Роль функциональных показателей сперматозоидов отца в программах предимплантационного генетического скрининга эмбрионов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.07, кандидат наук Киселева Юлия Юрьевна

• Киселева Юлия Юрьевна
• кандидат наук
• 2018

Оглавление диссертации кандидат наук Киселева Юлия Юрьевна

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1 Функциональные показатели сперматозоидов. Причины мужского бесплодия

1.2 Фрагментация ДНК ядра сперматозоидов

1.3 Предимплантационный генетический скрининг эмбрионов... 30 Глава 2. Материал и методы исследования

2.1. Материал исследования

2.2. Методы исследования

Глава 3. Результаты и обсуждение

3.1. Концентрация сперматозоидов

3.2. Подвижность сперматозоидов

3.3. Морфология сперматозоидов

3.4. Фрагментация ДНК ядра сперматозоидов

3.5. Распределение эмбрионов по полу в зависимости от параметров

спермограммы

Заключение

Список сокращений

Список литературы

ВВЕДЕНИЕ

Работа выполнена на базе Федерального государственного бюджетного учреждения «Научный центр акушерства, гинекологии и перинатологии имени академика В.И. Кулакова» Министерства здравоохранения России и на кафедре биологии и общей генетики Медицинского института Федерального государственного автономного образовательного учреждения высшего образования «Российский университет дружбы народов».

Актуальность проблемы

В течение многих лет бесплодие остается актуальной медико-социальной проблемой. Известно, что с ней в течение репродуктивного периода сталкиваются от 8% до 15% супружеских пар (ВОЗ, 2010), то есть в мире насчитывается более 100 млн. супружеских пар, не способных к самостоятельному зачатию ребенка, причем более 40% из них не могут иметь детей по причине мужского бесплодия. Лишь у 70% мужчин удается установить причину бесплодия современными методами диагностики, а остальные 30% случаев приходятся на так называемое идиопатическое бесплодие [Krausz С, Forti G., 2012]. По данным Российского центра акушерства, гинекологии и перинатологии более 4 млн. мужчин в РФ страдают бесплодием. Бесплодие в браке в других странах имеет сравнимые показатели [Сухих Г. Т. и др., 2008]. Следует отметить, что только 34% населения нашей страны знает о существовании мужского бесплодия, остальные убеждены, что оно бывает только женским [Троицкой И.А. и др., 2001].

Благодаря революционному развитию вспомогательных репродуктивных технологий (ВРТ) программа экстракорпорального оплодотворения (ЭКО) в настоящее время является самым эффективным методом лечения бесплодия. Вместе с тем согласно опубликованным в 2013 г. данным Российской ассоциации репродукции человека (РАРЧ), в 2011 году только 36,6% пациенток забеременели после проведения процедуры ЭКО и 25,8% женщин, прошедших процедуру ЭКО, родили ребенка [РАРЧ, 2011].

Стремительное развитие ВРТ дало возможность иметь детей при формах бесплодия, которые ранее считались абсолютно бесперспективными для лечения [Кулаков В.И., Леонов Б.В., 2005], что, прежде всего, обусловлено достижениями молекулярной генетики и эмбриологии. Распространяются в клинической практике методики ИКСИ (от англ. ICSI — Intra Cytoplasmic Sperm Injection: введение сперматозоида в цитоплазму, интрацитоплазматическая инъекция сперматозоида), криоконсервация и предимплантационная генетическая диагностика эмбрионов, в частности, предимплантационный генетический скрининг эмбрионов (ПГС) на наличие анеуплоидий или других мутаций еще до переноса эмбриона, т.е. до наступления беременности [Harper J. C., SenGupta S. B., 2011].

Важнейшей задачей программы ВРТ является рождение здорового ребенка. Однако большинство исследований свидетельствует о том, что частота хромосомных нарушений эмбрионов, полученных методом ВРТ, чрезвычайно высока. Многие ученые полагают, что именно наличие у эмбрионов хромосомных аномалий обусловливает низкую эффективность имплантации и частую потерю беременности, наблюдаемые при реализации ВРТ. В этой связи необходимость диагностики возможных генетических нарушений сделала актуальным развитие молекулярно-генетических методов предимплантационного генетического анализа эмбрионов [Екимова Е. В. и др., 2012].

Технология сравнительной геномной гибридизации (СГГ) в последние годы стала активно применяться в медицине. За рубежом этот метод широко распространился в рутинной практике лабораторий ВРТ и получил название CGH (comparative genome hybridization). Ряд исследований показал, что эффективность выявления анеуплоидий с помощью метода сравнительной геномной гибридизации по сравнению с методом FISH (флуоресцентная гибридизация in situ) выше на 20-25%. Более того, кроме численных аномалий с помощью СГГ выявляются и другие хромосомные нарушения, не обнаруживаемые при использовании FISH, такие как многие делеции и амплификации участков

хромосом. Показано, что применение данного метода повышает результативность программы ВРТ [Traversa M.V.et al., 2011].

Существуют многочисленные исследования, посвященные сравнению генетических характеристик и морфологии эмбрионов, в которых авторы статей независимо друг от друга приходят к выводу, что значительные хромосомные нарушения в геноме эмбриона зачастую не отражаются на морфологии эмбрионов столь ранних стадий развития, так как большинство генов, содержащихся в аномальных хромосомах, еще не проявили себя в доимплантационных эмбрионах [Chow J.F. et al., 2014].

Также много исследований посвящено схемам гормональной стимуляции у женщин, участвующих в цикле ВРТ с ПГС. Их результаты показывают существенное влияние состояния ооцитов на результаты ПГС полученных эмбрионов. Важнейшими факторами являются возраст женщины, вступившей в программу ВРТ, ее гинекологический и соматический анамнез [Zech N.H.et al., 2015]. Принимая во внимание существенный вклад материнского генома в генетические характеристики будущего эмбриона, исследователи предлагают перед проведением оплодотворения методом ИКСИ анализировать полярные тельца яйцеклеток и выбирать только яйцеклетки, несущие «правильный» набор хромосом [Scriven P.N. et al., 2012]. Вместе с тем большое количество данных по отцу не учитывается, хотя нельзя забывать, что генетический материал полученного эмбриона в равной степени состоит из генов отца и матери, и успех вынашивания и рождения здорового ребенка зависит от функционирования обоих геномов. Имеются данные о влиянии той или иной патологии сперматозоидов на эффективность зачатия и последующее вынашивание плода [Jungwirth A. et al., 2012]. Обращают на себя внимание работы, свидетельствующие о наличии генетической основы различных патологических состояний сперматозоидов, в частности, таких как азооспермия и олигоастенотератоспермия (изменение концентрации, подвижности и морфологии сперматозоидов) [Брагина, Е.Е. и соавт., 2015; Damyanova V. et al., 2012].

В мировой практике приобретает популярность и все чаще используется в диагностике мужского бесплодия анализ фрагментации ДНК ядра сперматозоида. Ряд исследователей придерживается мнения о значимой роли фрагментации ДНК ядра в ранней потере беременности как при естественном зачатии, так и после ЭКО [Robinson L. et al., 2012]. Есть данные о замедлении темпов развития ранних эмбрионов у пар с такой патологией [Wdowiak A. et al., 2015]. Также известно об увеличении числа хромосомных аномалий в сперматозоидах пациентов с повышенным уровнем фрагментации ядра [Enciso M. et al., 2013].

Совсем недавно начали появляться первые публикации о влиянии геномных нарушений в сперме на генетический метериал 3-дневных эмбрионов [Kaarouch I. et al., 2015].

Таким образом, исследования, посвященные изучению и сравнительному анализу функциональных показателей отцовских сперматозоидов и результатов предимплантационного генетического скрининга эмбрионов, актуальны и представляют значительный научный и практический интерес.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль функциональных показателей сперматозоидов отца в программах предимплантационного генетического скрининга эмбрионов»

Цель работы

Исследовать влияние функциональных показателей сперматозоидов отца на результаты предимплантационного генетического скрининга эмбрионов, выполненного методом сравнительной геномной гибридизации на чипах.

Задачи исследования

1. Оценить концентрацию, подвижность и морфологию сперматозоидов отца в парах, прошедших программу ИКСИ с ПГС эмбрионов.

2. Оценить уровень фрагментации ДНК ядра сперматозоидов методом TUNEL.

3. Проанализировать результаты полногеномного скрининга эмбрионов методом СГГ на чипах.

4. Исследовать возможность наличия ассоциации нарушений кариотипа эмбрионов с функциональными показателями сперматозоидов отца.

База проведения научного исследования

Федеральное государственное бюджетное учреждение «Научный центр акушерства, гинекологии и перинатологии имени В.И. Кулакова» Министерства здравоохранения Российской Федерации, Лаборатория ВРТ отделения восстановления и лечения репродуктивной функции (руководитель - к.м.н. Абубакиров А.Н.), Отделение молекулярно-генетических методов (руководитель - д.б.н. Трофимов Д.Ю.).

Научная новизна работы

Анализ научной литературы показал, что подобные комплексные исследования, включающие в себя сравнение характеристик сперматозоидов отца с результатами полногеномного скрининга эмбрионов, ранее не проводились. Представленная работа весьма актуальна для отечественной науки, так как протоколы тактики лечения бесплодных пар в настоящее время дополняются и пересматриваются.

Анализ фрагментации ДНК ядра сперматозоидов - относительно новый метод в рутинной практике обследования пациентов в программах вспомогательных репродуктивных технологий, в связи с чем влияние данного параметра на генетический материал эмбриона требует тщательного изучения. В рамках настоящего исследования установлено, что уровень фрагментации ДНК выше 15% ассоциирован с делециями и дупликациями в хромосомах эмбрионов, а также сопровождается увеличением вероятности рождения ребенка с синдромом Шерешевского-Тернера.

Теоретическая и практическая значимость

Рождение здорового ребенка в семье - важная социальная и экономическая задача государства, поэтому поиск возможностей для решения данной задачи относится к числу приоритетных направлений науки и медицины.

Настоящее исследование расширяет имеющиеся представления о влиянии функциональных показателей сперматозоидов отца на генетический материал эмбриона.

Результаты, полученные в рамках представленной работы, будут способствовать оптимизации схемы лабораторного обследования мужчин и выбору дополнительных показаний для прохождения программ предимплантационного генетического скрининга.

Методология и методы диссертационного исследования Определение концентрации, подвижности и морфологических характеристик сперматозоидов проводилось с использованием автоматического спермоанализатора ВиодеоТест 2.1 (Россия). Уровень фрагментации ДНК сперматозоидов устанавливался методом TUNEL. Для всех пар было проведено экстракорпоральное оплодотворение методом ИКСИ с последующей биопсией эмбрионов. Биопсированный генетический материал был подвергнут предимплантационному генетическому скринингу с помощью сравнительной геномной гибридизации на чипах. Статистическая обработка результатов проводилась с использованием программ «Statistica 6.0» и «R language» (R Core Team, 2015).

Положения, выносимые на защиту

1. Функциональные показатели сперматозоидов отца оказывают значимое влияние на результаты предимплантационного генетического скрининга эмбрионов, полученных методом ИКСИ.

2. Уменьшение содержания морфологически нормальных сперматозоидов до уровня ниже 4% приводит к увеличению частоты эмбрионов с численными аномалиями хромосом, а также делециями и дупликациями. Снижение концентрации сперматозоидов (менее 15 млн/мл) сопровождается повышением встречаемости эмбрионов с кариотипом 45, Х0. Вместе с тем подвижность сперматозоидов не влияет на результаты ПГС при проведении оплодотворения методом ИКСИ.

3. Уровень фрагментации ДНК выше 15% ассоциирован с делециями и дупликациями в хромосомах эмбрионов, а также с увеличением частоты кариотипа 45, Х0.

4. Проведение предимплантационного генетического скрининга эмбрионов при выявлении у мужчин патологии сперматозоидов позволит снизить как риск рождения ребенка с заболеваниями, обусловленными изменением числа и структуры хромосом, так и вероятность невынашивания беременности и самопроизвольного абортирования плода, связанных с наличием аномалий в кариотипе эмбриона.

Степень достоверности

Достоверность результатов исследования подтверждается достаточным объемом фактического материала (147 пар, 761 исследованный эмбрион), применением современных технологий и использованием методов статистической обработки данных, полностью соответствующих поставленным задачам.

Апробация результатов диссертации

Материалы диссертации доложены в виде постерных докладов на 13-ой международной конференции РАРЧ «Репродуктивные технологии сегодня и завтра» (г. Волгоград, 2013 г.), на 32-ой Европейской конференции общества репродуктологов и эмбриологов (The 32th ESHRE, Финляндия, 2016 г.), на 15-ой интернациональной конференции по предимплантационной диагностике (PGDIS, Италия, 2016 г.) и заседании кафедры биологии и общей генетики медицинского института РУДН (2017 г.).

Внедрение результатов в практику

Рекомендации для первичного обследования эякулята мужчин на дополнительные параметры внедрены в практику ФГБУ «Научный центр акушерства, гинекологии и перинатологии имени академика В.И. Кулакова» Министерства здравоохранения России. Анализ фрагментации ДНК ядра сперматозоидов добавлен в рекомендуемый список обследований перед вступлением пары в программу ЭКО/ИКСИ в Отделении Репродукции ФГБУ «Научный центр акушерства, гинекологии и перинатологии имени академика В.И. Кулакова» Министерства здравоохранения России.

ГЛАВА 1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Функциональные показатели сперматозоидов. Причины мужского

бесплодия

Мужское бесплодие является мультифакториальной патологией, охватывающей широкое разнообразие расстройств. Оно может быть врожденным или приобретенным, причем в более чем половине случаев его причина неизвестна.

Бесплодие у мужчин может быть диагностировано путем анализа спермы. По результатам спермограммы выявляется ряд функционально важных параметров, чьи нормальные показатели определяются по рекомендациям ВОЗ и с течением времени уточняются [WHO 2001, 2010]:

1) концентрация сперматозоидов в эякуляте (в случае недостаточной концентрации ставится диагноз олигозооспермия, при полном отсутствии сперматозоидов - азооспермия);

2) подвижность сперматозоидов в эякуляте (при недостаточной подвижности ставится диагноз астенозооспермия);

3) морфология сперматозоидов согласно критериям Крюгера (в случае высокого содержания морфологически аномальных сперматозоидов ставится диагноз тератозооспермия).

Следует отметить, что рекомендации ВОЗ постепенно меняются, и критерии «нормы» становятся менее строгими. Так, если в 2002 г. норма концентрации сперматозоидов в миллилитре эякулята составляла 20 млн., то в 2010 г. данный показатель составляет уже 15 млн. сперматозоидов на миллилитр [WHO 2001, 2010].

По подвижности сперматозоиды разделяют на 4 категории: A,B,C и D.

К категории «А» относятся сперматозоиды, которые движутся прямолинейно со скоростью не менее 25 мкм/сек.

В категории «B» - сперматозоиды, перемещающиеся прямолинейно со скоростью менее 25 мкм/сек.

В категории «С» - сперматозоиды, которые движутся слабо, непрямолинейно или колеблются.

Категорию «D» составляют неподвижные сперматозоиды.

Считается, что яйцеклетку достигают сперматозоиды категорий A и B. Для определения содержания сперматозоидов разных категорий подвижности используется спермоанализатор. По предложению ВОЗ эякулят считается нормальным, если выполняется одно из двух условий или оба условия: 1) доля сперматозоидов категории подвижности A не меньше 15 %; 2) доля сперматозоидов категорий подвижности A и B в сумме не меньше 32%.

Разные специалисты оценивали морфологию сперматозоидов по-разному, пока в 1986 г. Т. Крюгер и Р. Менквельт не предложили строгие критерии, основанные на морфологии посткоитальных сперматозоидов. Они изучали только те сперматозоиды, которые смогли пройти через нити цервикальной слизи. Было сделано предположение, что такие клетки являются более фертильными, нежели имеющие морфологические дефекты. Впоследствии указанный тип сперматозоидов стали использовать в качестве эталона для сравнения, что легло в основу концепции строгих критериев. Данное предположение было доказано результатами, полученными при изучении морфологических характеристик сперматозоидов, связанных с зоной пеллюцида яйцеклетки в условиях in vitro [Kruger T.F., 1996; Liu D.Y.et al., 1992].

Можно предположить, что измененная морфология сперматозоидов

препятствует правильному слиянию цитоплазмы яйцеклетки и сперматозоида

либо ведет к рецепторной дисфункции. Однако в таком случае мужское бесплодие

легко преодолевалось бы оплодотворением методом ИКСИ. Однако, несмотря на

использование данного метода оплодотворения, получение жизнеспособного

эмбриона и наступление беременности затруднено в парах со сниженной долей

морфологически нормальных сперматозоидов. Возможно, причиной являются

нарушения в организации хромосомного материала в морфологически

11

«неправильном» сперматозоиде, что может не только препятствовать слиянию сперматозоида и яйцеклетки, но и отрицательно влиять на развитие эмбриона. В литературе существуют указания на корреляцию между нарушениями в организации ядер у морфологически аномальных сперматозоидов и их способностью к оплодотворению [Воробьева О.А., 2005].

Установлено, что мужской геном экспрессируется у эмбрионов человека уже на стадии 4-8 бластомеров. На этой стадии развития эмбрион начинает развиваться согласно программе диплоидного генома, и постепенно проявляются аномалии развития, обусловленные нарушениями в кариотипе сперматозоида [Баранов В.С.,2007].

Согласно приведенной концепции, необходим строгий отбор сперматозоидов для оплодотворения по морфологическим показателям. Такая методика уже развита в мировой клинической практике, и получила название ИМСИ (усовершенствованная технология ИКСИ, основанная на микроинъекции тщательно отобранного морфологически нормального сперматозоида в цитоплазму яйцеклетки). По литературным данным, использование метода ИМСИ снижает частоту анеуплоидий по половых хромосомам. Данная технология связана со значительно меньшим риском получения эмбрионов с хаотичным набором хромосом, что ведет к уменьшению числа отмен переносов в циклах ВРТ [БеШ Л.Б. е1 а1., 2014].

Благодаря развитию методов вспомогательных репродуктивных технологий стало возможным выполнять генетические исследования всех количественных и структурных аномалий в эмбрионах до наступления беременности. Данный метод получил название предимплантационного генетического скрининга.

Кратко рассмотрим возможные причины нарушений в кариотипе эмбриона:

• нерасхождение гомологичных хромосом во время гаметогенеза, что приводит к появлению анеуплоидий;

• ошибки в процессе кроссинговера или обмен участками негомологичных хромосом;

• тетраплоидия, возникающая при первом митотическом делении зиготы, приводит к удвоению хромосом; это происходит при отсутствии правильной цитотомии;

• возникновение мозаицизма вследствие нарушений митотического деления клеток эмбриона [Gersen S. L.et al., 2013].

Современная репродуктивная генетика направлена не только на выявление генетических аномалий эмбриона, но и на предупреждение рождения детей с патологиями. Хромосомные аномалии, которые могут возникнуть на различных стадиях развития эмбрионов, чаще всего являются причиной нарушения имплантации, спонтанных абортов или множественных пороков развития плода. Частота спонтанной потери беременности составляет в среднем 20 %. При исследовании материала выкидышей большинство обнаруженных нарушений были связаны с изменением числа хромосом (95 %) [Bricker L., 2002].

Проведение предимплантационного генетического скрининга эмбрионов позволяет значительно уменьшить риск спонтанных абортов, а также рождения детей с пороками развития. Текущие данные свидетельствуют, что исследование морфологии сперматозоидов в соответствии с имеющимися строгими критериями, позволяет предсказать исходы оплодотворения in vitro и частоту наступления беременности более точно, чем другие исследования параметров эякулята и методы оценки морфологии [Coetzee K. et al.,1986]. Установлено, что при содержании морфологически нормальных сперматозоидов менее 4% частота оплодотворения достоверно снижается.

Этиология мужского фактора бесплодия не всегда понятна. Исследования причин азооспермии показали, что во многих случаях она связана с травмой или острым воспалительным процессом в яичке, при этом ставится диагноз обструктивная азооспермия [Wosnitzer M. et al., 2014]. Причиной отсутствия сперматозоидов в эякуляте является механическое повреждение семявыводящих протоков, что может произойти из-за образования поствоспалительных спаек или рубцов. В этом случае сперматозоиды легко получить оперативным путем с помощью MESA (микрохирургическая аспирация спермы придатка яичка), PESA

13

(подкожная аспирация спермы придатка яичка) или TESA (аспирация тканей яичек). Полученный материал рассматривается эмбриологом под специальным микроскопом прямо в операционной. Обнаружение сперматозоидов в ткани яичка может быть трудоемким процессом, занимающим 2 - 3 часа в зависимости от тяжести заболевания. Сперма освобождается от ткани семенных канальцев и используется в программе ИКСИ [Sandro C. et al., 2012].

Причины секреторной азооспермии и других патологических состояний выявляются современными методами менее чем в половине случаев. Основными факторами подобных нарушений являются наследственные заболевания и мутации в Y-хромосоме. Около 10-20% мужчин с секреторной азооспермией несут делеции в Y-хромосоме. Отсутствующий регион включает в себя фактор азооспермии (АЗФ локус), расположенный в Yq11 [Skaletsky H. et al., 2003]. Также найдены некоторые наследственные заболевания, влияющие на подвижность сперматозоидов. Опубликованы работы, сообщающие о повреждениях митохондриальной ДНК (мтДНК) сперматозоида активными формами кислорода или свободными радикалами. Это приводит к нарушению работы митохондрий в сперматозоиде и ослаблению подвижности сперматозоида, иногда до полной потери подвижности, а, следовательно, и оплодотворяющей способности [Wei Y.H., 2000].

Важно отметить, что, если основной диагноз пары первичное бесплодие, то есть беременности никогда не наступали, то высока вероятность наличия одного из типов мужского бесплодия. Известно, что первичное бесплодие обнаруживается у 67 - 71% бесплодных пар [Peterson C.M. et al., 2006]. Диагностируемые причины мужского бесплодия достаточно многочисленны, могут иметь генетическую природу и могут быть сгруппированы в несколько основных групп.

Хромосомные нарушения, к которым в большинстве случаев относятся

синдром Клайнфельтера (47, XXY; 48, XXYY и др.) и структурные аномалии Y-

хромосомы. Одним из наиболее значимых нарушений, ассоциированных с

мужским бесплодием, являются микроделеции длинного плеча Y-хромосомы

14

[Шевченко В. А., 2002], которые обнаруживаются в 13% случаев с азооспермией и 1 - 7% случаев с олигозооспермией [McLachlan R. et al., 1998]. Как известно, Y-хромосома у млекопитающих, в том числе и у человека, определяет пол и важна для номального протекания сперматогенеза. Данная хромосома - одна из самых маленьких в кариотипе человека, ее размер около 60 млн. п.н., причем только половина приходится на эухроматин, а остальное - гетерохроматиновые районы длинного плеча, довольно сильно отличающиеся у разных индивидов. В хромосоме можно выделить три участка: короткое плечо, преимущественно состоящее из эухромаина, эухроматиновый проксимальный участок длинного плеча и гетерохроматиновый концевой фрагмент длинного плеча. Вариабельность эухроматиновых районов незначительна [Быков В. Л., 2000].

Tiepolo и Zuffardi, исследуя делецию Y-хромосомы у 6 стерильных мужчин с нормальным фенотипом и азооспермией, предположили, что существует некий генный комплекс мужской фертильности в эухроматиновой части длинного плеча Y-хромосомы. Этот локус назвали фактором азооспермии (AZF, АЗФ), [Tiepolo L., Zuffardi O.,1976]. Благодаря дальнейшим цитогенетическим и молекулярно-генетическим исследованиям была построена карта Y-хромосомы, включающая 43 делеционных интервала. В настоящее время различными современными методиками можно диагностировать делеции Y-хромосомы, захватывающие локус AZF, в результате чего их удалось выявить у 10-15% больных с азооспермией и у 5-10% с олигозооспермией тяжелой степени [Гоголевский П.А. и др., 2001, Здановский В.М., 2000, Логинова Ю.А., 2000].

В 1996 году Vogt и соавторы, отталкиваясь от проведенных ими

исследований делеций, предложили локус Yq11.21-q11.23 подразделить на три

неперекрывающихся субрегиона, названных AZFa, AZFb и AZFc [Vogt P.H. et

al.,1996], причем AZFа находится в дистальной части Yq11, а AZFb и AZFc

располагаются проксимальнее. Обнаружено, что стадия, на которой нарушается

сперматогенез, зависит от того, в каком участке AZF произошла у пациента

делеция. Более детальный анализ позволил в каждом из субрегионов выделить

кандидатные гены, ответственные за определенные отклонения в сперматогенезе

(в Л7Ба - USP9Y(DFFRY) и DBY, в Л7БЬ - ЯВЫУ, в AZFc - DAZ) и определить их размер и нуклеотидную последовательность (Л7Ба - 800 тыс. п.н., AZFb - 3,2 млн. п.н. и AZFc - 3,5 млн. п.н.). В отличие от генов, локализованных в AZFb и AZFc, гены AZFa представлены единственной копией, в связи с чем даже точковые мутации в их последовательности могут влиять на сперматогенез и приводить к мужскому бесплодию. Установлено, что ген ЭВУ кодирует тестис-специфичную РНК-геликазу, и его мутации нарушают метаболизм мРНК в дифференцирующихся мужских половых клетках, приводя к усилению апоптоза.

Гены RBMY и DAZ, находящиеся в AZFb и AZFc, соответственно, представлены в нескольких копиях и кодируют белки с РНК-связывающей активностью, участвующие в метаболизме РНК-транскриптов. Предполагают, что гены RBMY необходимы для пролиферации сперматогониев и прохождения профазы I мейоза, а их делеция или мутации, нарушающие нормальное функционирование продукта, могут остановить сперматогенез на стадии сперматоцитов и привести к азооспермии. Белки, кодируемые генами DAZ, участвуют в процессинге, транспорте и трансляции мРНК, синтезируемых на тестис-специфичных генах в дифференцирующихся половых клетках после мейоза. Отсутствие генов DAZ может приводить как к снижению числа сперматозоидов вплоть до синдрома клеток Сертоли, так и к остановке сперматогенеза на уровне сперматид [Черных В.Б. и др., 2001]. Вместе с тем, многокопийность генов RBMY и DAZ затрудняет выявление в них мутаций. Интересен тот факт, что некоторые гены локуса AZF имеют гомологи, локализованные на Х-хромосоме и аутосомах, однако механизмы взаимодействия между ними еще недостаточно изучены.

Установлено, что делеции в локусе AZF не только снижают количество сперматозоидов, но и ухудшают их подвижность и морфологию, т.е. приводят к олигоастенотератозооспермии. Специфичных форм нарушений морфологии сперматозоидов у пациентов с делециями локуса AZF не описано. В Л7Бс также находится ген CDY I (хромодомен хромосомы У), продукт которого участвует в

модификации хроматина в половых клетках, в связи с чем возможно, что мутации в нем также вносят вклад в нарушение сперматогенеза.

Обнаружено, что крупные делеции, захватывающие два или три субрегиона, а также микроделеции в AZFa приводят к более тяжелым нарушениям сперматогенеза (синдром клеток Сертоли), что вполне согласуется с приведенными выше данными. С большей частотой встречаются делеции в AZFc и AZFb, которые снижают сперматогенную активность вплоть до остановки сперматогенеза [Foresta C. et al., 2001, Черных В. Б. и др., 2003].

Произошедшая в кариотипе пациента мутация, и, следовательно, характер и степень нарушения сперматогенеза играют большую роль при проведения ИКСИ, т.к. при крупных делециях, как правило, невозможно получить зрелые сперматозоиды [Krausz C., McElreavey K.,1999].

У разных авторов данные о встречаемости микроделеций Y-хромосомы при мужском бесплодии довольно значительно отличаются и варьируют в диапазоне от 1% до 35% [Simoni M. et al., 1999, Calogero A.E. et al., 1999, Логинова Ю.А.и др., 2000], что связано с рядом факторов, и в том числе с критериями отбора пациентов при проведении генетического исследования [Здановский В.М., 2000]. Согласно литературным данным, усредненная частота микроделеций в AZF-локусе у мужчин с бесплодием составляет приблизительно 7,5%. При идиопатической азооспермии микроделеции выявляются в 18% случаев, а при тяжелой олигозооспермии - в 14,3% случаев [Черных В.Б. и др., 2003].

Несмотря на то, что специфичное лечение мужчин с мутациями в локусе AZF на сегодняшний день отсутствует, обнаружение делеции позволяет избежать необоснованного гормонального или хирургического лечения. Вместе с тем при микроделециях в AZFc можно использовать стимулирующую сперматогенез терапию и лечить сопутствующую патологию репродуктивной системы, так как у таких пациентов существует возможность получения сперматозоидов для использования в ИКСИ [Гоголевский П.А., 2001].

Все вышеуказанное свидетельствует в пользу предварительного

генетического обследования на наличие мутаций в локусе AZF пациентов с

17

азооспермией и тяжелой олигозооспермией для выявления причины бесплодия и выбора оптимального варианта лечения.

Мутации митохондриалъной ДНК

Митохондриальная ДНК человека представляет собой экстрахромосомную кольцевую молекулу ДНК, локализованную в митохондриях. В сравнении с ядерной ДНК ее размеры невелики и составляют около 17000 п.н. [Сухоруков В.С., 2011]. Этиологическая роль митохондриальных мутаций в возникновении ряда наследственных патологий была показана в конце 1980-х. Как правило, это патологии нервной и мышечной тканей (наследственная атрофия зрительных нервов Лебера, синдром NARP (нейропатия, атаксия, пигментный ретинит), синдром MERRF (миоклонус-эпилепсия с «рваными» красными волокнами в скелетных мышцах), синдром MELAS (митохондриальная энцефаломиопатия, лактат-ацидоз, инсультоподобные эпизоды), синдром Кернса-Сейра и др.) [Сухоруков В.С.,2008].

Для нормального функционирования митохондриям нужны продукты около 3000 генов, в то время, как их собственная ДНК содержит только 37 генов, т.е. работа митохондрий в значительной степени обеспечивается ядерным геномом. Наряду с продукцией АТФ данные органеллы вовлечены и в другие процессы, в том числе и дифференцировку клеток [Егорова Л.А. и др., 2013]. Также они оказывают значительное влияние на сперматозоиды, прежде всего, в связи с потреблением АТФ в процессе движения [Hosseinzadeh Colagar A. et al., 2014, Christian B.E., Spremulli L.L., 2012].

Моногенные заболевания. Моногенные болезни представляют собой многочисленную группу наследственных заболеваний. В настоящее время описано более 4000 вариантов моногенных болезней, подавляющее большинство которых встречается довольно редко. Мужчины, страдающие тем или иным моногенным заболеванием, зачастую бесплодны или имеют тяжелую патологию функциональных параметров сперматозоидов [Гинтер Е. К. и др., 2003].

Таким образом, генетические аномалии были выявлены у мужчин с

необъяснимыми олигозооспермией и азооспермией, к ним можно отнести

18

хромосомные нарушения, повреждения митохондриальной ДНК (мтДНК), моногенные заболевания, эндокринные расстройства генетического происхождения.

Негенетические причины мужского бесплодия включают гипогонадотропный гипогонадизм, структурные аномалии мужских половых путей (обструкция семенных протоков, агглютинация сперматозоидов), инфекции половых органов, импотенцию, заболевания мошонки, варикоцеле, хронические заболевания мочевыводящих путей, воздействие химических веществ и лекарств, влияние факторов окружающей среды. Все вышеперечисленные заболевания проявляются в разной степени у разных пациентов и не передаются по наследству. Гормональные нарушения мужчин часто выражаются в дисбалансе выработки фолликулостимулирующего и лютеинизирующего гормонов. Также недостаточная выработка тестостерона может привести к недоразвитости половых желез и выступить причиной бесплодия. У мужчин с повышенным содержанием лютеинизирующего гормона развивается заболевание гипогонадотропный гипогонадизм - синдром, сопровождающийся недостаточностью функций половых желез и нарушением синтеза половых гормонов. При гипогонадизме, как правило, наблюдаются недоразвитие наружных или внутренних половых органов, вторичных половых признаков, расстройство жирового и белкового обмена, в большинстве случаев нарушен сперматогенез [Davidiuk A.J. et al.,2016, Seftel A.D. et al.,2010].

Варикоцеле - наиболее распространенная причина ослабления или потери мужской репродуктивной функции. Данное состояние характеризуется расширением вен гроздевидного сплетения семенного канатика. Часто имеются и другие признаки поражения венозной системы — расширение вен нижних конечностей, геморрой. Варикоцеле обычно проявляется с левой стороны (очень редко проявляется как двустороннее или правостороннее), что объясняется впадением семенной вены слева под прямым углом в почечную вену. Варикоцеле препятствует правильному выходу сперматозоидов из семявыносящих путей, что приводит к невозможности самостоятельного зачатия [Лопаткин Н. А., 1982].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Киселева Юлия Юрьевна, 2018 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Алоян К. А., Матвеев А. В., Морев В. В., Корнеев И. А. Физиологические механизмы обеспечения подвижности сперматозоидов // Урологические ведомости. -2013. -№4. -С.14-19.

2. Баранов В.С. Цитогенетика эмбрионального развития человека // СПб.: Изд-во Н-Л. -2007. 640 с.

3. Баранов В. С., Кузнецова Т. В. Цитогенетика эмбрионального развития человека: научно-практические аспекты // СПб.: Научная литература -2007. -С. 252-310.

4. Брагина Е.Е., Сорокина Т.М., Арифулин Е.А., Курило Л.Ф. Генетически обусловленные формы патозооспермии. Обзор литературы и результаты исследований // Андрология и генитальная хирургия. -2015. -№3.- С. 2939.

5. Быков В.Л. Сперматогенез у мужчин в конце XX века (обзор литературы) // Проблемы репродукции.-2000.-№ 1. -С. 6-13.

6. Воробьева О.А., Воскресенская А.В., Одинцов А.А., Филатов М.В. Мужское бесплодие и нарушение структурной организации хроматина сперматозоидов // Проблемы репродукции. -2005. -Т.6. -С. 56-62.

7. Габараева В.В., Калугина А.С. Возможности использования селективного переноса одного эмбриона в программах донорства ооцитов // Ж. акуш. и жен. болезн. -2015. -№1.- С. 15-22.

8. Гоголевский П.А., Гоголевская И.К. Y-хромосома и мужское бесплодие (обзор литературы) // Пробл. репродукции -1999.-№ 5, -Т.5.- C.26-34.

9. Гоголевский П.А., А.С. Калугина, Д.А. Бондарев и др. AZF-микроделеции и мужское бесплодие // Андрология и генитальная хирургия. -2001.-№№4. -C.73-77.

10. Гинтер Е. К. Медицинская генетика // М.: Медицина.-2003. -448 с.

11. Глинкина Ж.И., Махмудова Г.М., Кибанов М.В. Преимплантационная

генетическая диагностика методом сравнительной геномной

90

гибридизации — новый подход к профилактике рождения детей с врожденной и наследственной патологией в рамках программы ВРТ // Проблемы Репродукции.-2014. -№4. -С.68-72

12. Екимова Е. В., Екимов А. Н., Алексеева М. Л. Роль молекулярных методов диагностики анеуплоидий в предимплантационном скрининге эмбрионов обзор литературы // Проблемы репродукции.-2012. -№6. -С.56-59.

13. Егорова Л.А., Ежов М.В., Шиганова Г.М. Возможная роль мутаций митохондриального генома при ишемической болезни сердца // Клиницист.-2013. -№2.-С.4-11.

14. Здановский В.М., Гоголевский П.А., Гоголевская И.К. Тестирование микроделеций на Y - микроделеций у пациентов с различными нарушениями сперматогенеза // Проблемы репродукции.-2000. - Т.6. -№6.- С.56-59.

15. Залетова В.В., Захарова E.E. Проведение биопсии эмбрионов человека на стадии компактной морулы повышает диагностическую надежность преимплантационного генетического скрининга (ПГС) и обеспечивает высокую частоту наступления беременности (по данным 215 циклов ЭКО-ИКСИ c ПГС) // Проблемы Репродукции. -2013. -№4. -С.75-81.

16. Кравчук Я.Н., Калугина А.С. Перинатальные исходы в программах ВРТ с использованием методов криоконсервации // Ж. акуш. и жен. болезн.-2013. -№1.- С.48-55.

17. Кулаков В.И., Леонов Б.В., Кузьмичев Л.Н. Лечение женского и мужского бесплодия // МИА., М., -2005. -784 с.

18. Логинова Ю.А., Нагорная И.И., Шлыкова С.А. Цитогенетическое исследование и микроделеционный анализ локусов AZF // Проблемы репродукции. -2000. -№5.-С.367-379.

19. Лопаткин Н. А. Урология. // М., -1982. 438 с.

20. Мельниченко Г. А., Калинченко С. Ю., Гусакова Д.А. Синдром Клайнфельтера // Практическая Медицина.-2007. - С.486.

21. Михайленко Е.Т., Закревский А.А., Богдашкин Н.Г., Гутман Л.Б. Беременность и роды при хронических заболеваниях гепатобилиарной системы // Киев, Здоровья. -1990. -183 с.

22. Никитин А.И. Факторы среды и репродуктивная система человека // Морфология. -1998. -№6.- С.7-16.

23. Российская Ассоциация Репродукции Человека. Регистр ВРТ. Отчёт за 2011 г.

24. Руднева С.А., Брагина Е.Е., Арифулин Е.А., Сорокина Т.М. и др. Фрагментация ДНК в сперматозоидах и ее взаимосвязь с нарушением сперматогенеза // Андрология и генитальная хирургия. -2014. -№4. -С.26-33.

25. Руководство ВОЗ по лабораторному исследованию эякулята человека и взаимодействия сперматозоидов с цервикальной слизью = WHO laboratory manual for examination of human semen and sperm-cervical mucus interaction // пер. с англ. Р.А. Нерсеяна под научн. ред. рус.перевода Л.Ф. Курило. — 4-е издание. — М.: Изд-во "МедПресс", -2001. -144 с.

26. Сухих Г.Т., Божедомов В.А. Мужское бесплодие // М.: Эксмо, -2008. -С. 239.

27. Сухоруков В.С. Очерки митохондриальной патологии // М: Медпрактика. -2011. -С.288.

28. Сухоруков В.С. Митохондриальная патология и проблемы патогенеза психических нарушений // Журнал неврологии и психиатрии. -2008. -№6. -С.83-90.

29. Троицкой И.А, Авдеева А.А. Рождаемость и планирование семьи в России. История и перспективы // Сборник статей «Демографические исследования». М.: МГУ. -2011. №18. -С. 177.

30. Хаят С.Ш., Брагина Е.Е., Курило Л.Ф. Ультраструктурное исследование сперматозоидов у пациентов с астенозооспермией // Андрология и генитальная хирургия. -2012. №4. -С.54-61.

31. Черных В.Б., Курило Л.Ф., Поляков В.А. Y-хромосома, AZF-делеции и идиопатическое бесплодие у мужчин (обзор литературы) // Проблемы репродукции.-2001. - Т.7,№5.- С.47-58.

32. Черных В.Б., Курило Л.Ф., Шилейко Л.В. и др. Анализ микроделеций в локусе AZF у мужчин с бесплодием: совместный опыт исследований // Мед. Генетика. -2003, №8. - С.367-379.

33. Шевченко В. А. Генетика человека. // М.: ВЛАДОС. -2002. -320 с.

34. Яковцова А.Ф., Марковский В.Д., Васюта В.С., Сорокина И.В. Перинатальная патология и группы риска в постнатальном онтогенезе // Арх. Пат. -1990, №7. -С.30-35.

35. Adler A., Lee H.L., McCulloh D.H., Ampeloquio E., Clarke-Williams M., Wertz B.H., Grifo J. Blastocyst culture selects for euploid embryos: comparison of blastomere and trophectoderm biopsies // Reprod Biomed Online. -2014. -V. 28. - P.485-491.

36. Aran B., Veiga A., Vidal F., Parriego M. Preimplantation genetic diagnosis in patients with male meiotic abnormalities // Reprod Biomed Online. -2004. -V.8, №4. -P.470-6.

37. Avendano C., Franchi A., Taylor S., Morshedi M., Bocca S., Oehninger S. Fragmentation of DNA in morphologically normal human spermatozoa // Fertil Steril -2009. -V.91. -P.1077-1084.

38. Bar G., Lunenfeld E., Levitas E. Klinefelter syndrome: genetic aspects, characteristics and reproduction-present and future // Harefuah.; -2014. -V.153, №6. -P.342-366.

39. Belloc S., Hazout A., Zini A., Merviel P., Cabry R., Chahine H., Copin H., Benkhalifa M. How to overcome male infertility after 40: Influence of paternal age on fertility // Maturitas -2014. -V.78. -P.22-29.

40. Belloc S., Benkhalifa M., Cohen-Bacrie M., Dalleac A., Chahine H., Amar E. Which isolated sperm abnormality is most related to sperm DNA damage in men presenting for infertility evaluation // J Assist Reprod Genet. -2014. -V.31. - P.527-532.

41. Benkhalifa M., Montjean D., Belloc S., Dalleac A., Ducasse M., Boyer P., Merviel P., Copin H. Emerging molecular methods for male infertility investigation // Expert Rev Mol Diagn -2014. -V. 14. -P.37-45.

42. Bondy C.A. Turner Syndrome Study Group. Care of girls and women with Turner syndrome: a guideline of the Turner Syndrome Study Group // J Clin Endocrinol Metab. -2007. -V.92. -P.10-25.

43. Brezina P. R., Brezina D.S., Kearns W.G. Preimplantation genetic testing. // BMJ. -2012. -P.345.

44. Bricker L. Types of pregnancy loss in recurrent miscarriage: implications for research and clinical practice // Hum. Reprod., -2002. -V. 17, № 5. -P. 13451350.

45. Bu Z., Chen Z.J., Huang G., Zhang H. Live birth sex ratio after in vitro fertilization and embryo transfer in China-an analysis of 121,247 babies from 18 centers // PLoS One. -2014. -V.9, №11. - P.234-246.

46. Qankaya T., Ozkinay C., Gunduz C. et al. Comparison of Aneuploidy Frequency to Sperm FISH and Sperm Apoptosis Results in Embryos That Lost the Vitality // Turk Klinik J Med Sci. -2011. -V. 31. -P. 896-903.

47. Capalbo A., Wright G., Elliott T., Ubaldi F.M., Rienzi L., Nagy Z.P. FISH reanalysis of inner cell mass and trophectoderm samples of previously array-CGH screened blastocysts shows high accuracy of diagnosis and no major diagnostic impact of mosaicism at the blastocyst stage // Hum Reprod. -2013. -V.28. -P.2298-2307.

48. Calogero A.E., Garofalo M.R., D. Agata R. Factors imfluencing the variable incidence of Y- chromosome microdeletions in infertile patients // Hum Reprod. -1999. - V.14, №2. - P. 275.

49. Chambers G.M., Lee E., Hansen M., Sullivan E.A., Bower C., Chapman M. Hospital costs of multiple-birth and singleton-birth children during the first 5 years of life and the role of assisted reproductive technology // JAMA pediatrics. -2014. -V.168. -P.1045-1053.

50. Chow J.F., Yeung W.S., Lau E.Y., Lee V.C., Ng E.H., Ho P.C. Array comparative genomic hybridization analyses of all blastomeres of a cohort of embryos from young IVF patients revealed significant contribution of mitotic errors to embryo mosaicism at the cleavage stage // Reprod Biol Endocrinol. -2014. -V.12. -P.105.

51. Christopikou D., Handyside A.H. Questions about the accuracy of polar body analysis for preimplantation genetic screening // Hum Reprod -2013. -V.28. -P.1732-1733.

52. Christian B.E., Spremulli L.L. Mechanism of Protein Biosynthesis in Mammalian Mitochondria // Biochim Biophys Acta. -2012. -V.9. - P.1035-1054.

53. Coetzee K., Kruger T., Lombard C. Predictive value of normal sperm morphology: a structured literature review // Hum Reprod Update. -1998. -V.1. -P.73-82.

54. Kruger T.F., Menkveld R., Stanger F.S.H. et al. Sperm morphologic features as a prognostic factor in in vitro fertilization // Fertil Steril. -1986. -V.46. -P.1118-1123.

55. Cohen-Bacrie P., Belloc S., Menezo YJ., Clement P., Hamidi J., Benkhalifa M. Correlation between DNA damage and sperm parameters: a prospective study of 1,633 patients // Fertil Steril. -2009. -P.1801-1805.

56. Damyanova V., Dimova I., Savov A., Nesheva D., Hadjidekova S., Rukova B, Jivkova R., Nikolova V., Vatev I., Toncheva D.. Comprehensive genomic study in patients with idiopathic azoospermia and oligoasthenoteratozoospermia // Biotechnology & Biotechnological Equipment. -2013. -V.27, № 1. - P. 3529-3533.

57. Davidiuk A.J, Broderick G.A. Adult-onset hypogonadism: evaluation and role of testosterone replacement therapy // Transl Androl Urol. -2016. -V.5, №6. -P. 824-833.

58. Daya S. Methodological issues in infertility research // Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol -2006. -V.20. - P.779-797.

59. De Iuliis G.N., Thomson L.K., Mitchell L.A., Finnie J.M., Koppers A.J., Hedges A., Nixon B., Aitken R.J. DNA damage in human spermatozoa is highly correlated with the efficiency of chromatin remodeling and the formation of 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine, a marker of oxidative stress // Biol Repro. -2009. -V.81. -P.517-524.

60. de Angelis C., Galdiero M., Pivonello C., Garifalos F., Menafra D., Cariati F., Salzano C., Galdiero G., Piscopo M., Vece A., Colao A., Pivonello R. The role of vitamin D in male fertility: A focus on the testis // Rev Endocr Metab Disord. - 2017. -V.18,№3. - P.285-305. doi: 10.1007/s11154-017-9425-0.

61. Debrock S., Melotte C., Spiessens C., Peeraer K., Vanneste E., Meeuwis L., Meuleman C., Frijns J.P., Vermeesch J.R., D'Hooghe T.M. Preimplantation genetic screening for aneuploidy of embryos after in vitro fertilization in women aged at least 35 years: a prospective randomized trial // Fertil Steril -2010. -V.93. -P.364-373.

62. Deemeh M.R., Tavalee M., Razavi Sh., Nasr Esfahani M.H. Evaluation of protamine deficiency and DNA fragmentation in two globozoospermia patients undergoing ICSI // Int J Fertil Steril. -2007. -V.1, №2. - P.85-88.

63. Drobnis E.Z, Johnson M.H. Are we ready to incorporate sperm DNA-fragmentation testing into our male infertility work-up? A plea for more robust studies // Reproductive BioMedicine Online. -2015. - V.30. P.111-2.

64. du Manoir S., Speicher M.R., Joos S., Schröck E., Popp S., Döhner H., Kovacs G., Robert-Nicoud M., Lichter P., Cremer T. Detection of complete and partial chromosome gains and losses by comparative genomic in situ hybridization // Hum Genet. -1993. -V. 90. - P.590-610.

65. Enciso M., Alfarawati S., Wells D. Increased numbers of DNA-damaged spermatozoa in samples presenting an elevated rate of numerical chromosome abnormalities // Hum Reprod. -2013. V.10. - P.1707-15. doi: 10.1093/humrep/det077

66. Erenpreiss J., Elzanaty S., Giwercman A. Sperm DNA damage in men from infertile couples // Asian J Androl. - 2008. V.10. - P.786-90.

67. Evgeni E., Charalabopoulos K., Asimakopoulos B. Human sperm DNA fragmentation and its correlation with conventional semen parameters // J Reprod Infertil. -2014. -V.151. - P.2-14.

68. Fishel S.C., Craig A., Lynch C., Dowell K., Ndukwe G., Jenneer L., Cater E., Brown A., Thornton S., Campbell A. Assessment of 19,803 paired chromosomes and clinical outcome from first 150 cycles using array CGH of the first polar body for embryo selection and transfer // J Fertiliz In vitro. -

2011. - V.1. - P.1- 8

69. Forman E., Tao X., Ferry K., Taylor D., Treff N., Scott R. Single embryo transfer with comprehensive chromosome screening results in improved ongoing pregnancy rates and decreased miscarriage rates // Hum Reprod. -

2012. - V.27. - P.1217 -1222.

70. Forman E.J., Hong K.H., Ferry K.M., Tao X., Taylor D., Levy B., Treff N.R., Scott R.T Jr. In vitro fertilization with single euploid blastocyst transfer: a randomized controlled trial // Fertil Steril. -2013. - V.100. - P. 100 - 107.

71. Forman E.J., Hong K.H, Franasiak J.M, Scott R.T Jr. Obstetrical and neonatal outcomes from the BEST trial: Single Embryo transfer with aneuploidy screening improves outcomes after in vitro fertilization without compromising delivery rates // Am J Obstet Gynecol. -2014. - V. 210, №157. - P.151-157.

72. Forman E.J., Upham K.M., Cheng M., Zhao T., Hong K.H., Treff N.R., Scott R.T Jr. Comprehensive chromosome screening alters traditional morphologybased embryo selection: a prospective study of 100 consecutive cycles of planned fresh euploid blastocyst transfer // Fertil Steril. -2013 a.- V. 100. -P. 718 - 724

73. Foresta C., Moro E., Ferlin A. Y chromosome microdeletions and alterations of spermatogenesis // Endocr. Rev. -2001. - V. 22, №2. - P. 226-239.

74. Fraczek M., Hryhorowicz M., Gaczarzewicz D., Szumala-Kakol A., Kolanowski T.J., Beutin L., Kurpisz M. Can apoptosis and necrosis coexist in ejaculated human spermatozoa during in vitro semen bacterial infection? //

Journal of Assisted Reproduction and Genetics. -2015. - V. 32, № 5. -P. 771779. doi: 10.1007/s10815-015-0462-x.-2015

75. Fragouli E., Alfarawati S., Daphnis D.D., Goodall N-n., Mania A., Griffiths T., Gordon A., Wells D. Cytogenetic analysis of human blastocysts with the use of FISH, CGH and aCGH: scientific data and technical evaluation // Hum Reprod. -2011. - V.26. - P.480- 490.

76. Fragouli E., Alfarawati S., Spath K., Wells D. Morphological and cytogenetic assessment of cleavage and blastocyst stage embryos // Mol Hum Reprod. -2014. - V.20, №2. - P.117-26. doi: 10.1093/molehr/gat073

77. Gandini L., Lombardo F., Paoli D., Caruso F., Eleuteri P. Full-term pregnancies achieved with ICSI despite high levels of sperm chromatin damage // Hum Reprod. -2004. -V. 1. - P.1409-1417.

78. Gardner D.K., Balaban B. Choosing between day 3 and day 5 embryo transfers. Review // Clin Obstet Gynecol. -2006. - V.49, №1.- P.85-92.

79. Gawlik A., Malecka-Tendera E. Transition in endocrinology; treatment of Turner's syndrome during transition // Eur J Endocrinol. -2013. V. 170. - P. 57-74. doi:10.1530/EJE-13-0900

80. Geraedts J., Montag M., Magli M.C., Repping S., Handyside A., Staessen C., Harper J., Schmutzler A., Collins .J, Goossens V. Polar body array CGH for prediction of the status of the corresponding oocyte. Part I: clinical results // Hum Reprod. -2011. -V.26. - P. 3173-3180.

81. Gersen S. L. The principles of clinical Cytogenetics // New York: Springer. -2013. - P. 275-292

82. Gianaroli L., Magli C., Ferraretti A.P., Munne S. Preimplantation diagnosis for aneuploidies in patients undergoing in vitro fertilization with poor prognosis: identification of the categories for which it should be proposed // Fertil Steril. -1999. -V.72. -P. 837-844.

83. Gianaroli L., Magli M., Ferraretti A. The beneficial effects of PGD for aneuploidy support extensive clinical application // Reprod Biomed Online. -2005. -V. 10. -P. 633-640.

84. Gianaroli L., Magli M.C., Cavallini G., Crippa A., Capoti A., Resta S., Robles F., Ferraretti A.P. Predicting aneuploidy in human oocytes: key factors which affect the meiotic process // Hum Reprod. -2010. -V. 25. - P. 2374-2386.

85. Gianaroli L., Magli M.C., Ferraretti A.P., Tabanelli C., Trengia V., Farfalli V., Cavallini G. The beneficial effects of PGD for aneuploidy support extensive clinical application // Reprod Biomed Online. -2005. - V. 10. - P.633- 640.

86. Gianaroli L., Magli M.C., Ferraretti A.P. The in vivo and in vitro efficiency and efficacy of PGD for aneuploidy // Mol Cell Endocrinol. - 2001. - V. 183. - P.13-18.

87. Gleicher N., Kushnir V.A, Barad D.H. Preimplantation genetic screening (PGS) still in search of a clinical application: a systematic review // Reprod Biol Endocrinol. -2014. - V. 12. - P.22.

88. Gorlin R., Cohen M., Hennekam R. Orofacial clefting syndromes. In: Bobrow M, Harper P, Scriver C. Syndromes of the head and neck // New York: Oxford University Press. -2001. - P. 850-860.

89. Gunes S., Al-Sadaan M., Agarwal A. Spermatogenesis, DNA damage and DNA repair mechanisms in male infertility // Reprod Biomed Online. -2015. -T.3. -C.309-19. doi: 10.1016/j.rbmo.-2015.06.010.

90. Handyside A.H., Kontogianni E.H., Hardy K., Winston R. Pregnancies from biopsied human preimplantation embryos sexed by Y-specific DNA amplification // Nature. -1990. -V. 344. -P.768-770.

91. Harper J. C., SenGupta S. B. Preimplantation genetic diagnosis: state of the art 2011 // Human genetics. — 2012. — V. 131, № 2. — P. 175-186.

92. Harton G. L., Magli M., Lundin K., Montag M, Lemmen J, Harper J. ESHRE PGD Consortium/Embryology Special Interest Group—best practice guidelines for polar body and embryo biopsy for preimplantation genetic diagnosis/screening (PGD/PGS) // Hum Reprod -2011. -V. 26. - P. 41-46.

93. Harton G.L., Munne' S., Surrey M., Grifo J., Kaplan B., McCulloh D.H., Griffin D.K., Wells D. Diminished effect of maternal age on implantation after

preimplantation genetic diagnosis with array comparative genomic hybridization // Fertil Steril. -2013. - V. 100. - P. 1695-1703.

94. Hodes-Wertz B., Grifo J., Ghadir S., Kaplan B., Laskin C.A., Glassner M., Munne' S. Idiopathic recurrent miscarriage is caused mostly by aneuploid embryo // Fertil Steril. -2012. - V.98. - P.675 - 680.

95. Hosseinzadeh Colagar A., Karimi F. Large scale deletions of the mitochondrial DNA in astheno, asthenoterato and oligoasthenoterato-spermic men // Mitochondrial DNA. - 2014. - V. 254. - P. 321-8. doi: 10.3109/19401736.2013.796512.

96. Jaroudi S., Kakourou G., Cawood S., Doshi A., Ranieri D.M., Serhal P., Harper J.C., SenGupta S.B. Expression profiling of DNA repair genes in human oocytes and blastocysts using microarrays // Hum Reprod. -2009. -V. 24, №10. - P. 2649-55. doi: 10.1093/humrep/dep224.

97. Jungwirth A., Diemer T., Dohle G.R., Giwercman A., Kopa Z., Tournaye H., Krausz C. Guidelines on male infertility. Arnhem The Netherlands // European Association of Urology EAU. -2013.

98. Kaarouch I., Bouamoud N., Louanjli N., Madkour A., Copin H., Benkhalifa M. Impact of sperm genome decay on Day-3 embryo chromosomal abnormalities from advanced-maternal-age patients // Mol Reprod Dev. -2015. -V. 82, №10. - P. 809-19. doi: 10.1002/mrd.22526.

99. Kahraman S., Bahce M., S,amh H., I'mirzalioglu N., Yakisn K., Cengiz G., Do'nmez E. Healthy births and ongoing pregnancies obtained by preimplantation genetic diagnosis in patients with advanced maternal age and recurrent implantation failure // Hum Reprod. -2000. - V.15. - P.2003-2007.

100. Keltz M.D., Vega M., Sirota I., Lederman M., Moshier E.L., Gonzales E., Stein D. Preimplantation Genetic Screening (PGS) with Comparative Genomic Hybridization (CGH) following day 3 single cell blastomere biopsy markedly improves IVF outcomes while lowering multiple pregnancies and miscarriages // J Assist Reprod Genet. -2013. - V. 30. - P.1333 - 1339

101. Kirkpatrick G., Ferguson K., Gao H., Tang S. A comparison of sperm aneuploidy rates between infertile men with normal and abnormal karyotypes // Hum Reprod. -2008. -V.23, №7. - P.1679-83. doi: 10.1093

102. Klinefelter H.F. Klinefelter syndrome: historical background and development // Southern Medical Journal. -1986. - V. 79, №45. -P.1089-1093.

103. Krausz C., Forti G. Clinical aspects of male infertility // Results Probl Cell Differ. -2000. -V. 28. -P.1-21.

104. Krausz C., McElreavey K. Y chromosome and male infertility // Frontiers in Biosunce. -1999. - V.2 - P. 943-949.

105. Kruger T.F., Menkveld R., Stanger F.S.H. Sperm morphologic features as a prognostic factor in in vitro fertilization // Fertil Steril. -1986. - V.46. -P.1118-1123.

106. Kretser D.M. Are sperm counts really falling? // Reprod Fertil -1998. - V. 10. - P.93—95.

107. Kuliev A., Cieslak J., Verlinsky Y. Frequency and distribution of chromosome abnormalities in human oocytes // Cytog Gen Res. -2005. - V. 111. -P.193-198.

108. Lemos E.V., Zhang D., Van Voorhis B.J. Healthcare expenses associated with multiple vs singleton pregnancies in the United States // Am J Obstet Gynecol. -2013. - V. 209, №586. - P.581-586.

109. Linden M., Bender B., Robinson A. Sex chromosome tetrasomy and pentasomy // Pediatrics -1995. -V.96. - P. 672-682.

110. Liu D.Y., Baker H.W.G. Morphology of spermatozoa bound to the zona pellucida of human oocytes that failed to fertilize in vitro // J Reprod Fertil -1992. - V.94. - P. 71—84.

111. Liu Y., Baker H.W.G. Sperm nuclear chromatin normality: relationship with sperm morphology, sperm - zona pellucida binding, and fertilization rates in vitro //Fert Steril. -1992a. - V.58. - P. 1178-1184.

112. Magli C., Gianaroli L., Ferraretti A.P., Gordts S., Fredericks V., Crippa A. Paternal contribution to aneuploidy in preimplantation embryos // Reprod Biomed Online. -2009. -V.18. - P. 536-542.

113. Mahmoud A., Comhaire F. Antisperm antibodies: use of the mixed agglutination reaction MAR test using latex beads // Hum Reprod. -2000. -V.152. - P. 231-3.

114. Mamas T., Gordon A., Brown A., Harper J., SenGupta S. Detection of aneuploidy by array comparative genomic hybridization using cell lines to mimic a mosaic trophectoderm biopsy // Fertil Steril. -2012. - V. 97. -P. 943947.

115. Marquez C., Sandalinas M., Bahce M., Alikani M., Munne S. Chromosome abnormalities in 1255 cleavage-stage human embryos // Reprod Biomed. -2000. - V. 1. - P. 17-26.

116. Martin R.H., Greene C., Rademaker A.W., Ko E., Chernos J. Analysis of aneuploidy in spermatozoa from testicular biopsies from men with nonobstructive azoospermia// J Androl. -2003. - V. 24. - P. 100-103.

117. Mastenbroek S., Twisk M., van Echten-Arends J., Sikkema-Raddatz B., Korevaar J.C., Verhoeve H.R., Vogel N.E., Arts E.G., De Vries J.W., Bossuyt P.M. In vitro fertilization with preimplantation genetic screening// N Engl J Med. -2007. - V. 357. - P.9-17.

118. Mastenbroek S., van der Veen F., Aflatoonian A., Shapiro B., Bossuyt P., Repping S. Embryo selection in IVF // Hum Reprod. -2011. - V. 26. - P. 964966.

119. McKinlay Gardner R. J. Chromosome abnormalities and genetic counseling// New York: Oxford University Press, Inc., -2012. - P. 27-66.

120. McLachlan R.I., Mallidis C., Ma K., Bhasin S., de Kretser D.M. Genetic disorders and spermatogenesis // Reprod Fertil Dev -1998. -V. 10. -P.97-104.

121. Mir P., Rodrigo L., Mercader A., Buendia P., Mateu E., Milan-Sanchez M.,

Peinado V., Pellicer A., Remohi J., Simon C. False positive rate of an

arrayCGH platform for single-cell preimplantation genetic screening and

102

subsequent clinical application on day-3 // J Assist Reprod Genet. -2013. - V. 30. - P.143-149.

122. Munne S., Chen S., Colls P., Garrisi J., Zheng X., Cekleniak N., Lenzi M., Hughes P., Fischer J., Garrisi M., Tomkin G., Cohen J. Maternal age, morphology, development and chromosome abnormalities in over 6000 cleavage-stage embryos // Reprod Biomed Online. -2007. - V. 14. - P.628-634.

123. Munne S., Chen S., Fischer J., Colls P., Zheng X., Stevens J., Escudero T., Oter M., Schoolcraft B., Simpson J.L., Cohen J. Preimplantation genetic diagnosis reduces pregnancy loss in women 35 and older with a history of recurrent miscarriages // Fertil Steril. -2005. - V. 84. - P. 331-335.

124. Nagaoka S.I., Hassold T.J., Hunt P.A. Human aneuploidy: mechanisms and new insights into an age-old problem. -2012. Nat Rev Genet 13.-P. 493-504.

125. Nieschlag E., Werler S., Wistuba J., Zitzmann M. New approaches to the Klinefelter syndrome// Ann Endocrinol. - 2014. - V.75, №2. P.88-97. doi: 10.1016/j.ando

126. N0rgaard L.N., Ekelund C., Fagerberg C., Kj^rgaard S., Lundstrem M., Skibsted L., Sperling L., Sundberg K., Tabor A., Vogel I., Petersen O.B. Array-comparative genomic hybridization is a new and promising method for prenatal chromosomal diagnosis // Ugeskr Laeger. - 2014. -V.176, №30. -P.1379-82.

127. Northrop L., Treff N., Levy B., Scott R. SNP microarray-based24 chromosome aneuploidy screening demonstrates that cleavage-stage FISH poorly predicts aneuploidy in embryos that develop to morphologically normal blastocyst // Mol Hum Reprod. -2010. -V.16. -P.590-600.

128. Peterson C.M. Human reproduction: clinical, pathologic and pharmacologic correlations. In: Human Reproduction // Seminars online. Accessed January 4, -2006.

129. Polinder S., Heijnen E., Macklon N., Habbema J., Fauser B., Eijkemans M.

Cost-effectiveness of a mild compared with a standard strategy for IVF: a

103

randomized comparison using cumulative term live birth as the primary endpoint // Hum Reprod. - 2008. -V. 23. -P.316-323.

130. Poongothai J., Gopenath T.S., Manonayaki S. Genetics of human male infertility// Singapore Med J. -2009. - V. 50, №4. - P.336-47.

131. Hupe - Emmanuel Barillot P., Calzone L., Hupe P., Vert J., Zinovyev A., Computational Systems Biology of Cancer Chapman & Hall/CRC Mathematical & Computational Biology. -2012. -461 p.

132. Rafighdoost H., Farsi M.M., Javadi M. Relationship between Sperm Parameters and DNA Fragmentation using a Halosperm Kit// Anat Sci J. -2013. - V. 10. - P. 79-86.

133. Rawe V.Y., Boudri H.U., Sedo C.A., Carro M., Papier S., Nodar F. Healthy baby born after reduction of sperm DNA fragmentation using cell sorting before ICSI // Reprod Biomed Online. -2010. -V. 20. -P.320-323.

134. Robinson L., Gallos I.D., Conner S.J., Rajkhowa M., Miller D., Lewis S., Kirkman-Brown J., Coomarasamy A. The effect of sperm DNA fragmentation on miscarriage rates: a systematic review and meta-analysis // Hum Reprod. -

2012. - V. 27, №10. - P. 2908-17. doi: 10.1093/humrep/des261.

135. Rodrigo L., Peinado V., Mateu E. Impact of different patterns of sperm chromosomal abnormalities on the chromosomal constitution of preimplantation embryos // Fertil Steril. -2010. -V. 94. -P.1380-1386.

136. Rubio C., Bellver J., Rodrigo L., Bosch E., Mercader A., Vidal C., De los santos M.J., Giles J., Labarta E., domingo J. Preimplantation genetic screening using fluorescence in situ hybridization in patients with repetitive implantation failure and advanced maternal age: two randomized trials // Fertil Steril. -

2013. -V.99 - P.1400-1407.

137. Rueness J., Vatten L., Eskild A. The human sex ratio: effects of maternal age//Hum Reprod. - 2012. - V.27, №1. - P.283-7. doi: 10.1093/humrep/der347.

138. Sakkas D., Alvarez J.G. Sperm DNA fragmentation: mechanisms of origin, impact on reproductive outcome, and analysis // Fertil Steril. -2010. -V.93. -P.1027-1036.

139. Sakkas D., Urner E., Bianchi P.G., Bizzaro D. Sperm chromatin anomalies can influence decondensation after intracytoplasmic sperm injection // Hum Reprod. - 1996. - V.4. - P. 837-843.

140. Sandro C. Esteves and Varghese Alex C. Laboratory handling of epididymal and testicular spermatozoa: What can be done to improve sperm injections outcome // J Hum Reprod Sci. -2012. - V.53. -P.233-243.

141. Schoolcraft W.B., Fragouli E., Stevens J., Munne S., Katz-Jaffe MG., Wells D. Clinical application of comprehensive chromosomal screening at the blastocyst stage // Fertil Steril. -2010. - V.94. -P.1700-1706.

142. Schoolcraft W.B., Treff N.R., Stevens J.M., Ferry K., Katz-Jaffe M., Scott R.T. Jr. Live birth outcome with trophectoderm biopsy, blastocyst vitrification, and single-nucleotide polymorphism microarray-based comprehensive chromosome screening in infertile patients // Fertil Steril. -

2011. -V. 96. -P. 638 - 640

143. Schoolcraft W.B., Gardner D.K., Lane M., Schlenker T., Hamilton F., Meldrum D.R. Blastocyst culture and transfer: analysis of results and parameters affecting outcome in two in vitro fertilization programs // Fertil Steril. -1999. -V.72, №4. - P.604-9

144. Scott R.T. Jr., Ferry K., Su J., Tao X., Scott K., Treff NR. Comprehensive chromosome screening is highly predictive of the reproductive potential of human embryos: a prospective, blinded, nonselection study // Fertil Steril. -

2012. -V.97. - P.870-875.

145. Scott R.T. Jr., Upham K.M., Forman E.J., Hong K.H., Scott K.L., Taylor D., Tao X., Treff N.R. Blastocyst biopsy with comprehensive chromosome screening and fresh embryo transfer significantly increases in vitro fertilization implantation and delivery rates: a randomized controlled trial // Fertil Steril. -

2013. - V.100. - P.697-703.

146. Scott R.T. Jr., Upham K.M., Forman E.J., Zhao T., Treff N.R. Cleavage-stage biopsy significantly impairs human embryonic implantation potential while blastocyst biopsy does not: a randomized and paired clinical trial // Fertil Steril. -2013. - V.100, №3. - P.624-30. doi: 10.1016/j.fertnstert.-2013.04.039.

147. Scriven P.N., Ogilvie C.M., Khalaf Y. Embryo selection in IVF: is polar body array comparative genomic hybridization accurate enough? // Hum Reprod. -2012. -V. 27, №4. -P.951-3. doi: 10.1093/humrep/des017.

148. Seftel A.D., Kathrins M., Niederberger C. Critical Update of the -2010 Endocrine Society Clinical Practice Guidelines for Male Hypogonadism: A Systematic Analysis // Mayo Clin Proc. - 2015. - V.90, №8. - P.1104-15. doi: 10.1016/j.mayocp.2015.06.002.

149. Setti A.S., Braga D.P., Figueira R.C., Iaconelli A. Jr, Borges E. Eur J. Intracytoplasmic morphologically selected sperm injection results in improved clinical outcomes in couples with previous ICSI failures or male factor infertility: a meta-analysis // Obstet Gynecol Reprod Biol. -2014. - V. 183. -P.96-103. doi: 10.1016/j.ejogrb.2014.10.008.

150. Sher G., Keskintepe L., Keskintepe M., Ginsburg M., Maassarani G., Yakut T., Baltaci V., Kotze D., Unsal E. Oocyte karyotyping by comparative genomic hybrydization provides a highly reliable method for selecting "competent" embryos, markedly improving in vitro fertilization outcome: a multiphase study// Fertil Steril. -2007. - V. 87. - P. 1033 - 1040.

151. Sher G., Keskintepe L., Keskintepe M., Maassarani G., Tortoriello D., Brody S. Genetic analysis of human embryos by metaphase comparative genomic hybridization (mCGH) improves efficiency of IVF by increasing embryo implantation rate and reducing multiple pregnancies and spontaneous miscarriages // Fertil Steril. -2009. - V. 92. - P. 1886-1894.

152. Showell M.G., Mackenzie-Proctor R., Brown J., Yazdani A., Stankiewicz M.T., Hart R.J. Antioxidants for male subfertility // Cochrane Database Syst Rev.-2014. -V.12. doi: 10.1002/14651858.CD007411.pub3

153. Sills E S., Li X., Frederick J.L., Khoury C.D., Potter D.A. Determining parental origin of embryo aneuploidy: analysis of genetic error observed in 305 embryos derived from anonymous donor oocyte IVF cycles // Mol Cytog -2014. - V.7. -P.68.

154. Simoni M., Bakker E., Eurling M. Laboratory guidelines for molecular diagnosis of Y- chromosomal microdeletion // Int. J. Androl. -1999. - V. 22.-P. 292-299.

155. Skaletsky H., Kuroda-Kawaguchi T., Minx P.J. The male-specific region of the human Y chromosome is a mosaic of discrete sequence classes // Nature. -2003. - V.423. - P.825-37.

156. Sybert V.P., McCauley E., McCauley N. "Turner's syndrome" // Engl. J. Med. - 2004. - V. 351, №12. - P.1227-38. doi:10.1056/NEJMra030360

157. Tang S.S., Gao H., Robinson W.P., Ho Yuen B., Ma S. An association between sex chromosomal aneuploidy in sperm and an abortus with 45, X of paternal origin: possible transmission of chromosomal abnormalities through ICSI // Hum Reprod. - 2004. - V.19. -P.147-151.

158. Templado C., Vidal F., Estop A. Aneuploidy in human spermatozoa // Cytog Gen Res. -2011. -V. 133. - P. 91-99.

159. Traversa M.V., Marshall J., McArthur S., Leigh D. The genetic screening of preimplantation embryos by comparative genomic hybridization // Reprod Biol. -2011. - V.3. - P.51-60.

160. Tiepolo L., Zuffardi O. Localisation of factors controlling spermatogenesis in the non-fluorescent portion of the human Y- chromosome long arm // Hum. Genet. -1976. V.34. - P.119-124.

161. Treff N.R., Scott R.T. Jr. Methods for comprehensive chromosome screening of oocytes and embryos: capabilities, limitations, and evidence of validity // J Assist Reprod Genet. -2012. - V. 2. - P.9381-390.

162. Van der Ven K., Montag M., Peschka B. Combined cytogenetic and Y-chromosome microdeletion screening in males undergoing intracytoplazmic sperm injection// Hum Reprod. -1997. -V.3. -P.699-704.

163. Verlinsky Y., Cieslak J., Ivakhnenko V., Evsikov S., Wolf G., White M., Lifchez A., Kaplan B., Moise J., Valle J., Ginsberg N., Strom C., Kuliev A. Prepregnancy genetic testing for age-related aneuploidies by polar body analysis // Genet Test. -1997. - V.1. - P.231-235.

164. Vialard F., Boitrelle F., Molina-Gomes D., Selva J. Predisposition to aneuploidy in the oocyte // Cytogenet Genome Res -2011. -V.133. - P.127 -135.

165. Voullaire L., Collins V., Callaghan T., McBain J., Williamson R., Wilton L. High incidence of complex chromosome abnormality in cleavage embryos from patients with repeated implantation failure // Fertil Steril. -2007. -V. 87. - P.1053-1058.

166. Vogt P.H., Edelmann A., Kirsch S. Human Y- chromosome azoospermia factor (AZF) mapped to different subregions in Yq11 // Hum. Mol. Genet. -1996. - V.5, №7. - P.933-943.

167. Wang D., King S. M., Quill T. A. A new sperm-specific Na+ /H+ exchanger required for sperm motility and fertility // Nat. Cell Biol. -2003. - V.5. - P. 1117-1122.

168. Wdowiak A., Bakalczuk S., Bakalczuk G. The effect of sperm DNA fragmentation on the dynamics of the embryonic development in intracytoplasmatic sperm injection // Reprod Biol. -2015. -V.15,№2. - P.94-100. doi: 10.1016/j.repbio.2015.03.003

169. Wei Y.H., Kao S.H. Mitochondrial DNA mutation and depletion are associated with decline of fertility and motility of human sperm // Zoolog Stud. -2000. - V. 39. - P.1-12.

170. World Health Organization. The influence of varicocele on parameters of fertility in a large group of men presenting to infertility clinics // Fertil Steril -1992. - V.57. -P.1289-93.

171. Wosnitzer M., Goldstein M., Hardy M.P. Review of Azoospermia // Spermatogenesis. -2014. - V.31, №4.- e28218. eCollection 2014.

172. Wright C., Milne S., Leeson H. Sperm DNA damage caused by oxidative stress: modifiable clinical, lifestyle and nutritional factors in male infertility // Biomed Online. - 2014. - V.286. - P. 684-703. doi: 10.1016/j.rbmo.-2014.02.004.

173. Yang Z., Liu J., Collins G.S., Salem S.A., Liu X., Lyle S.S., Peck A.C., Sills E.S., Salem R.D. Selection of single blastocysts for fresh transfer via standard morphology assessment alone and with array CGH for good prognosis IVF patients: results from a randomized pilot study // Mol Cytogenet. -2012. -V.5. - P.1-8.

174. Zech M., Baldauf S., Comploj G., Murtinger M., Spitzer, M., Hradecky, L., Ajavi, R., Schuff M., Zech H. Ovarian Stimulation in ART-Unwinding Pressing Issues // Minerva Ginecologica. -2015. - V. 67. -P.127-147.

175. Zini A. Are sperm chromatin and DNA defects relevant in the clinic? // Syst Biol Reprod Med. -2011. - V.57. - P.78-85.

176. Shi Q., Spriggs E., Field L.L., Ko E., Barclay L., Martin R.H. Single sperm typing demonstrates that reduced recombination is associated with the production of aneuploid 24, XY human sperm// Am J Med Genet. - 2001. -V.99. - P.34-38.

177. Ushijima C., Kumasako Y., Kihaile P.E., Hirotsuru K., Utsunomiya T. Analysis of chromosomal abnormalities in human spermatozoa using multicolour fluorescence in-situ hybridization// Hum Reprod. -2000. - V.15. -P.1107-1111

178. Pang M.G., Hoegerman S.F., Cuticchia A.J., Moon S.Y., Doncel G.F., Acosta A.A., Kearns W.G. Detection of aneuploidy for chromosomes, 4, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 17, 18, 21, X and Y by fluorescence in-situ hybridization in spermatozoa from nine patients with oligoasthenoteratozoospermia undergoing intracytoplasmic sperm injection // Hum Reprod. -1999. - V. 14. - P.1266-1273.

179. Zeyad A., Hamad M.F., Hammadeh M.E. The effects of bacterial infection on human sperm nuclear protamine P1/P2 ratio and DNA integrity // Andrologia. -2017. - Jul 23. doi: 10.1111/and.12841

180. Zhou Y.H, Ma H.X, Shi X.X, Liu Y. Ureaplasma spp. in male infertility and its relationship with semen quality and seminal plasma components // J Microbiol Immunol Infect. -2017. Jun 22. pii: S1684-1182(17)30071-3. doi: 10.1016/j.jmii.2016.09.004

181. Zhu Y., Wu Q.F., Xin C.L., Zhao Y., Lin G., Tan Y.Q., Cheng D.H., Lu G.X. Study of the sperm chromosomal aneuploidies of isolated teratozoospermic men // J Reprod Contracep. -2013. -V. 24. -P.1-9.