Системы метилирования ДНК у растений тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Ашапкин, Василий Васильевич

• Ашапкин, Василий Васильевич
• кандидат наук
• 2017

Оглавление диссертации кандидат наук Ашапкин, Василий Васильевич

СОДЕРЖАНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. ОСНОВНЫЕ ЗАКОНОМЕРНОСТИ МЕТИЛИРОВАНИЯ ДНК У РАСТЕНИЙ

1.2. ДЕЙСТВИТЕЛЬНО ЛИ МЕТИЛИРОВАНИЕ ДНК ВАЖНО ДЛЯ РАСТЕНИЙ?

1.3. ЦИТОЗИНОВЫЕ ДНК-МЕТИЛТРАНСФЕРАЗЫ

1.3.1. Белки семейства MET - главные CG-специфические поддерживающие ДНК-

метилтрансферазы растений

1.3.2. Хромометилтрансферазы (хромометилазы) - специфические для растений ДНК-

метилтрансферазы

1.3.3. DRM - de-novo ДНК-метилтрансферазы растений

1.3.4. Dnmt2 - загадочная метилтрансфераза

1.4. МЕТИЛИРОВАНИЕ ГИСТОНОВ - РОЛЬ В УСТАНОВЛЕНИИ И 58 ПОДДЕРЖАНИИ МЕТИЛИРОВАНИЯ ДНК

1.5. МАЛЫЕ ИНТЕРФЕРИРУЮЩИЕ РНК - ЕЩЕ ОДИН МЕХАНИЗМ, 63 НАПРАВЛЯЮЩИЙ МЕТИЛИРОВАНИЕ ДНК

1.6. ДНК-МЕТИЛОМ

1.7. МЕТИЛИРОВАНИЕ ОСТАТКОВ АДЕНИНА В ДНК РАСТЕНИЙ

1.7.1. ^-Метиладенин в ДНК эукариот

1.7.2. Адениновые ДНК-метилтрансферазы

1.7.3. Возможная роль аденинового метилирования ДНК у растений

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. РАСТЕНИЯ

2.1.1. Выращивание проростков из семян гексаплоидной пшеницы

2.1.2. Выращивание растений Arabidopsis thaliana

2.1.3. Трансформация растений

2.2. КЛОНИРОВАНИЕ И РЕСТРИКЦИОННОЕ КАРТИРОВАНИЕ ГЕНОВ рРНК 89 ПШЕНИЦЫ

2.3. ИССЛЕДОВАНИЕ ЭКСПРЕССИИ ГЕНОВ В ОРГАНАХ РАСТЕНИЙ

2.3.1. Нозерн-блот-гибридизация

2.3.2. Количественная ПЦР

2.4. ИССЛЕДОВАНИЕ МЕТИЛИРОВАНИЯ ГЕНОВ МЕТОДОМ БЛОТ- 93 ГИБРИДИЗАЦИИ ПО САУЗЕРНУ

2.4.1. Метилирование генов рРНК пшеницы

2.4.2. Метилирование генов Arabidopsis thaliana

2.5. ИССЛЕДОВАНИЕ МЕТИЛИРОВАНИЯ ГЕНОВ МЕТОДОМ БИСУЛЬФИТНОГО 96 СЕКВЕНИРОВАНИЯ

2.6. ИССЛЕДОВАНИЕ СПЕЦИФИЧЕСКОГО СВЯЗЫВАНИЯ УЧАСТКОВ 97 НЕТРАНСКРИБИРУЕМОГО СПЕЙСЕРА ГЕНОВ рРНК ПШЕНИЦЫ С ЯДЕРНЫМИ БЕЛКАМИ

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. ОРГАНИЗАЦИЯ И ДИФФЕРЕНЦИАЛЬНОЕ МЕТИЛИРОВАНИЕ ГЕНОВ 99 РИБОСОМНОЙ РНК ГЕКСАПЛОИДНОЙ ПШЕНИЦЫ

3.2. САЙТ-СПЕЦИФИЧЕСКОЕ И ЗАВИСИМОЕ ОТ МЕТИЛИРОВАНИЯ 116 СВЯЗЫВАНИЕ ЯДЕРНЫХ БЕЛКОВ С ПРОМОТОРНОЙ ОБЛАСТЬЮ ГЕНОВ

рРНК ПШЕНИЦЫ

3.3. МЕТИЛИРОВАНИЕ И ЭКСПРЕССИЯ ГЕНОВ ЦИТОЗИНОВЫХ ДНК- 124 МЕТИЛТРАНСФЕРАЗ

3.4. МЕТИЛИРОВАНИЕ ОСТАТКОВ АДЕНИНА В ДНК РАСТЕНИЙ

4. ОБЩЕЕ ОБСУЖДЕНИЕ 155 ВЫВОДЫ 163 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

кДНК - комплементарная ДНК (cDNA)

н. - нуклеотид

п.н. - пара нуклеотидов

т.п.н. - тысяча пар нуклеотидов

AdoMet - S-аденозил-Ь-метионин

BAH - bromo-adjacent homology domain

DDM1 - decrease in DNA methylation

DMR - дифференциально метилируемый участок ДНК (differentially methylated DNA region)

HPLC - жидкостная хроматография высокого давления

lncRNA - длинная некодирующая РНК (long non-coding RNA)

m5C - 5-метилцитозин

m6A - N6-метиладенин

MBD - m5C-ДНК-связывающий домен

PHD - растительный гомеодомен (Plant homeodomain)

PRC2 - Polycomb Repressive Complex

RdDM - РНК-направляемое метилирование ДНК (RNA directed DNA methylation) RFTS - replication foci targeting sequence RING - Really interesting new gene

SET - Suppressor of variegation, Enhancer of zeste, Trithorax SRA - SET and RING associated

siRNA - короткая интерферирующая РНК (short interfering RNA) TSS - точка инициации транскрипции (transcription start site) UBA - ubiquitin-associated domain VIM - Variant in methylation

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Системы метилирования ДНК у растений»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования

Метилирование ДНК является важнейшей и наиболее изученной эпигенетической модификацией генома. У растений оно контролирует развитие, участвует в тканеспецифической репрессии генов и родительском импринтинге, служит механизмом, ограничивающим экспрессию мультикопийных генов в приемлемых пределах. Важнейшей ролью метилирования ДНК является инактивация потенциально опасных элементов в геноме, таких как транспозоны и чужеродные последовательности ДНК. Метилирование промоторов генов обычно приводит к их инактивации, а деметилирование - к реактивации. В отличие от животных, у которых эпигенетический статус генома обновляется в каждом поколении, у растений изменения метилирования ДНК (эпимутации) могут стабильно наследоваться в течение многих поколений и поэтому играют существенную роль в эволюции. Во многих отношениях эпимутации напоминают классические мутации, но возникают они существенно чаще и в принципе обратимы. Весьма вероятно, что это свойство возникло в эволюции растений как способ адаптации к быстро изменяющимся условиям внешней среды.

Еще одним важным различием животных и растений является специфичность метилирования геномной ДНК. У животных оно затрагивает главным образом симметричные динуклеотиды CG, тогда как метилирование CHG (где H - любой нуклеотид, кроме G) и асимметричных последовательностей (CHH) в большинстве клеток наблюдается очень редко. У растений метилирование динуклеотидов CG также является количественно преобладающим, но и другие последовательности метилируются довольно часто. Например, у гексаплоидной пшеницы около 30% всего метилирования остатков цитозина приходится на сайты CHG (Кирнос и др., 1981).

Сильные искажения статуса метилирования ДНК, например, у некоторых мутантов или под действием химических агентов, приводят к существенным изменениям в развитии и морфологии растений (Vongs et а1., 1993; КакШаш et а1., 1995). При самоопылении растений, гомозиготных по мутациям, вызывающим глобальное недометилирование ДНК, происходит прогрессивное накопление фенотипических аномалий в последовательных поколениях. Причиной этого является эктопическая экспрессия все новых генов в результате их случайного деметилирования. У животных нуль-мутации гена поддерживающей ДНК метилтрансферазы Dnmt1 приводят к падению уровня метилирования ДНК примерно в три раза и гибели организма на ранних эмбриональных стадиях ^ et я1., 1992). Растения же при аналогичном падении уровня метилирования ДНК остаются вполне жизнеспособными и

плодовитыми. Это обстоятельство делает растения идеальной моделью для выяснения функциональной роли метилирования ДНК в процессах развития.

Многое особенности метилирования ДНК у растений можно было бы объяснить существованием у них нескольких систем метилирования ДНК, отчасти дублирующих функции друг друга. В таком случае дефицит активности одной системы, приводящий к заметному падению суммарного уровня метилирования ДНК, мог бы компенсироваться усилением активности других систем. Такое предположение естественным образом объясняло бы существование различающихся по сайт-специфичности типов метилирования ДНК. К тому же, поскольку сами ДНК-метилтрансферазы, несомненно, закодированы в геноме, логично предположить, что и их активность регулируется метилированием ДНК. В таком случае падение суммарного уровня метилирования ДНК должно приводить к усиленной экспрессии генов ДНК-метилтрансфераз и, как следствие, компенсаторному увеличению активности систем метилирования. Тем не менее, несмотря на кажущуюся очевидность этих соображений, в годы, когда мы начинали данную работу, большинство исследователей склонялось к мнению, что у растений, как и у животных, за всё метилирование ДНК отвечает одна и та же ДНК-метилтрансфераза. При исследовании активности очищенных ДНК-метилтрансфераз в реакциях in vitro наблюдали метилирование разных субстратов (неметилированных и полуметилированных, двунитчатых и однонитчатых) одним и тем же ферментом, хотя и с разной степенью предпочтений (Bestor and Ingram, 1983). Когда была секвенирована первая эукариотическая ДНК-метилтрансфераза (Dnmtl), было показало, что в клетках, различающихся характером метилирования ДНК, она - одна и та же, а существование различных форм ДНК-метилтрансферазной активности в ядерных экстрактах клеток, скорее всего, связано с альтернативными способами процессинга одного и того же полипептида (Bestor et al., 1988). Предполагалось, что протеолитическое отщепление различных участков регуляторного N-концевого домена может обеспечивать различные субстратные предпочтения соответствующих изоэнзимов ДНК-метилтрансферазы. Этот взгляд был очень популярным и в отношении растений, особенно когда была секвенирована первая ДНК-метилтрансфераза арабидопсиса (MET1) и оказалось, что ее последовательность весьма сходна с последовательностью Dnmt1 (Finnegan and Dennis, 1993). Как бы то ни было, в действительности оставалось невыясненным, ответственна ли ДНК-метилтрансфераза MET1 за все типы метилирования ДНК у растений или существуют другие ДНК-метилтрансферазы и соответствующие системы метилирования. Были слабо изучены механизмы регуляции экспрессии генов метилированием ДНК. Довольно популярной была точка зрения, что корреляция между недометилированием генов и их экспрессией связана не с влиянием метилирования на транскрипцию, а, наоборот, с тем, что активная транскрипция генов

препятствует их метилированию. Иными словами, предполагалось, что выбор мишеней метилирования является пассивным процессом. Наконец, оставался абсолютно невыясненным вопрос о наличии аденинового метилирования в геноме растений. Данные в пользу существования такого метилирования описывались в нескольких публикациях, но ни в одной из них оно не было доказано достаточно убедительно. В настоящее время все описанные проблемы активно изучаются во многих лабораториях мира.

Цель исследования

Исследовать возможность существования и функциональное значение разных систем метилирования ДНК у высших растений.

Задачи исследования

1. Исследовать особенности метилирования ДНК по сайтам разных типов (CG и CHG) на примере генов рРНК пшеницы и корреляцию между их метилированием и экспрессией.

2. Изучить специфическое связывание ядерных белков пшеницы с участками промоторной области генов рРНК и влияние метилирования ДНК на это связывание как возможный механизм регуляции транскрипции.

3. Изучить профили экспрессии генов ДНК-метилтрансфераз в органах целого растения и их метилирование как возможный механизм саморегуляции активности систем метилирования ДНК.

4. Выяснить, на каком уровне реализуется влияние системы CG-специфического метилирования ДНК на активность других систем метилирования. Для этого изучить эффекты искусственного подавления экспрессии гена главной поддерживающей CG-специфической ДНК-метилтрансферазы MET1 на экспрессию и метилирование гена самой MET1 и генов других ДНК-метилтрансфераз.

5. Доказать или опровергнуть существование метилирования адениновых остатков в геномной ДНК растений. Исследовать профили экспрессии и характер метилирования генов, кодирующих белки, содержащие характеристические мотивы адениновых ДНК-метилтрансфераз.

Научная новизна и практическая ценность работы

Впервые показано, что:

- Характер распределения метилированных сайтов CG и CHG относительно последовательности конкретного гена различен, что свидетельствует о существовании отдельных систем метилирования для каждого из них.

- Метилирование отдельных сайтов CG в промоторной области генов рРНК у растений непосредственно влияет на специфическое связывание ядерных белков с промоторной областью, то есть метилирование является активным механизмом регуляции транскрипции этих генов, а не пассивным результатом отсутствия их транскрипции.

- Ген главной CG-специфической ДНК-метилтрансферазы MET1 имеет необычный характер метилирования, и его собственная экспрессия не регулируется метилированием.

- Гены всех главных ДНК-метилтрансфераз (MET1, CMT3 и DRM2) имеют неметилированные промоторы и, по-видимому, не регулируются метилированием ДНК.

- Гены MET2a, MET2b и MET3 избирательно экспрессируются в эндосперме и, по-видимому, являются компонентами особой системы метилирования ДНК, специфической для этого органа.

- Один и тот же ген у растений может быть метилирован одновременно по остаткам цитозина и аденина.

Впервые получены трансгенные растения, в которых экспрессия гена MET1 предсказуемым образом и на любой желаемой стадии развития может ингибироваться антисмысловыми конструктами под контролем индуцибельных промоторов.

Полученные в результате проведенных исследований новые знания представляют собой существенный вклад в фундаментальную эпигенетику растений и могут использоваться в сельскохозяйственной биотехнологии при получении растений с повышенной продуктивностью и/или устойчивостью к неблагоприятным внешним факторам.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Характер распределения метилированных сайтов CG и CHG в генах рРНК пшеницы различен. Сайты CG сильно метилированы по всей длине рДНК, за исключением избирательно недометилированной промоторной области. Сайты CHG метилированы существенно слабее, чем сайты CG, и равномерно по всей длине рДНК. Это свидетельствует о существовании у растений, как минимум, двух систем метилирования ДНК: CG-специфической и CHG-специфической.

2. Степень недометилирования промоторной области рДНК по сайтам CG изменяется при дифференцировке клеток, с возрастом и при действии света. Эти изменения коррелируют с уровнем экспрессии генов рРНК и, вероятно, связаны с регуляцией транскрипции.

3. С участками промоторной области генов рРНК специфически связываются различные ядерные белки. Метилирование единичных сайтов CG в определенных участках промоторной области подавляет специфическое связывание соответствующих белков. Это показывает, что локальное метилирование ДНК в промоторной области прямо регулирует транскрипцию.

4. Экспрессия трансгенных конструктов на основе участков кодирующей последовательности гена MET1 в антисмысловой ориентации заметно ингибирует экспрессию гена MET1 в растениях Arabidopsis thaliana, но не влияет на метилирование его промоторной области.

5. Экспрессия трансгенных конструктов на основе участков кодирующей последовательности гена MET1 в антисмысловой ориентации не влияет на экспрессию генов других ДНК-метилтрансфераз (CMT3 и DRM2) и метилирование их промоторных областей.

6. Гены MET2a, MET2b и MET3 избирательно экспрессируются в эндосперме и, по-видимому, являются компонентами особой системы метилирования ДНК, специфической для этого органа.

7. В ядерном геноме растений присутствуют метилированные остатки аденина, хотя и в очень небольшом количестве.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. ОСНОВНЫЕ ЗАКОНОМЕРНОСТИ МЕТИЛИРОВАНИЯ ДНК У РАСТЕНИЙ

Присутствие метилированных остатков цитозина (m5C) в ДНК растений впервые обнаружено более 60 лет назад (Wyatt, 1950). Данные о нуклеотидном составе ДНК растений в то время были очень скудными и по сути ограничивались ДНК зародышей пшеницы. Первое систематическое исследование в этой области в лаборатории профессора А.Н. Белозерского показало, что m5C является обязательным компонентом ДНК всех высших растений (Ванюшин и Белозерский, 1959). Оказалось, что содержание m5C у покрытосеменных растений, как правило, выше, чем у архегониальных, а у однодольных - выше, чем у двудольных. Таким образом, эта характеристика генома может иметь таксономическое значение. В отличие от ДНК бактерий, степень метилирования остатков цитозина в ДНК растений настолько высока, что во многих случаях m5C даже трудно рассматривать как минорное основание, поскольку его содержание сопоставимо с содержанием остатков цитозина. Существенно позже в ДНК высших растений были обнаружены метилированные остатки аденина (m6A) (Ванюшин и др., 1971; Бурьянов и др., 1972).

Длительное время происхождение метилированных оснований в ДНК оставалось неизвестным. Попытки обнаружить включение в ДНК in vivo радиоактивного m5C или его нуклеозидов успехом не увенчались (Сулимова и др., 1978). С обнаружением специфических ферментов, способных метилировать определенные остатки цитозина и аденина в ДНК у бактерий (Gold and Hurwitz, 1963), а позже и у эукариот, стало понятно, что m5C и m6A появляются в ДНК в результате энзиматического метилирования обычных оснований в составе самой ДНК. Тем не менее, специфичность метилирования ДНК и его функциональная роль у растений долгое время оставались неизученными. Довольно популярной была точка зрения, что минорные основания вообще не играют существенной биологической роли, поскольку в ДНК классического объекта генетики Drosophila melanogaster минорных оснований вообще не находили. Лишь относительно недавно m5C был обнаружен, хотя и в очень небольшом количестве, в геноме дрозофилы, и было показано, что он играет существенную роль в ее развитии (Gowher et al., 2000; Lyko et al., 2000).

С помощью анализа пиримидиновых изоплит в годы, когда еще не были разработаны методы секвенирования, было показано, что остатки m5C в ДНК пшеницы локализованы в последовательностях Pu-m5C-Pu, Pu-m5C-T-Pu, Pu-m5C-C-Pu и Pu-m5C-m5C-Pu (Кирнос и др., 1981). Эти результаты согласуются с данными, полученными одновременно и независимо методом анализа ближайших соседей (Gruenbaum et al., 1981).

При выращивании культур клеток растений и животных до избыточной плотности наблюдается любопытный эффект остановки синтеза ДНК на стадии фрагментов Оказаки. Оказалось, что эти фрагменты содержат m5C (Башките и др., 1980; Kiryanov et al., 1980). По мнению авторов это может означать, что ДНК-метилтрансфераза является составной частью репликативного комплекса. Фрагменты Оказаки отличаются от более длинных интермедиатов репликации и от зрелой ДНК специфичностью и степенью метилирования, а также чувствительностью к ингибиторам метилирования и ауксинам.

Долгое время считалось, что единственным бесспорно существующим способом удаления метилированных остатков является их пассивное «разбавление» при репликации ДНК в условиях, препятствующих ее поддерживающему метилированию. Полагали, например, что именно таким способом достигается глобальное деметилирование ДНК на ранних стадиях эмбриогенеза млекопитающих. И только в 2000 году, когда было показано, что деметилирование отцовских последовательностей ДНК происходит в первые часы после оплодотворения еще до начала первого раунда репликации ДНК, эта точка зрения подверглась серьезному пересмотру (Mayer et al., 2000; Oswald et al., 2000). Было доказано, что механизм активного, вероятно, энзиматического деметилирования ДНК существует и, что не менее важно, этот механизм может действовать избирательно, в данном случае на отцовскую ДНК, в результате чего возникает асимметрия в метилировании родительских геномов. Природа ферментов, участвующих в активном деметилировании ДНК у животных, долгое время не была выяснена и оставалась предметом активных споров (Ooi and Bestor, 2008; Fritz and Papavasiliou, 2010). Лишь относительно недавно было показано, что остатки m5C в клетках млекопитающих окисляются белками семейства TET до hm5C (5-hydroxymethylcytosine), который затем может либо дезаминироваться до hm5U дезаминазами AID (activation-induced cytosine deaminase) и APOBEC (apolipoprotein B mRNA-editing enzyme), либо подвергнуться дальнейшему окислению до f5C (5-formylcytosine) и ca5C (5-carboxylcytosine) (Gong and Zhu, 2011; He et al., 2011). Остатки hm5U и ca C затем удаляются ДНК-гликозилазой TDG (thymine DNA glycosylase), а образующиеся бреши репарируются системой эксцизионной репарации ДНК.

У растений механизмы активного деметилирования ДНК были выяснены существенно раньше и исследованы достаточно полно. Ген DEMETER (DME) впервые был обнаружен как локус, экспрессирующийся в центральной клетке женского гаметофита и необходимый для активации материнской копии импринтированного гена MEDEA (MEA) в эндосперме (Choi et al., 2002). Он кодирует большой белок, содержащий ДНК-гликозилазный домен и сигнал ядерной локализации. Напрашивалось предположение, что белок DME активирует ген MEA, вырезая какие-то метилированные остатки цитозина. Эта очевидная мысль на первый взгляд

противоречила результатам исследования метилирования гена MEA: оказалось, что он не содержит метилированных остатков. Тем не менее, позже было доказано, что первичная активация материнской копии гена MEA достигается именно таким способом: DME обладает т5С-специфической ДНК-гликозилазной активностью и удаляет остатки m5C из двух компактных участков ДНК, расположенных выше и ниже кодирующей последовательности материнской копии гена MEA (Gehring et al., 2006).

Еще одна т5С-специфическая ДНК-гликозилаза ROS1 (repressor of silencing 1) была обнаружена при изучении мутаций, приводящих к инактивации (сайленсингу) стабильно экспрессирующегося чувствительного к стрессу трансгена-репортера RD29A-LUC и эндогенного гена RD29A в растениях арабидопсиса (Gong et al., 2002). К удивлению авторов на экспрессию многих других генов, в том числе и чувствительных к стрессу, эта мутация не влияла. Инактивация RD29A и RD29A-LUC у мутантов rosi происходила в результате гиперметилирования их промоторов под действием малой РНК, закодированной в повторяющихся последовательностях трансгена RD29A-LUC. В отсутствии этого трансгена экспрессия эндогенного локуса RD29A у мутантов была совершенно нормальной. Тем не менее, в последовательных инбредных поколениях у таких мутантных растений наблюдалось прогрессивное накопление определенных фенотипических аномалий (слишком раннее цветение, нарушения морфологии цветка, уменьшенный рост растений и т.п.). Как и ген DME, ROSi кодирует ядерный белок с доменом ДНК-гликозилазы, но, в отличие от DME, он экспрессируется во всех тканях растения. Анализ локусов, метилирование которых увеличивается в нуль-мутантных по гену ROSi растениях, показал, что преимущественными мишенями этой ДНК-деметилазы являются CG-богатые последовательности, являющиеся потенциальными мишенями РНК-направляемого метилирования ДНК (RdDM - RNA directed DNA methylation): гены мультигенных семейств с высокой степенью взаимной гомологии, повторяющиеся последовательности и транспозоны, расположенные по соседству с генами (Qian et al., 2012). Очевидно, в растениях дикого типа постоянная активность ROS1 и, возможно, других ДНК-деметилаз препятствует как метилированию самих этих последовательностей, так и распространению метилирования с них на близлежащие гены. Рекрутирование ROS1 к локусам-мишеням осуществляется с помощью мультибелкового комплекса, включающего т5С-ДНК-связывающий белок MBD7 и белки IDM1 (increased DNA methylation 1), IDM2 и IDM3 (Qian et al., 2012; Lang et al., 2015; Wang et al., 2015). Белок IDM1 содержит т5С-ДНК-связывающий домен (MBD), домен с PHD (Plant homeodomain)-«пальцами» и N-ацетилтрансферазный домен (Qian et al., 2012). Его PHD-домен специфически связывается с N-концевыми «хвостами» гистона H3, причем это связывание ингибируется метилированием по 4-му остатку лизина (H3K4me2 и H3K4me3), но не метилированием по 9-

му остатку лизина (H3K9me2). Главным субстратом N-ацетилтрансферазного домена IDM1 в молекуле гистона H3 являются 18-й и 23-й остатки лизина. Анализ ДНК-метиломов мутантов rosl, в которых инактивирован ROS1-зависимый путь деметилирования ДНК, и комбинированных мутантов rosl nrpdl, в которых инактивирован и ROS1-зависимый путь деметилирования ДНК, и РНК-направляемое метилирование ДНК, показал, что в геноме арабидопсиса мишенями ROS1 являются тысячи генов, являющихся также мишенями RdDM, и более тысячи генов, которые метилируются не зависящим от RdDM механизмом (Tang et al., 2016). Сравнение ДНК-метиломов мутантов и растений дикого типа показало, что мишенями ROS1 являются повторяющиеся последовательности и транспозоны, метилированные по сайтам всех трех типов и расположенные по отношению к генам ближе, чем транспозоны, не являющиеся мишенями ROS1. Транскрипция гена ROS1 зависит от метилирования транспозона helitron в промоторной области ROS1: при активной транскрипции транспозона экспрессия ROS1 подавляется, при метилировании промотора helitron его активность ингибируется, а транскрипция ROS1, наоборот, стимулируется (Lei et al., 2015). При мутациях, подавляющих активность пути RdDM, таких как nrpdl, происходит активация helitron и ингибирование ROS1. Этим можно объяснить «парадоксальный» эффект гиперметилирования многих локусов генома при таких мутациях. Очевидно, метилирование этих локусов осуществляется другими путями, не связанными с RdDM, а в растениях дикого типа их метилированию препятствует активность ROS1. Таким образом, характер метилирования генома определяется не только работой систем метилирования ДНК, как считалось ранее, но и соотношением активностей систем метилирования и деметилирования в разных локусах.

Белки DME и ROS1 являются настоящими ДНК-гликозилазами, удаляющими остатки m5C из метилированных олигонуклеотидных субстратов (Morales-Ruiz et al., 2006). Оба белка проявляют выраженное предпочтение в отношении метилированных динуклеотидов CG, но обладают достаточно высокой активностью и в отношении метилированных сайтов CHG и CHH. В аналогичных последовательностях, содержащих неправильные пары T:G (mismatches), они удаляют остатки T, но эта активность гораздо слабее, чем деметилирующая. У арабидопсиса найдено еще два гена, кодирующих гомологичные DME белки - DML2 и DML3 (DEMETER-LIKE 2 и 3) (рис.1). Эти белки также оказались m5C-специфическими ДНК-гликозилазами, активность которых необходима для «правильного» метилирования многих генов (Penterman et al., 2007; Ortega-Galisteo et al., 2008). В отличие от ДНК-гликозилазы TDG животных, ДНК-деметилазы растений узнают и удаляют из ДНК непосредственно m5C. Они используют бифункциональный гликозилазно-лиазный механизм, расщепляя сначала гликозидную связь между азотистым основанием и дезоксирибозой, а затем фосфодиэфирные связи с обеих сторон от образовавшегося апиримидинового сайта (Р,5-элиминация), что

приводит к образованию однонуклеотидной бреши в цепи ДНК (А^ й а1., 2006; ОеЬпп§ е1 а1., 2006). Помимо гликозилазного домена, ДНК-деметилазы растений содержат два дополнительных домена, не обнаруженных в других белках.

Рисунок 1 - Семейство генов ДНК-деметилаз Arabidopsis ЛаНапа (РеШегтап et а!., 2007, с изменениями). Голубым цветом обозначены экзоны, кодирующие ДНК-гликозилазный домен, розовым и оранжевым - другие консервативные для данного семейства домены, черным - вариабельные участки.

1.2. ДЕЙСТВИТЕЛЬНО ЛИ МЕТИЛИРОВАНИЕ ДНК ВАЖНО ДЛЯ РАСТЕНИЙ?

Сегодня можно считать хорошо установленным участие цитозинового метилирования ДНК растений в таких процессах как эпигенетическая инактивация трансгенов (Matzke and Matzke, 1995), повторяющихся генов (Bender and Fink, 1995; Ronchi et al., 1995) и транспозонов (Brutnell and Dellaporta, 1994; Martienssen and Baron, 1994; Schlappi et al., 1994). Большая часть данных в этой области получена методами генетического анализа.

У первых мутантов модельного растения Arabidopsis thaliana с устойчиво уменьшенной степенью метилирования ДНК гопометилирование затрагивало в равной мере сайты CG и CHG, причем суммарный уровень метилирования остатков цитозина у них был примерно на 70% ниже, чем у исходных растений дикого типа (Vongs et al., 1993; Kakutani et al., 1995). Мутантный локус был обозначен как DDM1 (от decrease in DNA methylation). Первичный фенотипический анализ мутантных растений не обнаружил сколько-нибудь заметных морфологических аномалий. Это казалось удивительным в свете данных, полученных незадолго до этого в экспериментах на животных: аналогичные по масштабам гипометилирования ДНК мутанты мышей погибали в раннем эмбриогенезе (Li et al., 1992). Последующий более тщательный фенотипический и биохимический анализ мутантов ddml

позволил установить два важных обстоятельства. Во-первых, уровень CG- и CHG-специфической ДНК-метилазной активности при этой мутации не изменяется: очевидно, локус DDM1 не кодирует ДНК-метилтрансферазу. Во-вторых, эта мутация все-таки приводит к определенным фенотипическим аномалиям: изменениям формы листа, повышению числа стеблевых листьев, более позднему цветению и некоторым другим. Особенно выражены эти аномалии в гомозиготных линиях мутантов, размножаемых путем самоопыления (Kakutani et al., 1996). Появление первых заметных аномалий четко совпадает с мутацией ddml, причем сходные морфологические аномалии наблюдаются у мутантов ddml в разных генетических контекстах - как минимум, у экотипов Columbia и Landsberg erecta. Одни и те же дефекты развития имеют тенденцию повторяться у растений разных независимо возникших линий ddml и углубляться в последовательных поколениях растений самоопыляемых гомозиготных мутантных линий. К шестому поколению практически у всех растений наблюдаются аномалии апикального доминирования, укорочение междоузлий, запоздалое цветение, уменьшение размера листьев, увеличение числа стеблевых листьев, сниженная фертильность. В отдельных линиях наблюдаются аномалии в морфологии цветка, стерильность и повышенная летальность на ранних стадиях прорастания. И хотя наборы фенотипических изменений различаются у растений разных гомозиготных линий, некоторые аномалии часто сопутствуют друг другу. Одна из часто наблюдаемых комбинаций включает повышение степени апикального доминирования, увеличение числа стеблевых листьев и запоздалое цветение, другая -снижение степени апикального доминирования, скрученные листья и маленький размер растения («шаровидный» синдром). При скрещивании мутантов с растениями дикого типа шаровидный синдром наследуется как полудоминантный моногенный признак: растения первого поколения имеют нормальный или слабо выраженный шаровидный фенотип. При их самоопылении во втором поколении происходит расщепление на группы с нормальным, промежуточным и сильно выраженным шаровидным фенотипом в соотношении 1:2:1. Принципиальной находкой этих исследований является независимое наследование шаровидного фенотипа и вызвавшей его мутации ddml. При самоопылении гетерозиготных растений DDMl/ddml с сильно выраженным шаровидным фенотипом было получено несколько гомозиготных линий дикого типа (DDMl/DDMl). Тем не менее, они не только имели тот же «мутантный» фенотип, но и передавали его дочерним растениям в течение как минимум трех поколений. Аналогичная картина наблюдалась и для другого сложного фенотипа, "clam", характеризующегося мелкими компактными розетками, укороченными междоузлиями и сниженной фертильностью. Этот фенотип наследуется как рецессивный моногенный признак.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Ашапкин, Василий Васильевич, 2017 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Александрушкина Н.И., Кудряшова И.Б., Кирнос М.Д., Ванюшин Б.Ф. (1990) Синтез и метилирование по адениновым остаткам "тяжелых" мини-плазмид митохондриальной ДНК в колеоптиле и листе проростков пшеницы: влияние фитогормонов. Биохимия 55, 2038-2045.

2. Башките Е.А., Кирнос М.Д., Кирьянов Г.И., Александрушкина Н.И., Ванюшин Б.Ф. (1980) Репликация и метилирование ДНК в клетках суспензионной культуры табака и влияние ауксина. Биохимия 45, 1448-1456.

3. Бурьянов Я.И., Ерошина Н.В., Вагабова Л.М., Ильин А.В. (1972) О нахождении 6-метиламинопурина в ДНК пыльцы высших растений. Доклады АН СССР 206, 992-994.

4. Ванюшин Б.Ф. и Белозерский А.Н. (1959) Нуклеотидный состав дезоксирибонуклеиновых кислот высших растений. Докл. АН СССР 129, 944-946.

5. Ванюшин Б.Ф., Кадырова Д.Х., Каримов Х.Х., Белозерский А.Н. (1971) Минорные основания в ДНК высших растений. Биохимия 36, 1251-1258.

6. Дьяченко О.В., Захарченко Н.С., Шевчук Т.В., Бонерт Х., Кушман Дж., Бурьянов Я.И. (2006) Гиперметилирование CCWGG-последовательностей в ДНК растений Mesembryanthemum crystallinum при их адаптации к солевому стрессу. Биохимия 71, 570-575.

7. Кирнос М.Д., Александрушкина Н.И., Ванюшин Б.Ф. (1981) 5-метилцитозин в пиримидиновых последовательностях ДНК растений и животных: специфичность метилирования. Биохимия 46, 1458-1474.

8. Кирнос М.Д., Волкова С.А., Ганичева Н.И., Кудряшова И.Б., Ванюшин Б.Ф. (1983) Синхронный синтез ДНК в колеоптиле и первом листе развивающихся этиолированных проростков пшеницы: природа и соотношение синтеза ядерной и митохондриальной ДНК. Биохимия 43, 1587-1595.

9. Кирнос М.Д., Александрушкина Н.И., Горемыкин В.В., Кудряшова И.Б., Ванюшин Б.Ф. (1992) "Тяжелая" митохондриальная ДНК у высших растений. Биохимия 57, 1566-1573.

10. Сулимова Г.Е., Ванюшин Б.Ф., Хвойка Л.А., Фридрих А., Булгаков Р., Черны Б. (1978) О невозможности включения 5-метилцитозина и его нуклеозидов в ДНК высших растений. Биохимия 43, 240-245.

11. Шорнинг Б. Ю. и Ванюшин Б. Ф. (2001) Предполагаемые ДНК-(амино)метилтрансферазы у эукариот. Биохимия 66, 929-939.

12. Agius F., Kapoor A., and Zhu J.-K. (2006) Role of the Arabidopsis DNA glycosylase/lyase ROS1 in active DNA demethylation. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 103, 11796-11801.

13. Akimoto K., Katakami H., Kim H.J., Ogawa E., Sano C.M., Wada Y., Sano H. (2007) Epigenetic inheritance in rice plants. Ann. Bot. 100, 205-217.

14. Albalat R. (2008) Evolution of DNA-methylation machinery: DNA methyltransferases and methyl-DNA binding proteins in the amphioxus Branchiostoma floridae. Dev. Genes Evol. 218, 691-701.

15. Albalat R., Marti-Solans J., and Canestro C. (2012) DNA methylation in amphioxus: from ancestral functions to new roles in vertebrates. Brief. Funct. Genomics 11, 142-155.

16. Alvarez-Venegas R., Pien S., Sadder M., Witmer X., Grossniklaus U., and Avramova Z. (2003) ATX-1, an Arabidopsis homolog of Trithorax, activates flower homeotic genes. Curr. Biol. 13, 627-637.

17. Ammermann D., Steinbruck G., Baur R., and Wohlert H. (1981) Methylated bases in the DNA of the ciliate Stylonychia mytilus. Eur. J. Cell Biol. 24, 154-156.

18. Aranyi T., Varadi A., Simon I., and Tusnady G.E. (2006) The BiSearch web server. BMC Bioinformatics 7, 431.

19. Arnaud P., Goubely C., Pelissier T., and Deragon J.M. (2000) SINE retroposons can be used in vivo as nucleation centers for de novo methylation. Mol. Cell Biol. 20, 3434-3441.

20. Babinger P., Kobl I., Mages W., and Schmitt R. (2001) A link between DNA methylation and epigenetic silencing in transgenic Volvox carteri. Nucl. Acids Res. 29, 1261-1271.

21. Bading H. (1988) Determination of the molecular weight of DNA-bound protein(s) responsible for gel electrophoretic mobility shift of linear DNA fragments examplified with purified viral myb protein. Nucl. Acids Res. 16, 5241-5248.

22. Bakeeva L.E., Kirnos M.D., Aleksandrushkina N.I., et al. (1999) Subcellular reorganization of mitochondria producing heavy DNA in aging wheat coleoptiles. FEBS Lett. 457, 122-125.

23. Barker R.F., Harberd N.P., Jarvist M.G. and Flavell R.B. (1988) Structure and evolution of the intergenic region in a ribosomal DNA repeat unit of wheat. J. Mol. Biol. 201, 1-17.

24. Barras F. and Marinus M.G. (1989) The great GATC: DNA methylation in E. coli. Trends Genet. 5, 139-145.

25. Bartee, L., Malagnac, F. & Bender, J. (2001) Arabidopsis cmt3 chromomethylase mutations block non-CG methylation and silencing of an endogenous gene. Genes Dev. 15, 1753— 1758

26. Baumbusch L.O., Thorstensen T., Krauss V., et al. (2001) The Arabidopsis thaliana genome contains at least 29 active genes encoding SET domain proteins that can be assigned to four evolutionarily conserved classes. Nucl. Acids Res. 29, 4319-4333.

27. Becker C., Hagmann J., Muller J., Koenig D., Stegle O., Borgwardt K., and Weigel D. (2011) Spontaneous epigenetic variation in the Arabidopsis thaliana methylome. Nature 480, 245-249.

28. Bender J. and Fink G.R. (1995) Epigenetic control of an endogenous gene family is revealed by a novel blue fluorescent mutant of Arabidopsis. Cell 83, 725-734.

29. Bernstein B.E., Kamal M., Lindblad-Toh K., et al. (2005) Genomic maps and comparative analysis of histone modifications in human and mouse. Cell 120, 169-181.

30. Berr A., Shafiq S., and Shen W.-H. (2011) Histone modifications in transcriptional activation during plant development. Biochim. Biophys. Acta 1809, 567-576.

31. Bestor T. and Ingram V. (1983) Two DNA methyltransferases from murine erythroleukemia cells: Purification, sequence specificity, and mode of interaction with DNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 80, 5559-5563.

32. Bestor T., Laudano A., Mattaliano R., and Ingram V. (1988) Cloning and sequencing of a cDNA encoding DNA methyltransferase of mouse cells. The carboxyl-terminal domain of the mammalian enzymes is related to bacterial restriction methyltransferases. J. Mol. Biol. 203, 971-983.

33. Blundy K.S., Cullis C.A., Hepburn A.J. (1987) Ribosomal DNA methylation in a flax genotroph and a crown gall tumour. Plant Mol. Biol. 8, 217-225.

34. Brodzik R. and Hennig J. (1998) Adenine methylation of GATC sequences regulates activity of tobacco PR-1 and PR-2 promoters in electroporated protoplasts. Plant Physiol. Biochem. 36, 401-406.

35. Bromberg S., Pratt K., and Hattman S. (1982) Sequence specificity of the DNA adenine methylase in the protozoan Tetrahymena thermoiphila. J. Bacteriol. 150, 993-996.

36. Brutnell T.P. and Dellaporta S.L. (1994) Somatic inactivation and reactivation of Ac associated with changes in cytosine methylation and transposase expression. Genetics 138, 213-225.

37. Bujnicki J.M. and Radlinska M. (1999) Is the HemK family of putative S-adenosylmethionine-dependent methyltransferases a "missing" Z subfamily of adenine methyltransferases? A hypothesis. IUBMB Life 48, 247-249.

38. Bujnicki J.M., Feder M., Ayres C.L., and Redman K.L. (2004) Sequence-structure-function studies of tRNA:m5C methyltransferase Trm4p and its relationship to DNA:m5C and RNA:m5U methyltransferases. Nucl. Acids Res. 32, 2453-2463.

39. Bushell C., Spielman M., and Scott R.J. (2003) The basis of natural and artificial postzygotic hybridization barriers in Arabidopsis species. Plant Cell 15, 1430-1442.

40. Callebaut I., Courvalin J.C., and Mornon J.P. (1999) The BAH (bromo-adjacent homology) domain: A link between DNA methylation, replication and transcriptional regulation. FEBS Lett. 446, 189-193.

41. Canestro C., Yokoi H., and Postlethwait J.H. (2007) Evolutionary developmental biology and genomics. Nature Rev. Genet. 8, 932-942.

42. Cao X., Springer N.M., Muszynskil M.G., Phillips R.L., Kaeppler S., and Jacobsen S.E. (2000) Conserved plant genes with similarity to mammalian de novo DNA methyltransferases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97, 4979-4984.

43. Cao X. and Jacobsen S.E. (2002a) Locus-specific control of asymmetric and CpNpG methylation by the DRM and CMT3 methyltransferase genes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99, Suppl 4, 16491-16498.

44. Cao X. and Jacobsen S.E. (2002b) Role of the Arabidopsis DRM methyltransferases in de novo DNA methylation and gene silencing. Curr. Biol. 12, 1138-1144.

45. Cao X., Aufsatz W., Zilberman D., Mette M.F., Huang M.S., Matzke M., and Jacobsen S.E. (2003) Role of the DRM and CMT3 methyltransferases in RNA-directed DNA methylation. Curr. Biol. 13, 2212-2217.

46. Cavalli G. and Paro R. (1998) Chromo-domain proteins: linking chromatin structure to epigenetic regulation. Curr. Opin. Cell Biol. 10, 354-360.

47. Chan S.W., Zilberman D., Xie Z., Johansen L.K., Carrington J.C., and Jacobsen S.E. (2004) RNA silencing genes control de novo DNA methylation. Science 303, 1336.

48. Chan S.W., Henderson I.R., and Jacobsen S.E. (2005) Gardening the genome: DNA methylation in Arabidopsis thaliana. Nature Rev. Genet. 6, 351-360.

49. Chan S.W.L., Zhang X., Bernatavichute Y.V., and Jacobsen S.E. (2006a) Two-step recruitment of RNA-directed DNA methylation to tandem repeats. PLoSBiol. 4, e363.

50. Chan S.W.L., Henderson I.R., Zhang X., Shah G., Chien J.S., and Jacobsen S.E. (2006b) RNAi, DRD1, and histone methylation actively target developmentally important non-CG DNA methylation in Arabidopsis. PLoS Genet. 2, e83.

51. Charles M.P., Ravanat J.L., Adamski D., et al. (2004) N(6)-Methyldeoxyadenosine, a nucleoside commonly found in prokaryotes, induces C2C12 myogenic differentiation. Biochem. Biophys. Res. Communs. 314, 476-482.

52. Chen P., Jäger G., and Zheng B. (2010) Transfer RNA modifications and genes for modifying enzymes in Arabidopsis thaliana. BMC Plant Biol. 10, 201.

53. Cheng X., Kumar S., Posfai J., Pflugrath J.W., and Roberts R.J. (1993) Crystal structure of the Hhal DNA methyltransferase complexed with S-adenosyl-L-methionine. Cell 74, 299-307.

54. Cheng X. and Roberts R.J. (2001) AdoMet-dependent methylation, DNA methyltransferases and base flipping. Nucl. Acids Res. 29, 3784-3795.

55. Cheung P. and Lau P. (2005) Epigenetic regulation by histone methylation and histone variants. Mol. Endocrinol. 19, 563-573.

56. Choi Y., Gehring M., Johnson L., et al. (2002) DEMETER, a DNA glycosylase domain protein, is required for endosperm gene imprinting and seed viability in Arabidopsis. Cell 110, 33-42.

57. Chomozynski P., Sacchi N. (1987) Single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction. Anal. Biochem. 162, 156-159.

58. Clough S.J. and Bent A.F. (1998) Floral dip: a simplified method for Agrobacterium-mediated transformation of Arabidopsis thaliana. Plant J. 16, 735-743.

59. Cokus S.J., Feng S., Zhang X., et al. (2008) Shotgun bisulphite sequencing of the Arabidopsis genome reveals DNA methylation patterning. Nature 452, 215-219.

60. Colot V. and Rossignol J.L. (1999) Eukaryotic DNA methylation as an evolutionary device. Bioessays 21, 402-411.

61. Costa-Nunes P., Kim J.Y., Hong E. and Pontes O. (2014) The cytological and molecular role of DOMAINS REARRANGED METHYLTRANSFERASE3 in RNA-dependent DNA methylation of Arabidopsis thaliana. BMC Research Notes 7, 721.

62. Cubas P., Vincent C., and Coen E. (1999) An epigenetic mutation responsible for natural variation in floral symmetry. Nature 4G1, 157-1б1.

63. Cuerda-Gil D. and Slotkin R.K. (201б) Non-canonical RNA-directed DNA methylation. Nature Plants 2, doi: 10.1038/nplants.2016.163.

64. Cummings D.J., Tait A., and Godard J.M. (1974) Methylated bases in DNA from Paramecium aurelia. Biochim. Biophys. Acta 374, 1-11.

65. Deleris A., Greenberg M.V.C., Ausin I., et al. (2010) Involvement of a Jumonji-C domain-containing histone demethylase in DRM2-mediated maintenance of DNA methylation. EMBO Rep. 11, 950-955.

66. Dieguez M.J., Vaucheret H., Paszkowski J., and Mittelsten Scheid O. (1998) Cytosine methylation at CG and CNG sites is not a prerequisite for the initiation of transcriptional gene silencing in plants, but it is required for its maintenance. Mol. Gen. Genet. 259, 207-215.

67. Dodge JE., Ramsahoye B.H., Wo Z.G., Okano M., and Li E. (2002) De novo methylation of MMLV provirus in embryonic stem cells: CpG versus non-CpG methylation. Gene 2S9, 41-48.

68. Dong A., Yoder J.A., Zhang X., Zhou L., Bestor T.H., and Cheng X. (2001) Structure of human DNMT2, an enigmatic DNA methyltransferase homolog that displays denaturant-resistant binding to DNA. Nucl. Acids Res 29, 439-448.

69. Du J., Zhong X., Bernatavichute Y.V., et al. (2012) Dual binding of chromomethylase domains to H3K9me2-containing nucleosomes directs DNA methylation in plants. Cell 151, 1б7-180.

70. Dunn D.B. and Smith J.D. (1955) Occurrence of a new base in the deoxyribonucleic acid of a strain of Bacterium coli. Nature 175, 336-337.

71. Eichinger L., Pachebat J.A., Glöckner G., et al. (2005) The genome of the social amoeba Dictyostelium discoideum. Nature 435, 43-57.

72. Ellis T.H.N., Goldsbrough P.B., Castleton J.A. (1983) Transcription and methylation of flax rDNA. Nucl. Acids Res. 11, 3047-3064.

73. Fantappie M.R., Gimba E.R., and Rumjanek F.D. (2001) Lack of DNA methylation in Schistosoma mansoni. Exp Parasitol 98, 162-166.

74. Fedoreyeva L.I. and Vanyushin B.F. (2002) N6-adenine DNA-methyltransferase in wheat seedlings. FEBSLett. 514, 305-308.

75. Feng S., Cokus S.J., Zhang X., et al. (2010) Conservation and divergence of methylation patterning in plants and animals. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 107, 8689-8694.

76. Figaro S., Scrima N., Buckingham R.H., and Heurgue-Hamard V. (2008) HemK2 protein, encoded on human chromosome 21, methylates translation termination factor eRF1. FEBS Lett. 582, 2352-2356.

77. Finnegan E.J. and Dennis E.S. (1993) Isolation and identification by sequence homology of a putative cytosine methyltransferase from Arabidopsis thaliana. Nucl. Acids Res. 21, 2383-2388.

78. Finnegan E.J. and Kovac K.A. (2000) Plant DNA methyltransferases. Plant Mol. Biol. 43, 189-210.

79. Finnegan E.J., Peacock W.J., and Dennis E.S. (1996) Reduced DNA methylation in Arabidopsis thaliana results in abnormal plant development. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93, 84498454.

80. Finnegan E.J., Genger R.K., Kovac K., Peacock W.J., and Dennis, E.S. (1998) DNA methylation and the promotion of flowering by vernalization. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95, 58245829.

81. Fischle W., Wang Y., Jacobs S.A., Kim Y., Allis C.D., and Khorasanizadeh S. (2003) Molecular basis for the discrimination of repressive methyl-lysine marks in histone H3 by Polycomb and HP1 chromodomains. Genes Develop. 17, 1870-1881.

82. Fisher O., Siman-Tov R., and Ankri S. (2004) Characterization of cytosine methylated regions and 5-cytosine DNA methyltransferase (Ehmeth) in the protozoan parasite Entamoeba histolytica. Nucl. Acids Res. 32, 287-297.

83. Flavell R.B., O'Dell M., Thompson W. F., Vincentz M., Sardana R., and Barker R. F. (1986) The differential expression of ribosomal RNA genes. Phil. Trans. R. Soc. Lond. B 314, 385397.

84. Flavell R.B., O'Dell M., Thompson W. F. (1988) Regulation of cytosine methylation in ribosomal DNA and nucleolus organizer expression in wheat. J. Mol. Biol. 204, 523-534.

85. Flavell R.B., O'Dell M. (1990) Variation and inheritance of cytosine methyiation patterns in wheat at the high molecular weight giutenin and ribosomal RNA gene loci. Development Suppl., 15-20.

86. Foster P.G., Nunes C.R., Greene P., Moustakas D., and Stroud R.M. (2003) The first structure of an RNA m5C methyltransferase, Fmu, provides insight into catalytic mechanism and specific binding of RNA substrate. Structure 11, 1609-1620.

87. Fransz P.F., Armstrong S., de Jong J.H., et al. (2000) Integrated cytogenetic map of chromosome arm 4S of A. thaliana: structural organization of heterochromatic knob and centromere region. Cell 100, 367-376.

88. Fritz E.L. and Papavasiliou F.N. (2010) Cytidine deaminases: AIDing DNA demethylation? Genes Dev. 24, 2107-2114.

89. Fu Y., Luo G.-Z., Chen K., et al. (2015) N6-Methyldeoxyadenosine marks active transcription start sites in Chlamydomonas. Cell 161, 879-892.

90. Fujimoto R., Sasaki T., Kudoh H., Taylor J.M., Kakutani T., Dennis E.S. (2011) Epigenetic variation in the FWA gene within the genus Arabidopsis. Plant J. 66, 831-843.

91. Gallagher T.F.and Ellis R.J. (1982) Light-stimulated transcription of genes for two chloroplast polypeptides in isolated pea leaf nuclei. EMBO J. 1, 1493-1498.

92. Gao Z., Liu H.L., Daxinger L., et al. (2010) An RNA polymerase II- and AGO4-associated protein acts in RNA-directed DNA methylation. Nature 465, 106-109.

93. Garg R., Kumari R., Tiwari S., and Goyal S. (2014) Genomic survey, gene expression analysis and structural modeling suggest diverse roles of DNA methyltransferases in legumes. PLoS ONE 9, e88947.

94. Gehring M., Huh J.H., Hsieh T.-F., et al. (2006) DEMETER DNA glycosylase establishes MEDEA Polycomb gene self-imprinting by allele-specific demethylation. Cell 124, 495506.

95. Gehring M., Bubb K.L., and Henikoff S. (2009) Extensive demethylation of repetitive elements during seed development underlies gene imprinting. Science 324, 1447-1451.

96. Gendrel A.-V., Lippman Z., Yordan C., Colot V., and Martienssen R.A. (2002) Dependence of heterochromatic histone H3 methylation patterns on the Arabidopsis gene DDM1. Science 297, 1871-1873.

97. Genger, R.K., Kovac, K.A., Dennis, E.S., Peacock, W.J. & Finnegan, E.J. (1999) Multiple DNA methyltransferase genes in Arabidopsis thaliana. Plant Mol. Biol. 41, 269-278.

98. Gerlach W.L. and Bedbrook J.R. (1979) Cloning and characterization of ribosomal RNA genes from wheat and barley. Nucl. Acids Res. 7, 1869-1885.

99. Gold, M., & Hurwitz, J. (1963). The enzymatic methylation of the nucleic acids. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 28, 149-156.

100. Goldman M.A., Holmquist G.P., Gray M.C., Caston L.A., Nag A. (1984) Replication timing of genes and middle repetitive sequences. Science 224, 686-692.

101. Goll M.G. and Bestor T.H. (2005) Eukaryotic cytosine methyltransferases. Annu. Rev. Biochem. 74, 481-514.

102. Goll M.G., Kirpekar F., Maggert K.A., et al. (2006) Methylation of tRNAAsp by the DNA methyltransferase homolog Dnmt2. Science 311, 395-398.

103. Gong Z., Morales-Ruiz T., Ariza R.R., et al. (2002) ROS1, a repressor of transcriptional gene silencing in Arabidopsis, encodes a DNA glycosylase/lyase. Cell 111, 803-814.

104. Gong Z., Zhu J.-K. (2011). Active DNA demethylation by oxidation and repair. Cell Res. 21, 1649-1651.

105. Goodrich J., Puangsomlee P., Martin M., et al. (1997) Polycomb-group gene regulates homeotic gene expression in Arabidopsis. Nature 386, 44-51.

106. Gorovsky M.A., Hattman S., and Pleger, G.L. (1973) [N6]methyladenine in the nuclear DNA of eucaryote, Tetrahymena pyrifirmis. J. Cell Biol. 56, 697-701.

107. Gou D., Rubalcava M., Sauer S., et al. (2010) SETDB1 is involved in postembryonic DNA methylation and gene silencing in Drosophila. PLoS ONE 5, e10581.

108. Gowher H., Leismann O., and Jeltsch A. (2000) DNA of Drosophila melanogaster contains 5-methylcytosine. EMBO J 19, 6918-6923.

109. Graham M.W. and Larkin P.J. (1995) Adenine methylation at dam sites increases transient gene expression in plant cells. Transgenic Res. 4, 324-331.

110. Greer E.L., Blanco M.A., Gu L., et al. (2015) DNA methylation on N6-adenine in C. elegans. Cell 161, 868-878.

111. Grossniklaus U., Vielle-Calzada J.-P., Hoeppner M.A., and Gagliano W.B. (1998) Maternal control of embryogenesis by MEDEA, a Polycomb group gene in Arabidopsis. Science 280, 446-450.

112. Gruenbaum, Y., Naveh-Many, T. & Cedar, H. (1981) Sequence specificity of methylation in higher plant DNA. Nature 292, 860-862.

113. Grunau C., Schattevoy R., Mache N., and Rosenthal A. (2000) MethTools - a toolbox to visualize and analyze DNA methylation data. Nucl. Acids Res. 28, 1053-1058.

114. Gu T., Ren S., Wang Y., Han Y., and Li Y. (2016) Characterization of DNA methyltransferase and demethylase genes in Fragaria vesca. Mol. Genet. Genomics 291, 1333-1345.

115. Guilfoyle, T.J., Suzich, J.A., and Lindberg, M. (1986) Synthesis of 5S rRNA and putative precursor tRNAs in nuclei isolated from wheat embryos. Plant Mol. Biol. 7, 95-104.

116. Gutierrez A. and Sommer R.J. (2004) Evolution of dnmt-2 and mbd-2--like genes in the free-living nematodes Pristionchus pacificus, Caenorhabditis elegans and Caenorhabditis briggsae. Nucl. Acids Res. 32, 6388-6396.

117. Gutierrez J.C., Callejas S., Borniquel S., and Martin-Gonzalez A. (2000) DNA methylation in ciliates: implications in differentiation processes. Int. Microbiol. 3, 139-146.

118. Haag J.R., Brower-Toland B., Krieger E.K., et al. (2014) Functional diversification of maize RNA polymerase IV and V subtypes via alternative catalytic subunits. Cell Rep. 9, 378-390.

119. Hamilton A.J. and Baulcombe D.C. (1999) A species of small antisense RNA in posttranscriptional gene silencing in plants. Science 286, 950-952.

120. Harrison G.S., Findly R.C., and Karrer K.M. (1986) Site-specific methylation of adenine in the nuclear genome of a eukaryote, Tetrahymena thermophila. Mol. Cell Biol. 6, 23642370.

121. Hashida S.N., Kitamura K., Mikami T., and Kishima Y. (2003) Temperature shift coordinately changes the activity and the methylation state of transposon Tam3 in Antirrhinum majus. Plant Physiol 132, 1207-1216.

122. Hattman S., Kenny C., Berger L., and Pratt K. (1978) Comparative study of DNA methylation in three unicellular eucaryotes. J Bacteriol 135, 1156-1157.

123. Hawkes E.J., Hennelly S.P., Novikova I.V., et al. (2016) COOLAIR antisense RNAs form evolutionarily conserved elaborate secondary structures. Cell Rep. 16, 3087-3096.

124. He X.-J., Hsu Y.-F., Zhu S., et al. (2009a) An effector of RNA-directed DNA methylation in Arabidopsis is an ARGONAUTE 4- and RNA-binding protein. Cell 137, 498-508.

125. He X.-J., Hsu Y.F., Zhu S., et al. (2009b) A conserved transcriptional regulator is required for RNA-directed DNA methylation and plant development. Genes Dev. 23, 2717-2722.

126. He Y.-F., Li B.-Z., Li Z. et al. (2011). Tet-mediated formation of 5-carboxylcytosine and its excision by TDG in mammalian DNA. Science 333, 1303-1307.

127. Helliwell C.A., Robertson M., Finnegan E.J., Buzas D.M., and Dennis E.S. (2011) Vernalization-repression of Arabidopsis FLC requires promoter sequences but not antisense transcripts. PLoS ONE 6, e21513.

128. Helliwell C.A., Anderssen R.S., Robertson M., and Finnegan E.J. (2015) How is FLC repression initiated by cold? Trends Plant Sci. 20, 76-82.

129. Hemleben V., Grierson D., Dertmann H. (1974) The use of equilibrium centrifugation in actinomycin-caesium chloride for the purification of ribosomal DNA. Plant Sci. Lett. 9, 129-135.

130. Henderson I.R., Deleris A., Wong. W, et al. (2010) The de novo cytosine methyltransferase DRM2 requires intact UBA domains and a catalytically mutated paralog DRM3 during RNA-directed DNA methylation in Arabidopsis thaliana. PLoS Genet. 6, e1001182.

131. Henikoff S. and Comai L. (1998) A DNA methyltransferase homologous with a chromodomain exists in multiple polymorphic forms in Arabidopsis. Genetics 149, 307-318.

132. Heo J.B. and Sung S. (2011) Vernalization-mediated epigenetic silencing by a long intronic noncoding RNA. Science 331, 76-79.

133. Hermann A., Schmitt S., and Jeltsch A. (2003) The human Dnmt2 has residual DNA-(cytosine-C5) methyltransferase activity. J. Biol. Chem. 278, 31717-31721.

134. Herr A.J. (2005) Pathways through the small RNA world of plants. FEBS Lett. 579, 5879-5888.

135. Herr A.J., Jensen M.B., Dalmay T., and Baulcombe D C. (2005) RNA polymerase IV directs silencing of endogenous DNA. Science 308, 118-120.

136. Hirochika H., Okamoto H., and Kakutani T. (2000) Silencing of retrotransposons in Arabidopsis and reactivation by the ddml mutation. Plant Cell 12, 357-369.

137. Holliday R. and Pugh J.E. (1975) DNA modification mechanisms and gene activity during development. Science 187, 226-232.

138. Honma T. and Goto K. (2001) Complexes of MADS-box proteins are sufficient to convert leaves into floral organs. Nature 409, 525-529.

139. Hsieh T.-F., Ibarra C.A., Silva P., et al. (2009) Genome-wide demethylation of Arabidopsis endosperm. Science 324, 1451-1454.

140. Hsieh T.-F., Shin J., Uzawa R., et al. (2011) Regulation of imprinted gene expression in Arabidopsis endosperm. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 108, 1755-1762.

141. Huang W., Xiong J., Yang Y., Liu S.-M., Yuan B.-F. and Feng Y.-Q. (2015) Determination of DNA adenine methylation in genomes of mammals and plants by liquid chromatography/mass spectrometry. RSC Adv. 5, 64046-64054.

142. Hung M.-S., Karthikeyan N., Huang B., Koo H.-C., Kiger J., and Shen C.-K.J. (1999) Drosophila proteins related to vertebrate DNA (5-cytosine) methyltransferases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96, 11940-11945.

143. Ito H., Gaubert H., Bucher E., Mirouze M., Vaillant I., Paszkowski J. (2011) An siRNA pathway prevents transgenerational retrotransposition in plants subjected to stress. Nature 472, 115-119.

144. Jackson J.P., Lindroth A.M., Cao X., and Jacobsen S.E. (2002) Control of CpNpG DNA methylation by the KRYPTONITE histone H3 methyltransferase. Nature 416, 556-560.

145. Jackson J.P., Johnson L., Jasencakova Z., et al. (2004) Dimethylation of histone H3 lysine 9 is a critical mark for DNA methylation and gene silencing in Arabidopsis thaliana. Chromosoma 112, 308-315.

146. Jacobsen S.E. and Meyerowitz E.M. (1997) Hypermethylated SUPERMAN epigenetic alleles in Arabidopsis. Science 277, 1100-1103.

147. Jacobsen S.E., Sakai H., Finnegan E.J., Cao X., and Meyerowitz E.M. (2000) Ectopic hypermethylation of flower-specific genes in Arabidopsis. Curr. Biol. 10, 179-186.

148. Jeddeloh J.A., Stokes T.L., and Richards E.J. (1999) Maintenance of genomic methylation requires a SWI2/SNF2-like protein. Nature Genet. 22, 94-97.

149. Jeltsch A. (2001) The cytosine N4-methyltransferase M.PvuII also modifies adenine residues. J. Biol. Chem. 382, 707-710.

150. Johnson L.M., Cao X., and Jacobsen S.E. (2002) Interplay between two epigenetic marks. DNA methylation and histone H3 lysine 9 methylation. Curr. Biol. 12, 1360-1367.

151. Johnson L.M, Bostick M., Zhang X., Kraft E., Henderson I., Callis J. and Jacobsen S.E. (2007) The SRA methylcytosine-binding domain links DNA and histone methylation. Curr. Biol. 17, 379-384.

152. Johnson L.M., Law J.A., Khattar A., Henderson I.R., Jacobsen S.E. (2008) SRA-domain proteins required for DRM2-mediated de novo DNA methylation. PLoS Genet. 4, e1000280.

153. Johnson L.M., Du J., Hale C.J. et al. (2014) SRA- and SET-domain-containing proteins link RNA polymerase V occupancy to DNA methylation. Nature 507, 124-128.

154. Jorgensen R.A., Cuellar R.E., Thompson W.F. and Kavanagh T.A. (1987) Structure and variation in ribosomal RNA genes of pea. Plant Mol. Biol. 8, 3-12.

155. Jullien P.E., Mosquna A., Ingouff M., et al. (2008) Retinoblastoma and its binding partner MSI1 control imprinting in Arabidopsis. PLoS Biol. 6, e194.

156. Jullien P.E., Susaki D., Yelagandula R., Higashiyama T. and Berger, F. (2012) DNA methylation dynamics during sexual reproduction in Arabidopsis thaliana. Curr. Biol. 22, 18251830.

157. Jurkowski T.P., Meusburger M., Phalke S., et al. (2008) Human DNMT2 methylates tRNAAsp molecules using a DNA methyltransferase-like catalytic mechanism. RNA 14, 1663-1670.

158. Kakutani T., Jeddeloh J.A., and Richards E.J. (1995) Characterization of an Arabidopsis thaliana DNA hypomethylation mutant. Nucl. Acids Res. 23, 130-137.

159. Kakutani T., Jeddeloh J.A., Flowers S.K., Munakata K., and Richards E.J. (1996) Developmental abnormalities and epimutations associated with DNA hypomethylation mutations. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93, 12406-12411.

160. Kankel M.W., Ramsey D.E., Stokes T.L., et al. (2003) Arabidopsis MET1 cytosine methyltransferase mutants. Genetics 163, 1109-1122.

161. Kanno T., Huettel B., Mette M.F., et al. (2005) Atypical RNA polymerase subunits required for RNA-directed DNA methylation. Nature Genet. 37, 761-765.

162. Kanno T., Bucher E., Daxinger L., et al. (2010) RNA-directed DNA methylation and plant development require an IWR1-type transcription factor. EMBO Rep. 11, 65-71.

163. Karrer K.M. and Van Nuland T.A. (1998) Position effect takes precedence over target sequence in determination of adenine methylation patterns in the nuclear genome of a eukayote, Tetrahymena thermophila. Nucl. Acids Res. 26, 4566-4573.

164. Karrer K.M. and Van Nuland T.A. (2002) Metthylation of adenine in the nuclear DNA of Tetrahymena is internucleosomal and independent of histone H1. Nucl. Acids Res. 30, 1364-1370.

165. Kawakatsu T., Huang S.C., Jupe F. et al. (2016) Epigenomic diversity in a global collection of Arabidopsis thaliana accessions. Cell 166, 492-505.

166. Kay P.H., Pereira E., Marlow S.A., Turbett G., Mitchell C.A., Jacobsen P.F., Holliday R., and Papadimitriou J.M. (1994) Evidence for adenine methylation within the mouse myogenic gene Myo-D1. Gene 151, 89-95.

167. Kim D.-H., Doyle M.R., Sung S., and Amasino R.M. (2009) Vernalization: winter and the timing of flowering in plants. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 25, 277-299.

168. Kim D.-H. and Sung S. (2012) Environmentally coordinated epigenetic silencing of FLC by protein and long noncoding RNA components. Curr. Opin. Plant Biol. 15, 51-56.

169. Kinoshita T., Miura A., Choi Y., et al. (2004) One-way control of FWA imprinting in Arabidopsis endosperm by DNA methylation. Science 303, 521-523.

170. Kirnos MD., Merkulova N.A., Borkhsenius S.N., and Vanyushin, B.F. (1980) Character of macronucleus DNA methylation in protozoan Tetrahymena pyriformis. Dokl. Akad. Nauk SSSR 255, 225-227.

171. Kirnos M.D., Alexandrushkina N.I., Zagorskaya G.Ya., Kireev I.I., and Vanyushin B.F. (1992) Superproduction of heavy minicircular mitochondrial DNA in aging wheat coleoptiles. FEBS Lett. 298, 109-112.

172. Kiryanov G. I., Kirnos M. D., Demidkina N. P., Alexandrushkina N. I., and Vanyushin B. F. (1980). Methylation of DNA in L cells on replication. FEBS Lett. 112, 225-228.

173. Kishimoto N., Sakai H., Jackson J., Jacobsen S.E., Meyerowitz E.M., Dennis E.S., and Finnegan E.J. (2001) Site specificity of the Arabidopsis METI DNA methyltransferase demonstrated through hypermethylation of the Superman locus. Plant. Mol. Biol. 46, 171-183.

174. Klimasauskas S., Kumar S., Roberts R.J., and Cheng X. (1994) HhaI methyltransferase flips its target base out of the DNA helix. Cell 76, 357-369.

175. Köhler C. and Kradolfer D. (2011) Epigenetic mechanisms in the endosperm and their consequences for the evolution of flowering plants. Biochim. Biophys. Acta 1809, 438-443.

176. Koziol M.J., Bradshaw C.R., Allen G.E., Costa A.S.H., Frezza C., and Gurdon J.B. (2016) Identification of methylated deoxyadenosines in vertebrates reveals diversity in DNA modifications. Nature Struct. Mol. Biol. 23, 24-30.

177. Kumar S., Cheng X., Klimasauskas S., Mi S., Posfai J., Roberts R.J., and Wilson G.G. (1994) The DNA (cytosine-5) methyltransferases. Nucl. Acids Res. 22, 1-10.

178. Kunert N., Marhold J., Stanke J., Stach D., and Lyko F. (2003) A Dnmt2-like protein mediates DNA methylation in Drosophila. Development 130, 5083-5090.

179. Lachner M., O'Sullivan R.J., and Jenuwein T. (2003) An epigenetic road map for histone lysine methylation. J. Cell Sci. 116, 2117-2124.

180. Lang Z., Lei M., Wang X., et al. (2015) The methyl-CpG-binding protein MBD7 facilitates active DNA demethylation to limit DNA hyper-methylation and transcriptional gene silencing. Mol. Cell 57, 971-983.

181. Lassner M., Anderson O., Dvorak J. (1987) Hypervariation associated with a 12-nucleotide direct repeat and inferences on intergenomic homogenization of ribosomal RNA gene spacers based on the DNA sequence of a clone from the wheat Nor-D3 locus. Genome 29, 770-781.

182. Lauria M., Rupe M., Guo M., et al. (2004) Extensive maternal DNA hypomethylation in the endosperm of Zea mays. Plant Cell 16, 510-522.

183. Law J.A. and Jacobsen S.E. (2010) Establishing, maintaining and modifying DNA methylation patterns in plants and animals. Nature Rev. Genet. 11, 204-220.

184. Law J.A., Ausin I., Johnson L.M., et al. (2010) A protein complex required for polymerase V transcripts and RNA-directed DNA methylation in Arabidopsis. Curr. Biol. 20, 951956.

185. Lawley P.D., Crathorn A.R., Shah S.A., and Smith B.A. (1972) Biomethylation of deoxyribonucleic acid in cultured human tumor cells (HeLa). Methylated bases other than 5-methylcytosine not detected. Biochem. J. 128, 133-138.

186. Lei M., Zhang H., Julian R., Tang K., Xie S., and Zhu J.-K. (2015) Regulatory link between DNA methylation and active demethylation in Arabidopsis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 112, 3553-3557.

187. Lewin, J., Schmitt, A.O., Adorjan, P., Hildmann, T. and Piepenbrock, C. (2004) Quantitative DNA methylation analysis based on four-dye trace data from direct sequencing of PCR amplificates. Bioinformatics 20, 3005-3012.

188. Li C.F., Pontes O., El-Shami M., et al. (2006) An ARGONAUTE4-containing nuclear processing center colocalized with Cajal bodies in Arabidopsis thaliana. Cell 126, 93-106.

189. Li E., Bestor T.H., and Jaenisch R. (1992) Targeted mutation of the DNA methyltransferase gene results in embryonic lethality. Cell 69, 915-926.

190. Lin M.-J., Tang L.-Y., Reddy M.N., and Shen C.-K.J. (2005) DNA methyltransferase gene dDnmt2 and longevity of Drosophila. J. Biol. Chem. 280, 861-864.

191. Lindroth A.M., Cao X., Jackson J.P., Zilberman D., McCallum C.M., Henikoff S., and Jacobsen S.E. (2001) Requirement of chromomethylase3 for maintenance of CpXpG methylation. Science 292, 2077-2080.

192. Lindroth A.M., Shultis D., Jasencakova Z., et al. (2004) Dual histone H3 methylation marks at lysines 9 and 27 required for interaction with chromomethylase 3. EMBO J. 23, 4286-4296.

193. Lira-Medeiros C.F., Parisod C., Fernandes R.A., et al. (2010) Epigenetic variation in mangrove plants occurring in contrasting natural environment. PLoS One 5, e10326.

194. Lister R., O'Malley R.C., Tonti-Filippini J., Gregory B.D., Berry C.C., Millar A.H., and Ecker J.R. (2008) Highly integrated single-base resolution maps of the epigenome in Arabidopsis. Cell 133, 523-536.

195. Liu J., He Y., Amasino R., and Chen X. (2004) siRNAs targeting an intronic transposon in the regulation of natural flowering behavior in Arabidopsis. Genes Dev. 18, 2873-2878.

196. Liu K., Wang Y.F., Cantemir C., and Muller M.T. (2003) Endogenous assays of DNA methyltransferases: Evidence for differential activities of DNMT1, DNMT2, and DNMT3 in mammalian cells in vivo. Mol. Cell Biol. 23, 2709-2719.

197. Liu L. and Santi D.V. (1992) Mutation of asparagine 229 to aspartate in thymidylate synthase converts the enzyme to a deoxycytidylate methylase. Biochemistry 31, 5100-5104.

198. Liu Y. and Santi D.V. (2000) m5C RNA and m5C DNA methyl transferases use different cysteine residues as catalysts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97, 8263-8265.

199. Luo M., Bilodeau P., Dennis E.S., Peacock W.J., and Chaudhury A. (2000) Expression and parent-of-origin effects for FIS2, MEA, and FIE in the endosperm and embryo of developing Arabidopsis seeds. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97, 10637-10642.

200. Lyko F., Ramsahoye B.H., Kashevsky H., Tudor M., Mastrangelo M.-A., Orr-Weaver T.L., and Jaenisch R. (1999) Mammalian (cytosine-5) methyltransferases cause genomic DNA methylation and lethality in Drosophila. Nature Genet. 23, 363 - 366.

201. Lyko F., Ramsahoye B.H., and Jaenisch R. (2000) DNA methylation in Drosophila melanogaster. Nature 408, 538-540.

202. Lyko F. and Maleszka R. (2011) Insects as innovative models for functional studies of DNA methylation. Trends Genet. 27, 127-131.

203. Makarevich G., Villar C.B.R., Erilova A., and Koehler C. (2008) Mechanism of PHERES1 imprinting in Arabidopsis. J. Cell Sci. 121, 906-912.

204. Malagnac F., Wendel B., Goyon C., et al. (1997) A gene essential for de novo methylation and development in Ascobolus reveals a novel type of eukaryotic DNA methyltransferase structure. Cell 91, 281-290.

205. Manning K., Tör M., Poole M., et al. (2006) A naturally occurring epigenetic mutation in a gene encoding an SBP-box transcription factor inhibits tomato fruit ripening. Nature Genet. 38, 948-952.

206. Marhold J., Rothe N., Pauli A., Mund C., Kuehle K., Brueckner B., and Lyko F. (2004) Conservation of DNA methylation in dipteran insects. Insect. Mol. Biol. 13, 117-123.

207. Marmur J. (1961) A procedure for the isolation of DNA from microorganisms. J. Mol. Biol. 3, 208-218

208. Martienssen R. and Baron A. (1994) Coordinate suppression of mutations caused by Robertson's mutator transposons in maize. Genetics 136, 1157-1170.

209. Matzke, M.A. & Matzke, A.J.M. (1995) Homology-dependent gene silencing in transgenic plants: what does it really tell us? Trends Genet. 11, 1-3.

210. Matzke M., Aufsatz W., Kanno T., Daxinger L., Papp I., Mette M.F., and Matzke A.J.M. (2004) Genetic analysis of RNA-mediated transcriptional gene silencing. Biochim. Biophys. Acta 167, 129-141.

211. May C.E. and Appels R.(1987) Variability and genetics of spacer DNA sequences between the ribosomal-RNA genes of hexaploid wheat (Triticum aestivum). Theor. Appl. Genet. 74, 617-624.

212. Mayer, W., Niveleau, A., Walter, J., Fundele, R.and Haaf, T. (2000) Demethylation of the zygotic paternal genome. Nature 403, 501-502.

213. McCallum C.M., Comai L., Greene E.A., and Henikoff S. (2000) Targeted screening for induced mutations. Nature Biotechnol. 18, 455-457.

214. McClelland M., Nelson M., and Rasehke E. (1994) Effect of site-specific modification on restriction endonucleases and DNA modification methyltransferases. Nucl. Acids Res. 22, 36403659.

215. McCue A.D., Panda K., Nuthikattu S., Choudury S.G, Thomas E.N., and Slotkin R.K. (2015) ARGONAUTE 6 bridges transposable element mRNA-derived siRNAs to the establishment of DNA methylation. EMBO J. 34, 20-35.

216. Mett V.L., Lochhead L.P., Reynolds P.H.S. (1993) Copper-controllable gene expression system for whole plants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90, 4567-4571.

217. Mett V.L., Podivinsky E., Tennant A.M. et al. (1996) A system for tissue-specific copper-controllable gene expression in transgenic plants: nodule-specific antisense of asparate aminotransferase-P2. Transgen. Res. 5, 105-113.

218. Mette M.F., van der Winden J., Matzke M.A., and Matzke A.J.M. (1999) Production of aberrant promoter transcripts contributes to methylation and silencing of unlinked homologous promoters in trans. EMBO J. 18, 241-248.

219. Mette M.F., Aufsatz W., van der Winden J., Matzke M.A., and Matzke A.J.M. (2000) Transcriptional silencing and promoter methylation triggered by double-stranded RNA. EMBO J. 19, 5194-5201.

220. Mikami, K., Tabata, T., Kawata, T., Nakayama, T., and Iwabuchi, M. (1987) Nuclear protein(s) binding to the conserved DNA hexameric sequence postulated to regulate transcription of wheat histone genes. FEBSLett. 223, 273-278.

221. Miura A., Yonebayashi S., Watanabe K., Toyama T., Shimada H., and Kakutani T. (2001) Mobilization of transposons by a mutation abolishing full DNA methylation in Arabidopsis. Nature 411, 212-214.

222. Miura K., Agetsuma M., Kitano H., Yoshimura A., Matsuoka M., Jacobsen S.E., and Ashikari M. (2009) A metastable DWARF1 epigenetic mutant affecting plant stature in rice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 106, 11218-11223.

223. Mlotshwa S., Voinnet O., Mette M.F., et al. (2002) RNA silencing and the mobile silencing signal. Plant Cell 14, S289-S301.

224. Morales-Ruiz T., Ortega-Galisteo A.P., Ponferrada-Marin M.I., et al. (2006) DEMETER and REPRESSOR OF SILENCING 1 encode 5-methylcytosine DNA glycosylases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 103, 6853-6858.

225. Mosher R.A., Schwach F., Studholme D., and Baulcombe D.C. (2008) PollVb influences RNA-directed DNA methylation independently of its role in siRNA biogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 105, 3145-3150.

226. Nagawa S., Sawa S., Sato S., Kato T., Tabata S. and Fukuda H. (2006) Gene trapping in Arabidopsis reveals genes involved in vascular development. Plant Cell Physiol. 47, 1394-1405.

227. Nakahigashi K., Kubo N., Narita S., et al. (2002) HemK, a class of protein methyl transferase with similarity to DNA methyl transferases, methylates polypeptide chain release factors, and hemK knockout induces defects in translational termination. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99, 1473-1478.

228. Nakayama J., Rice J.C., Strahl B.D., Allis C.D., and Grewal S.I.S. (2001) Role of histone H3 lysine 9 methylation in epigenetic control of heterochromatin assembly. Science 292, 110-113.

229. Nelson M., Burbank D.E., and Van Etten J.L. (1998) Chlorella viruses encode multiple DNA methyltransferases. Biol. Chem. 379, 423-428.

230. Ngernprasirtsiri J., Kobayashi H., and Akazawa T. (1988) DNA methylation as a mechanism of transcriptional regulation in nonphotosynthetic plastids in plant cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 85, 4750-4754.

231. Nibendahl A. and Baumlein H. (1995) Analysis of overlapping cDNA clones specific for a putative second DNA methyltransferase-encoding gene in Arabidopsis thaliana. Gene 157, 269-272.

232. Nuthikattu S., McCue A.D., Panda K., Fultz D., DeFraia C., Thomas E.N., and Slotkin R.K. (2013) The initiation of epigenetic silencing of active transposable elements is triggered by RDR6 and 21-22 nucleotide small interfering RNAs. Plant Physiol. 162, 116-131.

233. Okano M., Xie S., and Li E. (1998) Dnmt2 is not required for de novo and maintenance methylation of viral DNA in embryonic stem cells. Nucl. Acids Res. 26, 2536-2540.

234. Okano M., Bell D.W., Haber D.A., and Li E. (1999) DNA methyltransferases Dnmt3a and Dnmt3b are essential for de novo methylation and mammalian development. Cell 99, 247-257.

235. Olmedilla A., Delcasso D., Delseny M. (1984) Methylation pattern of nuclear ribosomal RNA genes from rice (Oryza sativa). Plant Sci. Lett. 37, 123-127.

236. Olmedo-Monfil V., Duran-Figueroa N., Arteaga-Vazquez M., et al. (2010) Control of female gamete formation by a small RNA pathway in Arabidopsis. Nature 464, 628-632.

237. Onodera Y., Haag J.R., Ream T., Nunes P.C., Pontes O., and Pikaard C.S. (2005) Plant nuclear RNA polymerase IV mediates siRNA and DNA methylation-dependent heterochromatin formation. Cell 120, 613-622.

238. Ooi S.K, Qiu C., Bernstein E., et al (2007) DNMT3L connects unmethylated lysine 4 of histone H3 to de novo methylation of DNA. Nature 448, 714-717.

239. Ooi S.K.T. and Bestor T.H. (2008) The colorful history of active DNA demethylation, Cell 133, 1145-1148.

240. Ortega-Galisteo A.P., Morales-Ruiz T., Ariza R.R.and Roldan-Arjona T. (2008) Arabidopsis DEMETER-LIKE proteins DML2 and DML3 are required for appropriate distribution of DNA methylation marks. PlantMol. Biol. 67, 671-681.

241. Oswald J., Engemann S., Lane N., Mayer W., Olek A., Fundele R., Dean W., Reik W. and Walter J. (2000) Active demethylation of the paternal genome in the mouse zygote. Curr. Biol. 10, 475-478.

242. Pagnussat G.C., Yu H.-J., Ngo Q.A., Rajani S., Mayalagu S., Johnson C.S., Capron A., Xie L.-F., Ye D. and Sundaresan V. (2005) Genetic and molecular identification of genes required for female gametophyte development and function in Arabidopsis. Development 132, 603-614.

243. Pakhomova M.V. (1974) N6-dimethylaminopurine in DNA of algae species. Dokl. Akad. NaukSSSR 214, 1202-1205.

244. Pakhomova M.V., Zaitseva G.N., and Belozerskii A.N. (1968) The presence of 5-methylcytosine and 6-methylaminopurine in the composition of DNA in some algae. Dokl. Akad. Nauk SSSR 182, 712-714.

245. Papa C.M., Springer N.M., Muszynski M.G., Meeley R., and Kaeppler S.M. (2001) Maize chromomethylase Zea methyltransferase2 is required for CpNpG methylation. Plant Cell 13, 1919-1928.

246. Pelaz S., Ditta G.S., Baumann E., Wisman E., and Yanofsky M.F. (2000) B and C floral organ identity functions require SEPALLATA MADS-box genes. Nature 405, 200-203.

247. Pelissier T., Thalmeir S., Kempe D., Sanger H.-L., and Wassenegger M. (1999) Heavy de novo methylation at symmetrical and non-symmetrical sites is a hallmark of RNA-directed DNA methylation. Nucl. Acids Res. 27, 1625-1634.

248. Pelissier T. and Wassenegger M. (2000) A DNA target of 30 bp is sufficient for RNA-directed DNA methylation. RNA 6, 55-65.

249. Penterman J., Zilberman D., Huh J.H., Ballinger T., Henikoff S.and Fischer R.L. (2007) DNA demethylation in the Arabidopsis genome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 104, 6752-6757.

250. Perry S.E. and Wang H. (2003) Rapid isolation of Arabidopsis thaliana developing embryos. BioTechniques 35, 278-282.

251. Phalke S., Nickel O., Walluscheck D., et al. (2009) Retrotransposon silencing and telomere integrity in somatic cells of Drosophila depends on the cytosine-5 methyltransferase DNMT2. Nature Genet. 41, 696-702.

252. Pikaard C.S., Haag J.R., Ream T., and Wierzbicki A T. (2008) Roles of RNA polymerase IV in gene silencing. Trends Plant Sci. 13, 390-397.

253. Pinarbasi E., Elliott J., and Hornby D.P. (1996) Activation of a yeast pseudo DNA methyltransferase by deletion of a single amino acid. J. Mol. Biol. 257, 804-813.

254. Pintor-Toro J.A. (1987) Adenine methylation in zein genes. Biochem. Biophys. Res. Communs. 147, 1082-1087.

255. Ponger L. and Li W.-H. (2005) Evolutionary diversification of DNA methyltransferases in eukaryotic genomes. Mol. Biol. Evol. 22, 1119-1128.

256. Pontes O., Li C.F., Nunes P.C., et al. (2006) The Arabidopsis chromatin-modifying nuclear siRNA pathway involves a nucleolar RNA processing center. Cell 126, 79-92.

257. Pontier D., Yahubyan G., Vega D., et al. (2005) Reinforcement of silencing at transposons and highly repeated sequences requires the concerted action of two distinct RNA polymerases IV in Arabidopsis. Genes Dev. 19, 2030-2040.

258. Posfai J., Bhagwat A.S., Posfai G., and Roberts R.J. (1989) Predictive motifs derived from cytosine methyltransferases. Nucl. Acids Res. 17, 2421-2435.

259. Pradhan S., Bacolla A., Wells R.D., and Roberts R.J. (1999) Recombinant human DNA (cytosine-5) methyltransferase I. Expression, purification, and comparison of de novo and maintenance methylation. J. Biol. Chem. 274, 33002-33010.

260. Pratt K. and Hattman S. (1981) Deoxyribonucleic acid methylation and chromatin organization in Tetrahymena thermophila. Mol. Cell Biol. 1, 600-608.

261. Qian W. Miki D., Zhang H., et al. (2012) A histone acetyltransferase regulates active DNA demethylation in Arabidopsis. Science 336, 1445-1448.

262. Que Q., Zhang Y., Nelson M., Ropp S., Burbank D.E., and Van Etten J.L. (1997) Chlorella virus SC-1A encodes at least five functional and one nonfunctional DNA methyltransferases. Gene 190, 237-244.

263. Rae P.M. and Spear B.B. (1978) Macronuclear DNA of the hypotrichous ciliate Oxytricha fallax. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 75, 4992-4996.

264. Rakyan, V.K., Hildmann, T., Novik, K.L., Lewin, J., Tost, J., et al. (2004) DNA methylation profiling of the human major histocompatibility complex: A pilot study for the human epigenome project. PLoS Biol 2, e405.

265. Ratel D., Boisseau S., Davidson S.M., et al. (2001) The bacterial nucleoside N(6)-methyldeoxyadenosine induces the differentiation of mammalian tumor cells. Biochem. Biophys. Res. Communs. 285, 800-805.

266. Ratel D., Ravanat J.L., Charles M.-P., et al. (2006) Undetectable levels of N6-methyl adenine in mouse DNA: Cloning and analysis of PRED28, a gene coding for a putative mammalian DNA adenine methyltransferase. FEBS Lett. 580, 3179-3184.

267. Rea S., Eisenhaber F., O'Carroll D., et al. (2000) Regulation of chromatin structure by site-specific histone H3 methyltransferases. Nature 406, 593-599.

268. Ream T.S., Haag J.R., Wierzbicki A.T., et al. (2009) Subunit compositions of the RNA-silencing enzymes Pol IV and Pol V reveal their origins as specialized forms of RNA polymerase II. Mol. Cell 33, 192-203.

269. Reddy M.N., Tang L.Y., Lee T.-L., and Shen C.-K.J. (2003) A candidate gene for Drosophila genome methylation. Oncogene 22, 6301-6303.

270. Reyes E.M., Camacho-Arroyo I., Nava G., and Cerbon M.A. (1997) Differential methylation in steroid 5 alpha-reductase isozyme genes in epididymis, testis, and liver of the adult rat. J. Androl. 18, 372-377.

271. Richards C.L., Schrey A.W., and Pigliucci M. (2012) Invasion of diverse habitats by few Japanese knotweed genotypes is correlated with epigenetic differentiation. Ecol. Lett. 15, 1016-1025.

272. Riggs A.D. (1975) X inactivation, differentiation, and DNA methylation. Cytogenet. Cell Genet. 14, 9-25.

273. Rogers J. and Rogers S.W. (1995) Comparison of the effects of N6-methyldeoxyadenosine and N5-methyldeoxycytosine on transcription from nuclear gene promoters in barley. Plant J. 7, 221-233.

274. Rogers S.D., Rogers M.E., Saunders G., and Holt G. (1986) Isolation of mutants sensitive to 2-aminopurine and alkylating agents and evidence for the role of DNA methylation in Penicillium chrysogenum. Curr. Genet. 10, 557-560.

275. Rogers S.O. and Bendich A.J. (1987) Ribosomal RNA genes in plants: variability in copy number and in intergenic spacer. Plant Mol. Biol. 9, 509-520.

276. Rogers S.W. and Rogers J.C. (1992) The importance of DNA methylation for stability of foreign DNA in barley. Plant Mol. Biol. 18, 945-961.

277. Rojas M.V. and Galanti N. (1990) DNA methylation in Trypanosoma cruzi. FEBS Lett. 263, 113-116.

278. Ronchi A., Petroni K., and Tonelli C. (1995) The reduced expression of endogenous duplications (REED) in the maize R gene family is mediated by DNA methylation. EMBO J. 14, 5318-5328.

279. Ronemus M.J., Galbiati M., Ticknor C., Chen J., and Dellaporta S.L. (1996) Demethylation-induced developmental pleiotropy in Arabidopsis. Science 273, 654-657.

280. Ros F. and Kunze R. (2001) Regulation of activator/dissociation transposition by replication and DNA methylation. Genetics 157, 1723-1733.

281. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. (1989) Molecular Cloning. A Laboratory Manual. 2nd Edn, Cold Spring Harbor Laboratory Press.

282. Saze H., Scheid O.M., and Paszkowski J. (2003) Maintenance of CpG methylation is essential for epigenetic inheritance during plant gametogenesis. Nature Genet. 34, 65-69.

283. Scheidt G., Weber H., Graessmann M. and Graessmann A. (1994a) Are there two DNA methyltransferase gene families in plant cells? A new potential methyltransferase gene isolated from an Arabidopsis thaliana genomic library. Nucl. Acids Res. 22, 953-958.

284. Scheidt G., Weber H., Graessmann M. and Graessmann A. (1994b) Retraction. Are there two DNA methyltransferase gene families in plant cells? A new potential methyltransferase gene isolated from an Arabidopsis thaliana genomic library. Nucl. Acids Res. 22, 5138.

285. Schlappi M., Raina R., and Fedoroff N. (1994) Epigenetic regulation of the maize Spm transposable element: novel activation of a methylated promoter by TnpA. Cell 77, 427-437.

286. Schmitz M.L., Maier U.G., Brown J.W. and Feix G. (1989) Specific binding of nuclear proteins to the promoter region of a maize nuclear rRNA gene unit. J. Biol. Chem. 264, 1467-1472.

287. Schmitz R.J., Schultz M.D., Lewsey M.G., et al. (2011) Transgenerational epigenetic instability is a source of novel methylation variants. Science 334, 369-373.

288. Schmitz R.J., Schultz M.D., Urich M., et al. (2013) Patterns of population epigenomic diversity. Nature 495, 193-198.

289. Schubeler D., MacAlpine D.M., Scalzo D., et al. (2004) The histone modification pattern of active genes revealed through genome-wide chromatin analysis of a higher eukaryote. Genes Develop. 18, 1263-1271.

290. Scott N.S., Kavanagh T.A., Timmis J.N. (1984) Methylation of rRNA genes in some higher plants. Plant Sci. Lett. 35, 213-217.

291. Sheldon C.C., Burn J.E., Perez P.P., Metzger J., Edwards J.A., Peacock W.J. and Dennis E.S. (1999) The FLF MADS box gene: a repressor of flowering in Arabidopsis regulated by vernalization and methylation. Plant Cell 11, 445-458.

292. Sheldon C.C., Conn A.B., Dennis E.S., and Peacock W.J. (2002) Different regulatory regions are required for the vernalization-induced repression of FLOWERING LOCUS C and for the epigenetic maintenance of repression. Plant Cell 14, 2527-2537.

293. Shiba H. and Takayama S. (2012) Epigenetic regulation of monoallelic gene expression. Dev. Growth Differ. 54, 120-128.

294. Singer T., Yordan C., and Martienssen R.A. (2001) Robertson's mutator transposons in A. thaliana are regulated by the chromatin-remodeling gene decrease in DNA methylation (DDM1). Genes Dev. 15, 591-602.

295. Smith L.M., Pontes O., Searle I., et al. (2007) An SNF2 protein associated with nuclear RNA silencing and the spread of a silencing signal between cells in Arabidopsis. Plant Cell. 19, 1507-1521.

296. Song Y., Wu K., Dhaubhadel S., An L., and Tian L. (2010) Arabidopsis DNA methyltransferase AtDNMT2 associates with histone deacetylase AtHD2s activity. Biochem. Biophys. Res. Communs. 396, 187-192.

297. Soppe W.J.J., Jacobsen S.E., Alonso-Blanco C., et al. (2000) The late flowering phenotype offwa mutants is caused by gain-of-function epigenetic alleles of a homeodomain gene. Mol. Cell 6, 791-802.

298. Spielman M., Vinkenoog R., and Scott R.J. (2003) Genetic mechanisms of apomixis. Phil. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 358, 1095-1103.

299. Stroud H., Do T., Du J., et al. (2014) Non-CG methylation patterns shape the epigenetic landscape in Arabidopsis. Nature Struct. Mol. Biol. 21, 64-72.

300. Sugimoto K., Takeda S., and Hirochika H. (2003) Transcriptional activation mediated by binding of a plant GATA-type zinc finger protein AGP1 to the AG-motif (AGATCCAA) of the wound-inducible Myb gene NtMyb2. Plant J. 36, 550-564.

301. Suzuki Y., Kawazu T., and Koyama H. (2004) RNA isolation from siliques, dry seeds, and other tissues of Arabidopsis thaliana, BioTechniques 37, 542-544.

302. Swiezewski S., Liu F., Magusin A., and Dean C. (2009) Cold-induced silencing by long antisense transcripts of an Arabidopsis Polycomb target. Nature 462, 799-802.

303. Tang K., Lang Z., Zhang H., and Zhu J.-K. (2016) The DNA demethylase ROS1 targets genomic regions with distinct chromatin modifications. Nature Plants 2, doi: 10.1038/nplants.2016.169.

304. Tang L.Y., Reddy M.N., Rasheva V., Lee T.-L., Lin M.J., Hung M.-S., and Shen C.K.J. (2003) The eukaryotic DNMT2 genes encode a new class of cytosine-5 DNA methyltransferases. J. Biol. Chem. 278, 33613-33616.

305. Tariq M., Saze H., Probst A.V., Lichota J., Habu Y., and Paszkowski J. (2003) Erasure of CpG methylation in Arabidopsis alters patterns of histone H3 methylation in heterochromatin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 100, 8823-8827.

306. Teixeira F.K., Heredia F., Sarazin A., et al. (2009) A Role for RNAi in the selective correction of DNA methylation defects. Science 323, 1600-1604.

307. Thompson W.F. and Flavell R.B. (1988) DNase I sensitivity of ribosomal RNA genes in chromatin and nucleolar dominance in wheat. J. Mol. Biol. 204, 535-538.

308. Toloczyki Ch., Feix G. (1986) Occurrence of 9 homologous repeat units in the external spacer region of a nuclear maize rRNA gene unit. Nucl. Acids Res. 14, 4969-4986.

309. Turck F., Coupland G. (2011) When vernalization makes sense. Science 331, 36-37.

310. Tusnady G.E., Simon I., Varadi A., and Aranyi T. (2005) BiSearch: primer-design and search tool for PCR on bisulfite treated genomes, Nucl. Acids Res. 33, e9.

311. Tweedie S., Ng H.-H., Barlow A.L., Turner B.M., Hendrich B., and Bird A. (1999) Vestiges of a DNA methylation system in Drosophila melanogaster? Nature Genet. 23, 389-390.

312. Uchimiya Н., Kato H., Ohgawara Т., Harada H., Sugiura М. (1982) Sequence-specific methylation of ribosomal RNA genes contained in the nuclear DNA of tobacco. Plant Cell Physiol. 23, 1121-1131.

313. Unger G. and Venner H. (1966) Nachweis von Minoritatsbasen in Sperma Desoxyribonucleinsaure. Hoppe-Seyler's Z. Physiol. Chem. 344, 280-282.

314. Van Blokland R., Ross S., Corrado G., Scollan C., and Meyer P. (1998) Developmental abnormalities associated with deoxyadenosine methylation in transgenic tobacco. Plant J. 15, 543-551.

315. Van den Wyngaert I., Sprengel J., Kass S.U., and Luyten W.H.M.L. (1998) Cloning and analysis of a novel human putative DNA methyltransferase. FEBSLett. 426, 283-289.

316. Van't Hof J., Hernandez P„ Bjerknes C.A., Kraszewska E.K., Lemna S.S. (1987) Replication of the rRNA and legumin genes in synchronized root cells of pea (Pisum sativum): evidence for transient EcoRI sites in replicating rRNA genes. Plant Mol. Biol. 8, 133-143.

317. Vanyushin B.F. (1984) Replicative DNA methylation in animals and higher plants. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 108, 99-114.

318. Vanyushin B.F., Belozersky A.N., Kokurina N.A., and Kadirova D.X. (1968) 5-methylcytosine and 6-methylaminopurine in bacterial DNA. Nature 218, 1066-1067.

319. Vanyushin B.F., Tkacheva S.G., and Belozersky A.N. (1970) Rare bases in animal DNA. Nature 225, 948-949.

320. Vanyushin B.F., Aleksandrushkina N.I., and Kirnos M.D. (1988) N6-methyladenine in mitochondrial DNA of higher plants. FEBS Lett. 223, 397-399.

321. Vanyushin B.F., Bakeeva L.E., Zamyatnina V.A., and Aleksandrushkina N.I. (2004) Apoptosis in plants: specific features of plant apoptotic cells and effect of various factors and agents. Intern. Rev. Cytology 233, 135-179.

322. Verhoeven K.J.F., Jansen J.J., van Dijk P.J., and Biere A. (2010) Stress-induced DNA methylation changes and their heritability in asexual dandelions. New Phytol. 185, 1108-1118.

323. Vielle-Calzada J.-P., Thomas J., Spillane C., et al. (1999) Maintenance of genomic imprinting at the Arabidopsis medea locus requires zygotic DDM1 activity. Genes Dev. 13, 29712982.

324. Voinnet O. (2002) RNA silencing: small RNAs as ubiquitous regulators of gene expression. Curr. Opin. Plant Biol. 5, 444-451.

325. Vongs A., Kakutani T., Martienssen R.A., and Richards E.J. (1993) Arabidopsis thaliana DNA methylation mutants. Science 260, 1926-1928.

326. Wada Y., Ohya H., Yamaguchi Y., Koizumi N., and Sano H. (2003) Preferential de novo methylation of cytosine residues in non-CpG sequences by a domains rearranged DNA methyltransferase from tobacco plants. J. Biol. Chem. 278, 42386-42393.

327. Walbott H., Husson C., Auxilien S., and Golinelli-Pimpaneau B. (2007) Cysteine of sequence motif VI is essential for nucleophilic catalysis by yeast tRNA m5C methyltransferase. RNA 13, 967-973.

328. Wang C., Dong X., Jin D., et al. (2015) Methyl-CpG-binding domain protein MBD7 is required for active DNA demethylation in Arabidopsis. Plant Physiol. 167, 905-914.

329. Wang Y., Jorda M., Jones P.L., et al. (2006) Functional CpG methylation system in a social insect. Science 314, 645-647.

330. Wendte J.M. and Pikaard C.S. (2017) The RNAs of RNA-directed DNA methylation. Biochim. Biophys. Acta 1860, 140-148.

331. Wierzbicki A.T., Haag J.R., and Pikaard C.S. (2008) Noncoding transcription by RNA polymerase Pol IVb/Pol V mediates transcriptional silencing of overlapping and adjacent genes. Cell 135, 635-648.

332. Wierzbicki A.T., Ream T.S., Haag J.R., and Pikaard C.S. (2009) RNA polymerase V transcription guides ARGONAUTE4 to chromatin. Nature Genet. 41, 630 - 634.

333. Wierzbicki A.T., Cocklin R., Mayampurath A., et al.(2012).Spatial and functional relationships among Pol V-associated loci, Pol IV-dependent siRNAs, and cytosine methylation in the Arabidopsis epigenome. Genes Dev. 26, 1825-1836.

334. Wilkinson CR., Bartlett R., Nurse P., and Bird A.P. (1995) The fission yeast gene pmt1+ encodes a DNA methyltransferase homologue. Nucl. Acids Res. 23, 203-210.

335. Wion D. and Casadesus J. (2006) N6-methyladenine: an epigenetic signal for DNAprotein interactions. Nature Rev. Microbiol. 4, 183-192.

336. Woo H.R., Pontes O., Pikaard C.S., and Richards E.J. (2007) VIM1, a methylcytosine-binding protein required for centromeric heterochromatinization. Genes Dev. 21, 267-277.

337. Woo H.R., Dittmer T.A., and Richards E.J. (2008) Three SRA-domain methylcytosine-binding proteins cooperate to maintain global CpG methylation and epigenetic silencing in Arabidopsis. PLoS Genet 4, e1000156.

338. Wu, T P, Wang T., Seetin M.G., et al. (2016) DNA methylation on N6-adenine in mammalian embryonic stem cells. Nature 532, 329-333.

339. Wyatt, G.R. (1950) Occurrence of 5-methylcytosine in nucleic acids. Nature 166, 237238.

340. Xiao W., Gehring M., Choi Y., et al. (2003) Imprinting of the MEA Polycomb gene is controlled by antagonism between MET1 methyltransferase and DME glycosylase. Dev. Cell 5, 891901.

341. Xie S., Wang Z., Okano M., Nogami M., Li Y., He W.-W., Okumura K., and Li E. (1999) Cloning, expression and chromosome locations of the human DNMT3 gene family. Gene 236, 87-95.

342. Xie Z., Johansen L.K., Gustafson A.M., et al. (2004) Genetic and functional diversification of small RNA pathways in plants. PLoS Biol. 2, e104.

343. Xu G.L., Bestor T.H., Bourchis D., et al. (1999) Chromosome instability and immunodeficiency syndrome caused by mutations in a DNA methyltransferase gene. Nature 402, 187-291.

344. Yang H., Han Z., Cao Y., Fan D., Li H., et al. (2012) A companion cell-dominant and developmentally regulated H3K4 demethylase controls flowering time in Arabidopsis via the repression of FLC expression. PLoS Genet. 8, e1002664.

345. Yang H., Howard M., and Dean C. (2014) Antagonistic roles for H3K36me3 and H3K27me3 in the cold-induced epigenetic switch at Arabidopsis FLC. Curr. Biol. 24, 1793-1797.

346. Yang H., Howard M., and Dean C. (2016) Physical coupling of activation and derepression activities to maintain an active transcriptional state at FLC. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 113, 9369-9374.

347. Yang Z., Ebright Y.W., Yu B., and Chen X. (2006) HEN1 recognizes 21-24 nt small RNA duplexes and deposits a methyl group onto the 2'OH of the 3'terminal nucleotide. Nucl. Acids Res. 34, 667-675.

348. Yin R., Mao S.Q., Zhao B., et al. (2013). Ascorbic acid enhances Tet-mediated 5-methylcytosine oxidation and promotes DNA demethylation in mammals. J. Am. Chem. Soc. 135, 10396-10403.

349. Yoder J.A. and Bestor T.H. (1998) A candidate mammalian DNA methyltransferase related to pmt1p of fission yeast. Hum. Mol. Genet. 7, 279-284.

350. Yokochi T. and Robertson K.D. (2002) Preferential methylation of unmethylated DNA by mammalian de novo DNA methyltransferase Dnmt3a. J. Biol. Chem. 277, 11735-11745.

351. Yu B., Yang Z., Li J., et al. (2005) Methylation as a crucial step in plant microRNA biogenesis. Science 307, 932-935.

352. Zaitseva G.N., Kolesnikov A.A., Iatsenko I.A., Kirnos M.D., and Vaniushin B.F. (1974) Primary structure of DNA from Crithidia oncopelti kinetoplasts. Dokl. Akad. Nauk SSSR 219, 243-245.

353. Zemach A., Kim M.Y., Hsieh P.H., et al. (2013) The Arabidopsis nucleosome remodeler DDM1 allows DNA methyltransferases to access H1-containing heterochromatin. Cell 153, 193-205.

354. Zhang G., Huang H., Liu D., et al. (2015) N6-Methyladenine DNA modification in Drosophila. Cell 161, 893-906.

355. Zhang L., Cheng Z., Qin R., et al. (2012) Identification and Characterization of an EpiAllele of FIE1 Reveals a Regulatory Linkage between Two Epigenetic Marks in Rice. Plant Cell 24, 4407-4421.

356. Zhang X. and Jacobsen S.E. (2006) Genetic analyses of DNA methyltransferases in Arabidopsis thaliana. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 71, 439-447.

357. Zhang X., Yazaki J., Sundaresan A., et al. (2006) Genome-wide high-resolution mapping and functional analysis of DNA methylation in Arabidopsis. Cell 126, 1189-1201.

358. Zhang X., Henderson I.R., Lu C., Green P.J., and Jacobsen S.E. (2007) Role of RNA polymerase IV in plant small RNA metabolism. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 104, 4536-4541.

359. Zheng B., Wang Z., Li S., Yu B., Liu J.Y., and Chen X. (2009) Intergenic transcription by RNA polymerase II coordinates Pol IV and Pol V in siRNA-directed transcriptional gene silencing in Arabidopsis. Genes Dev. 23, 2850-2860.

360. Zheng X., Zhu J., Kapoor A., and Zhu J.-K. (2007) Role of Arabidopsis AGO6 in siRNA accumulation, DNA methylation and transcriptional gene silencing. EMBO J. 26, 1691-1701.

361. Zhong X., Du J., Hale C. J. et al. (2014) Molecular mechanism of action of plant DRM de novo DNA methyltransferases. Cell 157, 1050-1060.

362. Zhong X., Hale C.J., Nguyen M., et al. (2015) Domains rearranged methyltransferase3 controls DNA methylation and regulates RNA polymerase V transcript abundance in Arabidopsis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 112, 911-916.

363. Zhou L. and Dean J. (2015) Reprogramming the genome to totipotency in mouse embryos. Trends Cell Biol. 25, 82-91.

364. Zhu C.M. and Henney H.R. Jr. (1990) DNA methylation pattern during the encystment of Physarum flavicomum. Biochem. Cell Biol. 68, 944-948.

365. Zilberman D., Gehring M., Tran R.K., Ballinger T., and Henikoff S. (2007) Genome-wide analysis of Arabidopsis thaliana DNA methylation uncovers an interdependence between methylation and transcription. Nature Genet. 39, 61-69.