Сравнительный анализ и консервация геномов штаммов вируса натуральной оспы из российской коллекции тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Бабкина, Ирина Николаевна

• Бабкина, Ирина Николаевна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Бабкина, Ирина Николаевна

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ.

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. МЕТОДЫ ГЕНОТИПИРОВАНИЯ ВИРУСОВ.

2.1 Уникальные методы генотипирования РНК-содержащих вирусов.

2.1.1. Олигонуклеотидный метод "отпечатков пальцев".

2.1.2. Анализ полиморфизма длин геномных сегментов. (Электрофоретипирование).

2.2. Методы генотипирования ДНК- и РНК-содержащих вирусов.

2.2.1. Молекулярная гибридизация нуклеиновых кислот.

2.2.2. Иммуноферментный анализ ДНК.

2.2.3. Анализ с помощью РНКазы А.

2.2.4. Гетеродуплексный анализ.

2.2.4.1. Анализ подвижности гетеродуплексов.

2.2.4.2. Анализ подвижности гетеродуплексов с меченым зондом.

2.2.5. Анализ конформационного полиморфизма одноцепочечной ДНК.

2.2.6. Анализ полиморфизма длин рестрикционных фрагментов (ПДРФ).

2.2.6.1. Классический ПДРФ анализ.

2.2.6.2. ПЦР-ПДРФ анализ.

2.2.6.3. ОТ-ПЦР-ПДРФ анализ.

2.2.6.4. ДПЦР-ПДРФ анализ.

2.2.6.5. Филогенетический анализ данных ПДРФ.

2.2.6.6. Саузерн-блот анализ.

2.2.7. Определение нуклеотидной последовательности вирусных геномов.

2.2.7.1. Методы секвенирования.

2.2.7.2. Стратегия секвенирования протяженных фрагментов ДНК.

2.2.7.3. Применение секвенирования для генотипирования вирусов.

2.2.8. Генотипирование смешанных инфекций.

2.3. Генотипирование поксвирусов.

2.3.1. ПДРФ анализ ДНК ортопоксвирусов.

2.3.2. ПЦР-ПДРФ анализ ортопоксвирусов.

2.3.3. ПЦР методы анализа ДНК ортопоксвирусов.

2.3.4. Методы молекулярной гибридизации ортопоксвирусов.

2.3.5. ПДРФ анализ ДНК поксвирусов.

2.3.6. Определение нуклеотидных последовательностей поксвирусов.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Сравнительный анализ и консервация геномов штаммов вируса натуральной оспы из российской коллекции»

Широкомасштабные мероприятия, предпринятые мировым сообществом под эгидой Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ) по вакцинопрофилактике населения Земного шара против натуральной оспы и строгому противоэпидемическому надзору, привели к ликвидации этого заболевания на планете (WHO, 1980). В настоящее время коллекции вирусов натуральной оспы (ВНО) поддерживаются только в двух Сотрудничающих центрах ВОЗ: в Государственном научном центре вирусологии и биотехнологии «Вектор» (Кольцово, Россия) и в Центре по контролю и профилактике заболеваний (Атланта, США). В результате повсеместного прекращения после 1980 года иммунизации против оспы доля населения, восприимчивого к ВНО, постоянно увеличивается. Наличие хранилищ жизнеспособных штаммов ВНО рассматривается как источник возможной биологической опасности. Поэтому на четвертом заседании Комитета ВОЗ по ортопоксвирусным инфекциям в 1986 году было принято решение о необходимости уничтожения коллекций штаммов ВНО и их геномных ДНК (WHO, 1980). Учитывая планируемое уничтожение в будущем коллекций ВНО, необходимо осуществить надежную консервацию в биологически безопасной форме генетического материала разных изолятов ВНО, что чрезвычайно важно для будущих исследований.

Эксперименты, выполненные ранее в лаборатории проф. С.С.Маренниковой, выявили большое разнообразие штаммов ВНО по спектру биологических свойств (Маренникова, Щелкунов, 1998). Поэтому, несомненно, важным направлением исследований является дальнейшее углубленное сравнительное изучение структуры геномов широкого набора изолятов ВНО, выделенных в разное время в разных географических зонах. Только детальное генотипирование штаммов позволит выявить границы изменчивости их геномов.

Известно, что штаммы ВНО различного географического происхождения могут вызывать поражения человека, отличающиеся по тяжести и формам протекания заболевания. Оспа, характеризующаяся легким течением, исторически получила название малая оспа (variola minor), в то время как оспу, вызывающую тяжелые заболевания, относят к большой оспе (variola major). В Азии был распространен тип variola major, тогда как в Африке существовали оба типа ВНО. Штаммы малой оспы, циркулирующие в Америке, принято называть alastrim. Биологические тесты выявили четкие отличия штаммов alastrim как от штаммов variola major, так и от изученных африканских изолятов variola minor (Fenner et al., 1989; Маренникова и Щелкунов, 1998).

Натуральная оспа была ликвидирована до периода бурного развития новейших технологий молекулярной биологии, наблюдаемого в последние два десятилетия. Поэтому возбудитель данного заболевания и его геном остались почти не изученными. Без фундаментальных исследований генома ВНО разработка современных методов диагностики ВНО и других ортопоксвирусов, создание новых эффективных и безопасных вакцин, методов лечения натуральной оспы и других ортопоксвирусных инфекций типа оспы обезьян у человека невозможны или мало эффективны.

Цели и задачи исследования

Целями настоящего исследования были консервация генетического материала различных штаммов вируса натуральной оспы в биологически безопасной форме, изучение вариабельности геномов набора штаммов ВНО из коллекций России и США и оценка скорости молекулярной эволюции штаммов ВНО.

В ходе работы решались следующие задачи:

1. Выделение препаратов ДНК вируса натуральной оспы и получение музея препаратов полноразмерных ДНК набора штаммов ВНО.

2. Создание и характеризация музея коллекций перекрывающихся ампликонов, охватывающих в совокупности полный геном ВНО, для набора штаммов этого вируса.

3. Получение и характеризация музея клонотек гибридных плазмид, содержащих фрагменты ДНК, покрывающих в совокупности полные геномы набора штаммов ВНО.

4. Сравнительный рестрикционный анализ продуктов длинной полимеразной цепной реакции (ДПЦР) полных геномов штаммов ВНО Российской коллекции.

5. Филогенетический анализ генетического разнообразия штаммов ВНО Российской коллекции на основе данных исследования полиморфизма длин рестрикционных фрагментов (ПДРФ) продуктов ДПЦР.

6. Сравнительное изучение молекулярно-биологического разнообразия 63 штаммов ВНО из Российской коллекции и коллекции США.

7. Оценка скорости молекулярной эволюции штаммов ВНО на основе данных ДПЦР-ПДРФ анализа.

Научная новизна и практическая значимость работы

Создан музей препаратов полноразмерных ДНК штаммов ВНО, позволяющий проводить дальнейшее изучение структурно-функциональной организации генома этого уникального вируса.

Впервые реализована стратегия создания коллекции ампликонов, перекрывающих в совокупности полный геном ВНО.

На основе полученной коллекции ампликонов получены представительные библиотеки гибридных плазмид, содержащих фрагменты полных геномов девяти штаммов ВНО.

Проведена паспортизация и надежная консервация полученного музея ампликонов семнадцати штаммов ВНО и музея клонотек девяти штаммов ВНО в составе Международного репозитария ДНК ВНО при ФГУН ГНЦ ВБ «Вектор», что дает возможность использовать их в последующих научных исследованиях. Полученный репозитарий обеспечит возможность долговременного и безопасного хранения фрагментов генома разных вариантов ВНО, используя которые можно будет создавать новейшие поколения вакцин, продуценты любых вирусных белков, накапливать данные секвенирования выбранных районов генома ВНО и разрабатывать новейшие методы ДНК-диагностики.

Впервые проведен сравнительный анализ полиморфизма длин рестрикционных фрагментов двадцати ампликонов, покрывающих в сумме полные геномы 21 штамма ВНО Российской коллекции. Была использована стратегия получения ампликонов ДНК ВНО с помощью длинной полимеразной цепной реакции. Создана база данных ДПЦР-ПДРФ анализа, которая может быть использована как референс система для генотипирования штаммов ВНО. Филогенетический анализ выявил, что штаммы ВНО группируются в зависимости от их географического происхождения, и штаммы alastrim демонстрируют наибольшие отличия от остальных штаммов ВНО. Впервые выявлен полиморфизм штаммов ВНО внутри одной численно малой вспышки натуральной оспы, произошедшей в Москве в 1960 г.

Проведено подробное исследование генетического разнообразия 63 штаммов ВНО, находящихся в коллекциях ГНЦ ВБ «Вектор» (Россия) и Центре по контролю и предотвращению заболеваний (США) и имеющих различное географическое происхождение. При проведении сравнительного филогенетического анализа данных ДПЦР-ПДРФ этих штаммов ВНО показано, что западноафриканские штаммы ВНО и штаммы ВНО minor alastrim относятся к отдельному подтипу ВНО, демонстрирующему наибольшие отличия от остальных штаммов ВНО, и что штаммы alastrim произошли от западноафриканских штаммов ВНО. Впервые сделано предположение о времени, когда западноафриканский подтип эволюционно произошел из вида вируса натуральной оспы.

Апробация работы

По материалы диссертации опубликованы 3 статьи в реферируемых изданиях. Результаты работы были представлены на международных конференциях: 4th, 5th and 7th Meetings of the WHO Advisory Committee on Variola Virus Research (Geneva, Switzerland, 2002; 2003; 2005); 2nd, 4th and 5th US-Russia Cooperative Biological Research Review Conferences (Serpukhov, St. Petersburg, St. Petersburg, Russia, 2002; 2004; 2005); the XVth International Poxvirus and Iridovirus Symposium (Oxford, UK, 2004).

Вклад автора

Выделение препаратов ДНК вируса натуральной оспы проводилось в лаборатории 1-го уровня биобезопасности ГНЦ ВБ «Вектор» автором совместно с И.В. Бабкиным и М.В. Михеевым. Создание и характеризация музея коллекций ампликонов ДНК ВНО выполнено лично автором. Получение и характеризация музея клонотек геномов штаммов ВНО в плазмидных векторах выполнено П.Ф. Сафроновым, Е.А. Уваровой, А.В. Тотмениным, JI.H. Голиковой, Е. В. Серегиной совместно с автором. ДПЦР-ПДРФ анализ двадцати одного штамма ВНО Российской коллекции выполнен лично автором. ДПЦР-ПДРФ анализ сорока пяти штаммов ВНО из коллекции США выполнен Ю Ли при участии автора. Филогенетический анализ генетического разнообразия штаммов ВНО из Российской коллекции и коллекции США проведен автором совместно с И.В. Бабкиным.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Бабкина, Ирина Николаевна

6. ВЫВОДЫ

1. Получены и охарактеризованы препараты полноразмерных ДНК 29 штаммов ВНО; коллекции ампликонов ДНК 17 штаммов ВНО, охватывающих в сумме полный геном вируса; клонотеки фрагментов ДНК полных геномов 9 штаммов ВНО. Паспортизованные коллекции помещены в Международный репозитарий ДНК ВНО при ФГУН ГНЦ ВБ «Вектор».

2. С использованием ДПЦР-ПДРФ анализа впервые проведено изучение генотипического разнообразия 21 штамма вируса натуральной оспы Российской коллекции и выполнен филогенетический анализ полученных данных. Показано, что все штаммы ВНО формируют три филогенетические группы: африканские, азиатские изоляты и штаммы ВНО alastrim.

3. Впервые обнаружена гетерогенность индивидуальных изолятов ВНО внутри одной ограниченной вспышки натуральной оспы, произошедшей в г. Москве в 1960г. Сделано предположение о возможности смешанной инфекции различными вариантами ВНО одного больного.

4. В результате филогенетического исследования данных ДПЦР-ПДРФ анализа ДНК 63 штаммов ВНО из Российской коллекции и коллекции США впервые обнаружено, что западноафриканские штаммы ВНО и штаммы ВНО minor alastrim объединяются в отдельный подтип ВНО, демонстрирующий наибольшие отличия от остальных штаммов ВНО. Исходя из того, что дивергентная эволюция ВНО alastrim и западноафриканского варианта ВНО началась около 400 лет назад, определено, что западноафриканский подтип ВНО выделился из вида Variola virus примерно 1100-1300 лет назад.

2.4. Заключение

Быстрое развитие за последние десятилетия молекулярно-биологических методов исследования ДНК и РНК предоставило ученым возможность детального изучения вирусных геномов. В настоящее время существует широкий набор молекулярных методов типирования и субтипирования вирусов. Каждый метод имеет свои преимущества и недостатки, которые необходимо учитывать при изучении конкретного вируса.

Возможность использования метода определяется характерными особенностями изучаемого вируса. В первую очередь это обуславливается природой нуклеиновой кислоты вирусного генома - относится она к ДНК или РНК. Другие характеристики вирусного генома, определяющие выбор метода генотипирования: представлен геном одно- или двухцепочечной нуклеиновой кислотой, его размер, наличие сегментов генома. Следует также учитывать трудоемкость культивирования вируса и необходимость соблюдения при этом специальных мер биобезопасности.

В базе данных GenBank (http://www.ncbi.nlm.nih.gov) депонированы последовательности вирусных геномов от ста нуклеотидов до 1,2 миллиона п.н. в случае Mimivirus. Во многих случаях можно провести определение полной нуклеотидной последовательности коротких геномов, однако, зачастую молекулярно-биологическое изучение протяженных геномов целесообразно проводить другими методами.

При изучении поксвирусов наибольшее распространение получили методы, основанные на анализе полиморфизма длин рестрикционных фрагментов. Этот выбор обусловлен тем, что их геном содержит протяженную двухцепочечную молекулу ДНК, и ПДРФ анализ вирусной ДНК легко выполним при наличии необходимого количества препарата выеокоочищенной геномной ДНК. Однако, получение таких препаратов особоопасных для человека ортопоксвирусов, таких как ВНО, требует культивирования препаративных количеств вируса, проведение его очистки от клеточных компонентов и выделения нативной вирусной ДНК, в условиях лаборатории 1-го уровня биобезопасности. Применение ПЦР для амплификации фрагментов вирусной ДНК позволяет использовать значительно меньшие количества ДНК, без дополнительных требований к чистоте и целостности матрицы.

Для упрощения генотипирования в большинстве современных исследований анализируют отдельные короткие локусы вирусных геномов (ПЦР-ПДРФ), к выбору которых необходимо подходить с большой аккуратностью, так как результаты такого анализа могут быть недостаточно информативными. Изучение литературных данных ПЦР-ПДРФ анализа ортопоксвирусов позволяет сделать вывод, что детальное генотипирование на основе данных полиморфизма коротких вирусных фрагментов невозможно.

Для подробного сравнительного молекулярно-биологического исследования высокопатогенных для человека ортопоксвирусов целесообразно использовать ДПЦР-ПДРФ анализ полных вирусных геномов. Гидролиз мелкощепящими эндонуклеазами рестрикции длинных ампликонов, охватывающих в совокупности весь вирусный геном, позволяет выявить детальные различия между изолятами ортопоксвирусов. Потенциал использования ДПЦР-ПДРФ анализа при исследовании такого опасного вируса, как ВНО, оценивается очень высоко.

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ 3.1. Материалы Реактивы, наборы реактивов, ферменты.

Наборы реактивов:

1. GeneAmp® XL PCR Kit («Applied Biosystems», США);

2. QIAquick Gel Extraction Kit («QIAGEN», США);

3. Taq ДНК-полимераза, буфер для ПЦР, набор dNTP («СибЭнзим», Россия); Реактивы:

1. Агароза, («Sigma», США);

2. Ампициллин (АКО «Синтез», Россия);

3. Ацетат калия («Реахим», Россия);

4. Ацетат натрия («Реахим», Россия);

5. Бакто-агар («Sigma», США);

6. Бакто-триптон, («Sigma», США);

7. Глицерин («Sigma», США);

8. Глюкоза («Реахим» Россия);

9. Додецилсульфат натрия (SDS) («Serva», Германия).

10. Дрожжевой экстракт («Sigma», США);

11. Изопропанол («Реахим», Россия);

12. Изопропил-Р-О-тиогалактозид (ИПТГ) («Sigma», США);

13. Канамицин (АКО «Синтез», Россия);

14. РНКаза A («Sigma», США);

15. Тетрациклин («Sigma», США);

16.1,1,2, трифтортрихлорэтан («Sigma», США);

17. Фенол («Реахим», Россия);

18. Хлороформ («Реахим», Россия);

19. Этанол (Россия)

20. 2-Р-меркаптоэтанол («Sigma», США);

21. 5-бром-4хлор-Зиндолил-Р-0-галактопиранозид (X-Gal) («Sigma», США);

22. СаС12х2 Н20 («Sigma», США);

23. СНзСООН («Реахим», Россия);

24. DMSO («Sigma», США);

25. EDTA («Sigma», США);

26. LiCl («Sigma», США);

27. МпС12х4Н20 («Sigma», США);

28. MOPS («Sigma», США);

29. NaCI («Реахим», Россия);

30. NaOH («Реахим», Россия);

31. RbCl («Sigma», США);

32. Tris («Sigma», США);

33. Tris-HCl («Sigma», США);

34. Triton X-100 («Sigma», США);

Ферменты и маркеры молекулярных весов

В работе использовали лизоцим производства компании «Serva» (Германия), эндонуклеазы рестрикции Hindlll, Xhol, ДНК-лигазу фага Т4 производства компании «Fermentas» (Литва), эндонуклеазы рестрикции ВатШ, EcoKl, Asull, Pstl, Bsa29l, Vspl, лизоцим, протеиназу К и щелочную фосфатазу компании «СибЭнзим» (Новосибирск, Россия). 5-бром-4-хлор-3-индолил-Р-0-галактопиранозид (X-Gal), изопропил- (3-D-тиогалактопиранозид (IPTG) компании «Sigma» (США).

Во всех ферментативных реакциях использовали буферы и условия проведения реакции, рекомендованные производителем фермента.

Маркеры молекулярных весов нуклеиновых кислот: 1 Kb ДНК-маркер, 100 bp ДНК-маркер и X ДНК/Я/wdIII маркеры («СибЭнзим», Россия); BenchTop pGEM («Promega», США).

Буферные растворы

Гипотонический буфер: (10 мМ Трис-НС1; 10 мМ КС1; 5 мМ ЭДТА; рН 8,0) Изотонический буфер: (10 мМ Трис-НС1; 150 мМ NaCI; 5 мМ ЭДТА; рН 8,0) Лизирующий буфер (ЛБ): (100 мМ Трис-НС1; 100 мМ ЭДТА; 100 мМ NaCI; 1% SDS; рН 8,0)

ТЕ: (10 мМ Трис-НС1; 1 мМ ЭДТА; рН 8.0) ТАЕ: (40 мМ Трис-НС1; 40 мМ СН3СООН; 2 мМ ЭДТА; рН 8.0) ТВЕ: (2 мМ ЭДТА; 89 мМ Трис-HCl; Борная кислота; рН 8.3) RF-1: (100 мМ RbCl; 50 мМ МпС12х4Н20; 30 мМ КОАс; 10 мМ СаС12х2Н20; Глицерин-15% (вес/обьем); рН 5.8)

RF-2: (ЮмМ RbCl; 10 мМ MOPS; 75мМ СаС12х2Н20; Глицерин- 15% (вес/обьем); рН 6.8). Стерилизовали фильтрацией через нитроцеллюлозный фильтр 0.2 мкм.

Растворы для выделения ДНК методом щелочного лизиса

Раствор I: (10 мМ ЭДТА; 25 мМ Трис-HCl; Глюкоза -50 мМ; рН 8.0)

Раствор II: (0,2 М NaOH; 1% SDS)

Раствор III: (3 М ацетат калия; рН 5,2)

Питательные среды

LB-бульон: (Триптон -10 г; Дрожжевой экстракт -5 г; NaCl - 5 г; рН 7,5; Н2О - до 1 л) Стерилизуется автоклавированием.

Агаризованная среда: (LB-бульон + 1,8% агара) Стерилизуется автоклавированием.

Штаммы Escherichia coli и плазмиды

В работе использовали штаммы E.coli JM109 {recAl endAl gyrA96 thi hsdR17(rk mk+) supE44 relAl X A (lac-proAB) [F traD36proAB lacPZAM15]} и XLl-Blue {supE44 hsdRl7 recAl endAl gyrA96 thi relAl lac [F proAB+ lacPZAM15 TnlO (Tef)]} из коллекции ГНЦ ВБ «Вектор», а также плазмиду pBluescript II SK+ «Stratagene», США.

Штаммы ВНО

Штаммы ВНО из Российской коллекции (ГНЦ ВБ «Вектор»), для которых получены препараты полноразмерной ДНК, приведены в табл. 2. Штаммы ВНО, использованные при создании коллекций ампликонов, представлены в табл. 3. Список штаммов ВНО, ДНК которых была использована для создания музея клонотек фрагментов генома, приведен в табл. 4. Штаммы ВНО, использованные для ПДРФ-ДПЦР анализа, перечислены в табл. 5. Культивирование вирусов проводили, как описано ранее (Lapa et al, 2002) на хорион-аллантоисных оболочках куриных эмбрионов (ХАО КЭ) или на культуре клеток Vero.

Штаммы ВНО из коллекции Центра по контролю и предотвращению заболеваний (Атланта, Джорджия, США), ДНК которых использовалась в сравнительном ДПЦР-ПДРФ анализе, представлены в табл. 6.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Бабкина, Ирина Николаевна, 2006 год

1. Бароян О.В., Серенко А.Ф. Вспышка оспы в Москве в 1959-1960 гг. // Журн. микробиол. -1961. № 4. - С. 72-79.

2. Болдырев Г.Е., Шатров И.И., Брайнина Р.А., Юлаев С.Н. О противоэпидемических мероприятиях по ликвидации очага натуральной оспы. // Журн. микробиол. 1962. -№ 2. - С. 116-119.

3. Маренникова С.С., Щелкунов С.Н. Патогенные для человека ортопоксвирусы. -КМК.-1998.-386 с.

4. Мацеевич Г.Р., Радюк С.Н., Рыжов К.А., Анджапаридзе О.Г. Эволюция методов лабораторной диагностики ортопоксвирусных инфекций. // Вопр. вирусол. 1996. -Т. 41.-№5.-С. 195-200.

5. Носик Н.Н., Стаханова В.М. Лабораторная диагностика вирусных инфекций. // Клин, микробиол. и антимикроб, химиотерап. 2000. - Т. 2. -№ 2. - С. 70-78.

6. Орешкова С.Ф. ДНК-технологии в диагностики и характеризации вирусных патогенов сельскохозяйственных животных. // Молекуляр. генетика микробиол. и вирусол. 2002. - Т. 2. - С. 3-9.

7. Чемерис А.В., Ахунов Э.Д., Вахитов В.А. Секвенирование ДНК. М.: Наука. -1999.-429 с.

8. Шагинян И.А. Роль и место молекулярно-генетических методов в эпидемиологическом анализе внутрибольничных инфекций. // Клин, микробиол. и антимикроб, химиотерап. 2000. - Т. 2. - № 3. - С. 82-95.

9. Щелкунов С.Н., Блинов В.М., Ресенчук С.М., Денисов С.И., Тотменин А.В., Сандахчиев J1.C. Семейство анкиринподобных белков ортопоксвирусов. // Докл. РАН. 1993. - Т. 328. - С. 256-258.

10. Энциклопедический словарь «Всемирная история». Изд.: Большая Российская энциклопедия. - 2000. - 880 с.

11. Abba М.С., Golijow C.D. Herpes simplex virus genotyping: multiple optional PCR-based RFLP systems and a non-isotopic single-strand conformation polymorphism method. // J. Virol. Methods. 2004. - V. 118. - № 1. - P. 73-76.

12. Adhikary A.K., Banik U., Numaga J., Suzuki E., Inada Т., Okabe N. Heterogeneity of the fibre sequence in subgenus С adenoviruses. // J. Clin. Pathol. 2004. - V. 57. - № 6.-P. 612-617.

13. Afonso C.L., Tulman E.R., Lu Z., Zsak L., Sandybaev N.T., Kerembekova U.Z., Zaitsev V.L., Kutish G.F., Rock D.L. The genome of camelpox virus. // Virology. 2002. - V. 295.-№ l.-P. 1-9.

14. Afonso C.L., Delhon G., Tulman E.R., Lu Z., Zsak A., Becerra V.M., Zsak L., Kutish G. F., Rock D. L. Genome of deerpox virus. // J. Virol. 2005. - V. 79. - № 2. - P. 966977.

15. Ahumada-Ruiz S., Taylor-Castillo L., Visona K., Luftig R.B., Herrero-Uribe L. Determination of human cytomegalovirus genetic diversity in different patientpopulations in Costa Rica. // Rev. Inst. Med. trop. Sao Paulo. 2004. - V. 46. - № 2. -P. 87-92

16. Aitichou M., Javorschi S., Ibrahim M.S. Two-color multiplex assay for the identification of orthopox viruses with real-time LUX- PCR. // Mol. Cell. Probes. 2005. - V. 19. -№5.-P. 323-328.

17. Albuquerque D.M., Costa S.C. Genotyping of human cytomegalovirus using nonradioactive single-strand conformation polymorphism (SSCP) analysis. //

18. J. Virol. Methods. 2003. - V. 110. - № 1. - P. 25-28.

19. Alcami A., Smith G.L. Vaccinia, cowpox, and camelpox viruses encode soluble gamma interferon receptors with novel broad species specificity. // J. Virol. 1995. - V. 69. -№8.-P. 4633-4639.

20. Almazan F., Tscharke D.C., Smith G.L. The vaccinia virus superoxide dismutase-like protein (A45R) is a virion component that is nonessential for virus replication. // J. Virol. 2001. - V. 75. - № 15. - P. 7018-7029.

21. Anderson S. Shotgun DNA sequencing using cloned DNase-I generated fragments // Nucl. Acids Res. 1981. - Vol. 9. - P. 3015-3027.

22. Ansorge W., Voss H., Zimmermann J. DNA sequencing strategies. N. Y. Wiley; Spektrum. - 1996. - 202 pp.

23. Antoine G., Scheiflinger F., Domer F., Falkner F.G. The complete genomic sequence of the modified vaccinia Ankara strain: comparison with other orthopoxviruses. // Virology. 1998. - V. 244. - № 2. - P. 365-396.

24. Arens M., Dilworth V. Remarkably homogeneous population of adenovirus type 3 and 7 genome types. // J. Clin. Microbiol. -1988. V. 26. - P. 1604-1608.

25. Arens M., Swierkosz. E. M. Detection of rotavirus by hybridization with a nonradioactive synthetic DNA probe and comparison with commercial enzyme immunoassays and silver-stained polyacrylamide gels. // J. Clin. Microbiol. -1989. V. 27.-P. 1277-1279.

26. Arens M. Methods for subtyping and molecular comparison of human viral genomes. // Clin. Microbiol. Rev. -1999. V. 12. - № 4. - P. 612-626.

27. Banham A.H., Smith G.L. Vaccinia virus gene B1R encodes a 34-kDa serine/threonine protein kinase that localizes in cytoplasmic factories and is packaged into virions. // Virology. -1992. V. 191. - № 2. - P. 803-812.

28. Barlow K.L., Green J., Clewley J.P. Viral genome characterisation by the heteroduplex mobility and heteroduplex tracking assays. // Rev. Med. Virol. 2000. - V. 10. - № 5. -P. 321-335.

29. Barnes W. M. PCR amplification of up to 35-kb DNA with high fidelity and high yield from 1 bacteriophage templates. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1994. V. 91. - P. 2216-2220.

30. Beattie E., Tartaglia J., Paoletti E. Vaccinia virus-encoded eIF-2 alpha homolog abrogates the antiviral effect of interferon. // Virology. -1991. V. 183. - № 1. - P. 419-422.

31. Belkum A. DNA fingerprinting of medically important microorganisms by use of PCR. // Clin. Microbiol. Rev. -1994. V. 7. - № 2. - P. 174-184.

32. Bhat P.P. A comparison of genomes of sheep pox virus isolates. // Indian J. Exp. Biol. -1989. V. 27. -№ 8. - P. 714-717.

33. Bosch S., Amauld C., Jestin A. Study of full-length porcine endogenous retrovirus genomes with envelope gene polymorphism in a specific-pathogen-free Large White swine herd. // J. Virol. 2000. - V. 74. № 18. - P. 8575-8581.

34. Breault D.T., Stover ML., Li M., Lichtler A.C., Rowe D.W. Novel use for BAL31 nuclease-generated nested deletions: sequencing from the inside out // Biotechniques.1995.-V. 18.-P. 614-617.

35. Brown C.K., Turner P.C., Moyer R.W. Molecular characterization of the vaccinia virus hemagglutinin gene. // J. Virol. 1991. - V. 65. - № 7. - P. 3598-3606.

36. Buchman T.G., Roizman В., Adams G., Stover B.H. Restriction endonuclease fingerprinting of herpes simplex virus DNA: a novel epidemiological tool applied to a nosocomial outbreak. // J. Infect. Dis. 1978. - V. 138. - P. 488-498.

37. Buchman T.G., Roizman В., Nahmias A.J. Demonstration of exogenous genital reinfection with herpes simplex virus type 2 by restriction endonuclease fingerprinting of viral DNA. // J. Infect. Dis. 1979. - V. 140. - P. 295-304.

38. Cassinotti P., Mietz H., Siegl G. Suitability and clinical application of a multiplex nested PCR assay for the diagnosis of herpes simplex virus infections. // J. Med. Virol.1996. V. 50.-№ l.-P. 75-81.

39. Cassinotti P., Siegl G. A nested-PCR assay for the simultaneous amplification of HSV-1, HSV-2, and HCMV genomes in patients with presumed herpetic CNS infections. // J. Virol.Methods. -1998.-V. 71.-№ l.-P. 105-114.

40. Cheng S., Fockler C., Barnes W.M., Higuchi R. Effective amplification of long targets from cloned inserts and human genomic DNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. -V. 91.-№ l.-P. 5695-5699.

41. Chou S. Acquisition of donor strains of cytomegalovirus by renal-transplant recipients. // N. Engl. J. Med. -1986. V. 314. - P. 1418-1423.

42. Church G.M., Kieffer-Hiigins S. Multiplex DNA sequencing // Science. 1988. - V. 240.-P. 47-50.

43. Coaquette A., Bourgeois A., Dirand C., Varin A., Chen W., Herbein G. Mixed cytomegalovirus glycoprotein В genotypes in immunocompromised patients. // Clin. Infect. Dis. 2004. - V. 39. - № 2. - P. 155-161.

44. Deininger P.L. Approaches to rapid DNA sequence analysis. // Anal. Biochem. 1983. -V. 135,-№2.-P. 247-263.

45. Delwart E.L., Shpaer E.G., Louwagie J., McCutchan F.E., Grez M., Rubsamen-Waigmann H., Mullins J.I. Genetic relationships determined by a DNA heteroduplex mobility assay: analysis of HIV-1 env genes. // Science. 1993. - V. 262. - P. 12571261.

46. Delwart E.L., Sheppard H.W., Walker B.D., Goudsmit J., Mullins J.I. Human immunodeficiency virus type 1 evolution in vivo tracked by DNA heteroduplex mobility assays. // J. Virol. 1994. - V. 68. - P. 6672-6683.

47. Delwart E. L., Pan H., Sheppard H.W., Wolpert D., Neumann A.U., Korber В., Mullins J.I. Slower evolution of human immunodeficiency virus type 1 quasispecies during progression to AIDS. // J. Virol. -1997. V. 71. - P. 7498-7508.

48. Dolan K.T., Twist E.M., Horton-Slight P., Forrer C., Bell L.M., Plotkin S.A., Clark H.F. Epidemiology of rotavirus electropherotypes determined by a simplified diagnostic technique with RNA analysis. // J. Clin. Microbiol. 1985. - V. 21. - P. 753-758.

49. Dragon A.D., Spadoro J.P., Madej R. Quality control of polymerase chain reaction. Diagnostic molecular microbiology. Principles and applications. Washington: ASM Press.-1993.-160 pp.

50. Drew W.L., Sweet E.S., Miner R.C., Mocarski E.S. Multiple infections by cytomegalovirus in patients with acquired immunodeficiency syndrome: documentation by Southern blot hybridization. // J. Infect. Dis. 1984. - V. 150. - P. 952-953.

51. Dumbell K.R., Huq F. Epidemiological implications of typing of viriola isolates. // Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 1975. - V. 69. -№ 3. - P. 303-306.

52. Dumbell K.R., Huq F. The virology of variola minor. Correlation of laboratory tests with the geographic distribution and human virulence of variola isolates. // Amer. J. Epidemiol. 1986. - V. 123. - P. 403-415.

53. Dumbell K.R, Richardson M. Virological investigations of specimens from buffaloes affected by buffalopox in Maharashtra State, India between 1985 and 1987. // Arch. Virol. 1993. - V. 128. № 3. - P. 257-267.

54. Eckert R.L. New vectors for rapid sequencing of DNA fragments by chemical degradation. // Gene. 1987. - V. 51. - P. 247-254.

55. Engelstad M., Howard S.T., Smith G.L. A constitutively expressed vaccinia gene encodes a 42-kDa glycoprotein related to complement control factors that forms part of the extracellular virus envelope. // Virology. 1992. - V. 188. -№ 2. - P. 801-810.

56. Engelstad M., Smith G.L. The vaccinia virus 42-kDa envelope protein is required for the envelopment and egress of extracellular virus and for virus virulence. // Virology. -1993. V. 194. -№ 2. - P. 627-637.

57. Esposito J.J., Obijeski J.F., Nakano J.H. Orthopoxvirus DNA: strain differentiation by electrophoresis of restriction endonuclease fragmented virion DNA. // Virology. 1978. -V. 89.-P. 53-66.

58. Esposito J.J., Knight J.C. Orthopoxvirus DNA: A comparison of restriction profiles and maps. // Virology. -1985. V. 143. -№ 1. - P. 230-251.

59. Espy M.J., Cockerill F.R., Meyer R.F., Bowen M.D., Poland G.A., Hadfield T.L., Smith T.F. Detection of smallpox virus DNA by LightCycler PCR. // J. Clin. Microbiol. -2002.-V. 40.-№6.-P. 1985-1988.

60. Fedorko D.P., Preuss J.C., Fahle G.A., Li L., Fischer S.H., Hohman, P., Cohen J.I. Comparison of methods for detection of Vaccinia virus in patient specimens. // J. Clin. Microbiol. 2005. - V. 43. - № 9. - P. 4602-4606.

61. Felsenstein J. Confidence limits on phylogenies: an approach using the bootstrap. // Evolution. 1985. - V. 39. - P. 783-791.

62. Felsenstein, J. PHYLIP Phylogeny inference package (Version 3.2). // Cladistics. -1989.-V.5.-P. 164-166.

63. Fenner F., Wittek R., Dumbell K.R. Orhopoxviruses. San Diego: Acad. Press Inc. -1989.-432 pp.

64. Fonseca F.G., Trindade G.S., Silva R.L., Bonjardim C.A., Ferreira P.C., Kroon E.G. Characterization of a vaccinia-like virus isolated in a Brazilian forest. // J. Gen. Virol. -2002.-V. 83.-P. 223-228.

65. Frischauf A.M., Garoff H., Lehrach H. A subcloning strategy for DNA sequence analysis. // Ibid. -1980. V. 8. - P. 5541-5549.

66. Gaggero A., Avendano L.F., Fernandez J., Spencer E. Nosocomial transmission of rotavirus from patients admitted with diarrhea. // J. Clin. Microbiol. -1992. V. 30. -P. 3294-3297.

67. Garon C.F., Barbosa E., Moss B. Visualization of an inverted terminal repetition in vaccinia virus DNA. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1978. - V. 75. - № 10. - P. 48634867.

68. Gharizadeh В., Ghaderi M., Donnelly D., Amini В., Wallin K.L., Nyren P. Multiple-primer DNA sequencing method. // Electrophoresis. 2003. - V. 24. - № 7. - P. 11451151.

69. Gillard S., Spehner D., Drillien R., Kirn A. Localization and sequence of a vaccinia virus gene required for multiplication in human cells. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1986. V. 83. -№ 15. - P. 5573-5577.

70. Goebel S.J., Johnson G.P., Perkus M.E., Davis S.W., Winslow J.P. Paoletti E. The complete DNA sequence of vaccinia virus. // Virology. 1990. - V. 179. - № 1. - P. 247-266.

71. Golijow C.D., Perez L.O., Smith J.S., Abba M.C. Human papillomavirus DNA detection and typing in male urine samples from a high-risk population from Argentina. Hi. Virol. Methods.-2005.-V. 124.-№ 1. P. 217-220.

72. Gomi Y., Sunamachi H., Mori Y., Nagaike K., Takahashi M., Yamanishi K. Comparison of the complete DNA sequences of the Oka varicella vaccine and its parental virus. // J. Virol. 2002. - V. 76. № 22. - P. 11447-114459.

73. Gray A., Guillou L., Zufferey J., Rey F., Kurt A., Jichlinski P., Leisinger H., Benhattar J. Persistence of parvovirus B19 DNA in testis of patients with testicular germ cell tumours. // J. Gen. Virol. 1998. - V. 79. - P. 573-579.

74. Gubser C., Smith G.L. The sequence of camelpox virus shows it is most closely related to variola virus, the cause of smallpox. // J. Gen. Virol. 2002. - V. 83. - № 4. - P. 855872.

75. Gubser C., Hue S., Kellam P., Smith G.L. Poxvirus genomes: a phylogenetic analysis. // J. Gen. Virol.-2004.-V. 85.-№ l.-P. 105-117.

76. Guo L.-H., Wu R. New rapid methods for DNA sequencing based on exonuclease III digestion followed by repair synthesis. // Nucl. Acids Res. 1982. - V. 10. - P. 20652084.

77. Gutierrez M.I., Ibrahim M.M., Dale J.K., Greiner T.C., Straus S.E., Bhatia K. Discrete Alterations in the BZLF1 promoter in tumor and non-tumor-associated Epstein-Barr virus. // J. Natl. Cancer Institute. 2002. - V. 94. - № 23. - P. 1757-1763.

78. Hardie D.R., Kannemeyer J., Stannard L.M. DNA single strand conformation polymorphism identifies five defined strains of hepatitis В virus (HBV) during an outbreak of HBV infection in an oncology unit. // J. Med. Virol. 1996. - V. 49. - P. 49-54.

79. Harris T.J.R., Robson K.J.H., Brown F. A study of the level of nucleotide sequence conservation between the RNAs of two serotypes of foot and mouth disease virus. // J. Gen. Virol. 1980. - V. 50. P. 403-418.

80. Hayakawa Y., Yamamoto Т., Yamanishi K., Takahashi M. Analysis of varicella-zoster virus DNAs of clinical isolates by endonuclease Hpal. // J. Gen. Virol. 1986. - V. 67. -P. 1817-1829.

81. Hayashi K. PCR-SSCP: a simple and sensitive method for detection of mutations in the genomic DNA. // Genome Res. 1991. - V. 1. - P. 34-38.

82. He R., Ruan Q., Xia C., Liu L.Q., Lu S.M., Lu Y., Qi Y., Ma Y.P., Liu Q., Ji Y.H. Sequence variability of human cytomegalovirus UL144 open reading frame in low-passage clinical isolates. // Chin. Med. Sci. J. 2004. - V. 19. -№ 4. - P. 293-297.

83. Henikojf S. Unidirectional digestion with exonuclease III in DNA sequence analysis. // Meth. Enzymol. 1987. - V. 155.-P. 156-165.

84. Her C., Weinshilboum R.M. Rapid restriction mapping by use of long PCR. // BioTechniques. 1995. - V. 19. - P. 530-532.

85. Hierholzer J.C., Barme M. Counterimmunoelectrophoresis with adenovirus type-specific anti-hemagglutinin sera as a rapid diagnostic method. // J. Immunol. 1974. -V. 112.-P. 987-995.

86. Hierholzer J.C., Wigand R., Anderson L.J., Adrian Т., Gold J.W. Analysis of antigenically intermediate strains of subgenus В and D adenoviruses from AIDS patients. // Arch. Virol. 1988a. - V. 103. - P. 99-115.

87. Hierholzer J.C., Wigand R., Anderson L.J., Adrian Т., Gold J.W. Adenoviruses from patients with AIDS: a plethora of serotypes and a description of five new serotypes of subgenus D (types43-47).//J. Infect. Dis.- 1988b.-V. 158.- P. 804-813.

88. Hierholzer J.C. Adenoviruses in the immunocompromised host. // Clin. Microbiol. Rev. -1992.-V. 5.-P. 262-274.

89. Hong G.F. The use of DNase I, buffer gradient gel, and 35S label for DNA sequencing. // Meth. Enzymol. 1987. - V. 155. - P. 93-110.

90. Hosamani M., Mondal В., Tembhurne P.A., Bandyopadhyay S.K., Singh R.K., Rasool T.J. Differentiation of sheep pox and goat poxviruses by sequence analysis and PCR-RFLP of P32 gene. // Virus Genes. 2004. - V. 29. - № 1. - P.73-80.

91. Huang E.-S., Alford C.A., Reynolds D.W., Stagno S., Pass R.F. Molecular epidemiology of cytomegalovirus infections in women and their infants. // N. Engl. J. Med. 1980. - V. 303. - P. 958-962.

92. Huang Y.P., Wang Y.M., Lan L., Fan Y. Quasispecies and mutation of hepatitis В virus polymerase gene in lamivudine- treated patients. // Zhonghua Gan Zang Bing Za Zhi. -2003.-V. ll.-№4.-P.235-238.

93. Hudnall S.D., Chen Т., Tyring S.K. Species identification of all eight human herpesviruses with a single nested PCR assay. // J. Virol. Methods. 2004. - V. 116. -№ 1. - P. 19-26.

94. Hughes S.J., Johnston L.H., De Carlos A., Smith G.L. Vaccinia virus encodes an active thymidylate kinase that complements a cdc8 mutant of Saccharomyces cerevisiae. // J. Biol. Chem. 1991. - V. 266. -№ 30. - P. 20103-20109.

95. Ibrahim M.S., Esposito J.J., Jahrling P.B., Lofts R. S. The potential of 5' nuclease PCR for detecting a single-base polymorphism in orthopoxvirus. // Mol. Cell. Probes. 1997. -V. 11.-P. 143-147.

96. Ibrahim M.S., Kulesh D.A., Saleh S.S., Damon I.K., Esposito J.J., Schmaljohn A.L., Jahrling P.B. Real-time PCR assay to detect smallpox virus. // J. Clin. Microbiol. -2003. V. 41. -№ 8. - P. 3835-3839.

97. Inoshima Y., Murakami K., Yokoyama Т., Sentsui H. Genetic heterogeneity among parapoxviruses isolated from sheep, cattle and Japanese serows (Capricornis crispus). // J. Gen. Virol. 2001. - V. 82. - № 5. - P. 1215-1220.

98. Isaacs S.N., Wolffe E.J., Payne L.G., Moss B. Characterization of a vaccinia virus-encoded 42-kilodalton class I membrane glycoprotein component of the extracellular virus envelope. // J. Virol. 1992. - V. 66. - № 12. - P. 7217-7224.

99. Johansson M.E., Andersson M.A., Thorner P.A. Adenoviruses isolated in the Stockholm area during 1987-1992: restriction endonuclease analysis and molecular epidemiology. // Arch. Virol.-1994.-V. 137.-P. 101-115.

100. Jonczyk M., Borodynko N., Pospieszny H. Restriction analysis of genetic variability of Polish isolates of Tomato black ring virus. // Acta Biochimica Polonica 2004. - V. 51. -№3.-P. 673-681.

101. Kafatos F.C., Jones C.W., Efstratiadis A. Determination of nucleic acid sequence homologies and relative concentrations by a dot hybridization procedure. // Nucl. Acids Res. 1979. - V. 7. - P. 1541-1552.

102. Katayama Y., Shibahara K., Kohama Т., Homma M., Hotta H. Molecular epidemiology and changing distribution of genotypes of measles virus field strains in Japan. // J. Clin. Microbiol. 1997. - V. 35. - P. 2651-2653.

103. Kerr S.M., Smith G.L. Vaccinia virus encodes a polypeptide with DNA ligase activity. // Nucl. Acids Res. -1989. V. 17. - № 22. - P. 9039-9050.

104. Kilpatrick B.A., Huang E.-S., Pagano J.S. Analysis of cytomegalovirus genomes with restriction endonucleases Hindlll and EcoRI. // J. Virol. 1976. - V. 18. - P. 10951105.

105. Kim T.J., Schnitzlein W.M., McAloose D., Pessier A.P., Tripathy D.N. Characterization of an avianpox virus isolated from an Andean condor (Vultur gryphus). // Vet. Microbiol. 2003. - V. 96. № 3. - P. 237-246.

106. Klein J., Tryland M. Characterisation of parapoxviruses isolated from Norwegian semi-domesticated reindeer (Rangifer tarandus tarandus). // Virol. J. 2005. - V. 2. - P. 7980.

107. Kotwal G.J., Moss B. Vaccinia virus encodes a secretory polypeptide structurally related to complement control proteins. // Nature. 1988. - V.335. - № 6186. - P. 176-178.

108. Kotwal G.J., Moss B. Vaccinia virus encodes two proteins that are structurally related to members of the plasma serine protease inhibitor superfamily. // J. Virol. -1989. V. 63. -P. 600-606.

109. Kovacs G.R., Vasilakis N., Moss B. Regulation of viral intermediate gene expression by the vaccinia virus B1 protein kinase. // J. Virol. 2001. - V. 75. - № 9. - P. 4048-4055.

110. Kuan M.M. Detection and rapid differentiation of human enteroviruses following genomic amplification. // J. Clin. Microbiol. 1997. - V. 35. - P. 2598-2601.

111. Laassri M., Chizhikov V., Mikheev M., Shchelkunov S., Chumakov K. Detection and discrimination of orthopoxviruses using microarrays of immobilized oligonucleotides. // J. Virol. Methods 2003. - V. 112. - P. 67-78.

112. Lagerstrom M., Parik J., Malmgren H., Stewart J. Petterson U., Landegren V. Capture PCR: Efficient amplification of DNA fragments adjacent to a known sequence in human and YAC DNA. // PCR Meth. Appl. 1991. - V. 1. - P. 111-119.

113. Lareu R.R., Swanson N.R., Fox S.A. Rapid and sensitive genotyping of hepatitis С virus by single-strand conformation polymorphism. // J. Virol. Methods 1997. - V. 64. - P. 11-18.

114. Law K.M., Smith G.L. A vaccinia serine protease inhibitor which prevents virus-induced cell fusion. // J. Gen. Virol. 1992. -V. 73. -№ 3. - P. 549-557.

115. LeDuc J.W., Damon I., Meegan J.M., Relman D.A., Huggins J., Jahrling P.B. Smallpox research activities: U.S. interagency collaboration. // Emerg. Infect. Dis. 2002. - V. 8. - № 7. - P. 743-745.

116. Lee Y.F., Wimmer E. Fingerprinting high molecular weight RNA by two-dimensional electrophoresis: application to poliovirus RNA. // Nucl. Acids Res. -1976. V. 3. - P. 1647-1658.

117. Lee J. A., Kim N.H., Kim S.J., Choi E.H., Lee H.J. Rapid identification of human adenovirus types 3 and 7 from respiratory specimens via multiplex type-specific PCR. // J. Clin. Microbiol. 2005. - V. 43. - № 11. - P. 5509-5514.

118. Li Q., Zheng Q., Liu Y., Wadell G. Molecular epidemiology of adenovirus types 3 and 7 isolated from children with pneumonia in Beijing. // J. Med. Virol. 1996. - V. 49. - P. 170-177.

119. Likos A.M., Sammons S.A., Olson V.A., Frace A.M., Li Y., Olsen-Rasmussen M., Davidson W., Galloway R., Khristova M.L., Reynolds M.G., Zhao H., Carroll D.S.,

120. Curns A., Formenty P., Esposito J.J., Regnery R.L., Damon I.K. A tale of two clades: monkeypox viruses. // J. Gen. Virol. 2005. - V. 86. - № 10. - P. 2661-2672.

121. Lin S., Chen W., Broyles S.S. The vaccinia virus B1R gene product is a serine/threonine protein kinase. // J. Virol. 1992. - V. 66. -№ 5. - P. 2717- 2723.

122. Lin J.C., De B.K., Lin S.C. Rapid and sensitive genotyping of Epstein-Barr virus using single-strand conformation polymorphism analysis of polymerase chain reaction products. // J. Virol. Methods. -1993. V. 43. - № 2. - P. 233-246.

123. Lin J.C., Lin S.C., Mar E.C. A strategy for precision of genotyping of Epstein-Barr virus by polymerase chain reaction: application for studying Hodgkin's lymphoma. // Leuk. Lymphoma. 1994. - V. 15. -№ 5. - P. 389-397.

124. Lin S.F., Robinson D.R., Miller G., Kung H.J. Kaposi's sarcoma-associated herpesvirus encodes a bZIP protein with homology to BZLF1 of Epstein-Barr virus. // J. Virol.1999. V. 73. - № 3. - P. 1909-1917.

125. Loparev V.N., Massung R.F., Esposito J.J., Meyer H. Detection and differentiation of old world orthopoxviruses: restriction fragment length polymorphism of the crmB gene region. // J. Clin. Microbiol. 2001. - V. 39. - № 1. - P. 94-100.

126. Luschow D., Hoffmann Т., Hafez H.M. Differentiation of avian poxvirus strains of on the bases nucleotide sequences of 4b gene fragment. // Avian Dis. 2004. - V. 48. - № 3.-P. 453-462.

127. Mackett M., Archard L.C. Conservation and variation in orthopoxvirus genome structure. // J.Gen.Virol. 1979. - V. 45. - № 3. - P. 683-701.

128. Mantero G., Zonaro A., Albertini A., Bertolo P., Primi D. DNA enzyme immunoassay: general method for detecting products of polymerase chain reaction. // Clin. Chem.1991. V. 37. - № 3. - P. 422-429.

129. Manuilov V.A., Netesova I.G., Osipova L.P., Shustov A.V., Baiandin R.B., Kochneva G.V., Netesov S.V. Genetic variability of hepatitis В virus isolates among population of

130. Shuryskarsky area of Yamal-Nenets autonomous region. // Mol. Gen. Mikrobiol. Virusol. 2005. - V. 4. - P. 30-34.

131. Massung R.F., Liu L.I., Qi J., Knight J.C., Yuran Т.Е., Kerlavage A.R., Parsons J.M., Venter J.C., Esposito J.J. Analysis of the complete genome of smallpox variola major virus strain Bangladesh-1975. // Virology. 1994. - V. 201. - № 2. - P. 215-240.

132. Massung R.F., Loparev V.N., Knight J.C., Totmenin A.V., Chizhikov V.E., Parsons J.M., Safronov P.F., Gutorov V.V., Shchelkunov S.N., Esposito J.J. Terminal region sequence variations in variola virus DNA. // Virology. -1996. V. 221. - P. 291-300.

133. Maxam A.M., Gilbert W. A new method for sequencing DNA // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1977. - V. 74. - P. 560-564.

134. McGeoch D.J. Protein sequence comparisons show that 'pseudoproteases' encoded by the poxviruses and certain retroviruses belong to the deoxyuridine triphosphatase family. // Nucl. Acids Res. -1990. V. 18. - P. 4105-4110.

135. McNearney Т., Hornickova Z., Markham R., Birdwell A., Arens M., Saah A., Ratner L. Relationship of human immunodeficiency virus type 1 sequence heterogeneity to stage of disease. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1992. V. 89. - P. 10247-10251.

136. Melo A. A, Roa E.I., Montenegro H.S., Capurro V.I., Roa S.J.C. Detection of human papilloma virus in cytologic samples or biopsies of the cervix. // Rev. Med. Chil. -2005. V. 133. - № 6. - P. 639-644.

137. Messing J., Crea R., Seeburg P.H. A system for shotgun DNA sequencing. // Nucl. Acids Res. 1981. - V. 9. - P. 309-321.

138. Meyer H., Ropp S.L., Esposito J.J. Gene for A-type inclusion body protein is useful for a polymerase chain reaction assay to differentiate orthopoxviruses. // J. Virol. Methods. 1997.-V. 64.-P. 217-221.

139. Mishra S.S., Mallick B.B. Comparative immunological and genomic characterization of fowlpox virus isolates. // Indian J. Exp. Biol. 1996a. - V. 34. - № 1. - P. 11-17.

140. Mishra S.S., Mallick B.B. Restriction fragment analysis of fowlpox virus using Bgll, BamHI, Hhal and Smal restriction endonucleases. // Indian J. Exp. Biol. 1996b. - V. 34. -№10. -P. 959-963.

141. Morgan J.R., Roberts B.E. Organization of RNA transcripts from a vaccinia virus early gene cluster. // J. Virol. 1984. - V. 51. - № 2. - P. 283-297.

142. Moussatche M., Tuyama M., Kato S.E.M., Castro A.P.V., Njaine В., Peralta R.H., Peralta J.M., Damaso C.R.A., Barroso P.F. Accidental infection of laboratory worker with vaccinia virus. // Emerg. Infect. Dis. 2003. - V. 9. - № 6 - P. 724-726.

143. Mukinda V.B., Mwema G., Kilundu M., Heymann D.L., Khan A.S., Esposito J.J. Re-emergence of human monkeypox in Zaire in 1996. Monkeypox epidemiologic working group. // Lancet. 1997. - V. 349. - № 9063. - P. 1449-1450.

144. Mullis K.B., Faloona F. Specific synthesis of DNA in vitro via a polymerase catalyzed chain reaction. // Methods Enzymol. 1987. - V. 155. - P. 335-350.

145. Myers R.M., Larin Z., Maniatis T. Detection of single base substitutions by ribonuclease cleavage at mismatches in RNA:DNA duplexes. // Science. 1985. - V. 230. - P. 12421246.

146. Nazzari C., Gaeta A., Lazzarini M., Castelli T.D., Mancini C. Multiplex polymerase chain reaction for the evaluation of cytomegalovirus DNA load in organ transplant recipients. // J. Med. Virol. 2000. - V. 61. - № 2. - P. 251-258.

147. Nelson J.A.E., Fiscus S.A., Swanstrom R. Evolutionary variants of the human immunodeficiency virus type 1 V3 region characterized by using a heteroduplex tracking assay. // J. Virol. -1997. V. 71. - P. 8750-8758.

148. Neubauer H., Pfeffer M., Meyer H. Specific detection of mousepox virus by polymerase chain reaction. // Lab. Anim. 1997. - V. 31. - № 3. - P. 201-205.

149. Neubauer H., Reischl U., Ropp S., Esposito J.J., Wolf H.,Meyer H. Specific detection of monkeypox virus by polymerase chain reaction. // J. Virol. Methods. 1998. - V. 74. -№2.-P. 201-207.

150. Newton C.R., Graham A. PCR. Oxford: Bios Scientific Publishers. - 1996. - P. 18-19.

151. Nitsche A., Ellerbrok H., Pauli G. Detection of orthopoxvirus DNA by real-time PCR and identification of variola virus DNA by melting analysis // J. Clin. Microbiol. 2004. - V. 42. -№ 3. - P. 1207-1213.

152. Nitsche A., Steger В., Ellerbrok H., Pauli G. Detection of vaccinia virus DNA on the LightCycler by fluorescence melting curve analysis. // J. Virol. Methods. 2005. - V. 126.-P. 187-195.

153. Nottay B.K., Kew O.M., Hatch M.H., Heyward J.T., Obijeski J.F. Molecular variation of type 1 vaccine-related and wild polioviruses during replication in humans. // Virology. 1981. - V. 108. - P. 405-423.

154. Okamoto H., Nishizawa Т., Takahashi M., Asabe S., Tsuda F., Yoshikawa A. Heterogeneous distribution of TT virus of distinct genotypes in multiple tissues from infected humans. // Virology. 2001. - V. 288. - № 2. - P. 358-368.

155. Ong H.T., Duraisamy G., Kee P.N., Wen S.T, Seow H.F. Genotyping of hepatitis В virus in Malaysia based on the nucleotide sequence of preS and S genes. // Microbes Infect. 2005. - V. 7. - № 3. - P. 494-500.

156. Orita M., Iwahana H., Kanazawa H., Hayashi K., Sekiya T. Detection of polymorphisms of human DNA by gel electrophoresis as single-strand conformation polymorphisms. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. - V. 86. - P. 2766-2770.

157. Panning M., Asper M., Kramme S., Schmitz H., Drosten C. Rapid detection and differentiation of human pathogenic orthopox viruses by a fluorescence resonance energy transfer real-time PCR assay. // Clin. Chem. 2004. - V. 50. - № 4. - P. 702708.

158. Paula V.S., Saback F.L, Gaspar A.M., Niel C. Mixed infection of a child care provider with hepatitis A virus isolates from subgenotypes IA and IB revealed by heteroduplex mobility assay. // J. Virol. Methods. 2003. - V. 107. - № 2. - P. 223-228.

159. Persing D.H, Cimino G.D. Amplification product inactivation methods. Diagnostic molecular microbiology. Principles and applications. Washington: ASM Press. -1993.-105 pp.

160. Pfeffer M., Meyer H., Wernery U., Kaaden O.R. Comparison of camelpox viruses isolated in Dubai. // Vet. Microbiol. 1996. - V. 49. - № 1-2. - P. 135-146.

161. Pogam S.L., Dubois F., Christen R., Raby C., Cavicchini A., Goudeau A. Comparison of DNA enzyme immunoassay and line probe assays (Inno-LiPA HCV I and II) for hepatitis С virus genotyping. // J. Clin. Microbiol. -1998. V. 36. - P. 1461-1463.

162. Psikal I., Smid В., Rodak L., Valicek L. Bendova J. Atypical myxomatosis virus isolation, experimental infection of rabbits and restriction endonuclease analysis of the isolate. // J. Vet. Med. - 2003. - V. 50. - P. 259-264.

163. Pulford D.J., Meyer H., Ulaeto D. Orthologs of the vaccinia A13L and A36R virion membrane protein genes display diversity in species of the genus orthopoxvirus. // Arch. Virol. 2002. - V. 147. - № 5. - P. 995-1015.

164. Pulford D., Meyer H., Brightwell G., Damon I., Kline R. Ulaeto D. Amplification refractory mutation system PCR assays for the detection of variola and Orthopoxvirus. // J. Virol. Methods. 2004. - V. 117. - № 1. - P. 81-90.

165. Rempel R.E., Traktman P. Vaccinia virus B1 kinase: phenotypic analysis of temperature-sensitive mutants and enzymatic characterization of recombinant proteins. // J. Virol. 1992. - V. 66. - № 7. - P. 4413-4426.

166. Rickinson A.B., Kieff E. Epstein-Barr virus. In Fields В., Knipe D., and Howley P. (ed.) Fields virology, 3rd ed. - V. 2. - Philadelphia, PA.: Lippincott-Raven. - 1996. -P. 2397-2446.

167. Robinson A. J., Mercer A. A. Parapoxvirus of red deer: evidence for its inclusion as a new member in the genus parapoxvirus. // Virology. 1995. - V. 208. - № 2. - P. 812815.

168. Ropp S.L., Jin Q., Knight J.C., Massung R.F., Esposito J.J. PCR strategy for identification and differentiation of smallpox and other orthopoxviruses. // J. Clin. Microbiol. -1995. V. 33. - P. 2069-2076.

169. Ruther U„ Koenen M., Otto K., Mailer-Hill B. pUR222, a vector for cloning and rapid chemical sequencing of DNA. // Ibid. 1981. - V. 9. - P. 4087-4098.

170. Saint K.M., French N., Kerr P. Genetic variation in Australian isolates of myxoma virus: an evolutionary and epidemiological study. // Arch. Virol. 2001. - V. 146. - P. 11051123.

171. Saitou N., Nei M. The neighbor-joining method: A new method for reconstructing phylogenetic trees. // Mol. Biol. Evol. 1987. - V. 4. - P. 406-425.

172. Sambrook J., Russell D.W. Molecular cloning: A laboratory manual, the third edition. -NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press. 2001. - 545 pp.

173. Sample J., Young L., Martin В., Chatman Т., Kieff E., Rickinson A. Epstein-Barr virus types 1 and 2 differ in their EBNA-3A, EBNA-3B, and EBNA-3C genes. // J. Virol. -1990.-V. 64.-P. 4084-4092.

174. Sanchez-Pescador R., Urdea M.S. Use of unpurified synthetic deoxynucleotide primers for rapid dideoxynucleotide chain termination sequencing. // DNA. 1984. - V. 4. - P. 339-343.

175. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. // Ibid. 1977. - V. 74. - P. 5463-5467.

176. Schwarz D.A., Katayama C.D., Hedrick S.M. Schlafen, a new family of growth regulatory genes that affect thymocyte development. // Immunity. 1998. - V. 9. - № 5. -P. 657-668.

177. Seki M., Oie M., Ichihashi Y., Shida H. Hemadsorption and fusion inhibition activities of hemagglutinin analyzed by vaccinia virus mutants. // Virology. 1990. - V. 175. -№ 2.-P. 372-384.

178. Seregin S.V., Babkina I.N., Nesterov A.E., Sinyakov A.N., Shchelkunov S.N. Comparative studies of gamma-interferon receptor-like proteins of variola major and variola minor viruses // FEBS Lett. 1996. - V.382. - № 1-2. - P. 79-83.

179. Shchelkunov S.N., Resenchuk S.M., Totmenin A.V., Blinov V.M., Marennikova S.S., Sandakhchiev L.S. Comparison of the genetic maps of variola and vaccinia viruses. // FEBS Lett. 1993. - V. 327. - P. 321-324.

180. Shchelkunov S.N. Functional organization of variola major and vaccinia virus genomes. //VirusGenes.-1995.-V. 10.-№ l.-P.53-71.

181. Shchelkunov S.N., Massung R.F., Esposito J.J. Comparison of the genome DNA sequences of Bangladesh-1975 and India-1967 variola viruses. // Virus Res. 1995. -V. 36.-P. 107-118.

182. Shchelkunov S.N., Totmenin A.V., Loparev V.N., Safronov P.F., Gutorov V.V., Chizhikov V.E., Knight J.C., Parsons J.M., Massung R.F., Esposito J.J. Alastrim smallpox variola minor virus genome DNA sequences. // Virology. 2000. - V. 266. -P. 361-386.

183. Shchelkunov S.N., Marennikova S.S., Moyer R.W. Orthopoxviruses pathogenic for humans. Springer Science & Business Media, Inc. - 2005. - 425 pp.

184. Shida H. Nucleotide sequence of the vaccinia virus hemagglutinin gene. // Virology. -1986.-V. 150.-№2.-P. 451-462.

185. Shivaprasad H.L., Kim T.J., Woolcock P.R., Tripathy D.N. Genetic and antigenic characterization of a poxvirus isolate from ostriches. // Avian Dis. 2002. - V. 46. - № 2.-P. 429-436.

186. Sitki-Green D., Edwards R.H., Webster-Cyriaque J., Raab-Traub N. Identification of Epstein-Barr virus strain variants in hairy leukoplakia and the peripheral blood by use of a heteroduplex tracking assay. // J. Virol. 2002. - V. 76. - P. 9645-9656.

187. Sitki-Green D.L., Edwards R.H., Covington M.M., Raab-Traub N. Biology of Epstein-Barr virus during infectious mononucleosis. // J. Infect. Dis. 2004. - V. 189. - № 3. -P. 483-492.

188. Smith G.L., de Carlos A., Chan Y.S. Vaccinia virus encodes a thymidylate kinase gene: Sequence and transcriptional mapping. // Nucl. Acids Res. 1989a. - V. 17. - № 19. -P. 7581-7590.

189. Smith G.L., Chan Y.S., Kerr S.M. Transcriptional mapping and nucleotide sequence of a vaccinia virus gene encoding a polypeptide with extensive homology to DNA ligases. // Nucl. Acids Res. 1989b. - V.l 7. - № 22. - P. 9051-9062.

190. Southern E.M. Detection of specific sequences among DNA fragments separated by gel electrophoresis. //J. Mol. Biol. 1975. - V. 98. - P. 503-517.

191. Spector S.A., Spector D.H. Molecular epidemiology of cytomegalovirus infections in premature twin infants and their mother. // Pediatr. Infect. Dis. 1982. - V. 1. - P. 405409.

192. Spector S.A., Hirata К. K., Neuman T. R. Identification of multiple cytomegalovirus strains in homosexual men with acquired immunodeficiency syndrome. // J. Infect. Dis. 1984.-V. 150.-P. 953-955.

193. Steele A. D. Shift in genomic RNA patterns of human rotaviruses isolated from white children in South Africa. // SAMJ. -1991. V. 79. - P. 143-145.

194. Stemmler M., Neubauer H., Meyer H. Comparison of closely related orthopoxvirus isolates by random amplifed polymorphic DNA and restriction fragment length polymorphism analysis. // J. Vet. Med. 2001. - V. 48. - P. 647-654.

195. Steyer A., Poljsak-Prijatelj M., Barlic-Maganja D., Bufon Т., Marin J. The emergence of rotavirus genotype G9 in hospitalised children in Slovenia. // J. Clin. Virol. 2005. - V. 33.-№ l.-P. 7-11.

196. Stoflet E.S., Koeberl D.D., Sarkar G., Sommer S.S. Genomic amplification with transcript sequencing. // Science. 1988. - V. 239. - P. 491-494.

197. Storch G.A., Park C. S., Dohner D.E. RNA fingerprinting of respiratory syncytial virus using ribonuclease protection. // J. Clin. Investig. 1989. - V. 83. - P. 1894-1902.

198. Strauss E.C., Kobori J.A., Siu G., Hood L.E. Specific-directed DNA sequencing. // Anal. Biochem. -1986. V. 154. - P. 353-360.

199. Tadese Т., Reed W.M. Use of restriction fragment length polymorphism, immunoblotting, and polymerase chain reaction in the differentiation of avian poxviruses. // J. Vet. Diagn. Invest. 2003. - V. 15. - № 2. - P. 141-150.

200. Takada M., Suzutani Т., Yoshida I., Matoba M., Azuma M. Identification of varicella-zoster virus strains by PCR analysis of three repeat elements and a Pstl-site-less region. // J. Clin. Microbiol. -1995. V. 33. - P. 658-660.

201. Takayama M., Takayama N., Kameoka Y., Hachimori K., Kaneda K., Minamitani K. Comparative restriction endonuclease analysis of varicella-zoster virus clinical isolates. // Med. Microbiol. Immunol. 1989. - V. 178. - P. 61-67.

202. Takayama M., Takayama N., Inoue N., Kameoka Y. Application of long PCR method to identification of variations in nucleotide sequences among varicella-zoster virus isolate. // J. Clin. Microbiol. 1996. - V. 34. - № 12. - P. 2869-2874.

203. Takehisa J., Zekeng L., Ido E., Mboudjeka I., Moriyama H., Miura Т., Yamashita M., Gurtler L.G., Hayami M., Kaptue L. Various types of HIV mixed infections in Cameroon. // Virology. 1998. - V. 245. - P. 1-10.

204. Tanaka Т., Kuroda K., Kobayashi M., Sato K. Detection and typing of TT virus DNA genotype by the PCR-RFLP method. // Mol. Cell. Probes. 2001. - V. 15. - № 4. - P. 195-200.

205. Thiel Т., Whiteman N.K., Tirape A., Baquero M.I., Cedeno V., Walsh Т., Uzcategui G.J., Parker P.G. Characterization of canarypox-like viruses infecting endemic birds in the Galapagos Islands. // Vet. Pathol. 2005. - V. 42. -№ 1. - P. 59-65.

206. Trincado D.E., Scott G.M., White P.A., Hunt C., Rasmussen L., Rawlinson W.D. Human cytomegalovirus strains associated with congenital and perinatal infections. // J. Med. Virol. 2000. - V. 61. - № 4. - P. 481-487.

207. Tripathy D.N., Schnitzlein W.M., Morris P.J., Janssen D.L., Zuba J.K., Massey G., Atkinson C.T. Characterization of poxviruses from forest birds in Hawaii. // J. Wildl. Dis. 2000. - V. 36. - № 2. - P. 225-230.

208. Tulman E.R., Afonso C.L., Lu Z., Zsak L., Sur J.-H., Sandybaev N.T., Kerembekova U.Z., Zaitsev V.L., Kutish G.F., Rock D.L. The genomes of sheeppox and goatpox viruses. // J. Virol. 2002. - V. 76. - № 12. - P. 6054-6061.

209. Tuveri R., Rothschild C., Pol S., Reijasse D., Persico Т., Gazengel C., Brechot C., Thiers V. Hepatitis С virus genotypes in haemophiliacs kinetics and reappraisal of mixed infections. // J. Med. Virol. 1997. - V. 51. - P. 36-41.

210. Volckaert G. A systematic approach to chemical DNA sequencing by sybcloning in pGV451 and derived vectors. // Meth. Enzymol. 1987. - V. 155. P. 231-250.

211. Wachter R., Fiers W. Preparative two-dimensional polyacrylamide gel electrophoresis of 32P-labeled RNA. // Anal. Biochem. -1972. -V. 49. P. 184-197.

212. Wadell G. Molecular epidemiology of human adenoviruses. // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 1984. - V.110.-P.191 -220.

213. Wallace R.B., Shaffer J., Murphy R.F., Bonner J., Hirose Т., Itakura K. Hybridization of synthetic oligodeoxyribonucleotides to phi chi 174 DNA: the effect of single base pair mismatch. // Nucl. Acids Res. 1979. - V. 6. - № 11. - P. 3543-3557.

214. Walls D., Perricaudet M. Novel downstream elements upregulate transcription initiated from an Epstein-Barr virus latent promoter. // EMBO J. -1991. V. 10. - № 1. - P. 143-151.

215. Wang Y.-H., Griffith J. Effects of bulge composition and flanking sequence on the kinking of DNA by bulged bases. // Biochemistry. -1991. V. 30. - P. 1358-1363.

216. Watson J.D. The double helix. London: W.W. Norton & Co. - 1968. - 298 pp.

217. Weismanova E., Weismann P., Vizvaryova M., Lehotska V., Krizanova O., Repiska V., Kausitz J. New approach to human high-risk papillomavirus (HR-HPV) genotyping. // Neoplasma. 2002. - V. 49. - № 4. - P. 217-224.

218. Weli S.C., Okeke M.I., Tryland M., Nilssen 0., Traavik T. Characterization of avipoxviruses from wild birds in Norway. // Canadian J. Vet. Res. 2004. - V. 68. - P. 140-145.

219. Wenli M., Yan W., Hongmin W., Wenling Z. An oligonucleotide microarray for the detection of vaccinia virus. // Br. J. Biomed. Sci. 2004. - V. 61. - № 3. - P. 142-145.

220. White P.A., Li Z., Zhai X., Marinos G., Rawlinson W.D. Mixed viral infection identified using heteroduplex mobility analysis (HMA). // Virology. 2000. - V. 271. -№2.-P. 382-389.

221. WHO. Report of the fourth meeting of the Committee on orthopoxvirus infections. -Geneva. -1986.

222. WHO. The global eradication of smallpox. Final report of the Global Commission for the certification of smallpox eradication. Geneva. -1980.

223. Wigand R., Adrian T. A rational system for classifying and denominating adenovirus genome types. // Virus Res. 1991. - V. 142. - P. 47-56.

224. Wittek R., Menna A., Schumperli D., Stoffel S., Muller H.K., Wyler R. Hindlll and SstI restriction sites mapped on rabbit poxvirus and vaccinia virus DNA. // J. Virol. 1977. -V. 23.-№ 3.-P. 669-678.

225. Wu J.C., Huang I.A., Huang Y.H., Chen J. Y., Sheen I.J. Mixed genotypes infection with hepatitis D virus. // J. Med. Virol. 1999. - V. 57. - P. 64-67.

226. Xue F., Cooley L. Kelch encodes a component of intercellular bridges in Drosophila egg chambers. // Cell. 1993. - V. 72. -№ 5. - P. 681-693.

227. Young J.F., Desselberger U., Palese P. Evolution of human influenza A viruses in nature: sequential mutations in the genomes of new H1N1 isolates. // Cell. 1979. - V. 18.-P. 73-83.

228. Zingg W., Bossart W., Berli E., Nadal D. Detection and quantification of cell-free Epstein-Barr vims by polymerase chain reaction and subsequent DNA enzyme immunoassay. // J. Virol. Methods. 1999. - V. 79. - № 2. - P. 141-148.

229. Zou S. A practical approach to genetic screening for influenza virus variants. // J. Clin. Microbiol. 1997. - V. 35. - P. 2623-2627.