Создание трансгенных растений с увеличенными размерами органов и оценка экологической безопасности их возделывания тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.05, кандидат наук Михайлова, Елена Владимировна
- Специальность ВАК РФ03.01.05
- Количество страниц 135
Оглавление диссертации кандидат наук Михайлова, Елена Владимировна
СОДЕРЖАНИЕ
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
ВВЕДЕНИЕ
Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
1. 1 Рапс как сельскохозяйственная культура
1.2 Амарант как сельскохозяйственная культура
1.3 Трансгенный рапс
1.3.1 Основные методы трансформации рапса
1.3.2 Сорта трансгенного рапса и их распространение
1.3.3 Перспективы генной инженерии рапса и возможные риски
1.3.4 Гены-регуляторы клеточного деления и роста клеток растяжением
1.4 Переопыление трансгенного рапса с родственными растениями
рода Brassica
1.4.1 Вероятность гибридизации ГМ-рапса с Brassica napus
1.4.2 Вероятность гибридизации ГМ-рапса с Brassica rapa
1.4.3 Вероятность гибридизации ГМ-рапса с Brassica oleracea
1.4.4 Вероятность гибридизации ГМ-рапса с Brassica juncea
1.4.5 Вероятность гибридизации ГМ-рапса с Brassica nigra
1.5 Переопыление трансгенного рапса с родственными растениями
других родов семейства Brassicaceae
1.5.1 Вероятность гибридизации ГМ-рапса с Raphanus raphanistrum
1.5.2 Вероятность гибридизации ГМ-рапса с Hirschfeldia incana
1.5.3 Вероятность гибридизации ГМ-рапса с Sinapis arvensis
1.5.4 Вероятность гибридизации ГМ-рапса с Erucastrum gallicum
1.6 Дикие родственники рапса на территории Республики Башкортостан
1.7 Заключение к обзору литературы
40
Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
2.1 Объекты исследования
2.2 Бактериальные штаммы и векторы
2.3 Приготовление компетентных клеток бактерий
2.4 Трансформация бактерий
2.5 Выделение плазмидной ДНК
2.6 Выделение ДНК из бактерий методом кипячения
2.7 Агробактериальная трансформация семядольных черешков
и гипокотилей рапса
2.8 Агробактериальная трансформация методом погружения цветков
2.9 Селективный отбор трансгенных проростков
2.10 Совместное культивирование трансгенных и нетрансгенных растений
2.11 Морфологический анализ
2.12 Выделение растительной ДНК методом солевой экстракции
2.13 Выделение тотальной РНК рапса
2.14 Полимеразная цепная реакция
2.15 Количественная ОТ-ПЦР в режиме реального времени
2.16 Олигонуклеотидные праймеры, использованные при проведении ПЦР
2.17 Агарозный гель-электрофорез
2.18 Реактивы и материалы 5
2.19 Составы использованных стандартных растворов
Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ 5
3. 1 Выбор целевого гена для трансформации рапса на примере табака
3.1.1 Искусственное переопыление табака, сверхэкспрессирующего ген ЛЯООБ-ЫКЕ, с нетрансгенными родственными растениями и 58 сравнительный морфологический анализ трансгенных гибридов
3.1.2 Искусственное переопыление табака, сверхэкспрессирующего ген
ARGOS, с нетрансгенными родственными растениями и сравнительный 61 морфологический анализ трансгенных гибридов
3.2 Создание трансгенных растений с увеличенным размером органов
3.2.1 Создание генно-инженерной конструкции с целевым геном ARGOS- 62 LIKE
3.2.2 Агробактериальная трансформация семядольных черешков
и гипокотилей рапса
3.2.3 Получение трансгенных растений рапса методом погружения цветков
и их морфологический анализ
3.2.4 Получение трансгенных растений амаранта методом погружения цветков и их морфологический анализ
3.3 Совместное культивирование трансгенных растений рапса
и нетрансгенных родственных растений на двух различных участках
3.3.1 Моделирование условий для выращивания исследуемых растений в 82 разграниченных посевах
3.3.2 Моделирование условий для выращивания исследуемых растений в 84 смешанных посевах
3.4.1 Поиск гибридных растений
3.4.2 Сравнительный морфологический анализ родительских растений и их гибридов 90 3.5 Оценка экологической безопасности использования трансгенного рапса 100 с конститутивной экспрессией гена ARL в сельском хозяйстве
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
ВЫВОДЫ
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
117
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
6-БАП - 6-бензиламинопурин ВМГ - вирус мозаики георгина ВМЦК - вирус мозаики цветной капусты ГМ — генетически модифицированный ИУК - индолилуксусная кислота МС-среда — среда Мурасиге-Скуга
ОТ-ПЦР - полимеразная цепная реакция с обратной транскрипцией
пн - пара нуклеотидов
ПЦР - полимеразная цепная реакция
ТАЕ - трис-ацетатный буфер
ARL - ген ARGOS-LIKE
GFP - зеленый флуоресцентный белок (от Green Fluorescent Protein) GUS - в-глюкуронидаза LB-среда - среда Лурия-Бертани
Рекомендованный список диссертаций по специальности «Физиология и биохимия растений», 03.01.05 шифр ВАК
Физиолого-биохимическая характеристика генетически трансформированных и мутантных форм Аmaranthus spp2023 год, кандидат наук Таипова Рагида Мухтаровна
Конститутивная гетерологичная экспрессия генов ARGOS, AINTEGUMENTA и CLAVATA3 в трансгенных растениях табака2012 год, кандидат биологических наук Ильясова, Альбина Абузаровна
МОЛЕКУЛЯРНЫЕ МЕХАНИЗМЫ РЕГУЛЯЦИИ РАЗМЕРОВ ОРГАНОВ У РАСТЕНИЙ2015 год, доктор наук Кулуев Булат Разяпович
Технология генотипирования культурных и дикорастущих форм Brassica на основе анализа полиморфизма микросателлитов2006 год, кандидат биологических наук Анискина, Юлия Владимировна
Генетическая трансформация капусты белокачанной (Brassica oleracea var. capitata L.) в селекции на устойчивость к фитопатогенам (Plasmodiophora brassicae Wor., Fusarium ssp.)2009 год, кандидат сельскохозяйственных наук Зонтикова, Светлана Анатольевна
Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Создание трансгенных растений с увеличенными размерами органов и оценка экологической безопасности их возделывания»
ВВЕДЕНИЕ
Актуальность. Повышение продуктивности сельскохозяйственных культур - одна из важнейших и актуальных задач современной генной инженерии и биотехнологии растений. В то же время это направление исследований требует хорошего оснащения лабораторий, высокого уровня квалификации исследователей и в целом довольно трудоемко. Однако появляются все новые, более эффективные и простые способы создания генетически модифицированных растений, одним из которых является метод погружения цветков «floral dip». Используя данную технологию, можно проводить масштабные работы по целенаправленному увеличению продуктивности различных культур и по созданию ГМ-сортов с различными хозяйственно-ценными признаками без больших финансовых и трудовых затрат. Рапс и амарант - одни из наиболее перспективных культур в условиях российского климата, при этом разнообразие трансгенных сортов рапса на мировом рынке невелико, а у амаранта до сих пор не был зарегистрирован ни один такой сорт. Поэтому чрезвычайно перспективны разработки и совершенствование методов трансформации и увеличения продуктивности этих культур. Однако при создании генетически модифицированных растений необходимо учитывать экологические риски (Warwick et al., 2009), из которых наиболее вероятным для этих двух культур является риск вертикального переноса генов к нетрансгенным растениям в дикой природе и агроэкосистемах. Особенно это актуально для рапса, 30% посевов которого представлено трансгенными сортами, тогда как перед началом коммерческого возделывания риски их гибридизации с родственными растениями были серьезно недооценены. Как сорные, так и культурные родственники рапса, размножающиеся перекрестным опылением, встречаются повсеместно. Более того, потери семян рапса при транспортировке могут приводить к образованию свободноживущих популяций трансгенных растений по краям дорог (Saji et al., 2005). В зарубежных странах, как в тех, где трансгенные растения уже возделываются, так и в тех, где это еще не практикуется, вероятность переноса
трансгенов в результате переопыления капустных изучается на примере местных дикорастущих популяций и культурных сортов. Особую сложность при оценке возможности распространения трансгенов в природе вызывают колебания в частоте скрещивания с родственными растениями в зависимости от привнесенных генов, линии трансгенного растения и особенностей дикой популяции. Относительно капустных существует также серьезная проблема сильной вариабельности растений внутри вида и наличие сходных по фенотипу форм у различных видов (Prakash, Hinata 1980; Stewart, 2002).
Несмотря на обширную территорию обитания и богатое видовое разнообразие капустных, российские популяции этого семейства не изучались на предмет вероятности гибридизации с трансгенными растениями рапса. В других странах в качестве модельного растения для изучения переноса генов чаще всего используется рапс, устойчивый к гербицидам, поскольку 31 из 38 разрешенных к коммерческому возделыванию ГМ-сортов рапса обладают именно этим признаком. К тому же, обработка гербицидом позволяет легко выявить трансгенные гибриды. Однако с учетом рисков возделывания устойчивых к гербицидам трансгенных растений, более перспективными в плане экологической безопасности представляются ГМ-сорта с новыми признаками, не дающими эволюционных преимуществ. Например, продуктивность растений можно повысить за счет изменения уровня экспрессии генов, участвующих в регуляции клеточного деления и растяжения, например, генов белков с OSR-доменом, к которым относятся ARGOS и ARGOS-LIKE. Исходя из литературных данных можно предполагать, что гены белков с OSR-доменом могут быть успешно использованы для создания новых сортов различных культур, с улучшенными параметрами роста (Кулуев и др., 2011; 2013). В связи с проведением политики импортозамещения, актуальным представляется создание и использование отечественных трансгенных сортов рапса и амаранта, полученных с учётом нужд российского сельского хозяйства и при этом позволяющих минимизировать экологические риски, для этих двух видов прежде всего связанные с перекрестным опылением. Последующая оценка экологической безопасности
этих трансгенных сортов должна проводиться в тех экосистемах, где планируется их возделывание. Поскольку Башкортостан является одним из крупных производителей рапса, исследование распространенных на территории республики культурных сортов капустных, а также их дикорастущих родственников необходимо превентивно проводить еще до начала коммерческого культивирования трансгенных растений. Также важно исследовать отечественные трансгенные сорта рапса на предмет частоты гибридизации с местными сортами и популяциями капустных в рамках оценки их безопасности.
Целью данной работы стало создание трансгенных растений с увеличенными размерами органов и исследование вероятности их гибридизации с нетрансгенными родственными растениями.
Задачи:
1. Провести поиск целевых генов для получения растений с увеличенными размерами органов, экспрессию которых можно оценить по фенотипическим признакам. Оценить влияние конститутивной экспрессии целевых генов ARGOS и ARGOS-LIKE (ARL) на фенотип в двух поколениях гибридов между трансгенными и нетрансгенными растениями табака.
2. Создать генно-инженерную конструкцию с целевым геном ARGOS-LIKE и промотором вируса мозаики георгина.
3. Трансформировать рапс и амарант методом погружения цветков, подобрать оптимальные условия для выявления трансформантов среди проростков семян рапса in situ.
4. Провести морфологический анализ трансгенных растений рапса и амаранта с конститутивной экспрессией гена ARGOS-LIKE.
5. Культивировать трансгенный рапс совместно с нетрансгенными родственными растениями на двух участках с различными условиями произрастания: в культуре и в качестве свободнорастущих популяций.
6. Произвести отбор трансгенных гибридов, возникающих в результате переопыления нетрансгенных растений и трансгенного рапса, и осуществить их морфологический анализ.
7. Оценить фертильность гибридов и вероятность распространения трансгенов в окружающей среде в результате гибридизации с распространенными в Республике Башкортостан культурными и дикорастущими родственными растениями семейства Brassicaceae.
Положения, выносимые на защиту
1) Генно-инженерная конструкция с целевым геном ARGOS-LIKE под контролем промотора вируса мозаики георгина может быть использована для получения растений с увеличенным размером органов.
2) Перенос трансгенов к растениям видов B. rapa и B. juncea более вероятен при возникновении свободнорастущих популяций ГМ-рапса, чем при его контролируемом культивировании, тогда как перенос трансгенов к другим сортам рапса более вероятен в агроэкосистемах.
3) Использование в сельском хозяйстве ГМ-сортов растений с геном ARGOS-LIKE может быть рекомендовано для минимизации экологических рисков.
Научная новизна. Благодаря модифицированной методике погружения цветков была достигнута 10% эффективность агробактериальной трансформации рапса. С использованием этого метода были впервые созданы трансгенные растения амаранта A. retroflexus, при этом эффективность агробактериальной трансформации составила в среднем 1,4%. Трансгенные растения рапса и амаранта с конститутивной экспрессией гена ARGOS-LIKE характеризовались увеличением размеров органов, в частности, листьев и стебля, за счет изменения размеров клеток и их количества. Впервые был исследован перенос трансгенов к российским сортам, а также диким популяциям капустных Республики Башкортостан, в том числе как к видам, гибридизация которых с рапсом наиболее вероятна (B. rapa и B. juncea), так и к видам, вероятность гибридизации которых с рапсом слабо изучена (E. sativa, D. tenuifolia, S. arvensis, S. alba, R. sativus, S. loeselii, B. arcuata и T. arvense). Было установлено, что переопыление c растениями B. rapa и B. juncea более вероятно для свободноживущих популяций ГМ-рапса, нежели для агроэкосистем, а внутривидовая гибридизация с трансгенным рапсом в большей степени свойственна сорту «Heros», чем сортам
«Belinda» и «Ратник», а с сортом «Larissa» не было обнаружено ни одного гибрида.
Научно-практическая значимость работы. Генно-инженерная конструкция, содержащая ген ARGOS-LIKE под контролем вируса мозаики георгина может быть применена для создания новых ГМ-сортов рапса и амаранта с увеличенной биомассой. Была показана возможность успешного получения трансгенных растений на основе сортов отечественной селекции, созданных с учетом местных климатических условий. Таким образом, полученные в ходе работы трансгенные растения рапса и амаранта могут быть использованы для создания коммерческих ГМ-сортов, которые будут иметь спрос в сельском хозяйстве. Генно-инженерная конструкция гена ARGOS-LIKE с промотором вируса мозаики георгина в совокупности c методом агробактериальной трансформации способом погружения цветков может быть также использована для дальнейшего изучения процессов гибридизации внутри семейства Brassicaceae. Эти данные могут быть использованы при оценке экологической безопасности не только ГМ-сортов, но и сортов, полученных методами традиционной селекции. Результаты диссертационной работы могут быть использованы для составления рекомендаций по контролю за возделыванием трансгенного рапса в РФ, в частности, для выявления регионов, где вероятность гибридизации трансгенного рапса с родственными растениями является наименьшей.
Основные положения диссертационного исследования могут быть использованы в преподавании учебных курсов: «Введение в биотехнологию», «Физиология растений», «Экология», «Экологическая генетика» и др.
Конкурсная поддержка работы. Исследования были поддержаны грантами РФФИ мол_а (12-04-31292 и 16-34-00404) и УМНИК 1433ГУ1/2014.
Апробация работы. Материалы диссертации были представлены на Международной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов» (Москва, 2013), Международной научно-практической интернет конференции «Наука на службе сельского хозяйства» (Украина, Николаев, 2013),
Втором Молодежном Экологическом Форуме (Кемерово, 2014), Молодежной научно-практической конференции «Современные биотехнологии» (Уфа, 2014), Междисциплинарной молодёжной научной школе по коммерциализации научных проектов (Уфа, 2015), конференциях Экобиотех (Уфа, 2013 и 2015), всероссийской конференции «Актуальные вопросы фундаментальной и экспериментальной биологии» (Уфа, 2016) и международной конференции «Эколого-генетические основы современных агротехнологий» (Санкт-Петербург, 2016).
Публикации. По теме диссертации опубликовано 18 печатных работ, в том числе 6 статей в журналах, входящих в Перечень ВАК.
Структура и объем диссертации. Диссертация изложена на 135 страницах, содержит 7 таблиц и 22 рисунка. Включает в себя введение, обзор литературы (глава 1), описание методов исследования (глава 2), результаты исследования и их обсуждение (глава 3), заключение, выводы и список литературы (173 источника).
Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
1.1 Рапс как сельскохозяйственная культура
Рапс (Brassica napus) - один из видов рода Brassica семейства Brassicaceae, с числом хромосом 2 n =38. Обычно рассматривается как аллотетраплоид Brassica rapa (2 n =20) и Brassica oleracea (2 n =18), возникший в результате спонтанной гибридизации. Имеет очередные черешковые листья, в нижней части стебля лировидные, в верхней части удлиненно-ланцетные, стеблеобъемлющие. Цветки с четырьмя желтыми лепестками и шестью тычинками, собраны в кистевидные соцветия. Плод - стручок с бессемянным носиком, составляющим 1/4-1/5 его длины, вдоль стручка проходит пленчатая перегородка. Различают яровые и озимые формы рапса.
Рапс - факультативный самоопылитель, однако имеются данные о возможности переопыления рапса с 23 видами растений: Brassica napus, B. juncea, B. oleracea, B. carinata, B. nigra, B. fruticulosa, B. maurorum, B. tournefortii, Hirschfeldia incana, Diplotaxis erucoides, D. catholica, D. muralis, D. tenufolia, Eruca sativa (E. vesicaria), Erucastrum gallicum, Orychophragmus violaceus, Raphanus sativus, R. rugosum, R. raphanistrum, Rorippa islandica, Sinapis alba, S. arvensis, S. pubescens (Scheffler, Dale, 1994; FitzJohn, 2007). Среди них есть как культурные, так и сорные растения, большая часть которых встречается на территории России. Гипотетически же существует около 100 видов растений (Eastham, Sweet, 2002), для которых существует вероятность гибридизации с B. napus. Происхождением рапса обусловлена высокая фертильность его гибридов с Brassica rapa и Brassica oleracea.
Невозможно точно определить предельные расстояния, на которые может распространяться пыльца. Хотя средняя дальность её распространения при помощи ветра и при участии насекомых известна для различных видов культурных растений, ряд факторов, в том числе антропогенный, могут существенно расширить границы, в пределах которых возможно переопыление. В то время как было показано, что частота гибридизации между трансгенным и
нетрансгенным рапсом снижалась от 0,7% на расстоянии менее 1 м до 0,02% на расстоянии 30 м, а 80% скрещиваний происходило в пределах 10 м (Staniland et al., 2000), на расстоянии 40-60 м частота обнаружения трансгенных семян снижалась до 0,022% (Manasse, Kareiva, 1991), 0-0,00034% (Scheffler et al., 1993), 0,15%-0,22% (Beckie et al., 2003) и 0,04%- 0,09% (Dietz-Pfeilstetter, Zwerger, 2004). Однако имеются данные и о том, что пыльца перемещается на большие расстояния (Hall, 2000). Вероятно, значительная часть пыльцы распространяется в пределах 200 м, но обнаруживается также на расстояниях 800 м и более в незначительных количествах (Beckie, 2003). Перекрестное опыление было обнаружено даже на расстоянии 3 км (Rieger et al., 2002) и 4 км (Husken, Dietz-Pfeilstetter, 2007), что говорит о невозможности чётко определить пределы распространения пыльцы.
Пыльца рапса распространяется как при механическом контакте между цветками, так и при помощи ветра и насекомых, в том числе пчёл (Hoyle, 2007), и остаётся жизнеспособной от 24 часов до одной недели. Поскольку существуют данные о превалирующей роли в опылении рапса как насекомых (Timmons et al. 1995, Wilkinson et al., 2003), так и ветра (Hoyle, 2007), принимать во внимание следует оба фактора.
Рапс - распространенная сельскохозяйственная культура, отличающаяся неприхотливостью и широким спектром применения. Сумма активных температур выше 5°С, необходимых для получения зеленой массы - 700-800 °С, для получения семян - 1200 °С, рапс переносит заморозки до -8 °С (Левин, 2007). Благодаря холодостойкости он пригоден для выращивания в условиях Поволжья и Сибири, в частности, в Татарстане, Башкортостане, в Омской, Тюменской, Иркутской областях и на Алтае.
В начале 60-х годов ХХ века в мире производили всего 4,3 млн тонн маслосемян рапса (5,4% от урожая всех масличных растений), однако с появлением безэруковых сортов производство к началу XXI века достигло 43 млн тонн (12,3%), из них 0,3 млн т маслосемян были произведены в России (с территории 0,29 млн га) (Шпаара, 2007). Сейчас в России рапс выращивается в 46
регионах, в 2014 году, по данным Министерства сельского хозяйства (http://mcx.ru), был зафиксирован рекордный валовый сбор — 1,45 млн тонн с 1,0439 млн га. Следует учесть, что предоставленные данные отражают только уборку маслосемян, тогда как рапс используется еще и в качестве кормовой культуры, зеленая масса которой содержит в два раза больше белка, чем кукуруза или подсолнечник, а также в качестве сидерата (Федотов, 2008).
Рапс используется не только как масличное, кормовое и медоносное растение и распространённый сидерат, позволяющий восстановить баланс органического вещества почв в севообороте (Зыбалов, 2002; Зыбалов, Миркин, 2002), но также и в технических целях для производства олеиновой, лауриновой и стеариновой кислот, глицерина и биотоплива. Рапс также используется для очистки почв от загрязнения тяжёлыми металлами.
Производство рапсового масла, вероятно, будет продолжать наращиваться в России в связи с усугубляющимися энергетическими и продовольственными проблемами, а также ограничением импорта пищевых продуктов, в том числе уже работающими заводами (ООО «Либойл», ОАО «Астон», ООО «Лабинский МЭЗ», ОАО «Казанский МЭЗ», ООО «МЭЗ Юг Руси» и др.), которые поставляют свою продукцию на мировые рынки.
1.2 Амарант как сельскохозяйственная культура
Амарант - род однолетних растений, относящийся к семейству амарантовых (Amaranthaceae), включает в себя около 75 видов (Буянкин, 2014; Высочина, 2013), из них культивируются как овощные, кормовые, зерновые, лекарственные и декоративные растения 12 видов (Дроздов, 2014). Наиболее известны виды Amaranthus caudatus, A. cruentus, A. tricolor и A. retroflexus (Чиркова, 1999). A. retroflexus - амарант запрокинутый или щирица обыкновенная, широко распространен в Северной и Южной Америке, Средней и Южной Европе, в Иране, Китае, Японии и в Европейской части России. Известен как злостный сорняк, однако используется и в качестве кормовой культуры (Веселовський и др., 1988; Шанцер, 2007).
A. spinosus, A. retroflexus, A. powellii и A. hybridus — однодомные растения, причем последние три вида преимущественно самоопыляются. Растения A. tuberculatus и A. palmeri — двудомные (Gaines, 2012). Перекрестное опыление у культурных сортов амаранта может составлять 30% (Drzewiecki, 2001), гибридизация между видами A. palmeri и A.spinosus была оценена в 0,01-0,4% в полевых опытах и 1,4% в условиях теплицы, при этом гибриды производили жизнеспособные семена. В полевых условиях были обнаружены также гибриды A. palmeri и A. tuberculatus (<0.2%) и A. palmeri и A. hybridus (<0.01%) (Gaines, 2012). A. retroflexus легко скрещивается с амарантами других видов, в том числе двудомными. В частности, известны гибриды с видами A. cruentus, A. hybridus, A. bouchonii (Iamonico, 2010).
От многих других сельскохозяйственных культур амарант отличается способностью к С4-фотосинтезу (Кононков, Сергеева 2011). Это означает, что амарант более эффективно усваивает двуокись углерода, находящуюся в атмосфере, и способен превратить в единицу времени большее количество СО2 в углеводы. Этот механизм способствует повышению засухо-, термо-, солеустойчивости, при этом амарант не теряет своей продуктивности (Чиркова, 1999). Кроме того, амарант используется для очищения почвы от радионуклидов, как фитомелиорант и источник биотоплива (Магомедов, 2003), а также в декоративных целях.
Полученные по итогам исследовательских работ в условиях Республики Башкортостан данные за 2004 - 2010 года показывают высокую продуктивность зеленой массы амаранта метельчатого (22,4 -50,5 т/га) и его семян (0,22- 0,63 т/га) (Кузнецов, 2014).
В России интенсивно ведутся селекционные работы по выведению новых сортов амаранта, с 2008 года в Государственный реестр селекционных достижений РФ включены 20 сортов амаранта отечественной селекции с улучшенными ростовыми характеристиками и другими хозяйственно ценными признаками. Однако для увеличения продуктивности и урожайности амаранта могут быть использованы не только методы селекции, но и современные методы
генной инженерии. Тем не менее, на данный момент ГМ-сорта амаранта на рынке отсутствуют, в литературе встречаются данные об агробактериальной трансформации эмбриогенного каллуса амаранта (Jofre-Garfias et al., 1997) и сегментов эпикотилей (Pal et al., 2012), а также трансформации соцветий амаранта капельным методом, являющимся одной из модификаций метода погружения цветков (Munusamy et al., 2013). В последнем случае исследователям удалось достичь частоты трансформации одного из культурных сортов амаранта от 0,2 до 1,8% в зависимости от примененной генно-инженерной конструкции.
Однако для России одной из проблем при выращивании амаранта остается теплолюбивость его культурных сортов. В этом ключе перспективной является трансформация менее требовательных к климатическим условиям видов амаранта, например, A. retroflexus, и последующее использование их в культуре.
1.3 Трансгенный рапс 1.3.1 Основные методы трансформации рапса
На сегодняшний день наиболее распространенным методом получения трансгенного рапса является агробактериальная трансформация семядольных черешков (Moloney et al., 1989; Князев и др., 2010) и гипокотилей (Cardoza et al., 2003; 2006). Хотя за более чем десять лет использования данного метода частоту трансформации удалось повысить до 25%, он остается довольно сложным и ресурсоемким из-за необходимости работы в культуре in vitro, в частности, регенерации побегов из недифференцированной ткани, поэтому при трансформации разных сортов рапса каждый раз приходится подбирать оптимальное сочетание фитогормонов.
Так, лучше всего отработаны методы трансформации рапса сорта Westar, который более не используется в производстве, успешность же трансформации других сортов существенно ниже, например, сорт Hanna удавалось трансформировать с успешностью 4,4% (Радчук, 2000) и 0,3% (Schroder, 1994) при селекции на канамицине и 1,8 % при использовании гигромицина в качестве селективного антибиотика (Князев, 2010).
В качестве более экономичной и обеспечивающей большую производительность альтернативы был предложен метод погружения цветков рапса («floral dip») в агробактериальную суспензию, осуществляемый in vivo (Wang et al., 2003). Этот метод впервые был применен для получения трансгенного A. thaliana (Clough, Bent, 1998), а позднее стал использоваться и для других растений, в том числе и рапса. Несмотря на то, что первоначально достигнутая частота трансформации составила только 2-3% (Li et al., 2010), благодаря отсутствию необходимости манипуляций в культуре in vitro можно получать большое количество трансгенных растений в короткие сроки (Verma et al., 2008). Успешность трансформации других видов растений методом погружения цветков существенно различалась: от 0,2-1,8% для амаранта (Munusamy et al., 2013) и 23% для A. thaliana (Martinez-Trujillo et al., 2004) до 50-60% для льна (Bastaki, Cullis, 2014). Таким образом, изменение состава агробактериальной суспензии для погружения цветков может повысить эффективность метода, вплоть до уровня, достигаемого при трансформации семядольных черешков и гипокотилей.
1.3.2 Сорта трансгенного рапса и их распространение
К 2014 году трансгенные растения выращивались в 28 странах уже на 1,8 миллиардах га, а стоимость рынка ГМ-семян составила 15,6 миллиардов долларов США (James, 2014). В 2015 году под ГМ-культурами было занято несколько меньшая площадь - 179,7 миллионов гектар (James, 2015) Количество стран, возделывающих ГМ-растения, в период с 2011 по 2013 год сократилось с 29 до 27 (James, 2013). Рынок ГМ-растений, стоимость которого составляет 15,6 миллиардов долларов США, увеличивается в основном благодаря странам-лидерам по их производству: США, Бразилии, Аргентине, Индии и Канаде, на которые приходится 90% площадей, занятых под ГМ-культуры.
Четверть возделываемого в мире рапса представлена трансгенными сортами, притом в США и Канаде его доля превышает 90%. В 2014 году ГМ-рапс выращивался на 8 млн га в Канаде, 729 тыс га в США и 342 млн га в Австралии, а также в других странах (James, 2015). На данный момент лишь 7 из 38
одобренных к коммерческому возделыванию за рубежом сортов рапса имеют улучшенный состав (два сорта с повышенным содержанием лауриновой кислоты, пять сортов с улучшенной способностью связывать фосфор), тогда как 31 сорт отличается устойчивостью к гербицидам: глифосату и глюфосинату (ISAAA's GM Approval Database). Вероятно, это связано с тем, что все зарегистрированные сорта ГМ-рапса принадлежат крупным компаниям, производящим также средства защиты растений: 25 сортов создано компанией Bayer, 6 сортов — компанией Monsanto, 5 сортов — компанией BASF и два — компанией DuPont. Для сравнения, все 4 зарегистрированных сорта ГМ-папайи, устойчивые к вирусу кольцевой мозаики, были созданы в различных университетах.
Тем не менее, первыми зарегистрированными сортами рапса (одобрены к коммерческому возделыванию с 1994 г. в США и 1996 г. в Канаде) стали как раз сорта с повышенным содержанием лауриновой кислоты, созданные компанией Monsanto. С 1995 года в Канаде и США начинают возделываться устойчивые к гербицидам сорта под торговыми марками Roundup Ready™, Liberty Link™, InVigor™, которые затем были одобрены к культивированию и в других странах: Японии, Австралии и Чили. Ввоз ГМ-рапса для употребления в пищевых и кормовых целях разрешен в Европе, Китае, Мексике, Новой Зеландии, Южной Корее, ЮАР, Тайване, Сингапуре и на Филиппинах. Новые сорта, впервые зарегистрированные в период с 2010 г., например, Optimum® Gly и TruFlex™, имеют признак устойчивости к глифосату, что говорит о том, что коммерческие биотехнологии в области генной инженерии рапса с 1994 года не получили существенного развития, так как продолжают создаваться сорта, устойчивые к гербицидам, тогда как сортов с новыми хозяйственно-ценными признаками не появляется.
1.3.3 Перспективы генной инженерии рапса и возможные риски
Одной из причин, обуславливающих отказ многих стран от ГМ-культур, являются возможные пищевые, агротехнические и экологические риски (Куликов, 2005), связанные с их возделыванием и использованием. Наиболее широко
обсуждаются пищевые риски, несмотря на то, что о негативном влиянии на организм человека продуктов, полученных из ГМ-источников, до сих пор не сообщалось (Key et al., 2008; Nicolia et al., 2014).
Агротехнические риски связаны в основном с постепенной потерей ГМ-сортами, имеющими устойчивость к гербицидам, насекомым вредителям и различным заболеваниям эффективности в результате формирования резистентности у целевых организмов, что также актуально и для традиционной селекции. Существует множество видов сорных растений и насекомых-вредителей, развивших устойчивость к современным методам борьбы, например, некоторые виды чешуекрылых (капустная моль Plutella xylostella (Tabashnik et al, 2003), Heliothis virescens, Pectinophora gossypiella, Helicoverpa armigera и Plodia interpunctella (Heckel, 2007) приобрели устойчивость к Bt-токсину. После начала коммерческого возделывания ГМ-растений было отмечено появление устойчивого к Bt-сортам кукурузного жука Diabrotica virgifera (Gassmann, 2014), а также устойчивых к глифосату сорного растения Amaranthus palmeri (Culpepper, 2008; Gaines, 2012; Wetzel et al., 1999), а также Eleusine indica, Lolium rigidum, Amaranthus tuberculatus, Conyza bonariensis, Conyza canadensis (Powles, Yu, 2010). Следует отметить, что такая устойчивость не является результатом переопыления — трансгенные сорта растений перечисленных видов не возделываются в культуре. В последнее время появилась тенденция создания растений с множественными вставками трансгенов, в том числе, для предотвращения формирования резистентности у вредителей (например, сортов, вырабатывающих несколько Cry-белков или сортов, устойчивых к нескольким гербицидам, а также одновременно к гербицидам и насекомым-вредителям) (Que et al., 2010). В 2014 году такие растения занимали 28% от посевов ГМ-культур (James, 2014).
Похожие диссертационные работы по специальности «Физиология и биохимия растений», 03.01.05 шифр ВАК
Изучение регенерации и создание векторной конструкции для генетической трансформации рапса (Brassica napus L.)2006 год, кандидат биологических наук Гхасеми Безди Камал
Физиологические и молекулярные ответные реакции растений рапса на воздействие солей меди и цинка2008 год, кандидат биологических наук Радионов, Никита Викторович
Изучение регенерационной и трансформационной компетентности сахарной свеклы (Beta vulgaris L.) и создание трансгенных растений, устойчивых к гербициду Баста2007 год, кандидат биологических наук Мишуткина, Яна Владимировна
Структурные особенности гена FRIGIDA у видов Brassica2014 год, кандидат наук Фадина, Оксана Алексеевна
Создание векторных конструкций, содержащих гены фунгицидно-бактерицидных пептидов, и анализ полученных с их помощью трансгенных растений2002 год, кандидат биологических наук Сердобинский, Леонид Александрович
Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Михайлова, Елена Владимировна, 2016 год
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
1. Алексеев, Ю.Е. Определитель высших растений Башкирской АССР / Ю.Е. Алексеев, А.Х. Галеева, И. А. Губанов - М.: Наука. - 1989. - 375 с.
2. Буянкин, В. И. Слово об амаранте / В.И. Буянкин // Научно-агрономический журнал. - 2014. - № 2. - Т. 95. - С. 26-31.
3. Веселовський, И. В. Атлас-визначник бур'яшв / И. В. Веселовський, А. К. Лисенко, Ю.П. Манько - Киев: Урожай. - 1988. - 72 с.
4. Высочина, Г. И. Амарант (Amaranthus L.): химический состав и перспективы использования (обзор) / Г.И. Высочина // Химия растительного сырья. - 2013. -№ 2. - С. 5-14.
5. Гущина, В. А. Изменение урожайности и качества маслосемян ярового рапса в зависимости от приемов возделывания и погодных условий / В. А. Гущина, А.С. Лыкова // Вестник Алтайского государственного аграрного университета. -2011. - Т. 80. - №6. - С. 9-12.
6. Дроздов, С. Н. Свето-температурные характеристики фотосинтеза у двух видов амаранта / С.Н. Дроздов, Е. С. Холопцева, В. В. Коломейченко // Сельскохозяйственная биология. - 2014. - № 5. - С. 96-101.
7. Зыбалов, В.С. Рапс как адаптивная кормовая культура на Южном Урале / В.С. Зыбалов // Кормопроизводство. - 2002. - №3. - C.19-21.
8. Зыбалов, В.С. Управление функцией агроценозов. Роль промежуточных посевов и поликультур / В.С. Зыбалов, Б.М. Миркин // Сельскохозяйственная биология. - 2002. - №1. - С.3-10.
9. Карпачев, В.В. Каталог сортов масличных капустных культур селекции ГНУ ВНИИ рапса: яровой рапс, яровая сурепица, озимая сурепица, горчица белая / В.В. Карпачев, В.И. Горшков, В.П. Савенков, В.И. Манаенков. - Липецк: ГНУ ВНИИ рапса. - 2013. - 36 с.
10.Князев, А.В. Генетическая трансформация рапса (Brassica napus L.) сорта Hanna с помощью Agrobacterium tumefaciens AGL0 / А.В. Князев, З.Р. Вершинина, А.Х. Баймиев, А.В. Чемерис // Сельскохозяйственная биология. -2010. - №. 5. - С. 49-54.
11.Кононков, П. Ф. Амарант - ценная овощная и кормовая культура многопланового использования / П. Ф. Кононков, В. А. Сергеева // Аграрный вестник Урала. - 2011. - № 4. - Т. 83. - С. 63-64.
12.Кузнецов, И. Ю. Внедрение амаранта метельчатого в производство: проблемы и перспективы / И. Ю. Кузнецов // Главный агроном. - 2014. - № 11. - С. 40-41.
13.Куликов, А. М. Генетически-модифицированные организмы и риски их использования / А.М. Куликов // Физиология растений. - 2005. - Т. 52. - № 1 -С.115-128.
14.Кулуев, Б.Р. Амплификация и клонирование промоторов вируса мозаики георгина и вируса кольцевой гравировки гвоздики / Б.Р. Кулуев, А.В. Чемерис // Генетика. - 2007. - T. 43. - C. 1682-1684.
15.Кулуев, Б.Р. Активность промоторов вируса мозаики георгина и вируса кольцевой гравировки гвоздики в протопластах и трансгенных растениях табака / Б.Р. Кулуев, А.В. Чемерис, А.В. Князев // Физиология растений. - 2008.
- T. 55. - C. 763-770.
16.Кулуев, Б.Р. Конструирование гибридных промоторов каулимовирусов и анализ их активности в трансгенных растениях / Б.Р. Кулуев, А.В. Князев, Я.П. Лебедев, А. А. Ильясова, А.В. Чемерис // Физиология растений. - 2010. - T. 57.
- C. 623-632.
17.Кулуев, Б.Р. Конститутивная экспрессия гена ARGOS в растениях табака под контролем промотора вируса мозаики георгина / Б.Р. Кулуев, А.В. Князев, А. А. Ильясова, А.В.Чемерис // Физиология растений. - 2011. - Т. 58. - №3. - C. 443452.
18.Кулуев, Б.Р. Каулимовирусы и их полногеномные промоторы / Б.Р. Кулуев // Биомика. - 2012. - Т. 4. - №1. - С. 1-19.
19.Кулуев, Б.Р. Влияние конститутивной экспрессии гена ARGOS-LIKE на размеры клеток и органов трансгенных растений табака / Б.Р. Кулуев, А.В. Князев, М.Г. Сафиуллина, А.В. Чемерис. - Генетика. - 2013а. - Т. 49. - № 5.- С. 587-594.
20.Кулуев, Б.Р. Перенос трансгенов ARGOS-LIKE и AtEXPA10 в нетрансгенные формы табака и фенотипические проявления их конститутивной экспрессии /
Б.Р. Кулуев, Е.В. Михайлова, А.В. Чемерис // Вавиловский журнал генетики и селекции. - 2013б. - Т. 17. - №. 1. - С. 81-88.
21.Левин, И.Ф. Рапс — культура XXI века / И.Ф. Левин. Казань: ООО «Издательско-полиграфический центр Экс-пресс-плюс», 2007. — 124 с.
22. Магомедов, И.М. Полифункциональное использование амаранта в агрофарминдустрии / И.М. Магомедов // Новые и нетрадиционные растения и перспективы их использования: материалы 5-го Международного симпозиума. Пущино, 9-14 июня 2003 г. - М.: 2003. - Т. 1. - С. 60-63.
23. Медведев, С.С. Генетическая и эпигенетическая регуляция развития растительных организмов / С.С. Медведев, Е.И. Шарова // Журнал Сибирского федерального университета. - 2010. - Т. 3. - №2. - С. 109-129.
24.Министерство сельского хозяйства [Электронный ресурс]: официальный интернет-портал. URL: http://mcx.ru
25.Миркин, Б.М. Красная Книга Республики Башкортостан: в 2 т. Т 1: растения и грибы / под ред. д.б.н. проф. Б.М. Миркина — Уфа: МедиаПринт. - 2011 — 384 с.
26. Михайлова, Е.В. Оценка возможности гибридизации генетически модифицированного рапса с родственными нетрансгенными растениями / Е.В. Михайлова, Б.Р. Кулуев, Р.М. Хазиахметов // Экологическая генетика. - 2015а. -Т.13. - №. 2. - С. 100-117.
27.Михайлова, Е.В. Создание трансгенного рапса (Brassica napus L.) с конститутивной экспрессией гена ARGOS-LIKE Arabidopsis thaliana методом погружения цветков / Е.В. Михайлова, Б.Р. Кулуев // Биотехнология. - 2015б. -№5. С. 49-58.
28.Наумова, Л.Г. Флора и растительность Башкортостана: учеб. пособие / Л.Г. Наумова, Б.М. Миркин, А.А. Мулдашев, В.Б. Мартыненко, С.М. Ямалов - Уфа: Изд-во БГПУ. - 2011. - 174 с.
29.Нургалеева, Э.З. Морфологический анализ трансгенных растений табака, сверхэкспрессирующих ген CLAVATA3 A. thaliana / Э.З. Нургалеева, Б.Р. Кулуев // Вестник Башкирского университета. - 2014. - Т.19. - №1. - С. 61-66.
30.Радчук, В. В. Получение трансгенных растений рапса (Brassica napus L.) с помощью Agrobacterium tumefaciens / Радчук В. В., Клоке Э., Радчук Р. И., Нойманн М., Блюм Я. Б. // Генетика. - 2000. - Т. 36. - №. 7. - С. 932-941.
31. Руководство по оценке влияния генетически модифицированных организмов на окружающую среду и здоровье: пер. с англ. (В 2-х ч. Ч. 1. Вводная информация, сопроводительные тексты к блок-схемам) - М.: МСоЭС, 2005. -102 с.
32.Федотов, В. А. Рапс России / Федотов В.А., Гончаров С. В., Савенков В.П. - М.: Агролига России. - 2008. - 336 с.
33.Чиркова, Т. В. Амарант - культура XXI века / Т. В. Чиркова // Соросовский образовательный журнал. - 1999. - № 10. - С. 22-27.
34. Шанцер, И. А. Растения средней полосы Европейской России. Полевой атлас. 2-е изд. / И. А. Шанцер - М.: Т-во научных изданий КМК. - 2007. - 470с.
35.Шпаар, Д. Рапс и сурепица (Выращивание, уборка, использование) / Под общей редакцией Д. Шпаара - М.: ИД ООО DLV Агродело. - 2007. - 320 с.
36.Aljanabi, S.M. Universal and rapid salt-extraction of high quality genomic DNA for PCR-based techniques / S.M. Aljanabi, I. Martinez // Nucleic Acids Res. - 1997. - V. 25. - P. 4692-4693.
37. Allainguillaume, J. Fitness of hybrids between rapeseed (Brassica napus) and wild Brassica rapa in natural habitats / J. Allainguillaume, M. Alexander , J. M. Bullock, M. Saunders, C. J.Allender, G. King, M. J. Wilkinson // Molecular Ecology. - 2006. - V. 15. - №. 4. - P. 1175-1184.
38.Ammann, K. Effects of biotechnology on biodiversity: herbicide-tolerant and insect-resistant GM crops / K. Ammann // Trends in Biotechnology. - 2005. - V. 23. - №. 8. - P. 388-394
39.Andow, D. A. First-generation European corn borer (Lepidoptera: Pyralidae) response to three conservation tillage systems in Minnesota / D. A. Andow, K. R. Ostlie // Journal of economic entomology. - 1990. - V. 83. - №. 6. - P. 2455-2461.
40.Andow, D. A. Assessing environmental risks of transgenic plants / D. A. Andow, C. Zwahlen // Ecology letters. - 2006. - V. 9. - №. 2. - P. 196-214.
41.Aono, M. Seeds of a possible natural hybrid between herbicide-resistant Brassica napus and Brassica rapa detected on a riverbank in Japan / M. Aono, S. Wakiyama, M. Nagatsu, Y. Kaneko, T. Nishizawa, N. Nakajima, H. Saji // GM crops. - 2011. -V. 2(3) - P. 201-210.
42.Bastaki, N.K. Floral-dip transformation of flax (Linum usitatissimum) to generate transgenic progenies with a high transformation rate / N.K. Bastaki, C.A. Cullis // Journal of Visualized Experiments. - 2014. - V. 94. - 1-10.
43. Beckie, H. J. Gene flow in commercial fields of herbicide-resistant canola (Brassica napus) / H. J. Beckie, S. I. Warwick, H. Nair, G. Seguin-Swartz // Ecological applications. 2003. V. 13, N. 5, P. 1276-1294.
44.Belter, A. Long-Term Monitoring of Field Trial Sites with Genetically Modified Oilseed Rape (Brassica napus L.) in Saxony-Anhalt, Germany. Fifteen Years Persistence to Date but No Spatial Dispersion / A. Belter // Genes. - 2016. - V. 7. -№. 1. - P. 3-16.
45.Bing, D. J. Hybridizations among Brassica napus, B. rapa and B. juncea and their two weedy relatives B. nigra and Sinapis arvensis under open pollination conditions in the field / D. J. Bing, R. K. Downey, G. F. W. Rakow // Plant Breeding. - 1996. -V. 115. - №.6. - P. 470-473.
46.Brewer, E. P. Somatic hybridization between the zinc accumulator Thlaspi caerulescens and Brassica napus / E. P. Brewer, J. A. Saunders, J. S. Angle, R. L. Chaney, M. S. Mcintosh // Theoretical and Applied Genetics. - 1999. - V. 99. - №. 5. - P. 761-771.
47.Cardoza, V. Increased Agrobacterium-mediated transformation and rooting efficiencies in canola (Brassica napus L.) from hypocotyl segment explants / V. Cardoza, C.N. Stewart Jr // Plant cell reports. - 2003. - V. 21. - № 6. - P. 599-604.
48.Cardoza, V. Canola (Brassica napus L.) / V. Cardoza, C.N. Stewart Jr // Agrobacterium protocols. - Humana Press, 2006. - P. 257-266.
49.Chevre, A. M. Interspecific gene flow as a component of risk assessment for transgenic Brassicas / A. M. Chevre, F. Eber, A. Baranger, M. C. Kerlan, P. Barret, G. Festoc, M. Renard // ISHS Brassica Symposium-IX Crucifer Genetics Workshop
407. - 1994. - P. 169-180.
50.Chevre, A. M. Assessment of interspecific hybridization between transgenic oilseed rape and wild radish under normal agronomic conditions / A. M. Chevre, F. Eber, H. Darmency, A. Fleury, H. Picault, J. C. Letanneur, M. Renard // Theoretical and Applied Genetics. - 2000. - V.100. - № 8 - P.1233-1239.
51.Chevre, A. M. Modelling gene flow between oilseed rape and wild radish. I. Evolution of chromosome structure / A. M. Chevre, K. Adamczyk, F. Eber, V. Huteau, O. Coriton, J. C. Letanneur, H. Monod // Theoretical and Applied Genetics.
- 2007. - V. 114. - №2. - P. 209-221.
52.Chiang, M. S. Transfer of resistance to race 2 of Plasmodiophora Brassicae from Brassica napus to cabbage (B. oleracea var. Capitata). I. Interspecific hybridization between B. napus and B. oleracea var. Capitata / M. S. Chiang, B. Y. Chiang , W. F. Grant // Euphytica. - 1977. - V. 26. - №2. - P. 319-336.
53.Cho, H.T. Altered Expression of Expansin Modulates Leaf Growth and Pedicel Abscission in Arabidopsis thaliana / H.T. Cho, D.J. Cosgrove // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2000. - V. 97. - P. 9783-9788.
54.Clough, S.J. Floral dip: a simplified method for Agrobacterium-mediated transformation of Arabidopsis thaliana / S.J. Clough, A.F. Bent // The plant journal.
- 1998. - V. 16. - № 6. - P. 735-743.
55.Cohen, S. Nonchromosomal antibiotic resistance in bacteria - genetic transformation of E. coli by R-factor DNA / S. Cohen, A. Chang, L. Hsu // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1972. - V. 69. - P. 2110-2114.
56.Crawley, M. J. Ecology of transgenic canola in natural habitats / M. J. Crawley, R. S. Hails, M. Rees, D. Kohn, J. Buxton. // Nature. - 1993. - V.363. - P. 620-623.
57.Culpepper, A. S. Distribution of glyphosate-resistant Palmer amaranth (Amaranthus palmeri) in Georgia and North Carolina during 2005 and 2006 / A. S. Culpepper, J. R. Whitaker, A. W. MacRae, A. C. York // The Journal of Cotton Science. - 2008. -V.12 - P. 306-310.
58.Daniels, R. The potential for dispersal of herbicide tolerance genes from genetically-modified, herbicide tolerant oilseed rape crops to wild relatives / R. Daniels, C.
Boffey, R. Mogg, J. Bond, R. Clarke // Final report to DEFRA, contract reference EPG. - 2005. - V. 20. - №5. - P. 245-252.
59.Darmency, H. Spontaneous hybridizations between oilseed rape and wild radish / H. Darmency, E. Lefol, A.Fleury // Molecular Ecology. - 1998. - V.7. - №11. - P. 1467-1473.
60.Darmency, H. Mating system in Hirschfeldia incana and hybridization to oilseed rape / H. Darmency, A.Fleury// Weed Research (Oxford). - 2000. - V. 40. - №2. - P. 231-238.
61.Devos, Y. Quantifying the introgressive hybridisation propensity between transgenic oilseed rape and its wild/weedy relatives / Y. Devos, A. De Schrijver, D. Reheul // Environmental monitoring and assessment. - 2009. - V. 149. - №14. - P. 303-322.
62.Di, K. Fitness and maternal effects in hybrids formed between transgenic oilseed rape (Brassica napus L.) and wild brown mustard [B. juncea (L.) Czern et Coss.] in the field / K. Di, C. N. Stewart, W. Wei, B. C. Shen, Z. X. Tang, K. P. Ma // Pest management science. - 2009. - V. 65. - №7. - P. 753-760.
63.Dietz-Pfeilstetter, A. Dispersal of herbicide resistance genes during the large scale cultivation of different transgenic herbicide resistant oilseed rape varieties / Dietz-A. Pfeilstetter, P. Zwerger // Zeitschrift Fur Pflanzenkrankheiten Und Pflanzenschutz-J Plant Dis Protect. - 2004. - V. 19. P. 831-838.
64.Drzewiecki, J. Similarities and differences between Amaranthus species and cultivars and estimation of outcrossing rate on the basis of electrophoretic separations of urea-soluble seed proteins / J. Drzewiecki // Euphytica. - 2001. - V. 119. - №. 3. - P. 279-287.
65.Eastham, K. Genetically modified organisms (GMOs): The significance of gene flow through pollen transfer / K. Eastham, J. Sweet. - Copenhagen, Denmark: European Environment Agency. - 2002. - P.1-74.
66.Ellstrand, N. C. When transgenes wander, should we worry? / N. C. Ellstrand // Plant Physiology. - 2001. - V.125. - №4. - P.1543-1545.
67.Fahleson, J. Intertribal somatic hybrids between Brassica napus and Barbarea vulgaris — production of in vitro plantlets / J. Fahleson, I. Eriksson, K. Glimelius
//Plant cell reports. - 1994. - V. 13. - №. 7. - P. 411-416.
68.Feng, G. Arabidopsis ORGAN SIZE RELATED1 regulates organ growth and final organ size in orchestration with ARGOS and ARL / G. Feng, Z. Qin, J. Yan, X. Zhang, Y. Hu // New Phytologist. - 2011. - V. 191. - P. 635-646.
69.FitzJohn, R. G. Hybridisation within Brassica and allied genera: evaluation of potential for transgene escape. / R. G. FitzJohn, T. T. Armstrong, L. E. Newstrom-Lloyd, A. D. Wilton, M. Cochrane. // Euphytica. - 2007. - V.158. - №1-2. - P.209-230.
70.Ford, C. S. Spontaneous gene flow from rapeseed (Brassica napus) to wild Brassica oleracea / C. S. Ford, J. Allainguillaume, P. Grilli-Chantler, G. Cuccato, C. J. Allender, M. J. Wilkinson // Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. - 2006. - V. 273. - №1605. - P. 3111-3115.
71.Forsberg, J. Fertile somatic hybrids between Brassica napus and Arabidopsis thaliana / J. Forsberg, M. Landgren, K. Glimelius // Plant Science. - 1994. - V. 95. -№. 2. - P. 213-223.
72.Frello, S. Inheritance of rapeseed (Brassica napus)-specific RAPD markers and a transgene in the cross B. juncea x (B. juncea x B. napus) / S. Frello, K. R. Hansen, J. Jensen, R.B. Jorgensen // Theoretical and Applied Genetics. - 1995. - V.91. - P. 236241.
73.Friesen, L. F. Evidence of contamination of pedigreed canola seedlots in western Canada with genetically engineered herbicide resistance traits / L. F. Friesen, A. G. Nelson, R. C. Van Acker // Agronomy Journal. - 2003. - V.95. - №5. - P. 13421347.
74.Gaines, T. A. Interspecific hybridization transfers a previously unknown glyphosate resistance mechanism in Amaranthus species / T. A. Gaines, S. M. Ward, B. Bukun, C. Preston, J. E. Leach, P. Westra // Evolutionary applications. - 2012. - V. 5. - №. 1. - P. 29-38.
75.Gassmann, A. J. Field-evolved resistance by western corn rootworm to multiple Bacillus thuringiensis toxins in transgenic maize / A. J. Gassmann, J. L. Petzold-Maxwell, E. H. Clifton, M. W. Dunbar, A. M. Hoffmann, D. A. Ingber, R. S.
Keweshan // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2014. - V.111. -№14. - P.5141-5146.
76.Gepts, P. Possible effects of (trans) gene flow from crops on the genetic diversity from landraces and wild relatives / P. Gepts, R. Papa // Environmental biosafety research. - 2010. - V.2. - №2. - P.89
77.Gonzalez, N. Leaf size control: complex coordination of cell division and expansion / N. Gonzalez, H. Vanhaeren, D. Inze // Trends and science. - 2012. - V. 17. - P. 332-340.
78.Gruber, S. Biological Confinement Strategies for Seed-and Pollen-Mediated Gene Flow of GM Canola (Brassica napus L.) / S. Gruber, A. Husken, A. Dietz-Pfeilstetter, C. Mollers, E. A. Weber, F. Stockmann, W. Claupein // AgBioForum. -2012. - V. 15 - №1. - P.44-53.
79.Gueritaine, G. Fitness of backcross six of hybrids between transgenic oilseed rape (Brassica napus) and wild radish (Raphanus raphanistrum) / G. Gueritaine, M. Sester, F. Eber // Molecular Ecology. - 2002. - V.1. - P. 1419-1426.
80. Guo, M. Maize ARGOS1 (ZAR1) transgenic alleles increase hybrid maize yield / M. Guo, M.A. Rupe, J. Wei, C. Winkler, M. Goncalves-Butruille, B.P. Weers, S.F. Cerwick, J.A. Dieter, K.E. Duncan, R.J. Howard, Z. Hou, C.M. Loffler, M. Cooper, C.R. Simmons // Journal of experimental botany. - 2014. - V. 65. - №1. - P. 249260.
81.Halfhill, M. Bt-transgenic oilseed rape hybridization with its weedy relative, Brassica rapa / M. Halfhill, P. Raymer, C. Stewart Jr. // Environmental Biosafety Research. - 2002. - V. 1. - №1. - P. 19-28.
82.Halfhill, M. Hybridization and backcrossing between transgenic oilseed rape and two related weed species under field conditions / M. Halfhill, B. Zhu, S. I. Warwick, P. L. Raymer, R. J. Millwood, A. K. Weissinger, C. N. Stewart Jr // Environmental Biosafety Research. - 2004. - V. 3. - №2. - P. 73-81.
83.Hall, L. Pollen flow between herbicide-resistant Brassica napus is the cause of multiple-resistant B. napus volunteers / L. Hall, K. Topinka, J. Huffman, L. Davis, A. Good // Weed Science. - 2000. - V.48. - №6. - P. 688-694.
84.Haygood, R. Population genetics of transgene containment / R. Haygood, A. R. Ives, D. A. Andow // Ecology Letters. - 2004. - V. 7. - №. 3. - P. 213-220.
85.Heckel, D. G. The diversity of Bt resistance genes in species of Lepidoptera / D. G. Heckel, L. J. Gahan, S. W. Baxter, J. Z. Zhao, A. M. Shelton, F. Gould, B. E. Tabashnik // Journal of invertebrate pathology. - 2007. - V. 95. - №. 3. - P. 192-197
86.Heenan, P. B. Experimental hybridisation of Brassica species in New Zealand / P. B. Heenan, M. I. Dawson, R. G. Fitzjohn, A. V. Stewart // New Zealand Journal of Botany. - 2007. - V. 45. - №1. - P. 53-66.
87.Hoyle, M. Effect of pollinator abundance on self-fertilization and gene flow: application to GM canola / M. Hoyle, K. Hayter, J. E. Cresswell // Ecological Applications. - 2007. - V. 17. - №7. - P. 2123-2135.
88.Hu, Y. The Arabidopsis Auxin-Inducible Gene ARGOS Controls Lateral Organ Size / Y. Hu, Q. Xie Q., N. Chua // Plant Cell. - 2003. - V. 15. - P. 1951-1961,
89.Hu, Y. The Arabidopsis ARGOS LIKE gene regulates cell expansion during organ growth / Y. Hu, H. Poh, N. Chua // The Plant Journal. - 2006. - V. 47. - P. 1-9.
90.Huiming, P. U. Studies on gene flow from GM herbicide-tolerant rapeseed (B. napus) to other species of crucifers / P. U. Huiming, Q. I. Cunkou, Z. Jiefu, F. U. Shouzhong, G. Jianqin, C. Song // Proceedings of the 12th International Rapeseed Congress. - 2007. - P. 79-81.
91.Husken, A. Pollen-mediated intraspecific gene flow from herbicide resistant oilseed rape (Brassica napus L.) / A. Husken, A. Dietz-Pfeilstetter // Transgenic Research. -2007. - V. 16. - № 5. - P. 557-569.
92.Iamonico, D. Biology, life-strategy and invasiveness of Amaranthus retroflexus L. (Amaranthaceae) in central Italy: preliminary remarks / D. Iamonico // Botanica Serbica. - 2010. - V. 34. - №. 2. - P. 137-145. 93.ISAAA's GM Approval Database [Электронный ресурс]. Режим доступа: http://www.isaaa.org/gmapprovaldatabase/
94.James, C. Global Status of Commercialized Biotech/GM Crops: 2013 / С. James // ISAAA Brief. - ISAAA: Ithaca, NY, 2014. - № 46.
95.James, C. Global Status of Commercialized Biotech/GM Crops: 2014 / С. James //
ISAAA Brief . - ISAAA: Ithaca, NY, 2014. - №. 49.
96.James, C. Global Status of Commercialized Biotech/GM Crops: 2015 / С. James // ISAAA Brief . - ISAAA: Ithaca, NY, 2015. - №. 51.
97.Jofre-Garfias, A.E. Agrobacterium-mediated transformation of Amaranthus hypochondriacus: light- and tissue-specific expression of a pea chlorophyll a/b-binding protein promoter / A.E. Jofre-Garfias, N. Villegas-Sep^veda, J.L. Cabrera-Ponce // Plant Cell Reports. - 1997. - V.16. - P. 847-852.
98.Jorgensen, R. B. Spontaneous hybridization between oilseed rape (Brassica napus) and weedy relatives / R. B. Jorgensen, B. Andersen, L. Landbo, T. R. Mikkelsen // Acta Horticulturae. - 1996. - V. 407. - Р. 193-200.
99.Jorgensen, R. Introgression of crop genes from oilseed rape (Brassica napus) to related wild species-an avenue for the escape of engineered genes / R. Jorgensen, B. Andersen, T. P. Hauser, L Landbo, T. R. Mikkelsen, H. Ostergard // International Symposium Brassica 97, Xth Crucifer Genetics Workshop 459. - 1997. - Р. 211-218.
100. Kareiva, P., Can we use experiments and models in predicting the invasiveness of genetically engineered organisms? / P. Kareiva, I. M. Parker, M. Pascual // Ecology. - 1996. - V.77. - № 6. - P. 1670-1675.
101. Kawata, M. Feral growth of genetically modified oilseed rape around harbours in Japan and its impact on the environment [Электронный ресурс] / M. Kawata. -Advancing the Understanding of Biosafety: Latest scientific findings, policy responses and public participation, Nagoya, Japan, 7-9 October 2010. Режим доступа: http://www.ensser.org/uploads/media/2.2-Kawata-EN.pdf
102. Key, S. Genetically modified plants and human health / S. Key, J.K. Ma, P.M. Drake // J R Soc Med. - 2008. - V. 101. - № 6. - P. 290-298.
103. Knispel, A. L. Gene flow and multiple herbicide resistance in escaped canola populations / A. L. Knispel, S. M. McLachlan, R. C. Van Acker, L. F. Friesen // Weed Science. - 2008. - V.56. - №1. - P. 72-80.
104. Kwit, C. Transgene introgression in crop relatives: molecular evidence and mitigation strategies / C. Kwit, H. S. Moon, S. I. Warwick, C. N. Stewart // Trends in biotechnology. - 2011. - V. 29. - №. 6. - P. 284-293.
105. Kuluev, B.R. The poplar ARGOS-LIKE gene promotes leaf initiation, cell expansion and controls organ size / B.R. Kuluev, A.V. Knyazev, E.V. Mikhaylova, A.A. Ermoshin, Y.M. Nikonorov, A.V. Chemeris // Biologia Plantarum. - 2016. -V.60. - №3. - P.513-522.
106. Lefol, E. Gene dispersal from transgenic crops / E. Lefol, A. Fleury, H. Darmency // Sexual plant reproduction. - 1996a. - V.9. - №4. - P. 189-196.
107. Lefol, E. Predicting hybridization between transgenic oilseed rape and wild mustard / E. Lefol, V. Danielou, H. Darmency // Field Crops Research. - 1996b. - V. 45. - №1. - P. 153-161
108. Lefol, E. Sexual hybridisation in crosses of cultivated Brassica species with the crucifers Erucastrum gallicum and Raphanus raphanistrum: potential for gene introgression / E. Lefol, G. Seguin-Swartz, R. K. Downey // Euphytica. - 1997. - V. 95. - №2. - P. 127-139.
109. Levin, D. A. Hybridization and the extinction of rare plant species / D. A. Levin, J. F. Ortega, R. K. Jansen //Conservation Biology. - 1996. - V. 10. - №. 1. - P. 10-16
110. Li, J. A rapid and simple method for Brassica napus floral-dip transformation and selection of transgenic plantlets / J. Li, X. Tan, F. Zhu, J. Guo // International Journal of Biology. - 2010. - V. 2. - № 1. - P. 127.
111. Liu, Y. Backcrosses to Brassica napus of hybrids between B. juncea and B. napus as a source of herbicide-resistant volunteer-like feral populations / B. Liu, W. Wei , K. P. Ma , H. Darmency // Plant Science. - 2010. - V. 179. - № 5. - P. 459-465.
112. Londo, J. P. Glyphosate drift but not herbivory alters the rate of transgene flow from single and stacked trait transgenic canola (Brassica napus) to nontransgenic B. napus and B. rapa / J. P. Londo, M. A. Bollman, C. L. Sagers, E. H. Lee, L. S. Watrud // New Phytologist. - 2011. - V. 191. - №3. - P. 840-849.
113. Lu, B. R. Gene flow from genetically modified rice and its environmental consequences. / B. R. Lu, A. A. Snow // BioScience. - 2005. - V.55. - №8. - P.669-678.
114. Lutman, P. J. The long-term persistence of seeds of oilseed rape (Brassica napus) in arable fields / W. Lutman, S. E. Freeman, C. Pekrun // The Journal of Agricultural
Science. - 2003. - V. 141. - №2. - P.231-240.
115. Manasse, R, Quantifying the spread of recombinant genes and organisms / R. Manasse, P. Kareiva // Biotechnology. - 1991. - V. 15. - P. 215-231.
116. Martinez-Trujillo, M. Improving transformation efficiency of Arabidopsis thaliana by modifying the floral dip method / M. Martinez-Trujillo, V. Limones-Briones, J.L. Cabera-Ponce, L. Herrera-Estrella // Plant Molecular Biology Reporter. - 2004. - V. 22. - P. 63-70.
117. McGeoch, M. A. A spatial assessment of Brassica napus gene flow potential to wild and weedy relatives in the Fynbos Biome / M. A. McGeoch, J. M. Kalwij, J. I. Rhodes //South African Journal of Science. - 2009. - T. 105. - №. 3-4. - C. 109-115
118. Miedes, E. Xyloglucan endotransglucosylase and cell wall extensibility / E. Miedes, I. Zarra, T. Hoson, K. Herbers, U. Sonnewald, E.P. Lorences // J Plant Physiol. - 2011. - V. 168. - P. 196-203.
119. Millwood, R. J. Consequences of gene flow and transgene introgression in hybrids between transgenic Brassica napus and its weedy wild relative Brassica rapa / R. J. Millwood // Master's Thesis, University of Tennessee, 2011.
120. Mizukami, Y. Plant organ size control: AINTEGUMENTA regulates growth and cell numbers during organogenesis / Y. Mizukami, R.L. Fischer // Proc. Natl. Acad. Sci. 2000. - V. 97. - P. 942-947.
121. Moloney, M.M. High efficiency transformation of Brassica napus using Agrobacterium vectors / M.M. Moloney, J.M. Walker, K.K. Sharma // Plant Cell Reports - 1989. - V. 8. - P. 238-242.
122. Morris, W. F. Do barren zones and pollen traps reduce gene escape from transgenic crops? / W. F. Morris, P. M. Kareiva, P. L. Raymer. // Ecol Appl -1994 -V. 4 - P. 157-165.
123. Moyes, C. L. Barriers to gene flow from oilseed rape (Brassica napus) into populations of Sinapis arvensis / C. L. Moyes, J. M. Lilley, C. A. Casais, S. G. Cole, P. D. Haeger, P. J. Dale // Molecular Ecology. - 2002. - V. 11. - №1. - P. 103-112.
124. Munusamy, U. Female reproductive system of Amaranthus as the target for Agrobacterium-mediated transformation / U. Munusamy, S.N.A. Abdullah, M.A.
Aziz, H. Khazaai // Advances in Bioscience and Biotechnology. - 2013. - V. 4. - P. 188-192.
125. Murashige, T. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures / T. Murashige, F. Skoog // Physiol. Plant. - 1962. - V. 15. - P. 473497.
126. Nicolia, A. An overview of the last 10 years of genetically engineered crop safety research / A. Nicolia, A. Manzo, F. Veronesi, D. Rosellini //Critical Reviews in Biotechnology. - 2014. - V. 34. - №. 1. - P. 77-88.
127. Pal, A. Stable germ line transformation of a leafy vegetable crop amaranth (Amaranthus tricolor L.) mediated by Agrobacterium tumefaciens / A. Pal, S.S. Swain, A.B. Das // In Vitro Cellular & Developmental Biology - Plant. - 2013. - V. 49. - P.114-128.
128. Pallett, D. W. Within population variation in hybridisation and transgene transfer between wild Brassica rapa and Brassica napus in the UK / D. W. Pallett, L. Huang, J. I. Cooper, H. Wang // Annals of applied biology. - 2006. - V.148. - №2. - P. 147155.
129. Prakash, S. Taxonomy, cytogenetics and origin of crop brassicas, a review / S. Prakash, K. Hinata // Opera Botanica. - 1980. - №. 55. - P. 57.
130. Powles, S. B. Evolution in action: plants resistant to herbicides / S. B. Powles, Q. Yu //Annual review of plant biology. - 2010. - V. 61. - P. 317-347
131. Pu, H. Studies on the gene flow from herbicide-tolerant GM rapeseed to its close relative crops / H. Pu, C. K. Qi, J. F. Zhang // Acta Ecologica Sinica. - 2005. - V.25 - P.581-588.
132. Que, Q. Trait stacking in transgenic crops: Challenges and opportunities / Q. Que, M. D. Chilton, C. M. de Fontes // GM Crops. - 2010. - V.1. - №4. - P.220-229.
133. Qin, Z. The Arabidopsis ORGAN SIZE RELATED 2 is involved in regulation of cell expansion during organ growth / Z. Qin, X. Zhang, X. Zhang, G. Feng, Y. Hu // BMC Plant Biol. - 2014. - V. 14. - P. 349.
134. Rieger, M. A. Hybridization between Brassica napus L and Raphanus raphanistrum L under agronomic field conditions / M. A. Rieger, T. D. Potter, C.
Preston, S. B. Powles // Theor Appl Genet. - 2001. - V.103. - P. 555-560.
135. Rieger, M. A. Pollen-mediated movement of herbicide resistance between commercial canola fields / M. A. Rieger, M. Lamond, C. Preston, S. B. Powles, R. T. Roush // Science. - 2002. - V. 296. - P. 2386-2388.
136. Rieseberg, L. H. Hybridization and the colonization of novel habitats by annual sunflowers / L. H. Rieseberg, S. C. Kim, R. A. Randell // Genetica. - 2007. - V.129.
- №2. - P.149-165.
137. Saji, H. Monitoring the escape of transgenic oilseed rape around Japanese ports and roadsides / H. Saji, N. Nakajima, M. Aono // Environment Biosafety Research. -2005. - V 4. - №4. - P. 217-222.
138. Sanvido, O. Evaluating environmental risks of genetically modified crops: ecological harm criteria for regulatory decision-making / O. Sanvido, J. Romeis, A. Gathmann, M. Gielkens, A. Raybould, F. Bigler // Environmental Science & Policy. -2012. - V. 15. - №. 1. - P. 82-91.
139. Schafer, M.G. The Establishment of Genetically Engineered Canola Populations in the U.S. [Электронный ресурс] / M.G. Schafer, A.A. Ross, J.P. Londo, C.A. Burdick, E.H. Lee // PLoS ONE. - 2011. - V.6. - №10 URL: http://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0025736
140. Scheffler, J. A. Frequency and distance of pollen dispersal from transgenic oilseed rape (Brassica napus). / J. A. Scheffler, P. J. Parkinsonm // Dale Transgen Res - 1993 -V. 2 - P. 356-364.
141. Scheffler, J. A. Opportunities for gene transfer from transgenic oilseed rape (Brassica napus) to related species / J. A. Scheffler, P. J. Dale // Transgenic research.
- 1994. - V. 3. - №. 5. - P. 263-278.
142. Schroder, M. Transformation of Brassica napus by using the aadA gene as selectable marker and inheritance studies of the marker genes / M. Schroder, C. Dixelius, L. Rahlen, K. Glimelius //Physiologia Plantarum. - 1994. - V. 92. - №. 1.
- P. 37-46.
143. Schulze, J. Unexpected diversity of feral genetically modified oilseed rape (Brassica napus L.) despite a cultivation and import ban in Switzerland / J. Schulze,
T. Frauenknecht, P. Brodmann, C. Bagutti // PloS one. - 2014. - V. 9. - №. 12. URL: http://dx.doi.org/10.1371/journal.pone.0114477
144. Scott, S. E. Transgene risk is low / S. E. Scott, M. J. Wilkinson // Nature. - 1998.
- V.393. - P. 320.
145. Scott, S. E. Low probability of chloroplast movement from oilseed rape (Brassica napus) into wild Brassica rapa / S. E. Scott, M. J. Wilkinson // Nature biotechnology. - 1999. - V.17. - №4. - P. 390-392.
146. Shen, B. C. Correlated expression of gfp and Bt cry1Ac gene facilitates quantification of transgenic hybridization between Brassicas / B. C. Shen, C. N. Stewart, M. Q. Zhang, Y. T. Le, Z. X. Tang, X. C. Mi, K. P. Ma // Plant Biology. -2006. - V.8. - №5. - P. 723-730.
147. Simard, M. J.Transgenic Brassica napus fields and Brassica rapa weeds in Quebec: sympatry and weed-crop in situ hybridization / M. J. Simard, A. Legere, S. I. Warwick // Botany. - 2006. - V. 84. - №12. - P. 1842-1851.
148. Snow, A. A. Costs of transgenic herbicide resistance introgressed from Brassica napus into weedy B. rapa / A. A. Snow, B. Andersen, R. B. Jorgensen // Molecular Ecology. - 1999. - V. 8. - №. 4. - P. 605-615.
149. Snow, A. A. Genetically engineered organisms and the environment: current status and recommendations / A. A. Snow, D. A. Andow, P.Gepts, E. M. Hallerman, A. Power, J. M. Tiedje, L. L. Wolfenbarger // Ecological Applications. - 2005. - V. 15. - №. 2. - P. 377-404.
150. Snow, A. A. Long-term persistence of crop alleles in weedy populations of wild radish (Raphanus raphanistrum) / A. A. Snow, T. M. Culley, L. G. Campbell, P. M. Sweeney, S. G. Hegde, N. C. Ellstrand // New Phytologist. - 2010. - V. 186. - №. 2.
- P. 537-548
151. Song, X. Potential gene flow of two herbicide-tolerant transgenes from oilseed rape to wild B. juncea var. gracilis / X. Song , Z. Wang, J. Zuo, C. Huangfu, S. Qiang // Theoretical and applied genetics. - 2010. - V.120. - №8. - P. 1501-1510.
152. Staniland, B. K. Effectiveness of border areas in confining the spread of transgenic Brassica napus pollen / B. K. Staniland, P. B. McVetty, L. F. Friesen, S.
Yarrow, G. Freyssinet, M. Freyssinet // Canadian journal of plant science. - 2000. -V.80. - №3. - P. 521-526.
153. Stewart, C. N. Transgene introgression from genetically modified crops to their wild relatives / C. N. Stewart, M. D. Halfhill, S. I. Warwick // Nature Reviews Genetics. - 2003. - V.4. - №10. - P. 806-817.
154. Stoujesdijk, P. A. High-oleic Australian Brassica napus and B. juncea varieties produced by co-suppression of endogenous 512-desaturases / P. A. Stoujesdijk, C. Hurlestone, S. P. Singh, A. G. Green // Biochem. Soc. Trans. - 2000. - V. 28. - P. 938-940.
155. Swaminathan, M. S. Effect of X-radiation on pollen tube growth and seed setting in crosses between Nicotiana tabacum and N. rustica / M. S. Swaminathan, B. R. Murty // Zeitschrift für Vererbungslehre. - 1959. - V. 90. - №. 3. - P. 393-399.
156. Tabashnik, B. E. Insect resistance to transgenic Bt crops: lessons from the laboratory and field / B. E. Tabashnik, Y. Carriere, T. J. Dennehy //Journal of economic entomology. - 2003. - V.96. - №4. - P.1031-1038.
157. Timmons, A. M. Assessing the risks of wind pollination from fields of genetically modified Brassica napus ssp. Oleifera / A. M. Timmons, E. T. O'brien, Y. M. Charters, S. J. Dubbels, M. J. Wilkinson / /Euphytica. - 1995. - V. 85. - №. 1-3. - P. 417-423.
158. Tsuda, M. Relationship between hybridization frequency of Brassica junceax B. napus and distance from pollen source (B. napus) to recipient (B. juncea) under field conditions in Japan / M. Tsuda, A. Okuzaki, Y. Kaneko, Y. Tabei // Breeding science. - 2012. - V. 62. - №3. - P. 274.
159. Verma, S.S. A simplified floral dip method for transformation of Brassica napus and B. carinata / S.S. Verma, V. Chinnusamy, K.C.Bansa // Journal of Plant Biochemistry and Biotechnology. - 2008. - V. 17. - №. 2. - P. 197-200.
160. Wang, W. C. Development of a novel Agrobacterium-mediated transformation method to recover transgenic Brassica napus plants / W.C. Wang, G. Menon, G. Hansen // Plant cell reports. - 2003. - V. 22. - № 4. - P. 274-281.
161. Wang, B. Ectopic expression of a chinese cabbage BrARGOS gene in Arabidopsis
increases organ size / B. Wang, X. Zhou, F. Xu, J. Gao // Transgenic Res. - 2009b. -V. 19. - P. 461-472.
162. Wang, B. Expression of rice OsARGOS gene in Arabidopsis promotes cell division and expansion and increases organ size / B. Wang, Y. Sang, J. Song, X.Q. Gao, X. Zhang // J. Genet. Genomics. - 2009a. - V. 36. - P. 31-40.
163. Warwick, S I. Hybridization between transgenic Brassica napus L and its wild relatives: B rapa L, Raphanus raphanistrum L, Sinapis arvensis L and Erucastrum gallicum (Willd) OE Schulz / S I. Warwick, M. J. Simard, A. Legere, H. J. Beckie, L. Braun, B. Zhu, P. Mason, G. Seguin-Swartz, C. N. Stewart Jr. // Theor Appl Genet. -2003. - V.107. - P. 528-539.
164. Warwick. S. I. Do escaped transgenes persist in nature? The case of an herbicide resistance transgene in a weedy Brassica rapa population / S I. Warwick, A. Legere, M. J. Simard, Simard M. J., T. James // Molecular Ecology. - 2008. - V.7. - №5. - P. 1387-1395.
165. Warwick, S. I. Gene flow, invasiveness, and ecological impact of genetically modified crops / S. I. Warwick, H. J. Beckie, L. M. Hall // Annals of the New York Academy of Sciences. - 2009. - V.1168. - №1. - P. 72-99.
166. Wetzel, D. K Transferal of herbicide resistance traits from Amaranthuspalmeri to Amaranthus rudis / D. K. Wetzel, M. J.Horak, D. Z. Skinner, P. A. Kulakow // Weed science. - 1999. - V. 47. - №5. - P. 538-543.
167. Wilkinson, M. J. A direct regional scale estimate of transgene movement from genetically modified oilseed rape to its wild progenitors / M. J. Wilkinson, I. J. Davenport, Y. M. Charters, A. E. Jones, J. Allainguillaume, H. T. Butler, A. F. Raybould //Molecular Ecology. - 2000. - V. 9. - №. 7. - P. 983-991.
168. Wilkinson M. J., Elliott L. J., Allainguillaume J., Shaw M. W., Norris C., Welters R., Mason D. C. Hybridization between Brassica napus and B. rapa on a national scale in the United Kingdom // Science. 2003. Vol. 302, N. 5644, P. 457-459.
169. Wolf, D. E. Predicting the risk of extinction through hybridization / D. E. Wolf, N. Takebayashi, L.H. Rieseberg // Conservation Biology. - 2001. - V.15. - №4. -P.1039-1053.
170. Zhao, X.X. Assessment on alien herbicide-resistant gene flow among crucifers by sexual compatibility / X.X. Zhao, W.P. Lu, C.K. Qi // Chinese Science Bulletin. -2005. - V.50. - №15. - P.1605 - 1612.
171. Zhao, X. X. Rationalizing the isolation distance needed for field trials involving genetically modified rapeseed (Brassica napus L.) in China / X. X. Zhao., T. Tang, G. Chen, F. Liu, X. Wang, C. Bu, C. Lu //Chinese Science Bulletin. - 2013. - V. 58. -№. 13. - P. 1558-1567
172. Zhang, T. Cotton pistil drip transformation method / T. Zhang, T. Chen // Methods Mol Biol. - 2012. - V. 847. - P. 237-243.
173. Zou, J. De novo genetic variation associated with retrotransposon activation, genomic rearrangements and trait variation in a recombinant inbred line population of Brassica napus derived from interspecific hybridization with Brassica rapa. / J. Zou, D. Fu, H. Gong, W. Qian, W. Xia, J. C. Pires, J. Meng // The Plant Journal. -2011. - V.68. - №2. - P.212-224.
Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.