Сравнительное изучение свойств и роли ферментов серинового цикла у метанотрофов, реализующих различные пути ассимиляции углерода тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Чистякова Светлана Владимировна

• Чистякова Светлана Владимировна
• кандидат наук
• 2023

Оглавление диссертации кандидат наук Чистякова Светлана Владимировна

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Характеристика аэробных метанотрофов

1.2. Целесообразность изучения метанотрофов

1.3. Энергетический метаболизм

1.3.1. Окисление метана

1.3.2. Растворимая метанмонооксигеназа

1.3.3. Мембранная метанмонооксигеназа

1.3.4. Окисление метанола

1.3.5. Окисление формальдегида и формиата

1.4. Конструктивный метаболизм

1.4.1. Пути ассимиляции углерода

1.4.2. Рибулозомонофосфатный цикл

1.4.3. Рибулозобисфосфатный цикл

1.4.4. Сериновый цикл

1.4.5. Краткая история изучения серинового цикла

1.4.6. Гены и ферменты серинового цикла

1.4.7. Охарактеризованные ферменты серинового цикла

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Штаммы и культивирование

2.2. Получение бесклеточных экстрактов и определение концентрации белка

2.3. Выделение и анализ метаболитов

2.3.1. Количественное определение органических кислот

2.3.2. Количественное определение аминокислот

2.4. Молекулярно-биологические методы

2.4.1. Выделение геномной и плазмидной ДНК

2.4.2. Выделение тотальной ДНК из устойчивых к антибиотикам клеток метанотрофа

2.4.3. Расщепление ДНК эндонуклеазами рестрикции

2.4.4. Лигирование фрагментов ДНК

2.4.5. Получение компетентных клеток и их трансформация

2.5. Клонирование генов и их экспрессия

2.5.1. Выделение рекомбинантных белков аффинной металлхелатной хроматографией

2.5.2. Определение субъединичного состава и молекулярной массы субъединиц ферментов

2.6. Энзимологический анализ

2.6.1. Измерение активности ферментов

2.6.2. Биохимическая характеристика ферментов

2.7. Анализ нуклеотидных и аминокислотных последовательностей

2.8. Получение инсерционных нокаут-мутантов

2.8.1. Нокаут гена sga, sgahpr и mcl у Mtm. alcaliphilum 20Z

2.8.2. Нокаут гена sga и mcl у Mc. capsulatus Bath

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Распространение и филогенетический анализ генов серинового цикла

3.2. Сравнительная характеристика серин-глиоксилат аминотрансфераз

3.3. Сравнительная характеристика глицераткиназ

3.4. Сравнительная характеристика гидроксипируватредуктаз

3.5. Условия функционирования серинового цикла у Mtm. alcaliphilum 20Z

3.6. Штаммы с мутацией по генам sga и sgahpr: характеристика и сравнение

3.7. Штаммы с мутацией по гену mcl: характеристика

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Сравнительное изучение свойств и роли ферментов серинового цикла у метанотрофов, реализующих различные пути ассимиляции углерода»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования. Аэробные метанотрофы - специализированная группа бактерий, использующих метан и метанол в качестве источников углерода и энергии (Hanson and Hanson, 1996). Высокие скорости ежегодного прироста содержания метана в атмосфере и усиление парникового эффекта обусловили интенсивные исследования разнообразия, физиологии и биохимии метанотрофов. Благодаря способности синтезировать из метана все клеточные компоненты, метанотрофы рассматриваются в качестве биокатализаторов при получении широкого спектра полезных органических соединений (Strong et al., 2016; Henard et al., 2016). Знания особенностей метаболизма этих бактерий способствуют эффективной реализации их биотехнологического потенциала.

Метанотрофы обнаружены в двух бактериальных филумах - Pseudomonadota и Verrucomicrobiota. Метанотрофы получают энергию для роста, окисляя метан до углекислого газа в нескольких последовательных реакциях и ассимилируют углерод на уровне промежуточных продуктов окисления - формальдегида, формиата, а также СО2, посредством трех метаболических путей - рибулозомонофосфатного, серинового пути и цикла Кальвина. Метанотрофы класса Gammaproteobacteria (I тип метанотрофов) используют рибулозомонофосфатный путь, ключевые ферменты которого гексулозофосфатсинтаза и гексулозофосфатизомераза катализируют конденсацию формальдегида и рибулозо-5-фосфата с образованием фруктозо-6-фосфата, который далее вовлекается в центральный метаболизм через путь Эмбдена-Мейергофа-Парнаса и/или путь Энтнера-Дудорова. Метанотрофы класса Alphaproteobacteria (метанотрофы II типа) используют сериновый цикл, в котором формиат в виде #5,#70-метилен-тетрагидрофолата реагирует с глицином с участием серин-оксиметилтрансферазы, образуя серин. Затем аминогруппа серина переносится серин-глиоксилат аминотрансферазой на глиоксилат с образованием глицина и гидроксипирувата. Последний восстанавливается в глицерат НАДН-зависимой гидроксипируватредуктазой. Глицераткиназа фосфорилирует глицерат в 2-фосфоглицерат, который изомеризуется в фосфоенолпируват. Продукт карбоксилирования фосфоенолпирувата, оксалоацетат, восстанавливается до малата малатдегидрогеназой. С участием малаттиокиназы в КоА-зависимой реакции образуется малил-КоА, последний расщепляется малил-КоА лиазой с образованием ацетил-КоА и глиоксилата. Глиоксилат служит предшественником глицина -акцептора С1 -единицы. Ацетил-КоА фактически является первичным продуктом серинового пути. У метанотрофов класса Alphaproteobacteria ацетил-КоА далее окисляется в глиоксилат в этилмалонатном пути или через глиоксилатный шунт, поставляя новую молекулу акцептора С1 -единицы. В качестве индикаторных ферментов серинового цикла служат серин-глиоксилат аминотрансфераза, гидроксипируватредуктаза, глицераткиназа, ФЕП-карбоксилаза, малаттиокиназа и малил-КоА лиаза. Помимо I и II типа протеобактериальных метанотрофов, в X

тип выделяют бактерий класса Gammaproteobacteria, реализующих одновременно РМФ, сериновый путь и цикл Кальвина (РБФ) (Baxter et al., 2002; Ward et al., 2004).

Постоянно растущее количество секвенированных геномов метилотрофов открывает новые аспекты метаболизма, что позволяет пересмотреть устоявшиеся представления о данной группе бактерий. Так, анализ доступных в базах данных геномов выявил присутствие генных кластеров, кодирующих ферменты серинового пути, не только у метанотрофов класса Alphaproteobacteria, но также и у всех представителей метанотрофов класса Gammaproteobacteria. При этом функциональность и свойства данных ферментов остаются не изучены.

Степень разработанности темы исследования:

Сериновый путь С1 -ассимиляции наиболее детально изучен у не использующей метан метилотрофной бактерии Methylorubrum extorquens AMI (Chistoserdova et al., 2003; Smejkalova et al., 2010; Okubo et al., 2010). Методами метаболомики и транскриптомики продемонстрирована функциональность серинового пути у метанотрофа II типа Methylosinus trichosporium OB3b (Matsen et al., 2013; Yang et al., 2013). У метанотрофов Methylotuvimicrobium buryatense 5G (I тип) и Methylococcus capsulatus Bath (X тип), относящихся к классу Gammaproteobacteria, лишь предположена возможность потока углерода через сериновый путь в основном на уровне биоинформатического анализа его ключевых генов (Ward et al., 2004; de la Torre et al., 2015; Henard et al., 2021). Однако свойства ферментов и конкретные механизмы функционирования серинового пути у метанотрофов класса Gammaproteobacteria остаются не изученными. Основными объектами настоящих исследований являются модельные представители метанотрофных бактерий Mtm. alcaliphilum 20Z, Mc. capsulatus Bath и Ms. trichosporium OB3b.

Цель исследования: сравнительное изучение свойств и роли ферментов серинового цикла у метанотрофов, реализующих различные пути ассимиляции углерода.

Для достижения указанной цели были поставлены и решались следующие задачи:

1. Исследовать распространение и филогению генов индикаторных ферментов серинового цикла у метанотрофов: серин-глиоксилат аминотрансферазы, гидроксипируватредуктазы, глицераткиназы и малил-КоА лиазы;

2. Выделить рекомбинантные серин-глиоксилат аминотрансферазы у Mtm. alcaliphilum 20Z, Ms. trichosporium OB3b и Mc. capsulatus Bath и изучить их свойства;

3. Получить рекомбинантные гидроксипируватредуктазы у Mtm. alcaliphilum 20Z, Ms. trichosporium OB3b и Mc. capsulatus Bath и изучить их свойства;

4. Выделить и охарактеризовать рекомбинантные глицераткиназы у Mtm. alcaliphilum 20Z и Ms. trichosporium OB3b;

5. Получить и фенотипически охарактеризовать мутанты Mtm. alcaliphilum 20Z и Mc. capsulatus Bath, дефектные по генам серин-глиоксилат аминотрансферазы и гидроксипируватредуктазы;

6. Сконструировать и фенотипически охарактеризовать мутанты Mtm. alcaliphilum 20Z и Mc. capsulatus Bath, дефектные по генам малил-КоА лиазы.

Научная новизна работы. Выявлено, что гены, кодирующие ключевые ферменты серинового пути у метанотрофов II типа и не использующих метан метилобактерий класса Alphaproteobacteria составляют единую филогенетическую ветвь, отдельную от генов метанотрофов класса Gammaproteobacteria. Впервые у представителей метанотрофов охарактеризованы рекомбинантные серин-глиоксилат аминотрансферазы, глицераткиназы и гидроксипируватредуктазы. У Mtm. alcaliphilum 20Z, Ms. trichosporium OB3b и Mc. capsulatus Bath обнаружены различия в каталитических свойствах гидроксипируватредуктаз, коррелирующие с метаболическими особенностями метанотрофов и свидетельствующие о том, что регуляция серинового цикла у метанотрофов осуществляется на уровне активности этого фермента. Предположено, что С1 -ассимиляционная активность через сериновый цикл способствует утилизации избытка формальдегида. Показано, что присутствие малил-КоА лиазы коррелирует с формированием сети внутрицитоплазматических мембран у автотрофных и метилотрофных бактерий. Установлено, что у Mtm. alcaliphilum 20Z малил-КоА лиаза является единственным источником образования глиоксилата и глицина.

Теоретическая и практическая значимость работы.

Получены новые знания об особенностях функционирования биохимических путей ассимиляции углерода у аэробных метанотрофов, перспективных для биотехнологии в качестве продуцентов сбалансированного кормового белка, биотоплива и широкого спектра полезных соединений из метана. Результаты данной работы характеризуют свойства и роль ферментов серинового цикла у метанотрофов, реализующих главным образом рибулозомонофосфатный и рибулозобисфосфатный циклы С1 -ассимиляции, таким образом создавая научные предпосылки для разработки новых подходов направленной модификация метаболизма и реализации их метаболического потенциала.

Методология и методы диссертационного исследования. Диссертационная работа выполнена с применением классических и современных методов микробиологии, биохимии и молекулярной биологии, таких как культивирование микроорганизмов, определение ферментативной активности, жидкостной хроматографии, выделение нуклеиновых кислот, ПЦР, клонирование генов, электрофорез белков и нуклеиновых кислот, выделение метаболитов, получение нокаут-мутантов. Работа выполнена с использованием современного сертифицированного лабораторного оборудования.

Положения диссертации, выносимые на защиту:

1. Гены, кодирующие ферменты серинового цикла, присутствуют в геномах всех секвенированных метанотрофов филума Pseudomonadota. Исследованные гены входят в состав одного или нескольких кластеров. При этом ферменты метилотрофов класса Alphaproteobacteria и Betaproteobacteria с исключительно сериновым путем, включая метанотрофов типа II, составляют отдельные филогенетические ветви от соответствующих ферментов метанотрофов класса Gammaproteobacteria типа I и типа X, у которых сериновый цикл С1-ассимиляции является дополнительным к рибулозомонофосфатному пути и циклу Кальвина.

2. Серин-глиоксилат аминотрансферазы из трех исследуемых метанотрофов катализируют пиридоксальфосфат-зависимый перенос аминогруппы с серина на глиоксилат и пируват; ферменты из штаммов 20Z и Bath также переносят аминогруппу с серина на а-кетоглутарат и с аланина на глиоксилат, при этом обладают максимальной каталитической активностью в реакции трансаминирования серина и глиоксилата.

3. Гидроксипируватредуктазы катализируют необратимое НАД(Ф)Н-зависимое восстановление гидроксипирувата или глиоксилата. Показано, что гидроксипируватредуктаза из Ms. trichosporium OB3b имеет на порядок более высокую активность по сравнению с ферментами из штаммов 20Z и Bath. Обнаруженные различия каталитических и регуляторных свойств гидроксипируватредуктаз коррелируют с метаболическими особенностями метанотрофов и подтверждают, что регуляция серинового цикла у метанотрофов I, II и X типов осуществляется на уровне активности этого фермента

4. Важная роль серинового цикла у Mtm. alcaliphilum 20Z и Mc. capsulatus Bath подтверждается особенностями физиологии нокаут-мутантов.

Степень достоверности и апробация результатов. Результаты диссертационной работы получены с использованием современных методов и оборудования и подтверждены с помощью статистической обработки данных. Проведенные исследования генов, кодирующих ферменты серинового цикла и ферментов серинового цикла одобрены международным научным сообществом и опубликованы в журналах, индексируемых основными базами данных (WoS, Scopus, РИНЦ).

Результаты диссертации были представлены на следующих конференциях: Пущинской школе-конференции молодых ученых с международным участием «Биология - наука XXI века» (Пущино, 2017, 2019, 2020, 2023), молодежной школе-конференции «Актуальные аспекты современной микробиологии» (Москва, 2017, 2022), Пущинской школе-конференции «Биохимия, физиология и биосферная роль микроорганизмов» (Пущино, 2017, 2018, 2019, 2021).

Личный вклад автора. Автор принимал участие на следующих этапах работы: разработке и проведении экспериментов с применением микробиологических, молекулярно-генетических, биохимических и хроматографических методов, поиске и анализе литературных

источников, написании научной работы.

Место проведения работы. Экспериментальная часть работы выполнена в лаборатории радиоактивных изотопов ИБФМ им. Г.К. Скрябина РАН. Работа была поддержана грантами РФФИ № 17-04-01113 А и РФФИ №20-04-00493.

Публикации. По материалам диссертации опубликованы 4 статьи и 10 тезисов.

Объем и структура диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов и их обсуждения, заключения, выводов и списка литературы. Работа изложена на 115 стр., содержит 13 таблиц и 60 рисунков. Список литературы включает 178 источников, из них 2 на русском и 176 на английском языке.

Благодарности. Автор благодарен всем сотрудникам лаборатории радиоактивных изотопов ИБФМ РАН, а особенно коллегам, способствовавшим выполнению данной диссертационной работы: к.б.н. с.н.с. Розовой О.Н., к.б.н. с.н.с. Мустахимову И.И, к.б.н. с.н.с. Решетникову А.А. Особую признательность автор выражает д.б.н. в.н.с. Хмелениной В.Н. и своему научному руководителю — к.б.н. с.н.с. Буту С.Ю.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Характеристика аэробных метанотрофов

Метанокисляющие бактерии (метанотрофы) - широко распространенная группа аэробных микроорганизмов, которые используют метан в качестве источника углерода и энергии. Метанотрофные бактерии относятся к филуму Pseudomonadota (ранее Proteobacteria) (Hanson and Hanson, 1996; Oren and Garrity, 2021) и филуму Verrucomicrobiota (ранее Verrucomicrobia), а также Candidatus phylum NC10 - одного из многих типов, не имеющих представителей в чистой культуре (Ettwig et al., 2010). К филуму Verrucomicrobiota относятся чрезвычайно ацидофильные метанотрофы (Op den Camp et al., 2009) и NC10. Метанотрофы можно выделить из многих экосистем, включая почвы, торфяники, рисовые поля, пресноводные и морские системы, щелочные содовые озера, кислые горячие источники, грязевые котлы, холодные экосистемы и ткани высших организмов (McDonald et al., 2008). Метанотрофы играют важную роль в окружающей среде, окисляя метан, который выделяется в окружающую среду из-за активности метаногенных архей и промышленной деятельности человека, тем самым смягчая воздействие этого мощного парникового газа (Hanson and Hanson, 1996). Хотя наиболее охарактеризованные аэробные метанотрофы можно считать мезофильными, т.е. имеющие оптимальные для роста значения pH и температуры около 7 и 30 °C соответственно, существует множество примеров аэробных метанотрофов, живущих в более «экстремальных» условиях. Среди культивируемых метанотрофов есть ацидофильные (рост при pH < 3), алкалофильные (рост при pH > 9), термофильные (рост выше 50 °C), психрофильные (рост ниже 15 °C), а также галофильные штаммы (рост при концентрации соли > 1 M) (Op den Camp et al., 2009; Semrau et al., 2010; Knief, 2015).

На основании филогенетических анализов последовательностей генов 16S рРНК метанотрофные бактерии филума Pseudomonadota первоначально были разделены на три подгруппы: тип I и тип X соответствующие классу Gammaproteobacteria и тип II — Alphaproteobacteria (Trotsenko and Murrell, 2008). Однако таксономическая структура класса Gammaproteobacteria была реконструирована с использованием филогении на основе геномов и на данный момент семейство Methylococcaceae разделяют на типы Ia и Ib, тогда как Methylothermaceae представляют метанотрофы типа Ic (Knief, 2015). Метанотрофы класса Alphaproteobacteria были разделены на две подгруппы: тип IIa Methylocystaceae и тип IIb

Beijerinckiaceae (Dedysh and Knief, 2018). Для удобства в настоящей работе классификация метанотрофов филума Pseudomonadota будет соответствовать первоначальному разделению на три подгруппы: тип I, II и тип X (Trotsenko and Murrell, 2008).

Внутри Gammaproteobacteria в настоящее время насчитывается 18 родов метанотрофов в семействе Methylococcaceae и 3 рода в семействе Methylothermaceae (Таблица 1 ). Рода семейства Methylococcaceae: Methylicorpusculum, Methylobacter, Methylocaldum, Methylococcus, Methylocucumis, Methylogaea, Methyloglobulus, Methylomagnum, Methylomarinum, Methylotuvimicrobium, Methylomonas, Methyloparacoccus, Methyloprofundus, Methylosoma, Methylosphaera, Methylosarcina, Methylovulum и Methyloterricola; Methylohalobius, Methylomarinovum и Methylothermus — это метанотрофы в семействе Methylothermaceae. Все виды метанотрофов этого типа высокоспециализированы до такой степени, что они растут только на метане и его одноуглеродных производных, таких как метанол, за некоторыми исключениями, но не могут расти на сложных, многоуглеродных субстратах, таких как сахара или органические кислоты. Они ассимилируют углерод преимущественно через рибулозомонофосфатный (РМФ) путь. Также были описаны нитчатые метанотрофы класса Gammaproteobacteria из родов Crenothrix и Clonothrix (Oswald et al., 2017).

Alphaproteobacteria в настоящее время включает два рода метанотрофов в семействе Methylocystaceae: Methylosinus и Methylocystis и три рода в семействе Beijerinkiaceae: Methylocella, Methylocapsa и Methyloferula (Таблица 1). Метанотрофы класса Alphaproteobacteria ассимилируют С1 -соединения через сериновый путь; они обладают либо этилмалонатным путем для регенерации глиоксилата, либо глиоксилатным шунтом (Chistoserdova et al., 2009). Представители метанотрофов семейства Beijerinckiaceae дополнительно содержат полный набор генов цикла Кальвина-Бенсона-Бассама. Представители рода Methylocella и некоторые представители родов Methylocystis и Methylocapsa являются факультативными метанотрофами, которые могут расти на узком диапазоне многоуглеродных соединений (ацетат и некоторые другие органические кислоты, этанол и некоторые короткоцепочечные алканы) в дополнение к метану (Dunfield and Dedysh, 2014), а Methylocella silvestris и Methylocella tundrae способны к одновременному окислению метана и пропана (Crombie and Murrell, 2014; Kox et al., 2019 ). Также был описан морской метанотроф класса Alphaproteobacteria Methyloceanibacter, окисляющий метан исключительно растворимой метанмонооксигеназой (Vekeman et al., 2016).

Непротеобактериальные метанотрофы филума Verrucomicrobiota, включают два рода: Methylacidiphilum и Methylacidimicrobium (Dunfield et al., 2007; Islam et al., 2008; Van Teeseling et al., 2014). Эти бактерии обычно обитают в геотермальных и кислых средах, где они растут при pH 0.5-5 (оптимум 2.0) и температуре 30-65 °C (оптимальная температура 35-50 °C). В отличие от метанотрофов филума Pseudomonadota, фиксирующих углерод в форме восстановленного C1-

субстрата, члены этой группы являются автотрофами и используют метан только в качестве источника энергии, окисляя его до CO2, а затем фиксируют CO2 с помощью цикла Кальвина (Khadem et al., 2011). Наконец, метанотроф "Candidatus Methylomirabilis oxyfera" - является облигатным анаэробом, генерируя молекулярный кислород из нитрита для монооксигенирования метана in situ (Ettwig et al., 2010).

1.2. Целесообразность изучения метанотрофов

Метанотрофы являются потенциальными клеточными фабриками для синтеза широкого спектра ценных продуктов, например, метанола, эктоина/гидроксиэктоина, поли-Р-гидроксибутирата, одноклеточного белка, экзополисахаридов, липидов и витаминов (Gesicka et al., 2021; Sahoo et al., 2021). К тому же, с помощью геномного анализа у метанотрофов были идентифицированы кластеры генов биосинтеза вторичных метаболитов (ВМ), тем самым обнаружен скрытый и обширный потенциал (Puri et al., 2017; Nguyen et al., 2022). Центральный метаболизм углерода у метанотрофов предполагает исходные пулы метаболитов редких путей, которые можно было бы дополнить с помощью передовых инструментов синтетической биологии для производства ценных ВМ; например, растительных поликетидов, редких каротиноидов и ВМ, полученных из жирных кислот (Vasudevan et al., 2023). Однако разработка метанотрофов для этих мультигенных и ненативных путей ВМ является очень сложной задачей и требует дополнительных интенсивных исследований и разработки инструментов генной инженерии.

Для метанотрофов эти подходы активно развиваются в настоящее время (Kalyuzhnaya et al., 2015; Ro and Rosenzweig, 2018; Nath et al., 2022), но основным препятствием для создания модифицированных штаммов и увеличения выхода продуктов является пробел в знаниях о генах соответствующих биосинтетических генных кластеров ВМ у метанотрофов, и сложная система их регуляции (Vasudevan et al., 2023). Поскольку, каждый тип метанотрофов различается по углеродному метаболизму и энергетическому потенциалу (Trotsenko and Murrell, 2008), необходимо детальное изучение и генетическое реконструирование метаболических потоков у перспективных штаммов метанотрофов для увеличения выхода целевых продуктов. Однако, в настоящее время все также актуален поиск новых метанотрофов, способных обеспечить стабильный выход биомассы и продуцирующих высокое содержание кормового белка.

Таблица 1 - Классификация родов аэробных метанотрофов

Род Филогения Тип MMO C1- ассимиляция Тип ВЦМ Фиксация азота Преобладающие жирные кислоты Г+Ц ДНК, мол%

Семейство Methylococcaceae

Me thylicorpusculum Gammaproteobacteria мММО РМФ I тип nifH 16:1/ 18:1 46.7

Methylobacter Gammaproteobacteria мММО РМФ I тип nifH 16:1/16:0/14:0 45.6-55

Me thylocaldum Gammaproteobacteria мММО РМФ, РБФ, сериновый I тип Нет 16:1/ 16:0 56.5-57.2

Methylococcus Gammaproteobacteria мММО, + рММО РМФ, РБФ, сериновый I тип Да 16:1/ 16:0 59-66

Me thylocucumis Gammaproteobacteria мММО РМФ I тип nifH 16:1/ 16:0 43.9

Methylogaea Gammaproteobacteria мММО РМФ I тип nifH 16:0/16:1/15:0 63.1

Me thyloglobulus Gammaproteobacteria мММО РМФ I тип Да 16:1 47.7

Methylomagnum Gammaproteobacteria мММО, + рММО РМФ, РБФ, сериновый I тип Нет 16:1/16:0/14:0 63-64.1

Me thylomarinum Gammaproteobacteria мММО РМФ I тип Нет 16:1/16:0 50.9-51.7

Methylomonas Gammaproteobacteria мММО, +/- рММО РМФ I тип Некоторые nifH 16:1/16:0/14:0 47.0-57.1

Me thyloparacoccus Gammaproteobacteria мММО РМФ I тип Нет 16:1/16:0/14:0 65.6

Me thyloprofundus Gammaproteobacteria мММО РМФ I тип Да 16:2/16:0/16:1/14:0 40.5

Methylosoma Gammaproteobacteria мММО Не известно I тип Да 16:1/14:0 49.9

Продолжение таблицы 1

Me thylosphaera Gammaproteobacteria мММО РМФ Не определено Да 16:1 43-46

Me thylosarcina Gammaproteobacteria мММО РМФ I тип Нет 16:0/16:1 54-55

Methylovulum Gammaproteobacteria мММО, + рММО РМФ I тип ПЩ+ 16:0/14:0 49.3-51.9

Me thyloterricola Gammaproteobacteria РМФ, РБФ I тип ПЩ+ 16:1/16:0 61

Me thylotuvimicrobium Gammaproteobacteria мММО, +/- рММО РМФ I тип пЩ+ 16:1 49-60

Семейство Methylothermaceae

Me thylohalobius Gammaproteobacteria мММО РМФ I тип Нет 18:1/16:0 58.7

Me thylomarinovum Gammaproteobacteria мММО РМФ I тип Нет 18:1/16:0 66

Me ^Ь^тт Gammaproteobacteria мММО РМФ I тип Нет 18:1/16:0 54.4-62.5

Семейство Crenotrichaceae

Crenothrix Gammaproteobacteria мММО, ± рММО РМФ I тип

Clonotrix Gammaproteobacteria мММО

Семейство Methylocystaceae

Methylosinus Alphaproteobacteria мММО, ± рММО Сериновый II тип Да 18:1 63-67

Продолжение таблицы 1

Methylocystis Alphaproteobacteria мММО, + рММО Сериновый II тип Да 18:1 62-67

Семейство Beijerinckiaceae

Methylocella Alphaproteobacteria рММО Сериновый Н* Да 18:1 60-61

Methylocapsa Alphaproteobacteria мММО Сериновый III тип Да 18:1 63.1

Methyloferula Alphaproteobacteria рММО РБФ, Сериновый Н* Да 18:1 55.6-57.5

Семейство Methylacidiphilaceae

Me thylacidiphilum Verrucomicrobia мММО РБФ Да 18:0 60.9-63.8

Methylacidimicrobium Verrucomicrobia мММО РБФ 18:0

Источники: Picone et al, 2021; Saidi-Mehrabad et al., 2020; Rahalkar et al., 2020; Pandit et al, 2018; Hirayama et al, 2014; Khmelenina et al., 2018. Примечание: I тип - ориентированы перпендикулярно клеточной мембране; II тип - ориентированы параллельно внешней мембране; III тип - хорошо развитая ВЦМ, расположенная параллельно только с одной стороны клеточной мембраны. Н* - неприменимо, так как количество ВЦМ в этом роде ограничено. n^fH+-нитрогеназа

1.3. Энергетический метаболизм 1.3.1. Окисление метана

Ключевой фермент аэробной метанотрофии - метанмонооксигеназа (MMO). ММО катализирует окисление метана в метанол и существует в двух формах: мембраносвязанной (мММО) и растворимой (рММО). мММО присутствует у большинства метанотрофных таксонов, за исключением нескольких видов родов Methylocella, Methyloferula и Methyloceanibacter, которые имеют только рММО (Semrau, 2010; Vekeman, 2016).

1.3.2. Растворимая метанмонооксигеназа

рММО - состоит из трех компонентов: гидроксилазы, содержащей активный центр (МтоН), регуляторного белка (МтоВ) и редуктазы (МтоЯ) (Chatwood et al, 2004; Мй11ег et al., 2002) (1). МтоН представляет собой гомодимер (aßy)2, субъединица а которого содержит ди-Fe (II) центр, координированный четырьмя глутаматами, двумя гистидинами и несколькими молекулами воды. Электроны для окисления метана передаются от НАДН к активному центру МтоН через кластеры ФАД и [2Fe-2S] в МтоК

Рисунок 1. Компоненты pMMO. MmoH - гидроксилаза, MmoB - регуляторный белок, MmoR - редуктаза. (Sazinsky & Lippard, 2014)

Механизм рММО подробно рассмотрен (Lawton and Rosenzweig, 2016). Вкратце (Рисунок 2), сайт ди-Fe (III) MmoH (MMOHox) восстанавливает MmoR в двух последовательных событиях переноса электронов в состояние ди-Fe (II) (MMOHred). Кислород реагирует с MMOHred с образованием промежуточного соединения O, за которым следуют пероксо интермедиаты P*, разновидность ди-Fe (II), и P, разновидность ди-Fe (III)

с пероксо-мостиковыми связями, который превращается в промежуточное соединение Q ди-Fe (IV), определяющееся характеристикой поглощения при 420 нм. Полагают, что промежуточное соединение Q реагирует с метаном, приводя к образованию комплекса продукта T (Sazinsky and Lippard, 2015). Структуры MMOHox и MMOHred были определены с помощью рентгеновской кристаллографии (Rosenzweig et al., 1993), но молекулярные детали промежуточных соединений были неуловимы из-за их нестойкой природы (Banerjee et al., 2015). MmoB увеличивает скорость реакции рММО с кислородом на 2-3 порядка. Связывание MmoB с MmoH изменяет электронную структуру и снижает восстановительный потенциал ди-Fe центра (Lee et al., 2013; Wang and Lippard, 2014; Banerjee et al., 2015).

Рисунок 2. Каталитический цикл pMMO со структурами интермедиатов Q и T. (Lawton and Rosenzweig, 2016)

1.3.3. Мембранная метанмонооксигеназа

mMMO обычно содержится в обширных внутрицитоплазматических мембранах (ВЦМ) и составляет ~ 20% от общего белка в клетке (Martinho, 2007). мММО представляет собой медьсодержащий ассоциированный с мембраной фермент, состоящий из трех полипептидов с молекулярными массами 49, 27 и 22 кДа, кодируемых генами pmoB, pmoA иpmoC, обычно организованными в оперонеpmoCAB. Фермент имеет стехиометрию(аРу)э. #-конец PmoB расположен в периплазме, тогда как #-концы PmoA и PmoC являются цитоплазматическими (Рисунок 3). Активный сайт представляет собой медный центр,

координируемый тремя остатками гистидина в ^-концевой периплазматической области РшоБ (Ба^иЬгашашап et al., 2010). Второй сайт связывания металла расположен в РтоС.

РтоС РтоВ РтоА

Рисунок 3. Топология mMMO. (Rossi et al., 2023) с модификацией

В отдельных геномах оперон pmoCAB часто присутствует в нескольких копиях, которые могут существенно расходиться по последовательности и кодировать изоферменты мММО с альтернативными физиологическими функциями. В штамме Methylocystis SC2 фермент, кодируемый pmoCAB2, окисляет метан с более низким кажущимся значением Km, чем фермент, кодируемый pmoCAB1 (Baani and Liesack, 2008). Метанотрофы родов Methylomonas, Methylobacter и Methylotuvimicrobium также кодируют дивергентную по последовательности монооксигеназу (pXMO), гены которой уникально организованы в неканонической форме 'pxmABC' и чей первичный субстрат может быть соединением, отличным от метана или аммиака (Tavormina et al., 2011). Рост на метаноле Methylomicrobium album BG8, обладающего опероном pxm, усиливается хлорметаном (Han and Semrau, 2000).

Оба эти фермента нуждаются в доноре электронов для превращения метана в метанол. Хотя существует консенсус в отношении донора электронов для рММО, которым является НАДН (Bowman et al., 1994), все еще ведутся споры относительно донора электронов для мММО.

Предполагают три возможных механизма переноса электрона, ни один из которых нельзя исключить полностью (Рисунок 4) (Naizabekov and Lee, 2020):

1. «Redox-arm mode» (Окислительно-восстановительный режим): в этом механизме убихинол является донором электронов для окисления метана, в то время как метанолдегидрогеназа (МДГ) отдает электроны через цитохром с непосредственно комплексу IV. Это приводит к созданию протон-движущей силы и производству АТФ.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Чистякова Светлана Владимировна, 2023 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Гальченко, В. Ф. Метанотрофные бактерии// Москва: ГЕОС. - 2001. - C. 500.

2. Хмеленина В.Н., Розова О.Н., Бут С.Ю., Мустахимов И.И., Решетников А.С., Бесчастный А.П., Троценко Ю.А. Биосинтез вторичных метаболитов метанотрофами: биохимические и генетические аспекты// Прикладная биохимия и микробиология. - 2015.

- Т. 51. - Н. 2. - С. 140.

3. Ali V., Shigeta Y., Nozaki T. Molecular and structural characterization of NADPH-dependent D-glycerate dehydrogenase from the enteric parasitic protist Entamoeba histolytica// Biochem. J. - 2003. - V. 375. - P. 729-736.

4. Amyot M., Clayden M.G., MacMillan G.A., Perron T., Arscott-Gauvin A. Fate and trophic transfer of rare Earth elements in temperate lake food webs// Environ Sci Technol. - 2017.

- V. 51. - P. 6009-6017

5. Anthony C., Williams P. The structure and mechanism of methanol dehydrogenase/7 Biochim Biophys Acta. - 2003. - V. 1647. - P. 8-23.

6. Anthony Christopher. How half a century of research was required to understand bacterial growth on C1 and C2 compounds; the story of the serine cycle and the ethylmalonyl-CoA pathway/7 Sci Prog. - 2011. - V.94. - P. 109-137.

7. Anvar S.Y., Frank J., Pol A., Schmitz A., Kraaijeveld K., den Dunnen J.T., Op den Camp H.J. The genomic landscape of the verrucomicrobial methanotroph Methylacidiphilum fumariolicum SolV// BMC Genomics. - 2014. - V. 15. - P. 914.

8. Baani M., Liesack W. Two isozymes of particulate methane monooxygenase with different methane oxidation kinetics are found inMethylocystis sp. strain SC277 Proc Natl Acad Sci USA.

- 2008. -V. 105. - P. 10203-10208.

9. Balasubramanian R., Smith S.M., Rawat S. Oxidation of methane by a biological dicopper centre/7 Nature. - 2010. - V. 465. - P. 115-119.

10. Banerjee R., Proshlyakov Y., Lipscomb J.D., Proshlyakov D.A. Structure of the key species in the enzymatic oxidation of methane to methanol// Nature. - 2015. - V. 518. - P. 431-434.

11. Baxter N.J., Hirt R.P., Bodrossy L., Kovaks K.L., Embley T.M., Prosser J.I., and Murrell J.C. The ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase gene cluster of Methylococcus capsulatus (Bath)// Arch. Microbiol. - 2002. - V. 177. - P. 279-289.

12. Bergmann D.J., Zahn J.A., DiSpirito A.A. High-molecular-mass multi-c-heme cytochromes from Methylococcus capsulatus Bath// J Bacteriol. - 1999. - V. 181. - P. 991-997

13. Bogodar I.W., Lin T.S., Liao J.C. Synthetic non-oxidative glycolysis enables complete carbon conservation//Nature. - 2013. - V. 502. - P. 693-697.

14. Bordel S., Rodríguez Y., Hakobyan A., Rodríguez E., Lebrero R., Muñoz R. Genome scale metabolic modeling reveals the metabolic potential of three Type II methanotrophs of the genus Methylocystis// Metab Eng. - 2019. - V. 54. - P. 191-199.

15. Brazeau B., Lipscomb J.D. Kinetics and activation thermodynamics of methane monooxygenase compound Q formation and reaction with substrates// Biochemistry. - 2000. - V. 39. -P. 13503-13515.

16. Chen Y., Crombie A., Rahman M.T. Complete genome sequence of the aerobic facultative methanotroph Methylocella silvestris BL2// J Bact. - 2010. - V. 192. - P. 3840-3841.

17. Chen Y., Patel N.A., Crombie A. Bacterial flavin-containing monooxygenase is trimethylamine monooxygenase// Proceed Nat Acad Sci. - 2011. - V. 108. - P. 17791-17796.

18. Chen Y., Scanlan J., Song L. y-Glutamylmethylamide is an essential intermediate in the metabolism of methylamine by Methylocella silvestris// Applied Environ Microbiol. - 2010. - V. 76.

- P. 4530-4537.

19. Chistoserdova L.V., Lidstrom M.E. Cloning, mutagenesis, and physiological effect of a hydroxypyruvate reductase gene from Methylobacterium extorquens AM1//J Bacteriol. - 1992. -V. 174(1). - P. 71-77.

20. Chistoserdova L.V., Lidstrom M.E. Genetics of the serine cycle in Methylobacterium extorquens AM1: Cloning, sequence, mutation, and physiological effect of glyA, the gene for serine hydroxymethyltransferase// J Bacteriol. - 1994. - V. 176(21). - P. 6759-62.

21. Chistoserdova L.V., Lidstrom M.E. Genetics of the serine cycle in Methylobacterium extorquens AM1: identification of sgaA and mtdA and sequences of sgaA, hprA, and mtdA// J Bacteriol. - 1994. - V. 176. - P. 1957-68.

22. Chistoserdova L.V., Lidstrom M.E. Molecular characterization of a chromosomal region involved in the oxidation of acetyl-CoA to glyoxylate in the isocitrate-lyase-negative methylotroph Methylobacterium extorquens AM1// Microbiology. -1996. -V. 142. - P. 1459-68.

23. Chistoserdova L. Modularity of methylotrophy, revisited//Environ Microbiol. - 2011. -V. 13. - P. 2603-2622.

24. Chistoserdova L. Lanthanides: New life metals?// World J Microbiol Biotechnol.

- 2016. - V. 32. - P. 138.

25. Chistoserdova L., Kalyuzhnaya M.G., Lidstrom M.E. The expanding world of methylotrophic metabolism// Annu Rev Microbiol. - 2009. - V. 63. - P. 477-499.

26. Chistoserdova L. Methanotrophy: An evolving field// Springer International Publishing AG, part of Springer Nature Kalyuzhnaya M.G., Xing X.-H. (eds.), Methane Biocatalysis: Paving the Way to Sustainability. - 2018.

27. Chu F., Beck D.A., Lidstrom M.E. MxaY regulates the lanthanide-mediated methanol dehydrogenase switch inMethylomicrobium buryatense//PeerJ. - 2016. - 4:e2435

28. Chu F., Lidstrom M.E. XoxF acts as the predominant methanol dehydrogenase in the type I methanotrophMethylomicrobium buryatensell J Bacteriol. - 2016. - V. 198. - P. 1317-1325.

29. Crombie A.T., Murrell J.C. Trace-gas metabolic versatility of the facultative methanotroph Methylocella silvestrisll Nature. - 2014. - V. 510. - P. 148-151.

30. Crowther G.J., Kosaly G., Lidstrom M.E. Formate as the main branch point for methylotrophic metabolism in Methylobacterium extorquens AM1ll J Bacteriol. - 2008. - V. 190.

- P.5057-5062.

31. Culpepper M.A., Rosenzweig A.C. Structure and protein-protein interactions of methanol dehydrogenase from Methylococcus capsulatus (Bath)ll Biochemistry. - 2014. - V. 53.

- P. 6211-6219.

32. Dassama L.M., Kenney G.E., Rosenzweig A.C. Methanobactins: from genome to functionllMetallomics. - 2017. - V. 9. - P. 7-20.

33. Dedysh S. and Knief C. Diversity and phylogeny of described aerobic methanotrophs. In Methane Biocatalysis: Paving the Way to Sustainability. - 2018. - P. 17-42.

34. Delmotte N., Knief C., Chaffron S. Community proteogenomics reveals insights into the physiology of phyllosphere bacteriall Proc Natl Acad Sci USA. - 2009. - V. 106.

- P.16428-1643.

35. De la Torre A., Metivier A., Chu F. Genome-scale metabolic reconstructions and theoretical investigation of methane conversion in Methylomicrobium buryatense strain 5G(B1)ll Microb Cell Fact. - 2015. - V. 14. - P. 188.

36. Dennis J.J. and Zylstra G.J. Plasposons: Modular Self-Cloning Minitransposon Derivatives for Rapid Genetic Analysis of Gram-Negative Bacterial Genomesll Appl. Environ. Microbiol. - 1998. - V. 64. - P. 2710-2715.

37. DiSpirito A.A., Semrau J.D., Murrell J.C. Methanobactin and the link between copper and bacterial methane oxidationll Microbiology and Molecular Biology Reviews. - 2016. - V. 80.

- P. 387-409.

38. Dunfield P.F., Dedysh S.N. Methylocella: a gourmand among methanotrophsllTrends in Microbiology. - 2014. - V. 22. - P. 368-369.

39. Dunfield P.F., Yuryev A., Senin. Methane oxidation by an extremely acidophilic bacterium of the phylum Verrucomicrobiall Nature. - 2007. - V. 450. - P. 879-882.

40. Dunstan P.M., Anthony C. and Drabble W.T. The role of glyoxylate, glycollate and acetate in the growth of Pseudomonas AMI on ethanol and C1 compounds// J. Gen. Microbiol.

- 1972. - V. 128. - P. 107-115.

41. Erb T.J., Berg I.A., Brecht V., Muller M., Fuchs G, and Alber BE. Synthesis of C5-dicarboxylic acids from C2-units involving crotonyl-CoA carboxylase/reductase: the ethylmalyl-CoA pathway// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2007. - V. 104. - P. 10631-10636.

42. Erb T.J., Retey J., Fuchs G. and Alber B.E. Ethylmalonyl-CoA mutase from Rhodobacter sphaeroides defines a new subclade of coenzyme B12-dependent acyl-CoA mutases// J. Biol. Chem. - 2008. - V. 283. - P. 32283-32293.

43. Erb T.J., Frerichs-Revermann L., Fuchs G., Alber B.E. The apparent malate synthase activity of Rhodobacter sphaeroides is due to two paralogous enzymes, (3S)-Malyl-coenzyme A (CoA)/ß-methylmalyl-CoA lyase and (3S)- Malyl-CoA thioesterase// J. Bacteriol. - 2010. - V. 192(5).

- P. 1249-1258.

44. Eshinimaev B.T., Medvedkova K.A., Khmelenina V.N. New thermophilic methanotrophs of the genusMethylocaldum// Microbiology (Moscow). - 2004. - V. 73. - P. 530-539.

45. Eswayah A.S., Smith T.J., Scheinost A.C. Microbial transformations of selenite by methane-oxidizing bacteria//Appl Microbiol Biotechnol. - 2017. - V. 101. - P. 6713-6724.

46. Ettwig K.F., Butler M.K., LePaslier D. Nitrite-driven anaerobic methane oxidation by oxygenic bacteria// Nature. - 2010. - V. 464. - P. 543-548.

47. Ferenci T., Stram T., Quayle J.R. Purification and properties of 3-hexulose phosphate synthase from Methylococcus capsulatus// Biochem J. - 1974. - V. 144. - P. 477-486.

48. Fru E.C. Gray N.D., McCann C. Effects of copper mineralogy and methanobactin on cell growth and sMMO activity in Methylosinus trichosporium OB3b// Biosciences. - 2011. - V. 8.

- P. 2887-2894.

49. Fu Y., Li Y., Lidstrom M. The oxidative TCA cycle operates during methanotrophic growth of the Type I methanotroph Methylomicrobium buryatense 5GB1// Metabolic Engineering. -2017. - V. 42. - P. 43-51.

50. Gilman A., Laurens L.M., Puri A.W. Bioreactor performance parameters for an industrially-promising methanotroph Methylomicrobium buryatense 5GB1// Microb Cell Fac. -2015. -V. 14. - P. 182.

51. Gilman A., Fu Y., Hendershott M. Oxygen-limited metabolism in the methanotroph Methylomicrobium buryatense 5GB1C// PeerJ. -2017. -V.5. -e3945.

52. Graef C., Hestnes A.G., Svenning M.M., Frenzel P. The active methanotrophic community in a wetland from the high arctic// Environ Microbiol Rep. - 2011. - V. 3. - P. 466-472.

53. Gu W., Farhan U.l. Haque M., AA DS, Semrau J.D. Uptake and effect of rare Earth elements on gene expression inMethylosinus trichosporium OB3b//FEMS Microbiol Lett 363. - 2016.

54. Hagishita T., Yoshida T., Izumi Y., Mitsunaga T. Cloning and expression of the gene for serine-glyoxylate aminotransferase from an obligate methylotroph Hyphomicrobium methylovorum GM2ll Eur J Biochem. -1996. -V. 241(1). -P. 1-5.

55. Han Ji, Semrau J.D. Chloromethane stimulates growth ofMethylomicrobium album BG8 on methanolll FEMS Microbiol Lett. - 2000. -V. 1.187 - P. 77-81.

56. Hanson R.S., Hanson T.E. Methanotrophic bacteriall Microbiol Rev. -1996. -V.60. -P.439-471.

57. Helm J., Wendlandt K.D., Rogge G., Kappelmeyer U. Characterizing a stable methane-utilizing mixed culture used in the synthesis of a high-quality biopolymer in an open systemll J App. Microbiol. - 2006. -V. 101. -P. 387-395.

58. Henard C.A., Smith H., Dowe N. Bioconversion of methane to lactate by an obligate methanotrophic bacteriumll Sci Rep. - 2016. -V .6. -P. 21585

59. Henard C.A., Chao Wu, Wei Xiong, Henard J.M., Davidheiser-Kroll B, Orata F.D., Guarnieri M.T. Ribulose-1,5-Bisphosphate CarboxylaselOxygenase (RubisCO) Is Essential for Growth of the Methanotroph Methylococcus capsulatus Strain BathllAEM. - 2021. - V. 87(18). -P.e0088121.

60. Hirayama Hisako., Abe M., Miyazaki M., Nunoura T., Furushima Y., Yamamoto H., Takai K. Methylomarinovum caldicuralii gen. nov., sp. nov., a moderately thermophilic methanotroph isolated from a shallow submarine hydrothermal system, and proposal of the family Methylothermaceae fam. novll Int J Syst Evol Microbiol. - 2013. - V.64.

61. Ho C.L., Noji, M., Saito, M., Saito, K. Regulation of serine biosynthesis in Arabidopsis. Crucial role of plastidic 3-phosphoglycerate dehydrogenase in nonphotosynthetic tissuesll J. Biol. Chem. - 1999. - V.274. - P. 397-402.

62. Hou S., Makarova K.S., Saw J.H., Senin P., Ly B.V., Zhou Z., Ren Y., Wang J., Galperin M.Y., Omelchenko M.V., Wolf Y.I., Yutin N., Koonin E.V., Stott M.B., Mountain B.W., Crowe M.A., Smirnova A.V., Dunfield P.F., Feng L., Wang L., Alam M. Complete genome sequence of the extremely acidophilic methanotroph isolate V4, Methylacidiphilum infernorum, a representative of the bacterial phylum Verrucomicrobiall Biol. Direct. - 2008. - V. 3. - P. 26.

63. Husic D.W., and Tolbert N.E. NADH:hydroxypyruvate reductase and NADPH:glyoxylate reductase in algae: partial purification and characterization from Chlamydomonas reinhardtiillArch. Biochem. Biophys. - 1987. - V. 252. - P. 396-408.

64. Islam T., Jensen S., Reigstad L.J. Methane oxidation at 55 °C and pH 2 by a thermoacidophilic bacterium belonging to the Verrucomicrobia phylum// Proc Natl Acad Sci USA.

- 2008. - V. 105. - P. 300-304.

65. Izumi Y., Yoshida T., Kanzaki H., Toki S., Miyazaki S.S., Yamada H. Purification and characterization of hydroxypyruvate reductase from a serine-producing methylotroph, Hyphomicrobium methylovorum GM2// Eur. J. Biochem. - 1990. - V. 190. - P. 279-284.

66. Jiang H., ChenY., Jiang P.X. Methanotrophs: multifunctional bacteria with promising applications in environmental bioengineering// Biochem Eng J. - 2010. - V. 49. - P. 277-288.

67. Kafri R., Springer M., Pilpel Y. Genetic redundancy: new tricks for old genes// Cell.

- 2009. - V. 136(3). - P.389-92.

68. Kalyuzhnaya M.G., Lidstrom M.E. QscR-mediated transcriptional activation of serine cycle genes in Methylobacterium extorquens AM1//J Bacteriol. - 2005. -V. 187. - P. 7511-7517.

69. Kalyuzhnaya M.G. Methane biocatalysis: selecting the right microbe. In: Trinh, Carrie A, Eckert Cong T (Eds.)// Biotechnology for Biofuel Production and Optimization. Elsevier, Amsterdam. - 2016. - P. 353-383

70. Kalyuzhnaya M.G., Pury A.W., Lidstrom M.E Metabolic engineering in methanotrophic bacteria// Metab Eng. - 2015. - V. 29. - P. 142-152.

71. Kalyuzhnaya M.G., Yang S., Rozova O.N., Smalley N.E., Clubb J., Lamb A., Nagana Gowda G.A., Raftery D., Fu Y., Bringel F., Vuilleumier S., Beck D.A.C., Trotsenko Y.A., Khmelenina V. N., Lidstrom M.E. Highly efficient methane biocatalysis revealed in a methanotrophic bacterium// Nature Communications. - 2013. - V. 4:2785.

72. Kane Staci R., Chakicherla Anu Y., Patrick S.G. Chain, Radomir Schmidt, Maria W. Shin, Tina C. Legler, Kate M. Scow, Frank W. Larimer, Susan M. Lucas, Paul M. Richardson, Krassimira R. Hristova Whole-genome analysis of the methyl tert-butyl ether-degrading beta-proteobacterium Methylibiumpetroleiphilum PM1// J Bacteriol. - 2007. - V. 189. - P. 1931-45.

73. Kao W-C., Chen Y-R., Yi E.C. Quantitative proteomic analysis of metabolic regulation by copper ions in Methylococcus capsulatus (Bath)//J Biol Chem. - 2004. - V. 279. - P. 51554-51560.

74. Karlsen O.A., Lillehaug J.R., Jensen H.B. The copper responding surfaceome of Methylococcus capsulatus Bath//FEMS Microbiol Lett. - 2011. - V. 23. - P. 97.-104.

75. Kehrer D., Ahmed H., Brinkmann H., Siebers B. Glycerate kinase of the hyperthermophilic archaeon Thermoproteus tenax: new insights into the phylogenetic distribution and physiological role of members of the three different glycerate kinase classes// BMC Genomics. - 2007.

- V. 31;8. - P. 301.

76. Kendziorek M, Paszkowski A. Properties of serine:glyoxylate aminotransferase purified from Arabidopsis thaliana leaves// Acta Biochim Biophys Sin (Shanghai). - 2008. - V. 40(2).

- P. 102-10.

77. Khadem A.F., Pol A., Jetten M.S., Op den Camp H.J. Nitrogen fixation by the verrucomicrobial methanotroph 'Methylacidiphilum fumariolicum' SolV// Microbiology. - 2010.

- V. 156. - P. 1052-1059.

78. Khadem A.F., Pol A., Wieczorek A. Autotrophic methanotrophy in Verrucomicrobia: Methylacidiphilum fumariolicum SolV uses the Calvin-Benson-Bassham cycle for carbon dioxide fixation// J Bacteriol. - 2011. - V. 193. - P. 4438-4446.

79. Khadem A.F., Wieczorek S., Pol A. Draft genome sequence of the volcano-inhabiting thermoacidophilic methanotroph Methylacidiphilum fumariolicum strain SolV// J Bacteriol. - 2012.

- V. 194. - P. 3729-3730.

80. Kleczkowski, L.A., Randall, D.D., Edwards, G.E. Oxalate as a potent and selective inhibitor of spinach (Spinacia oleracea) leaf NADPH-dependent hydroxypyruvate reductase//Biochem. J. - 1991. - V. 276. - P. 125-127.

81. Knief C. Diversity and habitat preferences of cultivated and uncultivated aerobic methanotrophic bacteria evaluated based on pmoA as molecular marker// Front. Microbiol.

- 2015. - V. 6.

82. Kohn, L.D., Jakoby, W.B. Tartaric acid metabolism. VII. Crystalline hydroxypyruvate reductase (D-glycerate dehydrogenase)// J. Biol. Chem. - 1968. - V. 243. - P. 2494-2499.

83. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4// Nature - 1970. - V. 227. - P. 680-685.

84. Lawton T.J., Rosenzweig A.C. Biocatalysts for methane conversion: big progress on breaking a small substrate// Curr Opin Chem Biol. - 2016. - V. 35. - P. 142-149.

85. Lee S-K., Nesheim J.C., Lipscomb J.D. Transient intermediates of the methane monooxygenase catalytic cycle// J Biol Chem. - 1993. - V. 268. - P. 21569-21577.

86. Lee S.J., McCormick M.S., Lippard S.J., Cho U-S. Control of substrate access to the active site in methane monooxygenase//Nature. - 2013. - V. 494. - P. 380-384.

87. Levett I., Birkett G., Davies N. Techno-economic assessment of Poly-3-Hydroxybutyrate (PHB) production from methane - the case for thermophilic bioprocessing// J Environ Chem Eng. - 2016. - V. 4. - P. 3724-3733.

88. Liu Bo, Hong Ye, Wu Lei, Li Zhuo, Ni Jinfeng, Sheng Duohong, Shen Yulong. A unique highly thermostable 2-phosphoglycerate forming glycerate kinase from the hyperthermophilic archaeon

Pyrococcus horikoshii: gene cloning, expression and characterization// Extremophiles.

- 2007. - V11(5). - P. 733-9.

89. Livak, Schmittgen T.D. Analysis of Relative Gene Expression Data Using Real-Time Quantitative PCR and the 2-AACT Method// - 2001. - V. 25. - I. 4. - P. 402-408.

90. Lunn J. and Hatch M. The role of sucrose-phosphate synthase in the control of photosynthate partitioning in Zea mays leaves// Aust. J. Plant Physiol. - 1997. - V. 24. - P. 1-8.

91. Mahadevan R., Lovley D.R. The degree of redundancy in metabolic genes is linked to mode of metabolism.// Biophys J. - 2008. - V. 94(4). - P. 1216-20.

92. Martineau C., Whyte L.G., Greer C.W. Stable isotope probing analysis of the diversity and activity of methanotrophic bacteria in soils from the Canadian high Arctic// Appl Environ Microbiol.

- 2010. - V. 76. - P. 5773-5784

93. Martinho M., Dong W. Choi, Alan A. Dispirito, William E. Antholine, Jeremy D. Semrau, Eckard Munck. Mossbauer studies of the membrane-associated methane monooxygenase from Methylococcus capsulatus Bath: evidence for a Diiron center//J Am Chem Soc. - 2007. - V. 26.

- I. 129(51). - P. 15783-5.

94. Marx C. and Lidstrom M. Broad-host-range cre-lox system for antibiotic marker recycling in gram-negative bacteria// Biotechniques - 2002. - V. 33. - P. 1062-1067.

95. Matsen Janet B., Song Yang, Lisa Y. Stein, David Beck, Marina G. Kalyuzhnaya. Global Molecular Analyses of Methane Metabolism in Methanotrophic Alphaproteobacterium, Methylosinus trichosporium OB3b. Part I: Transcriptomic Study// Front Microbiol. - 2013 - V. 4.

- P. 40.

96. Mattes T.E., Nunn B.L., Marshall K.T. Sulfur oxidizers dominate carbon fixation at a biogeochemical hot spot in the dark ocean// ISME J. - 2013. - V. 7. - P. 2349-2360.

97. Mehta P.K., Hale T.I., Christen P. Aminotransferases: demonstration of homology and division into evolutionary subgroups// Eur J Biochem. -1993. - V. 214. - P. 549-561.

98. Moitinho-Silva L., Seridi L., Ryu T. Revealing microbial functional activities in the Red Sea sponge Stylissa carteri by metatranscriptomics// Environ Microbiol. - 2014. - V. 16.

- P.3683-3698.

99. McDonald I.R., Bodrossy L., Chen Y., Murrell J.C. Molecular ecology techniques for the study of aerobic methanotrophs//Appl Environ Microbiol. - 2008. - V. 74. - P. 1305-1315.

100. Miroshnikov K.K., Didriksen A., Naumoff D.G. Draft genome sequence of Methylocapsa palsarum NE2T, an obligate methanotroph from subarctic soil// Genome Announc.

- 2017 - V. 5. - P.e00504-17.

101. Miyazaki S.S., Toki S., Izumi Y., Yamada H. Purification and characterization of a serine hydroxymethyltransferase from an obligate methylotroph, Hyphomicrobium methylovorum GM2// Eur J Biochem. - 1987. - V. 162(3). - P. 533-40.

102. Murrell J.C., Dalton H. Nitrogen fixation in obligate methanotrophs//J Gen Microbiol. -1983. - V. 129. - P. 3481-3486

103. Murrell J.C., McDonald I.R., Gilbert B. Regulation of expression of methane monooxygenases by copper ions// Trends Microbiol. - 2000. - V. 8. - P. 221-225.

104. Naizabekov S., Lee E.Y. Genome-Scale Metabolic Model Reconstruction and in Silico Investigations of Methane Metabolism in Methylosinus trichosporium OB3b// Microorganisms. - 2020

- V. 8(3). - P.437.

105. Nath S., Henard J.M., Henard C.A. Optimized tools and methods for methanotroph genome editing methods// Mol Biol. - 2022. - V. 2489. - P. 421-434.

106. Nguyen A.D., Pham D.N., Trung Chau T.H., Lee E.Y. Enhancing Sesquiterpenoid Production from Methane via Synergy of the Methylerythritol Phosphate Pathway and a Short-Cut Route to 1-Deoxy-D-xylulose 5-Phosphate in Methanotrophic Bacteria// Microorganisms. - 2021.

- V. 9(6). - P. 1236.

107. Nguyen L.T., Lee E.Y. Biological conversion of methane to putrescine using genome-scale model-guided metabolic engineering of a methanotrophic bacterium Methylomicrobium alcaliphilum 20Z// mSystems. - 2019. -V. 12. - P. 147.

108. Nguyen T.T., Hwang I.Y., Na J.G., Lee E.Y. Biological conversion of propane to 2-propanol using group I and II methanotrophs as biocatalysts// J Ind Microbiol Biotechnol. - 2019.

- V. 46(5). - P. 675-685.

109. Nguyen D.T. Ngoc., Lee O.K., Lim C., Lee J., Na J.G., Lee E.Y. Metabolic engineering of type II methanotroph, Methylosinus trichosporium OB3b, for production of 3-hydroxypropionic acid from methane via a malonyl-CoA reductase-dependent pathway// Metab Eng. - 2020. - V. 59.

- P. 142-150.

110. Nguyen N.A., Cong Y., Hurrell R.C., Arias N., Garg N., Puri A.W., Schmidt E.W., Agarwal V. A silent biosynthetic gene cluster from a methanotrophic bacterium potentiates discovery of a substrate promiscuous proteusin cyclodehydratase// ACS Chem. Biol. - 2022. - V.17 (6).

- P. 1577-1585.

111. Ochsner A.M., Christen M., Hemmerle L. Transposon sequencing uncovers an essential regulatory function of phosphoribulokinase for methylotrophy// Curr Biol. - 2017. - V.27(17).

- P. 2579-2588.

112. Okubo Y., Yang S., Chistoserdova L., Lidstrom M.E. Alternative route for glyoxylate consumption during growth on two-carbon compounds by Methylobacterium extorquens AM1// J Bacteriol. - 2010. - V. 192(7) - P. 1813-1823.

113. Op den Camp HJM., Islam T., Stott M.B. Environmental, genomic and taxonomic perspectives on methanotrophic Verrucomicrobia// Environ Microbiol Rep. - 2009. - V. 1.

- P. 293-306.

114. Oren, A., Garrity, G.M. Valid publication of the names of forty-two phyla of prokaryotes// Int J Syst Evol Microbiol. - 2021. - V.71. - P. 10.

115. Oswald K., Graf J.S., Littmann S. Crenothrix are major methane consumers in stratified lakes// ISME J. - 2017. - V. 11(9). - P. 2124-2140.

116. Pandit P.S., Michael Hoppert, Monali C. Rahalkar. Description of 'Candidatus Methylocucumis oryzae', a novel Type I methanotroph with large cells and pale pink colour, isolated from an Indian rice field// Antonie van Leeuwenhoek. - 2018. - V. 111. - P. 2473-2484.

117. Patel R.N., Hou C.T., Derelanko P., Felix A. Purification and properties of a heme-containing aldehyde dehydrogenase from Methylosinus trichosporium// Arch Biochem Biophys.

- 1980. - V. 203. - P. 654-662.

118. Peyraud R., Kiefer P., Christen P., Massou S., Portais J.C., and Vorholt J.A. Demonstration of the ethylmalonyl-CoA pathway by using 13C metabolomics// Proc. Natl. Acad. Sci. USA - 2009. - V. 106. - P. 4846-4851.

119. Picone N., Blom P., Wallenius A.J., Hogendoorn C., Mesman R., Cremers G., Gagliano A.L., D'Alessandro W., Quatrini P., Jetten M.S.M., Pol A., Op den Camp H.J.M. Methylacidimicrobium thermophilum AP8, a Novel Methane- and Hydrogen-Oxidizing Bacterium Isolated From Volcanic Soil on Pantelleria Island, Italy// Front. Microbiol. - 2021. - V. 12.

120. Pieja A.J., Rostkowski K.H., Criddle C.S. Distribution and selection of poly-3-hydroxybutyrate production capacity in methanotrophic Proteobacteria// Microbiol Ecol. - 2011. -V. 62. - P. 564-473.

121. Piotrowska, A., and Czerpak, R. Cellular response of light/dark-grown green alga Chlorella vulgaris Beijerinck (Chlorophyceae) to exogenous adenine-and phenylurea-type cytokinins//Acta Physiol. Plant. - 2009. - V. 31. - P. 573-585.

122. Pol A., Barends T.R., Dietl A. Rare earth metals are essential for methanotrophic life in volcanic mudpots//Environ Microbiol. - 2014. - V. 16. - P. 255-264.

123. Puri A.W., Schaefer A.L., Fu Y.F., Beck D.A.C., Greenberg E.P., Lidstrom M.E. Quorum sensing in a methane-oxidizing bacterium// J. Bacteriol. - 2017. - V.199 (5).

124. Quynh Le., Nguyen A.D., Park Y.R., Lee E.Y. Sustainable biosynthesis of chemicals from methane and glycerol via reconstruction of multi-carbon utilizing pathway in obligate methanotrophic bacteria// Microb Biotechnol. - 2021. - V. 14(6). - P. 2552-2565.

125. Rahalkar M.C., Khatri, K., Mohite, J. A novel Type I methanotrophMethylolobus aquaticus gen. nov. sp. nov. isolated from a tropical wetland// Antonie van Leeuwenhoek. - 2020.

- V. 113. - P. 959-971.

126. Rao N. Appaji., Ambili M., Venkatakrishna R. Jala, Subramanya H.S., Savithri H.S. Structure-function relationship in serine hydroxymethyltransferase// Biochimica et Biophysica Acta.

- 2003. - V. 1647, Issues 1-2, - P. 24-29.

127. Reshetnikov A.S., Khmelenina V.N., Mustakhimov I.I. Diversity and phylogeny of the ectoine biosynthesis genes in aerobic, moderately halophilic methylotrophic bacteria// Extremophiles. -2011. - V. 15. - P. 653-66.

128. Ro S.Y. and Rosenzweig A.C. Recent advances in the genetic manipulation of Methylosinus trichosporium OB3b// Methods Enzymol. - 2018. - V. 605. - P. 335-349.

129. Rosenzweig A.C., Frederic C.A., Lippard S.J., Nordlund P. Crystal structure of a bacterial non-haem iron hydroxylase that catalyses the biological oxidation of methane// Nature.

- 1993. - V. 366. - P. 537-543.

130. Rossi T.S., Tolmie A.F., Nichol T., Pain C., Harrison P., Smith T.J., Fricker M., Kriechbaumer V. Recombinant expression and subcellular targeting of the particulate methane monooxygenase (pMMO) protein components in plants// Sci Rep. - 2023. - V.13(1):15337.

131. Rozova O.N., But S.Y., Khmelenina V.N. Characterization of two recombinant 3-hexulose 6-phosphate synthases from the halotolerant obligate methanotroph Methylomicrobium alcaliphilum 20Z// Biochemistry (Moscow). - 2017. - V.82. - P. 176-185.

132. Rozova O.N., Khmelenina V.N., Bocharova K.A. Role of NAD+-dependent malate dehydrogenase in the metabolism of Methylobacterium alcaliphilum 20Z and Methylosinus trichosporium OB3b//Microorganisms. - 2015a. - V. 3. - P. 47-59

133. Rozova O.N., Khmelenina V.N., Gavletdinova J.Z. Acetate kinase - an enzyme of the postulated phosphoketolase pathway in Methylomicrobium alcaliphilum 20Z//Ant Leeuwenhoek.

- 2015b. - V. 108. - P. 965-974.

134. Rozova O.N. Mustakhimov I.I., But S.Y., Reshetnikov A.S., Khmelenina V.N. Role of the malic enzyme in metabolism of the halotolerant methanotroph Methylotuvimicrobium alcaliphilum 20Z// PLoS ONE. - 2019. - 14(11): e0225054.

135. Salem A.R., Hacking A.J., Quayle J.R. Cleavage of malyl-Coenzyme A into acetyl-Coenzyme A and glyoxylate by Pseudomonas AM1 and other C1-unit-utilizing bacteria// Biochem J.

- 1973. - V. 136. - P. 89-96.

136. Sambrook J. and Russell D. Molecular Cloning: a Laboratory Manual// 3rd edn Cold Spring Harbor Laboratory. - New-York. - 2001.

137. Shacterle G. and Pollack R. A simplified method for quantitative assay of small amounts of protein in biological material// Anal. Biochem. - 1973. - V. 51. - P. 654-657.

138. Saidi-Mehrabad Alireza, Kits Dimitri K., Kim Joong-Jae, Tamas I., Schumann P., Khadka R., Strilets T., Smirnova A.V., W I. C Rijpstra, D. Jaap S Sinninghe, Dunfield P. F.. Methylicorpusculum oleiharenae gen. nov., sp. nov., an aerobic methanotroph isolated from an oil sands tailings pond// Int J Syst Evol Microbiol. - 2020. - V. 70(4). - P. 2499-2508.

139. Saville R.M., Lee S., Regitsky D.D. Compositions and methods for biological production of lactate from C1 compounds using lactate dehydrogenase transformants, Patent WO2014205146A1. - 2014.

140. Sazinsky M.H. and Lippard S.J. Methane monooxygenase: functionalizing methane at iron and copper// Met Ions Life Sci. - 2015. - V.15. - P. 205-56.

141. Schafer A., Tauch, A., Jager, W., Kalinowski, J., Theirbach, G., and Puhler, A. Small mobilizable multi-purpose cloning vectors derived from the Escherichia coli plasmids pK18 and pK19: selection of defined deletions in the chromosome of Corynebacterium glutamicum// Gene.

- 1994. - V. 145. - P. 69-73.

142. Semrau, Alan A. DiSpirito, Sukhwan Yoon. Methanotrophs and copper//FEMS Microbiology Reviews. - 2010. - V. 34. - I. 4. - P. 496-531.

143. Semrau J.D., Jagadevan S., DiSpirito A.A. Methanobactin and MmoD work in concert to act as the "copper-switch" in methanotrophs//Environ Microbiol. - 2013. - V. 15. - P. 3077-3086.

144. Smejkalova Hana, Tobias J. Erb, Georg Fuchs. Methanol assimilation in Methylobacterium extorquens AM1: demonstration of all enzymes and their regulation//PLoS ONE.

- 2010. - V. 5(10). - P.e13001.

145. Smith L.M., Meijer W.G., Dijkhuizen L., Goodwin P.M. A protein having similarity with methylmalonyl-CoA mutase is required for the assimilation of methanol and ethanol by Methylobacterium extorquens AM1// Microbiology. - 1996. - V. 142. - P. 675-684.

146. Sharp C.E., Smirnova A.V., Kalyuzhnaya M.G. Draft genome sequence of the moderately halophilic methanotroph, Methylohalobius crimeensis strain 10Ki// Genome Announcements. - 2015. -V. 3. - P.e00644-15.

147. Shchukin V.N., Khmelenina V.N., Eshinimayev B.T. Primary characterization of dominant cell surface proteins of halotolerant methanotroph Methylomicrobium alcaliphilum 20Zll Microbiology (Moscow). - 2011. - V. 80. - P. 595-605

148. Sowell S.M., Abraham P.E., Shah M. Environmental proteomics of microbial plankton in a highly productive coastal upwelling systemll ISME J. - 2011. - V. 5. - P. 856-865.

149. Slater, G. Stable pattern formation and determination of molecular size by pore-limit electrophoresisll Anal. Chem. - 1969. - V. 41. - P. 1039-1041.

150. Strong P.J., Kalyuzhnaya M., Silverman J., Clarke W.P. A methanotroph-based biorefinery: Potential scenarios for generating multiple products from a single fermentationll Bioresour Technol. - 2016. - V. 215. - P. 314-323.

151. Strong P.J., Xie S., Clarke W.P. Methane as a resource: can the methanotrophs add value?ll Environ Sci Technol. - 2015. - V. 49. - P. 4001-4018.

152. Su Y., Zou Z., Feng S., Zhou P., Cao L. The acidity of protein fusion partners predominantly determines the efficacy to improve the solubility of the target proteins expressed in Escherichia colill J Biotechnol. - 2007 - T. 129. - V. 3. - P. 373-382.

153. Tamura, K., Dudley J., Nei M. and Kumar S. MEGA4: Molecular Evolutionary Genetics Analysis (MEGA) software version 4.0ll Mol. Biol. Evol. - 2007. - V. 24. - P. 1596-1599.

154. Tavormina P.L., Orphan V.J., Kalyuzhnaya M.G. A novel family of functional operons encoding methanelammonia monooxygenase-related proteins in gammaproteobacterial methanotrophsll Environ Microbiol Reports. - 2011. - V. 3. - P. 91-100.

155. Taylor A., Molzahn P., Bushnell T., Cheney C., LaJeunesse M., Azizian M., Semprini L. Immobilization of Methylosinus trichosporium OB3b for methanol productionll J Ind Microbiol Biotechnol. - 2018. - V. 45(3). - P. 201-211.

156. Teeseling Van MCF., Pol A., Harhangi H.R. Expanding the verrucomicrobial methanotrophic world: description of three novel species of Methylacidimicrobium gen. novll Appl Environ Microbiol. - 2014. - V. 80. - P. 6782-6791.

157. Torre A., Metivier A., Chu F. Genome-scale metabolic reconstructions and theoretical investigation of methane conversion in Methylomicrobium buryatense strain 5G (B1)ll Microb Cell Fac. - 2015. - V. 14. - P. 188.

158. Thomson J., Gibson T., Plewniak F., Jeanmougin F. and Higgins D. The CLUSTAL_X windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis toolsll Nucl. Acids Res. - 1997. - V. 24. - P. 4876-4882.

159. Trotsenko Y.A., Murrell J.C. Metabolic aspects of aerobic obligate methanotrophyll Adv Appl Microbiol. - 2008. - V. 63. - P. 183-229.

160. Truszkiewicz W., Paszkowski A. Some structural properties of plant serine:glyoxylate aminotransferase?llActa Biochim Pol. - 2005. - V. 52(2). - P. 527-534.

161. Turetta C., Barbaro E., Capodaglio G., Barbante C. Dissolved rare earth elements in the central-western sector of the Ross Sea, Southern Ocean: geochemical tracing of seawater massesll Chemosphere. - 2017. - V. 183. - P. 444-453.

162. Utting J.M., Kohn L.D. Structural, kinetic, and renaturation properties of an induced hydroxypyruvate reductase from Pseudomonas acidovoransll J. Biol. Chem. - 1975. - V. 250.

- P.5233-5242.

163. Ye W., Huo G., Chen J., Liu F., Yin J., Yang L., Ma X. Heterologous expression of the Bacillus subtilis (natto) alanine dehydrogenase in Escherichia coli and Lactococcus lactisll Microbiol Res. - 2010. -V. 165(4). - P. 268-275.

164. Vasudevan U.M., Anh Mai D.H., Krishna S., Lee E.Y. Methanotrophs as a reservoir for bioactive secondary metabolites: Pitfalls, insights and promisesllBiotechnol Adv. - 2023.

- V. 108097.

165. Vekeman B., Kerckhof F-M, Cremers G. NewMethyloceanibacter diversity from North Sea sediments includes methanotroph containing solely the soluble methane monooxygenasell Environ Microbiol. - 2016. - V. 18. - P. 4523-4536.

166. Vita N., Platsaki S., Basle A. A four-helix bundle stores copper for methane oxidationll Nature. - 2015. - V. 525. - P. 140-143.

167. Vorholt J.A. Cofactor-dependent pathways of formaldehyde oxidation in methylotrophic bacteriallArch Microbiol. - 2002. - V. 178. - P. 39-249.

168. Vorholt J., Chistoserdova L., Lidstrom M., Thauer R. The NADP-dependent methylene tetrahydromethanopterin dehydrogenase in Methylobacterium extorquens AM1ll J. Bacteriol. - 1998. -V. 180. - P. 5351-5356.

169. Vu H.N., Subuyuj G.A., Vijayakumar S. Lanthanide-dependent regulation of methanol oxidation systems in Methylobacterium extorquens AM1 and their contribution to methanol growthll J Bacteriol. - 2016. - V. 98. - P. 1250-1259.

170. Wang W., Lippard S.J. Diiron oxidation state control of substrate access to the active site of soluble methane monooxygenase mediated by the regulatory componentll J Am Chem Soc.

- 2014. -V. 136. - P. 2244-2247.

171. Ward N., Larsen O., Sakwa J., Bruseth L., Khouri H. Genomic insights into methanotrophy: The complete genome sequence of Methylococcus capsulatus (Bath)ll PLoS Biol.

- 2004. - V. 2(10). - P. 303.

172. William S. Bacterial genomic DNA isolation using CTAB// Joint Genome Institute.

- 2012.

173. Willis J.E., and Saflach H.J. Evidence for mammalian D-glycericEWWZ dehydrogenase// J. Biol. Chem. - 1962. - V.237. - P. 910-915.

174. Yang S., Janet B. Matsen, Michael Konopka, Abigail Green-Saxena, Justin Clubb, Martin Sadilek, Victoria J. Orphan, David Beck, Marina G. Kalyuzhnaya. Global Molecular Analyses of Methane Metabolism in Methanotrophic Alphaproteobacterium, Methylosinus trichosporium OB3b. Part II. Metabolomics and 13C-Labeling Study// Front Microbiol. - 2013. - V. 4. - P. 70.

175. Yoshida T., Fukuta K., Mitsunaga T., Yamada H., Izumi Y. Purification and characterization of glycerate kinase from a serine-producing methylotroph, Hyphomicrobium methylovorum GM2// Eur J Biochem. - 1992. - V. 210(3). - P. 849-854.

176. Zuniga C., Morales M., Revah S. Polyhydroxyalkanoates accumulation by Methylobacterium organophilum CZ-2 during methane degradation using citrate or propionate as cosubstrates// Bioresou Technol. - 2013. - V. 130. - P. 686.

177. Zhu Y., Jameson E., Parslow R.A. Identification and characterization of trimethylamine N-oxide (TMAO) demethylase and TMAO permease in Methylocella silvestris BL2// Environ Microbiol. - 2014. - V. 16. - P. 3318-3330.

178. Zhu Y., Ksibe A.Z., Schäfer H. O2-independent demethylation of trimethylamine N-oxide by Tdm of Methylocella silvestris//FEBS J. - 2016. - V .283. - P. 3979-3993.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

Статьи в рецензируемых изданиях ВАК:

1. Egorova (Chistyakova) S.V., Khmelenina V.N., Mustakhimov I.I., But S.Y. The Role of serine-glyoxylate aminotransferase and malyl-CoA lyase in the metabolism of Methylococcus capsulatus Bath// Curr Microbiol. - 2023. 80:311.

2. But S.Y., Egorova (Chistyakova) S.V., Khmelenina V.N., Mustakhimov I.I. Malyl-CoA lyase provides glycine/glyoxylate synthesis in type I methanotrophs // FEMS MICROBIOLOGY LETTERS. - 2020. - V. 24. - P. fnaa207

3. But S.Y, Egorova (Chistyakova) S.V., Khmelenina V.N., Trotsenko Y.A. Serine-glyoxylate aminotranferases from methanotrophs using different Cl-assimilation pathways // Antonie Van Leeuwenhoek. - 2019. - V. 112. - P. 741-751.

4. Бут С.Ю., Егорова (Чистякова) С.В., Хмеленина ВН., Троценко Ю.А. Биохимические свойства и филогения гидроксипируватредуктаз метанотрофных бактерий, реализующих различные пути С1-ассимиляции. // Биохимия. - 2017. - Т. 82. - В. 11. - С. 1647 - 1656

Публикации в сборниках работ и тезисов научных конференций:

1. Егорова (Чистякова) С.В., Бут С.Ю. Изучение серинового цикла у гаммапротеобактериальных метанотрофов методом мутагенеза. 26-я Пущинская школа-конференция молодых ученых с международным участием «Биология - наука XXI века». Пущино. - 2023. - С. 148.

2. Егорова (Чистякова) С.В., Бут С.Ю. Изучение альтернативных путей С1-ассимиляции у гаммапротеобактериальных метанотрофов методом мутагенеза. XIII молодежная школа-конференция с международным участием "Актуальные аспекты современной микробиологии". Москва. - 2022. - С. 69-71.

3. Егорова (Чистякова) С.В., Бут С.Ю. Роль малил-КоА лиазы - фермента серинового цикла ассимиляции углерода - у метанотрофов, реализующих различные варианты С1-ассимиляции. VII Пущинская конференция «Биохимия, физиология и биосферная роль микроорганизмов». Пущино. - 2021. - С. 144-146.

4. Егорова (Чистякова) С.В., Бут С.Ю. Характеристика мутантных штаммов метанотрофа Methylotuvimicrobium alcaliphilum 20Z, дефектных по ключевым генам серинового цикла ассимиляции С1-соединений. 24-я Международная Пущинская школа-конференция молодых ученых «Биология - наука XXI века». Пущино. - 2020. - С. 94-95.

5. Егорова (Чистякова) С.В., Бут С.Ю. Активация серинового цикла у Methylotuvimicrobium alcaliphilum 20Z при росте на метаноле. VI Пущинская школа-конференция «Биохимия, физиология и биосферная роль микроорганизмов». Пущино. - 2019.

- С. 82-84.

6. Егорова (Чистякова) С.В., Бут С.Ю. Свойства и функции ключевых ферментов серинового цикла. 23-я Международная Пущинская школа-конференция молодых ученых «Биология - наука XXI века». Пущино. - 2019. - С. 169-170.

7. Бут С.Ю., Егорова (Чистякова) С.В. Функции ферментов серинового цикла ассимиляции формальдегида у метанотрофов I типа. V Пущинская школа-конференция «Биохимия, физиология и биосферная роль микроорганизмов. Пущино. - 2018. - С. 69-71.

8. Егорова (Чистякова) С.В., Бут С.Ю. Сравнительная характеристика ключевых ферментов серинового цикла у метанотрофов, реализующих различные пути С1 -ассимиляции. V Пущинская школа-конференция «Биохимия, физиология и биосферная роль микроорганизмов. Пущино. - 2018. - С. 84-85.

9. Егорова (Чистякова) С.В., Бут С.Ю. ГЕНЫ И ФЕРМЕНТЫ СЕРИНОВОГО ЦИКЛА У МЕТАНОТРОФНЫХ БАКТЕРИЙ: ФУНКЦИИ, РАСПРОСТРАНЕНИЕ И ФИЛОГЕНИЯ // 21-я Международная Пущинская школа-конференция молодых ученых «Биология - наука XXI века». Пущино. - 2017. - C. 129-130.

10. Егорова (Чистякова) С.В., Бут С.Ю. Гены и ферменты серинового цикла у метанотрофов // XII Молодежная школа-конференция «Актуальные аспекты современной микробиологии». Москва. - 2017. - С. 35-37.

11. Егорова (Чистякова) С.В., Бут С.Ю., Хмеленина ВН., Троценко Ю.А. Функциональные особенности серинового цикла у метанотрофов. IV Пущинской школы-конференции «Биохимия, физиология и биосферная роль микроорганизмов». - 2017.

- С. 44-45.