Содержание энергетических субстратов в печени и мышцах и продуктов гликолиза в крови лабораторных мышей после введения метилфосфоновой кислоты тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат биологических наук Савинова, Ирина Викторовна

• Савинова, Ирина Викторовна
• кандидат биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Савинова, Ирина Викторовна

СОДЕРЖАНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ФОСФОРОРГАНИЧЕСКИЕ СОЕДИНЕНИЯ, НЕКОТОРЫЕ ПОКАЗАТЕЛИ УГЛЕВОДНОГО ОБМЕНА ОРГАНИЗМА (обзор литературы)

1.1 Фосфорорганические соединения и проблема уничтожения химического оружия

1.2 Токсикология фосфорорганических соединений

1.3 Показатели углеводного обмена в норме и при различных паталогических и стрессовых состояниях организма

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1 Материалы и структура исследования

2.2 Методы исследования

2.2.1 Биохимические методы

2.2.2 Статистические методы

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1 Некоторые особенности углеводного обмена здоровых лабораторных мышей

3.2 Особенности углеводного обмена мышей при различном времени после введения МФК

3.2.1 Изменение показателей углеводного обмена самок мышей в зависимости от срока после подкожного введения МФК в дозе

2 мг/кг

3.2.2 Изменение показателей углеводного обмена самцов мышей в зависимости от срока после подкожного введения МФК в дозе

2 мг/кг

3.3 Изучение влияния различных доз метилфосфоновой кислоты на показатели углеводного обмена лабораторных мышей

3.3.1 Влияние различных доз метилфосфоновой кислоты на показатели

углеводного обмена самок лабораторных мышей

3.3.2 Влияние различных доз метилфосфоновой кислоты на показатели

углеводного обмена самцов лабораторных мышей

3.4 Изменение биохимических показателей углеводного обмена самок лабораторных мышей в зависимости от срока после подкожного

введения метилфосфоновой кислоты

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Содержание энергетических субстратов в печени и мышцах и продуктов гликолиза в крови лабораторных мышей после введения метилфосфоновой кислоты»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность исследования

Исследование биохимических основ токсичности и устойчивости живых организмов к действию загрязняющих веществ очень важно для адекватной оценки возможных экологических последствий тех или иных антропогенных воздействий [115]. При этом важнейшее место принадлежит поиску биоиндикаторов загрязнения, изучению биохимических характеристик живых организмов и разработке оперативных методов экологического контроля и мониторинга состояния природной среды [7].

Эти вопросы особенно актуальны в настоящее время, когда в России реализуется федеральная целевая программа «Уничтожение запасов химического оружия в Российской Федерации» [88], в рамках которой проводится уничтожение, в частности, таких фосфорорганических отравляющих веществ (ФОВ), как зарин, зоман и VX [120]. Известно, что данные соединения являются производными метилфосфоновой кислоты (МФК) [2, 4].

Принятая в настоящее время технология уничтожения ФОВ предусматривает, что одним из продуктов деструкции будет МФК и ее эфиры, достаточно устойчивые и реакционноспособные соединения [120, 173]. Процесс уничтожения химического оружия включает двустадийную технологию, системы фильтрации [91, 126] и построен таким образом, чтобы исключить попадание данных веществ в окружающую среду. Однако в случае внештатной ситуации, при попадании в биосферу, данные соединения могут вовлекаться в обмен веществ в живых организмах и влиять на их метаболизм. Изучение возможного влияния представляется весьма интересным и актуальным.

Известно, что фосфонаты лежат также в основе некоторых фосфорсодержащих пестицидов, применяемых в качестве гербицидов, дефолиантов, инсектицидов, зооцидов и фунгицидов [29, 71, 127, 148].

Многие фосфорорганические соединения (ФОС) обладают высокой токсичностью, которая объясняется угнетающим действием этих веществ на ферментные системы людей и животных [66, 112, 127]. Некоторые их них значительно угнетают активность холинэстеразы, которая играет важную роль в регуляции физиологических процессов организма [134]. ФОС также воздействуют на нервно-мышечные синапсы, печень, почки [8, 31], вызывают расстройства дыхания, могут изменять картину периферической крови [8, 20]. Степень интоксикации зависит от вида организма, времени воздействия, дозы, пути поступления, а также строения, экологической и физиологической избирательности ФОС [3, 59, 89, 90]. Например, некоторые ФОС, такие как тиофос и октаметил, при введении кроликам в дозах, не вызывающих видимых холинергических симптомов интоксикации, приводят к замедлению сердечной деятельности [41, 90]. Исследование влияния фосфорорганических пестицидов на иммунобиологическую реактивность крыс показало, что хлорофос при однократном воздействии в дозе 500 мг/кг и хроническом - на уровне малых доз (десятых и сотых долей от полулетальной дозы (ЛД50)) снижает факторы неспецифической защиты организма (активность лизоцима, уровень бета-лизинов, поглотительную и переваривающую способность нейтрофилоцитов) и угнетает функциональную активность иммунной системы [94].

Сложность и порой высокая стоимость химических анализов, а также тот факт, что некоторые вещества могут быть весьма токсичными уже при низких концентрациях и не фиксироваться известными приборами, обязывает вводить методы биотестирования в систему экологического мониторинга зоны защитных мероприятий объектов уничтожения отравляющих веществ, вести поиск биоиндикаторов и таких биохимических показателей живых организмов, с помощью которых можно оценить влияние загрязнения в биологических объектах на самой ранней стадии, когда они еще не приняли необратимого характера. Это имеет значимость как с точки зрения безопасности уничтожения ФОВ, так и с социальной стороны [6, 126].

Несмотря на важные достоинства, биологические методы оценки загрязнения окружающей среды пока ограничено используются службами экологического контроля, так как среди известных и утвержденных методов оценки для практических целей может быть применено достаточно малое число приемов, позволяющих быстро и количественно оценить величину токсического действия на тест-организмы, особенно при низких концентрациях загрязняющих веществ. Кроме того, методы биотестирования и биомониторинга зачастую не дают ответа, на какие конкретно субстраты и ферментные системы живого организма действуют загрязняющие вещества. В литературе практически отсутствует информация о влиянии метилфосфонатов на метаболизм животных организмов. Существуют отдельные исследования влияния МФК на показатели обмена белков [57]. В то же время вопрос о возможном воздействии метилфосфонатов на показатели углеводного обмена, необходимые для энергообеспечения организма, пока остается неизученным.

Поэтому исследование изменений биохимических показателей, в частности, показателей углеводного обмена у теплокровных животных, в ответ на воздействие специфических загрязняющих веществ (на примере метилфосфоната) является актуальным.

Цель исследования

Выявить влияние МФК на содержание энергетических субстратов в печени и мышцах и продуктов гликолиза в крови после подкожного введения лабораторным мышам.

Задачи исследования

1. Определить срок максимального изменения значений биохимических показателей углеводного обмена лабораторных мышей в ответ на подкожное введение МФК в дозе 2 мг/кг массы животного.

2. Изучить показатели углеводного обмена при подкожном введении различных доз МФК и определить дозы, оказывающие наибольшее влияние.

3. Определить временной промежуток, необходимый для нормализации биохимических показателей лабораторных мышей после однократного подкожного введения МФК в высокой и низкой дозе.

4. Отметить наиболее информативные биохимические показатели углеводного обмена, которые могут являться индикаторами воздействия МФК на живой организм.

Основные положения, выносимые на защиту

1. МФК оказывает влияние на биохимические показатели углеводного обмена лабораторных мышей. Максимальное изменение большинства изученных показателей углеводного обмена в ответ на подкожное введение МФК в дозе 2 мг/кг массы животного наблюдается через 72 часа.

2. МФК обладает дозозависимым эффектом. Подкожное введение

•э

МФК в дозе 10" мг/кг через 72 часа вызывает гипоксическое состояние

19

организма, а в дозе 10'" мг/кг МФК - активацию механизма адаптации организма к гипоксии. Через 18 суток после введения различных доз МФК самкам лабораторных мышей наблюдается нормализация биохимических показателей углеводного обмена.

Объекты исследования

Работа выполнена на базе лаборатории биохимии клинико-экспериментального научного отдела ФГБУ «Российского научного центра «Восстановительная травматология и ортопедия» им. акад. Г.А. Илизарова» Министерства здравоохранения и социального развития Российской Федерации и Межрегиональной лаборатории экотоксикологии Регионального центра по обеспечению государственного экологического контроля и мониторинга объектов по хранению и уничтожению химического оружия по Курганской области (РЦ СГЭКиМ). Объектом исследования являлись белые лабораторные мыши линии СВА. Материалом исследования служили мышечная ткань, печень, сыворотка крови. В ходе выполнения исследования применялись биохимические и статистические методы. На

проведение экспериментальных исследований получено разрешение комитета по этике при ФГБУ «РНЦ «ВТО» им. акад. Г.А. Илизарова» Министерства здравоохранения и социального развития Российской Федерации. Содержание животных и эвтаназию осуществляли в соответствии с требованиями Европейской конвенции по защите экспериментальных животных, «Правилами проведения работ с использованием экспериментальных животных» (приложение к приказу Минздрава СССР от 12.08.1977 № 755), требованиями инструкции № 12/313 Министерства здравоохранения РСФСР «Санитарные правила по устройству, оборудованию и содержанию экспериментальных биологических клиник» от 06.02.73 г. [70, 99, 100, 117].

Научная новизна исследования

Впервые исследовано влияние МФК на показатели углеводного обмена лабораторных мышей.

Впервые проведено изучение зависимости время - эффект для показателей углеводного обмена в ответ на введение МФК в дозе 2 мг/кг. Выявлено, что максимальные отличия показателей наблюдаются через 72 часа после введения.

Впервые изучены изменения показателей углеводного обмена в ответ на введение различных доз МФК. Обнаружено, что введение лабораторным мышам высокой (10" мг/кг) дозы МФК вызывает гипоксическое состояние

Т 9

организма, а в ответ на введение низкой (10" мг/кг) дозы МФК наблюдается активация механизмов адаптации организма к гипоксии.

Впервые определено, что нормализация показателей углеводного обмена происходит к 18-м суткам после однократного введения МФК.

Впервые обнаружены половые различия показателей углеводного обмена в ответ на введение МФК - у самок введение МФК оказывает большее влияние на содержание продуктов гликолиза, а у самцов - на содержание гликогена в тканях.

Практическая значимость исследования, область внедрения

Проведенное исследование позволило получить новые знания о влиянии метилфосфоновой кислоты на биохимические показатели углеводного обмена лабораторных мышей.

Выявлены наиболее информативные показатели углеводного обмена, которые могут быть использованы в целях экологического мониторинга за состоянием теплокровных животных в зонах расположения опасных химических производств, в т.ч. объектов уничтожения оружия с фосфорорганическими отравляющими веществами.

Результаты проведенного исследования использовались для разработки аттестованной в Межрегиональной лаборатории экотоксикологии РЦ СГЭКиМ по Курганской области «Методики выполнения измерений биохимических показателей в плазме (сыворотке) крови мелких теплокровных животных фотометрическим методом», свидетельство об аттестации ФГУП «УНИИМ» № 224.11.03.052/2009 от 17.06.2009 г. и «Методики измерений активности ферментов в плазме (сыворотке) крови мелких теплокровных животных фотометрическим методом» свидетельство об аттестации ФГУП «УНИИМ»№224.0477/01.00258/2011 от 29.11.2011 г.

Результаты работы будут представлять несомненный интерес для лабораторий биомониторинга и биотестирования, экотоксикологии РЦ СГЭКиМ по Курганской области, а также для аналогичных лабораторий РЦ СГЭКиМ Кирова, Ижевска, Саратова, Пензы. Кроме того, разработанные методы будут представлять практический интерес для природоохранных организаций разного уровня, в дальнейшем могут стать основой для их внедрения в систему государственного экотоксикологического контроля и использоваться при определении класса опасности токсичных отходов производства и потребления согласно СП 2.1.7.1386-03.

Материалы работы используются в курсе лекций по химико-аналитическому контролю качества окружающей среды, спецкурсах по биохимии, химии окружающей среды и химической экспертизе для

студентов факультета естественных наук Курганского государственного университета.

Апробация работы и публикация результатов исследования

Материалы диссертационного исследования доложены: на региональной конференции молодых ученых, посвященной году молодежи в России «Молодежный научный потенциал в инновационном развитии Уральского региона» (Курган, 2009); на VII Всероссийской научно-практической конференции «Проблемы региональной экологии в условиях устойчивого развития» (Киров, 2009); на региональной молодежной научно-практической конференции с международным участием «Экологобезопасные и ресурсосберегающие технологии и материалы» (Улан-Удэ, 2010, 2011); на всероссийской молодежной научной конференции с международным участием «Биология будущего: традиции и инновации» (Екатеринбург, 2010); на международной конференции «Антропогенная трансформация природной среды» (Пермь, 2010); на VIII Всероссийской научно-практической конференции «Современные проблемы биомониторинга и биоиндикации» (Киров, 2010).

По теме диссертации опубликовано 24 печатные работы, из которых 1 монография и 7 статей в изданиях, рекомендуемых ВАКом для публикации результатов кандидатских диссертаций.

Объем и структура работы

Диссертация состоит из введения, 3 глав, заключения, выводов, списка литературы, включающего 199 источников: из них 131 - отечественные, 68 -зарубежные; изложена на 125 страницах машинописного текста, включает 33 таблицы, 45 рисунков. Диссертационное исследование выполнено по плану НИР ФГБУ «РНЦ «ВТО» им. акад. Г.А. Илизарова», номер госрегистрации 0120.0802849.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Савинова, Ирина Викторовна

выводы

1. МФК оказывает влияние на биохимические показатели углеводного обмена лабораторных мышей. Наиболее значительные изменения, особенно у самок, были выявлены через 72 часа после подкожного введения МФК в дозе 2 мг/кг: обнаружено увеличение содержания пирувата в сыворотке крови в 1,9 раза и снижение содержания гликогена мышц в 4,8 раза, т.е. наблюдалась активация процессов углеводно-энергетического обмена с целью адаптации организма к гипоксии.

2. МФК обладает дозозависимым эффектом. Установлено, что у самцов и самок лабораторных мышей введение высокой (10"3 мг/кг) дозы МФК вызывает гипоксию: уровень гликогена в тканях понижается в 1,5-2,8 раза, содержание лактата в сыворотке крови повышается в 1,4-1,7 раза; а в ответ на

12 введение низкой (10" мг/кг) дозы МФК наблюдается активация механизмов адаптации к гипоксии: уменьшение в 2,8-3,5 раза суммарного содержания продуктов гликолиза в сыворотке крови, повышение у самцов уровня гликогена в печени в 1,4 раза, в мышцах в 2,3 раза, тенденция к повышению уровня гликогена в мышцах у самок.

3. Возврат к нормальным значениям биохимических показателей углеводного обмена самок после однократного введения МФК в высокой

3 12

10" мг/кг) и низкой (10" мг/кг) дозах происходит к 18-м суткам эксперимента.

4. Введение МФК у самцов оказывает большее влияние на содержание гликогена в тканях, а у самок - на содержание продуктов гликолиза в крови. Определение данных показателей может быть рекомендовано в качестве критериев оценки воздействия МФК на углеводный обмен теплокровных организмов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В настоящее время фосфорорганнческне соединения широко используются в технике, быту, сельском хозяйстве и медицине [29, 84, 111, 160]. Важными представителями ФОС являются фосфоновые кислоты, которые встречаются как в составе продуктов бытовой, сельскохозяйственной и фармацевтической химии [71, 82, 118, 158], так и в составе продуктов деструкции фосфорорганических отравляющих веществ -зарина, зомана, VX [2, 4, 126, 173].

В 1997 г. вступила в силу «Конвенция о запрещении разработки, производства, накопления и применения химического оружия и о его уничтожении», которую подписали и ратифицировали более 180 стран, в т.ч. Россия и США [53, 86]. В 1997 г. в России был принят Федеральный закон «Об уничтожении химического оружия» [87], а в настоящее время реализуется федеральная целевая программа «Уничтожение запасов химического оружия в Российской Федерации» [88].

В результате деструкции ФОС образуются метилфосфонаты, вещества с меньшей токсичностью, но длительной устойчивостью к разложению в почве [39, 191]. Конечным продуктом гидролиза таких ФОВ, как зарин, зоман и VX, является метилфосфоновая кислота [2, 4, 126]. Кроме того, фрагмент МФК входит в состав некоторых фосфорсодержащих пестицидов, применяемых в качестве гербицидов (в т.ч. распространенного «Раундапа», действующим веществом которого является глифосат), инсектицидов, акарицидов, регуляторов роста растений [71, 127, 148, 149].

Многие ФОС обладают токсическим действием, связанным с угнетением холинэстеразы, которая играет важную роль в регуляции физиологических процессов организма [26, 40, 66, 78, 134, 161, 166]. ФОС также воздействуют на нервно-мышечные синапсы, печень, почки, вызывают расстройства дыхания, могут изменять картину периферической крови [8, 20, 31]. Известно, что новорожденные и молодые животные как правило более чувствительны к воздействию ФОС, чем половозрелые [3, 90, 175]. Отмечено, что из всех исследованных химических групп пестицидов только к фосфорорганическим веществам выявлены половые различия - как правило, более чувствительны самки, чем самцы [3, 59, 90, 138]. Например, токсичность паратиона для крыс самцов была в 6 раз ниже, чем для самок. В основном, подобные особенности объясняются различиями гормонального статуса животных и состоянием монооксигеназной системы [90, 107].

Согласно некоторым исследованиям [183, 191], МФК имеет низкую токсичность для млекопитающих и водных организмов, ее ЛД50 при пероральном введении мышам составляет более 5000 мг/кг. Также известно, что МФК обладает раздражающим действием для глаз и кожи человека [183, 191, 192]. Несмотря на устойчивость МФК к действию многих факторов окружающей среды (гидролиз, фотолиз, термическое воздействие) [39, 183, 191], есть сведения о микроорганизмах, способных разлагать фосфонаты [21, 54, 55]. Как показано в исследованиях Огородниковой С.Ю. [72, 92, 93], МФК при относительно высокой ее концентрации влияет на важнейшие процессы жизнедеятельности (такие как рост, накопление биомассы, фотосинтез, дыхание и тепловыделение) и вызывает окислительный стресс у ряда культурных и дикорастущих растений. Кроме того, под влиянием МФК происходит изменение в численности, видовом и групповом составе фототрофных микробных комплексов почвы. Согласно данным Серебряковой H.H. [110], МФК в сравнительно высоких концентрациях вызывает стрессовые реакции в форме нарушения физиологических и биохимических процессов мхов (подавление уровня флуоресценции хлорофилла, синтезе и накопление каротиноидов и малонового диальдегида).

При этом очень мало данных о влиянии МФК на живой организм. В исследованиях Корепина A.M. [57] установлено, что введение лабораторным мышам МФК в различных дозах оказывает влияние на процессы перекисного окисления белков и содержание маркеров эндогенной интоксикации в крови.

Тем не менее, возможное влияние МФК (особенно в малых дозах) на другие биохимические показатели организма пока мало изучено.

Поэтому целью настоящего исследования являлось изучение влияние МФК на содержание некоторых энергетических субстратов в печени и мышцах и продуктов гликолиза в крови после подкожного введения лабораторным мышам.

Экспериментальные исследования проведены на белых лабораторных мышей линии СВА с применением биохимических и статистических методов. Материалом для исследования служили мышечная ткань, печень, сыворотка крови.

Исходя из задач исследования, все лабораторные мыши были разделены на четыре серии.

В первую серию вошли здоровые интактные белые лабораторные мыши линии СВА (20 самцов и 20 самок).

Вторая серия (130 самцов и 130 самок) была создана с целью выявления срока максимального изменения биохимических показателей углеводного обмена в ответ на подкожное введение МФК в дозе 2 мг/кг массы тела. Показатели углеводного обмена лабораторных мышей определялись через 12, 24, 48, 72, 96 и 120 часов после введения.

Третья серия (80 самцов и 80 самок) была создана с целью выявления «дозозависимого эффекта» при подкожном введении растворов МФК в дозах 103, 10"6, 10"9, 10"12, 10"15 и 10"18 мг/кг массы животного. Показатели углеводного обмена лабораторных мышей определялись через 72 часа после введения МФК.

Четвертая серия (120 самок) была сформирована с целью определения срока нормализации биохимических показателей углеводного обмена после подкожного введения высокой (10"3 мг/кг) и низкой (10"12 мг/кг) дозы МФК -через 3, 6, 12, 18, 30 суток.

По полученным в результате анализа показателей углеводного обмена референтной группы мышей данным были обнаружены достоверные половые различия в содержании гликогена в печени, КрФ в скелетных мышцах и активности ЛДГ в сыворотке крови, а также половые различия в корреляционных зависимостях между содержанием энергетических субстратов в скелетных мышцах и печени здоровых лабораторных мышей. Принимая во внимание данные особенности, эксперимент по изучению влияния МФК на показатели углеводного обмена проводился на самках и самцах лабораторных мышей.

При установлении срока максимального изменения показателей углеводного обмена лабораторных мышей после подкожного введения МФК в дозе 2 мг/кг было выяснено, что наибольшее изменение большинства показателей наблюдается через 72 часа эксперимента.

При этом была обнаружена интересная особенность: динамика изменения содержания гликогена в печени опытных групп самцов и самок была одинаковой. Уровень гликогена печени лабораторных мышей опытных групп изменялся по типу синусоиды с точкой минимума через 72 часа после введения МФК в дозе 2 мг/кг (88% у самцов и 69% у самок относительно контрольных групп) и точками максимума через 24 и 96 часов (140% и 145% у самцов и 126% и 137% у самок соответственно). В изменении относительного содержания гликогена мышц самцов также прослеживалась определенная динамика: значительное увеличение в течение первых 3-х суток после введения МФК в дозе 2 мг/кг - с 32% до 268% относительно контроля, а затем уменьшение содержания гликогена мышц до 165% через 120 часов эксперимента. Таким образом, изменение содержания гликогена в тканях имело определенные половые различия, возможно связанные с различной гормональной регуляцией адаптации организма мышей в ответ на введение МФК в дозе 2 мг/кг. Так, у самцов преобладали процессы образования гликогена в тканях, а у самок - процессы распада. У самок наблюдалась схожая динамика изменения содержания гликогена в печени и мышцах, у самцов такой зависимости обнаружено не было. В целом, введение МФК в дозе 2 мг/кг оказывало большее влияние на содержание гликогена в тканях самцов лабораторных мышей (по сравнению с самками).

Наблюдаемая нами динамика изменения содержания креатинфосфата и креатина, а также их соотношения и суммарного содержания в ответ на подкожное введение МФК в дозе 2 мг/кг позволяла сделать вывод о перераспределения равновесия в системе КрФ-^->Креатин в сторону расхода энергии.

Согласно полученным нами данным, активность КК в сыворотке крови опытной группы самок и самцов имела схожую динамику изменений после введения МФК в дозе 2 мг/кг: наблюдалось повышение активности относительно контроля с 24 до 96 часов (соответственно с 40% до 133% у самок и с 24% до 136% у самцов) и нормализация через 120 часов. При этом у самцов отмечено значительное повышение (в 2,1 раза относительно контроля) активности КК через 12 часов эксперимента, в то время как у самок на данное время достоверных отличий не обнаружено.

Как у самцов, так и у самок преобладала тенденция к повышенному содержанию пирувата в сыворотке крови. Тем не менее для самок наблюдалось более значительное повышение: так, через 72 часа эксперимента содержание ПВК сыворотки крови у самок составило 186% (р=0,00001) относительно контроля, а у самцов 124% (р=0,00001). В целом, это говорит об активности процессов гликолиза.

Активность ЛДГ сыворотки крови после введения МФК в дозе 2 мг/кг значительно не менялась: у самок наблюдалось понижение через 48 часов (на 27% относительно контроля), а повышение - через 72 часа (на 8% относительно контроля), у самцов - повышение через 72 и 120 часов эксперимента (на 18% и 17% соответственно).

Проведенный анализ полученных данных выявил, что через 72 часа после введения МФК в дозе 2 мг/кг массы тела у самок лабораторных мышей наблюдалась активация процессов углеводно-энергетического обмена. Так, был выявлен сдвиг равновесия в системе креатин«->креатинфосфат в сторону образования креатинфосфата. Кроме того, наблюдалась активация гликогенолиза и гликолиза, что приводило к значительному уменьшению содержания гликогена в тканях (на 31% в печени и 79% в мышцах) и повышению содержания пирувата (на 86%) в сыворотке крови.

В свою очередь, у самцов лабораторных мышей через 72 часа эксперимента было обнаружено понижение (на 12%) содержания гликогена в печени с одновременным увеличением содержания пирувата (на 24%) в сыворотке крови. При этом в скелетных мышцах преобладало запасание субстратов энергетического обмена: наблюдалось значительное накопление (в 2,7 раза по сравнению с контролем) гликогена в скелетных мышцах и тенденция к образованию креатинфосфата из креатина.

При изучении биохимических показателей углеводного обмена в ответ на подкожное введение различных доз МФК были получены следующие данные.

При введении всех изученных доз МФК в диапазоне от 2 до 10"18 мг/кг у самок опытной группы наблюдалось понижение содержания гликогена печени (максимально на 60% относительно контроля при введении МФК в дозе 10"9 мг/кг). У самцов опытной группы в диапазоне доз от 2 до 10"9 мг/кг также наблюдалось понижение содержания гликогена печени (максимально на 23% относительно контроля при введении МФК в дозе 10"9 мг/кг), а при введении МФК в дозах 10"12 и 10"15 мг/кг наблюдалось повышение содержания гликогена печени (на 37% и 55% относительно контроля соответственно). Подобная ситуация наблюдалась и в изменении содержания гликогена мышц. Так, у самок наблюдалось достоверное снижение уровня гликогена мышц относительно контроля при введении всех изучаемых доз МФК (максимально на 79% при введении МФК в дозе 2 мг/кг); у самцов содержание гликогена мышц было понижено (на 33%) только при введении МФК в дозе 10"3 мг/кг, а при введении в дозах 2, 10"9 и 10"12 мг/кг -значительно превышало значения контроля (в 2,1-2,7 раза). Полученные данные позволяют сделать вывод о возможной активации процессов гликогенолиза у самок.

Также нами было обнаружено, что введение лабораторным мышам различных доз МФК оказывает большее влияние на содержание креатина, чем КрФ. Кроме того, было отмечено, что в основном данные показатели изменялись у самцов, а наибольшее влияние на данные метаболиты

О 1 о оказывало введение МФК в дозах 10 и 10 мг/кг массы тела.

При изучении активности КК и ЛДГ сыворотки крови была обнаружена следующая зависимость от пола особей: у самок введение различных доз МФК оказывает большее влияние на активность КК, а у самцов - на активность ЛДГ. При этом активность КК у лабораторных мышей опытных групп была понижена по сравнению с контролем: у самок

1 ^ в диапазоне вводимых доз от 2 до 10" мг/кг (на 23-33 %), а у самцов при

-5 /Г введении в дозах 10" и 10" мг/кг МФК (на 30% и 32% соответственно). В то же время активность ЛДГ при введении МФК в различных дозах повышалась по сравнению с контролем, что можно объяснить активацией гликолитических процессов.

Анализ изменений концентраций лактата и пирувата в сыворотке крови лабораторных мышей у опытных групп относительно контроля при понижении вводимой дозы МФК выявил сходную динамику изменений для о данных показателей. Так, при введении МФК в дозах 2 и 10" мг/кг МФК содержание лактата в сыворотке крови было повышено (максимально на 67% у самок и на 42% у самцов при введении МФК в дозе 10"3 мг/кг), а при введении меньших доз - понижено относительно контроля. Введение МФК в дозе 10"18 мг/кг достоверных отличий в содержании лактата не вызывало. Одновременно, уровень пирувата в сыворотке крови опытных групп также был повышен относительно контроля при введении МФК в дозе 2 мг/кг (на 86% у самок и на 24% у самцов). При уменьшении дозы до 10"3 мг/кг значения уже достоверно не отличались от контрольных. При введении остальных доз наблюдалось достоверное понижение содержания ПВК в сыворотке крови опытных групп относительно контроля, максимально при введении МФК в дозе 10"12 мг/кг: до 34% у самок и 41% у самцов. Проведенный анализ изменения отношения лактата и пирувата (МК/ПВК), а также их произведения (МК*ПВК) с целью определения интенсивности и направленности процесса гликолиза выявил, что при введении МФК в дозах 2 и 10"3 мг/кг массы тела наблюдалось накопление продуктов гликолиза, при понижении вводимой дозы - их расход. Изменение соотношения МК/ПВК соответствует о перераспределении анаэробных и аэробных процессов в сторону преобладания анаэробных, особенно в области низких доз.

В результате проведенных исследований влияния различных доз МФК на биохимические показатели углеводного обмена лабораторных мышей было выявлено наибольшее влияние введения МФК в дозах 10"3 и 10"12 мг/кг. л

При введении МФК в дозе 10" мг/кг, возможно, вследствие активации гликогенолиза, наблюдалось снижение содержания гликогена в тканях: в печени на 43% и 14%, в мышцах на 64% и 33% у самок и самцов соответственно. У самок лабораторных мышей уровень креатинфосфата имел тенденцию к понижению, а содержание креатина повышалось, вследствие чего происходило повышение суммарного содержания данных метаболитов в тканях, а соотношение КрФ/Креатин понижалось. У самцов же значения креатина не отличались от контрольных, а содержание креатинфосфата в скелетных мышцах понижалось, следствием чего стало снижение как суммарного показателя, так и соотношения данных метаболитов. Это говорило о возможном распаде части креатинфосфата до креатинина. В целом данные указывают на активизацию катаболических процессов у лабораторных мышей в ответ на введение МФК в дозе 10"3 мг/кг. Учитывая, что уровень ПВК в сыворотке крови не отличался от контрольных значений, а содержание МК было повышено (на 42% у самцов и на 67% у самок), можно сделать вывод, что происходила активация анаэробного гликолиза. Накопление лактата также повышало соотношение МК/ПВК (в 1,4 раза у самцов, в 1,9 раза у самок), что возможно свидетельствовало о некоторой степени гипоксии.

При подкожном введении МФК в дозе 10"12 мг/кг наблюдались уже более значительные половые отличия. Так, у самок содержание гликогена мышц опытной группы уже достоверно не отличалось от контрольной группы, хотя уровень гликогена в печени еще оставался пониженным (на 38%), а у самцов наблюдалось увеличение содержания гликогена в тканях (в печени на 37%, в мышцах на 129%). Следовательно, у самок преобладали процессы распада гликогена, а у самцов - его образования. При этом как у самок, так и у самцов наблюдалось значительное уменьшение содержания продуктов гликолиза: суммарное содержание уменьшилось в 3,6 раза у самок и в 2,9 раза у самцов, в основном за счет понижения содержания пирувата (на 66% у самок и на 59% у самцов). Возможно, это свидетельствует об активации глюконеогенеза. В то же время соотношение МК/ПВК оставалось повышенным, особенно у самок (в 2,1 раза). Содержание креатина и креатинфосфата увеличивалось (сильнее у самок) относительно контроля, за счет чего возрастало и их суммарное содержание, а соотношение не менялось.

Проведенное исследование показало, что введение МФК в дозе

12

10" мг/кг наибольшее влияние оказывает на биохимические показатели углеводного обмена самок. У самцов восстановление исходного уровня метаболитов происходит быстрее, наблюдается активация механизмов адаптации к гипоксии.

В процессе установления временного промежутка, необходимого для нормализации показателей углеводного обмена самок лабораторных мышей после однократного введения МФК в дозах 10"3 и 10"12 мг/кг, было обнаружено, что при введении высокой (10"3 мг/кг) дозы МФК уровень гликогена в тканях нормализуется к 18-м суткам эксперимента, а при введении низкой дозы (10"12 мг/кг) - уже к 12-м суткам. При этом пониженное (на 38-43%) содержание гликогена в печени через трое суток после введения МФК восстанавливалось к 6-м суткам эксперимента до уровня контрольных значений, хотя через 12 суток после введения МФК в дозе 10" мг/кг снова наблюдалось небольшое, но достоверное понижение содержания гликогена в печени. Уровень гликогена в мышцах после о введения МФК в дозе 10" мг/кг оставался ниже контрольных значений в течение первых 6-и суток эксперимента, а в дозе 10"12 мг/кг - наоборот, наблюдалась тенденция к повышенному содержанию гликогена в мышцах.

Содержание креатина и креатинфосфата в скелетных мышцах самок в проведенном эксперименте полностью восстанавливалось к 18-м суткам эксперимента. Было отмечено, что после введения МФК в дозе 10"3 мг/кг уровень креатина был повышен только через трое суток, а уровень КрФ наоборот, оставался ниже контрольных значений вплоть до 12-х суток эксперимента. При введении МФК в дозе 10"12 мг/кг через трое суток мы наблюдали повышение содержания как креатина, так и креатинфосфата. Через 6 и 12 суток эксперимента уровень креатинфосфата был понижен, в то время как содержание креатина уже достоверно не отличалось от контрольных значений, что приводило к понижению соотношения КрФ/Креатин, а также их суммарного содержания.

После введения самкам лабораторных мышей МФК как в высокой

3 12

10" мг/кг), так и в низкой (10" мг/кг) дозах, через трое суток активность КК была понижена, а активность ЛДГ - повышена, но уже через 6 суток активность данных ферментов восстанавливалась до уровня контрольных значений.

Содержание продуктов гликолиза (МК и ПВК) полностью восстанавливалось к 18-м суткам. При этом были выявлены следующие особенности: при введении МФК в дозе 10"3 мг/кг через 3 и 6 суток в сыворотке крови самок опытной группы наблюдалось накопление лактата, через 12 суток - уменьшение его содержания; при этом относительное содержание пирувата достоверно не менялось. Введение МФК в дозе

10" мг/кг понижало содержание продуктов гликолиза в сыворотке крови через 3 и 12 суток, а через 6 суток наблюдалось их накопление.

Проведенный нами анализ биохимических показателей углеводного обмена самок в остром эксперименте после однократного введения МФК в

3 12 высокой (10° мг/кг) и низкои (10"" мг/кг) дозах обнаружил, что изменения проявлялись вплоть до 12 суток эксперимента. Тем не менее, к 18-м суткам происходила полная нормализация всех показателей.

Таким образом, проведенные исследования показали, что метилфосфоновая кислота в различных дозах и при различной длительности эксперимента оказывает достоверное влияние на биохимические показатели углеводного обмена лабораторных мышей. При этом отмеченные изменения являются обратимыми.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Савинова, Ирина Викторовна, 2012 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. S-алкиниловые эфиры тиокислот фосфора как ингибиторы холинэстераз и перспективные физиологически активные вещества / А. П. Бресткин [и др.] // Успехи химии, 1991. Т.60. Вып. 8. С. 1744-1766.

2. Александров В. Н., Емельянов В. И. Отравляющие вещества. М. : Воениздат, 1990. 268 с.

3. Альберт А. Избирательная токсичность. Физико-химические основы терапии : в 2 т. М. : Медицина, 1989. Т. 2. 432 с.

4. Антонов Н. С. Химическое оружие на рубеже двух столетий. М. : Прогресс, 1994. 175 с.

5. Арбузов А. Е. Избранные труды по химии фосфорорганических соединений. М. : Наука, 1976. 569 с.

6. Ашихмина Т. Я. Комплексный экологический мониторинг объектов хранения и уничтожения химического оружия. Киров : Вятка, 2002. 544 с.

7. Бабаскин Б. С. Определение пировиноградной кислоты модифицированным методом Умбрайта // Лаб. дело. 1976. № 3. С . 76.

8. Бадюгин И. С., Хамитова Р. Я., Макаров Н. Я. Неспецифические механизмы действия антихолинэстеразных ФОС // Военно-мед. журн. 1979. №4. С. 47-49.

9. Бак 3. М. Химическая передача нервного импульса. М. : Мир, 1977. 128 с.

10. Бакл Дж. Гормоны животных. М. : Мир, 1986. 88 с.

11. Березов Т. Т., Коровкин Б. Ф. Биологическая химия. М. : Медицина, 1998. 704 с.

12. Биохимические детерминанты и механизмы развития экстремальной гипоксической гипоксии / В. В. Гончарук [и др.] // Физиология человека, 1999. Т. 25. № 4. С. 118-129.

13. Биохимия / под ред. С. Е. Северина. М. : ГЕОТАР-МЕД, 2004. 784 с.

14. Биохимия : Практикум / Н. Е. Кучеренко [и др.]. К. : Выща шк., 1988. 128 с.

15. Биохимия мышечной деятельности / Н. И. Волков [и др.]. М. : Олимпийская литература, 2000. 503 с.

16. Биохимия человека: В 2 т. / Р. Марри [и др.]. М. : Мир, 1993. Т.1. 384 с.

17. Бышевский А. Ш., Терсенов О. А. Биохимия для врача. Екатеринбург : Уральский рабочий, 1994. 384 с.

18. Ван Везер Дж. Фосфор и его соединения. М. : ИЛ, 1962. 688 с.

19. Военная токсикология, радиобиология и медицинская защита : учебник / под ред. С. А. Куценко. СПб. : Фолиант, 2004. 528 с.

20. Военная токсикология, радиология и медицинская защита / под ред. Н.В. Саватеева Л. : BMA, 1987. 356 с.

21. Выделение из окружающей среды микроорганизмов, способных разлагать фосфонаты / И. С. Кравцов [и др.] // Журн. химич. и биол. безопасности. 2006. № 6. С. 3-9.

22. Гайдышев И. Анализ и обработка данных: специальный справочник. СПб.: Питер, 2001. 752 с.

23. Гараев Р. С. Изыскание новых лекарственных средств в рядах фосфорорганических соединений // Казанский мед. журн. 2008. Т. LXXXIX. № 5. С. 585-598.

24. Гланц С. Медико-биологическая статистика. М. : Практика, 1998. 459 с.

25. Голиков С. Н. Руководство по токсикологии отравляющих веществ. М. : Медицина, 1972. 471 с.

26. Голиков С. Н., Розенгарт В. И. Фармакология и токсикология фосфорорганических соединений. Л. : Медгиз, 1960. 111 с.

27. Голиков С. Н., Саноцкий И. В., Тиунов Л. А. Общие механизмы токсического действия. Л.: Медицина, 1986. 280 с.

28. Граник В. Г. Основы медицинской химии. М. : Вузовская книга, 2001. 384 с.

29. Грапов А. Ф., Мельников Н. Н. Фосфорорганические фунгициды // Успехи химии, 1973.Т. 42. № 9. С. 1681-1697.

30. Гублер Е. В., Генкин А. А. Применение непараметрических критериев статистики в медико-биологических исследованиях. Л. : Медицина, 1973. 141 с.

31. Данилов А. Ф., Рожкова Е. К. О трех механизмах блокирующего действия фосфорганических антихолинэстеразных веществ на нервно-мышечное проведение. В кн. : Гигиена и токсикология пестицидов и клиника отравлений. Киев : Здоров'я. 1965. С. 284-291.

32. Данилова Л. А. Анализы крови и мочи. СПб. : Салит-Медкнига, 2003. 128 с.

33. Доутерман У. Биологическое и небиологическое превращение фосфорорганических соединений // Бюл. ВОЗ. 1972. Т. 44. №1. С. 135151.

34. Евдокушкин А. Ликвидация по-научному // "Российская газета" -Федеральный выпуск №5344 (265), 24.10.2010 г.

35. Зайчик А. Ш., Чурилов Л. П. Основы патохимии. СПб. : ЭЛБИ-СПб, 2001. 688 с.

36. Зайчик А. Ш., Чурилов Л. П. Патохимия (эндокринно-метаболические нарушения). СПб. : ЭЛБИ-СПб, 2007. 768 с.

37. Зилва Дж. Ф., Пеннел П. Р. Клиническая химия в диагностике и лечении. М. : Медицина, 1988. 528 с.

38. Исидоров В. А. Введение в химическую экотоксикологию. Спб. : Химииздат, 1999. 144 с.

39. Исследование продуктов превращений фосфорорганических отравляющих веществ методом газовой хроматографии-масс-спектроскопии / Е. И. Савельева [и др.] // Рос. хим. журн. (Ж. Рос. хим. об-ва им. Д.И. Менделеева). 2002. Т. 66. № 6. С. 82-91.

40. Кабачник М. И. Влияние фосфорорганических веществ на передачу нервно-мышечного возбуждения // Вестник АН СССР. 1968. № 5. С. 86-94.

41. Каган Ю. С. Токсикология фосфорорганических пестицидов. М. : Медицина, 1977. 296 с.

42. Камышников В. С. Справочник по клинико-биохимическим исследованиям и лабораторной диагностике. М. : МЕДпресс-информ, 2004. 920 с.

43. Кирби А., Уоррен С. Органическая химия фосфора. М. : Мир, 1971. 403 с.

44. Клиническая биохимия / А. Я. Цыганенко [и др.]. М. : Триада-Х, 2002. 504 с.

45. Клиническая биохимия / под ред. В. А. Ткачука. М. : ГЭОТАР-МЕД, 2004.512 с.

46. Клиническая оценка лабораторных тестов / под ред. Н.У. Тица. М. : Медицина, 1986. 480 с.

47. Клиническая токсикология детей и подростков / под ред. И. В. Марковой [и др.]. СПб. : Интермедика, 1999. 400 с

48. Клинические лабораторные исследования / А. Ф. Любина [и др.]. М. : Медицина, 1984. 288 с.

49. Клиническое руководство по лабораторным тестам / под ред. Н. У. Тица. М. : ЮНИМЕД-пресс, 2003. 960 с.

50. Кнорре Д. Г., Мызина С. Д. Биологическая химия. М. : Высш. шк., 2000. 479 с.

51. Козинец Г. И. Интерпретация анализов крови и мочи и их клиническое значение. М. : Триада-Х, 1998. 104 с.

52. Кольман Я., Рем К. Наглядная биохимия. М. : Мир, 2000. 469 с.

53. Конвенция о запрещении разработки, производства, накопления и применения химического оружия и о его уничтожении. вЕ. 92-61926, Париж, 1993. 133 с

54. Кононова С. В., Несмеянова М. А. Фосфонаты и их деградация микроорганизмами // Биохимия. 2002. Т. 67. № 2. С. 220-233.

55. Кононова С. В., Трутко С. М., Лауринавичюс К. С. Обнаружение С-Р-лиазной активности в бесклеточном экстракте бактерий Escherichia coli // Прикладная биохимия и микробиология. 2007. Т. 43. № 4. С. 437-442.

56. Кононский А. И. Биохимия животных. М. : Колос, 1992. 522 с.

57. Корепин А. М. Перекисное окисление белков и содержание маркеров эндогенной интоксикации в крови лабораторных мышей после введения метилфосфоновой кислоты: автореф. дис. ... канд. биол. наук. Нижний Новгород: Нижегородский гос. ун-т, 2011. 23 с.

58. Крамаренко В. Ф. Токсикологическая химия. К. : Выща школа, 1989. 447 с.

59. Красовский Г. Н. Возрастная, половая и видовая чувствительность к химическим веществам / В кн.: Профилактическая токсикология : Сб. учебно-метод. материалов. М. : МРПТХВ, 1984. Т. 1. С. 268-281.

60. Куценко С. А. Военная токсикология, радиобиология и медицинская защита. СПб.: Изд-во ФОЛИАНТ, 2004. 628 с.

61. Лабораторные животные. Разведение, содержание, использование в эксперименте / И. П. Западнюк [и др.]. К. : Вища школа, 1983. 383 с.

62. Лабораторные методы исследования в клинике : Справочник / под ред. В.В. Меньшикова. М. : Медицина, 1987. 368 с.

63. Ленинджер А. Основы биохимии : В 3 т. М. : Мир, 1985.

64. Линии лабораторных животных для медико-биологических исследований / 3. К. Бландова [и др.]. М. : Наука, 1983. 189с.

65. Литвицкий П. Ф. Патофизиология : В 2 т. М. : ГЭОТАР-МЕД, 2003.

66. Лошадкин Н. А. Некоторые вопросы биохимического механизма и токсического действия фосфорорганических ингибиторов холинэстераз. В кн. : Сондерс Б. Химия и токсикология органических соединений фосфора и фтора. М. : Мир, 1961. С. 315-418.

67. Лужников Е. А. Клиническая токсикология. М. : Медицина, 1982. 368 с.

68. Медведев В. В., Волчек Ю. 3. Клиническая лабораторная диагностика : Справочник для врачей. СПб. : Гиппократ, 1995. 208 с.

69. Меерсон Ф. 3., Пшенникова М. Г. Адаптация к стрессорным ситуациям и физическим нагрузкам. М. : Медицина, 1988. 256 с.

70. Международные рекомендации по проведению медико-биологических исследований с использованием животных // Ланималогия. 1993. № 1. С. 29.

71. Мельников Н. Н. Пестициды. Химия, технология и применение. М. : Химия, 1987. 711 с.

72. Метилфосфоновая кислота как регулятор биологических процессов в экологических системах: действие на микроорганизмы, ферментативную активность и высшие растения / Т. Я. Ашихмина [и др.] // Теоретическая и прикладная экология. 2007. № 2. С. 78-87.

73. Методика выполнения измерений биохимических показателей в плазме (сыворотке) крови мелких теплокровных животных фотометрическим методом; свидетельство об аттестации МВИ № 22.11.03.052/2009.

74. Методы ветеринарной клинической лабораторной диагностики / под ред. И. П. Кондрахина. М. : КолосС, 2004. 520 с.

75. Методы определения токсичности и опасности химических веществ (токсикометрия) / под ред. И. В. Саноцкого. М. : Медицина, 1970. 344 с.

76. Мецлер Д. Биохимия : В 3 т. М. : Мир, 1980.

77. Михайлов В. В. Основы патологической физиологии : Руководство для врачей. М. : Медицина, 2001. 704 с.

78. Михельсон М. Я., Э. В. Зеймаль. Ацетилхолин: о молекулярном механизме действия. Л. : Наука, 1970. 279 с.

79. Молекулярная патология метаболизма / под ред. В. Г. Макаровой, Д. Д. Пескова. Рязань : Изд-во Рязан. гос. мед. ун-та, 2001. 141 с.

80. Назаренко Г. И., Кишкун А. А. Клиническая оценка результатов лабораторных исследований. М. : Медицина, 2006. 544 с.

81. Николаев А. Я. Биологическая химия. М. : Мед. инфор. Агенство, 2004. 566 с.

82. Нифантьев Э. Е. Фосфорорганические соединения // Соросов, образов, журн. 1996. № 7. С. 39-46.

83. Нифантьев Э. Е. Химия гидрофосфорильных соединений. М. : Наука, 1983. 263 с.

84. Нифантьев Э. Е. Химия фосфорорганических соединений. М. : Изд-во МГУ, 1971.352 с.

85. О присвоении Федеральной целевой программе "Уничтожение запасов химического оружия в Российской Федерации" статуса президентской программы" : указ Президента РФ от 13.04.1996 N 542.

86. О ратификации Конвенции о запрещении разработки, производства, накопления и применеия химического оружия и его уничтожении : Федер. Закон от 05.11.1997 N 138-Ф3 [принят Гос. Думой 31.10.1997, № 138-Ф3].

87. Об уничтожении химического оружия : Федер. Закон от 02.05.1997 № 76-ФЗ [принят Гос. Думой 25.04.1997, № 76] // Рос. газета. 1997. № 87. 6 мая.

88. Об утверждении Федеральной целевой программы "Уничтожение запасов химического оружия в Российской Федерации" : постановление Правительства РФ от 21.03.1996 N 305 (ред. от 09.12.2010).

89. О'Брайн Р.Д. Токсичные эфиры кислот фосфора / под ред. акад. И. Л. Кнунянца. М.: Мир, 1964. 631 с.

90. Общая токсикология / под ред. Б. А. Курляндского, В. А. Филова. М. : Медицина, 2002. 608 с.

91. Объект по хранению и уничтожению химического оружия в г. Щучье Курганской области. Прошлое и настоящее / Р. Г. Хайбулин [и др.]. Щучье : 2 комсомольца, 2010. 40 с.

92. Огородникова С. Ю., Головко Т. К. Реакции растений ячменя на действие ксенобиотика - метилфосфоновой кислоты в низких

концентрациях. // Сибирский экологический журнал. 2006. Т. 13. № 3. С. 371-375.

93. Огородникова С. Ю., Головко Т. К., Ашихмина Т. Я. Реакции растений на действие метилфосфоновой кислоты // Теоретическая и прикладная экология. 2007. № 1. С. 50-55.

94. Олефир А. И. Действие хлорофоса на иммунобиологическую реактивность животных в эксперименте // Гигиена и сан. 1971. № 3. С. 104-105

95. Основы биохимии : В 3 т. / А. Уайт [и др.]. М. : Мир, 1981.

96. Павлов А. Д., Глобин В. И. Патофизиология обменных процессов. Рязань : РМИ, 1985. 81 с.

97. Патологическая физиология / под ред. А. Д. Адо [и др.]. М.: Триада-Х, 2000. 573 с.

98. Патологическая физиология / под ред. Н. Н. Зайко и Ю. В. Быця. М. : МЕДпресс-информ, 2007. 635 с.

99. Правила лабораторной практики в Российской Федерации: приложение к приказу МЗ РФ № 267 от 19.06.2003.

100. Правила проведения работ с использованием экспериментальных животных: приложение к приказу Министерства здравоохранения СССР № 755 от 12.03.1977 г. «О мерах по дальнейшему совершенствованию организационных форм работы с использованием экспериментальных животных»

101. Практикум по биохимии / под ред. С. Е. Северина, Г. А. Соловьевой. М. Изд-во МГУ, 1989. 509 с.

102. Прозоровский В. Б., Ливанов Г. А. Некоторые теоретические и клинические проблемы токсикологии фосфорорганических инсектицидов // Токсикол. вестник. 1997. № 3. С. 2-10.

103. Протасова Т. Н. Гормональная регуляция активности ферментов. М. : Медицина, 1975. 240 с.

104. Пурдела Д., Вычлану Р. Химия органических соединений фосфора. М. : Химия, 1972. 752 с.

105. Розенгарт В. И. Пути метаболических превращений фосфорорганических пестицидов // Химия в сел. хоз-ве. 1978. Т. 16. № 1. С. 54-64.

106. Розенгарт В. И., Шерстобитов О. Е. Избирательная токсичность фосфорорганических инсектоакарицидов (сравнительно-биохимические аспекты) / под ред. А. П. Бресткина. JL : Наука, 1978. 176 с.

107. Роль монооксигеназной системы в метаболизме и механизме действия некоторых пестицидов / Ю. С. Каган и [др.] // Вестник АМН СССР. 1988. № 1.С. 70-76.

108. Руководство по токсикологии отравляющих веществ / под ред. С. Н. Голикова. М. : Медицина, 1972. 470 с.

109. Руководство по экспериментальному (доклиническому) изучению новых фармакологических веществ / под ред. Р. У. Хабриева. М. : Медицина, 2005. 832 с.

110. Серебрякова Н. Н. Влияние ксенобиотиков на физиологию и биохимию листостебельных мхов. Вестник ОГУ. 2007. №12. С. 71-75.

111. Сокальский М. А., Сокальская JI. И., Татарников А. В. Утилизация отравляющих веществ и полупродуктов их синтеза: получение на их основе ионообменных материалов для гидрометаллургии // Рос. хим. журн. 2001. Т. 65. № 5-6. С. 157-162.

112. Сондерс Б. Химия и токсикология органических соединений фосфора и фтора. М. : Мир, 1961. 424 с.

113. Справочник по лабораторным методам исследования / под ред. JI. А. Даниловой. СПб. : Питер, 2003. 734 с.

114. Суворов А. В. Справочник по клинической токсикологии. Нижний Новгород : Изд-во НГМА, 1996. 180 с.

115. Токсикологическая химия. Метаболизм и анализ токсикантов / под ред. Н. И. Калетиной. М. : ГЭОТАР-Медиа, 2008. 1008 с.

116. Точилкина JI. П. Феномен сверхмалых доз, гомеопатия и ФОВ // Химич. и биол. безопасность. 2007. № 1 (31). С. 4-14.

117. Требования Международного комитета по науке по использованию в экспериментальных исследованиях лабораторных животных // Бюллетень ИКЛАС. 1978. № 24. С. 4-5.

118. Фосфорорганические комплексоны / М.И. Кабачник [и др.] // Успехи химии. 1968. Т. 37. №7. С. 1161-1191.

119. Франке 3., Франц П., Варике В. Химия отравляющих веществ: В 2 т. М. : Химия, 1973. Т. 2. 404 с

120. Химическое разоружение. Практика обеспечения выполнения конвенционных обязательств по запрещению химического оружия и его уничтожению / В. И. Холстов [и др.] // Рос. хим. журн. (Ж. Рос. хим. об-ва им. Д.И. Менделеева). 2007. Т. 51. № 2. С. 4-8.

121. Химия биологически активных соединений / под ред. H.A. Преображенского, Р.П. Евстигнеевой. М. : Химия, 1976. 457 с.

122. Хочачка П., Сомеро Дж. Биохимическая адаптация. М. : Мир, 1988. 568 с.

123. Черешнев В. А., Юшков Б. Г. Патофизиология. М. : Вече, 2001. 703 с.

124. Шанин В. Ю. Клиническая патофизиология. СПб. : Специальная Литература, 1998. 569 с.

125. Швайкова М. Д. Токсикологическая химия. М. : Медицина, 1975. 376 с.

126. Шкодич П. Е., Желтобрюхов В. Ф., Клаучек В. В. Эколого-гигиенические аспекты проблемы уничтожения химического оружия. Волгоград : Изд-во ВолГУ, 2004. 236 с.

127. Шрадер Г. Новые фосфорорганические инсектициды. М. : Мир, 1965. 488 с.

128. Элементы патологической физиологии и биохимии / под ред. И. П. Ашмарина. М. : Изд-во МГУ, 1992. 192 с.

129. Эффекты фентанила в сверхмалых дозах / Н. Е. Лебедева [и др.] // Химическая и биол. безопасность. 2003. № 9-10. С. 7-8.

130. Юделевич В.И., Комаров Е.В., Ионин Б.И. Фосфорорганические лекарственные препараты // Хим.-фармацевт. журн. 1985. Т. 20. № 6. С. 668-685.

131. Юрин В. М. Основы ксенобиологии. Мн. : БГУ, 2001. 234 с.

132. Actions of pyridostigmine and organophosphate agents on chick cells, mice and chickens / B. W. Wilson [et al.] // Drug Chem.Toxicol. 2002. V. 25. № 2. P. 131-139.

133. Age-related changes in the structure and function of skeletal muscles / J. A. Faulkner [et al.] // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 2007. Vol.34. № 11. P. 1091-1096.

134. Aldridge W. N. Anticholinesterases inhibition of cholinesterase by organophospharus this reception: mechanism involved. Chemistry and Industry. 1954. V.17. P.473-491.

135. Anaerobic and aerobic enzyme activities in human skeletal muscle from children and adults / J. J. Kaczor [et al.] // Pediatr. Res. 2005. Vol. 57. № 3. P. 331-335.

136. Analysis of muscle bioenergetic metabolism in rabbit leg lengthening / K. Kanbe [et al.] // Clin. Orthop. 1998. Vol.351. P. 214-221.

137. Bender M. E. The toxicity of the hydrolysis and breakdown products of Malation to the tathed minnow (pimephales promelas, rafinesque) // WaterResearch. 1969. V.3. № 7. P.571-582.

138. Benke G. M., Murphy S. D. The influence of age on the toxicity and metabolism of methyl parathion and parathion in male and female rats // Toxicol. Appl. Pharmacol. 1975. Vol. 31. P. 254-269.

139. Benzi G., Ceci A. Creatine as nutritional supplementation and medicinal product // J. Sports Med. Phys. Fitness. 2001. Vol.41. № 1. P. 1-10.

140. Bessman S. P., Geiger P. J. Transport of energy in muscle: the phosphorylcreatine shuttle // Science. 1981. Vol. 211. P. 448-452.

141. Birks R. I. Mcintosh F. C. Acetylcholine metabolism of a sympathetic ganglion // Can. J. Bioch. Physiol. 1961. Vol. 39, №4. P. 787-827.

142. Brancaccio P., Maffulli N., Limongelli F. M. Creatine kinase monitoring in sport medicine //Br. Med. Bull. 2007. Vol.81-82. P. 209-230.

143. Brooks G. A. Lactate shuttles in nature // Biochem Soc Trans. 2002. Vol. 30. P. 258-64.

144. Brooks G. A. Lactate: link between glycolytic and oxidative metabolism // Sports Med. 2007. Vol. 37. P. 341-343.

145. Characterization of muscarinic cholinergic receptors in the crab nervos system/ D. L. Barker [et al.] //Neurochem. 1986. V.46, № 2. P. 583-588.

146. Compartmentation of Mitochondrial Creatine Phosphokinase / S. Erickson-Viitanent [et al.] // The Journal of Biological Chemistry. 1982. Vol. 257. No. 23. P. 14305-14404.

147. Control of glycogen synthesis is shared between glucose transport and glycogen synthase in skeletal muscle fibers / I. Azpiazu [et al.] // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2000. Vol.278. № 2. P. 234-243.

148. Cox C. Herbicide Factsheet: Glyphosate (Roundup) // Journal of Pesticide Reform. 1998. Vol. 18. № 3. P. 3-17.

149. Cox C. Herbicide Factsheet: Glyphosate // Journal of Pesticide Reform. 2004. Vol. 24. №4. P. 10-15.

150. Creatine kinase (CK) in skeletal muscle energy metabolism: a study of mouse mutants with graded reduction in muscle CK expression / J. van Deursen [et al.] // Proc Natl Acad Sci. 1994. Vol. 91. P. 9091-9095.

151. Daruich J., Zirulnik F., Gimenez M. S. Effect of the herbicide glyphosate on enzymatic activity in pregnant rats and their fetuses // Environ. Res. 2001. Vol. 85. P. 226-231.

152. Delayed calf muscle phosphocreatine recovery after exercise identifies peripheral arterial disease / D. C. Isbell [et al.] // J. Am. Coll. Cardiol. 2006. Vol. 47. P. 2289-2295.

153. Differential Effects of Glyphosate and Roundup on Human Placental Cells and Aromatase / S. Richard [et al.] // Environ. Health Perspect. 2005, 113, 716-720.

154. Dzeja P. P., Terzic A. Phosphotransfer networks and cellular energetics // J. Exp. Biol. 2003. Vol. 206. P. 2039-2047.

155. Effects of immobilization stress on neurochemical markers in the motivational system of the male rat / L. R. Lucas [et al.] // Brain Res. 2007. Vol.1155. P. 108-115.

156. Emsley J., Hall D. The chemistry of phosphorus. L. : Harper and Row, 1976. 563 p.

157. Eranko L. Biochemical and histochemical observations on the postnatal development of cholinesterases in the sympathetic ganglion of the rat // Histochemie. 1972. Vol. 4. № 6. P. 545-559.

158. Eto M. Organophosphorous Pesticides: Organic and Biological Chemistry. Cleveland, Ohio : CRC Press, 1974. 387 p.

159. Exercise-induced changes in insulin action and glycogen metabolism in elderly adults / Coker R. H. [et al.] // Med Sci Sports Exerc. 2006. Vol. 38. No. 3. P. 433-438.

160. Fest C., Schmidt K. J. Organophosphorous pesticides. Berlin : SpringerVerlag, 1982. 126 p.

161. Fest C., Schmidt K. J. The chemistry of organophosphorus pesticides. Springer Verlag. Berlin-Heidelberg-New York, 1973. 339 p.

162. Fitts R. H., Riley D. R., Widrick J. J. Functional and structural adaptations of skeletal muscle to microgravity // J. Exp. Biol. 2001. Vol.204. № 18. P. 3201-3208.

163. Free radical generation by skeletal muscle of adult and old mice: effect of contractile activity / A. Vasilaki [et al.] // Aging Cell. 2006. V. 5. № 2. P. 109-117.

164. Freedman L. D., Doak G. O. The preparation and properties of phosphonic acids // Chem. Rev. 1957. V. 57. № 3. P. 479-523.

165. From energy store to energy flux: a study in creatine kinase deficient fast skeletal muscle / A. Kaasik [et al.] // FASEBJ. 2003. Vol. 17. P. 708-710.

166. Heath D. F. Organophosphorus poisons. Anticholinesterases and related compounds. Oxford : Pergamon press, 1961. 404 c.

167. Horio F, Yoshida A. Effects of some xenobiotics on ascorbic acid metabolism in rats // J. Nutr. 1982. Vol. 112. No 3. P. 416-425.

168. Identification of a family of muscarinic acetylcholine receptor genes / T. I. Bonner [et al.] // Science. 1987. Vol. 237. № 4814. P. 527-532.

169. Investigation of the interaction of pig muscle lactate dehydrogenase with acidic phospholipids at low pH / G. Terlecki [et al.] // J. Biochim. Biophys. Acta. 2006. Vol. 1758. № 2. P. 133-144.

170. Jossan S., Ekblom I., Aquilonis S. Monoamine oxidase B in motor cortex and spinal cord // J. Neural. Transm. Suppl. 1994. Vol. 41. P.243-248.

171. Kreider R. B. Effects of creatine supplementation on performance and training adaptations // Cell. Biochem. 2003. V.244. P. 89-94.

172. Makino S., Hashimoto K. Multiple feedback mechanisms activating corticotropin-releasing hormone system in the brain during stress // Pharmacol. Biochem. Behav. 2002. Vol. 73. №1. P.147-158.

173. Marrs T. C., Maynard R. L., Sidell F. Chemical Warfare Agents: Toxicology and Treatment. N.Y. : Wiley, 2007. 750 p.

174. McGuinness M., Dowling D. Plant-Associated Bacterial Degradation of Toxic Organic Compounds in Soil // Int. J. Environ. Res. Public Health. 2009. Vol. 6. P. 2226-2247.

175. Mendoza C. E. Toxicity and effects of malathion on esterases of suckling albino rats // Toxicol. Appl. Pharmacol. 1976. Vol. 35. P. 229-238.

176. Metabolic transformation of rabbit skeletal muscle cells in primary culture in response to low glucose / N. Hanke [et al.] // Biochim. Biophys. Acta. 2008. Vol.1783. №5. P. 813-825.

177. Mitochondrial creatine kinase: a key enzyme of aerobic energy metabolism / M. Wyss // Biochim. Biophys. Acta. 1992. Vol. 1102. P. 119-166.

178. Mitochondrial creatine kinase: a major constituent of pathological inclusions seen in mitochondrial myopathies / A. M. Stadhouders [et al.] // Proc Natl Acad Sci. 1994. Vol. 91. P. 5089-5093.

179. Mitochondrial function in intact skeletal muscle fibres of creatine kinase deficient mice / J. D. Bruton [et al.] // J. Physiol. 2003. Vol. 552(Pt 2). P. 393-402.

180. Muscle phosphocreatine kinetics in children and adults at the onset and offset of moderate-intensity exercise / A. R. Barker [et al.] // J. Appl. Physiol. 2008. Vol. 105. P. 446-456.

181. Negligible direct lactate oxidation in subsarcolemmal and intermyofibrillar mitochondria obtained from red and white rat skeletal muscle / Y. Yoshida [et al.] // J. Physiol. 2007. Vol. 582(Pt 3). P. 1317-1335.

182. Nimmo M. A., Snow D. H. Changes in muscle glycogen, lactate and pyruvate concentrations in the thoroughbred horse following maximal exercise // Equine Exercise Physiology. Cambridge: Cranta Editions, 1983. P. 237-244.

183. Parameters for Evaluation of the Fate, Transport, and Environmental Impacts of Chemical Agents in Marine Environments / G. O. Bizzigotti [et al.] // Chem. Rev. 2009. Vol. 109. № 1. P. 236-256.

184. Pathak C., Vinayak M. Modulation of lactate dehydrogenase isozymes by modified base queuine // Mol. Biol. Rep. 2005. Vol. 32. № 3. P. 191-196.

185. Role of creatine kinase in cardiac excitation-contraction coupling: studies in creatine kinase-deficient mice / B. Crozatier [ et al.] // FASEBJ. 2002. Vol. 16. P. 653-660.

186. Role of mitochondrial lactate dehydrogenase and lactate oxidation in the intracellular lactate shuttle / G. A. Brooks [et al.] // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. Vol. 96. № 3. P. 1129-1134.

187. Shulman R. G. Glycogen turnover forms lactate during exercise // Exerc. Sport Sci. Rev. 2005. Vol. 33, No. 4. P. 157-162.

188. Shulman R. G., Rothman D. L. The "glycogen shunt" in exercising muscle: A role for glycogen in muscle energetics and fatigue // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. Vol.98. № 2. P. 457-461.

189. Skeletal muscle fat and carbohydrate metabolism during recovery from glycogen-depleting exercise in humans / N. E. Kimber [et al.] // J. Physiol.

2003. Vol. 548. P. 919-927.

190. The effect of aging on anaerobic and aerobic enzyme activities in human skeletal muscle / J. J. Kaczor [et al.] // Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 2006. Vol. 61. № 4. P. 339-344.

191. The Sources, Fate, and Toxicity of Chemical Warfare Agent Degradation, Products / N.B. Munro [et al] // Environmental Health Perspectives. 1999. V. 107. № 12. P. 933-974.

192. Thiokol/Ventron Division. Material Safety Data Sheet, Methylphosphonic Acid. Danvers, MA:Thiokol/Ventron Division, 1980.

193. Thomas L. Clinical laboratory diagnostics. Frankfurt : TH-Books Verlagsgesellschaft. 1998. P. 89-94.

194. Urazaev A. K. Acetylcholine and carbachol prevent muscle depolarization in denervated rat diaphragm //NeuroReport. 1997. V.8. P. 403-406.

195. Ventura-Clahier R., Kaasik A., Veksler V. Structurel and functional adaptations of striated muscles to CK deficiency // Mol. Cell. Biochem.

2004. V.256-257. № 1-2. P. 29-41.

196. Ventura-Clapier R., Gamier A., Veksler V. Energy metabolism in heart failure // J. Physiology. 2005. Vol. 1. P. 16-23.

197. Vyskocil F. Nikolsky E., Edwards C. An analysis of the mechanisms underlying the non-quantal release of acetylcholine at the mouse neuromuscular junction. 1983. V.9, №2. P. 429-435.

198. Worms K. H., Schmidt-Dunker M. Phosphonic acids and derivatives // Organic phosphorus compounds / Ed. Kosolapoff G.M., Maier L. N.Y. : Wiley, 1973.V. 7. 849 p.

199. Yoshizaki K, Watari H, Radda G. K. Role of phosphocreatine in energy transport in skeletal muscle of bullfrog studied by 31P-NMR // Biochim. Biophys. Acta. 1990. Vol. 1051. P. 144-150.