Сенсорные электроды на основе наночастиц диоксида марганца тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.06, кандидат химических наук Донцова, Екатерина Александровна

• Донцова, Екатерина Александровна
• кандидат химических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат химических наук Донцова, Екатерина Александровна

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Структура, свойства и роль холинэстераз в организме

1.2. Ингибиторы холинэстераз

1.3. Методы анализа ингибиторов холинэстераз

1.4. Амперометрические системы регистрации тиохолина

1.5. Амперометрические системы регистрации пероксида водорода и холина

1.5.1. Фермент холиноксидаза, структура и свойства

1.5.2. Холиноксидазные электрохимические сенсоры

1.5.2.1. Электрохимическая регистрация пероксида водорода

1.5.2.2. Иммобилизация холиноксидазы и анализ холина

1.6. Методы получения и стабилизации наночастиц для формирования медиаторных покрытий

1.6.1. Методы получения наночастиц.

1.6.2. Стабилизация золей наночастиц

1.7. Диоксид марганца как медиатор для электрохимического анализа

1.7.1. Структура и свойства диоксида марганца

1.7.2. Синтез и стабилизация наночастиц диоксида марганца.

1.7.3. Электрохимические сенсоры на основе диоксида марганца

2. ЭКСПЕРЕМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

2.1. Материалы

2.2. Методы

2.2.1. Получение наночастиц МпОг для формирования медиаторных покрытий

2.2.1.1. Получение наночастиц диоксида марганца в обращенных мицеллах

2.2.1.2. Получение наночастиц МпОг в гидротермальных условиях.

2.2.1.3. Получение у - диоксида марганца

2.2.1.4. Получение водных золей аморфного и (З-МпОг

2.2.2. Физико-химические методы характеристики наночастиц МпОг

2.2.2.1. Рентгеновская дифракция

2.2.2.2. Просвечивающая электронная микроскопия

2.2.2.3. Сканирующая электронная микроскопия

2.2.2.4. Измерение концентрации и распределения частиц гидрозолей аморфного, (3- и у-Мп02 по размерам

2.2.2.5. Спектрофотометрические исследования водных золей Мп

2.2.2.6. Квазиупругое динамическое светорассеяние

2.2.2.7. Определение дзетта-потенциала наночастиц у - Мп

2.2.3. Изготовление электродов на основе наночастиц Мп

2.2.3.1. Модификация графитовых стержней наночастицами

Мп02. синтезированными в обратных мицеллах.

2.2.3.2. Модификация планарных графитовых электродов водными золями наночастиц Мп

2.2.3.3. Сканирующая электронная микроскопия поверхности электродов

2.2.3.4. Изготовление холиноксидазных биосенсоров методом послойного нанесения полиэлектролитов

2.2.3.5. Изготовление холиноксидазных электродов методом иммобилизации фермента в пленке с поли(4-винилпирилином)

2.2.4. Электрохимические характеристики электродов

2.2.4.1. Вольтамперометрия

2.2.4.2. Анализ пероксида водорода, холина и тиохолина

2.2.5. Анализ холинэстеразной активности и ингибиторов холинэстераз

2.2.5.1. Электрохимическое определение активности бутерилхолинэстеразы с использованием холиноксидазных электродов '

2.2.5.2. Электрохимический анализ активности БХЭ с использованием серосодержащих субстратов

2.2.5.3. Электрохимический анализ ингибиторов холинэстеразной активности с использованием холиноксидазных электродов

2.2.5.4. Определение нейротоксичности проб сине-зеленых водорослей £ ^

2.2.5.5. Электрохимический анализ ингибиторов холинэстеразной активности с использованием серосодержащих субстратов

2.2.5.6. Анализ тиохолина и диазинона без перемешивания 82 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Исследование электрохимических свойств наночастиц диоксида марганца,

-синтезированных в обращенных мицеллах

3.1.1. Синтез наночастиц МпОг в обращенных мицеллах и их характеристика

3.1.2. Изготовление и характеристика пероксид-чувствительных электродов на основе наночастиц М11О2. полученных в обращенных мицеллах

3.1.2.1. Оптимизация процедуры нанесения медиатора

3.1.2.2. Вольтамперометрические характеристики электродов

3.1.2.3. Операционная и долговременная стабильнбость электродов

3.1.3. Анализ пероксида водророда при помощи электродов на основе наночастиц МпОг полученными в обращенных мицеллах

3.1.3.1. Влияние рабочего потенциала

3.1.3.2. Влияние ионной силы рабочего буфера.

3.1.3.3. Интерферирующее влияние различных веществ на электрохимический анализ пероксида водорода

3.1.3.4. Градуировочная зависимость по Н2О2 и аналитические характеристики электродов

3.1.4. Холиноксидазные электроды на основе наночастиц диоксида марганца, полученных в обращенных мицеллах

3.2. Исследование медиаторных свойств гидрозолей диоксида марганца для анализа пероксида водорода и тиохолина

3.2.1. Получение и физико-химические характеристики гидрозолей наночастиц диоксида марганца

3.2.1.1. Гидрозоль наночастиц у-МпОг

3.2.1.2. Гидрозоли аморфного и Р-М1Ю

3.2.2. Исследование электрохимических свойств наночастиц М11О2 в реакции электроокисления тиохолина

3.2.3. Исследование электрохимических свойств наночастиц МпОг в реакции электроокисления пероксида водорода

3.2.4. Оптимизация и характеристика электродов на основе наночастиц у-МпОг

3.2.4.1. Анализ пероксида водорода

3.2.4.2. Анализ тиолов

3.3. Холиноксидазные электроды на основе гидрозоля наночастиц у-МпОг

3.3.1. Оптимизация методики изготовления холиноксидазных электродов и анализа хо лина ^

3.3.1.1. Оптимизация концентрации фермента при адсорбции

3.3.1.2. Операционная стабильность холиноксидазных электродов

3.3.1.3. Исследование влияния числа слоев холиноксидазы на аналитические характеристики электродов ]

3.3.2. Определение кинетических параметров иммобилизованной холиноксидазы

3.3.3. Аналитические характеристики холиноксидазных электродов

3.3.4. Влияние интерферирующих компонентов биологических жидкостей и экологических образцов на анализ холина !

3.4. Анализ активности БХЭ и ингибиторов холинэстераз при помощи электродов, модифицированных наночастицами у-Мп02 но

3.4.1. Анализ активности БХЭ при помощи холиноксидазных электродов

3.4.2. Анализ активности БХЭ с использованием серосодержащих субстратов

3.4.2.1. Оптимизация времени проведения реакции ферментативного гидролиза ПТХ и концентрации субстрата

3.4.2.2. Измерение активности БХЭ в режиме накопления продукта и в кинетическом режиме

3.4.3. Анализ ингибиторов холинэстераз при помощи холиноксидазных электродов

3.4.3.1. Анализ хлорпирифоса, диазинона, диизопропилфторфосфата и карбофурана в кинетическом режиме

3.4.3.2. Анализ нейротоксичности проб сине-зелёных водорослей

3.4.4. Анализ ингибиторов холинэстераз с использованием серосодержащих субстратов

3.4.4.1. Анализ диазинона в режиме измерения накопленного продукта и кинетическом режиме

3.4.4.2. Анализ тиохолина и диазинона без перемешивания 152 ЗАКЛЮЧЕНИЕ выводы ]

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Сенсорные электроды на основе наночастиц диоксида марганца»

Холинэстеразы выполняют важнейшие функции в организме человека и других млекопитающих. Ацетилхолинэстераза (АХЭ) участвует в процессе передачи нервного импульса, её роль заключается в гидролизе нейромедиатора ацетилхолина. Бутирилхолинэстераза (БХЭ) участвует в процессах метаболизма широкого спектра эндогенных и экзогенных субстратов и биотрансформации ксенобиотиков. Изменение уровня активности холинэстераз сопровождает такие нейродегенеративные заболевания, как болезнь Альцгеймера и болезнь Паркинсона. Ингибиторы холинэстераз, к которым относятся фосфорорганические соединения и карбаматы, применяются в качестве пестицидов. Наиболее токсичные ингибиторы, например зарин, зоман, УХ, являются боевыми отравляющими веществами нейропаралитического действия и могут быть использованы в качестве химического оружия. Отравление ингибиторами холинэстераз может привести к тяжёлым последствиям для организма и даже к летальному исходу. В связи с этим актуальной является задача разработки экспрессных и высокочувствительных методов анализа ингибиторов холинэстеразной активности.

Экспресс-методы анализа ингибиторов холинэстераз основаны на измерении активности ферментов АХЭ и БХЭ до и после контакта с пробой, потенциально содержащей ингибитор. Показателем активности данных ферментов является скорость гидролиза их природных и синтетических субстратов. Природными субстратами холинэстераз являются холиновые эфиры, их гидролиз приводит к образованию холина. В качестве синтетических аналогов используют серосодержащие эфиры, гидролиз которых приводит к образованию тиохолина.

Классическим методом анализа тиохолина является спектрофотомерия, которая позволяет анализировать данное соединение с пределом обнаружения 10 мкМ. Более высокой чувствительностью обладают электрохимические методы анализа, среди которых выделяют электрохимические сенсоры с использованием медиаторов, веществ, способных к циклическому окислению-восстановлению на поверхности электрода, которые позволяют существенно снизить предел обнаружения тиохолина.

Среди наиболее перспективных методов анализа холина также можно выделить использование электрохимических сенсоров. Холин-чувствительные сенсоры содержат в своём составе фермент холиноксидазу, который катализирует окисление холина с образованием пероксида водорода в качестве копродукта. Образующийся пероксид водорода регистрируют электрохимически, при этом использование медиаторов также позволяет существенно повысить чувствительность такого анализа.

Таким образом, использование электрохимических медиаторов является перспективным универсальным подходом для создания тиохолин- и холин-чувствительных сенсоров, позволяющих определять активность холинэстераз и осуществлять анализ их ингибиторов. Среди описанных соединений, обладающих медиаторной активностью, можно перечислить гексацианоферраты кобальта и железа, оксиды меди, марганца, ванадия, а также ряд органических и металлорганических соединений. При этом наилучшей чувствительностью обладают электрохимические системы, в которых медиатор присутствует в виде слоя сформированного на рабочей поверхности электрода. Как правило, медиаторный слой на поверхности электрода формируют в процессе электрохимического осаждения, либо синтезируют медиатор на поверхности электрода, либо наносят и высушивают каплю препарата, содержащего медиатор.

В ряде работ, посвященных созданию пероксид-чувствительных и холин-чувствительных сенсоров, было показано, что способ получения медиатора и формирования медиаторного слоя оказывает влияние на чувствительность сенсора. Так, использование наночастиц медиаторов дает существенное преимущество по сравнению с применением обычных микроразмерных порошков [1]. Также было показано, что электрохимическая активность зависит от кристаллической структуры медиатора [2]. Упомянутые исследования касались различных модификаций и способов получения диоксида марганца.

В работах по определению тиохолина описано использование гексацианоферрата кобальта, Берлинской лазури и некоторых органических медиаторов, однако исследований по использованию диоксида марганца для анализа тиолов к настоящему времени не проводилось.

Таким образом, важно исследовать различные способы получения медиатора МпОг и сравнить их электрохимические свойства в реакциях окисления пероксида водорода и тиохолина. С технологической точки зрения, для изготовления электрохимических сенсоров, удобно использовать золи и эмульсии, содержащие наночастицы медиатора, и наносить их на поверхность электродов методами раскапывания. При этом важнейшую роль для разработки воспроизводимой технологии наряду с электрохимической активностью играет стабильность такого препарата.

Таким образом, целью данной работы было исследование возможности применения наночастиц медиатора диоксида марганца, полученных и стабилизированных различными способами, для изготовления электрохимических систем анализа тиохолина, пероксида водорода и холина с целью определения активности ферментов холинэстераз и анализа их ингибиторов.

1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

Заключение диссертации по теме «Биотехнология (в том числе бионанотехнологии)», Донцова, Екатерина Александровна

4. ВЫВОДЫ

1) С использованием обращенных мицелл синтезированы наночастицы Мп02, представляющие собой нитевидные образования диаметром 1 нм и длиной 20-30 нм. Исследованы медиаторные свойства этих наночастиц в реакции окисления пероксида водорода, получены аналитические характеристики (предел обнаружения 7,8 • 10"8 M , у чувствительность 922 мА/(М • см ).

2) Разработана методика получения стабильного гидрозоля наночастиц у-Мп02, имеющих гидродинамический радиус 60 нм по данным светорассеяния. Показано, что частицы у-Мп02 обладают более высокоактивными медиаторными свойствами по сравнению с аморфной и (3-модификациями. На основе полученного гидрозоля созданы высокочувствительные медиаторные слои, позволяющие определять пероксид водорода с чувствительностью 515 мА/(М • см2) и пределом обнаружения 2,2-10"8 М.

3) Показано, что гидрозоль наночастиц у-Мп02 позволяет формировать медиаторные слои более технологичным способом по сравнению с традиционно используемым электрохимическим осаждением, при этом не уступающие им по аналитическим характеристикам.

4) Разработан электрохимический формат определения тиолов с использованием наночастиц у-Мп02 в качестве медиатора со следующими аналитическими характеристиками по тиохолину: чувствительностью 345 мА/(М • см ) и пределом обнаружения 6 • 10"8М. Полученное значение в 200 раз ниже предела обнаружения спектрофотометрических методов и в 8 раз ниже описанных электрохимических сенсоров на основе других медиаторов.

5) Разработан электрохимический холин-чувствительный биосенсор на основе наночастиц у-Мп02 оптимизирована конструкция биосенсора. Показано, что конструкция (ПДЦА/ПАСН)2/(ПДДА/ХО)з обладает улучшенной стабильностью, активностью и воспроизводимостью. Чувствительность определения холина при помощи разработанного биосенсора составляет 103 мА/(М • см ), предел обнаружения 1,3 • 10"7 М, что является лучшим значением для электрохимических холиноксидазных биосенсоров, описанных на сегодняшний день в литературе.

6) Разработанные тиохолин- и холин-чувствительных сенсоры были использованы для высокочувствительного анализа БХЭ и ингибиторов холинэстеразной активности. Апробация сенсоров была проведена на базе Санкт-Петербургского Научного Центра Экологической Безопасности РАН в условиях мониторинга нейротоксичности водоемов в период вредоносного цветения водорослей.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Донцова, Екатерина Александровна, 2011 год

1. Bai Y.H., Zhang H., Xu J.J., Chen H.Y. Relationship between Nanostructure and Electrochemical/Biosensing Properties of Mn02 Nanomaterials for НгОг/СЬоИпе. // J. Phys. Chem. С., 2008. V. 112. P. 18984-18990.

2. Ruiz-Espejo, F., Cabezas-Herrera, J., Illana, J., Campoy F.G., Vidal C.J. Cholinesterase activity and acetylcholinesterase glycosylation are altered in human breast cancer. // Breast Cancer Res. Treat., 2002.V. 72. P. 11-22.

3. Gawin, F. H., Ellinwood, E. H. Cocaine and other stimulants. Actions, abuse and treatment. //N.Engl. J. Med., 1988. V. 318. P. 1173-1182.

4. Бресткин А.П., Кузнецова А.П. Холинэстеразы наземных животных и гидробионтов. Владивосток. Высшая школа. 1997. С. 15.

5. Ellman G.L., Courtney K.D., Andres V.J., Featherstone R.M. A new and rapid colorimetric determination of acetylcholinesterase activity. // Biochem. Pharm., 1961. V. 7. P. 88-95.

6. Krezel A., Lesniak W., Jezowska-Bojczuk M., Mlynarz P., Brasun J., Kozlowski, H., Bal W. Coordination of heavy metals by dithiothreitol, a commonly used thiol group protectant. // J. Inorg. Biochem., 2001. V. 84. P. 77-88.

7. Majid S., El Rhazi M., Amine A., Brett C.M.A. An amperometric method for the determination of trace mercury (II) by formation of complexes with 1-tyrosine. Anal. Chim. Acta., 2002. V. 464. P. 123-133.

8. Wilkins E., Carter M., Voss J., Ivnitski D. A quantitative determination of organophosphate pesticides in organic solvents. // Electrochem. Commun., 2000. V. 2. P. 786-790.

9. Campanella L., De Luca S., Sammartino M.P., Tomassetti M. A new organic phase enzyme electrode for the analysis of organophosphorus pesticides and carbamates. // Anal. Chim. Acta., 1999. V. 385. P. 59-71.

10. Arduini F., Ricci F., Bourais I., Amine A., Moscone D., Palleschi G. Extraction and Detection of Pesticides by Cholinesterase Inhibition in a Two Phase System: a Strategy to Avoid Heavy Metal Interference. // Anal. Lett., 2005. V. 38. P. 1703-1719.

11. Liu G., Lin Y. Biosensor based on self-assembling acetylcholinesterase on carbon nanotubes for flow injection/amperometric detection of organophosphate pesticides and nerve agents. // Anal. Chem., 2006., V. 78. P. 835-43.

12. Pritchard. J., Law K., Vakurov A., Millner P., Higson S.P.J. Sonochemocally fabricated enzyme microelectrode arrays for the environmental monitoring of pesticides. // Biosens. Bioelectron., 2004. V. 20. P. 765-772.

13. Somerset V.S, Klink M.J, Baker P.G, Iwuoha E.I. Acetylcholinesterase-polyaniline biosensor investigation of organophosphate pesticides in selected organic solvents. J. Environ. Sci. Health B„ 2007. V. 42. P. 297-304.

14. Du D., Wang M., Cai J., Qin Y., Zhang A. One-step synthesis of multiwalled carbon nanotubes-gold nanocomposites for fabricating amperometric acetylcholinesterase biosensor. // Sens. Actuat. B: Chem., 2010. V. 143. P. 524-529.

15. Doretti L., Ferrara D., Lora S., Palma G. Amperometric biosensor involving covalent immobilization of choline oxidase and butyrylcholinesterase on a methacrylate-vinylene carbonate co-polymer. // Biotechnol. Appl. Biochem., 1999. V. 29. P. 67-72.

16. Ivanov A.N., Evtugyn G.A., Gyurcsanyi R.E., Toth K., Budnikov H.C. Comparative investigation of electrochemical cholinesterase biosensors for pesticide determination. // Analyt. Chim. Acta, 2000. V. 404. P. 55-65.

17. Kharitonov A.B., Zayats M., Lichtenstein A., Katz E., Willner I. Enzyme monolayer-functionalized field-effect transistor for biosensor applications. // Sens. Actuat. B: Chem., 2000. V. 70. P. 222-231.

18. Neufeld T., Eshkenazi I., Cohen E., Rishpon J. A micro flow injection electrochemical biosensor for organophosphorus pesticides // Biosens. Bioelectron., 2000. V. 15. P. 323-329.

19. Imato T., Ishibashi N., Potentiometric butyrylcholine sensor for organophosphate pesticides. Biosens. Bioelectron., 1995. V. 10. P. 435^41.

20. Palchetti M., Cagnini A., Del Carlo M., Coppi C., Mascini M., Turner A.P.F. Determination of anticholinesterase pesticides in real samples using a disposable biosensor. // Analyt. Chim. Acta, 1997. V. 337. P. 315-321.

21. Kok F., Hasirci V. Determination of binary pesticide mixtures by an acethylcholinesterase-choline oxidase biosensor. // Biosens. Bioelectron., 2004. V. 19. P. 661665.

22. Gulla K.C., Gouda M.D., Thakur M.S., Karanth N.G. Reactivation of immobilized cholinesterase in an amperometric biosensor for organophosphorus pesticide. // Biochim. Biophys. Acta. 2002. V. 1597. P. 133-139.

23. Collier W.A., Clear M., Hart A.L. Convenient and rapid detection of pesticides in extracts of sheep wool. // Biosens. Bioelectron., 2002. V. 17. P. 815-819.

24. Ghindilis, A.L., Morzunova, T.G., Barmin, A.V., Kurochkin, I.N. Potentiometric biosensors for cholinesterase inhibitor analysis based on mediatorless bioelectrocatalysis. // Biosens. Bioelectron., 1996. V. 11. P. 873-880.

25. Ciucu A., Negulescu C., Baldwin R. Detection of pesticides using an amperometric biosensor based on ferophthalocyanine chemically modified carbon paste electrode and immobilized bienzymatic system. // Biosens. Bioelectron., 2003. V. 18. P. 303-310.

26. Dyk J.S.V., Pletschke B. Review on the use of enzymes for the detection of organochlorine, organophosphate and carbamate pesticides in the environment. // Chemosphere., 2011. V. 82. P 291-307.

27. Donarski W.J., Dumas D.P., Heitmeyer D.P., Lewis V.E., Raushel F.M. Structure -activity relationships in the hydrolysis of substrates by the phosphotriesterase from Pseudomonas diminuta. // Biochemistry, 1989. V. 28. P. 4650-4655.

28. Neufeld T., Eshkenazi I., Cohen E., Rishpon J. A micro flow injection electrochemical biosensor for organophosphorus pesticides. // Biosens. Bioelectron., 2000. V. 15. P. 323-329.

29. Lea Y., Mulchandani P., Chen W., Wang J., Mulchandani A. Whole cell enzyme hybrid amperometric biosensor for direct determination of organophosphorous nerve agents with p-nitrophenyl substituent. // Biotechnol. Bioeng., 2004. V. 7. P. 706-713.

30. Gaberlein S., Knoll M., Spener F., Zaborosch C. Disposable potentiometric enzyme sensor for direct determination of organophosphorus insecticides. // Analyst, 2000. V. 125. P. 2274-2279.

31. La Rosa C., Pariente F., Hernandez L., Lorenzo E. Amperometric flow-through biosensor for the determination of pesticides // Anal. Chim. Acta, 1995. V. 308. P. 129-136.

32. Jeanty G., Marty J. L. Detection of paraoxon by continuous flow system-based enzyme sensors. //Biosens. Bioelectron., 1998. V.13. P. 213-233.

33. Hernandez S., Palchetti I., Mascini M. Determination of acetylcholinesterase activity for pesticides monitoring using a thiocholine sensor. // Intern. J. Environ. Anal. Chem., 2000. V. 78. P. 263-278.

34. Cortina M., del Valle M., Marty J. L. Electronic tongue using an enzyme inhibition biosensor array for the resolution of pesticide mixtures. // Electroanalysis, 2008. V. 20. P. 5460.

35. Collier W. A., Clear M., Hart A. L. Convenient and rapid detection of pesticides in extracts of sheep wool. // Biosens. Bioelectron., 2002. V. 17. P. 815-819.

36. Hart J. P., Hartley I.C. Voltammetric and amperometric studies of thiocholine at a screen-printed carbon electrode chemically modified with cobalt phthalocyanine: studies towards a pesticide sensor. //Analyst, 1994. V. 119. P. 259-263.

37. Hart A. L., Collier W. A., Janssen D. The response of screen-printed enzyme electrodes containing cholinesterases to organo-phosphates in solution and from commercial formulations. //Biosens. Bioelectron., 1997. Y. 12. P. 645-654.

38. Riccia F., Arduinia F., Amineb A., Moscone D., Palleschi G. Characterisation of Prussian blue modified screen-printed electrodes for thiol detection. // J. Electroanal. Chem., 2004. V. 563. P. 229-237.

39. Arduini F., Cassisi A., Amine A., Ricci F., Moscone D., Palleschi G. Electrocatalytic oxidaton of thiocholine at chemically modified cobalt hexacyanoferrate screen-printed electrodes. // J. Electroanal. Chem., 2009. V. 626. P. 66-74.

40. Arduini F., Amine A., Moscone D., Ricci F., Palleschi G. Fast, sensitive and cost-effective detection of nerve agents in the gas phase using a portable instrument and an electrochemical biosensor. // Anal. Bioanal. Chem., 2007. V. 388. P. 1049-1057.

41. Sun X., Wang X., Acetylcholinesterase biosensor based on prussian blue-modified electrode for detecting organophosphorous pesticides. // Biosens. Bioelectron., 2010. V. 25. P. 2611-2614.

42. Herszage J., dos Santos Afonso M., Luther GW 3rd. Oxidation of cysteine and glutathione by soluble polymeric Mn02. // Environ Sci Technol., 2003. V. 37. P. 3332-3338.

43. Ikuta, S., Imamura, S., Misaki, H., Hariuti, Y. Purification and characterization of choline oxidase from Arthrobacter globiformis. II J. Biochem. 1977. V. 82. P. 1741-1749.

44. Ohta-Fukuyama, M., Miyake, Y., Emi, S., Yamano, T. Identification and properties of the prosthetic group of choline oxidase from Alcaligenes sp. //J. Biochem. 1983. V. 88. P. 197203.

45. Ohishi, N., Yagi, K. Covalently bound flavin and prosthetic group of choline oxidase. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1979. V. 86. P. 1084-1088.

46. Yamada, H., Mori, N., Tani, Y. Properties of choline oxidase of cylindrocarpon didymium M-l. //Agric. Biol. Chem. 1979. V. 43. P. 2173- 2177.

47. Hatefi, Y., Stiggall, D.L. Metal-containing flavoprotein dehydrogenases, The Enzymes, 3rd Ed. (Boyer,P.D., ed)., 1975. P. 175-297.

48. Fan F., Gadda G. On the catalytic mechanism of choline oxidase. // J.Chem.Amer.Soc., 2005. V. 127. P. 2067-2074.

49. Tang J., Wang B., Wu Z., Han X., Dong Sh., Wang E. Lipid membrane immobilized horseradish peroxidase biosensor for amperometric determination of hydrogen peroxide. // Biosens. Bioelectron., 2003. V.18. P. 867-872.

50. Ledru S., Ruill'e N., Boujtita M. One-step screen-printed electrode modified in its bulk with HRP based on direct electron transfer for hydrogen peroxide detection in flow injection mode. // Biosens. Bioelectron., 2006. V. 21. P. 1591-1598.

51. Alpeeva I.S., Niculescu-Nistor N., Leon J.C., Csoregi E., Sakharov I.Y. Palm tree peroxidase-based biosensor with unique characteristics for hydrogen peroxide monitoring. // Biosens. Bioelectron., 2005. V. 21. P. 742-748.

52. Ferri T., Poscia A., Santucci. R. Direct electrochemistry of membrane-entrapped horseradish peroxidase. Part II: Amperometric detection of hydrogen peroxide. // Bioelectrochem. Bioenerg., 1998. V.45. P. 221-226.

53. Lyon J.L., Stevenson K.J. Picomolar peroxide detection using a chemically activated redox mediator and square wave voltammetry. // Anal. Chem., 2006. V.78. P. 8518-8525.

54. Morrin A., Moutloali R.M., Killard A.J., Smyth M.R., Darkwa J., Iwuoha E.I. Electrocatalytic sensor devices: (I) cyclopentadienylnickel(II) thiolato Schiff base monolayer self-assembled on gold. // Talanta. 2004. Y.64. P. 30-38.

55. Tripathi V.S., Kandimalla V.B, Ju H. Amperometric biosensor for hydrogen peroxide based on ferrocene-bovine serum albumin and multiwall carbon nanotube modified ormosil composite. // Biosens. Bioelectron. 2006. V.21. P. 1529-1535.

56. Gaspar S., Popescu I. C., Gazaryan I.G., Bautista A.G., Sakharov I. Y., Mattiasson B., Csoregi E. Biosensors based on novel plant peroxidases: a comparative study. // Electrochim. Acta, 2000. V. 46. P. 255-264.

57. Yao H., Li N., Xu Sh., Xu J.Z., Zhu J.J., Chen H.Yu. Electrochemical study of a new methylene blue/silicon oxide nanocomposition mediator and its application for stable biosensor of hydrogen peroxide. // Biosens. Bioelectron., 2005. V.21. P. 372-377.

58. Ren Ch., Song Yo., Li Z., Zhu G. Hydrogen peroxide sensor based on horseradish peroxidase immobilized on a silver nanoparticles /cysteamine/gold electrode. // Anal. Bioanal. Chem., 2005. V. 381. P. 1179-1185.

59. Mashazi Ph.N., Ozoemenab K.I., Nyokong T. Tetracarboxylic acid cobalt phthalocyanine SAM on gold: potential applications as amperometric sensor for H2O2 and fabrication of glucose biosensor // Electrochim. Acta. 2006. V.52. P. 177-186.

60. Mannino S., Cosio M. S., Ratti S. Cobalt(II, III)-oxide chemically modified electrode as amperometric detector in flow injection systems. // Electroanalysis, 1993. V.5. P. 145-148.

61. Salimi A., Hallaj R., Soltanian S., Mamkhezri H. Nanomolar detection of hydrogen peroxide on glassy carbon electrode modified with electrodeposited cobalt oxide nanoparticles. // Anal. Chim. Acta., 2007. V. 594. P.24-31.

62. Cox J. A., Jaworski R.K., Voltammetric reduction and determination of hydrogen peroxide at an electrode modified with a film containing palladium and iridium. // Anal. Chem. 1989. V. 61. P. 2176-2178.

63. Domenech A., Alarcon J. Determination of hydrogen peroxide using glassy carbon and graphite/polyester composite electrodes modified by vanadium-doped zirconias. // Anal. Chim. Acta., 2002. V. 452. P. 11-22.

64. Yang M., Jiang J., Yang Yu., Chen X., Shen G., Yu R. Carbon nanotube/cobalt hexacyanoferrate nanoparticle-biopolymer system for the fabrication of biosensors. // Biosens. Bioelectron., 2006. V. 21. P. 1791-1797.

65. Eftekhari A. Electrocatalysis and amperometric detection of hydrogen peroxide at an aluminum microelectrode modified with cobalt hexacyanoferrate film. // Mikrochim. Acta. 2003. V.141.P.15-21.

66. Razmi H., Heidari H. Amperometric determination of hydrogen peroxide on surface of a novel PbPCNF-modified carbon-ceramic electrode in acidic medium. // J. Electroanal. Chem, 2009. V. 625. P. 101-108.

67. Karyakin A.A., Puganova E.A., Budashov I.A., Kurochkin I.N., Karyakina E.E., Levchenko V.A., Matveyenko V.N., Varfolomeyev S.D. Prussian blue based nanoelectrode arrays for H202 detection. // Anal. Chem., 2004. V.76. P. 474-478.

68. Karyakin A. A., Karyakina E.E. Prussian Blue-based 'artificial peroxidase' as a transducer for hydrogen peroxide detection. Application to biosensors. // Sens. Actuat. B: Chem., 1999. V. 57. P. 268-273.

69. Ricci F., Palleschi G. Sensor and biosensor preparation, optimisation and applications of Prussian Blue modified electrodes. // Biosens. Bioelectron., 2005. V. 21. P. 389-407.

70. Taha Z., Wang J. Electrocatalysis and flow detection at a glassy carbon electrode modified with a thin film of oxymanganese species. // Electroanalysis, 1991. V. 3. P. 215219.

71. Schachl K., Alemu H., Kalcher K., Jeozkova J., Svancara I., Vytoras K. Amperometric determination of hydrogen peroxide with a manganese dioxide-modified carbon paste electrode using flow injection analysis. // Analyst., 1997. V.122. P. 985-989.

72. Schachl K., Alemu H., Kalcher K., Moderegger H., Svancara I., Vytras K. Amperometric determination of hydrogen peroxide with a manganese dioxide film-modified screen printed electrode. // Fresenius J. Anal. Chem., 1998. V. 362. P. 194-200.

73. Doretti L., Ferrara D., Gattolin P., Lora S. Covalentl immobilized enzymes on biocompatible polymers for amperometric sensor applications. // Biosens. Bioelectron., 1996. V. 11. P. 365-373. .

74. Shimomura T., Itoh T., Sumiya T., Mizukami F., Ono M. Amperometric determination of choline with enzyme immobilized in a hybrid mesoporous membrane. // Talanta, 2009. V. 78. P. 217-220.

75. Bai Y. H., Du Y., Xu J. J., Chen H. Y. Choline biosensors based on a bi-electrocatalytic property of MnC>2 nanoparticles modified electrodes to H2O2 // Electrochem. Commun., 2007. V. 9. P. 2611-2616.

76. Sen S., Gulce A., Gulce H. Polyvinylferrocenium modified Pt electrode for the design of amperometric choline and acetylcholine enzyme electrodes. // Biosens. Bioelectron., 2004. V. 19. P. 1261-1268.

77. Langer J. J., Filipiak M., Kecinska J., Jasnowska J., Wlodarczak J., Buladowski B. Polyaniline biosensor for choline determination. // Surface Science, 2004.V. 573. P. 140-145.

78. Yang M., Yang Y., Yang Yu., Shen G., Yu R. Microbiosensor for acetylcholine and choline based on electropolymerization/sol-gel derived composite membrane. // Anal. Chim. Acta, 2005. V. 530. P. 205-211.

79. Mitchell K. M. Acetylcholine and choline amperometric enzyme sensors characterized in vitro and in vivo. // Anal. Chem. 2004. V. 76. P. 1098-1106.

80. Rahman M. A., Park D. S., Shim Y. B. A performance comparison of choline biosensors: anodic or cathodic detections of H2O2 generated by enzyme immobilized on a conducting polymer. // Biosens. Bioelectron., 2004. V. 19. P. 1565-1571.

81. Razola S. S., Pochet S., Grosfils K., Kauffmann J.M. Amperometric determination of choline released from rat submandibular gland acinar cells using a choline oxidase biosensor. // Biosens. Bioelectron., 2003. V. 18. P. 185 191.

82. Yang M., Yang Y., Yang Yu., Shen G., Yu R. Bienzymatic amperometric biosensor for choline based on mediator thionine in situ electropolymerized within a carbon paste electrode. // Anal. Biochem., 2004. V. 334 P. 127-134.

83. Moscone D., D'Ottavi D., Compagnone D., Palleschi G. Construction and analytical characterization of prussian blue-based carbon paste electrodes and their assembly as oxidase enzyme sensors. // Anal. Chem., 2001. V. 73. P. 2529-2535.

84. Ricci F., Amine A., Palleschi G., Moscone D. Prussian Blue based screen printed biosensors with improved characteristics of long-term lifetime and pH stability. // Biosens. Bioelectron., 2003. V. 18. P. 165 174.

85. Shi H., Yang Yu, Huang J., Zhao Z., Xu X., Anzai J., Osa Т., Chen Q. Amperometric choline biosensors prepared by layer-by-layer deposition of choline oxidase on the Prussian blue-modified platinum electrode. // Talanta, 2006. V. 70. P. 852-858.

86. Порус M.B., Дубачева Г.В., Сиголаева Jl.B., Еременко А.В., Курочкин И.Н. Определение активностей холинэстераз в смеси с использованием двухэлектродной сенсорной системы. // Сенсорные Системы, 2008. Т. 22. С. 88-95.

87. Воюцкий С.С. Курс коллоидной химии. 2-е изд. Москва. Химия. 1975. 512 с.

88. Фридрихсберг Д. А. Курс коллоидной химии. 2-е изд. Ленинград. Химия. 1984. 368 с.

89. Sugimoto Т. Fine particles: synthesis, characterization, and mechanisms of growth. 1st Ed. 2000. 824 c.

90. Eastoe J., Hollamby M. J., Hudson L. Recent advances in nanoparticle synthesis with reversed micelles. // Advances in Colloid and Interface Sci., 2006. V. 128-130. P. 5-15.

91. Li L., Wu Q. Sh., Ding Ya P., Wang P. M. Control synthesis of semiconductor ZnSe quasi-nanospheres by reverse micelles soft template. // Mater. Lett., 2005. V. 59. P. 16231626.

92. Cason J. P., Miller M. E., Thompson J. В., Roberts С. B. Solvent Effects on Copper Nanoparticle Growth Behavior in AOT Reverse Micelle Systems. // J. Phys. Chem. B, 2001. V 105. P. 2297-2302.

93. Bagwe R. P., Khilar К. C. Effects of the intermicellar exchange rate and cations on the size of silver chloride nanoparticles formed in reverse micelles of AOT. // Langmuir, 1997. V.13.P. 6432-6438.

94. Ahmad Т., Chopra R., Ramanujachary К. V., Lofland S. E., Ganguli A. K. Canted antiferromagnetism in copper oxide nanoparticles synthesized by the reverse-micellar route. // Solid State Sci., 2005. V. 7. P. :891-895.

95. Pileni M. P. The role of soft colloidal templates in controlling the size and shape of inorganic nanocrystals. //Nature Mater., 2003. V. 2. P. 145-150.

96. Petit C, Lixon P, Pileni M-P. Structural study of divalent metal bis(2-ethylhexyl) sulfosuccinate aggregates. // Langmuir, 1991. V. 7. P. 2620-2625.

97. Lopez-Quintela M. A., Tojo C., Blanco M. C., Garcia R. L., Leis J. R. Microemulsion dynamics and reactions in microemulsions. // Curr. Opin. Colloid Interface Sci., 2004. V. 9. P. 264-278.

98. Uskokovic V., Drofenik M. Synthesis of materials within reverse micelles. // Surf. Rev. Lett., 2005. V. 12. P. 239-277.

99. Maillard M., Giorgio S., Pileni M. P. Tuning the size of silver nanodisks with similar aspect ratios: synthesis and optical properties. // J. Phys. Chem. B, 2003. V. 107. P. 24662470.

100. Lisiecki I., Pileni M. P. Synthesis of well-defined and low size distribution cobalt nanocrystals: the limited influence of reverse micelles. // Langmuir, 2003. V. 19. P. 94869489.

101. Pileni M. P. Nanocrystals: Fabrication, organization and collective properties. // Comptes Rendus Chimie, 2003. V. 6. P. 965-978.

102. Cao M., Wu X., He X., Hu C. Shape-controlled synthesis of Prussian blue analogue Co3Co(CN)6.2 nanocrystals. // Chem. Commun, 2005. P. 2241- 2243.

103. Pileni M. P., Ninham B.W., Gulik-Krzywicki T., Tanori J., Lisiecki I., Filankembo A. Direct Relationship Between Shape and Size of Template and Synthesis of Copper Metal Particles. //Adv. Mater., 1999. V.ll. P. 1358-1362.

104. Ganguly P. B., Dhar N. R. Coagulation of manganese dioxide sol by different electrolytes. // J. Phys. Chem., 1922. V. 26. P. 701-714.

105. Jin Y., Wang P., Yin D., Liu J., Qiu H., Yu N. Gold nanoparticles stabilized in a novel periodic mesoporous organosilica of SBA-15 for styrene epoxidation. // Microporous Mesoporous Mater., 2008. V. 111. P. 569-576.

106. Zhy Sh., Zhou H., Hibino M., Honma I., Ichihara M. Synthesys of Mn02 nanoparticles confined in odered mesoporous carbon using a sonochemical method. // Adv. Funct. Matter.,2005. V. 15. P. 381-386.

107. Dong X., Shen W., Gu J., Xiong L., Zhu Y„ Li H., Shi J. Mn02-embedded-in-mesoporous-carbon-wall structure for use as electrochemical capacitors. // J. Phys. Chem. B,2006. V. 110. P. 6015-6019.

108. Dong X., Shen W. , Gu J., Xiong L., Zhu Y., Li H., Shi J. A structure of Mn02 embedded in CMK-3 framework developed by a redox method. // Microporous Mesoporous Mater., 2006. V. 91, P. 120-127.

109. Liu J., Lee J. B., Kim D. H., Kim Y. Preparation of high concentration of silver colloidal nanoparticles in layered laponite sol. // Colloids Surfaces A: Physicochem. Eng. Aspects,2007. V. 302. P. 276-279.

110. Yao Sh., Yuan Sh., Xu Yu., Wang Yi., Luo J., Hu Sh. A hydrogen peroxide sensor based on colloidal Mn02/Na-montmorillonite. // Applied Clay Sci., 2006. V. 33. P. 35^12.

111. Tiraferri A., Chen K. L., Sethi R., Elimelech M. Reduced aggregation and sedimentation of zero-valent iron nanoparticles in the presence of guar gum. // J. Colloid Interface Sci., 2008. V. 324. P. 71-79.

112. Shin Y., Blackwood J. M., Bae I. T., Arey B. W., Exarhos G. J. Synthesis and stabilization of selenium nanoparticles on cellulose nanocrystal. // Mater. Lett., 2007. V. 61. P. 4297-4300.

113. Hang J., Shi L., Feng X., Xiao L. Electrostatic and electrosteric stabilization of aqueous suspensions of barite nanoparticles. // Powder Technol., 2009. V. 192. P. 166-170.

114. Nichick M. N., Voitekhovich S. V., Shavel A., Lesnikovich A. I., Ivashkevich O. A. 1-Substituted 5-thiotetrazoles as novel capping agents for stabilization of gold nanoparticles. // Polyhedron, 2009. V. 28. P. 3138-3142.

115. Misra T. K., Liu C. Y. Synthesis of 28-membered macrocyclic polyammonium cations functionalized gold nanoparticles and their potential for sensing nucleotides. // J. Colloid Interface Sci., 2008. V. 326. P. 411^119.

116. Pillai Z. S., Kamat P. V. What Factors Control the Size and Shape of Silver Nanoparticles in the Citrate Ion Reduction Method? // J. Phys. Chem. B, 2004. V. 108. P. 945-951.

117. Pradeep T., Anshup. Noble metal nanoparticles for water purification: A critical review. // Thin Solid Films, 2009. V. 517. P. 6441-6478.

118. Maity D., Agrawal D. C. Synthesis of iron oxide nanoparticles under oxidizing environment and their stabilization in aqueous and non-aqueous media. // J. Magnetism Magnetic Mater., 2007. V. 308. P. 46-55.

119. Du B., Zhao B., Tao P., Yin K., Lei P., Wang Q. Amphiphilic multiblock copolymer stabilized Au nanoparticles. // Colloids and Surfaces A: Physicochem. Eng. Aspects, 2008. V. 317. P. 194-205.

120. Aqil F., Serwas H., Delplancke J.L., Jerome R., Jerome C., Canet L. Preparation of stable suspensions of gold nanoparticles in water by sonoelectrochemistry. // Ultrasonics Sonochem., 2008. V.15. P. 1055-1061.

121. Yuan J.J., Armes S.P., Takabayashi Y., Prassides K., Leite C.A.P., Galembeck F., Lewis A.L. Synthesis of biocompatible poly2-(metacryloyloxy)ethyl phosphorylcholine.-coated magnetite nanoparticles. // Langmuir, 2006. V. 22. P. 10989-10993.

122. Ge J., Hu Y., Biasini M., Dong C., Guo J., Beyermann W.P., Yin Y. One-step synthesis of highly water-soluble magnetite colloidal nanocrystals. // Chem. Eur. J., 2007. V.13. P. 7153-7161.

123. Hornok V., Dekany I. Synthesis and stabilization of Prussian blue nanoparticles and application for sensors. // J. Colloid Interface Sci., 2007. V. 309. P. 176-182.

124. Du G.H., Liu Z.L., Xia X., Chu Q., Zhang S.M. Characterization and application of Fe304/Si02 nanocomposites. //J. Sol-Gel Sci. Techn., 2006. V. 39. P. 285-291.

125. Weichold O., Tigges B., Bertmer M., Moller M. A comparative study on the dispersion stability of aminofunctionalised silica nanoparticles made from sodium silicate. // J. Colloid Interface Sci., 2008. V. 324. P. 105-109.

126. Cheng F., Zhao J., Song W., Li C., Ma H., Chen J., Shen P. Facile controlled synthesis of Mn02 nanostructures of novel shapes and their application in batteries. // Inorg. Chem., 2006. V. 45. P. 2038-2044.

127. Euler K.J. Battery manganese dioxide a survey of its history and etymology. // J. Power Sourses, 1982. V. 8. P. 133-141.

128. Kanungo S.B., Parida K.M., Sant B.R. Studies on Mn02—II. Relationship between physicochemical properties and electrochemical activity of some synthetic Mn02 of different crystallographic forms. // Electrochim. Acta, 1981. V. 26. P. 1147-1156.

129. Cotti P., Macchia F. Unprecedented oxidative degradation of arylethanols and arylacetic acids by means of active gamma-manganese dioxide. // J. Org. Chem., 1983. V. 48. P. 13501352.

130. Pratt E., Suskind S. P. Oxidation by solids. II. The preparation of either tetraarylethanes or diarylketones by the oxidation of diarylmethanes with manganese dioxide. // J. Org. Chem., 1963. V. 28. P. 633-638.

131. Pratt E.F., McGovern T.P. Oxidation by solids. III. Benzalanilines from N-benzylanilines and related oxidations by manganese dioxide. // J. Org. Chem., 1964. V. 29. P. 1540-1543.

132. Chen J., Lin J. C., Purohit V., Cutlip M. B., Suib S. L. Photoassisted catalytic oxidation of alcohols and halogenated hydrocarbons with amorphous manganese oxides. // Catal. Today, 1997. V. 33. P. 205-214.

133. Qi G, Yang R. T. Low-temperature selective catalytic reduction of NO with NH3 over iron and manganese oxides supported on titania. // Applied Catal. B: Environ., 2003. V. 44. P. 217-225.

134. Chen X., Shen Y. F., Suib S. L., O'Young C. L. Catalytic decomposition of 2-propanol over different metal-cation-doped OMS-2 materials. // Anal. Sci., 2007. V. 23. P. 165-170.

135. Xia G. G., Yin Y. G„ Willis W. S, Wang J. Y., Suib S. L. Efficient stable catalysts for low temperature carbon monoxide oxidation. // J. Catal., 1999. V. 185. P. 91-105.

136. Cheng F., Zhao J., Song W., Li C., Ma H., Chen J., Shen P. Facile controlled synthesis of Mn02 nanostructures of novel shapes and their application in batteries. // Inorg. Chem., 2006. V. 45. P. 2038-2044.

137. Li Q., Wang Y., Luo G. pH-Response of nanosized MnO prepared with solid state reaction route 2 at room temperature. // Sens. Actuat. B: Chem., 1999. V. 59. P. 42-47.

138. Luo X. L., Xu J. J., Zhao W., Chen H. Y. Ascorbic acid sensor based on ion-sensitive field-effect transistor modified with Mn02 nanoparticles. // Anal. Chim. Acta, 2004. V. 512. P. 57-61.

139. Luo X. L., Xu J. J., Zhao W., Chen H. Y. A novel glucose ENFET based on the special reactivity of Mn02 nanoparticles. // Biosens. Bioelectron., 2004. V 19. P. 1295-1300.

140. Xu J. J., Zhao W., Luo X. L., Chen H. Y. A sensitive biosensor for lactate based on layer-by-layer assembling Mn02 nanoparticles and lactate oxidase on ion-sensitive field-effect transistors. // Chem. Commun., 2005, V. 41. P. 792-794.

141. Okitsu K., Ashokkumar M., Grieser F. Sonochemical Synthesis of Gold Nanoparticles: Effects of Ultrasound Frequency. // J. Phys. Chem. B, 2005. V. 109. P. 20673-20675.

142. Mizukoshi Y., Okitsu K., Maeda Y., Yamamoto T. A., Oshima R. , Nagata Y. Sonochemical preparation of bimetallic nanoparticles of gold/palladium in aqueous solution. // J. Phys. Chem. B, 1997. V. 101. P. 7033-7037.

143. Fujimoto T., Mizukoshi Y., Nagata Y., Maeda Y., Oshima R. Sonolytical preparation of various types of metal nanoparticles in aqueous solution. // Scripta mater., 2001. V. 44. P. 2183-2186.

144. Luo Y. Preparation of Mn02 nanoparticles by directly mixing potassium permanganate and polyelectrolyte aqueous solutions. // Mater. Lett., 2007. V. 61. P. 1893-1895.

145. Omomo Y., Sasaki T., Wang L., Watanabe M. Redoxable nanosheet crystallites of Mn02 derived via delamination of a layered manganese oxide. // J. Am. Chem. Soc., 2003. V. 125. P. 3568-3575.

146. Kadoma Y., Uchimoto Y., Wakihara M. Synthesis and structural study on Mn02 nanosheet material by X-ray absorption spectroscopic technique. // J. Phys. Chem. B, 2006. V. 110. P. 174-177.

147. Subramanian V., Zhu H., Vajtai R., Ajayan P. M., Wei B. Hydrothermal synthesis and pseudocapacitance properties of Mn02 nanostructures. // J. Phys. Chem. B, 2005. V. 109. P. 20207-20214.

148. Wang X. and Yadong Li. Rational synthesis of a-Mn02 single-crystal nanorods. // Chem. Commun., 2002. P. 764-765.

149. Zheng D., Sun S., Fan W., Yu H., Fan C., Cao G., Yin Z., Song X. One-Step Preparation of Single-Crystalline p-Mn02 Nanotubes. // J. Phys. Chem. B, 2005. V. 109. P. 16439-16443.

150. Das D., Ganguly S., Sen P. K., Das K. Spectral and electrochemical behavior of manganese dioxide nanodispersions prepared in reverse micelle. // J. Electroanal. Chem., 2008. V. 622. P. 59-63.

151. Liu Y., Zhang M., Zhang J., Qian Y. A simple method of fabricating large-area a-Mn02 nanowires and nanorods. // J. Solid State Chem., 2006. V. 179. P. 1757-1761.

152. Tang B., Wang G., Zhuo L. H., Ge J. Novel dandelion-like beta-manganese dioxide microstructures and their magnetic properties. // Nanotech., 2006. V. 17. P. 947-951.

153. Escax V., Imperor-Cler M., Bazin D., Davidson A. Nanocasting, templated syntheses and structural studies of manganese oxide nanoparticles nucleated in the pores of ordered mesoporous silicas (SBA-15). // C. R. Chimie, 2005. V. 8. P. 663-677.

154. Dong X., Shen W., Gu J., Xiong L., Zhu Y.,Li H., Shi J. Mn02-embedded-in-mesoporous-carbon-wall structure for use as electrochemical capacitors. // J. Phys. Chem. B, 2006. V. 110. P. 6015-6019.

155. Dong X., Shen W., Gu J., Xiong L., Zhu Y., Li H., Shi J. A structure of Mn02 embedded in CMK-3 framework developed by a redox method. // Micropor. Mesopor. Mater., 2006. V. 91. P. 120-127.

156. Zhy S., Zhou H., Hibino M., Honma I., Ichihara M. Synthesis of Mn02 nanoparticles confined in odered mesoporous carbon using a sonochemical method. // Adv. Funct. Matter., 2005. V. 15. P. 381-386.

157. Yao S., Xu J., Wang Y., Chen X., Xu Y., Hu S. A highly sensitive hydrogen peroxide amperometric sensor based on Mn02 nanoparticles and dihexadecyl hydrogen phosphate composite film. // Anal. Chim. Acta, 2006. V. 557. P. 78-84.

158. Wang Y., Zhitomirsky I. Electrophoretic deposition of manganese dioxide-multiwalled carbon nanotube composites for electrochemical supercapacitors. // Langmuir, 2009. V. 25. P. 9684-9689.

159. Langley C. E., Sljukic B., Banks C. E., Compton R. G. Manganese dioxide graphite composite electrodes: application to the electroanalysis of hydrogen peroxide, ascorbic acid and nitrite. // Anal. Sci., 2007. V. 23. P. 165-170.

160. Turkusic E., Milicevic V., Tahmiscija H. Vehabovic M., Basic S., Amidzic V. Amperometric sensor for L-ascorbic acid determination based on Mn02 bulk modified screen printed electrode. // Fresenius J. Anal. Chem., 2000. V. 368. P. 466-470.

161. Quinn D.M., Balasubramanian A.S., Doctor B.P., Taylor P. Enzymes of cholinesterase family. New York and London: Plenum Press. 1995. 521 p.

162. Wring S.A., Hart J. P. Chemically modified, screen-printed carbon electrodes. // Analyst,1992. V. 117. P. 1281-1286.

163. Yamada H., Mori N., Tani Y. Properties of choline oxidase of cylindrocarpon didymum M-l. //Agric. Biol. Chem., 1979. V43. P.2173-2177.

164. Марри P., Греннер Д., Мейес П., Родуэлл В. Биохимия человека. Москва: Мир.1993. Т.2. 416 с.

165. Carmichael W., Drapeau D., М. Anderson D.M. Harvesting of Aphanizomenon flosaquae Ralfs ex Born. & Flah. var. flosaquae (Cyanobacteria) from Klamath Lake for human dietary use // Journal of Applied Phycology., 2000. P. 585-595.

166. Mahmood, N. А. и W. W. Carmichael. Acetylcholinesterase and Anatoxin-(s) from cyanobacteria Anabaena fios-aquae NRC-525-17. // Toxicon, 1987. V. 25. P. 1221-1227.

167. Devic, Dunhai Li, Peter Henriksen, Geoffrey A. Codd. Detection of Anatoxin-a(s) in Environmental Samples of Cyanobacteria by Using a Biosensor with Engineered Acetylcholinesterases. // Appl. Environ. Microbiol., 2002., V. 68. P. 4102-4106.

168. Matsunaga, S., Moore, R.E., Niemszura, W.P. Anatoxin-a(S), a potent anticholinesterase from Anabeana flos-aquae. // J. Am. Chem. Soc., 1989. V. 111 P. 8021-8023.