Роль эволюционно консервативных белков Sgf11 и ENY2 в различных этапах транскрипции генов D. melanogaster тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, доктор наук Копытова Дарья Владимировна

• Копытова Дарья Владимировна
• доктор наук
• 2021

Оглавление диссертации доктор наук Копытова Дарья Владимировна

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 РНК-полимеразы и транскрипция РНК-полимеразой III

1.1.1 Основной комплекс транскрипции РНК-полимеразы III

1.1.2 Известные транскрипционные факторы, участвующие в регуляции транскрипции мяРНК

1.1.3 Транскрипционные факторы, ассоциированные с генами мяРНК

1.2 Транскрипция РНК-полимеразой II

1.2.1 Коактиваторный комплекс SAGA

1.2.1.1 Структурный модуль TAF комплексов SAGA и TFIID

1.2.1.2 Гистон ацетилтрансферазный модуль (HAT) комплексов SAGA, ADA и ATAC

1.2.1.3 TRA1/TRRAP - общая субъединица для комплексов SAGA и NUA4/TIP60

24

1.2.1.4 Субъединицы SAGA комплекса - участники процесса сплайсинга

1.2.1.5 Варианты деубиквитинирующего модуля (DUB) гистонов SAGA комплекса

25

1.3 Краткий обзор формирования компетентной к экспорту мРНК

1.3.1 Транскрипционно-ассоциированное формирование мРНП частицы

1.3.2 Сплайсинг-связанное формирование мРНП

1.3.3 Компактизация мРНП во время процессинга

1.3.4 Механизм защиты от экспорта дефектных мРНК

1.4 Общий обзор формирования мРНП частицы

1.4.1 Формирование 5'CAP

1.4.2 Состав TREX комплекса

1.4.3 Функция TREX комплекса

1.4.4 Prp19

1.4.5 Клеточная функция Prp19

1.5 Экспорт РНК

1.5.1 Экспорт рРНК

1.5.2 Экспорт тРНК

1.5.3 Экспорт длинных некодирующих РНК (днРНК)

1.5.4 Экспорт микроРНК

1.5.5 Экспорт мРНК

1.5.5.1 Формирование комплекса NXF1 -зависимого экспорта мРНК

1.5.5.2 Формирование комплекса Crm 1 -зависимого экспорта мРНК

1.5.6 TREX-2

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Реактивы

2.2 Базы данных, программное обеспечение

2.3 Среды для выращивания бактерий и культуры клеток D. melanogaster

2.3.1 Жидкая среда для выращивания бактерий

2.3.2 Питательная твердая агаризованная среда для выращивания бактерий

2.3.3 Среда для культуры клеток D. melanogaster

2.4 Биохимические методы

2.4.1 Работа с бактериями

2.4.2 Работа с S2 клетками D. melanogaster

2.4.3 Работа с ДНК

2.4.4 Работа с белками

2.4.5 Работа с РНК

2.4.6 Иммуноокрашивание

2.4.7 FISH (Fluorescence In Situ Hybridization)

2.5 Генетические линии

2.6 Генетические скрещивания, фенотипический анализ мутантов

3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1 Роль Sgf11- и ENY2-содержащего комплекса SAGA в Pol III зависимой транскрипции

3.1.1 SAGA присутствует на генах малой ядерной РНК (мяРНК) и взаимодействует с комплексом PBP, основным регулятором транскрипции мяРНК

100

Получение антител к белкам комплекса SAGA

Колокализация Sgf11 и PBP комплексов на политенных хромосомах, выделенных из

слюнных желез D. melanogaster

Взаимодействие белков SAGA комплекса с комплексом транскрипции генов мяРНК, PBP

3.1.2 SAGA присутствует на промоторах Pol Ш-зависимых генов и взаимодействует с аппаратом транскрипции РНК-полимеразы III

Колокализация SAGA и комплекса базальной транскрипции РНК-полимеразы III на

хромосомах, выделенных из слюнных желез D. melanogaster

SAGA присутствует в промоторных областях генов, транскрибируемых РНК-

полимеразой III

Взаимодействие белков комплекса SAGA с комплексом базальной транскрипции РНК-полимеразы III

3.1.3 Комплекс SAGA участвует в транскрипции Pol Ш-зависимых генов

Мутации генов, кодирующих субъединицы SAGA, понижают уровень транскрипции

генов-мишеней РНК-полимеразы III

Мутации генов, кодирующих субъединицы SAGA, влияют на привлечение фактора

базальной транскрипции РНК-полимеразы III - Brf1

Мутации генов, кодирующих субъединицы SAGA, влияют на изменение статуса моноубиквитинилироания H2B

3.2 Роль транскрипционного фактора Sgf11 в Pol II-зависимой транскрипции

3.2.1 Белок Sgf11 присутствует в составе нескольких транскрипционных комплексов

3.2.2 Sgf11 ассоциирован с белком Cbp80, субъединицей CAP-связывающего комплекса

3.2.3 Cbp80 необходим для привлечения Sgf11 на промотор гена

Sgf11 привлекается в промоторную область гена теплового шока hsp70 после активации транскрипции

3.3 Участие транскрипционного фактора ENY2 в Pol II-зависимой транскрипции

3.3.1 Участие ENY2 и комплекса THO в элонгации транскрипции

3.3.1.1 ENY2 и комплекс THO D. melanogaster рекрутируется в кодирующую область hsp70 после активации транскрипции

3.3.1.2 ENY2 участвует в привлечении THO на ген hsp70

3.3.1.3 В процессе элонгации транскрипции ENY2 и комплекс THO взаимодействуют с новосинтезированной мРНК

3.3.1.4 Нокдаун ENY2, как и нокдаун субъединиц комплекса THO приводит к нарушению процессинга 3'-концов hsp70 мРНК

3.4 Роль Sgf11 и ENY2 и ассоциированных с ними белков в ядерном экспорте мРНК.

129

3.4.1 Характеристика ENY2-содержащего комплекса TREX-2

3.4.1.1 У D. melanogaster существует несколько изоформ XMAS, основного белка комплекса TREX-2

3.4.1.2 Выделение ENY2-содержащего комплекса TREX-2

3.4.1.3 Выявление субъединиц ORC и TREX-2, участвующих во взаимодействии комплексов

3.4.1.4 Анализ взаимодействия Orc3 с Xmas-2 и ENY2 субъединицами комплекса TREX-2

3.4.1.5 Взаимодействие TREX-2 и ORC на генетическом уровне

3.4.1.6 ORC и TREX-2 колокализуются с комплексом ядерной поры

3.4.1.7 TREX-2 опосредует взаимодействие ORC с комплексом мРНП

3.4.1.8 ORC участвует в организации взаимодействия рецептора ядерной поры NXF1 с мРНП

3.4.1.9 Нокдаун субъединиц ORC нарушает ядерный экспорт мРНК

3.4.2 Роль Sgf11 в ядерном экспорте мРНК

3.4.2.1 Sgf11 ассоциирован с мРНП частицей

3.5 Анализ взаимодействия ENY2- и SGF11 -содержащих комплексов с мРНК

4. ОБСУЖДЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль эволюционно консервативных белков Sgf11 и ENY2 в различных этапах транскрипции генов D. melanogaster»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы и степень разработанности Биогенез мРНК лежит в основе экспрессии генов и является сложным многостадийным процессом. Основные стадии биогенеза мРНК, такие как инициация, элонгация и терминация транскрипции, сплайсинг и процессинг 3'- конца мРНК, формирование мРНП частицы и ядерный экспорт мРНП регулируются как отдельными белками, так и различными мультибелковыми комплексами. Нарушение каждой из стадий биогенеза мРНК ведет к неправильной регуляции экспрессии генов и является причиной возникновения различных заболеваний человека.

Хотя биогенез мРНК и белковые комплексы, участвующие в этом процессе, изучаются достаточно долго, многие участники данного процесса, их функции и механизм их действия остаются неизвестными. Кроме того, различные этапы экспрессии генов традиционно изучаются как дискретные и несвязанные события, хотя в настоящее время становится ясно, что различные стадии биогенеза мРНК тесно связаны между собой. Так один и тот же комплекс или белок может участвовать в различных стадиях биогенеза. Комплексы могут физически взаимодействовать между собой и участвовать в привлечении друг друга на ген или мРНК на определенных стадиях её биогенеза. Также появились данные, показывающие, что белковые комплексы, участвующие в биогенезе мРНК могут принимать участие и в биогенезе других РНК, в частности РНК, транскрипция которых осуществляется РНК-полимеразой III (Pol III).

В инициации транскрипции белок-кодирующих генов эукариот, осуществляемой РНК полимеразой II (Pol II), принимает участие несколько мультисубъединичных белковых комплексов. Это АТФ-зависимые комплексы ремоделирования хроматина, обеспечивающие доступность регуляторной последовательности гена для транскрипционного аппарата Pol II, коактиваторные комплексы транскрипции, осуществляющие модификации гистонов, общие факторы транскрипции (GTFs). Известно два пути активации транскрипции, которые опосредуются двумя различными коактиваторными комплексами: TFIID и SAGA.

Транскрипционный комплекс SAGA существует у всех многоклеточных организмов и необходим для экспрессии широкого спектра генов. Этот комплекс имеет модульную структуру, где каждый белковый модуль выполняет определённую функцию. Показано, что некоторые субъединицы комплекса SAGA также входят в состав других комплексов участвующих в биогенезе мРНК. Нарушение работы SAGA приводит к гибели клеток (Helmlinger and Tora 2017)(Nuño-Cabanes and Rodríguez-Navarro 2021).

5

Одним из ферментативных модулей SAGA является деубиквитинирующий модуль (DUB), отвечающий за деубиквитинирование гистона H2B в процессе транскрипции. У D. melanogaster этот модуль состоит из белков ENY2, Sgf11, Nonstop, ATXN7 (Nuño-Cabanes and Rodríguez-Navarro 2021). DUB модуль SAGA комплекса очень консервативен по белковому составу и функции во всех организмах, от дрожжей до человека. Нарушение работы DUB связано с несколькими заболеваниями человека, одним из которых является спиноцеребральная атаксия 7 типа (McCullough et al. 2012). Нарушения работы DUB модуля также связывают с плохим прогнозом некоторых типов рака (Zhang et al. 2008).

Входящий в DUB модуль белок ENY2 был впервые охарактеризован в нашей лаборатории у D. melanogaster (Georgieva et al. 2001). Позже он был найден у всех многоклеточных (Rodríguez-Navarro et al. 2004; Köhler et al. 2006)(Pfab et al. 2018; Zhao et al. 2008). Было показано, что ENY2 входит в состав DUB модуля SAGA комплекса (Zhao et al. 2008) и участвует в барьерной активности Su(Hw)-зависимых инсуляторов (Kurshakova et al. 2007a), а также принимает участие в экспорте мРНК из ядра в цитоплазму (Kurshakova et al. 2007b).

Белок Sgf11 эукариот также входит в состав деубиквитинирующего модуля комплекса SAGA и необходим для его активности (Zhao et al. 2008; Powell et al. 2004; Köhler et al. 2006). Это небольшой (около 22 кДа) белок, имеющий домен цинковых пальцев (Zn-finger).

В данной работе изучали роль ENY2 и Sgf11 в белковых комплексах, регулирующих различные стадии биогенеза РНК в Pol II- и Pol Ш-зависимой транскрипции. Полученные данные позволяют выявить новые общие закономерности регуляции экспрессии генов эукариот и расширить понимание того, как различные этапы биогенеза мРНК связаны между собой.

Цель и задачи исследований

Целью данной работы было изучение роли эволюционно консервативных белков ENY2 и Sgf 11 в различных этапах экспрессии генов на модели D. melanogaster. Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. Изучить роль белков ENY2 и Sgf11 в транскрипции Pol Ш-зависимых генов.

2. Охарактеризовать SgfH-содержащие комплексы и изучить их роль в Pol II-зависимой транскрипции.

3. Исследовать роль белка ENY2 в элонгации Pol II-зависимой транскрипции.

4. Исследовать структуру гена xmas-2, кодирующего субъединицу ENY2-содержащего комплекса TREX-2.

5. Выделить и охарактеризовать TREX-2, БКУ2-содержащий комплекс ядерного экспорта мРНК.

6. Изучить роль Sgf11 в экспорте мРНК из ядра.

7. Изучить взаимодействие Sgf11 и TREX-2 с белками, формирующими мРНП частицу.

Научная новизна

Показано, что белки Sgf11 и ENY2 участвуют в различных этапах транскрипции и экспорта мРНК. Впервые продемонстрировано участие SAGA в активации не только белок-кодирующих генов, но и генов, контролируемых Pol III, таких как гены мяРНК, тРНК.

Показано, что Sgf11 ассоциирован с белком CBC комплекса - Cbp80 и привлекается на мРНК на раннем этапе транскрипции, а также необходим для экспорта мРНК из ядра в цитоплазму.

Впервые продемонстрировано участие ENY2 в привлечении комплекса THO на ген hsp70 и процессинге 3' концов её мРНК.

Изучена экзон-интронная структура гена, кодирующего белок Xmas-2, субъединицу ENY2-содержащего комплекса экспорта мРНК TREX-2 D. melanogaster. По результатам анализа найдена последовательность, кодирующая большой белок, названный нами Xmas. Существование Xmas было подтверждено в реакциях иммунопреципитации из S2 клеток D. melanogaster. Xmas кроме последовательности Xmas-2, включает также последовательность белка Xmas-1. Часть белка, соответствующая Xmas-1 не гомологична C-концевым последовательностям гомологов Xmas-2 у других организмов. Функция Xmas пока неизвестна. Возможно, что этот белок выполняет самостоятельные функции, никак не связанные с функциями Xmas-2.

Был выделен ENY2-содержащий комплекс экспорта мРНК TREX-2 D. melanogaster и показана его ассоциация с комплексом ORC. Продемонстрировано влияние ORC на формирование мРНП частиц определённых генов и общего экспорта мРНК.

Все выявленные свойства обоих белков подвели к формированию гипотезы об их участии в образовании мРНП частицы. Показано, что комплекс TREX-2 взаимодействует и с Cbp80, и с субъединицами сплайсосомы. Кроме того, Sgf11 взаимодействовал с Xmas-2, структурной субъединицей TREX-2 комплекса. Поскольку TREX-2 привлекается к уже процессированной мРНК, можно предположить, что как TREX-2, так и Sgf11 входят в состав уже готовой к экспорту мРНП частицы.

Теоретическая и практическая значимость

Получение новых данных по участию белков Sgf11 и ENY2 в экспрессии генов привело к открытию их ранее неизвестных функций на различных этапах биогенеза мРНК. Полученные данные расширяют наше представление о функционировании комплекса SAGA. Охарактеризован механизм привлечения в область транскрипции комплекса элонгации транскрипции THO. Выявлены новые аспекты механизма экспорта мРНК. Предложенная модель, основанная на наших данных, отражает участие Sgf 11 и ENY2 в биогенезе мРНК на этапах: инициации, элонгации, созревания и экспорта мРНК из ядра в цитоплазму.

Поскольку нарушение работы белков Sgf 11 и ENY2 связывают с несколькими заболеваниями человека (например, нейродегенеративной спиноцеребральной атаксией 7 типа) и плохим прогнозом некоторых видов рака, наши данные позволят выявить механизм возникновения этих заболеваний.

Личный вклад соискателя

Диссертационная работа основана на данных, полученных соискателем или выполненных под его руководством. Генетические эксперименты проводились совместно с Набирочкиной Е.Н. и Николенко Ю.В.. В выделении белковых комплексов принимал участие Шидловский Ю.В.. Исследование взаимодействия белков ENY2 и Sgf 11 со сплайсосомой проводилось совместно с лабораторией Штрассер К. из Institute of Biochemistry, Justus Liebig University, Giessen 35392, Germany.

Методология и методы работы

В работе широко использовались методы молекулярной биологии и биохимии, микроскопии, иммуногистохимии. Применялись различные подходы по исследованию экспорта мРНК из ядра в цитоплазму, понижению экспрессии исследуемых генов, активации транскрипции индуцибельных генов.

В качестве модельного объекта исследования были использованы S2 клетки и линии D. melanogaster на разных стадиях развития.

Степень достоверности и апробация результатов

По результатам работы опубликовано 15 статей в изданиях, рекомендуемых ВАК. Основные положения диссертации были представлены на Российских и международных конференциях:

1. Kopytova D., Gurskiy D., Georgieva S. Studying the role of the component of SAGA Sgfll in transcription and mRNA transport. EMBO Workshop on Mechanisms of Nucleocytoplasmic Trafficking Ma'ale Hachamisha, Jerusalem Hills, Israel, November 6-11, 2011. P.20.

2. Копытова Д.В., Гурский Д.Я., Георгиева С.Г. Изучение функций белка Sgf11, компонента комплекса SAGA. Международная конференция Хромосома 2012, Новосибирск (International conference Chromosome 2012, Novosibirsk), 02.-07.2012. С. 114.

3. Копытова Д.В., Попова В.В., Куршакова М.М., Георгиева С.Г. A Novel function for ORC: participation in mRNA export in Drosophila. Международная конференция: CHROMOSOME 2015 Novosibirsk August 24-28. С. 105.

4. Kopytova D. ORC interacts with TREX-2 and promotes Nxfl association with mRNP and mRNA export in Drosophila. Международная конференция Nuclear Transport Meeting September 18-23, 2015 Sant Feliu de Guixols, Spain. P.55.

5. Попова В.В., Глухова А.А., Куршакова М.М., Бречалов А.В., Копытова Д.В. Взаимодействие белков TREX-2-ORC комплекса дрозофилы с компонентами мРНП частицы. Объединенный научный форум V Съезда биохимиков России Сочи, Дагомыс. 48 октября 2016. С. 16.

6. Popova V., Brechalov A., Kopytova D., Georgieva S. ORC complex interacts with TREX-2 and promotes Nxf1 association with mRNP and mRNA export in Drosophila. The Complex Life of mRNA, EMBL Heidelberg, Germany, 5-8.10.2016. P. 211.

7. Копытова Д.В., Попова В.В., Глухова А.А. Взаимодействие TREX-2 комплекса и белка Orc3 дрозофилы, субъединицы пререпликативного комплекса ORC с компонентами МРНП частицы. Всероссийская конференция «Дрозофила в генетике и медицине. РФ, г. Гатчина, Научный исследовательский центр «Курчатовский институт», Федеральное государственное бюджетное учреждение «Петербургский институт ядерной физики им. Б.П. Константинова», 04.10.17-06.10.17. С. 27.

8. Копытова Д.В., Куршакова М.М., Николенко Ю.Н., Набирочкина Е.Н., Георгиева С.Г. Коактиваторный комплекс SAGA участвует в транскрипции мяРНК. II Объединенный научный форум VI ^езда биохимиков России Сочи, Дагомыс. 01-06.10.19. С. 37.

Публикации

1. Kopytova D.V., Orlova A.V., Krasnov A.N., Gurskiy D.Y., Nikolenko J.V., Nabirochkina E.N., Shidlovskii Y.V., Georgieva S.G. Multifunctional factor ENY2 is associated with the THO complex and promotes its recruitment onto nascent mRNA. Genes Dev. 2010 Jan 1;24(1):86-96.

2. Орлова А.В., Копытова Д.В., Краснов АН., Набирочкина Е.Н., Ильин Ю.В., Георгиева С.Г., Шидловский Ю.В. Транскрипционный фактор ENY2 необходим для привлечения THO-комплекса на ген hsp70Drosophila melanogaster. Доклады АН (2010) 434 (1), 130-4.

3. Gurskiy D., Orlova A., Vorobyeva N, Nabirochkina E., Krasnov A., Shidlovskii Y., Kopytova D. The DUBm subunit Sgf11 is required for mRNA export and interacts with Cbp80 in Drosophila. Nucleic Acids Res, 2012, 40 (21), 10689-10700.

4. Гурский Д.Я., Набирочкина Е.Н., Копытова Д.В. Транскрипционный коактиваторный комплекс SAGA и регуляция экспрессии генов эукариот. Молекулярная биология (2013) 47 (6), 914-915.

5. Гурский Д.Я., Копытова Д.В., Георгиева С.Г., Набирочкина Е.Н. Комплекс SAGA: роль в развитии и жизнедеятельности. Молекулярная биология (2013) 47 (6), 922926.

6. Kopytova D.-, Popova V., Kurshakova M., Shidlovskii Y., Nabirochkina E., Brechalov A., Georgiev G., Georgieva S. ORC interacts with THSC/TREX-2 and its subunits promote Nxf1 association with mRNP and mRNA export in Drosophila. Nucleic Acids Res, 2016, 44(10): 4920-4933.

7. Попова В.В., Куршакова М.М., Копытова Д.В. Методы исследования взаимодействия белков с РНК. Молекулярная биология (2015) 49 (3), 472-481.

8. Куршакова М.М., Георгиева С.Г., Копытова Д.В. Белковые комплексы, координирующие экспорт мРНК из ядра в цитоплазму Молекулярная биология (2016) 50(5), 723-729.

9. Popova V.V., Georgieva S.G., Kopytova D.V. Orc3, A Subunit of Drosophila Pre-Replication Complex Directly Binds mRNA and Interacts with ENY2 Subunit of the TREX-2 mRNA Export Complex. Biochemistry & Molecular Biology Journal (2016) Vol.2, №2;14, 10.21767/2471-8084.100023.

10. Попова В.В., Глухова А.А., Георгиева С.Г., Георгиев Г.П., Копытова Д.В. Взаимодействие комплекса TREX-2 с мРНП-частицей гена в-тубулина 56D. Молекулярная биология (2016) 50 (6), 1030-1038.

11. Копытова Д.В., Ильин Ю. В., Набирочкина Е. Н. Альтернативный сплайсинг мРНК Xmas, кодирующей белок экоторта мРНК у Drosophila melanogaster Доклады АН (2018), 479(3), 340-342.

12. Popova V.V., Orlova A.V., Kurshakova M.M., Nikolenko J.V., Nabirochkina E.N., Georgieva S.G., and Kopytova D.V. The role of SAGA coactivator complex in snRNA transcription. Cell Cycle. (2018) 17:15, 1859-1870.

13. Minocha R., Popova V., Kopytova D., Misiak D., Huttelmaier S., Georgieva S., StraBer K.. Mud2 functions in transcription by recruiting the Prp19 and TREX complexes to transcribed genes. (2018) Nucleic Acids Res. 2018 Oct 12;46(18):9890.

14. Popova V.V., Brechalov A.V., Georgieva S.G., Kopytova D.V. Nonreplicative functions of the origin recognition complex. Nucleus. 2G18;9(1):46G-413.

15. Nabirochkina E.N., Kurshakova M.M., Georgieva S.G., Kopytova D.V.. The role of SAGA in the transcription and export of mRNA. (2G19) Вавиловский журнал генетики и селекции. 2019; 2З(2):114-119. doi.org/lG.l8699/VJl9.4l8.

Объём и структура диссертации

Диссертационная работа включает в себя разделы: Введение, Обзор литературы, Материалы и методы, Результаты, Обсуждение, Список сокращений, Выводы. Работа написана на 2G2 страницах, содержит 5 таблиц и 5l рисунков.

Положения, выносимые на защиту

В работе показано, что белки ENY2 и Sgfll присутствуют на промоторах генов мяРHK, взаимодействуют с аппаратом транскрипции генов Pol II- и Pol III-зависимых мяРHK и участвуют в активации транскрипции генов, транскрибируемых Pol III.

2. При исследовании Sgfll-содержащих комплексов было показано, что Sgfll имеет функции независимые от DUB модуля. Sgfll взаимодействует с Cbp80, компонентом комплекса CBC, и рекрутируется на 5'-конец новосинтезированной мРHK при активации транскрипции гена.

3. При исследовании функционального значения взаимодействия ENY2 и THO найдено, что ENY2 необходим для привлечения THO комплекса в область транскрипции гена hsp70. Оказалось, что нокдаун ENY2 приводит к нарушению 3' процессинга мРHK.

4. В результате изучения экзон-интронной структуры гена xmas-2, кодирующего субъединицу комплекса экспорта мРHK TREX-2, был обнаружен длинный транскрипт xmas, кодирующий белок размером 240 кДа.

5. В работе был выделен и охарактеризован ENY2-содержащий комплекс экспорта мРHK из ядра в цитоплазму TREX-2. Показано, что комплекс TREX-2 ассоциирован с комплексом ORC. Исследование функционального взаимодействия двух комплексов выявило, что ORC взаимодействует с мРHK, необходим для правильной сборки мРHП-частицы, и нокдаун субъединиц ORC приводит к нарушению экспорта мРHK из ядра в цитоплазму.

6. Исследование функций Sgfll, не связанных с SAGA комплексом показало, что, что Sgfll участвует в экспорте мРHK и делает это независимо от DUB модуля.

7. При изучении взаимодействий белков, участвующих в биогенезе мРHK было установлено, что Sgfll и TREX-2 комплекс взаимодействуют друг с другом. TREX-2

взаимодействует с белками сплайсосомы и СВС и, возможно, участвует в формировании мРНП частицы.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Транскрипция генов эукариот зависит от скоординированных действий множества мультисубъединичных комплексов. Эти комплексы регулируют транскрипцию, биогенез мРНК и экспорт зрелой мРНК из ядра. Нарушение последовательных стадий транскрипции и экспорта мРНК неизбежно приводит ко многим заболеваниям человека. В настоящее время множество лабораторий изучают механизмы, вовлеченные в этот процесс.

В инициации транскрипции белок-кодирующих генов эукариот участвуют РНК-полимераза II (Pol II) и общие факторы транскрипции, которые формируют стабильный преинициаторный комплекс (PIC). Однако, для связывания факторов с ДНК необходимо перемещение нуклеосом. Существует множество регуляторов хроматина, способных изменять его свойства, такие как шапероны гистонов, комплексы ремоделирования нуклеосом и гистон-модифицирующие комплексы. Так, были найдены мультисубъединичные комплексы, способные модифицировать хроматин в промоторной области, и, таким образом, участвующие в регуляции специфичной экспрессии генов.

1.1 РНК-полимеразы и транскрипция РНК-полимеразой III

В процессе транскрипции РНК с молекулы ДНК у эукариот принимают участие три РНК-полимеразы (Pol I, Pol II, Pol III). Pol I транскрибирует все гены рибосомальных РНК (рРНК), за исключением 5 S рРНК. Pol II транскрибирует все белок-кодирующие гены и некоторые некодирующие РНК мяРНК (ncRNA), включая длинные некодирующие (lncRNA), множество малых некодирующих мяРНК (snRNA) U1-U5 и микроРНК (miRNA). Pol III транскрибирует набор некодирующих РНК, включая такие, как тРНК, 5S РНК и U6 мяРНК.

1.1.1 Основной комплекс транскрипции РНК-полимеразы III

Для транскрипции, осуществляемой РНК-полимеразой III необходим транскрипционный фактор IIIB (TFIIIB), который рекрутирует РНК-полимеразу III к её генам-мишеням. TFIIIB состоит из трех субъединиц, каждая из которых необходима для функций TFIIIB in vitro: TBP (TATA-binding protein), BDP1 - большой SANT-домен-содержащий белок и TFIIB-related factors BRF1 или BRF2. Было показано, что BRF1 входит в состав TFIIIB в том случае, если мишенями для РНК-полимеразы III являются гены с промоторным элементом, расположенным внутри области транскрипции, такие, как тРНК, в то время как в генах с промоторами, расположенными выше от сайта инициации, таких как гены U6 мяРНК, в состав TFIIIB входит BRF2 (Schramm and Hernandez 2002). Однако, надо отметить, что у D. melanogaster существует только Brf1, а Brf2 нет, поэтому Brf1 D. melanogaster входит в состав всех комплексов TFIIIB. У человека

совпадения между мишенями BRF1 и BRF2 не бывает. Большинство Pol III-транскрибируемых генов, например тРНК, имеют внутренние промоторы, где ключевые промоторные элементы состоят из двух блоков последовательностей (А и В), расположенных внутри области транскрипции. А и В блоки распознаются транскрипционным фактором IIIC (TFIIIC). TFIIIC рекрутирует TFIIIB, который в свою очередь состоит из субъединиц BRF1, BDP1, TBP. Меньшая часть Pol III-транскрибируемых генов, например гены U6 мяРНК, имеют промотор, располагающийся выше от области транскрипции. Эти промоторы содержат TATA-box и PSE элемент. С последовательностью TATA-box связывается TBP, а с PSE связывается комплекс PBP (SNAP) (Рис. 1) (White 2011).

Рисунок 1. Сборка преинициаторного комплекса человека на генах, транскрибируемых РНК-полимеразой III. А. Большинство генов, транскрибируемых Pol III, например, гены тРНК -имеют внутренние промоторы, где ключевые элементы промотора составляют два последовательных блока (A и B), расположенных в транскрибируемой области. Блоки А и В распознаются транскрипционным фактором TFIIIC. TFIIIC рекрутирует TFIIIB, который состоит из белков BRF1, BDP1 и TBP. Б. Pol III-зависимые гены, например гены U6, которые имеют внешние промоторы, локализованные выше от сайта транскрипции гена. Эти промоторы содержат TATA-box, с которым связывается TBP, и проксимальный(е) элемент(ы) - PSE (PSEA у D. melanogaster). С этими элементами связываются компоненты SNAP (PBP) комплекса. Данные промоторы используют форму TFIIIB, состоящую из BRF2, BDP1 и TBP (Brf1, Bdp1 и TBP у D. melanogaster) (White 2011).

Малые ядерные РНК - мяРНК, являются некодирующими молекулами РНК, которые экспрессируются на высоком уровне в эукариотических клетках, каждая из них является продуктом своей собственной независимой транскрипционной единицы. мяРНК вовлечены во

множество необходимых клеточных функций, таких как пре-мРНК сплайсинг, рРНК процессинг и формирование 3' конца гистоновой мРНК (Sharp 1994)(Kass et al. 1990; Bond et al. 1991). У животных, большинство мяРНК (U1-5, U7 и другие) синтезируются РНК-полимеразой II, в то время как другие малые РНК (U6, 7SK, tRNA, H1 и MRP) синтезируются РНК-полимеразой III (Hung and Stumph 2011).

Несмотря на синтез различными полимеразами, гены, кодирующие все мяРНК имеют очень похожую структуру. У животных, промоторы мяРНК характеризуются элементом DSE, и уникальным и необходимым промоторным элементом, названным proximal sequence element (PSE), у D. melanogaster этот элемент называется PSEA (Zamrod et al. 1993).

PSE всех генов мяРНК распознается и связывается одними и теми же эволюционно консервативными транскрипционными факторами, комплексом PBP - PSE-binding protein комплекс (другое его название - SNAP). Взаимодействие комплекса PBP с PSE инициирует привлечение Pol II- или Pol III-специфичных факторов транскрипции мяРНК (Schramm et al. 2000; Sadowski et al. 1993; Teichmann et al. 2000; Das et al. 2005; Cabart and Murphy 2001, 2002).

Клетки позвоночных и D. melanogaster являются основными модельными объектами, на которых изучают транскрипцию мяРНК высших эукариот. Промоторы мяРНК D. melanogaster обладают большей степенью консерватизма (как в последовательности, так и в расположении промоторных элементов), чем это показано у других организмов, в частности, у позвоночных (Jawdekar and Henry 2008)(Hernandez et al. 2007). Поэтому, молекулярные взаимодействия, которые участвуют в активации генов мяРНК и специфичность действия РНК полимеразы изучаются у D. melanogaster, а не на других моделях.

Сравнение ДНК последовательностей различных генов малых ядерных РНК у D. melanogaster выявило консервативные блоки последовательностей (промоторных элементов), располагающихся выше от старта транскрипции генов мяРНК (Beck et al. 1984; Das et al. 1987; Lo and Mount 1990; Saba et al. 1986). Функциональность этих консервативных элементов была последовательно показана in vitro и in vivo (Рис. 2).

Рисунок 2. Схема расположения промоторных элементов мяРНК D. melanogaster. На схеме представлены отличия промоторных элементов генов мяРНК, транскрибируемых Pol II и Pol III. Сверху цифрами обозначено расстояние от сайта старта транскрипции. Обозначены области: PSEA, proximal sequence element A; PSEB, proximal sequence element B; TATA, TATA box (Hung and Stumph 2011).

У генов мяРНК D. melanogaster, транскрибируемых Pol II существует промоторный элемент - PSEB, находящийся на расстоянии 8 п.н. ниже от PSEA. Гены мяРНК, транскрибируемые Pol III, содержат последовательность TATA-box вместо PSEB. PSEA (PSE) D. melanogaster является общим промоторным элементом для всех типов мяРНК. Это последовательность длиной 21 п.н., располагающаяся внутри более обширной специфической области, находящейся на расстоянии 40-65 п.н. выше от сайта старта транскрипции. PSEA D. melanogaster является наиболее важной частью промоторов, необходимой для специфичности сайта старта транскрипции и промоторной активности мяРНК (Zamrod and Stumph 1990; Jensen et al. 1998; Lai et al. 2005).

Сравнение последовательностей PSEA мяРНК, транскрибируемых Pol II, и PSEA мяРНК, транскрибируемых Pol III, выявило как сходные, так и различающиеся части последовательности. 5' часть PSEA очень консервативна среди PSEA промоторов генов, транскрибируемых обеими полимеразами. В то же время PSEA значительно отличаются друг от друга своими 3' частями, особенно нуклеотидными позициями в положениях 19 и 20, обозначенных как Xs в консенсусной последовательности PSEA (Jensen et al. 1998; Hernandez et al. 2007) (Рис. 3).

т

—T—

Рисунок 3. Выравнивание и анализ промоторов мяРНК последовательностей D. melanogaster. Консенсусная последовательность PSEA элемента Pol II/Pol III показана между PSEA Pol II- (выше) и Pol III- (ниже) зависимых мяРНК (Hung and Stumph 2011).

Интересно, что различия в 3' части PSEA играют ключевую роль в определении специфичности РНК-полимераз в генах мяРНК D. melanogaster. Замещение только трёх нуклеотидных пар в PSEA U1, на специфичные для U6 полностью меняет специфичность РНК-полимераз с Pol II на Pol III, даже в отсутствии TATA-box последовательности (Jensen et al. 1998).

1.1.2 Известные транскрипционные факторы, участвующие в регуляции

транскрипции мяРНК

DSE (Distal sequence element) - это элемент ДНК последовательности, имеющий свойства энхансера. Показано, что с этой последовательностью связываются такие транскрипционные факторы, как Oct1, Sp1, NF1, Staf (Jawdekar and Henry 2008; Janson et al. 1989). Например, белок Octl усиливает экспрессию генов мяРНК стабилизируя связывание комплекса PBP с PSE как Pol

II-, так и Pol III-транскрибируемых генов мяРНК (Murphy et al. 1992; Murphy 1997; Henry et al. 1995).

Показано, что между DSE и PSE элементами в генах U1, U2, 7SK и U6 мяРНК находится нуклеосома, которая соединяет эти две области вместе, облегчая взаимодействие между Oct1 и PBP (Zhang et al. 2009; Stünkel et al. 1997; Boyd et al. 2000, 2003). Кроме того, PBP играет роль в истощении гистонов при транскрипции U2 гена. Таким образом, структура хроматина играет большую роль в регуляции экспрессии генов мяРНК человека. Например, взаимодействие белка CHD8, участвующего в модификации хроматина, с белком Staf регулирует экспрессию гена мяРНК U6 (Yuan et al. 2007). Показано также, что белок CHD8 взаимодействует с элонгирующей формой Pol II, и может регулировать транскрипцию Pol II-транскрибируемых генов мяРНК.

Недавно была описана ассоциация субъединиц комплекса Mediator с генами мяРНК. Было показано, что субъединицы Med1, Med23, Med26 выявляются на некоторых генах мяРНК (U1, U4, U5), уровень этих белков на генах мяРНК оказался значительно выше, чем на промоторах многих белок-кодирующих генов. Однако, эксперименты по иммунопреципитации хроматина не смогли определить область генов мяРНК, ассоциированных с Медиатором. Было показано, что Med26 необходим для экспрессии U1, U2, U4, U5, U11 генов, в частности, необходим для привлечения комплекса элонгации (LEC). Кроме того, Med26 взаимодействует с TAF7, который репрессирует инициацию и блокирует привлечение LEC (Takahashi et al. 2015).

Описано участие в регуляции транскрипции Pol III фактора c-Myc, который рекрутирует кофакторы TRRAP и GCN5 к генам tRNA и 5S rRNA и стимулирует ацетилирование гистона Н3 в этих локусах (Рис. 4). В то же время фактор TIP60 не был обнаружен и нет доказательств ацетилирования гистона Н4 (Kenneth et al. 2007).

^Н2А £7Н2В

Рисунок 4. Схема возможной регуляции активации транскрипции генов tRNA с участием белков cMyc, TRRAP и GCN5. А. На активные гены tRNA привлекаются TFIIIC, TFIIIB, Pol III и MYC, который взаимодействует с кофактором TRRAP и рекрутирует гистон ацетилтрансферазу GCN5. Б. Pol III и основные факторы транскрипции Pol III не ассоциированы с молчащими генами tRNA (White 2011).

Недавно Ли и др. (Li et al. 2017), исследуя свойства независимого от SAGA DUB модуля, при полногеномном секвенировании обнаружили субъединицы Sgf11, Spt3 и Ada2b на промоторах мяРНК генов.

Однако, в целом регуляция транскрипции мяРНК остается малоизученной.

1.1.3 Транскрипционные факторы, ассоциированные с генами мяРНК

Список литературы диссертационного исследования доктор наук Копытова Дарья Владимировна, 2021 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Abruzzi KC, Lacadie S, Rosbash M. 2004. Biochemical analysis of TREX complex recruitment to intronless and intron-containing yeast genes. EMBO J 23: 2620-2631.

2. Adams RL, Terry LJ, Wente SR. 2014. Nucleoporin FG domains facilitate mRNP remodeling at the cytoplasmic face of the nuclear pore complex. Genetics 197: 1213-1224.

3. Ahn SH, Kim M, Buratowski S. 2004. Phosphorylation of serine 2 within the RNA polymerase II C-terminal domain couples transcription and 3' end processing. Mol Cell 13: 67-76.

4. Aibara S, Bai X-C, Stewart M. 2016. The Sac3 TPR-like region in the Saccharomyces cerevisiae TREX-2 complex is more extensive but independent of the CID region. J Struct Biol 195: 316324.

5. Aibara S, Katahira J, Valkov E, Stewart M. 2015a. The principal mRNA nuclear export factor NXF1:NXT1 forms a symmetric binding platform that facilitates export of retroviral CTE-RNA. Nucleic Acids Res 43: 1883-1893.

6. Aibara S, Valkov E, Lamers M, Stewart M. 2015b. Domain organization within the nuclear export factor Mex67:Mtr2 generates an extended mRNA binding surface. Nucleic Acids Res 43 : 1927-1936.

7. Aksenova V, Smith A, Lee H, Bhat P, Esnault C, Chen S, Iben J, Kaufhold R, Yau KC, Echeverría C, et al. 2020. Nucleoporin TPR is an integral component of the TREX-2 mRNA export pathway. Nat Commun 11: 4577.

8. Alcázar-Román AR, Tran EJ, Guo S, Wente SR. 2006. Inositol hexakisphosphate and Glel activate the DEAD-box protein Dbp5 for nuclear mRNA export. Nat Cell Biol 8: 711-716.

9. Allard S, Utley RT, Savard J, Clarke A, Grant P, Brandl CJ, Pillus L, Workman JL, Côté J. 1999. NuA4, an essential transcription adaptor/histone H4 acetyltransferase complex containing Esa1p and the ATM-related cofactor Tra1p. EMBO J 18: 5108-5119.

10. Arts GJ, Fornerod M, Mattaj IW. 1998. Identification of a nuclear export receptor for tRNA. Curr Biol 8: 305-314.

11. Ashrafi K, Lin SS, Manchester JK, Gordon JI. 2000. Sip2p and its partner snf1p kinase affect aging in S. cerevisiae. Genes Dev 14: 1872-1885.

12. Atanassov BS, Mohan RD, Lan X, Kuang X, Lu Y, Lin K, McIvor E, Li W, Zhang Y, Florens L, et al. 2016. ATXN7L3 and ENY2 Coordinate Activity of Multiple H2B Deubiquitinases Important for Cellular Proliferation and Tumor Growth. Mol Cell 62: 558-571.

13. Babiarz JE, Halley JE, Rine J. 2006. Telomeric heterochromatin boundaries require NuA4-dependent acetylation of histone variant H2A.Z in Saccharomyces cerevisiae. Genes Dev 20: 700-710.

14. Baillat D, Gardini A, Cesaroni M, Shiekhattar R. 2012. Requirement for SNAPC1 in transcriptional responsiveness to diverse extracellular signals. Mol Cell Biol 32: 4642-4650.

15. Bannister AJ, Kouzarides T. 2011. Regulation of chromatin by histone modifications. Cell Res 21: 381-395.

16. Barreau C, Paillard L, Osborne HB. 2005. AU-rich elements and associated factors: are there unifying principles? Nucleic Acids Res 33: 7138-7150.

17. Bataille AR, Jeronimo C, Jacques P-E, Laramee L, Fortin M-E, Forest A, Bergeron M, Hanes SD, Robert F. 2012. A universal RNA polymerase II CTD cycle is orchestrated by complex interplays between kinase, phosphatase, and isomerase enzymes along genes. Mol Cell 45: 158170.

18. Batisse J, Batisse C, Budd A, Bottcher B, Hurt E. 2009. Purification of nuclear poly(A)-binding protein Nab2 reveals association with the yeast transcriptome and a messenger ribonucleoprotein core structure. J Biol Chem 284: 34911-34917.

19. Beck E, Jorcano JL, Alonso A. 1984. Drosophila melanogaster U1 and U2 small nuclear RNA genes contain common flanking sequences. J Mol Biol 173: 539-542.

20. Behzadnia N, Golas MM, Hartmuth K, Sander B, Kastner B, Deckert J, Dube P, Will CL, Urlaub H, Stark H, et al. 2007. Composition and three-dimensional EM structure of double affinity-purified, human prespliceosomal A complexes. EMBO J 26: 1737-1748.

21. Bell SP, Stillman B. 1992. ATP-dependent recognition of eukaryotic origins of DNA replication by a multiprotein complex. Nature 357: 128-134.

22. Bentley DL. 2005. Rules of engagement: co-transcriptional recruitment of pre-mRNA processing factors. Curr Opin Cell Biol 17: 251-256.

23. Berger SL, Pina B, Silverman N, Marcus GA, Agapite J, Regier JL, Triezenberg SJ, Guarente L. 1992. Genetic isolation of ADA2: a potential transcriptional adaptor required for function of certain acidic activation domains. Cell 70: 251-265.

24. Bessonov S, Anokhina M, Will CL, Urlaub H, Lührmann R. 2008. Isolation of an active step I spliceosome and composition of its RNP core. Nature 452: 846-850.

25. Bhaumik SR, Raha T, Aiello DP, Green MR. 2004. In vivo target of a transcriptional activator revealed by fluorescence resonance energy transfer. Genes Dev 18: 333-343.

26. Bieniossek C, Papai G, Schaffitzel C, Garzoni F, Chaillet M, Scheer E, Papadopoulos P, Tora L, Schultz P, Berger I. 2013. The architecture of human general transcription factor TFIID core complex. Nature 493: 699-702.

27. Birck C, Poch O, Romier C, Ruff M, Mengus G, Lavigne AC, Davidson I, Moras D. 1998. Human TAF(II)28 and TAF(II)18 interact through a histone fold encoded by atypical evolutionary conserved motifs also found in the SPT3 family. Cell 94: 239-249.

167

28. Björk P, Jin S, Zhao J, Singh OP, Persson J-O, Hellman U, Wieslander L. 2009. Specific combinations of SR proteins associate with single pre-messenger RNAs in vivo and contribute different functions. J Cell Biol 184: 555-568.

29. Björk P, Wieslander L. 2014. Mechanisms of mRNA export. Semin CellDev Biol 32: 47-54.

30. Black BE, Holaska JM, Levesque L, Ossareh-Nazari B, Gwizdek C, Dargemont C, Paschal BM.

2001. NXT1 is necessary for the terminal step of Crml-mediated nuclear export. J Cell Biol 152: 141-155.

31. Blanchette M, Labourier E, Green RE, Brenner SE, Rio DC. 2004. Genome-wide analysis reveals an unexpected function for the Drosophila splicing factor U2AF50 in the nuclear export of intronless mRNAs. Mol Cell 14: 775-786.

32. Bleichert F, Balasov M, Chesnokov I, Nogales E, Botchan MR, Berger JM. 2013. A Meier-Gorlin syndrome mutation in a conserved C-terminal helix of Orc6 impedes origin recognition complex formation. Elife 2: e00882.

33. Bohnsack MT, Czaplinski K, Gorlich D. 2004. Exportin 5 is a RanGTP-dependent dsRNA-binding protein that mediates nuclear export of pre-miRNAs. RNA 10: 185-191.

34. Bohnsack MT, Regener K, Schwappach B, Saffrich R, Paraskeva E, Hartmann E, Görlich D.

2002. Exp5 exports eEF1A via tRNA from nuclei and synergizes with other transport pathways to confine translation to the cytoplasm. EMBO J 21: 6205-6215.

35. Bonchuk AN, Georgiev PG, Maksimenko OG. 2016. CTCF and Sgfl1 proteins form alternative complexes with ENY2 proteins. DoklBiochem Biophys 468: 180-182.

36. Bond UM, Yario TA, Steitz JA. 1991. Multiple processing-defective mutations in a mammalian histone pre-mRNA are suppressed by compensatory changes in U7 RNA both in vivo and in vitro. Genes Dev 5: 1709-1722.

37. Borden KLB. 2020. The Nuclear Pore Complex and mRNA Export in Cancer. Cancers (Basel) 13.

38. Bortvin A, Winston F. 1996. Evidence that Spt6p controls chromatin structure by a direct interaction with histones. Science 272: 1473-1476.

39. Boyd DC, Greger IH, Murphy S. 2000. In vivo footprinting studies suggest a role for chromatin in transcription of the human 7SK gene. Gene 247: 33-44.

40. Boyd DC, Pombo A, Murphy S. 2003. Interaction of proteins with promoter elements of the human U2 snRNA genes in vivo. Gene 315: 103-112.

41. Bradatsch B, Katahira J, Kowalinski E, Bange G, Yao W, Sekimoto T, Baumgärtel V, Boese G, Bassler J, Wild K, et al. 2007. Arx1 functions as an unorthodox nuclear export receptor for the 60S preribosomal subunit. Mol Cell 27: 767-779.

42. Brand M, Moggs JG, Oulad-Abdelghani M, Lejeune F, Dilworth FJ, Stevenin J, Almouzni G,

168

Tora L. 2001. UV-damaged DNA-binding protein in the TFTC complex links DNA damage recognition to nucleosome acetylation. EMBO J 20: 3187-3196.

43. Brand M, Yamamoto K, Staub A, Tora L. 1999. Identification of TATA-binding protein-free TAFII-containing complex subunits suggests a role in nucleosome acetylation and signal transduction. J Biol Chem 274: 18285-18289.

44. Braun IC, Herold A, Rode M, Izaurralde E. 2002. Nuclear export of mRNA by TAP/NXF1 requires two nucleoporin-binding sites but not p15. Mol Cell Biol 22: 5405-5418.

45. Bres V, Gomes N, Pickle L, Jones KA. 2005. A human splicing factor, SKIP, associates with P-TEFb and enhances transcription elongation by HIV-1 Tat. Genes Dev 19: 1211-1226.

46. Brown CE, Howe L, Sousa K, Alley SC, Carrozza MJ, Tan S, Workman JL. 2001. Recruitment of HAT complexes by direct activator interactions with the ATM-related Tra1 subunit. Science 292: 2333-2337.

47. Brown JA, Bharathi A, Ghosh A, Whalen W, Fitzgerald E, Dhar R. 1995. A mutation in the Schizosaccharomyces pombe rae1 gene causes defects in poly(A)+ RNA export and in the cytoskeleton. J Biol Chem 270: 7411-7419.

48. Bucheli ME, Buratowski S. 2005. Npl3 is an antagonist of mRNA 3' end formation by RNA polymerase II. EMBO J24: 2150-2160.

49. Cabart P, Murphy S. 2002. Assembly of human small nuclear RNA gene-specific transcription factor IIIB complex de novo on and off promoter. J Biol Chem 277: 26831-26838.

50. Cabart P, Murphy S. 2001. BRFU, a TFIIB-like factor, is directly recruited to the TATA-box of polymerase III small nuclear RNA gene promoters through its interaction with TATA-binding protein. J Biol Chem 276: 43056-43064.

51. Cai X, Hagedorn CH, Cullen BR. 2004. Human microRNAs are processed from capped, polyadenylated transcripts that can also function as mRNAs. RNA 10: 1957-1966.

52. Canzonetta C, Vernarecci S, Iuliani M, Marracino C, Belloni C, Ballario P, Filetici P. 2015. SAGA DUB-Ubp8 Deubiquitylates Centromeric Histone Variant Cse4. G3 (Bethesda) 6: 287298.

53. Caporilli S, Yu Y, Jiang J, White-Cooper H. 2013. The RNA export factor, Nxt1, is required for tissue specific transcriptional regulation. PLoS Genet 9: e1003526.

54. Chan S-P, Cheng S-C. 2005. The Prp19-associated complex is required for specifying interactions of U5 and U6 with pre-mRNA during spliceosome activation. J Biol Chem 280: 31190-31199.

55. Chan S-P, Kao D-I, Tsai W-Y, Cheng S-C. 2003. The Prp19p-associated complex in spliceosome activation. Science 302: 279-282.

56. Chanarat S, Seizl M, Strässer K. 2011. The Prp19 complex is a novel transcription elongation

169

factor required for TREX occupancy at transcribed genes. Genes Dev 25: 1147-1158.

57. Chanarat S, StraBer K. 2013. Splicing and beyond: the many faces of the Prp 19 complex. Biochim Biophys Acta 1833: 2126-2134.

58. Chang C-T, Hautbergue GM, Walsh MJ, Viphakone N, van Dijk TB, Philipsen S, Wilson SA. 2013. Chtop is a component of the dynamic TREX mRNA export complex. EMBO J32: 473486.

59. Chang K-J, Chen H-C, Cheng S-C. 2009. Ntc90 is required for recruiting first step factor Yju2 but not for spliceosome activation. RNA 15: 1729-1739.

60. Chekanova JA, Abruzzi KC, Rosbash M, Belostotsky DA. 2008. Sus1, Sac3, and Thp1 mediate post-transcriptional tethering of active genes to the nuclear rim as well as to non-nascent mRNP. RNA 14: 66-77.

61. Chen C-H, Kao D-I, Chan S-P, Kao T-C, Lin J-Y, Cheng S-C. 2006. Functional links between the Prp19-associated complex, U4/U6 biogenesis, and spliceosome recycling. RNA 12: 765774.

62. Chen C-H, Yu W-C, Tsao TY, Wang L-Y, Chen H-R, Lin J-Y, Tsai W-Y, Cheng S-C. 2002. Functional and physical interactions between components of the Prp19p-associated complex. Nucleic Acids Res 30: 1029-1037.

63. Chen HR, Tsao TY, Chen CH, Tsai WY, Her LS, Hsu MM, Cheng SC. 1999. Snt309p modulates interactions of Prp19p with its associated components to stabilize the Prp19p-associated complex essential for pre-mRNA splicing. Proc Natl Acad Sci U S A 96: 5406-5411.

64. Chen M, Gartenberg MR. 2014. Coordination of tRNA transcription with export at nuclear pore complexes in budding yeast. Genes Dev 28: 959-970.

65. Cheng H, Dufu K, Lee C-S, Hsu JL, Dias A, Reed R. 2006. Human mRNA export machinery recruited to the 5' end of mRNA. Cell 127: 1389-1400.

66. Cheng SC, Tarn WY, Tsao TY, Abelson J. 1993. PRP19: a novel spliceosomal component. Mol Cell Biol 13: 1876-1882.

67. Chesnokov I, Remus D, Botchan M. 2001. Functional analysis of mutant and wild-type Drosophila origin recognition complex. Proc Natl Acad Sci U S A 98: 11997-12002.

68. Chesnokov IN. 2007. Multiple functions of the origin recognition complex. Int Rev Cytol 256: 69-109.

69. Chi B, Wang Q, Wu G, Tan M, Wang L, Shi M, Chang X, Cheng H. 2013. Aly and THO are required for assembly of the human TREX complex and association of TREX components with the spliced mRNA. Nucleic Acids Res 41: 1294-1306.

70. Cho SY, Shin ES, Park PJ, Shin DW, Chang HK, Kim D, Lee HH, Lee JH, Kim SH, Song MJ, et al. 2007. Identification of mouse Prp19p as a lipid droplet-associated protein and its possible

170

involvement in the biogenesis of lipid droplets. J Biol Chem 282: 2456-2465.

71. Christova R, Oelgeschläger T. 2002. Association of human TFIID-promoter complexes with silenced mitotic chromatin in vivo. Nat Cell Biol 4: 79-82.

72. Chung S, McLean MR, Rymond BC. 1999. Yeast ortholog of the Drosophila crooked neck protein promotes spliceosome assembly through stable U4/U6.U5 snRNP addition. RNA 5: 1042-1054.

73. Chung S, Zhou Z, Huddleston KA, Harrison DA, Reed R, Coleman TA, Rymond BC. 2002. Crooked neck is a component of the human spliceosome and implicated in the splicing process. Biochim Biophys Acta 1576: 287-297.

74. Ciganda M, Williams N. 2011. Eukaryotic 5S rRNA biogenesis. Wiley Interdiscip Rev RNA 2: 523-533.

75. Ciurciu A, Komonyi O, Pankotai T, Boros IM. 2006. The Drosophila histone acetyltransferase Gcn5 and transcriptional adaptor Ada2a are involved in nucleosomal histone H4 acetylation. Mol Cell Biol 26: 9413-9423.

76. Cler E, Papai G, Schultz P, Davidson I. 2009. Recent advances in understanding the structure and function of general transcription factor TFIID. Cell Mol Life Sci 66: 2123-2134.

77. Cohen N, Sharma M, Kentsis A, Perez JM, Strudwick S, Borden KL. 2001. PML RING suppresses oncogenic transformation by reducing the affinity of eIF4E for mRNA. EMBO J 20: 4547-4559.

78. Collart C, Christov CP, Smith JC, Krude T. 2011. The midblastula transition defines the onset of Y RNA-dependent DNA replication in Xenopus laevis. Mol Cell Biol 31: 3857-3870.

79. Compe E, Egly J-M. 2016. Nucleotide Excision Repair and Transcriptional Regulation: TFIIH and Beyond. Annu Rev Biochem 85: 265-290.

80. Conticello SG, Ganesh K, Xue K, Lu M, Rada C, Neuberger MS. 2008. Interaction between antibody-diversification enzyme AID and spliceosome-associated factor CTNNBL1. Mol Cell 31: 474-484.

81. Cuenca-Bono B, García-Molinero V, Pascual-García P, García-Oliver E, Llopis A, Rodríguez-Navarro S. 2010. A novel link between Sus1 and the cytoplasmic mRNA decay machinery suggests a broad role in mRNA metabolism. BMC Cell Biol 11: 19.

82. Culjkovic B, Topisirovic I, Skrabanek L, Ruiz-Gutierrez M, Borden KLB. 2006. eIF4E is a central node of an RNA regulon that governs cellular proliferation. J Cell Biol 175: 415-426.

83. Daguenet E, Baguet A, Degot S, Schmidt U, Alpy F, Wendling C, Spiegelhalter C, Kessler P, Rio M-C, Le Hir H, et al. 2012. Perispeckles are major assembly sites for the exon junction core complex. Mol Biol Cell 23: 1765-1782.

84. Daniel JA, Torok MS, Sun Z-W, Schieltz D, Allis CD, Yates JR 3rd, Grant PA. 2004.

171

Deubiquitination of histone H2B by a yeast acetyltransferase complex regulates transcription. J Biol Chem 279: 1867-1871.

85. Das A, Zhang Q, Palenchar JB, Chatterjee B, Cross GAM, Bellofatto V. 2005. Trypanosomal TBP functions with the multisubunit transcription factor tSNAP to direct spliced-leader RNA gene expression. Mol Cell Biol 25: 7314-7322.

86. Das G, Henning D, Reddy R. 1987. Structure, organization, and transcription of Drosophila U6 small nuclear RNA genes. J Biol Chem 262: 1187-1193.

87. David CJ, Boyne AR, Millhouse SR, Manley JL. 2011. The RNA polymerase II C-terminal domain promotes splicing activation through recruitment of a U2AF65-Prp19 complex. Genes Dev 25: 972-983.

88. Deng X, Zhou H, Zhang G, Wang W, Mao L, Zhou X, Yu Y, Lu H. 2015. Sgf73, a subunit of SAGA complex, is required for the assembly of RITS complex in fission yeast. Sci Rep 5: 14707.

89. Deng Z, Norseen J, Wiedmer A, Riethman H, Lieberman PM. 2009. TERRA RNA binding to TRF2 facilitates heterochromatin formation and ORC recruitment at telomeres. Mol Cell 35: 403-413.

90. DePamphilis ML. 2005. Cell cycle dependent regulation of the origin recognition complex. Cell Cycle 4: 70-79.

91. Dessau M, Halimi Y, Erez T, Chomsky-Hecht O, Chamovitz DA, Hirsch JA. 2008. The Arabidopsis COP9 signalosome subunit 7 is a model PCI domain protein with subdomains involved in COP9 signalosome assembly. Plant Cell 20: 2815-2834.

92. Dhar SK, Delmolino L, Dutta A. 2001. Architecture of the human origin recognition complex. J Biol Chem 276: 29067-29071.

93. Di Noia JM, Neuberger MS. 2007. Molecular mechanisms of antibody somatic hypermutation. Annu Rev Biochem 76: 1-22.

94. Diffley JF. 1996. Once and only once upon a time: specifying and regulating origins of DNA replication in eukaryotic cells. Genes Dev 10: 2819-2830.

95. Dimitrova L, Valkov E, Aibara S, Flemming D, McLaughlin SH, Hurt E, Stewart M. 2015. Structural Characterization of the Chaetomium thermophilum TREX-2 Complex and its Interaction with the mRNA Nuclear Export Factor Mex67:Mtr2. Structure 23: 1246-1257.

96. Ding D, Zhang Y, Yu H, Guo Y, Jiang L, He X, Ma W, Zheng W. 2012. Genetic variation of XPA gene and risk of cancer: a systematic review and pooled analysis. Int J cancer 131: 488496.

97. Dong X, Biswas A, Suel KE, Jackson LK, Martinez R, Gu H, Chook YM. 2009. Structural basis for leucine-rich nuclear export signal recognition by CRM1. Nature 458: 1136-1141.

98. Doostzadeh-Cizeron J, Evans R, Yin S, Goodrich DW. 1999. Apoptosis induced by the nuclear

172

death domain protein p84N5 is inhibited by association with Rb protein. Mol Biol Cell 10: 32513261.

99. Doostzadeh-Cizeron J, Terry NH, Goodrich DW. 2001. The nuclear death domain protein p84N5 activates a G2/M cell cycle checkpoint prior to the onset of apoptosis. J Biol Chem 276: 11271132.

100. Doyon Y, Selleck W, Lane WS, Tan S, Côté J. 2004. Structural and functional conservation of the NuA4 histone acetyltransferase complex from yeast to humans. Mol Cell Biol 24: 1884-1896.

101. Dufu K, Livingstone MJ, Seebacher J, Gygi SP, Wilson SA, Reed R. 2010. ATP is required for interactions between UAP56 and two conserved mRNA export proteins, Aly and CIP29, to assemble the TREX complex. Genes Dev 24: 2043-2053.

102. Durairaj G, Garg P, Bhaumik SR. 2009. Nuclear export of mRNA and its regulation by ubiquitylation. RNA Biol 6: 531-535.

103. Durand A, Bonnet J, Fournier M, Chavant V, Schultz P. 2014. Mapping the deubiquitination module within the SAGA complex. Structure 22: 1553-1559.

104. Durfee T, Mancini MA, Jones D, Elledge SJ, Lee WH. 1994. The amino-terminal region of the retinoblastoma gene product binds a novel nuclear matrix protein that co-localizes to centers for RNA processing. J Cell Biol 127: 609-622.

105. Dziembowski A, Ventura A-P, Rutz B, Caspary F, Faux C, Halgand F, Laprévote O, Séraphin B. 2004. Proteomic analysis identifies a new complex required for nuclear pre-mRNA retention and splicing. EMBO J 23: 4847-4856.

106. Eberharter A, Sterner DE, Schieltz D, Hassan A, Yates JR 3rd, Berger SL, Workman JL. 1999. The ADA complex is a distinct histone acetyltransferase complex in Saccharomyces cerevisiae. Mol Cell Biol 19: 6621-6631.

107. Eisenmann DM, Arndt KM, Ricupero SL, Rooney JW, Winston F. 1992. SPT3 interacts with TFIID to allow normal transcription in Saccharomyces cerevisiae. Genes Dev 6: 13191331.

108. Eisenmann DM, Chapon C, Roberts SM, Dollard C, Winston F. 1994. The Saccharomyces cerevisiae SPT8 gene encodes a very acidic protein that is functionally related to SPT3 and TATA-binding protein. Genetics 137: 647-657.

109. El Bounkari O, Guria A, Klebba-Faerber S, Claussen M, Pieler T, Griffiths JR, Whetton AD, Koch A, Tamura T. 2009. Nuclear localization of the pre-mRNA associating protein THOC7 depends upon its direct interaction with Fms tyrosine kinase interacting protein (FMIP). FEBSLett 583: 13-18.

110. Ellisdon AM, Dimitrova L, Hurt E, Stewart M. 2012. Structural basis for the assembly

173

and nucleic acid binding of the TREX-2 transcription-export complex. Nat Struct Mol Biol 19: 328-336.

111. Ellisdon AM, Jani D, Köhler A, Hurt E, Stewart M. 2010. Structural basis for the interaction between yeast Spt-Ada-Gcn5 acetyltransferase (SAGA) complex components Sgf11 and Sus1. J Biol Chem 285: 3850-3856.

112. Ellisdon AM, Stewart M. 2012. Structural biology of the PCI-protein fold. Bioarchitecture 2: 118-123.

113. Eswara MBK, McGuire AT, Pierce JB, Mangroo D. 2009. Utp9p facilitates Msn5p-mediated nuclear reexport of retrograded tRNAs in Saccharomyces cerevisiae. Mol Biol Cell 20: 5007-5025.

114. Evans RL, Poe BS, Goodrich DW. 2002. Nuclear localization is required for induction of apoptotic cell death by the Rb-associated p84N5 death domain protein. Oncogene 21: 46914695.

115. Fabrizio P, Dannenberg J, Dube P, Kastner B, Stark H, Urlaub H, Lührmann R. 2009. The evolutionarily conserved core design of the catalytic activation step of the yeast spliceosome. Mol Cell 36: 593-608.

116. Fassio CA, Schofield BJ, Seiser RM, Johnson AW, Lycan DE. 2010. Dominant mutations in the late 40S biogenesis factor Ltv1 affect cytoplasmic maturation of the small ribosomal subunit in Saccharomyces cerevisiae. Genetics 185: 199-209.

117. Faza MB, Chang Y, Occhipinti L, Kemmler S, Panse VG. 2012. Role of Mex67-Mtr2 in the nuclear export of 40S pre-ribosomes. PLoS Genet 8: e1002915.

118. Faza MB, Kemmler S, Jimeno S, Gonzalez-Aguilera C, Aguilera A, Hurt E, Panse VG. 2009. Sem1 is a functional component of the nuclear pore complex-associated messenger RNA export machinery. J Cell Biol 184: 833-846.

119. Feller C, Forne I, Imhof A, Becker PB. 2015. Global and specific responses of the histone acetylome to systematic perturbation. Mol Cell 57: 559-571.

120. Fischer T, Strasser K, Racz A, Rodriguez-Navarro S, Oppizzi M, Ihrig P, Lechner J, Hurt E. 2002. The mRNA export machinery requires the novel Sac3p-Thp1p complex to dock at the nucleoplasmic entrance of the nuclear pores. EMBO J 21: 5843-5852.

121. Fischl H, Howe FS, Furger A, Mellor J. 2017. Paf1 Has Distinct Roles in Transcription Elongation and Differential Transcript Fate. Mol Cell 65: 685-698.e8.

122. Fishburn J, Mohibullah N, Hahn S. 2005. Function of a eukaryotic transcription activator during the transcription cycle. Mol Cell 18: 369-378.

123. Fleckner J, Zhang M, Valcarcel J, Green MR. 1997. U2AF65 recruits a novel human DEAD box protein required for the U2 snRNP-branchpoint interaction. Genes Dev 11: 1864174

124. Folco EG, Lee C-S, Dufu K, Yamazaki T, Reed R. 2012. The proteins PDIP3 and ZC11A associate with the human TREX complex in an ATP-dependent manner and function in mRNA export. PLoS One 7: e43804.

125. Fousteri M, Vermeulen W, van Zeeland AA, Mullenders LHF. 2006. Cockayne syndrome A and B proteins differentially regulate recruitment of chromatin remodeling and repair factors to stalled RNA polymerase II in vivo. Mol Cell 23: 471-482.

126. Fribourg S, Braun IC, Izaurralde E, Conti E. 2001. Structural basis for the recognition of a nucleoporin FG repeat by the NTF2-like domain of the TAP/p15 mRNA nuclear export factor. Mol Cell 8: 645-656.

127. Fribourg S, Conti E. 2003. Structural similarity in the absence of sequence homology of the messenger RNA export factors Mtr2 and p15. EMBO Rep 4: 699-703.

128. Fries B, Heukeshoven J, Hauber I, Grüttner C, Stocking C, Kehlenbach RH, Hauber J, Chemnitz J. 2007. Analysis of nucleocytoplasmic trafficking of the HuR ligand APRIL and its influence on CD83 expression. J Biol Chem 282: 4504-4515.

129. Fursova NA, Nikolenko J V, Soshnikova N V, Mazina MY, Vorobyova NE, Krasnov AN. 2018. Zinc Finger Protein CG9890 - New Component of ENY2-Containing Complexes of Drosophila. Acta Naturae 10: 110-114.

130. Gajiwala KS, Burley SK. 2000. Winged helix proteins. Curr Opin Struct Biol 10: 110116.

131. Galán A, García-Oliver E, Nuño-Cabanes C, Rubinstein L, Kupiec M, Rodríguez-Navarro S. 2018. The evolutionarily conserved factor Sus1/ENY2 plays a role in telomere length maintenance. Curr Genet 64: 635-644.

132. Galy V, Gadal O, Fromont-Racine M, Romano A, Jacquier A, Nehrbass U. 2004. Nuclear retention of unspliced mRNAs in yeast is mediated by perinuclear Mlp1. Cell 116: 63-73.

133. Gangloff YG, Romier C, Thuault S, Werten S, Davidson I. 2001a. The histone fold is a key structural motif of transcription factor TFIID. Trends Biochem Sci 26: 250-257.

134. Gangloff YG, Sanders SL, Romier C, Kirschner D, Weil PA, Tora L, Davidson I. 2001b. Histone folds mediate selective heterodimerization of yeast TAF(II)25 with TFIID components yTAF(II)47 and yTAF(II)65 and with SAGA component ySPT7. Mol Cell Biol 21: 1841-1853.

135. García-Molinero V, García-Martínez J, Reja R, Furió-Tarí P, Antúnez O, Vinayachandran V, Conesa A, Pugh BF, Pérez-Ortín JE, Rodríguez-Navarro S. 2018. The SAGA/TREX-2 subunit Sus1 binds widely to transcribed genes and affects mRNA turnover globally. Epigenetics Chromatin 11: 13.

136. Garcia-Oliver E, Garcia-Molinero V, Rodriguez-Navarro S. 2012. mRNA export and

175

gene expression: the SAGA-TREX-2 connection. Biochim Biophys Acta 1819: 555-565.

137. Garden GA, La Spada AR. 2008. Molecular pathogenesis and cellular pathology of spinocerebellar ataxia type 7 neurodegeneration. Cerebellum 7: 138-149.

138. Gasparri F, Sola F, Locatelli G, Muzio M. 2004. The death domain protein p84N5, but not the short isoform p84N5s, is cell cycle-regulated and shuttles between the nucleus and the cytoplasm. FEBSLett 574: 13-19.

139. Georgiev PG, Gerasimova TI. 1989. Novel genes influencing the expression of the yellow locus and mdg4 (gypsy) in Drosophila melanogaster. Mol Gen Genet 220: 121-126.

140. Georgieva S, Kirschner DB, Jagla T, Nabirochkina E, Hanke S, Schenkel H, de Lorenzo C, Sinha P, Jagla K, Mechler B, et al. 2000. Two novel Drosophila TAF(II)s have homology with human TAF(II)30 and are differentially regulated during development. Mol Cell Biol 20: 1639-1648.

141. Georgieva S, Nabirochkina E, Dilworth FJ, Eickhoff H, Becker P, Tora L, Georgiev P, Soldatov A. 2001. The novel transcription factor e(y)2 interacts with TAF(II)40 and potentiates transcription activation on chromatin templates. Mol Cell Biol 21: 5223-5231.

142. Ghosh D, Gerasimova TI, Corces VG. 2001. Interactions between the Su(Hw) and Mod(mdg4) proteins required for gypsy insulator function. EMBO J20: 2518-2527.

143. Gilbert W, Guthrie C. 2004. The Glc7p nuclear phosphatase promotes mRNA export by facilitating association of Mex67p with mRNA. Mol Cell 13: 201-212.

144. Girard C, Will CL, Peng J, Makarov EM, Kastner B, Lemm I, Urlaub H, Hartmuth K, Lührmann R. 2012. Post-transcriptional spliceosomes are retained in nuclear speckles until splicing completion. Nat Commun 3: 994.

145. Glover-Cutter K, Larochelle S, Erickson B, Zhang C, Shokat K, Fisher RP, Bentley DL. 2009. TFIIH-associated Cdk7 kinase functions in phosphorylation of C-terminal domain Ser7 residues, promoter-proximal pausing, and termination by RNA polymerase II. Mol Cell Biol 29: 5455-5464.

146. Golovanov AP, Hautbergue GM, Tintaru AM, Lian L-Y, Wilson SA. 2006. The solution structure of REF2-I reveals interdomain interactions and regions involved in binding mRNA export factors and RNA. RNA 12: 1933-1948.

147. Gómez-González B, Aguilera A. 2007. Activation-induced cytidine deaminase action is strongly stimulated by mutations of the THO complex. Proc Natl Acad Sci U S A 104: 84098414.

148. Gordon JMB, Aibara S, Stewart M. 2017. Structure of the Sac3 RNA-binding M-region in the Saccharomyces cerevisiae TREX-2 complex. Nucleic Acids Res 45: 5577-5585.

149. Grant PA, Eberharter A, John S, Cook RG, Turner BM, Workman JL. 1999. Expanded

176

lysine acetylation specificity of Gcn5 in native complexes. J Biol Chem 274: 5895-5900.

150. Grey M, Düsterhöft A, Henriques JA, Brendel M. 1996. Allelism of PSO4 and PRP19 links pre-mRNA processing with recombination and error-prone DNA repair in Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids Res 24: 4009-4014.

151. Grillari J, Hohenwarter O, Grabherr RM, Katinger H. 2000. Subtractive hybridization of mRNA from early passage and senescent endothelial cells. Exp Gerontol 35: 187-197.

152. Gromadzka AM, Steckelberg A-L, Singh KK, Hofmann K, Gehring NH. 2016. A short conserved motif in ALYREF directs cap- and EJC-dependent assembly of export complexes on spliced mRNAs. Nucleic Acids Res 44: 2348-2361.

153. Grote M, Wolf E, Will CL, Lemm I, Agafonov DE, Schomburg A, Fischle W, Urlaub H, Lührmann R. 2010. Molecular architecture of the human Prp19/CDC5L complex. Mol Cell Biol 30:2105-2119.

154. Grünwald D, Singer RH, Rout M. 2011. Nuclear export dynamics of RNA-protein complexes. Nature 475: 333-341.

155. Grüter P, Tabernero C, von Kobbe C, Schmitt C, Saavedra C, Bachi A, Wilm M, Felber BK, Izaurralde E. 1998. TAP, the human homolog of Mex67p, mediates CTE-dependent RNA export from the nucleus. Mol Cell 1: 649-659.

156. Gu M, Lima CD. 2005. Processing the message: structural insights into capping and decapping mRNA. Curr Opin Struct Biol 15: 99-106.

157. Guelman S, Kozuka K, Mao Y, Pham V, Solloway MJ, Wang J, Wu J, Lill JR, Zha J. 2009. The double-histone-acetyltransferase complex ATAC is essential for mammalian development. Mol Cell Biol 29: 1176-1188.

158. Guelman S, Suganuma T, Florens L, Swanson SK, Kiesecker CL, Kusch T, Anderson S, Yates JR 3rd, Washburn MP, Abmayr SM, et al. 2006. Host cell factor and an uncharacterized SANT domain protein are stable components of ATAC, a novel dAda2A/dGcn5-containing histone acetyltransferase complex in Drosophila. Mol Cell Biol 26: 871-882.

159. Gwizdek C, Hobeika M, Kus B, Ossareh-Nazari B, Dargemont C, Rodriguez MS. 2005. The mRNA nuclear export factor Hpr1 is regulated by Rsp5-mediated ubiquitylation. J Biol Chem 280: 13401-13405.

160. Gwizdek C, Iglesias N, Rodriguez MS, Ossareh-Nazari B, Hobeika M, Divita G, Stutz F, Dargemont C. 2006. Ubiquitin-associated domain of Mex67 synchronizes recruitment of the mRNA export machinery with transcription. Proc Natl Acad Sci U S A 103: 16376-16381.

161. Hackmann A, Wu H, Schneider U-M, Meyer K, Jung K, Krebber H. 2014. Quality control of spliced mRNAs requires the shuttling SR proteins Gbp2 and Hrb1. Nat Commun 5: 3123.

162. Han J, Lee Y, Yeom K-H, Kim Y-K, Jin H, Kim VN. 2004. The Drosha-DGCR8 complex

177

in primary microRNA processing. Genes Dev 18: 3016-3027.

163. Han Y, Luo J, Ranish J, Hahn S. 2014. Architecture of the Saccharomyces cerevisiae SAGA transcription coactivator complex. EMBO J 33: 2534-2546.

164. Hargous Y, Hautbergue GM, Tintaru AM, Skrisovska L, Golovanov AP, Stevenin J, Lian L-Y, Wilson SA, Allain FH-T. 2006. Molecular basis of RNA recognition and TAP binding by the SR proteins SRp20 and 9G8. EMBO J25: 5126-5137.

165. Hautbergue GM, Hung M-L, Walsh MJ, Snij ders APL, Chang C-T, Jones R, Ponting CP, Dickman MJ, Wilson SA. 2009. UIF, a New mRNA export adaptor that works together with REF/ALY, requires FACT for recruitment to mRNA. Curr Biol 19: 1918-1924.

166. Heath CG, Viphakone N, Wilson SA. 2016. The role of TREX in gene expression and disease. Biochem J 473: 2911-2935.

167. Hellmuth K, Lau DM, Bischoff FR, Künzler M, Hurt E, Simos G. 1998. Yeast Los1p has properties of an exportin-like nucleocytoplasmic transport factor for tRNA. Mol Cell Biol 18: 6374-6386.

168. Helmlinger D, Hardy S, Sasorith S, Klein F, Robert F, Weber C, Miguet L, Potier N, Van-Dorsselaer A, Wurtz J-M, et al. 2004. Ataxin-7 is a subunit of GCN5 histone acetyltransferase-containing complexes. Hum Mol Genet 13: 1257-1265.

169. Helmlinger D, Tora L. 2017. Sharing the SAGA. Trends Biochem Sci 42: 850-861.

170. Henras AK, Plisson-Chastang C, O'Donohue M-F, Chakraborty A, Gleizes P-E. 2015. An overview of pre-ribosomal RNA processing in eukaryotes. Wiley Interdiscip Rev RNA 6: 225-242.

171. Henriques JA, Moustacchi E. 1980. Isolation and characterization of pso mutants sensitive to photo-addition of psoralen derivatives in Saccharomyces cerevisiae. Genetics 95: 273-288.

172. Henriques JA, Vicente EJ, Leandro da Silva K V, Schenberg AC. 1989. PSO4: a novel gene involved in error-prone repair in Saccharomyces cerevisiae. Mutat Res 218: 111-124.

173. Henry KW, Wyce A, Lo W-S, Duggan LJ, Emre NCT, Kao C-F, Pillus L, Shilatifard A, Osley MA, Berger SL. 2003. Transcriptional activation via sequential histone H2B ubiquitylation and deubiquitylation, mediated by SAGA-associated Ubp8. Genes Dev 17: 26482663.

174. Henry RW, Sadowski CL, Kobayashi R, Hernandez N. 1995. A TBP-TAF complex required for transcription of human snRNA genes by RNA polymerase II and III. Nature 374: 653-656.

175. Herbig E, Warfield L, Fish L, Fishburn J, Knutson BA, Moorefield B, Pacheco D, Hahn S. 2010. Mechanism of Mediator recruitment by tandem Gcn4 activation domains and three

178

Gal11 activator-binding domains. Mol Cell Biol 30: 2376-2390.

176. Hernandez GJ, Valafar F, Stumph WE. 2007. Insect small nuclear RNA gene promoters evolve rapidly yet retain conserved features involved in determining promoter activity and RNA polymerase specificity. Nucleic Acids Res 35: 21-34.

177. Herold A, Klymenko T, Izaurralde E. 2001. NXF1/p15 heterodimers are essential for mRNA nuclear export in Drosophila. RNA 7: 1768-1780.

178. Herold A, Suyama M, Rodrigues JP, Braun IC, Kutay U, Carmo-Fonseca M, Bork P, Izaurralde E. 2000. TAP (NXF1) belongs to a multigene family of putative RNA export factors with a conserved modular architecture. Mol Cell Biol 20: 8996-9008.

179. Ho JH, Kallstrom G, Johnson AW. 2000. Nmd3p is a Crm1p-dependent adapter protein for nuclear export of the large ribosomal subunit. J Cell Biol 151: 1057-1066.

180. Hobeika M, Brockmann C, Gruessing F, Neuhaus D, Divita G, Stewart M, Dargemont C. 2009. Structural requirements for the ubiquitin-associated domain of the mRNA export factor Mex67 to bind its specific targets, the transcription elongation THO complex component Hpr1 and nucleoporin FXFG repeats. J Biol Chem 284: 17575-17583.

181. Hocine S, Singer RH, Grünwald D. 2010. RNA processing and export. Cold Spring Harb Perspect Biol 2: a000752.

182. Hoeijmakers JH. 2001. Genome maintenance mechanisms for preventing cancer. Nature 411:366-374.

183. Hogg R, McGrail JC, O'Keefe RT. 2010. The function of the NineTeen Complex (NTC) in regulating spliceosome conformations and fidelity during pre-mRNA splicing. Biochem Soc Trans 38: 1110-1115.

184. Hong L, Schroth GP, Matthews HR, Yau P, Bradbury EM. 1993. Studies of the DNA binding properties of histone H4 amino terminus. Thermal denaturation studies reveal that acetylation markedly reduces the binding constant of the H4 "tail" to DNA. J Biol Chem 268: 305-314.

185. Hong S-P, Carlson M. 2007. Regulation of snf1 protein kinase in response to environmental stress. J Biol Chem 282: 16838-16845.

186. Hopper AK. 2013. Transfer RNA post-transcriptional processing, turnover, and subcellular dynamics in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Genetics 194: 43-67.

187. Hoshina S, Yura K, Teranishi H, Kiyasu N, Tominaga A, Kadoma H, Nakatsuka A, Kunichika T, Obuse C, Waga S. 2013. Human origin recognition complex binds preferentially to G-quadruplex-preferable RNA and single-stranded DNA. J Biol Chem 288: 30161-30171.

188. Hsin J-P, Xiang K, Manley JL. 2014. Function and control of RNA polymerase II C-terminal domain phosphorylation in vertebrate transcription and RNA processing. Mol Cell Biol

179

34:2488-2498.

189. Hsu C-H, Chen Y-J, Yang C-N. 2019. Loss of function in SAGA deubiquitinating module caused by Sgf73 H93A mutation: A molecular dynamics study. J Mol Graph Model 91: 112118.

190. Huang Y, Gattoni R, Stevenin J, Steitz JA. 2003. SR splicing factors serve as adapter proteins for TAP-dependent mRNA export. Mol Cell 11: 837-843.

191. Huang Y, Steitz JA. 2001. Splicing factors SRp20 and 9G8 promote the nucleocytoplasmic export of mRNA. Mol Cell 7: 899-905.

192. Huertas P, Aguilera A. 2003. Cotranscriptionally formed DNA:RNA hybrids mediate transcription elongation impairment and transcription-associated recombination. Mol Cell 12: 711-721.

193. Hung K-H, Stumph WE. 2011. Regulation of snRNA gene expression by the Drosophila melanogaster small nuclear RNA activating protein complex (DmSNAPc). Crit Rev Biochem Mol Biol 46: 11-26.

194. Hung M-L, Hautbergue GM, Snijders APL, Dickman MJ, Wilson SA. 2010. Arginine methylation of REF/ALY promotes efficient handover of mRNA to TAP/NXF1. Nucleic Acids Res 38: 3351-3361.

195. Hurt E, Luo M-J, Rother S, Reed R, Strasser K. 2004. Cotranscriptional recruitment of the serine-arginine-rich (SR)-like proteins Gbp2 and Hrb1 to nascent mRNA via the TREX complex. Proc Natl Acad Sci US A 101: 1858-1862.

196. Hutten S, Kehlenbach RH. 2007. CRM1-mediated nuclear export: to the pore and beyond. Trends Cell Biol 17: 193-201.

197. Iglesias N, Tutucci E, Gwizdek C, Vinciguerra P, Von Dach E, Corbett AH, Dargemont C, Stutz F. 2010. Ubiquitin-mediated mRNP dynamics and surveillance prior to budding yeast mRNA export. Genes Dev 24: 1927-1938.

198. Ingvarsdottir K, Krogan NJ, Emre NCT, Wyce A, Thompson NJ, Emili A, Hughes TR, Greenblatt JF, Berger SL. 2005. H2B ubiquitin protease Ubp8 and Sgf11 constitute a discrete functional module within the Saccharomyces cerevisiae SAGA complex. Mol Cell Biol 25: 1162-1172.

199. Jani D, Lutz S, Hurt E, Laskey RA, Stewart M, Wickramasinghe VO. 2012. Functional and structural characterization of the mammalian TREX-2 complex that links transcription with nuclear messenger RNA export. Nucleic Acids Res 40: 4562-4573.

200. Jani D, Lutz S, Marshall NJ, Fischer T, Kohler A, Ellisdon AM, Hurt E, Stewart M. 2009. Sus1, Cdc31, and the Sac3 CID region form a conserved interaction platform that promotes nuclear pore association and mRNA export. Mol Cell 33: 727-737.

180

201. Jani D, Valkov E, Stewart M. 2014. Structural basis for binding the TREX2 complex to nuclear pores, GAL1 localisation and mRNA export. Nucleic Acids Res 42: 6686-6697.

202. Janson L, Weller P, Pettersson U. 1989. Nuclear factor I can functionally replace transcription factor Sp1 in a U2 small nuclear RNA gene enhancer. J Mol Biol 205: 387-396.

203. Jawdekar GW, Henry RW. 2008. Transcriptional regulation of human small nuclear RNA genes. Biochim Biophys Acta 1779: 295-305.

204. Jensen RC, Wang Y, Hardin SB, Stumph WE. 1998. The proximal sequence element (PSE) plays a major role in establishing the RNA polymerase specificity of Drosophila U-snRNA genes. Nucleic Acids Res 26: 616-622.

205. Jiang R, Carlson M. 1996. Glucose regulates protein interactions within the yeast SNF1 protein kinase complex. Genes Dev 10: 3105-3115.

206. Jin Q, Yu L-R, Wang L, Zhang Z, Kasper LH, Lee J-E, Wang C, Brindle PK, Dent SYR, Ge K. 2011. Distinct roles of GCN5/PCAF-mediated H3K9ac and CBP/p300-mediated H3K18/27ac in nuclear receptor transactivation. EMBO J 30: 249-262.

207. Johnson SA, Cubberley G, Bentley DL. 2009. Cotranscriptional recruitment of the mRNA export factor Yral by direct interaction with the 3' end processing factor Pcf11. Mol Cell 33: 215-226.

208. Johnson SA, Kim H, Erickson B, Bentley DL. 2011. The export factor Yra1 modulates mRNA 3' end processing. Nat Struct Mol Biol 18: 1164-1171.

209. Kaida D, Motoyoshi H, Tashiro E, Nojima T, Hagiwara M, Ishigami K, Watanabe H, Kitahara T, Yoshida T, Nakajima H, et al. 2007. Spliceostatin A targets SF3b and inhibits both splicing and nuclear retention of pre-mRNA. Nat Chem Biol 3: 576-583.

210. Kang Y, Bogerd HP, Yang J, Cullen BR. 1999. Analysis of the RNA binding specificity of the human tap protein, a constitutive transport element-specific nuclear RNA export factor. Virology 262: 200-209.

211. Kass S, Tyc K, Steitz JA, Sollner-Webb B. 1990. The U3 small nucleolar ribonucleoprotein functions in the first step of preribosomal RNA processing. Cell 60: 897-908.

212. Katahira J. 2015. Nuclear export of messenger RNA. Genes (Basel) 6: 163-184.

213. Katahira J, Dimitrova L, Imai Y, Hurt E. 2015. NTF2-like domain of Tap plays a critical role in cargo mRNA recognition and export. Nucleic Acids Res 43: 1894-1904.

214. Katahira J, Inoue H, Hurt E, Yoneda Y. 2009. Adaptor Aly and co-adaptor Thoc5 function in the Tap-p15-mediated nuclear export of HSP70 mRNA. EMBO J 28: 556-567.

215. Katahira J, Okuzaki D, Inoue H, Yoneda Y, Maehara K, Ohkawa Y. 2013. Human TREX component Thoc5 affects alternative polyadenylation site choice by recruiting mammalian cleavage factor I. Nucleic Acids Res 41: 7060-7072.

181

216. Katahira J, Strasser K, Podtelejnikov A, Mann M, Jung JU, Hurt E. 1999. The Mex67p-mediated nuclear mRNA export pathway is conserved from yeast to human. EMBO J 18: 25932609.

217. Katahira J, Yoneda Y. 2011. Nucleocytoplasmic transport of microRNAs and related small RNAs. Traffic 12: 1468-1474.

218. Kataoka N, Diem MD, Kim VN, Yong J, Dreyfuss G. 2001. Magoh, a human homolog of Drosophila mago nashi protein, is a component of the splicing-dependent exon-exon junction complex. EMBO J20: 6424-6433.

219. Kato M, Han TW, Xie S, Shi K, Du X, Wu LC, Mirzaei H, Goldsmith EJ, Longgood J, Pei J, et al. 2012. Cell-free formation of RNA granules: low complexity sequence domains form dynamic fibers within hydrogels. Cell 149: 753-767.

220. Kenneth NS, Ramsbottom BA, Gomez-Roman N, Marshall L, Cole PA, White RJ. 2007. TRRAP and GCN5 are used by c-Myc to activate RNA polymerase III transcription. Proc Natl AcadSci USA 104: 14917-14922.

221. Keogh M-C, Mennella TA, Sawa C, Berthelet S, Krogan NJ, Wolek A, Podolny V, Carpenter LR, Greenblatt JF, Baetz K, et al. 2006. The Saccharomyces cerevisiae histone H2A variant Htz1 is acetylated by NuA4. Genes Dev 20: 660-665.

222. Kiesler E, Miralles F, Visa N. 2002. HEL/UAP56 binds cotranscriptionally to the Balbiani ring pre-mRNA in an intron-independent manner and accompanies the BR mRNP to the nuclear pore. Curr Biol 12: 859-862.

223. Kim H, Erickson B, Luo W, Seward D, Graber JH, Pollock DD, Megee PC, Bentley DL. 2010. Gene-specific RNA polymerase II phosphorylation and the CTD code. Nat Struct Mol Biol 17:1279-1286.

224. Kim M, Ahn S-H, Krogan NJ, Greenblatt JF, Buratowski S. 2004. Transitions in RNA polymerase II elongation complexes at the 3' ends of genes. EMBO J 23: 354-364.

225. Kim M, Choi Y, Kim H, Lee D. 2019. SAGA DUBm-mediated surveillance regulates prompt export of stress-inducible transcripts for proteostasis. Nat Commun 10: 2458.

226. Kim VN, Yong J, Kataoka N, Abel L, Diem MD, Dreyfuss G. 2001. The Y14 protein communicates to the cytoplasm the position of exon-exon junctions. EMBO J20: 2062-2068.

227. Klöckner C, Schneider M, Lutz S, Jani D, Kressler D, Stewart M, Hurt E, Köhler A. 2009. Mutational uncoupling of the role of Sus1 in nuclear pore complex targeting of an mRNA export complex and histone H2B deubiquitination. J Biol Chem 284: 12049-12056.

228. Knockenhauer KE, Schwartz TU. 2016. The Nuclear Pore Complex as a Flexible and Dynamic Gate. Cell 164: 1162-1171.

229. Kohler A, Hurt E. 2007. Exporting RNA from the nucleus to the cytoplasm. Nat Rev Mol

182

Cell Biol 8: 761-773.

230. Köhler A, Pascual-García P, Llopis A, Zapater M, Posas F, Hurt E, Rodríguez-Navarro S. 2006. The mRNA export factor Sus1 is involved in Spt/Ada/Gcn5 acetyltransferase-mediated H2B deubiquitinylation through its interaction with Ubp8 and Sgf11. Mol Biol Cell 17: 42284236.

231. Kohler A, Zimmerman E, Schneider M, Hurt E, Zheng N. 2010. Structural basis for assembly and activation of the heterotetrameric SAGA histone H2B deubiquitinase module. Cell 141: 606-617.

232. Koncz C, Dejong F, Villacorta N, Szakonyi D, Koncz Z. 2012. The spliceosome-activating complex: molecular mechanisms underlying the function of a pleiotropic regulator. Front Plant Sci 3: 9.

233. Kopytova DV, Orlova AV, Krasnov AN, Gurskiy DY, Nikolenko JV, Nabirochkina EN, Shidlovskii YV, Georgieva SG. 2010. Multifunctional factor ENY2 is associated with the THO complex and promotes its recruitment onto nascent mRNA. Genes Dev 24.

234. Kouzarides T. 2007. Chromatin modifications and their function. Cell 128: 693-705.

235. Kramer EB, Hopper AK. 2013. Retrograde transfer RNA nuclear import provides a new level of tRNA quality control in Saccharomyces cerevisiae. Proc Natl Acad Sci U S A 110: 21042-21047.

236. Krebs AR, Demmers J, Karmodiya K, Chang N-C, Chang AC, Tora L. 2010. ATAC and Mediator coactivators form a stable complex and regulate a set of non-coding RNA genes. EMBO Rep 11: 541-547.

237. Kuhlman TC, Cho H, Reinberg D, Hernandez N. 1999. The general transcription factors IIA, IIB, IIF, and IIE are required for RNA polymerase II transcription from the human U1 small nuclear RNA promoter. Mol Cell Biol 19: 2130-2141.

238. Kuraoka I, Ito S, Wada T, Hayashida M, Lee L, Saijo M, Nakatsu Y, Matsumoto M, Matsunaga T, Handa H, et al. 2008. Isolation of XAB2 complex involved in pre-mRNA splicing, transcription, and transcription-coupled repair. J Biol Chem 283: 940-950.

239. Kurshakova M, Maksimenko O, Golovnin A, Pulina M, Georgieva S, Georgiev P, Krasnov A. 2007a. Evolutionarily conserved E(y)2/Sus1 protein is essential for the barrier activity of Su(Hw)-dependent insulators in Drosophila. Mol Cell 27: 332-338.

240. Kurshakova MM, Krasnov AN, Kopytova DV, Shidlovskii YV, Nikolenko JV, Nabirochkina EN, Spehner D, Schultz P, Tora L, Georgieva SG. 2007b. SAGA and a novel Drosophila export complex anchor efficient transcription and mRNA export to NPC. EMBO J 26.

241. Kusch T, Guelman S, Abmayr SM, Workman JL. 2003. Two Drosophila Ada2

183

homologues function in different multiprotein complexes. Mol Cell Biol 23: 3305-3319.

242. Kutay U, Lipowsky G, Izaurralde E, Bischoff FR, Schwarzmaier P, Hartmann E, Görlich D. 1998. Identification of a tRNA-specific nuclear export receptor. Mol Cell 1: 359-369.

243. Lai H-T, Chen H, Li C, McNamara-Schroeder KJ, Stumph WE. 2005. The PSEA promoter element of the Drosophila U1 snRNA gene is sufficient to bring DmSNAPc into contact with 20 base pairs of downstream DNA. Nucleic Acids Res 33: 6579-6586.

244. Lalonde M-E, Cheng X, Côté J. 2014. Histone target selection within chromatin: an exemplary case of teamwork. Genes Dev 28: 1029-1041.

245. Lan X, Koutelou E, Schibler AC, Chen YC, Grant PA, Dent SYR. 2015. Poly(Q) Expansions in ATXN7 Affect Solubility but Not Activity of the SAGA Deubiquitinating Module. Mol Cell Biol 35: 1777-1787.

246. Lang G, Bonnet J, Umlauf D, Karmodiya K, Koffler J, Stierle M, Devys D, Tora L. 2011. The tightly controlled deubiquitination activity of the human SAGA complex differentially modifies distinct gene regulatory elements. Mol Cell Biol 31: 3734-3744.

247. Le Hir H, Andersen GR. 2008. Structural insights into the exon junction complex. Curr Opin Struct Biol 18: 112-119.

248. Le Hir H, Gatfield D, Izaurralde E, Moore MJ. 2001. The exon-exon junction complex provides a binding platform for factors involved in mRNA export and nonsense-mediated mRNA decay. EMBO J 20: 4987-4997.

249. Le Hir H, Nott A, Moore MJ. 2003. How introns influence and enhance eukaryotic gene expression. TrendsBiochem Sci 28: 215-220.

250. Lebedeva LA, Nabirochkina EN, Kurshakova MM, Robert F, Krasnov AN, Evgen'ev MB, Kadonaga JT, Georgieva SG, Tora L. 2005. Occupancy of the Drosophila hsp70 promoter by a subset of basal transcription factors diminishes upon transcriptional activation. Proc Natl Acad Sci U S A 102: 18087-18092.

251. Lee KK, Florens L, Swanson SK, Washburn MP, Workman JL. 2005. The deubiquitylation activity of Ubp8 is dependent upon Sgf11 and its association with the SAGA complex. Mol Cell Biol 25: 1173-1182.

252. Lee KK, Prochasson P, Florens L, Swanson SK, Washburn MP, Workman JL. 2004a. Proteomic analysis of chromatin-modifying complexes in Saccharomyces cerevisiae identifies novel subunits. Biochem Soc Trans 32: 899-903.

253. Lee KK, Sardiu ME, Swanson SK, Gilmore JM, Torok M, Grant PA, Florens L, Workman JL, Washburn MP. 2011. Combinatorial depletion analysis to assemble the network architecture of the SAGA and ADA chromatin remodeling complexes. Mol Syst Biol 7: 503.

254. Lee KK, Swanson SK, Florens L, Washburn MP, Workman JL. 2009. Yeast

184

Sgf73/Ataxin-7 serves to anchor the deubiquitination module into both SAGA and Slik(SALSA) HAT complexes. Epigenetics Chromatin 2: 2.

255. Lee Y, Kim M, Han J, Yeom K-H, Lee S, Baek SH, Kim VN. 2004b. MicroRNA genes are transcribed by RNA polymerase II. EMBO J 23: 4051-4060.

256. Lei H, Dias AP, Reed R. 2011. Export and stability of naturally intronless mRNAs require specific coding region sequences and the TREX mRNA export complex. Proc Natl Acad Sci U SA 108:17985-17990.

257. Lei H, Zhai B, Yin S, Gygi S, Reed R. 2013. Evidence that a consensus element found in naturally intronless mRNAs promotes mRNA export. Nucleic Acids Res 41: 2517-2525.

258. Lempiäinen H, Halazonetis TD. 2009. Emerging common themes in regulation of PIKKs and PI3Ks. EMBO J28: 3067-3073.

259. Leo M, Fanelli G, Di Vito S, Traversetti B, La Greca M, Palladino RA, Montanari A, Francisci S, Filetici P. 2018. Ubiquitin protease Ubp8 is necessary for S. cerevisiae respiration. Biochim Biophys acta Mol cell Res.

260. Levesque L, Guzik B, Guan T, Coyle J, Black BE, Rekosh D, Hammarskjöld ML, Paschal BM. 2001. RNA export mediated by tap involves NXT1-dependent interactions with the nuclear pore complex. J Biol Chem 276: 44953-44962.

261. Lewis A, Felberbaum R, Hochstrasser M. 2007. A nuclear envelope protein linking nuclear pore basket assembly, SUMO protease regulation, and mRNA surveillance. J Cell Biol 178: 813-827.

262. Li C, Harding GA, Parise J, McNamara-Schroeder KJ, Stumph WE. 2004. Architectural arrangement of cloned proximal sequence element-binding protein subunits on Drosophila U1 and U6 snRNA gene promoters. Mol Cell Biol 24: 1897-1906.

263. Li J, Chen X. 2003. PAUSED, a putative exportin-t, acts pleiotropically in Arabidopsis development but is dispensable for viability. Plant Physiol 132: 1913-1924.

264. Li R, Yang L, Fouts E, Botchan MR. 1993. Site-specific DNA-binding proteins important for replication and transcription have multiple activities. Cold Spring Harb Symp Quant Biol 58: 403-413.

265. Li W, Atanassov BS, Lan X, Mohan RD, Swanson SK, Farria AT, Florens L, Washburn MP, Workman JL, Dent SYR. 2016. Cytoplasmic ATXN7L3B Interferes with Nuclear Functions of the SAGA Deubiquitinase Module. Mol Cell Biol 36: 2855-2866.

266. Li X, Seidel CW, Szerszen LT, Lange JJ, Workman JL, Abmayr SM. 2017. Enzymatic modules of the SAGA chromatin-modifying complex play distinct roles in Drosophila gene expression and development. Genes Dev 31: 1588-1600.

267. Liker E, Fernandez E, Izaurralde E, Conti E. 2000. The structure of the mRNA export

185

factor TAP reveals a cis arrangement of a non-canonical RNP domain and an LRR domain. EMBO J 19: 5587-5598.

268. Lim S, Kwak J, Kim M, Lee D. 2013. Separation of a functional deubiquitylating module from the SAGA complex by the proteasome regulatory particle. Nat Commun 4: 2641.

269. Lindblad K, Savontaus ML, Stevanin G, Holmberg M, Digre K, Zander C, Ehrsson H, David G, Benomar A, Nikoskelainen E, et al. 1996. An expanded CAG repeat sequence in spinocerebellar ataxia type 7. Genome Res 6: 965-971.

270. Liu Y-C, Chen H-C, Wu N-Y, Cheng S-C. 2007. A novel splicing factor, Yju2, is associated with NTC and acts after Prp2 in promoting the first catalytic reaction of pre-mRNA splicing. Mol Cell Biol 27: 5403-5413.

271. Lo PC, Mount SM. 1990. Drosophila melanogaster genes for U1 snRNA variants and their expression during development. Nucleic Acids Res 18: 6971-6979.

272. Long JC, Caceres JF. 2009. The SR protein family of splicing factors: master regulators of gene expression. Biochem J417: 15-27.

273. Löscher M, Fortschegger K, Ritter G, Wostry M, Voglauer R, Schmid JA, Watters S, Rivett AJ, Ajuh P, Lamond AI, et al. 2005. Interaction of U-box E3 ligase SNEV with PSMB4, the beta7 subunit of the 20 S proteasome. Biochem J388: 593-603.

274. Lu Q, Tang X, Tian G, Wang F, Liu K, Nguyen V, Kohalmi SE, Keller WA, Tsang EWT, Harada JJ, et al. 2010. Arabidopsis homolog of the yeast TREX-2 mRNA export complex: components and anchoring nucleoporin. Plant J 61: 259-270.

275. Luna R, Gaillard H, González-Aguilera C, Aguilera A. 2008. Biogenesis of mRNPs: integrating different processes in the eukaryotic nucleus. Chromosoma 117: 319-331.

276. Luna R, Rondon AG, Aguilera A. 2012. New clues to understand the role of THO and other functionally related factors in mRNP biogenesis. Biochim Biophys Acta 1819: 514-520.

277. Lund E, Dahlberg JE. 1998. Proofreading and aminoacylation of tRNAs before export from the nucleus. Science 282: 2082-2085.

278. Luo MJ, Reed R. 1999. Splicing is required for rapid and efficient mRNA export in metazoans. Proc Natl Acad Sci U S A 96: 14937-14942.

279. Luo ML, Zhou Z, Magni K, Christoforides C, Rappsilber J, Mann M, Reed R. 2001. Pre-mRNA splicing and mRNA export linked by direct interactions between UAP56 and Aly. Nature 413: 644-647.

280. Ma J, Liu Z, Michelotti N, Pitchiaya S, Veerapaneni R, Androsavich JR, Walter NG, Yang W. 2013. High-resolution three-dimensional mapping of mRNA export through the nuclear pore. Nat Commun 4: 2414.

281. Ma XM, Yoon S-O, Richardson CJ, Jülich K, Blenis J. 2008. SKAR links pre-mRNA

186

splicing to mTOR/S6K1-mediated enhanced translation efficiency of spliced mRNAs. Cell 133: 303-313.

282. Machida YJ, Hamlin JL, Dutta A. 2005. Right place, right time, and only once: replication initiation in metazoans. Cell 123: 13-24.

283. MacKellar AL, Greenleaf AL. 2011. Cotranscriptional association of mRNA export factor Yra1 with C-terminal domain of RNA polymerase II. J Biol Chem 286: 36385-36395.

284. Mahajan KN, Mitchell BS. 2003. Role of human Pso4 in mammalian DNA repair and association with terminal deoxynucleotidyl transferase. Proc Natl Acad Sci U S A 100: 1074610751.

285. Makarov EM, Makarova O V, Urlaub H, Gentzel M, Will CL, Wilm M, Lührmann R. 2002. Small nuclear ribonucleoprotein remodeling during catalytic activation of the spliceosome. Science 298: 2205-2208.

286. Makarova O V, Makarov EM, Urlaub H, Will CL, Gentzel M, Wilm M, Lührmann R. 2004. A subset of human 35S U5 proteins, including Prp19, function prior to catalytic step 1 of splicing. EMBO J23: 2381-2391.

287. Maksimenko O, Kyrchanova O, Bonchuk A, Stakhov V, Parshikov A, Georgiev P. 2014. Highly conserved ENY2/Sus1 protein binds to Drosophila CTCF and is required for barrier activity. Epigenetics 9: 1261-1270.

288. Maksimenko OG, Belova E V, Georgiev PG. 2018. Identification of the ORC Complex Subunits That Can Interact with the ENY2 Protein of Drosophila melanogaster. Dokl Biochem Biophys 480: 155-157.

289. Mancini A, Koch A, Whetton AD, Tamura T. 2004. The M-CSF receptor substrate and interacting protein FMIP is governed in its subcellular localization by protein kinase C-mediated phosphorylation, and thereby potentiates M-CSF-mediated differentiation. Oncogene 23: 65816589.

290. Mancini A, Niemann-Seyde SC, Pankow R, El Bounkari O, Klebba-Färber S, Koch A, Jaworska E, Spooncer E, Gruber AD, Whetton AD, et al. 2010. THOC5/FMIP, an mRNA export TREX complex protein, is essential for hematopoietic primitive cell survival in vivo. BMC Biol 8: 1.

291. Mandal SS, Chu C, Wada T, Handa H, Shatkin AJ, Reinberg D. 2004. Functional interactions of RNA-capping enzyme with factors that positively and negatively regulate promoter escape by RNA polymerase II. Proc Natl Acad Sci U S A 101: 7572-7577.

292. Mao P, Meas R, Dorgan KM, Smerdon MJ. 2014. UV damage-induced RNA polymerase II stalling stimulates H2B deubiquitylation. Proc Natl Acad Sci U S A 111: 12811-12816.

293. Martinez E, Palhan VB, Tjernberg A, Lymar ES, Gamper AM, Kundu TK, Chait BT,

187

Roeder RG. 2001. Human STAGA complex is a chromatin-acetylating transcription coactivator that interacts with pre-mRNA splicing and DNA damage-binding factors in vivo. Mol Cell Biol 21:6782-6795.

294. Martins SB, Rino J, Carvalho T, Carvalho C, Yoshida M, Klose JM, de Almeida SF, Carmo-Fonseca M. 2011. Spliceosome assembly is coupled to RNA polymerase II dynamics at the 3' end of human genes. Nat Struct Mol Biol 18: 1115-1123.

295. Mason AG, Garza RM, McCormick MA, Patel B, Kennedy BK, Pillus L, La Spada AR. 2017. The replicative lifespan-extending deletion of SGF73 results in altered ribosomal gene expression in yeast. Aging Cell 16: 785-796.

296. Masuda S, Das R, Cheng H, Hurt E, Dorman N, Reed R. 2005. Recruitment of the human TREX complex to mRNA during splicing. Genes Dev 19: 1512-1517.

297. Masuyama K, Taniguchi I, Kataoka N, Ohno M. 2004. RNA length defines RNA export pathway. Genes Dev 18: 2074-2085.

298. Matera AG, Wang Z. 2014. A day in the life of the spliceosome. Nat Rev Mol Cell Biol 15: 108-121.

299. Mayer A, Lidschreiber M, Siebert M, Leike K, Söding J, Cramer P. 2010. Uniform transitions of the general RNA polymerase II transcription complex. Nat Struct Mol Biol 17: 1272-1278.

300. McCloskey A, Taniguchi I, Shinmyozu K, Ohno M. 2012. hnRNP C tetramer measures RNA length to classify RNA polymerase II transcripts for export. Science 335: 1643-1646.

301. McCullough SD, Xu X, Dent SYR, Bekiranov S, Roeder RG, Grant PA. 2012. Reelin is a target of polyglutamine expanded ataxin-7 in human spinocerebellar ataxia type 7 (SCA7) astrocytes. Proc Natl Acad Sci U S A 109: 21319-21324.

302. Meinel DM, Burkert-Kautzsch C, Kieser A, O'Duibhir E, Siebert M, Mayer A, Cramer P, Soding J, Holstege FCP, Strasser K. 2013. Recruitment of TREX to the transcription machinery by its direct binding to the phospho-CTD of RNA polymerase II. PLoS Genet 9: e1003914.

303. Memedula S, Belmont AS. 2003. Sequential recruitment of HAT and SWI/SNF components to condensed chromatin by VP16. Curr Biol 13: 241-246.

304. Mercer TR, Neph S, Dinger ME, Crawford J, Smith MA, Shearwood A-MJ, Haugen E, Bracken CP, Rackham O, Stamatoyannopoulos JA, et al. 2011. The human mitochondrial transcriptome. Cell 146: 645-658.

305. Mitsuzawa H, Seino H, Yamao F, Ishihama A. 2001. Two WD repeat-containing TATA-binding protein-associated factors in fission yeast that suppress defects in the anaphase-promoting complex. J Biol Chem 276: 17117-17124.

188

306. Miyagawa R, Mizuno R, Watanabe K, Ijiri K. 2012. Formation of tRNA granules in the nucleus of heat-induced human cells. Biochem Biophys Res Commun 418: 149-155.

307. Mohammad MM, Donti TR, Sebastian Yakisich J, Smith AG, Kapler GM. 2007. Tetrahymena ORC contains a ribosomal RNA fragment that participates in rDNA origin recognition. EMBO J26: 5048-5060.

308. Molina-Navarro MM, Martinez-Jimenez CP, Rodriguez-Navarro S. 2011. Transcriptional elongation and mRNA export are coregulated processes. Genet Res Int 2011: 652461.

309. Mor A, Suliman S, Ben-Yishay R, Yunger S, Brody Y, Shav-Tal Y. 2010. Dynamics of single mRNP nucleocytoplasmic transport and export through the nuclear pore in living cells. Nat Cell Biol 12: 543-552.

310. Morgan MT, Haj-Yahya M, Ringel AE, Bandi P, Brik A, Wolberger C. 2016. Structural basis for histone H2B deubiquitination by the SAGA DUB module. Science 351: 725-728.

311. Morgan MT, Wolberger C. 2017. Recognition of ubiquitinated nucleosomes. Curr Opin Struct Biol 42: 75-82.

312. Moriggi G, Nieto B, Dosil M. 2014. Rrp12 and the Exportin Crm1 participate in late assembly events in the nucleolus during 40S ribosomal subunit biogenesis. PLoS Genet 10: e1004836.

313. Moteki S, Price D. 2002. Functional coupling of capping and transcription of mRNA. Mol Cell 10: 599-609.

314. Müller F, Zaucker A, Tora L. 2010. Developmental regulation of transcription initiation: more than just changing the actors. Curr Opin Genet Dev 20: 533-540.

315. Muratoglu S, Georgieva S, Papai G, Scheer E, Enunlu I, Komonyi O, Cserpan I, Lebedeva L, Nabirochkina E, Udvardy A, et al. 2003. Two different Drosophila ADA2 homologues are present in distinct GCN5 histone acetyltransferase-containing complexes. Mol Cell Biol 23: 306321.

316. Murphy S. 1997. Differential in vivo activation of the class II and class III snRNA genes by the POU-specific domain of Oct-1. Nucleic Acids Res 25: 2068-2076.

317. Murphy S, Yoon JB, Gerster T, Roeder RG. 1992. Oct-1 and Oct-2 potentiate functional interactions of a transcription factor with the proximal sequence element of small nuclear RNA genes. Mol Cell Biol 12: 3247-3261.

318. Murthi A, Shaheen HH, Huang H-Y, Preston MA, Lai T-P, Phizicky EM, Hopper AK. 2010. Regulation of tRNA bidirectional nuclear-cytoplasmic trafficking in Saccharomyces cerevisiae. Mol Biol Cell 21: 639-649.

319. Myers LC, Lacomis L, Erdjument-Bromage H, Tempst P. 2002. The yeast capping

189

enzyme represses RNA polymerase II transcription. Mol Cell 10: 883-894.

320. Nagy Z, Riss A, Fujiyama S, Krebs A, Orpinell M, Jansen P, Cohen A, Stunnenberg HG, Kato S, Tora L. 2010. The metazoan ATAC and SAGA coactivator HAT complexes regulate different sets of inducible target genes. Cell Mol Life Sci 67: 611-628.

321. Nagy Z, Tora L. 2007. Distinct GCN5/PCAF-containing complexes function as co-activators and are involved in transcription factor and global histone acetylation. Oncogene 26: 5341-5357.

322. Nakamura Y, Tagawa K, Oka T, Sasabe T, Ito H, Shiwaku H, La Spada AR, Okazawa H. 2012. Ataxin-7 associates with microtubules and stabilizes the cytoskeletal network. Hum Mol Genet 21: 1099-1110.

323. Nakatsu Y, Asahina H, Citterio E, Rademakers S, Vermeulen W, Kamiuchi S, Yeo JP, Khaw MC, Saijo M, Kodo N, et al. 2000. XAB2, a novel tetratricopeptide repeat protein involved in transcription-coupled DNA repair and transcription. J Biol Chem 275: 34931-34937.

324. Nassrallah A, Rougée M, Bourbousse C, Drevensek S, Fonseca S, Iniesto E, Ait-Mohamed O, Deton-Cabanillas A-F, Zabulon G, Ahmed I, et al. 2018. DET1-mediated degradation of a SAGA-like deubiquitination module controls H2Bub homeostasis. Elife 7.

325. Nguyen KT, Holloway MP, Altura RA. 2012. The CRM1 nuclear export protein in normal development and disease. Int J Biochem Mol Biol 3: 137-151.

326. Noble KN, Tran EJ, Alcázar-Román AR, Hodge CA, Cole CN, Wente SR. 2011. The Dbp5 cycle at the nuclear pore complex during mRNA export II: nucleotide cycling and mRNP remodeling by Dbp5 are controlled by Nup159 and Gle1. Genes Dev 25: 1065-1077.

327. Noh JH, Kim KM, McClusky WG, Abdelmohsen K, Gorospe M. 2018. Cytoplasmic functions of long noncoding RNAs. Wiley Interdiscip Rev RNA 9: e1471.

328. Nojima T, Hirose T, Kimura H, Hagiwara M. 2007. The interaction between cap-binding complex and RNA export factor is required for intronless mRNA export. J Biol Chem 282: 15645-15651.

329. Norseen J, Thomae A, Sridharan V, Aiyar A, Schepers A, Lieberman PM. 2008. RNA-dependent recruitment of the origin recognition complex. EMBO J 27: 3024-3035.

330. Nuño-Cabanes C, Rodríguez-Navarro S. 2021. The promiscuity of the SAGA complex subunits: Multifunctional or moonlighting proteins? Biochim Biophys acta Gene Regul Mech 1864: 194607.

331. Ohi MD, Link AJ, Ren L, Jennings JL, McDonald WH, Gould KL. 2002. Proteomics analysis reveals stable multiprotein complexes in both fission and budding yeasts containing Myb-related Cdc5p/Cef1p, novel pre-mRNA splicing factors, and snRNAs. Mol Cell Biol 22: 2011-2024.

332. Ohi MD, Vander Kooi CW, Rosenberg JA, Chazin WJ, Gould KL. 2003. Structural insights into the U-box, a domain associated with multi-ubiquitination. Nat Struct Biol 10: 250255.

333. Ohi MD, Vander Kooi CW, Rosenberg JA, Ren L, Hirsch JP, Chazin WJ, Walz T, Gould KL. 2005. Structural and functional analysis of essential pre-mRNA splicing factor Prp19p. Mol Cell Biol 25: 451-460.

334. Ohi R, Feoktistova A, McCann S, Valentine V, Look AT, Lipsick JS, Gould KL. 1998. Myb-related Schizosaccharomyces pombe cdc5p is structurally and functionally conserved in eukaryotes. Mol Cell Biol 18: 4097-4108.

335. Ohno M. 2012. Size matters in RNA export. RNA Biol 9: 1413-1417.

336. Ohno M, Segref A, Bachi A, Wilm M, Mattaj IW. 2000. PHAX, a mediator of U snRNA nuclear export whose activity is regulated by phosphorylation. Cell 101: 187-198.

337. Ohno M, Segref A, Kuersten S, Mattaj IW. 2002. Identity elements used in export of mRNAs. Mol Cell 9: 659-671.

338. Okada M, Jang S-W, Ye K. 2008. Akt phosphorylation and nuclear phosphoinositide association mediate mRNA export and cell proliferation activities by ALY. Proc Natl Acad Sci USA 105:8649-8654.

339. Okamura M, Inose H, Masuda S. 2015. RNA Export through the NPC in Eukaryotes. Genes (Basel) 6: 124-149.

340. Orphanides G, Wu WH, Lane WS, Hampsey M, Reinberg D. 1999. The chromatin-specific transcription elongation factor FACT comprises human SPT16 and SSRP1 proteins. Nature 400: 284-288.

341. Ossareh-Nazari B, Maison C, Black BE, Levesque L, Paschal BM, Dargemont C. 2000. RanGTP-binding protein NXT1 facilitates nuclear export of different classes of RNA in vitro. Mol Cell Biol 20: 4562-4571.

342. Pai C-Y, Lei EP, Ghosh D, Corces VG. 2004. The centrosomal protein CP190 is a component of the gypsy chromatin insulator. Mol Cell 16: 737-748.

343. Pak V, Eifler TT, Jäger S, Krogan NJ, Fujinaga K, Peterlin BM. 2015. CDK11 in TREX/THOC Regulates HIV mRNA 3' End Processing. Cell Host Microbe 18: 560-570.

344. Palancade B, Zuccolo M, Loeillet S, Nicolas A, Doye V. 2005. Pml39, a novel protein of the nuclear periphery required for nuclear retention of improper messenger ribonucleoparticles. Mol Biol Cell 16: 5258-5268.

345. Pankotai T, Komonyi O, Bodai L, Ujfaludi Z, Muratoglu S, Ciurciu A, Tora L, Szabad J, Boros I. 2005. The homologous Drosophila transcriptional adaptors ADA2a and ADA2b are both required for normal development but have different functions. Mol Cell Biol 25: 8215-8227.

191

346. Papai G, Frechard A, Kolesnikova O, Crucifix C, Schultz P, Ben-Shem A. 2020. Structure of SAGA and mechanism of TBP deposition on gene promoters. Nature 577: 711-716.

347. Pascual-Garcia P, Govind CK, Queralt E, Cuenca-Bono B, Llopis A, Chavez S, Hinnebusch AG, Rodriguez-Navarro S. 2008. Sus1 is recruited to coding regions and functions during transcription elongation in association with SAGA and TREX2. Genes Dev 22: 28112822.

348. Pasquinelli AE, Ernst RK, Lund E, Grimm C, Zapp ML, Rekosh D, Hammarskjöld ML, Dahlberg JE. 1997. The constitutive transport element (CTE) of Mason-Pfizer monkey virus (MPMV) accesses a cellular mRNA export pathway. EMBO J 16: 7500-7510.

349. Peña A, Gewartowski K, Mroczek S, Cuéllar J, Szykowska A, Prokop A, Czarnocki-Cieciura M, Piwowarski J, Tous C, Aguilera A, et al. 2012. Architecture and nucleic acids recognition mechanism of the THO complex, an mRNP assembly factor. EMBO J 31: 16051616.

350. Pereira-Leal JB, Levy ED, Kamp C, Teichmann SA. 2007. Evolution of protein complexes by duplication of homomeric interactions. Genome Biol 8: R51.

351. Pfab A, Bruckmann A, Nazet J, Merkl R, Grasser KD. 2018. The Adaptor Protein ENY2 Is a Component of the Deubiquitination Module of the Arabidopsis SAGA Transcriptional Co-activator Complex but not of the TREX-2 Complex. J Mol Biol 430: 1479-1494.

352. Pflumm MF, Botchan MR. 2001. Orc mutants arrest in metaphase with abnormally condensed chromosomes. Development 128: 1697-1707.

353. Pick E, Hofmann K, Glickman MH. 2009. PCI complexes: Beyond the proteasome, CSN, and eIF3 Troika. Mol Cell 35: 260-264.

354. Piruat JI, Aguilera A. 1998. A novel yeast gene, THO2, is involved in RNA pol II transcription and provides new evidence for transcriptional elongation-associated recombination. EMBO J 17: 4859-4872.

355. Portman DS, O'Connor JP, Dreyfuss G. 1997. YRA1, an essential Saccharomyces cerevisiae gene, encodes a novel nuclear protein with RNA annealing activity. RNA 3: 527-537.

356. Powell DW, Weaver CM, Jennings JL, McAfee KJ, He Y, Weil PA, Link AJ. 2004. Cluster analysis of mass spectrometry data reveals a novel component of SAGA. Mol Cell Biol 24:7249-7259.