jin-Li H., Hai H., Cai-Xia Z., Wen D., Hao L., Jian H., Ke-Wei X. Kidney cancer cells secrete IL-8 to activate Akt and promote migration of mesenchymal stem cells // Urologic Oncology: Seminars and Original Investigations. 2014. T. 32. №5. - C. 607-612.

121. Lin C.S., Ning H., Lin G., Lue T.F. Is CD34 truly a negative marker for mesenchymal stromal cells? // Cytotherapy. 2012. T. 14(10). №1477-2566 (Electronic). - C. 1159-1163.

122. Lin G., Garcia M., Ning H., Banie L., Guo Y.L., Lue T.F., Lin C.S. Defining stem and progenitor cells within adipose tissue // Stem Cells Dev. 2008. T. 17. №6. - C. 10531063.

123. Liu N., Tian J., Cheng J., Zhang J. Migration of CXCR4 gene-modified bone marrow-derived mesenchymal stem cells to the acute injured kidney // Journal of Cellular Biochemistry. 2013. T. 114. №12. - C. 2677-2689.

124. Lopatina T., Bruno S., Tetta C., Kalinina N., Porta M., Camussi G. Platelet-derived growth factor regulates the secretion of extracellular vesicles by adipose mesenchymal stem cells and enhances their angiogenic potential // Cell Commun Signal. 2014. T. 12. -C. 26.

125. Lopatina T., Kalinina N., Karagyaur M., Stambolsky D., Rubina K., Revischin A., Pavlova G., Parfyonova Y., Tkachuk V. Adipose-derived stem cells stimulate regeneration of peripheral nerves: BDNF secreted by these cells promotes nerve healing and axon growth de novo // PLoS One. 2011. T. 6. №3. - C. e17899.

126. Lu B., Rutledge B.J., Gu L., Fiorillo J., Lukacs N.W., Kunkel S.L., North R., Gerard C., Rollins B.J. Abnormalities in monocyte recruitment and cytokine expression in monocyte chemoattractant protein 1-deficient mice // Journal of Experimental Medicine. 1998. T. 187. №4. - C. 601-608.

127. Lushaj E.B., Anstadt E., Haworth R., Roenneburg D., Kim J., Hematti P., Kohmoto T. Mesenchymal stromal cells are present in the heart and promote growth of adult stem cells in vitro // Cytotherapy. 2011. T. 13. №4. - C. 400-406.

128. Luther S.A., Cyster J.G. Chemokines as regulators of T cell differentiation // Nat Immunol. 2001. T. 2. №2. - C. 102-107.

129. Maccario R., Podesta M., Moretta A., Cometa A., Comoli P., Montagna D., Daudt L., Ibatici A., Piaggio G., Pozzi S., Frassoni F., Locatelli F. Interaction of human mesenchymal stem cells with cells involved in alloantigen-specific immune response favors the differentiation of CD4+ T-cell subsets expressing a regulatory/suppressive phenotype // Haematologica. 2005. T. 90. №4. - C. 516-525.

130. Madonna R., Geng Y.-J., De Caterina R. Adipose tissue-derived stem cells: characterization and potential for cardiovascular repair // Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 2009. T. 29. №11. - C. 1723-1729.

131. Maghazachi A.A., Al-Aoukaty A., Schall T.J. CC chemokines induce the generation of killer cells from CD56+ cells // European Journal of Immunology. 1996. T. 26. №2. -C. 315-319.

132. Majumdar M.K., Thiede M.A., Haynesworth S.E., Bruder S.P., Gerson S.L. Human marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) express hematopoietic cytokines and support long-term hematopoiesis when differentiated toward stromal and osteogenic lineages // J Hematother Stem Cell Res. 2000. T. 9. №6. - C. 841-848.

133. Makinoshima H., Dezawa M. Pancreatic cancer cells activate CCL5 expression in mesenchymal stromal cells through the insulin-like growth factor-I pathway // FEBS Lett. 2009. T. 583. №22. - C. 3697-3703.

134. Martin P., Leibovich S.J. Inflammatory cells during wound repair: the good, the bad and the ugly // Trends in Cell Biology. 2005. T. 15. №11. - C. 599-607.

135. Maumus M., Peyrafitte J.A., D'Angelo R., Fournier-Wirth C., Bouloumie A., Casteilla L., Sengenes C., Bourin P. Native human adipose stromal cells: localization, morphology and phenotype // Int J Obes (Lond). 2011. T. 35. №9. - C. 1141-1153.

136. Maurer M., von Stebut E. Macrophage inflammatory protein-1 // The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 2004. T. 36. №10. - C. 1882-1886.

137. Maximow A.A. Der Lymphozyt als gemeinsame Stammzelle der verschiedenen Blutelemente in der embryonalen Entwicklung und im postfetalen Leben der Säugetiere // Folia Haematologica. 1909. T. 8. - C. 125-134.

138. Mazhari R., Hare J.M. Mechanisms of action of mesenchymal stem cells in cardiac repair: potential influences on the cardiac stem cell niche // Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 2007. T. 4 Suppl 1. - C. S21-26.

139. Meirelles Lda S., Nardi N.B. Methodology, biology and clinical applications of mesenchymal stem cells // Front Biosci (Landmark Ed). 2009. T. 14. - C. 4281-4298.

140. Mendez-Ferrer S., Michurina T.V., Ferraro F., Mazloom A.R., MacArthur B.D., Lira S.A., Scadden D.T., Ma'ayan A., Enikolopov G.N., Frenette P.S. Mesenchymal and

haematopoietic stem cells form a unique bone marrow niche // Nature. 2010. T. 466. №7308. - C. 829-834.

141. Menten P., Wuyts A., Van Damme J. Macrophage inflammatory protein-1 // Cytokine & Growth Factor Reviews. 2002. T. 13. №6. - C. 455-481.

142. Meriane M., Duhamel S., Lejeune L., Galipeau J., Annabi B. Cooperation of matrix metalloproteinases with the RhoA/Rho kinase and mitogen-activated protein kinase kinase-1/extracellular signal-regulated kinase signaling pathways is required for the sphingosine-1-phosphate-induced mobilization of marrow-derived stromal cells // Stem Cells. 2006. T. 24. №11. - C. 2557-2565.

143. Mitchison T.J., Cramer L.P. Actin-based cell motility and cell locomotion // Cell. 1996. T. 84. №3. - C. 371-379.

144. Miyahara Y., Nagaya N., Kataoka M., Yanagawa B., Tanaka K., Hao H., Ishino K., Ishida H., Shimizu T., Kangawa K., Sano S., Okano T., Kitamura S., Mori H. Monolayered mesenchymal stem cells repair scarred myocardium after myocardial infarction // Nat Med. 2006. T. 12. №4. - C. 459-465.

145. Miyamoto S., Teramoto H., Gutkind J.S., Yamada K.M. Integrins can collaborate with growth factors for phosphorylation of receptor tyrosine kinases and MAP kinase activation: roles of integrin aggregation and occupancy of receptors // The Journal of Cell Biology. 1996. T. 135. №6. - C. 1633-1642.

146. Molgat A.S., Gagnon A., Sorisky A. Preadipocyte apoptosis is prevented by macrophage-conditioned medium in a PDGF-dependent manner // Am J Physiol Cell Physiol. 2009. T. 296. №4. - C. C757-765.

147. Monaco J.l., Lawrence W.T. Acute wound healing an overview // Clin Plast Surg. 2003. T. 30. №1. - C. 1-12.

148. Moro L., Venturino M., Bozzo C., Silengo L., Altruda F., Beguinot L., Tarone G., Defilippi P. Integrins induce activation of EGF receptor: role in MAP kinase induction and adhesion-dependent cell survival // EMBO J. 1998. T. 17. №22. - C. 6622-6632.

149. Mortier A., Van Damme J., Proost P. Regulation of chemokine activity by posttranslational modification // Pharmacology & Therapeutics. 2008. T. 120. №2. - C. 197-217.

150. Mosser D.M., Edwards J.P. Exploring the full spectrum of macrophage activation // Nat Rev Immunol. 2008. T. 8. №12. - C. 958-969.

151. Myllyharju J., Kivirikko K.I. Collagens, modifying enzymes and their mutations in humans, flies and worms // Trends Genet. 2004. T. 20. №1. - C. 33-43.

152. Najar M., Rouas R., Raicevic G., Boufker H.I., Lewalle P., Meuleman N., Bron D., Toungouz M., Martiat P., Lagneaux L. Mesenchymal stromal cells promote or suppress the proliferation of T lymphocytes from cord blood and peripheral blood: the importance of low cell ratio and role of interleukin-6 // Cytotherapy. 2009. T. 11(5). №1477-2566 (Electronic). - C. 570-583.

153. Nakagami H., Morishita R., Maeda K., Kikuchi Y., Ogihara T., Kaneda Y. Adipose tissue-derived stromal cells as a novel option for regenerative cell therapy // Journal of Atherosclerosis and Thrombosis. 2006. T. 13. №2. - C. 77-81.

154. Natesan S., Zhang G., Baer D.G., Walters T.J., Christy R.J., Suggs L.J. A bilayer construct controls adipose-derived stem cell differentiation into endothelial cells and pericytes without growth factor stimulation // Tissue Eng Part A. 2011. T. 17. №7-8. - C. 941-953.

155. Nauta A.J., Kruisselbrink A.B., Lurvink E., Willemze R., Fibbe W.E. Mesenchymal stem cells inhibit generation and function of both CD34+-derived and monocyte-derived dendritic cells // The Journal of Immunology. 2006. T. 177. №4. - C. 2080-2087.

156. Nauta A.J.F.W.E. Immunomodulatory properties of mesenchymal stromal cells // Blood. 2007. T. 110. №10. - C. 3499-3506.

157. Nemeth K., Leelahavanichkul A., Yuen P.S.T., Mayer B., Parmelee A., Doi K., Robey P.G., Leelahavanichkul K., Koller B.H., Brown J.M., Hu X., Jelinek I., Star R.A, Mezey E. Bone marrow stromal cells attenuate sepsis via prostaglandin E2-dependent reprogramming of host macrophages to increase their interleukin-10 production // Nat Med. 2009. T. 15. №1. - C. 42-49.

158. Noël D., Caton D., Roche S., Bony C., Lehmann S., Casteilla L., Jorgensen C., Cousin B. Cell specific differences between human adipose-derived and mesenchymal-stromal cells despite similar differentiation potentials // Experimental Cell Research. 2008. T. 314. №7. - C. 1575-1584.

159. Nombela-Arrieta C., Ritz J., Silberstein L.E. The elusive nature and function of mesenchymal stem cells // Nat Rev Mol Cell Biol. 2011. T. 12. №2. - C. 126-131.

160. Oehrl W., Panayotou G. Modulation of growth factor action by the extracellular matrix // Connect Tissue Res. 2008. T. 49. №3. - C. 145-148.

161. Ohab J.J., Fleming S., Blesch A., Carmichael S.T. A neurovascular niche for neurogenesis after stroke // J Neurosci. 2006. T. 26. №50. - C. 13007-13016.

162. Ohtaki H., Ylostalo J.H., Foraker J.E., Robinson A.P., Reger R.L., Shioda S., Prockop D.J. Stem/progenitor cells from bone marrow decrease neuronal death in global ischemia by modulation of inflammatory/immune responses // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2008. T. 105. №38. - C. 14638-14643.

163. Oswald J., Boxberger S., J0rgensen B., Feldmann S., Ehninger G., Bornhäuser M., Werner C. Mesenchymal stem cells can be differentiated into endothelial cells in vitro // Stem Cells. 2004. T. 22. №3. - C. 377-384.

164. Pakianathan D.R., Kuta E.G., Artis D.R., Skelton N.J., Hébert C.A. Distinct but Overlapping Epitopes for the Interaction of a CC-Chemokine with CCR1, CCR3, and CCR5 // Biochemistry. 1997. T. 36. №32. - C. 9642-9648.

165. Pankov R., Yamada K.M. Fibronectin at a glance // J Cell Sci. 2002. T. 115. №Pt 20. - C. 3861-3863.

166. Park H.W., Shin J.-S., Kim C.-W. Proteome of mesenchymal stem cells // Proteomics. 2007. T. 7. №16. - C. 2881-2894.

167. Pereira R.F., Halford K.W., O'Hara M.D., Leeper D.B., Sokolov B.P., Pollard M.D., Bagasra O., Prockop D.J. Cultured adherent cells from marrow can serve as long-lasting precursor cells for bone, cartilage, and lung in irradiated mice // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1995. T. 92. №11. - C. 4857-4861.

168. Pereira R.F., O'Hara M.D., Laptev A.V., Halford K.W., Pollard M.D., Class R., Simon D., Livezey K., Prockop D.J. Marrow stromal cells as a source of progenitor cells for nonhematopoietic tissues in transgenic mice with a phenotype of osteogenesis imperfecta // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1998. T. 95. №3. - C. 1142-1147.

169. Pillarisetti K., Gupta S.K. Cloning and relative expression analysis of rat stromal cell derived factor-1 (SDF-1)1: SDF-1 alpha mRNA is selectively induced in rat model of myocardial infarction // Inflammation. 2001. T. 25. №5. - C. 293-300.

170. Pittenger M.F., Mackay A.M., Beck S.C., Jaiswal R.K., Douglas R., Mosca J.D., Moorman M.A., Simonetti D.W., Craig S., Marshak D.R. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells // Science. 1999. T. 284. №5411. - C. 143-147.

171. Pittenger M.F., Martin B.J. Mesenchymal stem cells and their potential as cardiac therapeutics // Circulation Research. 2004. T. 95. №1. - C. 9-20.

172. Polchert D., Sobinsky J., Douglas G.W., Kidd M., Moadsiri A., Reina E., Genrich K., Mehrotra S., Setty S., Smith B., Bartholomew A. IFN-y activation of mesenchymal stem cells for treatment and prevention of graft versus host disease // European Journal of Immunology. 2008. T. 38. №6. - C. 1745-1755.

173. Ponte A.L., Marais E., Gallay N., Langonné A., Delorme B., Hérault O., Charbord P., Domenech J. The in vitro migration capacity of human bone marrow mesenchymal stem cells: comparison of chemokine and growth factor chemotactic activities // Stem Cells. 2007. T. 25. №7. - C. 1737-1745.

174. Pricola K.L., Kuhn N.Z., Haleem-Smith H., Song Y., Tuan R.S. Interleukin-6 maintains bone marrow-derived mesenchymal stem cell stemness by an ERK1/2-dependent mechanism // Journal of Cellular Biochemistry. 2009. T. 108. №3. - C. 577588.

175. Proost P., De Wolf-Peeters C., Conings R., Opdenakker G., Billiau A., Van Damme J. Identification of a novel granulocyte chemotactic protein (GCP-2) from human tumor cells. In vitro and in vivo comparison with natural forms of GRO, IP-10, and IL-8 // The Journal of Immunology. 1993. T. 150. №3. - C. 1000-1010.

176. Qin Z. The use of THP-1 cells as a model for mimicking the function and regulation of monocytes and macrophages in the vasculature // Atherosclerosis. 2012. T. 221. №1. - C. 2-11.

177. Quaedackers M.E., Baan C.C., Weimar W., Hoogduijn M.J. Cell contact interaction between adipose-derived stromal cells and allo-activated T lymphocytes // European Journal of Immunology. 2009. T. 39. №12. - C. 3436-3446.

178. Rajagopal S., Kim J., Ahn S., Craig S., Lam C.M., Gerard N.P., Gerard C., Lefkowitz R.J. Beta-arrestin- but not G protein-mediated signaling by the "decoy" receptor CXCR7 // Proc Natl Acad Sci U S A. 2010. T. 107. №2. - C. 628-632.

179. Ramos C.D.L., Canetti C., Souto J.T., Silva J.S., Hogaboam C.M., Ferreira S.H., Cunha F.Q. MIP-1a[CCL3] acting on the CCR1 receptor mediates neutrophil migration in immune inflammation via sequential release of TNF-a and LTB4 // Journal of Leukocyte Biology. 2005. T. 78. №1. - C. 167-177.

180. Rangappa S., Fen C., Lee E.H., Bongso A., Sim E.K. Transformation of adult mesenchymal stem cells isolated from the fatty tissue into cardiomyocytes // Ann Thorac Surg. . 2003. T. 75(3). №0003-4975 (Print). - C. 775-779.

181. Rasmusson I. Immune modulation by mesenchymal stem cells // Exp Cell Res. 2006. T. 312. №12. - C. 2169-2179.

182. Rattigan Y., Hsu J.-M., Mishra P.J., Glod J., Baneijee D. Interleukin 6 mediated recruitment of mesenchymal stem cells to the hypoxic tumor milieu // Experimental Cell Research. 2010. T. 316. №20. - C. 3417-3424.

183. Rehman J., Traktuev D., Li J., Merfeld-Clauss S., Temm-Grove C.J., Bovenkerk J.E., Pell C.L., Johnstone B.H., Considine R.V., March K.L. Secretion of angiogenic and antiapoptotic factors by human adipose stromal cells // Circulation. 2004. T. 109. №10. -C. 1292-1298.

184. Ren G., Zhang L., Zhao X., Xu G., Zhang Y., Roberts A.I., Zhao R.C., Shi Y. Mesenchymal stem cell-mediated immunosuppression occurs via concerted action of chemokines and nitric oxide // Cell Stem Cell. 2008. T. 2. №2. - C. 141-150.

185. Ren G., Zhao X., Zhang L., Zhang J., L'Huillier A., Ling W., Roberts A.I., Le A.D., Shi S., Shao C., Shi Y. Inflammatory cytokine-induced intercellular adhesion molecule-1 and vascular cell adhesion molecule-1 in mesenchymal stem cells are critical for immunosuppression // The Journal of Immunology. 2010. T. 184. №5. - C. 2321-2328.

186. Ringe J., Strassburg S., Neumann K., Endres M., Notter M., Burmester G.-R., Kaps C., Sittinger M. Towards in situ tissue repair: Human mesenchymal stem cells express chemokine receptors CXCR1, CXCR2 and CCR2, and migrate upon stimulation with

CXCL8 but not CCL2 // Journal of Cellular Biochemistry. 2007. T. 101. №1. - C. 135146.

187. Riordan N.H., Ichim T.E., Min W.P., Wang H., Solano F., Lara F., Alfaro M., Rodriguez J.P., Harman R.J., Patel A.N., Murphy M.P., Lee R.R., Minev B. Non-expanded adipose stromal vascular fraction cell therapy for multiple sclerosis // J Transl Med. 2009. T. 7. - C. 29.

188. Rollins B.J. Chemokines // Blood. 1997. T. 90. №3. - C. 909-928.

189. Rozario T., DeSimone D.W. The extracellular matrix in development and morphogenesis: a dynamic view // Dev Biol. 2010. T. 341. №1. - C. 126-140.

190. Rubina K., Kalinina N., Efimenko A., Lopatina T., Melikhova V., Tsokolaeva Z., Sysoeva V., Tkachuk V.A., Parfyonova Y. Adipose stromal cells stimulate angiogenesis via promoting progenitor cell differentiation, secretion of angiogenic factors, and enhancing vessel maturation // Tissue Eng Part A. 2009. T. 15. №5. - C. 2039-2050.

191. Ruoslahti E. Fibronectin in cell adhesion and invasion // Cancer Metastasis Rev. 1984. T. 3. №1. - C. 43-51.

192. Rüster B., Göttig S., Ludwig R.J., Bistrian R., Müller S., Seifried E., Gille J., Henschler R. Mesenchymal stem cells display coordinated rolling and adhesion behavior on endothelial cells // Blood. 2006. T. 108. №12. - C. 3938-3944.

193. Safford K.M., Safford S.D., Gimble J.M., Shetty A.K., Rice H.E. Characterization of neuronal/glial differentiation of murine adipose-derived adult stromal cells // Experimental Neurology. 2004. T. 187. №2. - C. 319-328.

194. Sanz L., Santos-Valle P., Alonso-Camino V., Salas C., Serrano A., Vicario J.L., Cuesta A.M., Compte M., Sanchez-Martin D., Alvarez-Vallina L. Long-term in vivo imaging of human angiogenesis: critical role of bone marrow-derived mesenchymal stem cells for the generation of durable blood vessels // Microvasc Res. 2008. T. 75. №3. - C. 308-314.

195. Sarugaser R., Lickorish D., Baksh D., Hosseini M.M., Davies J.E. Human umbilical cord perivascular (HUCPV) cells: a source of mesenchymal progenitors // Stem Cells. 2005. T. 23. №2. - C. 220-229.

196. Sasaki M., Abe R., Fujita Y., Ando S., Inokuma D., Shimizu H. Mesenchymal stem cells are recruited into wounded skin and contribute to wound repair by transdifferentiation into multiple skin cell type // The Journal of Immunology. 2008. T. 180. №4. - C. 2581-2587.

197. Sasaki M., Radtke C., Tan A.M., Zhao P., Hamada H., Houkin K., Honmou O., Kocsis J.D. BDNF-hypersecreting human mesenchymal stem cells promote functional recovery, axonal sprouting, and protection of corticospinal neurons after spinal cord injury // The Journal of Neuroscience. 2009. T. 29. №47. - C. 14932-14941.

198. Schall T.J., Jongstra J., Dyer B.J., Jorgensen J., Clayberger C., Davis M.M., Krensky A.M. A human T cell-specific molecule is a member of a new gene family // The Journal of Immunology. 1988. T. 141. №3. - C. 1018-1025.

199. Schenk S., Mal N., Finan A., Zhang M., Kiedrowski M., Popovic Z., McCarthy P.M., Penn M.S. Monocyte chemotactic protein-3 is a myocardial mesenchymal stem cell homing factor // Stem Cells. 2007. T. 25. №1. - C. 245-251.

200. Schmid J., Weissmann C. Induction of mRNA for a serine protease and a beta-thromboglobulin-like protein in mitogen-stimulated human leukocytes // The Journal of Immunology. 1987. T. 139. №1. - C. 250-256.

201. Schneider I.C., Haugh J.M. Mechanisms of gradient sensing and chemotaxis: conserved pathways, diverse regulation // Cell Cycle. 2006. T. 5. №11. - C. 1130-1134.

202. Schwende H., Fitzke E., Ambs P., Dieter P. Differences in the state of differentiation of THP-1 cells induced by phorbol ester and 1,25-dihydroxyvitamin D3 // J Leukoc Biol. 1996. T. 59. №4. - C. 555-561.

203. Selmani Z., Naji A., Zidi I., Favier B., Gaiffe E., Obert L., Borg C., Saas P., Tiberghien P., Rouas-Freiss N., Carosella E.D., Deschaseaux F. Human leukocyte antigen-G5 secretion by human mesenchymal stem cells is required to suppress T lymphocyte and natural killer function and to induce CD4+CD25highFOXP3+ regulatory T cells // Stem Cells. 2008. T. 26. №1. - C. 212-222.

204. Shevchenko E.K., Makarevich P.I., Tsokolaeva Z.I., Boldyreva M.A., Sysoeva V.Y., Tkachuk V.A., Parfyonova Y.V. Transplantation of modified human adipose derived

stromal cells expressing VEGF165 results in more efficient angiogenic response in ischemic skeletal muscle // J Transl Med. 2013. T. 11. - C. 138.

205. Shi S., Gronthos S. Perivascular niche of postnatal mesenchymal stem cells in human bone marrow and dental pulp // Journal of Bone and Mineral Research. 2003. T. 18. №4. - C. 696-704.

206. Shih D.T.-b.,Lee D.-C., Chen S.-C., Tsai R.-Y., Huang C.-T., Tsai C.-C., Shen E.Y., Chiu W.-T. Isolation and characterization of neurogenic mesenchymal stem cells in human scalp tissue // Stem Cells. 2005. T. 23. №7. - C. 1012-1020.

207. Shin S.Y., Nam J.-S., Lim Y., Lee Y.H. TNFa-exposed bone marrow-derived mesenchymal stem cells promote locomotion of MDA-MB-231 breast cancer cells through transcriptional activation of CXCR3 ligand chemokines // Journal of Biological Chemistry. 2010. T. 285. №40. - C. 30731-30740.

208. Shioi A., Katagi M., Okuno Y., Mori K., Jono S., Koyama H., Nishizawa Y. Induction of bone-type alkaline phosphatase in human vascular smooth muscle cells: roles of tumor necrosis factor-alpha and oncostatin M derived from macrophages // Circ Res. 2002. T. 91. №1. - C. 9-16.

209. Siegbahn A., Hammacher A., Westermark B., Heldin C.H. Differential effects of the various isoforms of platelet-derived growth factor on chemotaxis of fibroblasts, monocytes, and granulocytes // The Journal of Clinical Investigation. 1990. T. 85. №3. -C. 916-920.

210. Singer N.G., Caplan A.I. Mesenchymal Stem Cells: Mechanisms of Inflammation // Annual Review of Pathology: Mechanisms of Disease. 2011. T. 6. №1. - C. 457-478.

211. Smith H.W., Marshall C.J. Regulation of cell signalling by uPAR // Nat Rev Mol Cell Biol. 2010. T. 11. №1. - C. 23-36.

212. Smith M.L., Gourdon D., Little W.C., Kubow K.E., Eguiluz R.A., Luna-Morris S., Vogel V. Force-induced unfolding of fibronectin in the extracellular matrix of living cells // PLoS Biol. 2007. T. 5. №10. - C. e268.

213. Song A., Nikolcheva T., Krensky A.M. Transcriptional regulation of RANTES expression in T lymphocytes // Immunological Reviews. 2000. T. 177. №1. - C. 236-245.

214. Sordi V., Malosio M.L., Marchesi F., Mercalli A., Melzi R., Giordano T., Belmonte N., Ferrari G., Leone B.E., Bertuzzi F., Zerbini G., Allavena P., Bonifacio E., Piemonti L. Bone marrow mesenchymal stem cells express a restricted set of functionally active chemokine receptors capable of promoting migration to pancreatic islets // Blood. 2005. T. 106. №2. - C. 419-427.

215. Sorrell J.M., Baber M.A., Caplan A.I. Influence ofadult mesenchymal stem cells on in vitro vascular formation // Tissue Eng Part A. 2009. T. 15. №7. - C. 1751-1761.

216. Sowa Y., Imura T., Numajiri T., Takeda K., Mabuchi Y., Matsuzaki Y., Nishino K Adipose stromal cells contain phenotypically distinct adipogenic progenitors derived from neural crest // PLoS One. 2013. T. 8(12). №1932-6203 (Electronic). - C. e84206.

217. Spaeth E., Klopp A., Dembinski J., Andreeff M., Marini F. Inflammation and tumor microenvironments: defining the migratory itinerary of mesenchymal stem cells // Gene Ther. 2008. T. 15. №10. - C. 730-738.

218. Stich S., Haag M., Häupl T., Sezer O., Notter M., Kaps C., Sittinger M., Ringe J. Gene expression profiling of human mesenchymal stem cells chemotactically induced with CXCL12 // Cell and Tissue Research. 2009. T. 336. №2. - C. 225-236.

219. Strem B.M., Hicok K.C., Zhu M., Wulur I., Alfonso Z., Schreiber R.E., Fraser J.K., Hedrick M.H. Multipotential differentiation of adipose tissue-derived stem cells // The Keio Journal of Medicine. 2005. T. 54. №3. - C. 132-141.

220. Strieter R.M., Kunkel S.L., Showell H.J., Marks R.M. Monokine-induced gene expression of a human endothelial cell-derived neutrophil chemotactic factor // Biochemical and Biophysical Research Communications. 1988. T. 156. №3. - C. 13401345.

221. Stumm R.K., Rummel J., Junker V., Culmsee C., Pfeiffer M., Krieglstein J., Höllt V., Schulz S. A dual role for the SDF-1/CXCR4 chemokine receptor system in adult brain: isoform-selective regulation of SDF-1 expression modulates CXCR4-dependent neuronal plasticity and cerebral leukocyte recruitment after focal ischemia // The Journal of Neuroscience. 2002. T. 22. №14. - C. 5865-5878.

222. Suga H., Eto H., Shigeura T., Inoue K., Aoi N., Kato H., Nishimura S., Manabe I., Gonda K., Yoshimura K. IFATS collection: Fibroblast growth factor-2-induced

hepatocyte growth factor secretion by adipose-derived stromal cells inhibits postinjury fibrogenesis through a c-Jun N-terminal kinase-dependent mechanism // Stem Cells. 2009. T. 27. №1. - C. 238-249.

223. Sugiyama T., Kohara H., Noda M., Nagasawa T. Maintenance of the hematopoietic stem cell pool by CXCL12-CXCR4 chemokine signaling in bone marrow stromal cell niches // Immunity. 2006. T. 25. №6. - C. 977-988.

224. Suzuki M., Mihara M. Adiponectin induces CCL20 expression synergistic ally with IL-6 and TNF-a in THP-1 macrophages // Cytokine. 2012. T. 58. №3. - C. 344-350.

225. Takano T., Li Y.J., Kukita A., Yamaza T., Ayukawa Y., Moriyama K., Uehara N., Nomiyama H., Koyano K., Kukita T. Mesenchymal stem cells markedly suppress inflammatory bone destruction in rats with adjuvant-induced arthritis // Lab Invest. 2014. T. 94. №3. - C. 286-296.

226. Tashiro K., Tada H., Heilker R., Shirozu M., Nakano T., Honjo T. Signal sequence trap: a cloning strategy for secreted proteins and type I membrane proteins // Science. 1993. T. 261. №5121. - C. 600-603.

227. Thibault M.F., Hoemann C.F., Buschmann M.D. Fibronectin, vitronectin, and collagen I induce chemotaxis and haptotaxis of human and rabbit mesenchymal stem cells in a standardized transmembrane assay // Stem cells and development. 2007. T. 16. №1547-3287 (Print). - C. 489-502.

228. Togel F., Weiss K., Yang Y., Hu Z., Zhang P., Westenfelder C. Vasculotropic, paracrine actions of infused mesenchymal stem cells are important to the recovery from acute kidney injury // American Journal of Physiology - Renal Physiology. 2007. T. 292. №5. - C. F1626-F1635.

229. Tomchuck S.L., Zwezdaryk K.J., Coffelt S.B., Waterman R.S., Danka E.S., Scandurro A.B. Toll-like receptors on human mesenchymal stem cells drive their migration and immunomodulating responses // Stem Cells. 2008. T. 26. №1. - C. 99-107.

230. Traktuev D.O., Merfeld-Clauss S., Li J., Kolonin M., Arap W., Pasqualini R., Johnstone B.H., March K.L. A population of multipotent CD34-positive adipose stromal cells share pericyte and mesenchymal surface markers, reside in a periendothelial

location, and stabilize endothelial networks // Circulation Research. 2008. T. 102. №1. -C. 77-85.

231. Tsuchiya S., Kobayashi Y., Goto Y., Okumura H., Nakae S., Konno T., Tada K Induction of maturation in cultured human monocytic leukemia cells by a phorbol diester // Cancer Res. 1982. T. 42. №4. - C. 1530-1536.

232. Tsuchiya S., Yamabe M., Yamaguchi Y., Kobayashi Y., Konno T., Tada K. Establishment and characterization of a human acute monocytic leukemia cell line (THP-1) // Int J Cancer. 1980. T. 26. №2. - C. 171-176.

233. Tu B., Liu S., Liu G., Yan W., Wang Y., Li Z., Fan C. Macrophages derived from THP-1 promote the osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells through the IL-23/IL-23R/beta-catenin pathway // Exp Cell Res. 2015. T. 339. №1. - C. 81-89.

234. van Amerongen M.J., Harmsen M.C., van Rooijen N., Petersen A.H., van Luyn M.J.A. Macrophage depletion impairs wound healing and increases left ventricular remodeling after myocardial injury in mice // The American Journal of Pathology. 2007. T. 170. №3. - C. 818-829.

235. Van Damme J., Decock B., Conings R., Lenaerts J.-P., Opdenakker G., Billiau A The chemotactic activity for granulocytes produced by virally infected fibroblasts is identical to monocyte-derived interleukin 8 // European Journal ofImmunology. 1989. T. 19. №7. - C. 1189-1194.

236. Van den Steen P.E., Proost P., Wuyts A., Van Damme J., Opdennaker J. Neutrophil gelatinase B potentiates interleukin-8 tenfold by aminoterminal processing, whereas it degrades CTAP-III, PF-4, and GRO-a and leaves RANTES and MCP-2 intact // Blood. 2000. T. 96. №8. - C. 2673-2681.

237. Vasiliev J.M., Gelfand I.M., Domnina L.V., Ivanova O.Y., Komm S.G., Olshevskaja L.V. Effect of colcemid on the locomotory behaviour of fibroblasts // J Embryol Exp Morphol. 1970. T. 24. №3. - C. 625-640.

238. Veevers-Lowe J., Ball S.G., Shuttleworth A., Kielty C.M. Mesenchymal stem cell migration is regulated by fibronectin through a5ß1-integrin-mediated activation of PDGFR-ß and potentiation of growth factor signals // Journal of Cell Science. 2011. T. 124. №8. - C. 1288-1300.

239. Vicente-Manzanares M., Horwitz A. Cell Migration: An Overview / Methods Mol Biol. 2011. T. 769. C. 1-24.

240. von Stebut E., Metz M., Milon G., Knop J., Maurer M. Early macrophage influx to sites of cutaneous granuloma formation is dependent on MIP-1a/ß released from neutrophils recruited by mast cell-derived TNFa // Blood. 2003. T. 101. №1. - C. 210215.

241. Vorobjev I.A., Nadezhdina E.S. The centrosome and its role in the organization of microtubules // Int Rev Cytol. 1987. T. 106. - C. 227-293.

242. Vorotnikov A.V. Chemotaxis: Movement, direction, control // Biochemistry (Moscow). 2011. T. 76. №13. - C. 1528-1555.

243. Wang J.F., Zhang X.-F., Groopman J.E. Stimulation of ß1 integrin induces tyrosine phosphorylation of vascular endothelial growth factor receptor-3 and modulates cell migration // Journal of Biological Chemistry. 2001. T. 276. №45. - C. 41950-41957.

244. Wang L., Li Y., Chen J., Gautam S.C., Zhang Z., Lu M., Chopp M. Ischemic cerebral tissue and MCP-1 enhance rat bone marrow stromal cell migration in interface culture // Experimental Hematology. 2002. T. 30. №7. - C. 831-836.

245. Wang Y., Deng Y., Zhou G.-Q. SDF-1a/CXCR4-mediated migration of systemically transplanted bone marrow stromal cells towards ischemic brain lesion in a rat model // Brain Research. 2008. T. 1195. №0. - C. 104-112.

246. Wang Y., Fu B., Sun X., Li D., Huang Q., Zhao W., Chen X. Differentially expressed microRNAs in bone marrow mesenchymal stem cell-derived microvesicles in young and older rats and their effect on tumor growth factor-beta1-mediated epithelial-mesenchymal transition in HK2 cells // Stem Cell Res Ther. 2015. T. 6. - C. 185.

247. Waterman R.S., Tomchuck S.L., Henkle S.L., Betanc ourt A.M. A new mesenchymal stem cell (MSC) paradigm: polarization into a pro-inflammatory MSC1 or an immunosuppressive MSC2 phenotype // PLoS One. 2010. T. 5. №4. - C. e10088.

248. Weidenbusch M., Anders H.J. Tissue microenvironments define and get reinforced by macrophage phenotypes in homeostasis or during inflammation, repair and fibrosis // J Innate Immun. 2012. №1662-8128 (Electronic).

249. Welf E.S., Haugh J.M. Signaling pathways that control cell migration: models and analysis // Wiley Interdisciplinary Reviews: Systems Biology and Medicine. 2011. T. 3. №2. - C. 231-240.

250. Werner S., Grose R. Regulation of wound healing by growth factors and cytokines // Physiological Reviews. 2003. T. 83. №3. - C. 835-870.

251. Wight T.N., Kinsella M.G., Keating A., Singer J.W. Proteoglycans in human long-term bone marrow cultures: biochemical and ultrastructural analyses // Blood. 1986. T. 67. №5. - C. 1333-1343.

252. Wise S.G., Weiss A.S. Tropoelastin // Int J Biochem Cell Biol. 2009. T. 41. №3. -C. 494-497.

253. Wu Y., Ip J.E., Huang J., Zhang L., Matsushita K., Liew C.-C., Pratt R.E., Dzau V.J. Essential role of ICAM-1/CD18 in mediating EPC recruitment, angiogenesis, and repair to the infarcted myocardium // Circulation Research. 2006. T. 99. №3. - C. 315-322.

254. Yang T., Zhang X., Wang M., Zhang J., Huang F., Cai J., Zhang Q., Mao F., Zhu W., Qian H., Xu W. Activation of mesenchymal stem cells by macrophages prompts human gastric cancer growth through NF-kappaB pathway // PLoS One. 2014. T. 9. №5. - C. e97569.

255. Yoon S.H., Shim Y.S., Park Y.H., Chung J.K., Nam J.H., Kim M.O., Park H.C., Park S.R., Min B.-H., Kim E.Y., Choi B.H., Park H., Ha Y. complete spinal cord injury treatment using autologous bone marrow cell transplantation and bone marrow stimulation with granulocyte macrophage-colony stimulating factor: phase i/ii clinical trial // Stem Cells. 2007. T. 25. №8. - C. 2066-2073.

256. Yoshimura T., Matsushima K., Tanaka S., Robinson E.A., Appella E., Oppenheim J.J., Leonard E.J. Purification of a human monocyte-derived neutrophil chemotactic factor that has peptide sequence similarity to other host defense cytokines // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1987. T. 84. №24. - C. 9233-9237.

257. Yoshimura T., Yuhki N., Moore S.K., Appella E., Lerman M.I., Leonard E.J. Human monocyte chemoattractant protein-1 (MCP-1) Full-length cDNA cloning, expression in mitogen-stimulated blood mononuclear leukocytes, and sequence similarity to mouse competence gene JE // FEBS Letters. 1989. T. 244. №2. - C. 487-493.

258. Yu X., Chen D., Zhang Y., Wu X., Huang Z., Zhou H., Zhang Y., Zhang Z. Overexpression of CXCR4 in mesenchymal stem cells promotes migration, neuroprotection and angiogenesis in a rat model of stroke // Journal of the Neurological Sciences. 2012. T. 316. №1-2. - C. 141-149.

259. Zabel B.A., Wang Y., Lewen S., Berahovich R.D., Penfold M.E., Zhang P., Powers J., Summers B.C., Miao Z., Zhao B., Jalili A., Janowska-Wieczorek A., Jaen J.C., Schall T.J. Elucidation of CXCR7-mediated signaling events and inhibition of CXCR4-mediated tumor cell transendothelial migration by CXCR7 ligands // J Immunol. 2009. T. 183. №5. - C. 3204-3211.

260. Zaidel-Bar R., Cohen M., Addadi L., Geiger B. Hierarchical assembly of cell-matrix adhesion complexes // Biochem Soc Trans. 2004. T. 32. №Pt3. - C. 416-420.

261. Zannettino A.C.W., Paton S., Arthur A., Khor F., Itescu S., Gimble J.M., Gronthos S. Multipotential human adipose-derived stromal stem cells exhibit a perivascular phenotype in vitro and in vivo // Journal of Cellular Physiology. 2008. T. 214. №2. - C. 413-421.

262. Zeyda M., Stulnig T.M. Adipose tissue macrophages // Immunol Lett. 2007. T. 112. №2. - C. 61-67.

263. Zhang A., Wang Y., Ye Z., Xie H., Zhou L., Zheng S. Mechanism ofTNF-a-induced migration and hepatocyte growth factor production in human mesenchymal stem cells // Journal of Cellular Biochemistry. 2010. T. 111. №2. - C. 469-475.

264. Zhang F., Tsai S., Kato K., Yamanouchi D., Wang C., Rafii S., Liu B., Kent K.C. Transforming growth factor-p promotes recruitment of bone marrow cells and bone marrow-derived mesenchymal stem cells through stimulation of MCP-1 production in vascular smooth muscle cells // Journal of Biological Chemistry. 2009. T. 284. №26. - C. 17564-17574.

265. Zhang Q.-Z., Su W.-R., Shi S.-H., Wilder-Smith P., Xiang A.P., Wong A., Nguyen A.L., Kwon C.W., Le A.D. Human gingiva-derived mesenchymal stem cells elicit polarization of m2 macrophages and enhance cutaneous wound healing // STEM CELLS. 2010. T. 28. №10. - C. 1856-1868.

266. Zhang X., Qi R., Xian X., Yang F., Blackstein M., Deng X., Fan J., Ross C., Karasinska J., Hayden M.R., Liu G. Spontaneous atherosclerosis in aged lipoprotein lipase-deficient mice with severe hypertriglyceridemia on a normal chow diet // Circ Res. 2008. T. 102. №2. - C. 250-256.

267. Zubkova E.S., Beloglazova I.B., Makarevich P.I., Boldyreva M.A., Sukhareva O.Y., Shestakova M.V., Dergilev K.V., Parfyonova Y.V., Menshikov M.Y. Regulation of adipose tissue stem cells angiogenic potential by tumor necrosis factor-alpha // J Cell Biochem. 2016. T. 117. №1. - C. 180-196.

268. Zuk P.A. The Adipose-derived stem cell: looking back and looking ahead // Molecular Biology of the Cell. 2010. T. 21. №11. - C. 1783-1787.

269. Zuk P.A., Zhu M., Mizuno H., Huang J., Futrell J.W., Katz A.J., Benhaim P., Lorenz H.P., Hedrick M.H. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies // Tissue Eng. 2001. T. 7. №2. - C. 211-228.