Роль цитохром-b5-редуктазы и альдегидизомеразы в окислении мембранных липидов и метаболизме альдегидов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Агаджанян, Зировард Сергеевна

• Агаджанян, Зировард Сергеевна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Агаджанян, Зировард Сергеевна

ВВЕДЕНИЕ

Раздел I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Окислительный стресс

1.1 Активные формы кислорода: пути образования, основные компоненты антиоксидантной системы

1.2. Этапы перекисного окисления фосфолипидов: NADPH зависимая электрон-транспортная цепь эндоплазматического ретикулума

Глава 2. NADH-зависимая электрон-транспортная цепь

2.1. Переносчики NADH-зависимой редокс-цепи

2.2. Реакции, катализируемые МАРН-цитохром-Ьб-редуктазой (десатурация и элонгация жирных кислот, синтез холестерина, плазмалогенов и церамида)~

Глава 3. Природные альдегиды и их биологические функции.

Метаболизм альдегидов в клетках млекопитающих

3.1. Малоновый диальдегид. Текущие представления о малоновом диальдегиде как о токсичной молекуле

3.2. Метилглиоксаль. Источники образования. Пути метаболизма

3.3. Метаболизм D-лактата в клетках млекопитающих

ОСНОВНЫЕ ЗАДАЧИ

Раздел II. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

1. Используемые препараты и реактивы

2. Получение супернатанта (10 ООО д) из печени крыс

3. Выделение микросомальной фракции из печени крыс

4. Встраивание токоферола в микросомальную мембрану

5. Выделение митохондриальной фракции из печени крыс

6. Определение белка в субклеточных фракциях

7. Определение дыхательного контроля в митохондриях печени крыс

8. Инициирование окислительных процессов в микросомах и супернатанте

10 000 д)

9. Измерение интенсивности перекисного окисления липидов

10. Регистрация накопления метилглиоксаля в супернатанте (10 ООО д)

11. Определение редокс состояния цитохрома Ь5

12. Определение супероксида

13. Определение уровня D-лактата

14. Расчет концентрации регистрируемого продукта методом добавок

15. Определение активности глиоксалазы I

16. Определение активности глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы

17. Определение активности фосфоглюкоизомеразы

18. Статистический анализ данных

Раздел III. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Глава 1. Влияние NADH-зависимой электрон-транспортной цепи на образование МДА в микросомальных мембранах

1.1. Образование МДА при различных способах инициирования окислительных процессов; эффект токоферола

1.2. Образование МДА в микросомальных мембранах; эффекты МАО(Р)Н-цитохром-Ь5-редуктазы

1.3. Влияние мерсалила на индукционный период при инициировании окислительных процессов

1.4. Исследование редокс состояние цитохрома bs в микросомах и оценка уровня супероксида при различных условиях инкубации

Глава 2. Возможность изомеризации альдегидов

2.1. Влияние глюкозо-6-фосфата и глутатиона на процесс накопления МДА

2.2. Исследование динамики накопления метилглиоксаля и D-лактата при инициировании окислительных процессов

Глава 3. Метаболизм D-лактата в митохондриях печени крыс

Раздел IV. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Раздел V. ВЫВОДЫ

Раздел VI. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Список сокращений

АДФ - аденозиндифосфорная кислота

АТФ - аденозинтрифосфорная кислота

АФК - активные формы кислорода

ВЭЖХ - высокоэффективная жидкостная хроматография

МДА - малоновый диальдегид

ГТНЖК - полиненасыщенные жирные кислоты

ПОЛ - перекисное окисление липидов

ТБК - 2-тиобарбитуровая кислота

ТХУ - трихлоруксусная кислота

ЭДТА - этилендиаминтетрауксусная кислота

CumOOH - гидроперекись кумола

FAD - фавинадениндинуклеотид

FMN - флавинаденинмононуклеотид

GSH - глутатион восстановленный

GSSG - глутатион окисленный

L" - липидный (аллильный) радикал

LH - жирная кислота в составе фосфолипидов мембран

LO2 - перекисный радикал

LOOH - перекись липида

NADH - никотинамидадениндинуклеотид

NADH - никотинамидадениндинуклеотид восстановленный

NADP - никотинамидадениндинуклеотидфосфат

NADPH - никотинамидадениндинуклеотидфосфат восстановленный

SOD - супероксиддисмутаза

ТО' - радикал токоферола

ТОН - токоферол

TQ - токоферилхинон

КоА - кофермент А

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль цитохром-b5-редуктазы и альдегидизомеразы в окислении мембранных липидов и метаболизме альдегидов»

Актуальность проблемы. На протяжении уже более полувека внимание исследователей привлекают окислительные процессы, в частности процесс перекисного окисления липидов (ПОЛ), приводящие к образованию липидных гидроперекисей [Sies, 1.991; Halliwell & Gutteridge, 1990]. Долгое время этот процесс представлял интерес лишь для узкого круга специалистов (радиобиологов), однако интерес к радикальным процессам заметно вырос после открытия ферментативного NADPH-зависимого ПОЛ в микросомах [Hochstein & Ernster, 1963], а в последние годы этот интерес значительно возрос в связи с изучением апоптоза [Fukasawa et ah, 1996].

Последовательность событий при апоптозе начинается с митохондрий, где происходит изменение функции цитохромоксидазы - переход на одноэлектронное восстановление кислорода (образование супероксида). Следствием этого является индукция ПОЛ, разрушение внешней мембраны, выход цитохрома с из межмембранного пространства и активация семейства каспаз [Ushmorov et al., 1999]. Учитывая это обстоятельство, актуальным становится вопрос о способе отключения защитной системы, и ответ на него предполагает изучение механизма антиоксидантного действия токоферола в сложно организованных структурах, таких как биологические мембраны.

Ясно, что он должен отличаться от механизма, реализуемого в гомогенных системах и липопротеидах. Согласно одной из гипотез [Dmitriev, 1995, Дмитриев, 1998], он может быть основан на кооперативном взаимодействии а-токоферола с одной из редокс цепей мембраны - NAD(P)H-цитохром-Ь5-редуктазой. Особенность предполагаемого взаимодействия а-токоферола с редокс-цепью, включающей в себя цитохром bs, в том что антиоксидантный эффект приобретает триггерный характер. Заметим, что в этом случае в ответ на активацию окислительного стресса в организме возможна реализация двух противоположных вариантов развития событий: в одном случае должны включаться системы, предотвращающие повреждение клеток, а в другом случае (апоптоз) - такие системы должны быть отключены. Недавно показано, что в условиях гипоксии уменьшается экспрессия и синтез цитохрома bs [Мок et al., 2006]; в период реоксигенации это может привести не только к усилению образования первичных радикалов, но и к потере контроля над перекисным окислением липидов.

Продуктом перекисного окисления липидов являются липидные гидроперекиси, которые превращаются в оксикислоты либо распадаются с образованием ряда альдегидов, в частности малонового диальдегида (МДА). МДА - токсичное соединение, которое легко взаимодействует с сульфгидрильными и аминогруппами белков, что приводит к образованию межмолекулярных сшивок и полимеризации белков (формирование липофусциновых гранул) [Del Rio et al., 2005]. Поэтому в клетке (цитоплазме и митохондриях) должна существовать система, ответственная за утилизацию альдегида. В митохондриях присутствует альдегиддегидрогеназа, метаболизирующая МДА в малоновую кислоту, которая затем превращается в ацетат [Sui et al, 1982]. Что касается метаболизма МДА в цитоплазме, то этот вопрос остается открытым.

При изучении клеточного метаболизма наряду с малоновым диальдегидом представляет интерес и кетоальдегид - метилглиоксаль. Обычно повышение в организме уровня метилглиоксаля связывают с усилением гликирования белков, индукцией семикарбазид-чувствительной аминооксидазы, либо с потенцированием бактериальной транслокации (транспорт бактериальной микрофлоры из кишечника во внутреннюю среду организма) [Kalapos, 1999; Wiest & Rath, 2003]. В настоящее время образование МДА в процессе перекисного окисления липидов (О2 -зависимый процесс) и увеличение уровня метилглиоксаля в результате гликирования белков (О2 - независимый процесс) рассматриваются как два независимых явления.

В последнее время появилась серия статьей, в которых показано накопление малонового диальдегида при инициировании гликирования белков или индукции аминооксидазы [Al-Shabanah et al, 2000; Deng et al, 1998]. Неясно, является ли образование МДА в этих случаях результатом перекисного окисления или какого-то другого процесса. Если учесть, что

МДА является трехуглеродным диальдегидом, а метилглиоксаль трехуглеродным кетоальдегидом (это два изомера), то можно предположить наличие в цитозоле клеток фермента, осуществляющего изомеризацию альдегидов [Дмитриев, 1992]. Практически это может решить вопрос об утилизации МДА, поскольку становится возможным его превращение в метилглиоксаль и далее в нейтральный продукт D-лактат с помощью мощной глиоксилазной системы, содержащей два фермента глиоксалазу I, глиоксалазу II [Thornalley, 1990].

Что касается D-лактата, то после открытия в митохондриях печени D-лактатдегидрогеназы его метаболизм представляет самостоятельный интерес [Bari, 2002]. В контексте данной работы это означает, что альдегиды могут быть предшественниками пирувата и, более того, - первичными субстратами глюконеогенеза.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Агаджанян, Зировард Сергеевна

Выводы:

1. Установлено, что в микросомальных мембранах а-токоферол эффективен как антиоксидант только при NADPH- и Fe-аскорбат-зависимом ПОЛ (когда есть перенос электронов на цитохром Ь5) и не эффективен при кумол- и Fe-цистеин-зависимом ПОЛ.

2. На модели кумол-зависимого инициирования ПОЛ показано, что индукционный период в микросомах печени, обогащенных токоферолом, можно наблюдать только при добавлении донора электронов NADH и в отсутствии мерсалила - ингибитора цитохрома-Ь5-редуктазы, что свидетельствует об участии цитохрома Ь5 в антиоксидантном процессе.

3. Впервые показано, что при инициировании окислительных процессов в супернатанте 10 ООО g печени наряду с малоновым альдегидом образуется кетоальдегид - метилглиоксаль и D-лактат является конечным продуктом метаболизма обоих альдегидов.

4. Показано, что реальным кандидатом на роль С-З-альдегидизомеразы (обратимое превращение метилглиоксаля в малоновый диальдегид) является фермент гликолитического пути - фосфоглюкоизомераза (глюкозо-6-фосфат *->■ фруктозо-6-фосфат).

5. Показано, что D-лактат проникает в митохондрии печени, где он, как субстрат дыхательной цепи, окисляется с образованием АТР и пирувата. Установлено, что предшественниками пирувата могут быть трехуглеродные альдегиды и их можно рассматривать как первичные субстраты глюконеогенеза.

Заключение

В заключение отметим, что перекисное окисление липидов в биологических мембранах возникает в результате атаки кислородных радикалов и этот процесс относится к числу аномальных. Особенностью свободно-радикального процесса ПОЛ, как правило, является его цепной характер; он многократно доказан для жидкофазного окисления и показан для искусственных мембран (липосомы). Более того, формальное сходство NADPH-зависимого и аскорбат-зависимого ПОЛ в микросомальных мембранах с процессами ПОЛ в гомогенных системах и липопротеидах долгое время позволяло нам думать, что и в биологических мембранах мы имеем дело с цепным процессом.

Биологические мембраны - сложно организованные структуры; компоновка этих структур такова, что вероятность многократного липид-липидного взаимодействия мала, т.е. в мембранах длина цепи n ~ 1. Более того, при n > 1 наличие в мембранах а-токоферола обуславливает наличие lag-периода на кривой регистрирующей образование продуктов ПОЛ. В противном случае механизм действия а-токоферола в мембранах должен принципиально отличаться от механизма обрыва цепи и в середине 90-х годов была высказана гипотеза о существовании в биологических мембранах липидно-радикальных циклов.

ROS 02 LOO'-5ГГ-* LOOH (2а) I I ' *

LH->I/-+L02* (1) и цит.Ь5^\ ТОН ТО' TQ

LOO"-^—►LH (26) оо"

Системы, контролирующие уровень ROS, могут обеспечить контроль за радикальными реакциями на начальных стадиях (LH—► L* и L*—>L02*), но они не влияют на дальнейшую судьбу радикалов LO2*. Если мы имеем два варианта реакций с участием радикалов L02* - реакции (2а) и (26), то мы имеем дело с разными конечными продуктами; это - либо перекиси LOOH, либо - супероксид *00 (как результат замены в окисляемой жирной кислоте кислорода на Н-атом). В норме, превращение радикалов LO2* в LOOH в реакции (2а) должно быть незначительным по сравнению с реакцией (26), а старение организма можно определить как непрерывное увеличение доли радикалов LO2', превращающихся в гидроперекиси, которые в свою очередь превращаются в оксикислоты, либо распадаются с образованием альдегидов. Заметим, что наши данные о роли цитохрома Ь5 перекликаются с данными полученными недавно на крысах разного возраста (0.5, 1, 2, 4, 8, 12, 20 месяцев), где показано постепенное снижение уровня цитохрома bs в мембранах по мере старения животных.

Если поставить вопрос о механизме действия а-токоферола, то с учетом наших данных он имеет два решения: первое - в простых химических системах и липопротеидах а-токоферол действует по механизму обрыва цепи; а-токоферол снижает скорость образования гидроперекисей, но не блокирует образование LOOH полностью. Второе решение касается биологических мембран, где а-токоферол действует как элемент антиоксидантной системы - донор водорода в рамках липидно-радикальных циклов.

С витамином Е связана защита от окисления ненасыщенных жирных кислот, входящих в состав фосфолипидов, и формирование ответа на воспалительные реакции; ключевую роль здесь могут играть токоферол-переносящие белки (ТТР). Низкая экспрессия ТТР и/или снижение уровня цитохрома bs в мембранах при старении организма может привести к увеличению доли радикалов LO2*, превращающихся в гидроперекиси и к усилению образования в органах и тканях альдегидов, включая МДА.

Открытие альдегидизомеразной реакции объединяет МДА и метил-глиоксаль в единое семейство альдегидов и, кроме того, оказывается, что перекисное окисление липидов и гликирование белков тесно связаны между собой; их общим продуктом является D-лактат. Превращение токсичных альдегидов в D-лактат — это защитная реакция, присущая всем организмам, и уровень альдегидов в органах и тканях находится под контролем до тех пор, пока активность глиоксалазной системы высока.

Что касается D-лактата, образующегося в ходе рассмотренных выше процессов, то он либо транспортируется с током крови в почки и выводится из организма, либо поступает в митохондрии печени, где превращается в пируват с помощью мембранносвязанной D-лактатдегидрогеназы. Таким образом, появление новой альдегидизомеразной реакции (МДА <-> метилглиоксаль) позволяет нам рассматривать последовательность реакций, обеспечивающих превращение жирных кислот в пируват.

ПНЖК —> перекиси —* МДА*-» метилглиоксаль—» D-лактат —>пируват Низкая активность пируватдегидрогеназного комплекса в печени делает пируват субстратом глюконеогенеза, а перманентное образование D-лактата может привести к повышению уровня глюкозы в крови, т.е. к гипергликемии. Гипергликемия является не только характерным признаком сахарного диабета 1 и 2 типа; она отмечается также у больных ИБС и причина гипергликемии у таких больных остается неясной.

Отношение D-лактат /L-лактат может дать информацию о соотношении путей метаболизма альдегидов и окисления глюкозы по гликолити-ческому пути. Кроме того, регулярное измерение уровня альдегидов и D-лактата в крови позволяет количественно оценить реакции, ответственные за образование альдегидов: перекисное окисление липидов и гликирование белков. Такие реакции относят к числу параметаболических, т.е. по сути, речь идет об изнанке метаболизма, которая имеет место в случае ослабления или потери контроля над метаболизмом липидов и глюкозы. Усиление таких реакций в организме - это путь к хроническим заболеваниям, а предлагаемый клинический тест (отношение D-лактат /L-лактат) - это оценка функционального состояния организма на той или иной стадии.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Агаджанян, Зировард Сергеевна, 2006 год

1. Арчаков А.И. Микросомальное окисление. М: Наука, 1975. - 326 с.

2. Владимиров Ю.А., Арчаков А.И. Перекисное окисление липидов в биологических мембранах. М: Наука, 1972.

3. Де-Пъер Ж., Даллънер Г. Выделение, субфракционирование и характеристика эндоплазматической сети. В кн.: Биохимическое исследование мембран. М.: Мир, 1979. - С. 75-124.

4. Дмитриев Л.Ф. Малоновый диальдегид может контролировать клеточное деление на стадии репликации ДНК //Журнал эвол. биохимии и физиологии. 1992. - 28. - С. 720-730.

5. Дмитриев Л.Ф. Механизмы энергетических превращений при дыхании и фотосинтезе: роль фосфолипидной мембраны //Биофизика. 1995. - 40. -С. 74-85.

6. Иванов А.С., Скворцов B.C., А.И, Арчаков А.И. Компьютерное моделирование трехмерной структуры полноразмерного цитохрома В5 //Вопр. мед. химии. 2000. - № 6. - С. 25-34.

7. Менъщикова Е.Б., Ланкин В.З., Зенков Н.К. и др. Окислительный стресс. Прооксиданты и антиоксиданты М: Слово, 2006. 556 с.

8. Abordo Е.А., Minhas, H.S. and Thornalley, P.J. Accumulation of alpha-oxoaldehydes during oxidative stress: a role in cytotoxicity //Biochem. Pharmacol. 1999. - Vol. 58. - P. 641-648.

9. Agarwal R. and Chase S.D. Rapid, fluorimetric-liquid chromatographic determination of malondialdehyde in biological samples //J. Chromatogr. В Analyt. Technol. Biomed. Life Sci. 2002. - Vol. 775. - P. 121-126.

10. Al-Shabanah O.A., Qureshi S., Al-Harbi M.M., Al-Bekairi A.M., Al-Gharably N.M. and Raza M. Inhibition of gastric mucosal damage by methylglyoxal pretreatment in rats //Food Chem. Toxicol. 2000. - Vol. 38(7).-P. 577-584.

11. Banci L., Bertini I., Rosato A. and Scacchieri S. Solution structure of oxidized microsomal rabbit cytochrome Ъ$. Factors determining the heterogeneous binding of the heme //Eur. J. Biochem. 2000. - Vol. 267(3). - P. 755-766.

12. ХЪ.Вагап E. Methal complexes of carnosine //Biochemistry (Moscow). 2000. -Vol. 65.-P. 928-937.

13. Bari L., Atlante A., Guaragnella N., Principato G. and Passarella S. D-Lactate transport and metabolism in rat liver mitochondria. //Biochem. J. -2002.-Vol. 365.-P. 391—403.

14. Barker S. and Summerson W. The colorimetric determination of lactic acid in biological material //J. Biol. Chem. 1941. - Vol. 138. - P. 535-554.

15. Bielski B.H.J., Shiue G.G., Bajuk S. Reduction of nitro blue tetrazolium by C02" and 02~ radicals. //J. Phys. Chem. 1980. - Vol. 84. - P. 830-833.

16. Butler J., Koppenol W.H. and Margoliash E. Kinetics and mechanism of the reduction of ferricytochrome с by the superoxide anion. //J. Biol. Chem. -1982. Vol. 257. - P. 10747-10750.

17. Casazza J.P., Felver M.E. and Veech R.L. The metabolism of acetone in rat //J. Biol. Chem. 1984.-Vol. 259(1).-P. 231-236.

18. Chirico S. High-performance liquid chromatography-based thiobarbituric acid tests. //Methods Enzymol. 1994. - Vol. 233. - P. 314-318.

19. Cho H.P., Nakamura M.T. and Clarke S.D. Cloning, expression, and nutritional regulation of the mammalian Delta-6 desaturase. //J. Biol. Chem. -1999.-Vol. 274(1).-P. 471-^77.

20. Constantinescu A., Han D. and Packer L. Vitamin E recycling in human erythrocyte membranes //J. Biol. Chem. 1993. - Vol. 268. - P. 1090610913.

21. Cooper R.A. Metabolism of methylglyoxal in microorganisms. //Annu. Rev. Microbiol. 1984. - Vol. 38. - P. 49-68

22. Cori C. and Cori G. Glycogen formation in the liver from d- and 1-lactic acid. //J. Biol. Chem. 1929. - Vol. 81. - P. 389^03.

23. Ellott W.H. Aminoacetone formation by Staphylococcus aureus. //Biochem. J. 1960. - Vol. 74. - P. 478^85.

24. Enerson B.E. and Drewes L.R. Molecular features, regulation and function of monocarboxylate transporters: implications for drug delivery. //J. Pharm. Sci. -2003.-Vol. 92.-P. 1531-1544.

25. Enoch H. and Strittmatte, P. Cytochrome b5 reduction by NADPH-cyto-chrome P-450 reductase. //J. Biol. Chem. 1979. - Vol. 254. - P. 8976-8981.

26. Flick M. J. and Konieczny S. F. Identification of putative mammalian D-lactate dehydrogenase enzymes. //Biochem. Biophys. Res. Commun. 2002. -Vol. 295.-P. 910-916.

27. Ford D. and Gross R. Identification of endogenous l-Oalk-r-enyl-2-acyl-sn-glycerol* in myocardium and its effective utilization by choline phosphotransferase. //J. Biol. Chem. 1988. - Vol. 263. - P. 2644-2650.

28. Frankel E.N. and Neff W.E. Formation of malonaldehyde from lipid oxidation products. //Biochim. Biophys. Acta 1983. - Vol. 754. - P. 264-270.

29. Fridovich I. Superoxide radical and superoxide dismutases. //Annu. Rev. Biochem. 1995. - Vol. 64. - P. 97-112.

30. Fujita S. and Peisach J. Electron transfer between liver microsomal cytochrome b5 and cytochrome P-450 in the azo reductase reaction. //Biochem. Biophys. Res. Commun. 1977. - Vol. 78(1). - P. 328-335.

31. Fukasawa K.M., Kanai M., Fujii S. and Harada M. Molecular cloning and expression of rat liver aminopeptidase B. //J. Biol. Chem. 1996. - Vol. 271(48).-P. 30731-30735.

32. Gelderblom W.C., Moritz W., Swanevelder S., Smuts C.M. and Abel S. Lipids and delta6-desaturase activity alterations in rat liver microsomal membranes induced by fumonisin Bl. //Lipids. 2002. - Vol. 37(9). - P. 869-877.

33. Giesecke D. and Wallenberg P.V. Metabolism of D(-)-lactic acid in rats given high intragastral doses. //Сотр. Biochem. Physiol. 1985. - Vol. 82B. - P. 255-258.

34. Giesecke D., Fabritius A. and Wallenberg P.V. A quantitative study on the metabolism of D(-)-lactic acid in the rat and the rabbit. //Сотр. Biochem. Physiol. 1981. - Vol. 69B. - P. 85-89.

35. Giordano S.J. and Steggles A.W. Differential expression of the mRNAs for the soluble and membranebound forms of rabbit cytochrome b5. //Biochim. Biophys. Acta. 1993. - Vol. 1172. - P. 95-100.

36. Greenstead G.F. and Gaylor J.L. Total enzymatic synthesis of cholesterol from 4,4,14a*-trimethyl-5a*-cholesta-8,24-dien-3b*-oc. //J. Biol. Chem. -1982. Vol. 257. - P. 13937-13944.

37. Griendling K.K., Sorescu D. and Ushio-Fukai M. NAD(P)H oxidase: role in cardiovascular biology and disease//Circ. Res. 2000. - Vol.86. - P.494-501.

38. Halliwell B. and Gutteridge J.M.C. Free Radicals in Biology and Medicine. New York: Oxford Univ. Press, 1999.

39. Hartman Z. and Hartman Ph. Copper and cobalt complexes of carnosine and anserine: production of active oxygen species and its enhancement by 2-mercaptoimidazoles //Chem. Biol. Interact. 1992. - Vol. 84. - P. 153 - 168.

40. Hipkiss A.R. Carnosine and protein carbonyl groups: a possible relationship. //Biochemistry (Mosc). 2000. - Vol. 65(7). P. 771-778.

41. Ho C., Pratt E. A. and Rule G. S. Membrane-bound D-lactate dehydrogenase of Escherichia coli: a model for protein interactions in membranes. //Biochim. Biophys. Acta. 1989. - Vol. 988. - P. 173-184.

42. Hochstein P. and Ernster L. ADP-activated lipid peroxidation coupled to the TPNH oxidase system of microsomes. // Biochem. Biophys. Res. Commun. -1963.-Vol. 12.-P. 388-394.

43. Honjo K., Ishibashi T. and Imai Y. Partial purification and characterization of lathosterol 5-desaturase from rat liver microsomes. //J. Biochem. (Tokyo). -1985. Vol. 97(3). - P. 955-959.

44. Hons ho M., Mitoma J.Y. and Ito A. Retention of cytochrome b5 in the endoplasmic reticulum is ransmembrane and luminal domain-dependent. //J. Biol. Chem. 1998. - Vol. 273(33). - P. 20860-20866.

45. Jarasch E.D., Grund C., Bruder G., Heid H.W., Keenan T.W. and Franke W.W. Localization of xanthine oxidase in mammary-gland epithelium and capillary endothelium. //Cell. 1981. - Vol. 25. - P. 67-82.

46. Kondoh Y., Kawase M, Kawakami Y. and Ohmori S. Concentrations of D-lactate and its related metabolic intermediates in liver, blood and muscle of diabetic and starved rats. //Res. Exp. Med. 1992. - Vol. 192. - P. 407-414.

47. Koop D.R. and Casazza J.P. Identification of ethanol-inducible P-450 isozyme 3a as the acetone and acetol monooxygenase of rabbit microsomes. //J. Biol. Chem. 1985. - Vol. 260(25). - P. 13607-13612.

48. Kuroda R., Ikenoue Т., Honsho M., Tsujimoto S., Mitoma J.Y. and Ito A. Charged aminoacids at the carboxylterminal portions determine the intracellular location of two isoforms of cytochrome b(5). //J. Biol. Chem. -1998. Vol. 273. - P. 31097-31102.

49. Livingston D.J., McLachlan S.J., La Mar G.N. and Brown W.D. Myoglobin: cytochrome b5 interactions and the kinetic mechanism of metmyoglobin reductase //J. Boil. Chem. 1985. - Vol. 260(29). - P. 15699-15707.

50. Lykkesfeldt J. Determination of Malondialdehyde as Dithiobarbituric Acid Adduct in Biological Samples by HPLC with Fluorescence Detection: Comparison with Ultraviolet-Visible Spectrophotometry //Clinical Chemistry. 2001. - Vol. 47. - P. 1725-1727.

51. McCord J.M. Oxygen-derived free radicals in postischemic tissue injury. //N. Engl. J. Med. 1985. - Vol. 312. - P. 159-163.

52. McDonough V., Stukey J. and Martin C. Specificity of unsaturated fatty acid-regulated expression of the Saccharomyces cerevisiae OLEI gene. //J. Biol. Chem. 1992. - Vol. 267. - P. 5931-5936.

53. McLellan A., Phillips S. and Thornalley P.J. Fluorimetric assay of D-lactate. //Anal. Biochem. 1992. - Vol. 206. - P. 12-16.

54. Milligan L.P. and Baldwin R.L. The conversion of acetoacetate to pyravaldehyde. //J. Biol. Chem. 1967. - Vol. 242(6). - P. 1095-1101.

55. MokH., Mlodnicka A.E., Hentze M.W., Muckenthaler M. and Schumacher A. The molecular circuitry regulating the switch between iron deficiency and overload in mice. //J. Biol. Chem. Papers in Press. Published on January 17, 2006 as Manuscript M509857200

56. Mortensen P., Hove H., Clausen M. and Holtug K. Fermentation to short-chain fatty acids and lactate in human faecal batch cultures. //Scand. J. Gastroenterol. 1991. - Vol. 15. - P. 1285-1294.

57. Nagi M., Cook L., Prosad M. and Cinti D. Site of participation of cytochrome b5 in hepatic microsomal fatty acid chain elongation. //J. Biol. Chem. 1983. - Vol. 258. - P. 14823-14828.

58. Nakamura M.T. and Nara T.Y. Structure, function, and dietary regulation of delta6, delta5, and delta9 desaturases //Annu. Rev. Nutr. 2004. - Vol. 24. -P. 345-376.

59. Napier J. A., Michaelson L.V. and Sayanova O. The role of cytochrome b5 fusion desaturases in the synthesis of polyunsaturated fatty acids. //Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids. 2003. - Vol. 68(2). - P. 35-43.

60. Nemet /., Varga-Defterdarovic' L. and Turk Z. Preparation and quantification of methylglyoxal in human plasma using reverse-phase high-performance liquid chromatography. // Clinical Biochemistry. — 2004. Vol. 37. - P.875-881.

61. Niedernhofer L.J., Daniels J.S., Rouzer C.A., Greene R.E., Marnett L.J. Malondialdehyde, a product of lipid peroxidation, is mutagenic in human cells. //J. Biol. Chem. 2003. - Vol. 278. - P. 31426-31433.

62. Niki E., Yoshida Y., Saito Y. and Noguchi N. Lipid peroxidation: Mechanisms, inhibition, and biological effects // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2005. - Vol. 338. - P. 668-676.

63. Oh M., Alveranga D., Lazar L, Bazilinski N. and Carroll H. Metabolic utilization and renal handling of D-lactate in men. //Metabolism. 1985. -Vol. 34.-P. 621-625.

64. Ohmori S. and Iwamoto T. Sensitive determination of D-lactic acid in biological samples by high-performance liquid chromatography. //J. Chromatogr. 1988. Vol. 431. - P. 239-247.

65. Ohmori S., Mori M., Shir aha K. and Kawase M. Biosynthesis and degradation of methylglyoxal in animals. //Prog. Clin. Biol. Res. — 1989. -Vol. 290.-P. 397—412.

66. Omole O.O., Brocks D.R., Nappert G., Naylor J.M. and Zello G.A. High-performance liquid chromatographic assay of (D)-lactic acid and its enantiomers in calf serum. //J. Chromatogr. B. 1999. - Vol. 727. - P. 23-29.

67. Oya Т., Hattori N., Mizuno Y., Miyata S., Maeda S., Osawa T. and Uchida K. Methylglyoxal Modification of Protein Chemical and immunochemical characterization of methylglyoxal-arginine adducts //J. Biol. Chem. 1999. -Vol. 274.-18492-18502.

68. Paltauf F., Prough R., Masters B. and Johnson J. Evidence for the participation of cytochrome b5 in plasmalogen biosynthesis. //J. Biol. Chem. -1974. Vol. 249. - P. 2661-2662.

69. Poole R.C. and Halestrap A.P. Transport of lactate and other monocarboxylates across mammalian plasma membranes. //Am. J. Physiol. -1993. Vol. 264. - P. C761-C782.

70. Rae T.D., Schmidt P.J., Pufahl R.A., Culotta V.C. and O'Halloran T.V. Undetectable intracellular free copper: the requirement of a copper chaperone for superoxide dismutase. //Science. 1999. - Vol. 284. - P. 805-808.

71. Raha S. and Robinson B.H. Mitochondria, oxygen free radicals, disease and ageing. //Trends Biochem. Sci. 2000. - Vol. 25(10). - P. 502-508.

72. Ramachandran A., Levonen A.L., Brookes P.S., Ceaser E., Shiva S., Barone M.C. and Darley-Usmar V. Mitochondria, nitric oxide, and cardiovascular dysfunction. //Free Radic. Biol. Med. 2002. - Vol. 33. - P. 1465-1474.

73. Rangaswamy S. and Zoeller R. Fatty acid desaturation in an animal cell mutant defective in plasmanylethanolamine desaturase. //Biochim. Biophys. Acta. 1994.-Vol. 1211.-P. 79-84.

74. Ray S., Ray M. Isolation of methylglyoxal synthase from goat liver. //J. Biol. Chem. 1981. - Vol. 256. - P. 6230-6233.

75. Reinhart M.P., Billheimer J.T., Faust J.R. and Gaylor J.L. Subcellular localization of the enzymes of cholesterol biosynthesis and metabolism in rat liver. //J. Biol. Chem. 1987. - Vol. 262(20). - P. 9649-9655.

76. Riddle V.M. and Lorenz F.W. Nonenzymic formation of toxic levels of methylglyoxal from glycerol and dihydroxyacetone in Ringer's phosphate suspensions of avian spermatozoa. //Biochem. Biophys. Res. Commun. -1973.-Vol. 50(1).-P. 27-34.

77. Saavedra L. and Barbas C. Optimization of the separation of lactic acid enantiomers in body fluids by capillary electrophoresis. //J. Chromatogr. B. -2001. Vol. 766. - P. 235-242.

78. Sies H. Oxidative Stress: Oxidants and Antioxidants. London: Academic, 1991.

79. Sies H. What is oxidative stress? //Oxidative Stress and Vascular Disease, edited by Keaney J.F. Jr. Boston: Kluwer Academic. 2000. - P. 1-8.

80. Singh U., Devaraj S. and Jialal I. Vitamin E, Oxidative stress, and Inflammation. // Annu. Rev. Nutr. 2005. - Vol. 25. - P. 151-174.

81. Slatter D.A., Bolton C.H. and Bailey, A.J. The importance of lipidderived malondialdehyde in diabetes mellitus. //Diabetologia. 2000. - Vol. 43. - P. 550-557.

82. Sohal R.S., Mockett, R.J. and Orr W.C. Mechanisms of aging: an appraisal of the oxidative stress hypothesis. //Free Radic. Biol. Med. 2002. - Vol. 33. -P. 575-586.

83. Stocker R. and Keaney J.F. Role of Oxidative Modifications in Atherosclerosis. // Physiol. Rev. 2004. - Vol. 84. - P. 1381-1478.

84. Stodeman M. and Schwarz F.P. Importance of product/reactant equilibration in the kinetics of the phosphoglucose isomerization reaction by differential stopped flow microcalorimetry. //Anal. Biochem. 2004. - Vol. 329(2).-P. 307-315.

85. Strittmatter P. and Velick S.F. The purification and properties of microsomal cytochrome reductase. //J. Biol. Chem. -1957. Vol. 228. - P. 785-799.

86. Sui G.M. and Draper H.H. Metabolism of malonaldehyde in vivo and in vitro //Lipids. 1982. - Vol. 17(5). - P. 349-355.

87. Takeshita M., Tamura M., Yoshida S. and Yubisui T. Palmitoyl-CoA elongation in brain microsomes: dependence on cytochrome b5 and NADH-cytochrome b5 reductase. //J. Neurochem. 1985. - Vol. 45. - P. 1390-1395.

88. Tappel A.L., Zalkin H., Caldwell K.A., Shibko S., Desai I.D. and Holliday T.A. Increased lysosomal enzymes in muscular dystrophy of vitamin E-deficient rabbits. III. Biol. Chem. 1962. - Vol. 237. - P. 2678-2682.

89. Templar J., Kon S.P., Milligan T.P., Newman D.J. and Raftery M.J. Increased plasma malondialdehyde levels in glomerular disease as determined by a fully validated HPLC method. //Nephrol. Dial. Transplant. 1999. - Vol. 14.-P. 946-951.

90. Thornalley P.J. and Phillips S.A. Formation of methylglyoxal and D-lactate in human red blood cells in vitro. //Biochem. Soc. Trans. 1993. -Vol. 21(2).-P. 163S.

91. Thornalley P.J. Glyoxalase I structure, function and a critical role in the enzymatic defence against glycation //Biochem. Soc. Trans. - 2003. - Vol. 31 (6).-P. 1343-1348.

92. Thornalley P.J. The glyoxalase system in health and disease //Mol. Aspects Med. 1993.-Vol. 14(4).-P. 287-371.

93. Thornalley P.J. The glyoxalase system: new developments towards functional characteriza-tion of a metabolic pathway fundamental to biological life //Biochem. J. 1990. - Vol. 269. - P. 1-11.

94. Tubbs P. The metabolism of D-alpha-hydroxy acids in animal tissues. //Ann. N.Y. Acad. Sci. 1965. - Vol. 119. - P. 920-926.

95. Uchida K. Role of reactive aldehyde in cardiovascular diseases. //Free Radic. Biol. Med. 2000. - Vol. 28. - P. 1685-1696.

96. Urata G. and Granick S. Biosynthesis of alpha-aminoketones and the metabolism of aminoacetone. //J. Biol. Chem. 1963. - Vol. 238. - P. 811820.

97. Vander Jagt D.L. Glyoxalase II: Molecular characteristics, kinetics and mechanism. //Biochem. Soc. Trans. 1993. - Vol. 21. - P. 522-526.

98. Vander Jagt D.L. The glyoxalase system. //Dolphin D., Poulson R., Avramovic O. (Eds.). Glutathione: Chemical, Biochemical and Medical Aspects — part A. New York, John Wiley and Sons. - 1989. - P. 597-641.

99. VanderVeen L.A., Hashim M.F., Shyr Y. and Marnett, L.J. Induction of frameshift and base pair substitution mutations by the major DNA adduct of the endogenous carcinogen malondialdehyde. //Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. -2003.-Vol. 100.-P. 14247-14252.

100. Vella A. and Farrugia G. D-Lactic acidosis: pathologic consequence of saprophytism. //Mayo Clin. Proc. 1998. - Vol. 73. - P. 451-456.

101. Vergeres G. and Waskell L. Cytochrome bs, its functions, structure and membrane topology //Biochimie. 1995. - Vol. 77 (7-8). - P. 604-620.

102. Vergeres G. and Waskell L. Expression of cytochrome b5 in yeast and characterization of mutants of the membrane anchoring domain. //J. Biol. Chem. 1992. - Vol. 67. - P. 12583-12591.

103. Voitkun V. and Zhitkovich A. Analysis of DNA-protein crosslinking activity of malondialdehyde in vitro. //Mutat. Res. 1999. - Vol. 424. - P. 97-106.

104. Wiest R. and Rath H.C. Gastrointestinal disorders of the critically ill. Bacterial translocation in the gut. //Best Pract Res Clin Gastroenterol. 2003. -Vol. 17(3).-P. 397-425.

105. Woelk H. and Peiler-Ichikawa К. The action of piracetam on the formation of ethanolamine-plasmalogen by neuronal microsomes of the developing rat brain. // Arzneimittelforschung. 1978. - Vol. 28 (10). - P. 1752-1756.

106. Wright M. and Jamali F. Methods for the analysis of enantiomers of racemic drugs—application to pharmacological and pharmacokinetic studies. //J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 1993. - Vol. 29. - P. 1-9.

107. Zhang £)., Jiang Z., Jiang J., Cao B. and Li J. D-Lactic acidosis secondary to short bowel syndrome. //Postgrad. Med. J. 2003. - Vol. 79. - P. 110-112.

108. Zhu H., Qiu H., Yoon H.W., Huang S. and Bunn H.F. Identification of a cytochrome b-type NAD(P)H oxidoreductase ubiquitously expressed in human cells. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1999. Vol. 96(26). - P. 14742-14747.