Сравнительный анализ природных популяций Pleurotus pulmonarius (Fr.) Quel тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.24, кандидат биологических наук Штаер, Оксана Васильевна

• Штаер, Оксана Васильевна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Штаер, Оксана Васильевна

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Вид Pleurotus pulmonarius (Fr.) Quel.

1.1.1. Морфологическое описание P. pulmonarius.

1.1.2. Жизненный цикл P. pulmonarius.

1.1.3. Систематическое положение P. pulmonarius.

1.2. Структура популяций базидиальных грибов.

1.2.1. Функции вегетативной несовместимости.

1.2.2. Функции половой совместимости.

1.3. Анализ генетических процессов в популяциях.

1.3.1. Анализ изозимных спектров.

1.3.2. Анализ ДНК-полиморфизма.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Сбор и характеристика природного материала.

2.2. Выделение чистых культур.

2.2.1. Питательные среды.

2.2.2. Получение споровых отпечатков.

2.2.3. Получение дикариотичных мицелиальных культур.

2.2.4. Определение скорости роста штаммов.

2.3. Выгонка плодовых тел.

2.4. Выделение монобазидиоспоровых тестерных штаммов и проведение скрещиваний.

2.4.1. Выделение монокариотических культур.

2.4.2. Выделение монокариотических тестерных штаммов.

2.4.3. Мон-мон-скрещивания.

2.4.4. Ди-мон-скрещивания.

2.5. Разделение грибных индивидуумов.

2.6. Анализ изозимных спектров.

2.6.1. Электрофорез в крахмальном геле.

2.6.2. Специфическое окрашивание белков.

2.7. Анализ полиморфизма ДНК. RAPD-анализ.

2.7.1. Выделение ДНК.

2.7.2. Условия амплификации.

2.8. Электронная микроскопия.

2.8.1. Подготовка образца для трансмиссионной микроскопии (ТЭМ).

2.8.2. Подготовка образцов для сканирующей микроскопии (СЭМ).

3. СРАВНИТЕЛЬНЫЙ АНАЛИЗ ПРИРОДНЫХ

ПОПУЛЯЦИЙ P. pulmonarius.

3.1.Анализ морфологических признаков вешенки легочной P. pulmonarius.

3.2.Половая совместимость природных штаммов вешенки.

3.3.Вегетативная несовместимость природных изолятов вешенки.

3.4. Анализ частот встречаемости типов вегетативной несовместимости.

3.5.Популяционно-генетическая структура природных популяций P. pulmonarius.

3.5.1. Полиморфизм и генное разнообразие P. pulmonarius по совокупности аллозимных генов.

3.5.2. ДНК полиморфизм в природных популяциях вешенки.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Сравнительный анализ природных популяций Pleurotus pulmonarius (Fr.) Quel»

Вешенка легочная, Pleurotus pulmonarius (Fr.) Quel. - широко распространенный в средней полосе России ксилотрофный гриб. Вид Р. pulmonarius принадлежит к группе агарикоидных базидиомицетов (кл. Basidiomycetes, пор. Boletales, сем. Pleurotaceae). Вешенка легочная представляет особый интерес тем, что наряду с вешенкой устричной (Pleurotus ostreatus) является одним из наиболее популярных и доступных культивируемых в России грибов, причем вид P. pulmonarius широко используется не только в пищевой промышленности, но и как продуцент ряда биологически активных веществ. Например, несмотря на то, что работы в этом направлении только начинаются, уже известно, что виды рода Pleurotus обладают высокой антигрибной и антираковой активностью, а также являются продуцентами ловастатина - вещества, ингибирующего синтез холестерина (Wasser, Weis, 1999; Bobek et al., 1991). Однако, сведений о взаимоотношениях отдельных грибных индивидуумов, генотипическом разнообразии и уровне полиморфизма в локальных природных популяциях все еще недостаточно. Поэтому не вызывает сомнений необходимость более целенаправленного изучения и использования генетических ресурсов данного вида. Изучение популяционной структуры вешенки легочной и анализ происходящих в природных популяциях микроэволюционных процессов (генный дрейф, миграции и т.д.) может в значительной степени расширить возможности использования природных генетических ресурсов вешенки легочной.

Цель и задачи исследования

Целью данной работы было охарактеризовать природные популяции вида P. pulmonarius из разных географических зон средней полосы России.

Были поставлены следующие задачи:

1. Охарактеризовать природные популяции P. pulmonarius, собранные на территории Московской, Тверской и Воронежской областей, по совокупности морфологических, физиологических и молекулярных признаков, и группам вегетативной несовместимости.

2. Оценить уровень природного полиморфизма и степень генетического разнообразия в природных популяциях вешенки легочной.

3. Оценить степень генетической дифференциации и инбридинга в популяциях P. pulmonarius.

4. Охарактеризовать половую совместимость природных изолятов вешенки и их принадлежность близкородственным видам Р. pulmonarius и P. ostreatus.

5. Исследовать ультраструктуру зоны контакта мицелиев при соматических взаимоотношениях между различными грибными индивидуумами P. pulmonarius.

Научная новизна

Впервые проведен детальный сравнительный анализ внутривидового разнообразия вида P. pulmonarius из разных регионов средней полосы России - Московской, Тверской и Воронежской областей - на основе морфологических, физиологических и молекулярных признаков.

Показано, что культурально-морфологические признаки двух близкородственных видов P. pulmonarius и P. ostreatus, несмотря на существующий репродуктивный барьер, четко не дифференцированы.

Впервые исследована ультраструктура мицелия в зоне контакта генетически различных грибных индивидуумов и показаны этапы формирования барража в зоне антагонизма на границе взаимодействующих дикарионов.

Показано, что вегетативное размножение у вешенки в природе ограничено в пространстве отдельными субстратами и не оказывает существенного влияния на генотипическую структуру популяций.

Практическая и научная значимость

Полученные в настоящем исследовании данные представляют существенную ценность как для теоретического понимания внутривидовой структуры вида P. pulmonarius - типичного представителя ксилотрофных базидиомицетов, так и для последующей селективной работы и использования штаммов вешенки легочной в промышленном производстве. Впервые проведен сравнительный анализ природных популяций вешенки легочной, позволивший оценить генетическое разнообразие в географически удаленных природных популяциях. Впервые показана воспроизводимость типов антагонистических реакций в популяциях вешенки, что может в дальнейшем применяться как дополнительные специфические маркеры отдельных индивидуумов в популяционных исследованиях.

Апробация работы

Основные положения работы были доложены на конф. по биоразнообразию (Пенза, 2001), конф. поев. 250-летию МГУ им. М.В.

Ломоносова и 90-летию ЗБС МГУ (Москва, 2001), I съезде микологов России (2002), Междунар. конф. поев. 85-летию каф. микологии и альгологии (Москва, 2004), Молодежной конференции ботаников в Санкт-Петербурге (2004), на Международной конференции "Грибы в природных и антропогенных экосисемах" Россия (Санкт-Петербург, 2005), а также на заседаниях кафедры микологии и альгологии МГУ.

Место проведения исследований

Большая часть работы была проведена на кафедре микологии и альгологии биологического факультета МГУ им. Ломоносова. Часть исследований были выполнены в Институте общей генетики РАН им. Н.И. Вавилова.

Благодарности автора

Автор выражает искреннюю благодарность д.б.н. А. В. Шныревой за внимание и общее руководство работой, сотрудникам Института общей генетики Ю.С. Белоконь и М.М. Белоконь за помощь, оказанную при проведении анализа белкового полиморфизма, д.б.н. О. В. Камзолкиной за помощь и советы в работе с электронным микроскопом. Автор выражает также глубокую признательность всему коллективу кафедры микологии и альгологии Биологического факультета МГУ им. М.В Ломоносова за постоянную поддержку и внимание.

1. Обзор литературы.

Заключение диссертации по теме «Микология», Штаер, Оксана Васильевна

ВЫВОДЫ

1. Впервые проведен детальный анализ внутривидового разнообразия вешенки легочной P. pulmonarius из разных регионов средней полосы России - Московской, Тверской и Воронежской областей - на основе морфологических, физиологических и молекулярных признаков.

2. Показан высокий уровень полиморфизма и значительное генотипическое разнообразие (/ = 0.794, HVc- 1.129) в природных популяциях вешенки Р. pulmonarius из трех территориально удаленных регионов.

3. Основными факторами, влияющими на структуру популяций вешенки легочной, являются рекомбинации, обусловленные половым воспроизведением, генетический дрейф и поток генов (миграции).

4. Показана значительная дифференциация (Fst= 0.726) между природными популяциями P. pulmonarius с уровнем инбридинга, не превышающем 25%, допустимых для грибов, обладающих тетраполярной системой половой совместимости.

5. В популяциях вешенки преобладают антагонистические взаимодействия между грибными индивидуумами сильной (с частотой встречаемости S = 0.45) и средней (N = 0.35) степени. Степень антагонизма не зависела от субстрата и места сбора изолятов.

6. Показано, что вегетативное размножение у вешенки в природе ограничено в пространстве отдельными субстратами и не оказывает существенного влияния на генотипическую структуру популяций.

7. Впервые исследована ультраструктура мицелия в зоне контакта генетически различных индивидуумов, и показаны этапы формирования барража в зоне антагонизма на границе взаимодействующих дикарионов.

8. Внутривидовая дивергенция на географически изолированные популяции в пределах вида P. pulmonarius впервые подтверждена комплексным кластерным анализом по совокупности аллозимных и RAPD-признаков. Близкородственные виды P. pulmonarius и P. ostreatus, несмотря на отсутствие четко дифференцированных морфологических признаков, представляют собой репродуктивно изолированные виды, причем дивергенция между этими видами произошла сравнительно недавно.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Штаер, Оксана Васильевна, 2006 год

1. Айала Ф. Введение в популяционную и эволюционную генетику // М.: Мир, 1984. 232 С.

2. Алтухов ЮЛ. Генетические процессы в популяции // Москва, ИКЦ "Академкнига", 2003. 431 С.

3. Барсукова Т.Н. Эколого-биологическая характеристика видов рода Pleurotus (Fr.) Kumm. В связи с разработкой основ экстенсивного культивирования. // Дис. канд. биол. наук, Москва, 1990. 111 С.

4. Бигон М., Харпер Дж., Таунсенд К. Экология: особи, популяции и сообщества // Москва, "Мир", 1989. 667 С.

5. Бисъко Н.А., Дудка И.А. Биология и культивирование съедобных грибов рода вешенка // Киев, изд. "Наукова думка", 1987. 141С.

6. Дьяков Ю.Т. Популяционная биология фитопатогенных грибов // Москва, Изд. Дом Муравей, Научная редакция, 1998. 382 С.

7. Дьяков Ю. Т. Структура комплексных видов базидиальных грибов // Новое в систематике и номенклатуре грибов. М.: Национальная академия микологии - Медицина для всех, 2003, с. 496.

8. Дружинина И.С., Инсарова И.Д., Шнырева А.В., Дьяков Ю.Т. Гомокариотические пеллеты грибов и их использование в генетическом анализе. // Генетика, 1999, т. 33, №5, с. 628.

9. ГарибоваЛ.В., Сидорова И.И. Грибы. Энциклопедия природы России //Москва, 1999,352 С.10Животовский Л. А. Популяционная биометрия // М.: Наука, 1991, 271 С.

10. М.Инсарова ИД, Чайка М.Н., Завьялова Л.А., Лекомцева С.Н., Гарибова Л.В. Белковый полиморфизм видов рода Pleurotus (Fr.)

11. Kumm. // Мат. 6-й Международной Конференции "Проблемы лесной фитопатологии и микологии", 18-22 сентября, Москва-Петрозаводск, 2005.

12. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование // М.: Мир, 1984. 480 С.

13. Мелик-Хачатран Дж. Г. Взаимоотношения различных экологических групп грибов в эксперименте // Микология и фитопатология, 1985, т. 19, № 4, с. 286-289.

14. Михайловский Л. В. Виды вешенок из родства Pleurotus ostreatus (Fr.) Kumm. в СССР // Новости систематики низших растений, 1974, т. 11, с. 211-219.

15. Шнырева А. В., Дружинина КС., Дьяков ЮЛ. Генетическая структура комплекса Pleurotus ostreatus sensu lato на территории Московской области // Генетика, т. 34. № 12, 1998, с. 1610-1618.

16. Шнырева А.В., Белоконъ Ю.С., Белоконъ М.М. Вариабельность изоферментных спектров природных штаммов вешенки Pleurotus ostreatus, собранных на территории Московской области. // Микология и фитопатология, 2004, т. 38, вып.2, с.59-67.

17. Шнырева А.В. Род Pleurotus (Fr.) Kumm. // В кн.: Новое в систематике грибов, Москва, Национальная академия микологии -Медицина для всех, 2003, с. 418-441.

18. Штаер О.В., Белоконъ Ю.С., Белоконъ М.М., Шнырева А.В. Сравнительный анализ природных изолятов вида Pleurotus ostreatus II Микробиология, 2005, т.74, № 2, с. 231-238.

19. Babalyan S.M., Innocenti G., Garibyan G.N. Antagonistic activity of xylotrophic mushroom against pathogenic fungi of cereals in dual culture // Phitopathol. Mediterr., 2002, vol. 41, p. 200-225.

20. Barron G.L., Thorn R.G. Destruction of nematodes by species of Pleurotus И Can. J. Bot., 1987, vol. 65, p. 774-778.

21. Bissegger M., Rigling D., Heiniger U. Population strature and development of Cryphonectria parasitica in European chestnut forests in the presence of natural hypovirulence // Phythopathology, 1997, vol. 87, № 1, p. 50-59.

22. Bresinsky A., Fischer M., MeixnerB., Paulus W. Speciation in Pleurotus I'/ Mycologia, 1987, Vol. 79, № 2, p. 234-245.

23. Bobek P. Ozdin LO., Kuniak L. Cholesterol-lowering effect of the mushroom Pleurotus ostreatus hereditary hypercholesterolomic rats // Ann. Nutr. Metab. 1991, vol. 35, p. 191-195.

24. Bollag J.-M., Leonowicz A. Comparative studies of extracellular fungal laccases. // Applied and Environmental Microbiology, 1984, p. 849-854.

25. Buller A. H. R. Researches on fungi // Longsmans Green, L, 1931, vol. 4.

26. Burdon J.J., Roelfs. The effect of sexual and asexual reproduction on the isosyme structure of population of Puccinia graminis II Phythopathology, vol. 75, №9, 1995, p. 1068-1073.

27. Al.Carvalho D.B., Smith M.L. and Anderson J.B. Genetic exchange between diploid and haploid mycelia of Armillaria gallica. II Mycol., 1995, vol. 99, №6, p. 641-647.

28. Carbone I., Kohn L. Inferring process pattern in fungal population genetics // Appl. Mycol. & Biotechnol., Fungal Genomics, 2004, vol.4. P.30

29. Al.Casselton L.A., Olesnicky N. S. Molecular genetics of mating recognition in basidiomycete fungi // Microbiol, and Mol. Biology Reviews, 1998, p.55-70.

30. Chiu S.W., Ma A., Lin F., Moore D. Genetic homogeneity of cultivated strains of shiitake (Lentinula edodes) used in China as revealed by the polymerase chain reaction // Mycol. Res, 1996, vol.100, p.1393-1399.

31. Coustou-Linares V., Maddelein M.-L., Begueret J., Saupe S. J. In vivo aggregation of the HET-s prion protein of the fungus Podospora anserina // Mol. Microbiol, 2001, vol.42, p. 1325-1335.

32. Das N., Sengupta S., Mukherjee M. Importance of laccase in vegetative growth of Pleurotus florida II Applied and Environmental Microbiology, 1997, vol. 63, p. 4120-4122.

33. Edman M. Wood-disk traps provide a robust method for studying spore dispersal of wood-decaying basidiomycetes // Mycologia, 2003, vol. 95, № 3, p. 553-556.

34. Esser K. Hoffman P., Cramer V. J. In: The species concept in Hymenomycetes, 1977, p. 189.53 .Eugenio С.P., Anderson N. The genetics and cultivation of Pleurotus ostreatus // Mycologia, 1968, vol.60, p. 627-634.

35. Forche A., Schdnian G., Graser Y., Vilgalys R., Mitchell T.G. Genetic structure of typical and atypical populations of Candida albicansfrom Africa. // Fungal Genetics and Biology, 1999, vol. 28, p. 107-125.

36. Giardina P., Palmieri G., Scaloni A., Fontanella В., Faraco V., Cennamo G., Sannia G. Protein and gene structure of a blue laccase from Pleurotus ostreatus. //Biochem. J., 1999, vol. 341, p. 655-663.

37. Gonzales P., Labarere J. Phylogenetic relationships of Pleurotus species according to the sequence and secondary structure of the mitochondrial small-subunit rRNA V4, V6 and V9 domains // Microbiology, 2000, vol. 146, p. 209-221.

38. Hamelin R.C., Dusabenyagasani M., Et-touil K. Fine-level genetic structure of white pine blister rust populations // Ecol. Population Biol., 1998, vol. 88, № 11, p. 1187-1191.

39. Gene discovery and gene function assignment in filamentous fungi. // PNAS, 2001, vol. 98, p. 5110-5115.

40. Hamilton M. В., Miller J. R. Comparing relative rates of pollen and seed gene flow in the island model using nuclear and organelle measures of population structure // Genetics, 2002, vol.162, p. 1897-1909.

41. Hansen E. M., Stenlid J., Johansson M. Somatic incompatibility and nuclear reassortment in Heterobasidion annosum II Mycol. Res., 1993, vol. 97, № io, p. 1223-1228.

42. Hietala A.M., Korhonen K, Sen R. An unknown mechanism promotes somatic incompatibility in Ceratobasidium bicorne 11 Mycologia, 2003, vol.95, № 2, p. 239-250.

43. Hilber O. Die gatting Pleurotus II Mycologia, 1982, vol. 87, p. 1-448.

44. Isikhuemhen O. S., Moncalvo J.-M., Nerud F., Vilgalys R. Mating compatibility and phylogeography in Pleurotus tuberregium II Mycol. Res., 2000, vol. 104, № 6, p. 732-737.

45. Hubby J. L., Lewontin R.C. A molecular approach to study of genie heterozygosity in natural populations. 1. The number of alleles at different loci in Drosophyla pseudoobscura // Genetics (US), 1966, vol. 54, p. 577594.

46. James T.Y. and Vilgalys R. Abundance and diversity of Schizophyllum commune spore clouds in the Caribbean detected by selective sampling // Molecular Ecology, 2001, vol. 10, p. 471-479.

47. Kay E., Vilgalys R. Spatial distribution and genetic relationships among individuals in a natural population of the oyster mushroom Pleurotus ostreatus II Mycologia, 1992, vol. 84, p. 173-182.

48. A.Kites U. Life history and developmental processes in the basidiomycete Coprinus cinereus II Microbiol, and Mol. Biology Reviews, 2000, p. 316353.

49. Larraya L. M., Perez G., Penas M.M., Baars J.J.P., Mikosch T.S.P., Pisabarro A.G., Ramirez L. Molecular karyotype of the white rot fungus Pleurotus ostreatus II Appl. Environ. Microbiol., 1999, p. 3413-3417.

50. Laroche A., Gaudet D.A., Schaalje G.B., Erickson R.S. and Ginns J. Grouping and identification of low temperature basidiomycetes using mating, RAPD and RFLP analyses // Mycol. Res., vol.99 (3), 1995, p. 297-310.

51. Sl.Lewontin R.C. On measures of gametic disequilibrium // Genetics, 1988, vol. 120, p. 849-852.

52. Liu Y.-C., Cortesi P., Double ML., MacDonald W.L., Milgroom M. G. Diversity and multilocus genetic structure in populations of Cryphonectriaparasitica II Phytopathology, 1996, vol. p. 1344-1351.

53. M.May G., F. Shaw, H. Badrane, Vekemans X. The signature of balancing selection: Fungal mating compatibility gene evolution. 11 Evolution, 1999, vol. 96, p. 9172-9177.

54. Maclean D.J., Braithwait, Irwin J.A.G., Manners J.M. and Groth J.V. Random amplifield polymorphic DNA reveals relationships among

55. McDonald B.A., Pettway R.E., Chen R.S., Boeger J.M. martinez J.P. The population genetics of Septoria tritici (teleomorph Mycosphaerella graminicola) И Can. J. Bot. vol. 73, 1995, p. 292-301.

56. Meijer G., Megnegneau В., binders E.G.A. Variability for isozyme, vegetative compatibility and RAPD markers in natural populations of Phomopsis subordinaria II Mycol. Res., 1994, vol. 98, № 3, p. 267-276.

57. Milgroom M.G. Population biology of the chestnut blight fungus, Cryphonectriaparasitica. II Can. J. Bot., 1995, vol. 73, p.311-319.

58. Milgroom M.G. Recombination and the multilocus structure of fungal populations // Rev. Phytopathol., 1996, vol. 34, p. 457-477.

59. Nei M. Estimation of average heterozygosity and genetic distance from a small number of individuals // Genetics, 1978, vol. 89, p. 583-590.

60. Palmieri G., Giardina P., Bianco C., Fontanella В., Sannia G. Copper induction of laccase isoenzymes in the ligninolytic fungus Pleurotus ostreatus. II Appl. Environ. Microbiol, 2000, vol. 66, p. 920-924.

61. Royse D.J., May B. Interspecific allozyme variation among Morchella spp. and its inferences for systematics within the genus // Biochem. Syst. Ecol, 1990, vol. 18, p. 475-479.

62. Roux P., Labarere J. Isosyme characterization of dicariotic strains of the edible basidiomycetes Agaricus bitorquis (Quel.) Sacc. (Syn. Agaricus edulis) II Exp. Mycology, 1990, vol. 14, p. 101-112.

63. Saupe S. J. Molecular Genetics of Heterokaryon Incompatibility in Filamentous Ascomycetes // Microbiol. Mol. Biology Reviews, 2000, vol. 64, № .3, p. 489-502.

64. Saville B. J., Kohli Y., Anderson J. B. mtDNA recombination in a natural population. // Population Biology, 1998, vol. 95, p. 1331-1335.

65. Schmitz H. Studies in wood decay. Physiological specialisation in Fomes pinicola Fr. // Amer. J. Bot, 1925, vol 12, p. 163-177.

66. Taylor J. W., Geiser D.M., Burt A., Koufopanou V. The evolutionary biology and population genetics underlying fungal strain typing // Clinic. Microbiol. Rev, 1999, vol. 12, № 1, p. 126-146.

67. Taylor J. W., Jacobson D. J., Kroken S., Kasuga Т., Geiser D. M, Hibbett D. S., Fisher M. C. Phylogenetic species recognition and species concepts in fungi. // Fungal Genetics and Biol., 2000, vol. 31, p. 21-32.

68. Tommerup I.C., Burton J.E., and O'Brien P.A. Reliability of RAPD fingerprinting of three basidiomycete fungi Laccaria, Hydnangium and Rhyzoctonia И Mycol. Res., 1995, vol. 99, p. 179-186.

69. Todd N.K., Rayner D.M. Genetic structure of a natural population of Coriolus versicolor (L. ex Fr.)Quel. // Genetics Res., 1978, vol. 323, p. 55-65.

70. Todd N.K., Rayner D.M. Fungal individualism // Sci. Progress. 1980, Vol. 66, p. 331-354.

71. Torralba S., Pisabarro A.G., Ramirez L. Immunofluorescence microscopy of microtubule cytoskeleton during conjugate division in the dikaryon Pleurotus ostreatus II Mycologia, 2004, vol. 96, № 1, p. 41-51.

72. Ullrich R.C. Natural distribution of incompatibility factors in basidiomycetous fungi // Mycologia, 1977, vol. 69, p. 714-719.

73. Vallejos C.E. Enzyme activity staining. // In; Isozymes in plant genetics and breeding Part A. Elsevier Sci. Publ., 1983, p. 469-516.

74. Van de Peer, Treecon, Version 1.1,1995, University of Antwerp (UIA)

75. Vandendries R., Brodie H.J. La tetrapoparite et Г etude experimentale des barrages sexuals chez les basidiomycetes // Acad. Roy. Belg. Null. Classe Sci., 1933, vol., 19, p. 120-129.

76. Vilgalys R., Smith A., Sun B. L., Miller О. K. Intersterility groups in the Pleurotus ostreatus complex from the continental United States and adjacent Canada // Can. J. Bot., 1993, vol. 71, p. 113 -128.

77. Vilgalys R., Sun B.L. Ancient and recent patterns of geographic speciation in the oyster mushroom Pleurotus revealed by phylogeneticanalysis of ribosomal DNA sequences // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994, vol. 91, №5, p. 4599-4603.

78. Wasser S.P., Weis A.L. Medicinal properties of occurring in higher basidiomycetes mushrooms: current perspectives (review) // Intern. J. Medic. Mushrooms, 1999, vol. 1, p. 31-62.

79. Weir B.S. Genetic data analysis // Sunderland MA: Sinauer Associates Inc., 1990, 287 P.

80. Worrall J.J. Somatic incompatibility in basidiomycetes. // Mycologia, 1997, vol. 89, №1, p. 24-36.

81. Wu J., Saupe S. J., Glass N. L. Evidence for balancing selection operating at the het-c heterokaryon incompatibility locus in a group of filamentous fungi // Evolution, 1998, vol. 95, p. 12398-12403.

82. Xu J., Horgen P.A. Anderson J.B. Somatic recombination in the cultivated mushroom Agaricus bisporus II Mycol. Res., 1996, vol. 100, p. 188-192.

83. Xu J., Kerrigan R. W., Sonnenberg A.S., Callac P., Horgen P.A., Anderson J.B. Mitohondrial DNA variation in natural populations of the mushroom Agaricus bisporus // Mol. Ecology, 1998, vol. 7, p.19-33.

84. Yen F.C., Yang R., Boyle T. POPGENE Version 1.32. Microsoft window-based freeware for population genetic analysis // University of Alberta, Center for International Forestry Research. 1999, http://ftp.microsoft.com/Soft1ib

85. Zervakis G., Labarere J. Taxonomic relatioships within the fungal genus Pleurotus as determined by isoelectric focusing analysis of enzyme patterns // J. Gen/ Microbiol., 1992, vol.138, p. 635 645.

86. Zervakis G., Balis C. Incompatibility alleles and mating behaviour between and within Pleurotus species // Science and Cultivation of Edible Fungi, Balkema, Rotterdam, 1995.

87. Zervakis G., Balis C. A pluralistic approach in the study of Pleurotus species with emphasis on compatibility and physiology of the European morphotaxa // Mycol. Res., 1996, vol. 100, № 6, p.717-731.

88. Zervakis G., Moncalvo J.-M., Vilgalys R. Molecular phylogeny, biogeography and speciation of the mushroom species Pleurotus cystidiosus and allied taxa. // Microbiology, 2004, vol.150, p. 715-726.

89. Eger, G. Biology and breeding of Pleurotus /7 In The Biology and Cultivation of Edible Mushrooms (S. T. Chang & W. A. Hayes, eds), 1978, p. 497-519.

90. Reynolds E. S. The use of lead citrate at high pi I as an electron opaque stain in electron microscopy ii J. Biophys. Biochem. Cytol. 1963, vol. 17, p. 208.