Синтез олигонуклеотидных конъюгатов с помощью реакции [3+2]-диполярного циклоприсоединения и их использование в конструировании ДНК-наноструктур тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Устинов, Алексей Викторович

• Устинов, Алексей Викторович
• кандидат химических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат химических наук Устинов, Алексей Викторович

СОДЕРЖАНИЕ.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

САМОСОБИРАЮЩИЕСЯ ДНК-НАНОСТРУКТУРЫ (обзор литературы).

1. Разветвленные наноструктуры, полученные из немодифицированной ДНК.

2. Дискретные ДНК-наноструктуры.

3. Периодические ДНК-наноструктуры.

4. Разветвленные наноструктуры, полученные модификацией ДНК.

5. Молекулярные устройства на основе ДНК и обработка информации.

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

1. Синтез реагентов для модификации олигонуклеотидов.

2. Отработка реакции [3+2]-диполярного циклоприсоединения на модельном азиде.

3. Синтез флуоресцентно-меченых олигонуклеотидов по реакции [3+2]-диполярного циклоприсоединения.

4. Синтез конъюгатов бисимида перилен-3,4,9,10-тетракарбоновой кислоты.

5. Синтез олигонуклеотидных триконъюгатов и сборка наноструктур на их основе.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

ВЫВОДЫ.

БЛАГОДАРНОСТИ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Синтез олигонуклеотидных конъюгатов с помощью реакции [3+2]-диполярного циклоприсоединения и их использование в конструировании ДНК-наноструктур»

Развитие химии олигонуклеотидных конъюгатов оказало колоссальное влияние на прогресс в молекулярной биологии. Секвенирование ДНК, ПЦР в режиме реального времени, флуоресцентная детекция точечных мутаций, гибридизационно-иммуноферментный анализ, флуоресцентная in ^/^-гибридизация - это лишь несколько примеров молекулярно-биологических методов, невозможных без использования модифицированных олигонуклеотидов.

Существует ряд способов получения модифицированных олигонуклеотидов. Постсинтетические методы, связанные с введением реакционноспособной группы на стадии твердофазного олигонуклеотидного синтеза и ее последующей модификацией, предпочтительны для синтеза олигонуклеотидных конъюгатов с фрагментами, недостаточно стабильными в условиях олигонуклеотидного синтеза (ОНС) и деблокирования. Такими фрагментами являются некоторые флуоресцентные красители. Помимо этого, постсинтетические методы принципиально позволяют синтезировать конъюгаты, содержащие несколько олигонуклеотидных цепей, пептидно-олигонуклеотидные конъюгаты, а также решать задачу иммобилизации олигонуклеотидов на твердых подложках.

В настоящее время основной реакцией, используемой для постсинтетической конъюгации, является реакция аминов с активированными эфирами (сукцинимидными, сульфосукцинимидными и некоторыми другими). При всей простоте, недостатками ее является неустойчивость активированных эфиров в водной среде, зависимость хода реакции от рН и растворимости активированного эфира, а также плохая масштабируемость. Активированные эфиры реагируют с аминогруппами природных биомолекул, что во многих случаях является нежелательным.

Поэтому представляется весьма актуальной разработка метода синтеза олигонуклеотидных конъюгатов на основе альтернативной реакции, призванной устранить перечисленные недостатки. Такой реакцией стала получившая широкое распространение Си(1)-катализируемая реакция [3+2]-диполярного циклоприсоединения азидов к терминальным ацетиленам ("click chemistry").

Благодаря специфичности реакции и высокой стабильности исходных компонентов стал возможным синтез разветвленных олигонуклеотидных конъюгатов - ранее весьма труднодоступных блоков, представляющих большой интерес для сборки ДНК-наноструктур. ДНК-наноструктуры являются сравнительно малоизученными и весьма интересными объектами, которые, возможно, в ближайшем будущем найдут применение в медицинской диагностике и технологии изготовления электронных устройств. Исследованию самосборки разветвленных олигонуклеотидных конъюгатов с образованием наноструктур посвящена часть настоящей работы.

Работа выполнена в Лаборатории химии нуклеиновых кислот Института биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН.

САМОСОБИРАЮЩИЕСЯ ДНК-НАНОСТРУКТУРЫ обзор литературы)

В последнее время все большее внимание исследователей привлекают наноструктуры - объекты, имеющие размер порядка нескольких нанометров, созданные из низкомолекулярных соединений посредством самосборки. Интерес к наноструктурам обусловлен новыми перспективами нанотехнологии: возможность расположения атомов в пространстве в строго определенном порядке позволит создать материалы с изменяемыми свойствами и огромный спектр наноустройств, таких как химические сенсоры, вычислительные устройства и компоненты памяти.

Принципиально, наноструктуры могут изготавливаться двумя путями — «сверху вниз» (top-down) и «снизу вверх» (bottom-up). Примером подхода «сверху вниз» является фотолитография, современный метод изготовления микропроцессоров — наноструктур, уже сейчас имеющих огромное применение.

Самосборка представляет собой гораздо более технологичный и существенно менее разработанный метод построения объектов нанометровых размеров «снизу вверх». В отличие от фотолитографии, она позволяет легко масштабировать производственный процесс, представляющий собой

5' 3 5 3' attggcatacg т т А т g g с простое смешение химически taaccgt + atgcaataccg

3,1 1 1 1 1 1 g, з ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' 5- синтезированных компонентов наноструктур в нужном соотношении. Основная же сложность данного подхода состоит в дизайне этих

5' 3' 5' 3'

I I I I I I I I I I I.— компонентов, способных к attggcatacgttatggc taaccgtatgcaataccg

I | | | | | I .— предсказуемой и строго

3' 5 3' 5' специфической агрегации.

ДНК представляет собой прекрасную матрицу для создания 5' 3' нанообъектов [1—131;

I—I—I—I—I—I—I—I—I—I—I—I—1—I—I—I—I—I— attggcatacgttatggc taaccgtatgcaataccg предполагается, что ДНК' ■IIIIIIIIIIIIIIIIг г

3'

Рис. 1. Использование «липких концов» н ан о структуры могут наити применение в области наноэлектроники [14], использоваться для создания новых материалов [15,16,17], а также для решения ряда биомедицинских задач, таких как детекция биомолекул и доставка лекарств в клетку [18,19].

Именно ДНК была выбрана в качестве материалов для создания нанообъектов потому, что ее самосборка легко программируется. В отличие от других синтетических полимеров и биополимеров, агрегация смеси одноцепочечных ДНК легко предсказуема и определяется их последовательностями. Одно- и двухцепочечные фрагменты ДНК различной длины и последовательности могут быть легко получены при помощи автоматизированного олигонуклеотидного синтеза и хорошо разработанных ферментативных методов молекулярной биологии. Так, например, уже более 35 лет известно [20], что два фрагмента двухцепочечной ДНК могут быть нековалентно связаны при помощи «липких концов» — взаимно комплементарных одноцепочечных последовательностей (рис. 1)

Параметры образующейся при гибридизации комплементарных цепей структуры ДНК-дуплекса хорошо известны [21]. ДНК-дуплекс имеет диаметр около 2 нм, что соответствует нижней границе размеров, интересных для нанотехнологии.

В то время как для создания двумерных и трехмерных наноструктур значительный интерес представляют разветвленные компоненты, одно- и двухцепочечная ДНК топологически линейна. В связи с этим возникает проблема синтеза топологически нелинейных структур из ДНК. В зависимости от природы точки ветвления топологически нелинейные ДНК-структуры можно разделить на наноструктуры из немодифицированной ДНК (ветвление которых основано исключительно на комплементарности), и наноструктуры, основанные на модификации ДНК (ковалентной или использующей нековалентно связывающие ДНК молекулы).

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Устинов, Алексей Викторович

выводы

1. Синтезировано три амидофосфитных реагента и твердофазный носитель для получения олигонуклеотидов, содержащих терминальную ацетиленовую группу. Синтезированы азидопроизводные десяти флуоресцентных красителей.

2. Синтезированы 3'- и 5'-терминальные ацетиленовые производные олигонуклеотидов, и с помощью реакции диполярного циклоприсоединения с высокими выходами получены их конъюгаты с флуоресцентными красителями, в том числе зонды для ПЦР.

3. Синтезированы олигонуклеотидные диконъюгаты бисимида перилен-3,4,9,10-тетракарбоновой кислоты (БПТК), а также триконъюгаты олигонуклеотидов с органическими триазидами.

4. Изучена гибридизация олигонуклеотидных конъюгатов БПТК и триолигонуклеотидных конъюгатов, сопровождающаяся образованием дискретных и полимерных ДНК-наноструктур.

БЛАГОДАРНОСТИ

Автор выражает сердечную благодарность В.А. Коршуну за руководство диссертационной работой, постоянную помощь, заботу и поддержку.

Автор благодарен коллегам из Лаборатории химии нуклеиновых кислот ИБХ РАН, помогавшим выполнению настоящей работы. Автор особенно признателен М.В. Квачу, В.В. Дубняковой, Д.А. Цыбульскому, М.В. Скоробогатому и А.Д. Малахову за участие в ряде экспериментов; В.В. Шманаю, С.Г. Гонтареву, Ю.И. Габрусю за олигонуклеотидный синтез; К.Р. Бирих - за предоставление оборудования для горизонтального электрофореза, ряда реагентов, и ценные консультации; Т.С. Зацепину - за тестирование зондов для ПЦР реального времени; 3.0. Шенкареву, К.Д. Надеждину, А.С. Парамонову (ИБХ РАН) и А.С. Перегудову (ИНЭОС РАН) за запись ЯМР-спектров; Д.Г. Алексееву - за запись спектров MALDI-TOF; Г.К. Жавнерко (ИХНМ НАН РБ, Минск, Белоруссия) за АСМ исследования; сотрудникам Лаборатории Молекулярных технологий для биологии и медицины ИБХ РАН за предоставление в пользование спектрофлуориметра.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Устинов, Алексей Викторович, 2009 год

1. Seeman, N.C. DNA components for molecular architecture. Acc. Chem. Res., 1997, 30(9), 357-363.

2. Niemeyer, C.M. DNA as a material for nanotechnology. Angew. Chem. Int. Ed. Engl., 1997, 36(6), 585-587.

3. Seeman, N.C. Nucleic acid nanostructures and topology. Angew. Chem. Int. Ed., 1998, 57(23), 3220-3238.

4. Csaki, A.; Maubach, G.; Born, D.; Reichert, J.; Fritzsche, W. DNA-based molecular nanotechnology. Single Mol., 2002, 5(5/6), 275-280.

5. Seeman, N.C.; Belcher, A.M. Emulating biology: building nanostructures from the bottom up. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 2002, PP(Suppl 2), 6451-6455.

6. Seeman, N.C. DNA: beyond the double helix. Macromol. Symp., 2003, 207(1), 237-244.

7. Seeman, N.C. Biochemistry and structural DNA nanotechnology: an evolving symbiotic relationship. Biochemistry, 2003, 24(42), 7259-7269.

8. Wengel, J. Nucleic acid nanotechnology—towards Angstrom-scale engineering. Org. Biomol. Chem., 2004, 2(3), 277-280.

9. Gothelf, К. V.; LaBean, Т.Н. DNA-programmed assembly of nanostructures. Org. Biomol Chem., 2005, 5(22), 4023-4037.

10. Samori, В.; Zuccheri, G. DNA codes for nanoscience. Angew. Chem. Int. Ed., 2005, 44(8), 1166-1181.

11. Gothelf, K.V.; Brown, R.S. A modular approach to DNA-programmed self-assembly of macromolecular nanostructures. Chem. Eur. J., 2005, 77(4), 1062-1069.

12. Lin, C.; Liu, L.; Rinker, S.; Yan, H. DNA Tile based self-assembly: building complex nanoarchitectures. ChemPhysChem, 2006, 7(8), 1641-1647.

13. Feldkamp, U.; Niemeyer, C.M. Rational design of DNA nanoarchitectures. Angew. Chem. Int. Ed., 2006, 45(12), 1856-1876.

14. Bhalla, V.; Bajpai, R.P.; Bharadwaj, L.M. DNA electronics. EMBO reports, 2003, 4(5), 442-445.

15. Storhoff, J.; Mirkin, Ch. A. Programmed materials synthesis with DNA. Chem. Rev., 1999, 99(1), 1849-1862.

16. Seeman, N. C. DNA in a material world. Nature, 2003, 421(6921), 427-431.

17. Aldaye, F.A.; Palmer, A.L.; Sleiman, H.F. Assembling materials with DNA as the guide. Science, 2008, 527(5897), 1795-1799.

18. Klefenz, Н. Nanobiotechnology: from molecules to systems. Eng. Life Sci., 2004, 4(3), 211-218.

19. Ко, S.; Liu,H; Chen Y.; Mao,C. DNA nanotubes as combinatorial vehicles for cellular delivery. Biomacromolecules, 2008, 9(11), 3039-3043.

20. Cohen, S. N.; Chang, A. C. Y.; Boyer, H.W.; Helling, R.B. Construction of biologically functional bacterial plasmids in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1973, 70(11), 32403244.

21. Зенгер, В. Принципы структурной организации нуклеиновых кислот. М.: Мир, 1987.

22. Holliday, R. A mechanism for gene conversion in fungi. Genet. Res., 1964, 56(3), 282304.

23. Ma, R.-I.; Kallenbach, N.R.; Sheardy, R.D.; Petrillo, M.L.; Seeman, N.C. Three-arm nucleic acid junctions are flexible. Nucleic Acids Res., 1986,14(24), 9745-9753.

24. Kallenbach, N.R.; Ma, R.-L, Seeman, N.C. An immobile nucleic acid junction constructed from oligonucleotides. Nature (London), 1983, 505(5937), 829-831.

25. Wang, Y.; Mueller, J.E.; Kemper, В.; Seeman, N.C. Assembly and characterization of five-arm and six-arm DNA branched junctions. Biochemistry, 1991, 50(23), 5667-5674.

26. Seeman, N.C. Molecular craftwork with DNA. Chem. Intell., 1995, 7(1), 38-47.

27. Kim, J.-S.; Sharp, P.A.; Davidson, N. Electron microscope studies of heteroduplex DNA from a deletion mutant of bacteriophage 0X-174. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1972, 69(1), 1948-1952.

28. Lilley, D. M. J.; Clegg, R. M. The structure of the four-way junction in DNA. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct., 1993, 22, 299-328.

29. Eis, P.S.; Millar, D.P. Conformational distributions of a four-way DNA junction revealed by time-resolved fluorescence resonance energy transfer. Biochemistry, 1993, 52(50), 13852-13860.

30. Sha, R.; Liu, F.; Bruist, M.F.; Seeman, N.C. Parallel helical domains in DNA branched junctions containing 5',5' and 3',3' linkages. Biochemistry, 1999, 38(9), 2832-2841.

31. Petrillo, M.L.; Newton, C.J.; Cunningham, R.P.; Ma, R.-I.; Kallenbach, N.R.; Seeman, N.C. The ligation and flexibility of four-arm DNA junctions. Biopolymers, 1988, 27(9), 1337-1352.

32. Li, Y.; Tseng, Y.D.; Kwon, S.Y.; D'Esperaux, L.; Bunch, J.S.; McEuen, P.L.; Luo, D. Controlled assembly of dendrimer-like DNA. Nature Mater., 2004, 5(1), 38-42.

33. Fu, T.-J.; Seeman, N.C. DNA Double-crossover molecules. Biochemistry, 1993, 52(13), 3211-3220.

34. Li,X.; Yang,X.; Qi, J.; Seeman, N.C. Antiparallel DNA double crossover molecules as components for nanoconstruction. J. Am. Chem. Soc., 1996,118(26), 6131-6140.

35. Qi,J.; Li,X.; Yang, X; Seeman. N.C. Ligation of triangles built from bulged 3-arm DNA branched junctions. J. Am. Chem. Soc., 1996,118(26), 6121-6130.

36. Seeman, N.C. In the nick of space: generalized nucleic acid complementarity and DNA nano techno logy. Synlett, 2000(11), 1536-1548.

37. Seeman, N.C. DNA nicks and nodes and nanotechnology. Nano Lett., 2001, 7(1), 22-26.

38. Shen, Z; Yan, H.; Wang, Т.; Seeman, N.C. Paranemic crossover DNA: a generalized Holliday structure with application in nanotechnology. J. Am. Chem. Soc., 2004, 126(6), 1666-1674.

39. Zhang, X.; Yan, H.; Shen, Z.; Seeman, N.C. Paranemic cohesion of topologically-closed DNA molecules. J. Am. Chem. Soc., 2002,124(44), 12940-12941.

40. Chen, J.-H.; Kallenbach, N.R.; Seeman, N.C. A specific quadrilateral synthesized from DNA branched junctions. J. Am. Chem. Soc., 1989, 777(16), 6402-6407.

41. Chen, J.; Seeman, N.C. Synthesis from DNA of a molecule with the connectivity of a cube. Nature (London), 1991, 550(6319), 631-633.

42. Zhang, Y.; Seeman, N.C. Construction of a DNA-truncated octahedron. J. Am. Chem. Soc., 1994,776(5), 1661-1669.

43. Zhang, Y.; Seeman, N.C. A solid-support methodology for the construction of geometrical objects from DNA. J. Am. Chem. Soc., 1992,114(1), 2556-2563.

44. Goodman, R. P.; Berry, R. M.; Turberfield, A. J. The single-step synthesis of a DNA-tetrahedron. Chem. Comm., 2004(12), 1372-1373.

45. Goodman, 1IP.; Schaap, I.A.T. Tardin, C.F.; Erben, C.M.; Berry, R.M.; Schmidt, C.F.; Turberfield, A.J. Rapid Chiral Assembly of rigid DNA building blocks for molecular nanofabrication. Science, 2005, 310(5154), 1661-1665.

46. Shih, W.M.; Quispe, J.D.; Joyce, G.F. A 1.7-kilobase single-stranded DNA that folds into a nanoscale octahedron. Nature, 2004, 427(6915), 618-621.

47. He, Y.; Ye, Т.; Su, M.; Zhang, C.; Ribbe, A.E.; Jiang, W.; Mao, C. Hierarchical self-assembly of DNA into symmetric supramolecular polyhedra. Nature, 2008, 452(7184), 198-201.

48. Мао, С.; Sim, W.; Seeman, N.C. Assembly of Borromean rings from DNA. Nature, 1997, 386(6621), 137-138.

49. Kuhn, H.; Demidov, V.V.; Frank-Kamenetski, M.D. Topological links between duplex DNA and a circular DNA single strand. Angew. Chem. Int. Ed., 1999, 38(10), 1446-1449.

50. Roulon, Т.; Le Cam, E.; Escud, C. A new supramolecular structure made of two different plasmids linked by a circular oligonucleotide. ChemBioChem, 2006, 7(6), 912-915.

51. Weizmann, Y.; Braunschweig, А.В.; Wilner, O.I.; Cheglakov, Z.; Willner, I. A polycatenated DNA scaffold for the one-step assembly of hierarchical nanostructures. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008, 705(14), 5289-5294.

52. Liu, Y.; Ke, Y.; Yan, H. Self-assembly of symmetric finite-size DNA nanoarrays. J. Am. Chem. Soc., 2005, 727(49), 17140-17141.

53. Yan, H.; LaBean, Т.Н.; Feng, L.; Reif, J.H. Directed nucleation assembly of DNA tile complexes for barcode-patterned lattices. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2003, 700(14), 81038108.

54. Park, S.H.; Pistol, C.; Ahn, S.J.; Reif, J.H; Lebeck, A.R.; Dwyer, C.; LaBean, Т.Н. Finite-size, fully addressable DNA tile lattices formed by hierarchical assembly procedures. Angew. Chem. Int. Ed., 2006, 45(5), 735-739.

55. Rothemund, P. W.K. Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns. Nature, 2006, 440(7082), 297-302.

56. Seeman N. C. Nucleic acid junctions and lattices. J. Theor. Biol., 1982, 99(2), 236-247.

57. Deng, Z.; Mao, C. Molecular lithography with DNA nanostructures. Angew. Chem. Int. Ed., 2004, 43(31), 4068^1070.

58. Mao, C.; Sun, W.; Seeman, N.C. Designed two-dimensional DNA Holliday junction arrays visualized by atomic force microscopy. J. Am. Chem. Soc., 1999, 727(23), 5437—5443.

59. Liu, Y.; Yan, H. Modular self-assembly of DNA lattices with tunable periodicity Small, 2005, 7(3), 327-330.

60. Liu, D.; Wang, M.; Deng, Z.; Walulu, R.; Mao, C. Tensegrity: construction of rigid DNA triangles with flexible four-arm DNA junctions. J. Am. Chem. Soc., 2004, 726(8), 23242325.

61. Winfree, E.; Liu, F.; Wenzler, L.A.; Seeman, N.C. Design and self-assembly of two-dimensional DNA crystals. Nature, 1998, 394(6693), 539-544.

62. Liu, F.; Sha, R.; Seeman, N.C. Modifying the surface features of two-dimensional DNA crystals. J. Am. Chem. Soc., 1999, 727(5), 917-922.

63. Garibotti, A.V.; Knudsen, S.M.; Ellington, A.D.; Seeman, N.C. Functional DNAzymes organized into two-dimensional arrays. NanoLett., 2006, 6(7), 1505-1507.

64. LaBean, Т.Н.; Yan, H.; Kopatsch, J.; Liu, F.; Winfree, E.; Reif, J.H.; Seeman, N.C. Construction, analysis, ligation, and self-assembly of DNA triple crossover complexes. J. Am. Chem. Soc., 2000, 722(9), 1848-1860.

65. Reishus, D.; Shaw, В.; Brun,Yu.; Chelyapov, N.; Adleman, L. Self-assembly of DNA double-double crossover complexes into high-density, doubly connected, planar structures. J. Am. Chem. Soc., 2005, 727(50), 17590-17591.

66. Ding, В.; Sha, R.; Seeman, N.C. Pseudohexagonal 2D DNA crystals from double crossover cohesion. J. Am. Chem. Soc., 2004, 725(33), 10230-10231.

67. He, Y; Chen, Y.; Haipeng, L.; Ribbe, A.E.; Mao, C. Self-assembly of hexagonal DNA two-dimensional (2D) arrays. J. Am. Chem. Soc., 2005, 727(35), 12202-12203.

68. He, Y.; Tian, Y.; Chen, Y.; Deng, Z; Ribbe, A.E.; Mao, C. Sequence symmetry as a tool for designing DNA nanostructures. Angew. Chem. Int. Ed., 2005, 44(41), 6694-6696.

69. Liu, H.; He, Y.; Ribbe, A.E.; Mao, C. Two-dimensional (2D) DNA crystals assembled from two DNA strands. Biomacromolecules, 2005, 6(6), 2943-2945.

70. He, Y.; Tian, Y.; Ribbe, A.E.; Mao, C. Highly connected two-dimensional crystals of DNA six-point-stars. J. Am. Chem. Soc., 2006,128(50), 15978-15979.

71. Mitchell, J.C.; Harris, J.R.; Malo, J.; Bath, J.; Turberfield, A.J. Self-assembly of chiral DNA nanotubes. J. Am. Chem. Soc., 2004,126(50), 16342-16343. .

72. Rothemund, P.W.K.; Ekani-Nkodo, A.; Papadakis, N.; Kumar, A.; Fygenson, D.K.; Winfree, E. Design and characterization of programmable DNA nanotubes. J. Am. Chem. Soc., 2004, 726(50), 16344-16352.

73. O'Neill, P.; Rothemund, P.W.K.; Kumar, A.; Fygenson, D.K Sturdier DNA nanotubes via ligation. NanoLett., 2006, 6(7), 1379-1383.

74. Park, S.H.; Barish, R.; Li, Я; Reif, J.H.; Finkelstein, G.; Yan, H.; LaBean, Т.Н. Three-helix bundle DNA tiles self-assemble into 2D lattice or ID templates for silver nanowires. NanoLett., 2005, 5(4), 693-696. r

75. Wei, В.; Mi, Y. A new triple crossover triangle (TXT) motif for DNA self-assembly. Biomacromolecules, 2005, 6(5), 2528-2532.

76. Mathieu, F.; Liao, S.; Kopatsch, J.; Wang, Т.; Mao, C.; Seeman, N.C. Six-helix bundles designed from DNA. NanoLett., 2005, 5(4), 661-665.

77. Yin, P., Hariadi, R.F.; Sahu, S.; Choi, H.M.T.; Park, S.H.; LaBean, Т.Н.; Reif, J.H. Programming DNA tube circumferences. Science, 2008, 527(5890), 824-826.

78. Sharma, J.; Chhabra, R.; Cheng, A.; Brownell, J.; Liu, Y.; Yan, H. Control of self-assembly of DNA tubules through integration of gold nanoparticles. Science, 2009, 525(5910), 112-116.

79. Liu, H.; Chen, Y.; He, Y.; Ribbe, A.E.; Mao, C. Approaching the limit: can one DNA oligonucleotide assemble into large nanostructures? Angew. Chem. Int. Ed., 2006, 45(12), 1942-1945.

80. Kuzuya, A.; Numajiri, K; Kimura, M.; Komiyama, M. Single-molecule accommodation of streptavidin in nanometer-scale wells formed in DNA nanostructures. Nucleic Acids Symp. Ser., 2008, No. 52, 681-682.

81. Sharma, J.; Ke, Y.; Lin, C.; Chhabra, R.; Wang, Or, Nangreave, J.; Liu, Y.; Yan, H. DNA-tile-directed self-assembly of quantum dots into two-dimensional nanopatterns. Angew.

82. Chem. Int. Ed., 2008, 47(28), 5157-5159.

83. Korshun, V.A.; Pestov, N.B.; Nozhevnikova, E.V.; Prokhorenko, I.A.; Gontarev, S.V.; Berlin, Yu.A. Reagents for multiple non-radioactive labelling of oligonucleotides. Synth. Comm., 1996, 26(13), 2531-2548.

84. Shchepinov, M.S.; Udalova, I.A.; Bridgman, A.J.; Southern, E.M. Oligonucleotide dendrimers: synthesis and use as polylabelled DNA probes. Nucleic Acids Research, 1997, 25(22), 4447—4454.

85. Shi, J.; Bergstrom, D.E. Assembly of novel DNA cycles with rigid tetrahedral linkers. Angew. Chem. Int. Ed., 1997, 36 (1/2), 111-113.

86. Scheffler, M.; Dorenbeck, A.; Jordan, S.; Wtistefeld, M.; von Kiedrowski, G. Self-assembly of trisoligonucleotidyls: the case for nano-acetylene and nano-cyclobutadiene. Angew. Chem. Int. Ed. 1999, 38(22), 3311-3315

87. Grimau, M.G.; Iacopino, D.; Avino, A.; de la Torre, B.G.; Ongaro, A.; Fitzmaurice, D.; Wessels, J.; Eritja, R. Synthesis of branched oligonucleotides as templates for the assembly of nanomaterials. Helv. Chim. Acta, 2003, 86(8), 2814-2826.

88. Tumpane, J.; Lundberg, E.P.; Wilhelmsson, L.M.; Brown, Т.; Norden, B. Addressable molecular node assembly functional DNA nanostructures. Nucleic Acids Symposium Series, 2008, 52(1), 97-98.

89. Eckardt, L.H.; Naumann, K; Pankau, W.M.; Rein, M.; Schweitzer, M.; Windhab, N.; von Kiedrowski, G. Chemical copying of connectivity. Nature, 2002, 420 (6913), 286.

90. Mitra, D.; Di Cesare, N; Sleiman, H.F. Self-assembly of cyclic metal-DNA nanostructures using ruthenium tris(bipyridine)-branched oligonucleotides. Angew. Chem. Int. Ed., 2004, 43(43), 5804-5808.

91. Gothelf, К V.; Thomsen, A.; Nielsen, M.; Clo, E.; Brown, R.S. Modular DNA-programmed assembly of linear and branched conjugated nanostructures. J. Am. Chem. Soc., 2004, 126(4), 1044-1046.

92. Yang, H.; Sleiman, H.F. Templated synthesis of highly stable, electroactive, and dynamic metal-DNA branched junctions. Angew. Chem. Int. Ed., 2008, 720(13), 2477-2480.

93. Niemeyer, C.M.; Adler, M. Nanomechanical devices based on DNA. Angew. Chem. Int. Ed., 2002, 41(20), 3779-3783.

94. Chen, Y, Lee, S.-H., Mao, Ch. A DNA nanomachine based on a duplex-triplex transition. Angew. Chem. Int. Ed. Engl., 2004, 43(40), 5335-5338.

95. Shen, W.; Bruist, M.F.; Goodman, S.D.; Seeman, N.C. A protein-driven DNA device that measures the excess binding energy of proteins that distort DNA. Angew. Chem. Int. Ed., 2004, 43(36), 4750-4752.

96. Shin, J.-S.; Pierce, N.A. Rewritable memory by controllable nanopatterning of DNA. Nano Lett., 2004, 4(5), 905-909.

97. Wang, H. Games, logic and computers. Scientific American, 1965, November, 98-106.

98. Barish, R.D.; Rothemund, P.W.K.; Winfree, E. Two computational primitives for algorithmic self-assembly: copying and counting. Nano Lett., 2005, 5(12), 2586—2592.

99. Coulson, D.R. Tetrakis (Triphenylphosphine) palladium (0). Inorg. Synth., 1972, 13, 121— 124.

100. Caruthers, M.H.; Barone, A.D.; Beaucage, S.L.; Dodds, D.R.; Fisher, E.F.; McBride, L.J.; Matteucci, M.; Stabinsky, Z; Tang, J.-Y. Chemical synthesis of deoxyoligonucleotides by the phosphoramidite method. Meth. Enzymol. 1987,154, 287-313.

101. Bannwarth, W.; Trzeciak, A. A simple and effective chemical phosphorylation procedure for biomolecules. Helv. Chim. Acta, 1987, 70(1), 175-186.

102. Carboni, В.; Benalil, A.; Vaultier, M. Aliphatic amino azides as key building blocks for efficient polyamine syntheses. J. Org. Chem., 1993, 55(14), 3736-3741.

103. Lewis, W.G.; Magallon, F.G.; Fokin, V.V.; Finn, M.G. Discovery and characterization of catalysts for azide-alkyne cycloaddition by fluorescence quenching. J. Am. Chem. Soc., 2004, 726(30), 9152-9153.

104. Drechsler, G.; Smagin, S. Zur Darstellung von Trimelliteinen und 5'-Carboxyfluoresceinen. J. Prakt. Chem, 1965, 25(5/6), 315-324.

105. Haralambidis, J.; Angus, K.; Pownall, S.; Duncan, L.; Chai, M.; Tregear, G.W. The preparation of polyamine-oligonucleotide probes containing multiple non-radioactive labels. Nucl. Acids Res, 1990, 75(3), 501-505.