Сигнал гипоксии как потенциальный индуктор образования суперкомплекса системы окислительного фосфорилирования в митохондриях тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат наук Бывшев Иван Максимович

• Бывшев Иван Максимович
• кандидат наук
• 2019

Оглавление диссертации кандидат наук Бывшев Иван Максимович

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Митохондрия. История возникновения. Общая структура

1.2. Система окислительного фосфорилирования

1.3. Комплексы электрон-транспортной системы (ЭТС): I, II, III, IV

1.3.1. Комплекс I. NADH-убихинон оксидоредуктаза

1.3.2. Комплекс II. Сукцинатдегидрогеназа

1.3.3. Комплекс III. Убихинол цитохром с оксидоредуктаза

1.3.4. Комплекс IV. Цитохром с оксидаза

1.3.5. Убихинон

1.4. Комплексы АТФ-синтазной системы: АТФ-синтетаза, транслокатор адениновых нуклеотидов (ТАН) и фосфатный переносчик. Метаблон

1.4.1. АТФ-синтетаза

1.4.2. Транслокатор адениновых нуклеотидов

1.4.3. Фосфатный переносчик

1.5. Суперкомплексы системы окислительного фосфорилирования

1.5.1. Две модели функционирования системы окислительного фосфорилирования (ОКСФОС): Митчелла и Вильямса

1.5.2. Существование функционального суперкомплекса

1.5.3. Структурные исследования суперкомплекса

1.5.4. Димеры и мономеры АТФ-синтетазы

1.5.5. Влияние ингибитора IF1 на димеризацию АТФ-синтетазы

1.5.6. Димеры и мономеры транслокатора адениновых нуклеотидов (ТАН)

1.5.7. Суперкомплекс системы синтеза АТФ (метаблон, синтасома)

1.6. Электронно-микроскопические исследования ультраструктуры митохондрий в различных условиях

1.6.1. Описание двух классических состояния митохондрий: ортодоксального (orthodox) и сжатого (condensed), переход между которыми регулируется как текущим и предшествующим функциональным состоянием митохондрий, так и тоничностью среды инкубации

1.6.2. Существование предельной (вызывающей необратимые изменения) тоничности

1.6.3. Кристаллизация креатинкеназы в кристах митохондрий

1.7. Исследования ультраструктуры митохондрий методом малоуглового рассеяния нейтронов

1.7.1 Обнаружение особенностей ультраструктуры митохондрий методом малоуглового рассеяния нейтронов и электронов

1.7.2. Метод вариации контраста

1.8. Факторы, влияющие на морфологию крист и их функциональность

1.9. Влияние гипоксии на функционирование митохондрии

1.9.1. Растворимость кислорода в воде, в клетке и в митохондрии. Понятие гипоксии, нормоксии, гипероксии, физиоксии

1.9.2. Гипоксия. Фактор !П. Факторы И!Р

1.9.3. Эффекты Пастера, Крэбтри, Варбурга

1.9.4. Ультраструктура митохондрий при модуляции инфаркта

1.10. Особенности функционирования переносчика энергии (протона) в рамках теории Вильямса

1.10.1. Скорость движения протона вдоль межфазной границы

1.10.2. Кислоты Бренстеда и мембрано-связанные протоны

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Выделение митохондрий

2.1.1 Выделение митохондрий печени крыс

2.1.2 Выделение митохондрий сердца крыс

2.1.3. Выделение митохондрий мозга крыс

2.2 Полярографические исследования, метод двойного титрования

2.3 Малоугловое рассеяние нейтронов (МУРН). Метод вариации контраста

2.4 Электронная микроскопия (ЭМ)

2.5 Метод измерения генерации перекиси выделенных митохондрий

2.6 Метод индукции гипоксического стресса в густой суспензии митохондрий

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1.1 Эффект димеризации транслокатора адениновых нуклеотидов (ТАН) в митохондриях печени в условиях формирования суперкомплекса системы окислительного фосфорилирования (ОКСФОС) в гипотонических средах

3.1.2.1 Гипоксия как индуктор перехода системы ОКСФОС в режим суперкомплекса. Обнаружение спонтанной димеризации ТАН после инкубации густой суспензии митохондрий печени в гипоксии

3.1.2.2 Сигнал гипоксии как индуктор перехода системы ОКСФОС в режим суперкомплекса. Двойное титрование, доказательство существования суперкомплекса

3.1.3 Обнаружение эффекта набухания межмембранного пространства митохондрий печени в условиях гипоксии

3.1.4 Сходство и различие воздействия гипотонии и гипоксии на ультраструктуру митохондрий печени

3.2 Исследование на митохондриях сердца. Обнаружение глобальной структурной перестройки в кристах митохондрий при воздействии двух сигналов: гипоксии и слабого осмотического стресса

3.2.1 Эксперименты на энергизованных митохондриях сердца. Влияние сигнала гипоксии на ультраструктуру митохондрий в нормальных изотонических средах

3.2.2 Трансформация внутренней мембраны в двухфазную систему при воздействии на энергизованные митохондрии сердца слабого осмотического стресса и гипоксии

3.2.3 Эффект глобальной структурной перестройки в деэнергизованных митохондриях индуцирован двумя типами сигналов: гипоксией и слабым осмотическим стрессом

3.2.4 Глобальная структурная перестройка в мембранах деэнергизованных митохондрий сердца при воздействии двух сигналов - слабого осмотического стресса (гипотонии) и гипоксии. Эффект образования "пустых" крист

3.2.5 Регистрация глобальной перестройки внутренней мембраны митохондрий методом малоуглового рассеяния нейтронов на митохондриях сердца при воздействии гипоксии и осмотического стресса. (Использован методом вариации контраста)

ОБСУЖДЕНИЕ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ОСНОВНЫЕ ВЫВОДЫ РАБОТЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

АФК (ROS) = активные формы кислорода;

NADH = восстановленная форма никотинамидадениндинуклеотида;

NAD+ = окисленная форма никотинамидадениндинуклеотида;

HIF-1 = индуцируемый гипоксией фактор 1;

СДГ = сукцинатдегидрогеназа (комплекс II);

CoQH2 = восстановленный кофермент Q (убихинон);

СК = суперкомплекс;

АТФ = аденозинтрифосфат;

ОКСФОС = окислительное фосфорилирование;

ЭМ = электронная микроскопия;

МУРН = малоугловое рассеяние нейтронов;

NMDA = N-метил-Б-аспартат;

УС = ультраструктура;

IF1 = фактор ингибирования 1 АТФ-синтетазы;

АТФаза = АТФ-синтетаза;

OPA1 = фактор оптической атрофии 1;

СОРМ = системой объемной регуляции митохондрий;

тРНК = транспортная рибонуклеиновая кислота;

рРНК = рибосомная рибонуклеиновая кислота.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Сигнал гипоксии как потенциальный индуктор образования суперкомплекса системы окислительного фосфорилирования в митохондриях»

ВВЕДЕНИЕ

В настоящее время модель работы системы окислительного фосфорилирования (ОКСФОС) П. Митчелла [1] является общепринятой. Согласно этой модели мультиферментная система ОКСФОС функционирует в диссоциированной форме, когда комплексы 1-У локализованы во внутренней мембране митохондрий, структурно не связаны друг с другом и функционируют как автономно существующие структуры.

В настоящее время большое внимание исследователей привлекает проблема функционирования системы ОКСФОС в форме суперкомплекса (СК). Гипотеза о существовании такой формы ОКСФОС впервые была высказана Р. Вильямсом в 1961 [2], который постулировал, что транспорт энергии происходит в рамках единой структурной единицы без выхода промежуточных субстратов в объем межмембранного пространства митохондрий.

В настоящее время стало очевидным, что ОКСФОС может функционировать в митохондриях не только в диссоциированной форме, но ив форме СК. В работах [3][4] было впервые показано, что в определенных условиях (при мягком осмотическом стрессе в гипотонических (120мОсм) средах инкубации) в митохондриях происходит переключение функционирования ОКСФОС с классического механизма Митчелла на режим работы СК. При этом транспорт энергии осуществляется частично дегидратированными ионами водорода в составе мембранных суперкомплексов ОКСФОС [5,6]. Этими работами было показано существование двух качественно различных функциональных состояний системы ОКСФОС. В то же время пока мало известно о механизме глобальной перестройки диссоциированной формы ОКСФОС в СК. Принцип трансформации этой системы до настоящего времени не найден. Кроме того, до настоящего времени не была установлена достаточно широкая биологическая значимость обнаруженного функционального перехода ОКСФОС в режим работы СК.

Изучению именно этих вопросов посвящено настоящее исследование.

Настоящая работа была начата с поиска специфических структурно-функциональных изменений ферментных систем и изменений ультраструктуры мембран митохондрий, происходящих в условиях глобального перехода всей системы ОКСФОС в режим работы суперкомплекса.

Ранее было показано, что этот переход осуществляется системой объемной регуляции митохондрий (СОРМ), которая активируется при снижении тоничности среды инкубации с 600м0см до 120м0см [3].

На первом этапе настоящей работы были получены данные о том, что при переходе к условиям функционирования ОКСФОС в режиме СК (при 120м0см) транслокатор адениновых нуклеотидов (ТАН) перестраивается из мономерной формы в димерную. В нормальных условиях (при ЗООмОсм тоничности среды инкубации митохондрий) он малостабилен и после выделения митохондрий "спонтанно" димеризуется при хранении густой суспензии митохондрий в стандартных условиях (в плотно закрытом эппендорфе при температуре 1-4 °С). Это наблюдение навело нас на мысль о том, что кроме осмотического сигнала СОРМ должен существует ещё и другой фактор - гипоксия, которая переводит систему ОКСФОС в режим работы СК и возникает в густых суспензиях митохондрий за счет быстрого поглощения кислорода этими органеллами (важно, что гипоксия спонтанно возникает при хранении густой суспензии митохондрий в процессе эксперимента). Соответственно на следующем этапе работы были получены доказательства этого предположения и проведено детальное сопоставление двух сигналов, изменяющих структурно-функциональное состояние системы ОКСФОС.

При этом было обнаружено, что несмотря на то, что оба сигнала различны -они сходны в том, что вызывают слабый осмотический стресс в митохондриях. Укажем, что общая теория процесса глобальной перестройки системы ОКСФОС в суперкомплекс проста. Сформулированная нами модель перестройки базируется на том очевидном обстоятельстве, что образование крупных белковых кластеров, суперкомплексов, встроенных во внутреннюю липидную мембрану из более

мелких элементов, неизбежно и должно быть жестко сопряжено с разрушением большого массива исходных липид-белковых контактов и заменой их на белок-белковые связи. В предельной формулировке можно сказать, что в основе процесса образования суперкомплекса системы ОКСФОС должен лежать процесс частичного отделения белков от липидной компоненты мембран. Несмотря на простоту и очевидность механизма этого процесса, приведенная формулировка сразу поставила вопрос о том, как может реализоваться такой сложный процесс и какой физико-химический механизм должен лежать в его основе. В результате проделанной работы мы достаточно полно приблизились к ответу на этот вопрос.

При этом, параллельно, была реально достигнута вторая ключевая цель настоящей работы - был получен ответ на вопрос о том, какова физиологическая значимость такой всеобъемлющей перестройки митохондрий. Было обнаружено, что один из сигналов индукции перестройки входит в систему сигнализации гипоксии и, следовательно, сигнал активируется вместе с сигнальной системой, управляющий переключением основного энергетического метаболизма клетки с дыхания на гликолитический режим. Таким образом оказалось, что переход ОКСФОС в режим суперкомплекса включен в ключевой обратимый процесс регуляции клетки имеющий название эффекта Пастера-Крэбтри.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Митохондрия. История возникновения. Общая структура.

Само слово митохондрия произошло от греческих слов — нить и

%оу5ро< — зёрнышко, крупинка. Митохондрии предположительно возникли около 2 миллиардов лет назад путем поглощения а-протобактерии предшественником современной эукариотической клетки [7]. Хотя митохондрии и сохранили две мембраны от своего предшественника и систему синтеза АТФ, их общая форма и состав значительно изменились, они получили множество других дополнительных функций по отношению к клетке. В процессе эволюции при обретении новых функций большая часть генома а-протобактерии была утеряна или перенеслась в клеточный геном [8]. Например, в клетках человека у митохондрии остался короткий кольцевой геном длиной 16 килобаз, который присутствует в клетке в большом количестве по сравнению с хромосомами ядра, обычно в одной митохондрии содержится 2-10 копий кольцевого генома [9].

Митохондриальный геном человека содержит генетически закодированную информацию о 13 белках (помимо этого в геноме также закодированы 22 тРНК и 2 рРНК) [10], которые являются ключевыми составляющими митохондриальных комплексов I-IV, расположенных во внутренней митохондриальной мембране. Функционируя вместе с циклом Кребса в матриксе, дыхательная цепь создает электрохимический градиент путем сопряженного переноса электронов на кислород и транспорта протонов из матрикса через внутреннюю мембрану в межмембранное пространство. Электрохимический градиент служит источником энергии для комплекса У цепи, АТФ-синтетазы, которая по сути является древний турбинной машиной с ротором, катализирующая синтез практически всего клеточного АТФ. Электрохимический потенциал также используется для других важных функций митохондрии, таких как например буферизация сигнальных ионов кальция Ca2+ путем аккумулирования унипортером внутренней мембраны [11] [12].

Размер и формы митохондрий многообразны. Самая привычная картина митохондрии изображена на рис. 1, то есть органеллы сферического типа размером порядка микрона, однако на самом деле существо большое количество фенотипов митохондрий. Формы митохондрий бывают самые разнообразные - и круглые митохондрии, и вытянутые структуры, в которых митохондрия является сильно вытянутым объектом (рис. 1). Также существует множество других причудливых форм, когда, например, клетки подвергаются высоким концентрациям кислорода или при определенных заболеваниях. Эти продолговатые митохондрии могут достигать длины десятков микрон.

compact reticular

(А)

nucleus lysosome Golqi apparatus (Q

= 1 ц,т

Рис 1. Формы и размеры митохондрии. (А) Электронно-микроскопическое изображение митохондрии, выделенной из печени крысы, на рисунке показаны также другие органеллы и проиллюстрирована форма и размер митохондрий [13]. (В) Крио-электронно микроскопическая томография структуры

митохондрии с ламеллярными кристами. (C) Вытянутая структура митохондрии делящейся дрожжевой клетки. Голубым выделены места деления [14]. (D) Вытянутые митохондриалъная сеть в клетках кенгуровой крысы [15]. Митохондрии окрашены зеленым и были помечены антителами на белки ответственные за транспорт белков через митохондриалъную мембрану. Тубулин микротрубочек окрашен в красный и ядро окрашено в голубой.

На рис. 2А показано ЭМ изображение митохондрии, имеющей сфероцилинрическую форму (то есть цилиндр с краями в виде полусферы), длиной около двух микрон и диаметром около 1 микрона. Что касается общепринятой терминологии, митохондрии характерны двумя мембранами, внешней и внутренней, которые разделяют пространство на 3 отличных друг от друга части (рис. 2B) - внешнее пространство по отношению к митохондрии, межмембранное пространство, и матрикс, объем которого заключен в пределах внутренней мембраны. Следует отметить что межмембранное пространство, ограниченное внутренней мембраной, также называют кристой (от латинского crista, в переводе гребень, завиток). Следует, однако, отметить, что зачастую кристой называют просто складку внутренней мембраны (определение кристы в рамках этой работы будет дано в процессе изложения результатов). Таким образом межмембранное пространство делится на 2 части, функционально они также отличаются. Важно понимать, что сама внутренняя мембрана в пределах одной митохондрии может разделяться на 2 и более несвязанных между собой мембраной части. Различные по виду митохондрии топологически сходны между собой.

(А) (В) outer membrane

3-D view of mitochondrion

Рис. 2. Структура митохондрии. (А) Электронно-микроскопическое изображение митохондрии, выделенной из поджелудочной железы летучей мыши [13], (В) Схематическое изображение отделов митохондрии, а также связей между этими отделами.

Что касается количества митохондрий в клетке то порядок величины в дрожжах это 101, в клетках млекопитающих 103-104. Но, однако, сама идея подсчета точного количества митохондрий в клетке в среднем заранее ошибочна. Потому что например дрожжи выращенные на этаноле содержат большое количество (20-30) маленьких отдельных митохондрий, в то время как если те же дрожжи выращивать на глюкозе, они будут содержать меньшее количество (~3) больших разветвленных митохондрий [16]. Эти различные морфологии не сильно меняют объем в клетке в котором находится фракция митохондрий и возможно связаны с различными энергетическими потребностями клетки при выращивании на разных субстратах. Также на количество и форму митохондрий влияет образ жизни организма. То есть количество и свойства митохондрий в клетке зависит и от ткани, и от состояния этой ткани (режим функционирования, возраст, и др.).

Самой важной и интересной в плане физико-химических, энергетических и регуляторных процессов является внутренняя митохондриальная мембрана - в ней находятся все ферменты системы окислительного фосфорилирования, на ней создается значительный потенциал ионов водорода и OH-, морфология

внутренней мембраны весьма разнообразна и может изменяться вследствие многих различных воздействий.

Система окислительного фосфорилирования (ОКСФОС) детально будет рассмотрена ниже.

1.2. Система окислительного фосфорилирования

Свойство клеток поддерживать свое функционирование в органах человека зависит от возможностей клетки добывать энергию из пищи и конвертировать ее в Р-у-пирофосфатную связь аденозинтрифосфата (АТФ). АТФ по сути является основной энергетической молекулой клетки. В клетках человека АТФ производится в основном системой окислительного фосфорилирования (ОКСФОС). В нормальных условиях эта система обеспечивает более 80% потребностей клетки. Оставшаяся часть АТФ производится в основном в цитозоле в процессе гликолиза. В результате работы системы окислительного фосфорилирования происходит превращения кислорода в СО2, поэтому процесс работы системы ОКСФОС также называют дыханием. При дыхании митохондрий происходит полное расщепление пищи до Н20, С02 и МН3. В митохондриях также начинается биосинтез мочевины (в цикле мочевины).

Для стабильного производства АТФ в митохондриях нужен стабильный импорт в митохондрии субстратов, АДФ и фосфата, и экспорт АТФ. Транслокатор адениновых нуклеотидов (ТАН), фосфатный переносчик, пируватный переносчик, а также и другие митохондриальные переносчики постоянно работают, чтобы обеспечить потребности клеточного энергетического метаболизма.

Важную роль в механизме работы системы ОКСФОС играют окислительно-восстановительные центры. По сути это энергетические пути электронов, полученных с субстратов комплексов системы ОКСФОС. С комплексов КАОН-, сукцинат-, электронтрансферфлавопротеин- и глицерофосфат-дегидрогеназ энергия переходит в пул хинонов. То есть все эти четыре пути через пул хинонов

передают свою энергию дальше на комплекс III. С комплекса III электрон идет на комплекс IV, где и происходит дыхание - то есть превращение O2 в СО2.

В системе ОКСФОС ферменты можно разделить на те, которые создают потенциал, и на те, которые его потребляют (в нормальных условиях, обратный электронный транспорт в данной работе не входил в исследование), то есть на генераторов и потребителей. Генераторами электрохимического потенциала ионов водорода являются комплексы I, III и IV, а потребителем является комплекс V.

Было показано что четыре восстановительных комплекса дыхательной системы митохондрий и АТФ-синтетаза могут быть легко очищены в активном состоянии фермента [17] и вставлены в фосфолипидные везикулы или планарные фосфолипидные мембраны. Таким образом было показано, что комплексы I II IV могут по отдельности функционировать как протонные помпы и АТФ -синтетаза является обратимой протонной помпой.

1.3. Комплексы электрон-транспортной системы (ЭТС): I, II, III, IV.

1.3.1. Комплекс I. NADH-убихинон оксидоредуктаза

Комплекс I (NADH:убихинон оксидоредуктаза) [18] это самый большой белок системы ОКСФОС. Его размер составляет порядка одного мегадальтона. Он играет важную роль в клеточном метаболизме человека и многих других аэробных организмов. Он окисляет NADH произведенный прежде в цикле трикарбоновых кислот (цикле Кребса) и ß-окисления жирных кислот, регенерируя пул NAD+ в матриксе митохондрий. Он использует два электрона от окисления NADH чтобы восстановить убихинон до убихинола во внутренней митохондриальной мембране, обеспечивающая остальную цепь транспорта электронов электронами для восстановления кислорода до воды. Потенциальная энергия, выделенная при реакции восстановления, перераспределяется для транспорта протонов через внутреннюю митохондриальную мембрану, внося

вклад в трансмембранный потенциал ионов водорода, который поддерживает импорт и экспорт метаболитов и белков.

Структурно в комплексе I, глядя на его L-образную форму (см. рис. 3), очевидно наличие двух субъединиц - мембранной части и матриксной части, так называемой руки. В основном можно выделить 14 субъединиц из которых 7 гидрофобных относятся к матриксной и 7 гидрофильных к мембранной части. В эукариотах гидрофобные субъединицы кодируются митохондриальным геномом [19, p. 6], в то время как гидрофильная часть и все остальные дополнительные субъединицы закодированы в ядерном геноме клетки и импортируются в митохондрию. Сборка фермента млекопитающих, состоящего из белков двух геномов, и по крайней мере 9 кофакторов, это сложный процесс, который был выяснен путем анализа промежуточных субкомплексов и факторов сборки [20].

Основными частями гидрофильного домена являются: флавин мононуклеотид в активной части окисления NADH в NAD+, цепочка железосерных кластеров (один [2Fe-2S]2+/1+ и шесть [4Fe-4S]2+/1+), которые связывают флавин с центром связывания хинона, и необычно расположенный [2Fe-2S]2+/1+ кластер на противоположной стороне от флавина, отделенный пространственно от цепи из семи железосерных кластеров упомянутых выше. Последний кластер этой цепи, кластер N2, передает электроны связанному хинону. Восстановленный хинон идет дальше на комплекс III, и также при этом через комплекс I переносятся протоны.

Стехиометрия NADH:протон составляет четыре, то есть при окислении NADH проходит 4 протона. Уравнение реакции на комплексе I выглядит следующим образом:

NADH + Q + ^ NAD+ + QH2 + 4Я1

out

н+ Н+

Рис 3. Структура и функция комплекса I [21].

1.3.2. Комплекс II. Сукцинатдегидрогеназа

Комплекс II [22] митохондрий, также известный как сукинатдегидрогеназа (СДГ), особенно интересен тем, что он участвует в двух основных метаболитических путях митохондрии: в системе окислительного фосфорилрирования, где он обогащает пул восстановленного хинона, и в цикле Кребса, окисляя сукцинат до фумарата.

В структуре СДГ можно выделить 4 субъединицы: SDHA, SDHB, SDHC, SDHD. Все они представлены на рис А.

Структура полученная из рентгеновского рассеяния (рис. 4) на кристаллах сукциинатдегидрогеназы [23], показала, что субъединицы SDHC и SDHD связаны "голова к хвосту", которые находятся во внутренней митохондриальной мембране, где они скреплены с флавопротином SDHA и железо-серным кластером субъединицы SDHB, котрая торчит в матрикс.

Кристаллическая структура СДГ подтвердила прежние биохимические данные о существовании трех простетических групп в комплексе: FAD, [Fe-S] кластеров и гема (см рис Б). В N-конце субъединицы SDHA находится FAD, SDHB содержит [2Fe-2S] кластер, связанный с ее N-концом, в то время как кластеры [4Fe-4S] и [3Fe-4S] соединены с ее С-концом. Из кристаллической структуры стало ясно, что у двух оставшихся субъединиц есть один гем b и два убихинон-связывающих центра. Это так называемый QP центр, находящийся рядом с матриксной стороной внутренней митохондриальной мембраны, и QD центр, отдаленный от матрикса.

Во время окисления сукцината субъединицей SDHA, флавиновый кофактор получает 2 электрона. Сукцинат переходит в фумарат. По одному, они переходят от флавина через железно-серные кластеры [2Fe-2S], [4Fe-4S] и [3Fe-4S] SDHB чтобы восстановить убихинон в центре QP. О роли гема и центра QD однозначного мнения пока что нет.

Рис. 4. Структурный особенности СДГ. (А) показаны субъединицы СДГ разными цветами: SDHA - синяя, SDHB - зеленая, SDHC - коричневая, SDHD - красная. (Б) - выделены основные функциональные группы СДГ [23].

Таким образом суммарная реакция может быть записана в виде: succinate + Q ^ fumarate + QH2

Ингибитором сукцинатдегидрогеназы является малонат [24] и теноилтрифлюроацетон (ТТФА) [25]. Первый весьма похож на молекулу сукцината и является конкурентным ингибитором (см. рис. 5), то есть важно соотношение концентраций малоната и сукцината для требуемого ингибирования. Второй действует в центре связывания хинона.

Рис. 5. Субстрат, продукт и ингибиторы СДГ. а - сукцинат, б - фумарат, в -малонат, г - ТТФА.

1.3.3. Комплекс III. Убихинол цитохром с оксидоредуктаза

Убихинол цитохром с оксидоредуктаза, также называемая комплекс III, или цитохром ^1-комплекс [26], является мультифункциональным олигомерным (димером) мембранным белковым комплексом, расположенным во внутренней митохондриальной мембране эукариотов или в цитоплазматической мембране прокариотов. Этот комплекс является одной из основных частей системы клеточного дыхания, вносит вклад в генерацию электрохимического потенциала. Также этот комплекс связан с генерацией АФК.

Цитохром комплекс катализирует антимицин-зависимый транспорт электронов от липофильного субстрата убихинола ^Иг) на цитохром с, при этом комплекс также переносит протон через мембрану [27]. В результате, на каждую окисленную молекулу убихинола четыре протона переносятся на положительную сторону мембраны и две молекулы цитохрома с восстанавливаются. Такая стехиометрия реакции электронного приведена в уравнении ниже, где QH2 и Q означают растворимый в липиде восстановленный и окисленный убихинон

3+2+ " "

соответственно, и с означают окисленный и восстановленный цитохром с, Н+N и Н+P означают протоны на отрицательной и положительной стороне мембраны. Трансмембранный потенциал, генерируемый при этом, служит как источник энергии для различных активностей клетки, например, для производства АТФ АТФ-синтетазой.

QH2 + 2 + 2 Н+N -> Q + 2 с2+ + 4 ^

Рис. 6. Кристаллическая структура димера комплекса III с указанием основных субъединиц [26].

В структуре комплекса III (рис. 6, 7) можно выделить три основных пространственных части: матриксная, мембранная части и часть, лежащая в межмембранном пространстве. Для функционирования важны субъединицы: цитохром b, содержащий 2 типа гемов: низкопотениальный гем bL (-30мВ), высокопотенциальный гем bH (+100мВ), цитохром с1 (+230мВ), и железо-серный

белок, содержащий высокопотенциальный [2Бе-28] железо-серный кластер (+250мВ), см рис. 8.

Рис. 7. Активные центры комплекса III. Механизм Q-цикла [26].

В отличие от других комплексов системы ОКСФОС, комплекс

использует убихинол, чтобы перенести протоны через мембрану, и делает это с помощью механизма так называемого Q-цикла [28]. В комплексе для этого есть центр окисления хинола, центр восстановления хинона и раздвоенный транспорт электрона в центре окисления хинола. Ключевые эксперименты, которые привели к гипотезе Q-цикла, являются окисление-восстановление цитохрома Ь в присутствии антимицина [29], обнаружение железно-серного белка как фактора окисления [30] и стехиометрия реакции при которой на каждый перенесенный электрон через мембрану переносится два протона [31]. Обнаружение двух постулированных отдельных сайтов восстановление хинона и окисления хинола в кристаллической структуре подтвердили идею механизма Q-цикла [32].

Ключевым звеном в механизме Q-цикла является разделение путей двух электронов субстрата QH2 в сайте связывания Qp. Первый электрон с хинола идет в «высокопотенциальную цепь» состоящую из железо-серного белка, цитохрома с1 и цитохрома с. Второй электрон одновременно передается на «низкопотенциальную цепь», состоящую из гемов Ьь и Ьн, чтобы восстановить убихинон или убисемихинон, связанный в сайте QN.

Хотя гипотеза Q-цикла получила большое экспериментальное подтверждение, она не объясняет почему оба электрона не идут оба на высокопотенциальную цепь, которая энергетически более выгодна [33] . Существует много механизмов объясняющих этот парадокс (обзор в статье [26]).

1.3.4. Комплекс IV. Цитохром с оксидаза

Митохондриальная и прокатриотическая цитохром с оксидаза имеет четыре восстановительных центра [34] (рис. 8). Биядерный центр Сиа в экстрамембранном домене субъединицы II, который титруется как единая электрон0восстановительная единица, является входным местом для электронов, полученных от цитохрома с, расположенного на внешней (Р) стороне мембраны. Сиа переносит электроны на гем а субъединицы I. Гем а, в свою очередь, переносит электроны на гем а3/Сив биядерный центр, также связанный с субъединицей I, где молекула кислорода О2 восстанавливается до двух молекул воды 2Н2О с поглощением четырех протонов со внутренней (^ водной фазы. Генерация электрохимического потенциала ионов водорода цитохром с оксидазой приводит также к переносу протона с N стороны нп сторону, перенос сопряжен с с потоком электрона с ферроцитохрома с на О2 с максимальной стехиометрией 1 протон на 1 электрон. Общая реакция может быть записана в виде:

4 су с2+ + 8 Н^ + О2 -> 4 су с3+ + 2 Н2О + 4 Н+р

Кристаллографические структуры цитохром с оксидазы многих организмов уже известна. Совсем недавно была получена структура этого фермента из митохондрий быка в состоянии, при котором связана молекула СО [35] с разрешеним 2.3 А и 1.95 А разными методами. Молекулярный вес этого фермента у млекопитающих составляет порядка 200 КДа. У млекопитающих есть три основных субъединицы, которые кодируются в митохондриальном геноме, и десять дополнительных субъединиц, кодирующихся в ядерном геноме.

СиА представляет собой металлический координационный центр похожий по структуре на железосерный центр [2Бе-28] с расстоянием между атомами меди 2.7

А [36]. Плоскости обеих гемов лежат перпендикулярно плоскости мембраны примерно на одену треть ее толщины. Гем а и гем а3 находятся близко друг к другу (14 А). Расстояние от центра двух атомов меди CuA к железу гемов а и а3 составляют 19 и 22 А соответственно. Расстояние между гемом а3 и CuB составляет 4.5 А. Кристаллическая структура циохромоксидазы быка обнаруживает три возможных пути переноса протона, назывемых K-, D- и H-путями соответственно. K- и D- пути соединяют бинуклеарный сайт восстановления кислорода со внутренним пространством митохондриальной мембраны, N-пространством (от англ. Negative, отрицательный), в то время как H-путь, который простирается вдоль фермента от матриксной стороны до межмембранного пространства, включает остатки, взаимодействующие с порфириновыми частями гема а. Этот путь считается специфической особенностью оксидазы млекопитающих [37]. D-канал считается вовлеченным в перенос и протонов через мембрану (то есть в качестве помпы) и двух химических протонов, в то время как по K-каналу переносятся 2 протона для восстановления в каталитическом центре [38].

Для сопряжения процессов переноса протона и восстановления кислорода были предложены различные модели. Предполагается, что перенос протона сопряжен с химическим процессами при восстановлении кислорода в бинуклеарном центре (гем аз/Сив) [39], другие модели предполагают сопряжение связанное с гемом а и CuA [40]. Последняя модель требует кооперативную связь между окислением-восстановлением этих центров и транспортом протона кислотно-щелочными группами фермента. Различные функциональные и структурные наблюдения дают информацию подтверждающую аллостерическую кооперативность, связанную с окислительно-восстановительными процессами.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Бывшев Иван Максимович, 2019 год

БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Mitchell P. Coupling of Phosphorylation to Electron and Hydrogen Transfer by a Chemi-Osmotic type of Mechanism // Nature. 1961. Vol. 191, № 4784. P. 144-148.

2. Williams R.J.P. Possible functions of chains of catalysts // J. Theor. Biol. 1961. Vol. 1, № 1. P. 1-17.

3. Krasinskaya I.P. et al. Relationships of respiratory chain and ATP-synthetase in energized mitochondria // FEBS Lett. 1984. Vol. 167, № 1. P. 176-180.

4. Yaguzhinsky L.S. et al. Synthesis of ATP coupled with action of membrane protonic pumps at the octane-water interface // Nature. 1976. Vol. 259, № 5543. P. 494-496.

5. Eremeev S.A., Yaguzhinsky L.S. On local coupling of electron transport and ATP-synthesis system in mitochondria. Theory and experiment // Biochem. Mosc. 2015. Vol. 80, № 5. P. 576-581.

6. Moiseeva V.S. et al. The formation of metastable bond between protons and mitoplast surface // Dokl. Biochem. Biophys. 2011. Vol. 438, № 1. P. 127-130.

7. Lane N., Martin W. The energetics of genome complexity // Nature. 2010. Vol. 467, № 7318. P. 929-934.

8. Gabaldon T., Huynen M.A. Shaping the mitochondrial proteome // Biochim. Biophys. Acta BBA -Bioenerg. 2004. Vol. 1659, № 2-3. P. 212-220.

9. Wiesner R.J., Rüegg J.C., Morano I. Counting target molecules by exponential polymerase chain reaction: Copy number of mitochondrial DNA in rat tissues // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1992. Vol. 183, № 2. P. 553-559.

10. Chan D.C. Mitochondria: Dynamic Organelles in Disease, Aging, and Development // Cell. 2006. Vol. 125, № 7. P. 1241-1252.

11. Baughman J.M. et al. Integrative genomics identifies MCU as an essential component of the mitochondrial calcium uniporter // Nature. 2011. Vol. 476, № 7360. P. 341-345.

12. De Stefani D. et al. A forty-kilodalton protein of the inner membrane is the mitochondrial calcium uniporter // Nature. 2011. Vol. 476, № 7360. P. 336-340.

13. Fawcett D.W. The Cell, Its Organelles and Inclusions: An Atlas of Fine Structure. 1966.

14. Egner A., Jakobs S., Hell S.W. Fast 100-nm resolution three-dimensional microscope reveals structural plasticity of mitochondria in live yeast // Proc. Natl. Acad. Sci. 2002. Vol. 99, № 6. P. 3370-3375.

15. Schmidt R. et al. Mitochondrial Cristae Revealed with Focused Light // Nano Lett. 2009. Vol. 9, № 6. P. 2508-2510.

16. Visser W. et al. Effects of growth conditions on mitochondrial morphology inSaccharomyces cerevisiae // Antonie Van Leeuwenhoek. 1995. Vol. 67, № 3. P. 243-253.

17. Hatefi Y. The Mitochondrial Electron Transport and Oxidative Phosphorylation System // Annu. Rev. Biochem. 1985. Vol. 54, № 1. P. 1015-1069.

18. Hirst J. Mitochondrial Complex I // Annu. Rev. Biochem. 2013. Vol. 82, № 1. P. 551-575.

19. Chomyn A. et al. URF6, last unidentified reading frame of human mtDNA, codes for an NADH dehydrogenase subunit // Science. 1986. Vol. 234, № 4776. P. 614-618.

20. Mimaki M. et al. Understanding mitochondrial complex I assembly in health and disease // Biochim. Biophys. Acta BBA - Bioenerg. 2012. Vol. 1817, № 6. P. 851-862.

21

22

23

24

25

26

27

28

29

30

31

32

33

34

35

36

37

38

39

40

41

42

43

Fiedorczuk K. et al. Atomic structure of the entire mammalian mitochondrial complex I // Nature. 2016. Vol. 538, № 7625. P. 406-410.

Bezawork-Geleta A. et al. Mitochondrial Complex II: At the Crossroads // Trends Biochem. Sci. 2017. Vol. 42, № 4. P. 312-325.

Sun F. et al. Crystal Structure of Mitochondrial Respiratory Membrane Protein Complex II // Cell. 2005. Vol. 121, № 7. P. 1043-1057.

Wojtovich A.P., Brookes P.S. The endogenous mitochondrial complex II inhibitor malonate regulates mitochondrial ATP-sensitive potassium channels: Implications for ischemic preconditioning // Biochim. Biophys. Acta BBA - Bioenerg. 2008. Vol. 1777, № 7-8. P. 882-889.

Chen Y. et al. Mitochondrial electron-transport-chain inhibitors of complexes I and II induce autophagic

cell death mediated by reactive oxygen species // J. Cell Sci. 2007. Vol. 120, № 23. P. 4155-4166.

Xia D. et al. Structural analysis of cytochrome bc1 complexes: Implications to the mechanism of function

// Biochim. Biophys. Acta BBA - Bioenerg. 2013. Vol. 1827, № 11-12. P. 1278-1294.

Trumpower B.L., Gennis R.B. Energy Transduction by Cytochrome Complexes in Mitochondrial and

Bacterial Respiration: The Enzymology of Coupling Electron Transfer Reactions to Transmembrane Proton

Translocation // Annu. Rev. Biochem. 1994. Vol. 63, № 1. P. 675-716.

Trumpower B.L. The protonmotive Q cycle. Energy transduction by coupling of proton translocation to electron transfer by the cytochrome bc1 complex // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265, № 20. P. 11409-11412. Wikström M.K., Berden J.A. Oxidoreduction of cytochrome b in the presence of antimycin // Biochim. Biophys. Acta. 1972. Vol. 283, № 3. P. 403-420.

Trumpower B.L., Edwards C.A. Identification of oxidation factor as a reconstitutively active form of the iron-sulfur protein of the cytochrome b-c1 segment of the respiratory chain // FEBS Lett. 1979. Vol. 100, № 1. P. 13-16.

Brand M.D., Reynafarje B., Lehninger A.L. Re-evaluation of the H+/site ratio of mitochondrial electron transport with the oxygen pulse technique // J. Biol. Chem. 1976. Vol. 251, № 18. P. 5670-5679. Xia D. et al. Crystal structure of the cytochrome bc1 complex from bovine heart mitochondria // Science. 1997. Vol. 277, № 5322. P. 60-66.

Hendler R.W., Bunow B., Rieske J.S. Thermodynamic and kinetic considerations of Q-cycle mechanisms and the oxidant-induced reduction of cytochromes b // J. Bioenerg. Biomembr. 1985. Vol. 17, № 1. P. 51-64.

Wikström M, Krab K, Saraste M. Cytochrome oxidase: a synthesis. Academic Press, London, New York, 1981.

Ishigami I. et al. Crystal structure of CO-bound cytochrome c oxidase determined by serial femtosecond X-ray crystallography at room temperature // Proc. Natl. Acad. Sci. 2017. Vol. 114, № 30. P. 8011-8016. Tsukihara T. et al. Structures of metal sites of oxidized bovine heart cytochrome c oxidase at 2.8 A // Science. 1995. Vol. 269, № 5227. P. 1069-1074.

Lee H. et al. Mutations in the Putative H-Channel in the Cytochrome c Oxidase from Rhodobacter

sphaeroides Show That This Channel Is Not Important for Proton Conduction but Reveal Modulation of

the Properties of Heme a f // Biochemistry. 2000. Vol. 39, № 11. P. 2989-2996.

Konstantinov A.A. et al. The roles of the two proton input channels in cytochrome c oxidase from

Rhodobacter sphaeroides probed by the effects of site-directed mutations on time-resolved electrogenic

intraprotein proton transfer // Proc. Natl. Acad. Sci. 1997. Vol. 94, № 17. P. 9085-9090.

Brzezinski P., Gennis R.B. Cytochrome c oxidase: exciting progress and remaining mysteries // J. Bioenerg.

Biomembr. 2008. Vol. 40, № 5. P. 521-531.

Tsukihara T. et al. The low-spin heme of cytochrome c oxidase as the driving element of the proton-pumping process // Proc. Natl. Acad. Sci. 2003. Vol. 100, № 26. P. 15304-15309. Yoshikawa S. Redox-Coupled Crystal Structural Changes in Bovine Heart Cytochrome c Oxidase // Science. 1998. Vol. 280, № 5370. P. 1723-1729.

Watt I.N. et al. Bioenergetic cost of making an adenosine triphosphate molecule in animal mitochondria // Proc. Natl. Acad. Sci. 2010. Vol. 107, № 39. P. 16823-16827.

Department of Biochemistry and Molecular Biology, The Chicago Medical School, Rosalind Franklin University of Medicine and Sci-ence, 3333 Green Bay Road, North Chicago, IL 60064 et al. Understanding

44

45

46

47

48

49

50

51

52

53

54

55

56

57

58

59

60

61

62

63

64

65

66

67

structure, function, and mutations in the mitochondrial ATP synthase // Microb. Cell. 2015. Vol. 2, № 4. P. 105-125.

Klingenberg M. The ADP-ATP translocation in mitochondria, a membrane potential controlled transport // J. Membr. Biol. 1980. Vol. 56, № 2. P. 97-105.

LaNoue K., Mizani S.M., Klingenberg M. Electrical imbalance of adenine nucleotide transport across the mitochondrial membrane // J. Biol. Chem. 1978. Vol. 253, № 1. P. 191-198.

Krämer R., Klingenberg M. Modulation of the reconstituted adenine nucleotide exchange by membrane potential // Biochemistry. 1980. Vol. 19, № 3. P. 556-560.

Pebay-Peyroula E. et al. Structure of mitochondrial ADP/ATP carrier in complex with carboxyatractyloside // Nature. 2003. Vol. 426, № 6962. P. 39-44.

Stepien G. et al. Differential expression of adenine nucleotide translocator isoforms in mammalian tissues and during muscle cell differentiation // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267, № 21. P. 14592-14597. Chevrollier A. et al. ANT2 Isoform Required for Cancer Cell Glycolysis // J. Bioenerg. Biomembr. 2005. Vol. 37, № 5. P. 307-317.

Dolce V. et al. A fourth ADP/ATP carrier isoform in man: identification, bacterial expression, functional characterization and tissue distribution // FEBS Lett. 2005. Vol. 579, № 3. P. 633-637. Hamel P. et al. Redundancy in the function of mitochondrial phosphate transport in Saccharomyces cerevisiae and Arabidopsis thaliana: Isoforms of the mitochondrial phosphate carrier // Mol. Microbiol. 2004. Vol. 51, № 2. P. 307-317.

Huizing M. et al. Human mitochondrial transmembrane metabolite carriers: tissue distribution and its implication for mitochondrial disorders // J. Bioenerg. Biomembr. 1998. Vol. 30, № 3. P. 277-284. Fiermonte G., Dolce V., Palmieri F. Expression in Escherichia coli, functional characterization, and tissue distribution of isoforms A and B of the phosphate carrier from bovine mitochondria // J. Biol. Chem. 1998. Vol. 273, № 35. P. 22782-22787.

Schagger H. Supercomplexes in the respiratory chains of yeast and mammalian mitochondria // EMBO J. 2000. Vol. 19, № 8. P. 1777-1783.

Baum H., Hall G.S., Nalder J. On the mechanism of oxidative phosphorylation in submitochondrial particles // Energy transduction in respiration and photosynthesis. 1971.

Chance B., Williams G.R. Respiratory enzymes in oxidative phosphorylation. III. The steady state // J. Biol. Chem. 1955. Vol. 217, № 1. P. 409-427.

Pérez-Pérez R. et al. COX7A2L Is a Mitochondrial Complex III Binding Protein that Stabilizes the III2+IV Supercomplex without Affecting Respirasome Formation // Cell Rep. 2016. Vol. 16, № 9. P. 2387-2398. Letts J.A., Sazanov L.A. Clarifying the supercomplex: the higher-order organization of the mitochondrial electron transport chain // Nat. Struct. Mol. Biol. 2017. Vol. 24, № 10. P. 800-808. Schägger H., Pfeiffer K. The ratio of oxidative phosphorylation complexes I-V in bovine heart mitochondria and the composition of respiratory chain supercomplexes // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276, № 41. P. 37861-37867.

Iwata S. et al. Complete structure of the 11-subunit bovine mitochondrial cytochrome bc1 complex // Science. 1998. Vol. 281, № 5373. P. 64-71.

Tsukihara T. et al. The whole structure of the 13-subunit oxidized cytochrome c oxidase at 2.8 A // Science. 1996. Vol. 272, № 5265. P. 1136-1144.

Davies K.M. et al. Macromolecular organization of ATP synthase and complex I in whole mitochondria // Proc. Natl. Acad. Sci. 2011. Vol. 108, № 34. P. 14121-14126.

Allegretti M. et al. Horizontal membrane-intrinsic a-helices in the stator a-subunit of an F-type ATP synthase // Nature. 2015. Vol. 521, № 7551. P. 237-240.

Hahn A. et al. Structure of a Complete ATP Synthase Dimer Reveals the Molecular Basis of Inner Mitochondrial Membrane Morphology // Mol. Cell. 2016. Vol. 63, № 3. P. 445-456. Greggio C. et al. Enhanced Respiratory Chain Supercomplex Formation in Response to Exercise in Human Skeletal Muscle // Cell Metab. 2017. Vol. 25, № 2. P. 301-311.

Acin-Pérez R. et al. Respiratory Active Mitochondrial Supercomplexes // Mol. Cell. 2008. Vol. 32, № 4. P. 529-539.

Shinzawa-Itoh K. et al. Purification of Active Respiratory Supercomplex from Bovine Heart Mitochondria Enables Functional Studies // J. Biol. Chem. 2016. Vol. 291, № 8. P. 4178-4184.

68

69

70

71

72

73

74

75

76

77

78

79

80

81

82

83

84

85

86

87

88

89

90

91

Acín-Pérez R. et al. Respiratory complex III is required to maintain complex I in mammalian mitochondria // Mol. Cell. 2004. Vol. 13, № 6. P. 805-815.

Diaz F. et al. Cytochrome c Oxidase Is Required for the Assembly/Stability of Respiratory Complex I in Mouse Fibroblasts // Mol. Cell. Biol. 2006. Vol. 26, № 13. P. 4872-4881.

Maranzana E. et al. Mitochondrial Respiratory Supercomplex Association Limits Production of Reactive Oxygen Species from Complex I // Antioxid. Redox Signal. 2013. Vol. 19, № 13. P. 1469-1480. Blaza J.N. et al. Kinetic evidence against partitioning of the ubiquinone pool and the catalytic relevance of respiratory-chain supercomplexes // Proc. Natl. Acad. Sci. 2014. Vol. 111, № 44. P. 15735-15740. Lapuente-Brun E. et al. Supercomplex Assembly Determines Electron Flux in the Mitochondrial Electron Transport Chain // Science. 2013. Vol. 340, № 6140. P. 1567-1570.

Gasanov S.E. et al. Non-bilayer structures in mitochondrial membranes regulate ATP synthase activity // Biochim. Biophys. Acta. 2018. Vol. 1860, № 2. P. 586-599.

Guo H., Bueler S.A., Rubinstein J.L. Atomic model for the dimeric FO region of mitochondrial ATP synthase // Science. 2017. Vol. 358, № 6365. P. 936-940.

Klusch N. et al. Structural basis of proton translocation and force generation in mitochondrial ATP synthase // eLife. 2017. Vol. 6.

Mühleip A.W. et al. In situ structure of trypanosomal ATP synthase dimer reveals a unique arrangement of catalytic subunits // Proc. Natl. Acad. Sci. 2017. Vol. 114, № 5. P. 992-997.

Klein G. et al. Photoaffinity labeling of mitochondrial adenosine triphosphatase by an azido derivative of the natural adenosine triphosphate inhibitor // Biochemistry. 1981. Vol. 20, № 5. P. 1339-1344. Hashimoto T., Negawa Y., Tagawa K. Binding of intrinsic ATPase inhibitor to mitochondrial ATPase--stoichiometry of binding of nucleotides, inhibitor, and enzyme // J. Biochem. (Tokyo). 1981. Vol. 90, № 4. P. 1151-1157.

Jackson P.J., Harris D.A. The mitochondrial ATP synthase inhibitor protein binds near the C-terminus of the F 1 ß-subunit // FEBS Lett. 1988. Vol. 229, № 1. P. 224-228.

Minauro-Sanmiguel F., Bravo C., García J.J. Cross-linking of the endogenous inhibitor protein (IF1) with rotor (gamma, epsilon) and stator (alpha) subunits of the mitochondrial ATP synthase // J. Bioenerg. Biomembr. 2002. Vol. 34, № 6. P. 433-443.

Cabezón E. et al. The structure of bovine F1-ATPase in complex with its regulatory protein IF1 // Nat. Struct. Mol. Biol. 2003. Vol. 10, № 9. P. 744-750.

Cabezon E. et al. Modulation of the Oligomerization State of the Bovine F 1 -ATPase Inhibitor Protein, IF 1 , by pH // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275, № 33. P. 25460-25464.

Cabezón E. et al. Dimerization of Bovine F 1 -ATPase by Binding the Inhibitor Protein, IF 1 // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275, № 37. P. 28353-28355.

Dienhart M. et al. Formation of the Yeast F 1 F 0 -ATP Synthase Dimeric Complex Does Not Require the

ATPase Inhibitor Protein, Inh1 // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277, № 42. P. 39289-39295.

Tomasetig L. et al. Dimerization of F0F1ATP synthase from bovine heart is independent from the binding

of the inhibitor protein IF1 // Biochim. Biophys. Acta. 2002. Vol. 1556, № 2-3. P. 133-141.

Arnold I. Yeast mitochondrial F1F0-ATP synthase exists as a dimer: identification of three dimer-specific

subunits // EMBO J. 1998. Vol. 17, № 24. P. 7170-7178.

Arselin G. et al. The GxxxG motif of the transmembrane domain of subunit e is involved in the dimerization/oligomerization of the yeast ATP synthase complex in the mitochondrial membrane // Eur. J. Biochem. 2003. Vol. 270, № 8. P. 1875-1884.

Bustos D.M., Velours J. The Modification of the Conserved G XXX G Motif of the Membrane-spanning Segment of Subunit g Destabilizes the Supramolecular Species of Yeast ATP Synthase // J. Biol. Chem. 2005. Vol. 280, № 32. P. 29004-29010.

García J.J. et al. The Inhibitor Protein (IF 1 ) Promotes Dimerization of the Mitochondrial F 1 F 0 -ATP Synthase f // Biochemistry. 2006. Vol. 45, № 42. P. 12695-12703.

Riccio P., Aquila H., Klingenberg M. Purification of the carboxy-atractylate binding protein from mitochondria // FEBS Lett. 1975. Vol. 56, № 1. P. 133-138.

Aquila H. et al. Isolation of the ADP/ATP translocator from beef heart mitochondria as the bongkrekate-protein complex // Eur. J. Biochem. 1978. Vol. 85, № 2. P. 549-560.

92. Hackenberg H., Klingenberg M. Molecular weight and hydrodynamic parameters of the adenosine 5'-diphosphate--adenosine 5'-triphosphate carrier in Triton X-100 // Biochemistry. 1980. Vol. 19, № 3. P. 548-555.

93. Block M.R. et al. Small angle neutron scattering of the mitochondrial ADP/ATP carrier protein in detergent // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1982. Vol. 109, № 2. P. 471-477.

94. Schroers A. et al. The phosphate carrier from yeast mitochondria. Dimerization is a prerequisite for function // J. Biol. Chem. 1998. Vol. 273, № 23. P. 14269-14276.

95. Kotaria R. et al. Oligomeric state of wild-type and cysteine-less yeast mitochondrial citrate transport proteins // J. Bioenerg. Biomembr. 1999. Vol. 31, № 6. P. 543-549.

96. Brandolin G., Dupont Y., Vignais P.V. Exploration of the nucleotide binding sites of the isolated ADP/ATP carrier protein from beef heart mitochondria. 2. Probing of the nucleotide sites by formycin triphosphate, a fluorescent transportable analogue of ATP // Biochemistry. 1982. Vol. 21, № 25. P. 63486353.

97. Block M.R., Vignais P.V. Substrate-site interactions in the membrane-bound adenine-nucleotide carrier as disclosed by ADP and ATP analogs // Biochim. Biophys. Acta. 1984. Vol. 767, № 2. P. 369-376.

98. Nury H. et al. Structural basis for lipid-mediated interactions between mitochondrial ADP/ATP carrier monomers // FEBS Lett. 2005. Vol. 579, № 27. P. 6031-6036.

99. Nury H. et al. Mitochondrial Bovine ADP/ATP Carrier in Detergent Is Predominantly Monomeric but Also Forms Multimeric Species f // Biochemistry. 2008. Vol. 47, № 47. P. 12319-12331.

100. Bamber L. et al. The yeast mitochondrial ADP/ATP carrier functions as a monomer in mitochondrial membranes // Proc. Natl. Acad. Sci. 2007. Vol. 104, № 26. P. 10830-10834.

101. Clémençon B. Yeast Mitochondrial Interactosome Model: Metabolon Membrane Proteins Complex Involved in the Channeling of ADP/ATP // Int. J. Mol. Sci. 2012. Vol. 13, № 2. P. 1858-1885.

102. Murray J. et al. Focused proteomics: Monoclonal antibody-based isolation of the oxidative phosphorylation machinery and detection of phosphoproteins using a fluorescent phosphoprotein gel stain // ELECTROPHORESIS. 2004. Vol. 25, № 15. P. 2520-2525.

103. Detke S., Elsabrouty R. Identification of a mitochondrial ATP synthase-adenine nucleotide translocator complex in Leishmania // Acta Trop. 2008. Vol. 105, № 1. P. 16-20.

104. Nuskova H. et al. Mitochondrial ATP synthasome: Expression and structural interaction of its components // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2015. Vol. 464, № 3. P. 787-793.

105. Ko Y.H. et al. Mitochondrial ATP Synthasome: CRISTAE-ENRICHED MEMBRANES AND A MULTIWELL DETERGENT SCREENING ASSAY YIELD DISPERSED SINGLE COMPLEXES CONTAINING THE ATP SYNTHASE AND CARRIERS FOR P i AND ADP/ATP // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278, № 14. P. 12305-12309.

106. Hackenbrock C.R. Ultrastructural bases for metabolically linked mechanical activity in mitochondria. I. Reversible ultrastructural changes with change in metabolic steady state in isolated liver mitochondria // J. Cell Biol. 1966. Vol. 30, № 2. P. 269-297.

107. Scalettar B.A., Abney J.R., Hackenbrock C.R. Dynamics, structure, and function are coupled in the mitochondrial matrix // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1991. Vol. 88, № 18. P. 8057-8061.

108. Stoner C.D., Sirak H.D. Osmotically-induced alterations in volume and ultrastructure of mitochondria isolated from rat liver and bovine heart // J. Cell Biol. 1969. Vol. 43, № 3. P. 521-538.

109. Hall J.D. INTRACRISTAL RODS: A New Structure in Beef Heart Mitochondria // J. Cell Biol. 1971. Vol. 48, № 2. P. 420-425.

110. Schnyder T. et al. Structure of the mitochondrial creatine kinase octamer: high-resolution shadowing and image averaging of single molecules and formation of linear filaments under specific staining conditions // J. Cell Biol. 1991. Vol. 112, № 1. P. 95-101.

111. Mannella C.A., Parsons D.F. Small-angle x-ray scattering from mitochondria // Biochim. Biophys. Acta BBA - Biomembr. 1977. Vol. 470, № 2. P. 242-250.

112. Murugova T.N. et al. Detection of new double-membrane structures in native mitochondria by the method of small-angle neutron scattering // Biophysics. 2006. Vol. 51, № 6. P. 882-886.

113. Murugova T.N. et al. Study of three-dimensionally ordered structures of intact mitochondria by small-angle neutron scattering // Crystallogr. Rep. 2007. Vol. 52, № 3. P. 521-524.

114. Murugova T.N. et al. Potentials of Small-angle Neutron Scattering for Studies of the Structure of "Live" Mitochondria // Neutron News. 2011. Vol. 22, № 3. P. 11-14.

115

116

117

118

119

120

121

122

123

124

125

126

127

128

129

130

131

132

133

134

135

136

137

138

Zaccai G. Small-angle Neutron Scattering. Structure and Dynamics of Biomolecules: Neutron and Synchrotron Radiation for Condensed Matter Studies. Oxford University Press, Oxford., 2000. Quintana-Cabrera R. et al. Who and how in the regulation of mitochondrial cristae shape and function // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2018. Vol. 500, № 1. P. 94-101.

Frezza C. et al. OPA1 Controls Apoptotic Cristae Remodeling Independently from Mitochondrial Fusion // Cell. 2006. Vol. 126, № 1. P. 177-189.

Scorrano L. et al. A distinct pathway remodels mitochondrial cristae and mobilizes cytochrome c during apoptosis // Dev. Cell. 2002. Vol. 2, № 1. P. 55-67.

Scorrano L., Korsmeyer S.J. Mechanisms of cytochrome c release by proapoptotic BCL-2 family members // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2003. Vol. 304, № 3. P. 437-444.

Speer O. et al. Octameric mitochondrial creatine kinase induces and stabilizes contact sites between the inner and outer membrane // Biochem. J. 2005. Vol. 385, № 2. P. 445-450.

Chacinska A. et al. Distinct Forms of Mitochondrial TOM-TIM Supercomplexes Define Signal-Dependent States of Preprotein Sorting // Mol. Cell. Biol. 2010. Vol. 30, № 1. P. 307-318.

Dekker P.J.T. The Tim core complex defines the number of mitochondrial translocation contact sites and can hold arrested preproteins in the absence of matrix Hsp70-Tim44 // EMBO J. 1997. Vol. 16, № 17. P. 5408-5419.

Ott C. et al. Detailed Analysis of the Human Mitochondrial Contact Site Complex Indicate a Hierarchy of Subunits // PLOS ONE / ed. Cobine P.A. 2015. Vol. 10, № 3. P. e0120213.

Ott C. et al. Sam50 Functions in Mitochondrial Intermembrane Space Bridging and Biogenesis of Respiratory Complexes // Mol. Cell. Biol. 2012. Vol. 32, № 6. P. 1173-1188. Xie J. et al. The mitochondrial inner membrane protein Mitofilin exists as a complex with SAM50, metaxins 1 and 2, coiled-coil-helix coiled-coil-helix domain-containing protein 3 and 6 and DnaJC11 // FEBS Lett. 2007. Vol. 581, № 18. P. 3545-3549.

Cipolat S. et al. Mitochondrial Rhomboid PARL Regulates Cytochrome c Release during Apoptosis via OPA1-Dependent Cristae Remodeling // Cell. 2006. Vol. 126, № 1. P. 163-175. Liao Y. et al. Mitochondrial calcium uniporter protein MCU is involved in oxidative stress-induced cell death // Protein Cell. 2015. Vol. 6, № 6. P. 434-442.

Varanita T. et al. The Opa1-Dependent Mitochondrial Cristae Remodeling Pathway Controls Atrophic, Apoptotic, and Ischemic Tissue Damage // Cell Metab. 2015. Vol. 21, № 6. P. 834-844. Cogliati S., Enriquez J.A., Scorrano L. Mitochondrial Cristae: Where Beauty Meets Functionality // Trends Biochem. Sci. 2016. Vol. 41, № 3. P. 261-273.

Pernas L., Scorrano L. Mito-Morphosis: Mitochondrial Fusion, Fission, and Cristae Remodeling as Key Mediators of Cellular Function // Annu. Rev. Physiol. 2016. Vol. 78, № 1. P. 505-531. Alavi M.V. et al. Subtle neurological and metabolic abnormalities in an Opa1 mouse model of autosomal dominant optic atrophy // Exp. Neurol. 2009. Vol. 220, № 2. P. 404-409.

Davies V.J. et al. Opa1 deficiency in a mouse model of autosomal dominant optic atrophy impairs mitochondrial morphology, optic nerve structure and visual function // Hum. Mol. Genet. 2007. Vol. 16, № 11. P. 1307-1318.

Cogliati S. et al. Mitochondrial Cristae Shape Determines Respiratory Chain Supercomplexes Assembly and Respiratory Efficiency // Cell. 2013. Vol. 155, № 1. P. 160-171.

Glytsou C. et al. Optic Atrophy 1 Is Epistatic to the Core MICOS Component MIC60 in Mitochondrial Cristae Shape Control // Cell Rep. 2016. Vol. 17, № 11. P. 3024-3034.

Hoppins S. et al. A mitochondrial-focused genetic interaction map reveals a scaffold-like complex required for inner membrane organization in mitochondria // J. Cell Biol. 2011. Vol. 195, № 2. P. 323340.

Anand R. et al. Mic13 Is Essential for Formation of Crista Junctions in Mammalian Cells // PLOS ONE / ed. Liesa M. 2016. Vol. 11, № 8. P. e0160258.

Friedman J.R. et al. MICOS coordinates with respiratory complexes and lipids to establish mitochondrial inner membrane architecture // eLife. 2015. Vol. 4.

Rabl R. et al. Formation of cristae and crista junctions in mitochondria depends on antagonism between Fcj1 and Su e / g // J. Cell Biol. 2009. Vol. 185, № 6. P. 1047-1063.

139

140

141

142

143

144

145

146

147

148

149

150

151

152

153

154

155

156

157

158

159

160

161

162

163

164

165

166

Habersetzer J. et al. Human F1F0 ATP Synthase, Mitochondrial Ultrastructure and OXPHOS Impairment: A (Super-)Complex Matter? // PLoS ONE / ed. Dmitriev O.Y. 2013. Vol. 8, № 10. P. e75429. Allen R.D. Membrane tubulation and proton pumps // Protoplasma. 1995. Vol. 189, № 1-2. P. 1-8. Paumard P. et al. The ATP synthase is involved in generating mitochondrial cristae morphology // EMBO J. 2002. Vol. 21, № 3. P. 221-230.

Carreau A. et al. Why is the partial oxygen pressure of human tissues a crucial parameter? Small molecules and hypoxia // J. Cell. Mol. Med. 2011. Vol. 15, № 6. P. 1239-1253.

Wiesener M.S. et al. Widespread hypoxia-inducible expression of HIF-2a in distinct cell populations of different organs // FASEB J. 2003. Vol. 17, № 2. P. 271-273.

Lages Y.M. et al. Low oxygen alters mitochondrial function and response to oxidative stress in human neural progenitor cells // PeerJ. 2015. Vol. 3. P. e1486.

Löfstedt T. et al. Hypoxia Inducible Factor-2a in Cancer // Cell Cycle. 2007. Vol. 6, № 8. P. 919-926. Glancy B. et al. Mitochondrial reticulum for cellular energy distribution in muscle // Nature. 2015. Vol. 523, № 7562. P. 617-620.

Glancy B. et al. Power Grid Protection of the Muscle Mitochondrial Reticulum // Cell Rep. 2017. Vol. 19, № 3. P. 487-496.

Angelova P.R., Abramov A.Y. Role of mitochondrial ROS in the brain: from physiology to neurodegeneration // FEBS Lett. 2018. Vol. 592, № 5. P. 692-702.

Crabtree H.G. The carbohydrate metabolism of certain pathological overgrowths // Biochem. J. 1928. Vol. 22, № 5. P. 1289-1298.

Thomson J.M. et al. Resurrecting ancestral alcohol dehydrogenases from yeast // Nat. Genet. 2005. Vol. 37, № 6. P. 630-635.

Warburg O. On the Origin of Cancer Cells // Science. 1956. Vol. 123, № 3191. P. 309-314. Пилипенко Д.И. Морфометрико-стереологический анализ ультраструктуры митохондрий при окислительном стрессе. МГУ им. М.В.Ломоносова, 2010.

Mulkidjanian A.Y. et al. Proton transfer dynamics at membrane/water interface and mechanism of biological energy conversion // Biochem. Mosc. 2005. Vol. 70, № 2. P. 251-256.

Yurkov V.I., Fadeeva M.S., Yaguzhinsky L.S. Proton transfer through the membrane—water interfaces in uncoupled mitochondria // Biochem. Mosc. 2005. Vol. 70, № 2. P. 195-199.

Eroshenko L.V. et al. Br0nsted acids bounded to the mitochondrial membranes as a substrate for ATP synthase // Dokl. Biochem. Biophys. 2012. Vol. 444, № 1. P. 158-161.

Johnson D., Lardy H. [15] Isolation of liver or kidney mitochondria // Methods in Enzymology. Elsevier, 1967. Vol. 10. P. 94-96.

Watters C. A one-step biuret assay for protein in the presence of detergent // Anal. Biochem. 1978. Vol. 88, № 2. P. 695-698.

Kuklin A.I., Islamov A.K., Gordeliy V.I. Scientific Reviews: Two-Detector System for Small-Angle Neutron Scattering Instrument // Neutron News. 2005. Vol. 16, № 3. P. 16-18.

Soloviev A.G. et al. The Package for small-angle neutron scattering data reatment. Version 2.4. Long Wtite-Up and User's Guide. // JINR Communications. 2003. № 10. P. 2003-2086. Reynolds E.S. The use of lead citrate at high pH as an electron-opaque stain in electron microscopy // J. Cell Biol. 1963. Vol. 17. P. 208-212.

Fiala J.C., Harris K.M. Extending Unbiased Stereology of Brain Ultrastructure to Three-dimensional Volumes // J. Am. Med. Inform. Assoc. 2001. Vol. 8, № 1. P. 1-16.

Selin A.A. et al. Mechanism Underlying the Protective Effect of Glycine in Energetic Disturbances in Brain Tissues under Hypoxic Conditions // Bull. Exp. Biol. Med. 2012. Vol. 153, № 1. P. 44-47. Faccenda D. et al. Control of Mitochondrial Remodeling by the ATPase Inhibitory Factor 1 Unveils a Pro-survival Relay via OPA1 // Cell Rep. 2017. Vol. 18, № 8. P. 1869-1883.

Klingenberg M., Grebe K., Scherer B. The Binding of Atractylate and Carboxy-atractylate to Mitochondria // Eur. J. Biochem. 1975. Vol. 52, № 2. P. 351-363.

Pfeiffer H. et al. Hydration pressure and phase transitions of phospholipids // Biochim. Biophys. Acta BBA

- Biomembr. 2003. Vol. 1609, № 2. P. 144-147.

Pfeiffer H. et al. Hydration pressure and phase transitions of phospholipids // Biochim. Biophys. Acta BBA

- Biomembr. 2003. Vol. 1609, № 2. P. 148-152.