Состав, распределение и химическая структура липидов и жирных кислот губок класса Demospongiae тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Родькина, Светлана Александровна

• Родькина, Светлана Александровна
• кандидат биологических наук
• 2005

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Родькина, Светлана Александровна

Введение.

1. Обзор литературы.

1.1. Состав жирных кислот губок.

1.1.1. Насыщенные ЖК.

1.1.2. Моноеновые ЖК.

1.1.3. Полиеновые ЖК.

1.1.4. Жирные кислоты с дополнительными функциональными группами.

1.2. Состав и молекулярные виды фосфолипидов губок.

1.3. Локализация сверхдлинноцепочечных жирных кислот в клетках губок.

1.4. Жирные кислоты ассоциированных с губками микроорганизмов.

1.5. Жирные кислоты и другое органическое вещество, поступающие к губке с пищей

1.6. Хемосистематика представителей типа Spongia на основании состава жирных кислот.

2. Материалы и методы.

2.1. Биологические объекты.

2.2. Реактивы и материалы.

2.3. Приборы и оборудование.

2.4. Экстракция общих липидов.

2.5. Приготовление производных жирных кислот.

2.5.1. Метиловые эфиры ЖК (МЭЖК).

2.5.2. Пирролидиды ЖК.

2.5.3. Гидрирование МЭЖК.

2.5.4. Восстановительный гидразинолиз эйкозапентаеновой кислоты.

2.5.6. Диметилдисульфидные аддукты моноеновых МЭЖК.

2.6. Разделение МЭЖК по степени ненасыщенности на колонке с силикагелем, импрегнированным нитратом серебра.

2.7. Выделение индивидуальных МЭЖК методом ВЭЖХ.

2.8. Тонкослойная хроматография (ТСХ).

2.8.1. Получение золя кремневой кислоты.

2.8.2. Приготовление ТСХ-пластинок на стеклянной подложке.

2.8.3. Обнаружение веществ на ТСХ-пластинках.

2.8.3.1. Неспецифическое обнаружение веществ.

2.8.3.2. Специфическое обнаружение веществ.

2.9. Количественное определение содержания фосфолипидов в экстрактах или хроматографических фракциях.

2.9.1. Рабочие реагенты для количественного определения фосфора.

2.9.2. Количественное определение содержания фосфолипидов в экстрактах.

2.9.3. Количественное определение содержания отдельных классов фосфолипидов.

2.10. Газо-жидкостная хроматография (ГЖХ).

2.11. Газо-жидкостная хроматография - масс-спектрометрия (ГЖХ-МС).

2.12. Статистика.

3. Результаты и обсуждение.

3.1. Определение состава фосфолипидов и жирных кислот.

3.1.1. Содержание общих липидов и состав фосфолипидов.

3.1.2. Состав жирных кислот (ЖК).

3.1.2.1. Насыщенные ЖК.

3.1.2.2. Моноеновые ЖК.

3.1.2.3. Полиеновые ЖК.

3.1.3. Идентификация жирных кислот методом масс-спектрометрии.

3.1.3.1. Пирролидиды насыщенных ЖК.

3.1.3.2. Пирролидиды моноеновых ЖК.

3.1.3.3. Пирролидиды полиеновых ЖК.

3.2. 2-Метил-замещенные моноеновые СДЖК из губки Я panicea.

3.3. Изомеры эйкозапентаеновой кислоты из губки В. bacillifera.

3.4. Ревизия состава ЖК губок, изучавшихся ранее.

3.4. Зависимость состава ЖК губки Н. panicea от сезона, места сбора и морфологических особенностей.

3.5. Сравнительная характеристика симбиотических микроорганизмов губок Я. panicea и О. pennata методом маркерных ЖК.

3.6. Анализ возможности применения состава ЖК для хемосистематики исследованных видов губок класса Demospongiae.

3.7. Сравнение состава ЖК бореальных и тропических губок.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Состав, распределение и химическая структура липидов и жирных кислот губок класса Demospongiae»

Губки представляют собой очень древнюю группу многоклеточных организмов: их останки были найдены в отложениях нижнего кембрия (около 600 млн. лет назад). Как полагают некоторые исследователи (Brinkman, 1966), уже в кембрийском море существовала довольно богатая фауна губок, представленная почти всеми классами и отрядами, существующими и в современный период. В настоящее время описано приблизительно 5000 видов губок, которые разделяют на три отдельные класса: Hexactinellida (стеклянные губки), Demospongiae и Calcarea (известковые губки) (Hooper, Van Soest, 2002). У всех губок отсутствуют настоящие дифференцированные ткани. Тело губок состоит из двух слоев - эктодермального и эндодермального, между которыми расположен слой особого бесструктурного вещества - мезохил. Нервная система у губок отсутствует (Simpson, 1984). В большинстве случаев в теле губки можно обнаружить многочисленные и разнообразные симбиотические организмы. Симбионты могут занимать до 40% от тканевого объема губки. Они играют важную роль в экологии губок и биотрансформации органического вещества (Wilkinson, 1987).

Актуальность работы. Губки широко распространены в морских и пресноводных экосистемах. Они часто встречаются в массовом количестве, в ряде случаев являются ведущими формами в водных биоценозах (Колтун, 1959; Wilkinson, 1987). Уникальная способность губок адаптироваться к различным экосистемам во многом обусловлена возможностью удовлетворять свои пищевые запросы из разных источников, что является следствием специфической организации этих симбиотических организмов на биохимическом уровне. Роль этих животных в экосистемах велика. В сообществах коралловых рифов губки участвуют в процессах создания первичной продукции (за счет фотосинтезирующих симбионтов), азотфиксации (за счет цианобактериальных симбионтов), а также в процессах нитрификации и деструкции органического вещества.

Губки вызывают к себе огромный интерес у липидологов. Оказалось, что эти животные обладают самым большим среди водных животных разнообразием стеринов, липидов и жирных кислот (ЖК), которые имеют необычные, а иногда и уникальные, структуры. Некоторые необычные липиды обладают биологической активностью (Ciminiello et al., 1991; Ichiba et al., 1995; Fatope et al., 2000; Borbone et al., 2001, Carballeira et al., 2002; Meyer, Guyot, 2002). В настоящее время основными направлениями в области изучения липидов губок являются обнаружение новых компонентов, установление их структуры и путей биосинтеза, изучение их свойств и роли в организме (Carballeira et al., 2002; Barnathan et al., 2003; De Rosa et al., 2003; Dembitsky et al., 2003).

Данные о лнпидном составе губок позволяют расширить наши представления о многообразии биологических молекул и имеют значение для хемосистематики этой группы животных. ЖК используют как маркеры отдельных групп организмов, например, при изучении структуры микробных сообществ или для исследования пищевых взаимоотношений в экосистемах. Возможность по маркерным ЖК оценить состав и биомассу популяции микроорганизмов, ассоциированных с губкой, определить пищевые предпочтения губок позволяет четче понять роль губок в экологических процессах.

Анализ литературных данных показывает, что наиболее изученными по составу липидов и ЖК являются губки тропических и субтропических областей, тогда как губки из бореальных областей практически не исследованы. Доля губок в биомассе бентоса Охотского, Японского морей и в оз. Байкал достигает значительных величин, и, очевидно, губки играют важную роль в донных биоценозах этих акваторий. Таким образом, получение новых фундаментальных знаний о составе, структуре и биоконверсии липидов и ЖК практически неисследованных холодноводных видов губок является актуальной темой современной биохимии липидов.

Цель работы. Изучение закономерностей распределения и химической структуры липидов и жирных кислот в губках класса Demospongiae, определение их значения как хемосистематических маркеров и маркеров пищевых взаимоотношений. Задачи исследования.

1. Определить состав липидов и ЖК в некоторых видах губок класса Demospongiae из Охотского, Японского морей и оз. Байкал.

2. Провести поиск и установить химическую структуру новых ЖК губок.

3. Определить зависимость состава ЖК губки Halichondria panicea от сезона, места сбора и морфологических особенностей.

4. Дать сравнительную характеристику симбиотического сообщества губок Я panicea и Ophlitaspongia pennata с помощью метода маркерных ЖК.

5. Определить липидные хемосистематические маркеры для губок семейств Myxillidae и Acarnidae.

6. Определить различия в составе ЖК между бореальными и тропическими видами губок.

Научная новизна и практическая значимость. Впервые определен состав фосфолипидов и ЖК из 17 видов губок Охотского моря, уточнен и дополнен состав фосфолипидов и ЖК из 4 видов губок Японского моря и оз. Байкал. Впервые в губках обнаружены новые жирные кислоты (13-Ме-16:0, 14-Ме-17:0, 15-Ме-18:0, 16-Ме-19:0, ai-15:1 А4, М6:1Д5, 10,14-Ме2-15:1Д6, 18:1Д6, 18:1Д8, 22:1Д16, 23:1Д15, 15-Ме-24:1Д14, 17

Ме-26:1Д16, 28:2А9,21, 28:ЗА5,9,22). Впервые выделены и охарактеризованы методами масс-спектрометрии, 'Н и 13С ЯМР две новые 2-метил-замещенные сверхдлинноцепочечные ненасыщенные кислоты (2-Ме-24:1А-17 и 2-Ме-26:1Д-17), а также два уникальных изомера эйкозапентаеновой кислоты. Впервые показано, что главным изомером эйкозапентаеновой кислоты в пресноводной губке В. bacilli/era является кислота 20:5Д5с,8с,1 lc,14c,18f. Установлено, что основное влияние на состав ЖК массового вида морской губки Н. рапгсеа оказывает сезон и место обитания. Показано, что в ряде случаев ЖК могут быть использованы для хемосистематики губок на уровне семейств и как маркеры симбионтов губок. Выявлены характерные отличия состава ЖК бореальных видов от тропических видов губок. Результаты работы могут быть использованы для изучения пищевых взаимодействий в сложных экосистемах методом биохимических маркеров.

Апробация полученных результатов. Основные результаты были представлены на Ежегодной научной конференции ИБМ, (Владивосток, 2001), V Региональной конференции по актуальным проблемам экологии, морской биологии и биотехнологии, (Владивосток, 2002), Международной конференции «Marine environment: nature, communication and business» (Владивосток, 2003).

Публикации. Основные результаты исследований, проведенных по теме диссертации, изложены в 8 печатных работах.

Структура диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов и обсуждения, выводов, списка цитируемой литературы и приложений. Работа изложена на 130 страницах машинописного текста, содержит 22 таблиц, 24 рисунков и 177 литературные ссылки.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Родькина, Светлана Александровна

Заключение

В настоящее время изучен состав липидов и жирных кислот многих видов морских и пресноводных губок, при этом доказано, что губки обладают самым большим среди живых организмов разнообразием жирных кислот. Самой яркой особенностью губок является высокое содержание сверхдлинноцепочечных ЖК, с длиной углеродной цепи более 22 атомов углерода. Эти кислоты входят в состав главных компонентов биологических мембран - фосфолипидов и, по-видимому, определяют свойства мембранных структур клеток губок. Исследование липидов и жирных кислот губок, установление их структуры и путей биосинтеза могут помочь в объяснении ряда феноменов, связанных с жизнедеятельностью губок. В частности, уникальные адаптационные способности губок, которые на протяжении столь длительного времени (начиная с докембрия) продолжают жить в самых разных водных экосистемах (во всех географических областях, от мелководья до больших глубин, в водах с различной соленостью и температурой), могут получить новую трактовку в свете результатов исследований в области химии и биохимии липидов губок.

1. Установлены содержание липидов и состав фосфолипидов (ФЛ) у 21 вида губок, для 17 видов губок подобное исследование проведено впервые. Показано, что главными ФЛ в исследованных губках являются фосфатидилхолин, фосфатидилэтаноламин и фосфатидилсерин. Непостоянство состава ФЛ внутри одного рода и даже вида делает невозможным использования ФЛ как маркерных соединений для хемосистематики губок.

2. Изучено распределение жирных кислот (ЖК) общих липидов у 21 вида губок, для 16 видов подобное исследование проведено впервые. Было идентифицировано 150 различных ЖК, из которых 19 ЖК были обнаружены в губках впервые. Показано широкое распределение этих редких ЖК в губках.

3. Из морской губки Н. panicea были выделены две новые сверхдлинноцепочечные моноеновые кислоты 2-Ме-24:1Д17 и 2-Ме-26:1Д17, из пресноводной губки В. bacillifera — два новых изомера эйкозапентаеновой кислоты 20:5А5,8,11,14,18? и 20:5Д5,8,11Д5Д8/. Структуры этих 4-х ЖК были доказаны рядом химических и физико-химических методов.

4. Показано, что состав ЖК губок зависит от условий обитания и отражает состав пищи и симбиотических микроорганизмов, ассоциированных с губкой.

5. Присутствие новых И редких ЖК у некоторых видов губок, может служить дополнительным систематическим признаком вида. Определен ряд ЖК, маркерных для семейств Myxillidae и Acarnidae. Хемосистематика губок на основе состава общих ЖК не дает однозначных результатов из-за вариабельности содержания ЖК в зависимости от условий окружающей среды.

6. Отличительными чертами бореальных видов губок класса Demospongiae по сравнению с тропическими и субтропическими видами является ярко выраженное преобладание доли полиеновых ЖК над насыщенными, с обязательным присутствием кислот n-З и п-6 серий, а также низкое содержание ряда ЖК бактериального происхождения.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Родькина, Светлана Александровна, 2005 год

1. Дембицкий В.М. Жирнокислотный состав пресноводных губок класса Demospongiae из оз.

2. Байкал. I. Род Lubomirskia // Хим. Природ. Соед. 1981а. №. 4. С. 511-513. Дембицкий В.М. Жирнокислотный состав пресноводных губок класса Demospongiae из оз. Байкал. II. Род Swartchewskia и Baicalospongia // Хим. Природ. Соед. 1981b. №. 4. С. 513-515.

3. Дембицкий В.М. Плазмологенный состав фосфолипидов пресноводных губок класса

4. Halichondria panicea from the coast of Hokkaido, Japan // Fish. Sci. 1998. V. 64, No. 1. P. 136-139.

5. Arts M.T., Ackman R.G., Holub B.J. "Essential fatty acids" in aquatic ecosystems: a crucial link between diet and human health and evolution // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 2001. V. 58. P. 122-137.

6. Ayanoglu E., Kurtz К., Kornprobst J.M., Djerassi С. New natural 2-acetoxy fatty acids using chemical ionization and electron impact mass spectrometry // Lipids. 1985. V. 20, No. 3. P. 141-144.

7. Ayanoglu E., Popov S., Komprobst J.M., Abound-Bichara A., Djerassi C. Phospholipid studies of marine organisms: New a methoxy acids from Higginsia tethyoides И Lipids. 1983. V. 18. P. 830-836.

8. Bergquist P.R., Lawson M.P., Lavis A., Cambie R.C. Fatty acid composition and the classification of the Porifefa// Biochem. Syst. Ecol. 1984. V. 12, No. 1. P. 63-84.

9. Bligh E.G., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification // Can. J. Biochem. Physiol. 1959. V. 37. P. 911-918.

10. Boger H. Versuch uber das phylogenitische System der Porifera // Meyniana. 1988. V. 40. P. 143-154.

11. Borbone N., De Marino S., Iorizzi M., Zollo F., Debitus C., Ianaro A., Pisano B. New glycosphingolipids from the marine sponge Aplysinella rhax and their potential as nitric oxide release inhibitors // Eur. J. Org. Chem. 2001. No. 24. P. 4651-4656.

12. Brantley S.E., Molinski T.F., Preston C.M., Delong E.F. Brominated acetylenic fatty acids from Xestospongia sp, a marine sponge-bacteria association // Tetrahedron. 1995. V. 51, No. 28. P. 7667-7672.

13. Brinkmann P.R. Abriss der Geologie. Historische geologie. Stuttgart. 1966. P. 360.

14. Burgess J.R., Delarosa R.I., Jacobs R.S., Butler A. A new eicosapentaenoic acid formed from arachidonic acid in the coralline red algae Bossella orbigiana //Lipids. 1991. V. 26. P. 126165.

15. Buija A.M., Hill R.T. Microbial symbionts of the Australian Great Barrier Reef sponge, Candidaspongia flabellataJ! Hydrobiologia. 2001. V. 461. P. 41-47.

16. Busser H.J., Denner E.B.M., Lubitz W. Classification and identification of bacteria: current approaches to an old problem. Overview of methods used in bacterial systematics // J. Biotechnol. 1996. V. 47. P. 3-38.

17. Carballeira N.M., Alicea J. Novel methoxylated FA from the Caribbean sponge Spheciospongia cuspidifera // Lipids. 2002. V. 37, No. 3. P. 305-308.

18. Carballeira N.M., Alicea J. The first naturally occurring alpha-methoxylated branched-chain fatty acids from the phospholipids of Amphimedon complanata // Lipids. 2001. V. 36, No. 1. P. 83-87.

19. Carballeira N.M., Betancourt J.E., Orellano E.A., Gonzalez F.A. Total synthesis and biological evaluation of (5Z,9Z)-5,9-hexadecadienoic acid, an inhibitor of human topoisomerase I // J. Nat. Prod. 2002. V. 65, No. 11. P. 1715-1718.

20. Carballeira N.M., Colon R., Emiliano A. Identification of 2-methoxyhexadecanoic acid in Amphimedon compressa II J. Nat. Prod. 1998. V. 61. P. 675-676.

21. Carballeira N.M., Cruz H., AyalaN.L. Total synthesis of 2-methoxy-14-methylpentadecanoic acid and the novel 2-methoxy-14-methylhexadecanoic acid identified in the sponge Agelas dispar И Lipids. 2002. V. 37, No. 11. P. 1033-1037.

22. Carballeira N.M., Emiliano A. Novel brominated phospholipids fatty-acids from the Caribbean sponge Agelas sp // Lipids. 1993. V. 28, No. 8. P. 763-766.

23. Carballeira N.M., Emiliano A., Morales R. Positional distribution of octadecadienoic acids in sponge phosphatidyletanolamines // Lipids. 1994. V. 29, No. 7. P. 523-525.

24. Carballeira N.M., Emiliano A., Rodriguez J., Reyes E.D. Isolation and characterization of novel 2-hydroxy fatty acids from the phospholipids of the sponge Smenospongia aurea II Lipids. 1992. V. 27, No. 9. P. 681-685.

25. Carballeira N.M., Lopez M.R. On the isolation of 2-hydroxydocosanoic and 2hydroxytricosanoic acids from the marine sponge Amphimedon compressa II Lipids. 1989. V. 24, No. l.P. 89-91.

26. Carballeira N.M., Maldonado L. 7-Methyl-8-hexadecenoic acid a novel fatty-acid from the marine sponge Desmapsama anchorata // Lipids. 1988. V. 23, No. 7. P. 690-693.

27. Carballeira N.M., Maldonado L. Identification of 5,9-hexadecadienoic acid in the marine sponge Chondrilla nucula II Lipids. 1986. V. 21, No. 7. P. 470-471.

28. Carballeira N.M., Maldonado L. New phospholipids fatty acids from the Caribbean sponge Ectyoplasia ferox // Lipids. 1989. V. 24, No. 5. P. 371-374.

29. Carballeira N.M., Maldonado L. The phospholipid fatty acids of the marine sponge Xestospongia muta II Lipids. 1988. V. 23, No. 7. P. 682-684.

30. Carballeira N.M., Maldonado L., Porras B. Isoprenoid fatty acids from marine sponges. Are sponges selective? // Lipids. 1987. V. 22, No. 10. P. 767-769.

31. Carballeira N.M., Maldonado M.E. On the isolation of the new fatty-acid 6,11-eicosadienoic (20-2) and related 6,11-dienoic acids from the sponge Euryspongia rosea II Lipids. 1989. V. 24, No. 7. P. 665-668.

32. Carballeira N.M., Maldonado M.E., Rivera E., Porras B. The fatty acid 4,8,12trimethyltridecanoic as a common constituent of the phospholipids of the sponge families Spirastrellidae and Clionidae // Biochem. Syst. Ecol. 1989. V. 17, No. 4. P. 311-314.

33. Carballeira N.M., Negron V., Reyes E.D. Novel monounsaturated fatty acids from the sponges Amphimedon compressa and Mycale laevis II J. Nat. Prod. 1992. V. 55, No. 3. P. 333-339.

34. Carballeira N.M., Negron V., Reyes E.D. Novel naturally-occurring alpha-methoxy acids from the phospholipids of Caribbean sponge // Tetrahedron. 1992. V. 48, No. 6. P. 1053-1058.

35. Carballeira N.M., Pagan M. Identification and total synthesis of a novel dimethylated fatty acid from the Caribbean sponge Calyxpodatypa И J. Nat. Prod. 2000. V. 63, No. 5. P. 666-669.

36. Carballeira N.M., Pagan M. New methoxylated fatty acids from the Caribbean sponge Callyspongiafallax//J. Nat. Prod. 2001. V. 64, No. 5. P. 620-623.

37. Carballeira N.M., Pagan M., Rodriguez A.D. Identification and total synthesis of novel fatty acids from the Caribbean sponge Calyx podatypa II J. Nat. Prod. 1998. V. 61, No. 8. P. 10491052.

38. Carballeira N.M., Restituyo J. Identification of the new 11,15-icosadienoic acid and related acids in the sponge Amphimedon complanata II J. Nat. Prod. 1991. V. 54. P. 315-317.

39. Carballeira N.M., Reyes E.D. Identification of the new 23-Methyl-5,9 pentacosadienoic acidsin the sponge Cribrochalina vasculum I I Lipids. 1990. V. 25, No. 1. P. 69-71.

40. Carballeira N.M., Reyes E.D. Novel very long-chain fatty-acids from the sponge Petrosia pellasarca II J. Nat. Prod. 1990. V. 53, No. 4. P. 836-840.

41. Carballeira N.M., Rodriguez J. 2 Novel phospholipid fatty acids from the Caribbean sponge Geodia gibberosa II Lipids. 1991. V. 26, No. 4. P. 324-326.

42. Carballeira N.M., Sepulveda J. A. 2 Novel naturally-occurring alpha-methoxy acids from the phospholipids of 2 Caribbean sponges // Lipids. 1992. V. 27, No. 1. P. 72-74.

43. Carballeira N.M., Shalabi F. Identification of naturally-occurring trans, trans delta-5,9 fatty acids from the sponge Plakortis halichondroides II Lipids. 1990. V. 25, No. 12. P. 835-840.

44. Carballeira N.M., Shalabi F. Novel brominated phospholipids fatty-acids from the Caribbean sponge Petrosia sp II J. Nat. Prod. 1993. V. 56, No. 5. P. 739-746.

45. Carballeira N.M., Shalabi F. Unusual lipids in Caribbean sponges Amphimedon viridis and Desmapsamma anchorata II J. Nat. Prod. 1994. V. 57, No. 8. P. 1152-1159.

46. Carballeira N.M., Shalabi F., Maldonado M.E. Identification of the new 18-hexacosenoic acid in the sponge Thalysias juniperina II Lipids. 1990. V. 25, No. 4. P. 235-237.

47. Carballeira N.M., Thompson J.E., Ayanoglu E., Djerassi C. Biosynthesis studies of marine lipids 5. The biosynthesis of long-chain branched fatty acids in marine sponges // J. Org.Chem. 1986. V. 51, No. 14. P. 2751-2756.

48. Carreau J.P., Dubacq J.P. Adaptation of macro-scale method to the micro-scale for fatty acid methyl transesterification of biological lipid extracts // J. Chromatogr. 1978. V. 151. P. 384390.

49. Christie W.W., Brechany E.Y., Marekov I.N., Stefanov K.L., Andreev S.N. The fatty acids of the sponge Hymeniacidon sanguinea from the Black Sea // Сотр. Biochem. Physiol B-Biochem. Molec. Biol. 1994. V. 109, No. 2-3. P. 245-252.

50. Christie W.W. Equivalent chain-lengths of methyl esters derivatives of fatty acids on gas chromatography // J. Chromatogr. A. 1988. V. 447. P. 305-314.

51. Christie W.W. Structural analysis of fatty acids. In: Christie W.W. (Ed.). Advances in Lipid Methodology. Four. Oily Press. Dundee. 1997. P. 119-169.

52. Christie W.W., Brechany E.Y., Stefanov K., Popov S. The fatty-acids of the sponge Dysidea fragilis from the black-sea // Lipids. 1992. V. 27, No. 8. P. 640-644.

53. Ciminiello P., Fattorusso E., Magno S., Mangoni A., Ialenti A., Dirosa M. Furan fatty acid steryl esters from the marine sponge Dictyonella incise show inflammatory activity // Experientia. 1991. V. 47. P. 739-743.

54. Cossin A.R., Friedlander M.J., Prosser C.L. Correlation between behavioural temperature adaptations of goldfish and the viscosity and fatty acid composition of their sympatic membranes //J. Com. Physiol. 1997. V. 120. P. 109-121.

55. Cossin A.R., Lee J.A. The adaptationof membrane structure and lipid composition in cod. In: Gills R. (Ed.) Circulation, respiration, and metabolism. Springer. Berlin. Heidelberg. New York. 1985. P. 266-288.

56. Dalsgaard J., John M., Kattner G., Miiller-Navarra D., Hagen W. Fatty acid trophic markers in the pelagic marine environment // Advances in marine biology. 2003. V. 46. P. 225-340.

57. Dasgupta A., Ayanoglu E., Djerassi C. Phospholipid studies of marine organisms new branched fatty acids from Strongylophora durissima II Lipids. 1984. V. 19, No. 10. P. 768-776.

58. Dasgupta A., Ayanoglu E., Tomer K.B., Djerassi C. High performance liquid chromatography and fast atom bombardment mass spectrometry of unususl branched and unsaturated phospholipids molecular species // Chem. Phys. Lipids. 1987. V. 43. P. 101-111.

59. Dasgupta A., Ayanoglu E., Wegmann-Szente A., Tomer K.B., Djerassi C. Mass spectralbehavior and HPLC of some unusual molecular phospholipid species // Chem. Phys. Lipids. 1986. V. 41. P. 335-347.

60. De Rosa S., Iodice C., Nechev J., Stefanov K., Popov S. Composition of the lipophilic extract from the sponge Suberites dontuncula II J. Serb. Chem. Soc. 2003. V. 68, No. 4-5. P. 249256.

61. De Rosa S., Tommonaro G., Slantchev K., Stefanov K., Popov S. Lipophylic metabolites from the marine sponge Ircinia muscarum and its cell cultures // Mar. Biol. 2002. V. 140, No. 3. P. 465-470.

62. Dembitsky V.M., Kashin A.G., Karaganova M.V. Phospholipid and fatty acid composition of the fresh-water sponge Euspongilla lacustris from Volga river estuary // Сотр. Biochem. Physiol. B-Biochem. Mol. Biol. 1991. V. 100, No. 1. P. 185-187.

63. Dembitsky V.M., Rezanka Т. Unusually high levels of eicosatetraenoic, eicosapentaenoic, and docosahexaenoic fatty acids in Palestinian freshwater sponges // Lipids. 1996. V. 31, No. 6. P. 647-650.

64. Dembitsky V.M., Rezanka Т., Srebnik M. Lipid compounds of freshwater sponges: family Spongillidae class Demospongiae // Chem. Phys. Lipids. 2003. V. 123, No. 2. P. 117-155.

65. Duque C., Cepeda N., Martinez A. The steryl ester and phospholipids fatty acids of the sponge Agelas conifera from the Colombian Caribbean // Lipids. 1993. V. 28, No. 8. P. 767-769.

66. Ederington M.C., McManus G.B., Harvey H.R. Trophic transfer of fatty acids, sterols, and a triterpenoid alcohol between bacteria a ciliate, and copepod Acartia tonsa II Limnol. Oceanogr. 1995. V. 40, No. 5. P. 860-867.

67. Elenkov I.Y., Stefanov K.L., Kljajic Z., Dogovic N., Gasic M.J., Popov S.S. The fatty acid composition of Dysidea fragilis from the Black Sea and Adriatic Sea // J. Serb. Chem. Soc. 1998. V. 63, No. 8. P. 635-638.

68. Fatope M.O., Adoum O.A., Takeda Y. C-18 acetylenic fatty acids of Ximenia americana with potential pesticidal activity // J. Agric. Food Chem. 2000. V. 48, No. 5. P. 1872-1874.

69. Garson M.J., Zimmermann M.P., Hoberg M., Larsen R.M., Battershill C.N., Murphy P.T. Brominated long-chain fatty acids from the phospholipids of the tropical marine sponge Amphimedon terpenensis И Lipids. 1993. V. 28, No. 11. P. 1011-1014.

70. Genius R.B. Biomembranes. Molecular structure and function. Springer-Verlag. New York Berlin. Heidelberg. Tokyo. 1997. P. 622.

71. Gillan F.T., Stoilov I.L., Thompson JE., Hogg R.W., Wilkinson C.R., Djerassi C. Fatty acids as biological markers for bacterial symbionts in sponges // Lipids. 1988. V. 23. P. 1139-1145.

72. Gunstone F.D., Harwood J.L., Padley F.B. The Lipid Handbook. Ed: Gunstone F.D. Harwood J.L. Padley F.B. Chapman. Hall. London. 1994. P. 47-223.

73. Gunstone F.D., Frost D.J. The PMR analysis of non-conjugated alkenoic and alkynoic acids and esters // Chem. Phys. Lipids. 1975. V. 15. P. 53-85.

74. Hahn S., Lam W., Wu I., Silva C.J., Djerassi C. Unusual pattern of fatty acid biosynthesis // J. Biol.Chem. 1989. V. 264, No. 35. P. 448-455.

75. Hill M.S. Symbiotic zooxantellae enhance boring and growth rate of the tropical sponge Anthosigmella varians forma varians I I Mar. Biol. 1996. V. 125. P. 649-654.

76. Hinde R., Pironet F., Borowitzka M.A. Isolation of Oscillatoria spongeliae, the filamentous cyanobacterial symbiont of the marine sponge Dysidea herbacea // Mar. Biol. 1994. V. 119. P. 99-104.

77. Joh Y.G., Elenkov I.J., Stefanov K.L., Popov S.S., Dobson G., Christie W.W. Novel di-, tri-, and tetraenoic fatty acids with bis-methylene- interrupted double-bond systems from the sponge Haliclona cinerea И Lipids. 1997. V. 32, No. 1. P. 13-17.

78. Johns R.B., Gillan F.T., Nichols P.D. Lipid composition of a symbiotic prochlorophyte in relation to its host // Сотр. Biochem. Physiol. 1981. V. 69. P. 843-849.

79. Joseph J.D. Lipid composition of marine and estuarine invertebrates: Porifera and Cnidaria // Prog. Lipid Res. 1979. VI. 18. P. 1-30.

80. Kaneda T. Iso- and anteiso-fatty acids in bacteria: biosynthesis, function and taxonomic significance // Microbial. Reviewss. 1991. V. 55. P. 288-302.

81. Margot H., Acebal C., Toril E., Amils R., Puentes J.L.F. Consistent association of crenarchaeal Archaea with sponges of the genus Axinella // Mar. Biol. 2002. V. 140. P. 739-745.

82. Meyer M., Guyot M. 5,9,23-triacontatrienoic methyl ester, an elastase inhibitor from the marine sponge ChondrillanuculaIILipids. 2002. V. 37, No. 11. P. 1109-1 111.

83. Morales W., Litchfield C. Unusial C24, C25, C26 and C27 polyunsaturated fatty acid of the marine sponge Microciona prolifera // Biochem. Biophis. Acta. 1976. V. 431. P. 206-216.

84. Nechev J., Christie W.W., Robaina R., De Diego F., Popov S., Stefanov K. Lipid composition of the sponge Verongia aerophoba from the Canary Islands // Eur. J. Lipid Sci. Technol. 2002. V. 104, No. 12. P. 800-807.

85. Nechev J., Christie W.W., Robaina R., Ivanova A., Popov S., Stefanov K. Chemical composition of the sponge Chondrosia reniformis from the Canary Islands // Hydrobiologia. 2002. V. 489, No. 1-3. P. 91-98.

86. Nemoto Т., Yoshino G., Ojika M., Sakagami Y. Amphimic acids and related long-chain fatty acids as DNA topoisomerase-1 inhibitors from an Australian sponge Amphimedon sp. И Tetrahedron. 1997. V. 53. P. 16699-16710.

87. Nichols D.S., McMeekin T.A. Biomarker techniques to screen for bacteria that produce polyunsaturated fatty acids // J. Microbiol. Methods. 2002. V. 48. P. 161-170.

88. Osinga R., Armstrong E., Burgess J.G., Hoffmann F., Reitner J., Schumann-Kindel G. Sponge-microbe associations and their importance for sponge bioprocess engineering // Hydrobiologia. 2001. V. 461, No. 1. P. 55-62.

89. Reiswig H.M. In situ feeding in two shallow-water hexactinellid sponges // In: Rutzler K. (Ed.) New perspectives in sponge biology. Smithsonian Institution Press. Washington. DC. 1990. P. 504-510.

90. Reiswig H.M., Mackie G.O. Studies on hexactinellid sponges III. Taxonomic status of

91. Hexactinellida within the Porifera // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. 1983. V. 301. P. 419428.

92. Reitner J., Mehl D. Monophyly of the Porifera // Verh Naturwiss Ver Hamburg (NF). 1996. V. 36. P. 5-32.

93. Rezanka Т., Dembitsky V.M. Multibranched polyunsaturated and very-long-chain fatty acids of freshwater Israeli sponges //J. Nat. Prod. 2002. V. 65. P. 709-713.

94. Sacchi R, Medina I, Paolillo L, Addeo F. High-resolution C-13-NMR olefinic spectra of DHA and EPA acids, methyl-esters and triacylglycerols. Chem. Phys. Lipids. 1994. V. 69. P. 6573.

95. Sargent J.R., Bell M.V., Henderson R.J., Tocher D.R. The lipids. In: Halver J (Ed) Fish nutrition. Academic. New York. 1989. P. 153-218.

96. Sargent J.R., Parkes R.J., Mueller-Harvey I., Henderson R.J. Lipid biomarkers in marine ecology. In: Sleigh MA (Ed) Microbes in the sea. Horwood. Chichester. UK. 1987. P. 119138.

97. Sata N.U., Kaneniwa M., Masuda Y., Ando Y., Iida H. Fatty acid composition of two species of Japanese freshwater sponge Heterorotula multidentata and Spongilla alba II Fisheries Science. 2002. V. 68. P. 236-238.

98. Shimizu S., Jareonkitmongkol S., Kawashima H., Akimoto K., Yamada H. Prodaction of novel omega-1-eicosapentaenoic acid by Moritella alpine 1S-4 grown on 1-hexadecene // Arch. Microbiol. 1991. V. 156. P. 163-166.

99. Simpson T.L. The cell biology of sponges. New York. Springer-Verlag. New York. 1984. P. 114-121.

100. Smoot J.C., Finday R.H. // Spatial and seasonal variation in a reservoir sedementary microbial community as determined by phospholipid analysis // Microb. Ecol. 2001. V. 42. P. 350-358.

101. Thiel V., Blumenberg M., Hefter J., Pape Т., Pomponi S., Reed J., Reitner J., Worheide G., Michaelis W. A chemical view of the most ancient metazoa biomarker chemotaxonomy of hexactinellid sponges //Naturwissenschaften. 2002. V. 89, No. 2. P. 60-66.

102. Thiel V., Jenisch A., Worheide G., Lowenberg A., Reitner J., Michaelis W. Mid-chain branched alkanoic acids from "living fossil" demosponges: a link to ancient sedimentary lipids? // Org. Geochem. 1999. V. 30, No. 1. P. 1-14.

103. Tocher D. R., Leaver M. J., Hodgson P. A. Recent advances in the biochemistry and molecular biology of fatty acyl desaturases // Prog. Lipid Res. 1998. V. 37, No. 2/3. P. 73-117.

104. Toschi, T.G., Capella, P., Holt, C. and Christie, W.W. A comparison of silver ion HPLC plus GC with Fourier-transform IR spectroscopy for the determination of firans-double bonds in unsaturated fatty acids // J. Sci. Food Agr. 1993. V. 61. P. 261-266.

105. Vaskovsky V.E., Kostetsky E.Y., Vasendin J.M. Universae reagent for determination of phosphorea in lipids // J. Chromatogr. 1975. V. 114. P. 129-141.

106. Verhoeven N.M., Jakobs C. Human metabolism of phytanic acid prystanic acid // Prog. Lipid Res. 2001. V. 40. P. 453-466.

107. Volkman J. K., Barrett S. M., Blackburn S. I., Mansour M. P., Sikes E. L., Gelin, F. O.

108. Microalgal biomarkers: a review of recent research developments // Org. Geochem. 1998. V. 29. P. 1163-1179.

109. Vysotskii M.V., Imbs A.B., Popcov A.A., Latyshev N.A., Svetashev V.I. // Trans-olefinic veryOlong-chain fatty acid (26:3A5c,9c,19t) in lipid of freshwater sponges of Lake Baikal // Tetrhedron Lett. 1990. V. 31. P. 4367-4370.

110. Wagner H., Horhammer L., Walff P. Dunnschtchromatographic von phosphatiden und glykolipiden // Biochem. Z. 1961. V. 334, No. 2. P. 129-141.

111. Wilkinson C.R. Interocean differences in size and nutrition of coral reef sponge populations // Science. 1987. V. 236. P. 1434-1446.

112. Wilkinson C.R. Microbial association in sponges. I.Ecology, physiology and microbial populations of Coral Reef sponges // Mar. Biol. 1978. V. 49. P. 161-167.

113. Wilkinson C.R. Microbial association in sponges.II. Numerical analysis of sponge and water bacterial population // Mar. Biol. 1978. V. 49. P. 169-176.

114. Wilkinson C.R., Carrone R. nutrition in marine sponges.Invilvement of symbiotic bacteria in the uptake of dissolved carbon. In Smith D.C., Tiffon Y. (Ed.). Nutrition in the lower Metazoa. Pergamon. 1980. P. 157-161.

115. Wolff RL, Deluc LG, Marpeau AM, Comps B. Chemotaxonomic differentiation of conifer families and genera based on the seed oil fatty acid compositions: multivariate analyses. Trees // Struct. Funct. 1997. V. 12, No. 2. P. 57-65.

116. Wolff RL. Clarification on the taxonomic position of Sciadopitys verticillata among coniferophytes based on seed oil fatty acid compositions // J. Amer. Oil. Chem. Soc. 1998. V. 75, No. 6. P. 757-758.

117. Yahel G., Sharp J.H., Marie D., Hase C., Genin A. In situ feeding and element removal in the symbiont-bearing sponge Theonella swinhoei: Bulk DOC is the major source for carbon // Limnol. Oceanogr. 2003. V. 48, No. 1. P. 141-149.

118. Zhukova N. V., Aizdaicher N. A. Fatty acid composition of 15 species of marine microalgae // Phytochemistry. 1995. V. 39. P. 351-356.

119. Zhukova N. V., Titlyanov E. A. Fatty acid variations in symbiotic dinoflagellates from Okinawan Corals // Phytochemistry. 2003. V. 62. P. 191-195.

120. Zhukova N.V., Kharlamenko V.I. Sources of essential fatty acids in the marine microbial loop // Aqut. Microb. Ecol. 1999. V. 17. P. 153-157.

121. Zimmerman M.P., Thomas F.C., Thompson J.E., Djerassi C., Streiner H. The distribution of lipids and sterols in the cell types from the sponge Pseudaxinyssa sp II Lipids. 1989. V. 24, No. 3. P. 210-216.

122. Виды губок M ОЛ (мг/г сырого веса) M ОЛ (мг/г сухого веса) ФЛ (% от ОЛ)

123. Baicalospongia bacillifera 3,5 37,5 29,6

124. Ophlitaspongia pennata 8,4 58,9 32,3

125. Esperiopsis digitata 5,5 42,6 29,4

126. Forcepia uschakowi 6,1 59,7 39,2

127. Halichondria panicea 4,9 50,1 30,2

128. Haliclona af gracilis 6,0 56,6 38,8

129. Haliclona sp. 6,2 66,3 40,2

130. Homoeodictya pulviliformis 22,2 195,2 24,5

131. Hymeniacidon assimilis 4,9 20,5 31,11.bomirskia baicalensis 12,5 125,1 19,6

132. Melonachora kobjakovae 5,7 57,5 43,01. Mycale sp. 8,5 60,1 32,7

133. Megaciellafragilis 6,2 59,7 36,4

134. Megaciellasp. 5,1 54,2 28,5

135. Megaciella zenkevitchi 4,4 38,6 34,5

136. Myxilla incrustans 2,7 39,5 33,2

137. Poecillastra sp. 2,3 22,1 28,4

138. Polymastia sp. 9,6 58,6 28,7

139. Stelodoryx toporoki 16,3 131,8 19,8

140. Tedania dirhaphis 12,8 120,8 44,1

141. Tylodesma rosea 3,1 42,9 30,9

142. Примечание М OJ1 -масса общих липидов, ФЛ фосфолипиды

143. Виды губок ФЭ ФХ ФС ФГ ДФГ ФИ ЛФЭ ФК

144. Baicalospongia bacillifera 33,4 44,5 17,1 - 2,2 1,7 1,1

145. Ophlitaspongia pennata 17,4 19,5 39,9 1,1 3,2 10,1 6,7 2,1

146. Esperiopsis digitata 13,4 14,9 47,8 15,0 8,9 -

147. Forcepia uschakowi 32,8 10,6 18,5 33,1 4,1 - 0,9

148. Halichondria panicea 29,9 11,1 29,4 18,4 2,9 4,1 4,2

149. Haliclona af gracilis 27,3 34,0 38,7 - - -

150. Haliclona sp. 33,5 35,4 31,1 - - -

151. Homoeodictya pulviliformis 28,7 37,6 19,7 - 5,2 6,5 2,3

152. Hymeniacidon assimilis 30,2 42,2 22,6 - 2,4 1,5 1,11.bomirskia baicalensis 31,4 42,2 16,5 1,9 2,4 3,5 2,1

153. Melonachora kobjakovae 34,2 27,5 28,2 - 3,2 4,8 2,1

154. Mycale sp. 38,8 29,2 21,9 - 2,6 6,4 1,1

155. Megaciella fragilis 33,7 28,4 17,8 4,2 4,1 5,6 4,1 2,1

156. Megaciella sp. 25,1 25,0 30,1 - 8,9 9,7 1,2

157. Megaciella zenkevitchi 48,5 50,1 - - - - 1,4

158. Myxilla incrustans 35,5 29,5 22,4 - 4,2 7,2 1,2

159. Poecillastra sp. 29,2 31,4 34,6 - 2,5 1,5 0,8

160. Polymastia sp. 19,4 17,4 27,8 20,1 15,3 -

161. Stelodoryx toporoki 31,1 29,9 39,0 - - -

162. Tedania dirhaphis 31,1 29,5 28,2 - 2,5 8,7

163. Tylodesma rosea 25,6 39,9 29,5 - 3,1 - 1,9