Регуляция потенциал-зависимого Ca2+ тока L-типа поддерживаемым потенциалом и модуляторами фосфорилирования по тирозину тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Пименов, Олег Ювенальевич

• Пименов, Олег Ювенальевич
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Пименов, Олег Ювенальевич

1 Введение

2 Обзор литературы

2.1 ТипыСа каналов и их классификация.

2.2 Структура потенциал-зависимых Со2* каналов.

2.3 Рецептор-зависимая регуляция Са2+ токов L-muna.

2.4 Фосфорилирование по тирозину.

3 Материалы и методы

3.1.1 Выделение клеток.

3.1.2 Метод перфорированного патча.

4 Результаты и обсуждения

4.1.1 Дуальный эффект изопротеренола и BAYК8644 на

Са2+ токи нормотермных животных.

4.1.2 Действие изопротеренола и BAYК8644 на

-токи кардиоцитах активных и гибернирующих сусликов.

4.1.3 Кинетические параметры Са2+ тока. 34 4.2 Кинетическая модель регуляции Са2+ канала.

4.2.1 Основные допущения о свойствах Са2* каналов, положенные в основу кинетической модели регуляции Са2+ токов L - типа.

4.2.2 Аппроксимация экспериментальных данных, полученных на кардиоцитах крысы.

4.2.3 Аппроксимация экспериментальных данных, полученных на кардиоцитах активных (летних) сусликах.

4.2.4 Аппроксимация экспериментальных данных, полученных на кардиоцитах гибернирующих (зимних) сусликах.

4.3.1 Действие инсулина на базальный Са2+ ток.

4.3.2 Действие инсулина в условиях острой гипогликемии.

4.3.3 Действие инсулина на фоне циклогексимида.

4.3.4 Действие инсулина на токи, индуцированные изопротеренолом UBAYK8644.

4.3.5 Действие ортованадата натрия на базальные и индуцированные Са2+ токи.

4.3.6 Действие генистейна на базальные и индуцированные

Са токи.

Выводы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Регуляция потенциал-зависимого Ca2+ тока L-типа поддерживаемым потенциалом и модуляторами фосфорилирования по тирозину»

•у i

Потенциал-зависимые Ca -токи L-типа играют ключевую роль в регуляции частоты и силы сердечных сокращений, формировании потенциалов действия, выбросе нейротрансмиттеров, регуляции активности нейронов [McDonald et al., 1994; Hartzell et al., 1992]. Они регулируются факторами различной природы. Медленная регуляция, в основном, связана с химическими модификациями. Быстрая регуляция определяется потенциал- и Са2+-зависимыми конформационными переходами внутри канала. Са2+ ток L-типа можно разделить на следующие компоненты: потенциал-зависимую активацию, Са2+-зависимую инактивацию (CDI), потенциал-зависимую инактивацию и остаточный ток. Молекулярные и кинетические механизмы регуляции компонент тока потенциалом и внутриклеточной концентрацией Са2+ до сих пор полностью не изучены. В последнее десятилетие определены последовательности на С-концевом участке (остатки 15201732) al-субъединицы, названные областью Са2+-инактивацией (CI). Связь фосфорилирования каналов с их амплитудными и кинетическими характеристиками до конца не выяснена, хотя известно, что активность канала управляется по крайней мере двумя центрами фосфорилирования, которые фосфорилируются различными протеинкиназами и дефосфорилируются различными протеинфосфатазами [Мае Donald et al1994; Hartzell et al.,1995; Ono and Fozzard, 1993]. При этом считается, что эффект фосфорилирования зависит от типа центра: фосфорилирование одного центра преимущественно переводит каналы из неактивного состояния в функционально активное, а фосфорилирование второго — к увеличению вероятности пребывания в открытом состоянии функционально активного канала [Tsien et al.,1986; Wiechen et al., 1995].

Одной из проблем интерпретации экспериментальных данных является то, что кинетика CDI зависит не только от конформационных перестроек канала, но и от изменения внутриклеточной концентрации л I

Са около мембраны, сильно варьирующей около открытых и закрытых каналов. Для того чтобы объяснить зависимость кинетики CDI от концентрации Са2+, определяемой от локальных и удалённых источников, при анализе CDI следует учитывать высокую вариабельность распределения внутриклеточного Са2+ вдоль всей внутренней поверхности мембраны. Наиболее популярными моделями CDI Са2+ каналов L-типа, учитывающих изменения концентрации Са2+ около мембраны, являются «shell» и «доменная» модели. «Shell»-модель предполагает, что инактивация запускается Са2+, который равномерным тонким слоем распределён вдоль внутренней поверхности мембраны. Напротив, «доменная» модель предполагает, что переход в инактивированное состояние возникает только тогда, когда аллостерический центр открытого канала связывает Са2+. «Shell»-модель не способна объяснить CDI, наблюдаемую в экспериментах на одиночных каналах, а «доменная» модель не учитывает роль концентрации Са2+ около закрытых каналов.

В последние годы показано, что активация тирозинкиназ может регулировать транспортные системы [Russell R.R. et al., 1999], модулировать К+ токи [Bowlby M.R. et al., 1997], фосфорилировать Р-адренорецепторы [Baltensperger К. et al., 1996], хотя основное действие ТРК направлено на регуляцию метаболических и пролиферативных реакций в клетке. Однако, сейчас появляется всё больше данных о модуляции агонистами рецепторных тирозиновых киназ (инсулин и факторы роста) кальциевого гомеостаза. Проследить всю цепочку от активации инсулинового рецептора до модификации свойств кальциевого канала довольно сложно, так как модуляция Са2+ токов инсулином может происходить на разных этапах развития инсулинового сигнала, а литературных данных о действии инсулина на Са2+ токи очень мало [Aulbach F. et al., 1999; Maier S. et al., 1999].

Наличие многочисленных регуляторных связей у Са2+ каналов L-типа приводит к тому, что результат действия даже хорошо известных соединений часто непредсказуем и зависит от условий эксперимента. Поскольку зависимость Са2+ тока от поддерживаемого потенциала имеет вполне реальное практическое значение (например, при инфаркте миокарда в зоне разрыва мышцы, вытекающий К+ может деполяризовать участок миокарда), было важно разобраться в механизмах этого эффекта. С этой целью нами были проанализированы имеющиеся модели регуляции Са2+ тока. Было показано, что стандартные описания регуляции Са2+ тока не способны адекватно описать наблюдаемый феномен. В связи с этим, возникла необходимость создания модели, воспроизводящей дуальный эффект действия агонистов. Из анализа наших экспериментов следовало, что в реализации дуального эффекта необходимы , по крайней мере, две киназы. Одна из них известная - РКА, другая - не идентифицирована. Сравнительно недавно стали появлятся данные об участии тирозин-киназ в регуляции потенциал-зависимого Са2+ тока. Именно поэтому в данной работе особое внимание уделяется тирозин-зависимому фосфорилированию.

Таким образом, задачами данного исследования являются:

1. Подробное исследование дуального эффекта действия агонистов Са2+ токов L-типа в зависимости от поддерживаемого потенциала.

2. Построение кинетической модели Са2+ транспорта через каналы L-типа, способной воспроизвести наблюдаемый в эксперименте дуальный эффект действия агонистов.

3. Определение роли модуляторов тирозин-зависимого фосфорилирования в регуляции Са тока.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1 Типы Са2+-каналов и их классификация.

Первая значительная попытка классифицировать Са2+ каналы была предпринята в 1985 году Nowycky с соавторами [Nowycky et al., 1985]. Основываясь на изучении свойств Са токов в клетках спинного нервного узла цыплёнка, они разделили Са2+ токи на три типа: Т-тип с низким порогом активации (Transient), а токи с высоким порогом активации обозначили как L- и N-типа (Long lasting и Neither). Данное разделение основано как на электрофизиологических, так и на фармакологических свойствах каналов. Ток L-типа чувствителен к дигидропиридинам, N-типа - к со-конотоксину (co-CgTx), а Т-типа оказался нечувствительным к обоим агентам.

В основу классификации рецепторуправляемых Са каналов положены механизмы их активации: непосредственно через G-белки, либо регуляция опосредована вторичными мессенджерами. Существует также субпопуляция этих каналов, активируемых физическими факторами (на пример, механо-чувствительные).

Л I

Имеющаяся на данное время классификация Са каналов представлена в таблице 1, составленная на основе данных Meldolesi и Pozzan [Meldolesi and Pozzan, 1987], Anwyl [Anwyl et al., 1991],Tang [Tang et al., 1993], Martin-Moutot [Martin-Moutot et al., 1996]. Данная классификация, как и предложенная Nowycky, не всегда позволяет достаточно точно охарактеризовать объект исследования. Имеются данные о том, что некоторые из типов каналов можно разделить на несколько подтипов с различными свойствами в зависимости от ткани,

Таблица 1. Классификация Са2+ каналов.

Вид | Свойства Функции и место нахождения

Потенциалзависимые Са/+ каналы

L-тип Активируется при высоких потенциалах (пик активации положительнее -10 raV), проводимость одиночного канала 25 пСм, характеризуется замедленной инактивацией или отсутствием таковой, блокируется дигидропиридиновыми антагонистами. Сопряжение возбуждение/сокращение в мышечных клетках, возбуждение/секреция в эндокринных клетках и некоторых нейронах.

Т-тип Активируется при низких потенциалах (пик активации от -70 до -50 mV), характерное время инактивации х = 5-50 мс, блокируется низким [Na+]o и часто октанолом. Вносит вклад в пейсмейкерную активность и повторяющиеся разряды в сердце и нейроне.

N-тип Активируются при высоких потенциалах (аналогично L-типу), проводимость одиночного канала около 13 пСм, умеренная скорость инактивации с т = 50-80 мс, нечувствителен к дигидропиридинам и блокируется ю-конотоксином. Идентифицирован в большинстве нейронов, управляет выбросом нейротрансмиттеров.

Р-тип Активируется при умеренно высоких потенциалах, нечувствителен к дигидропиридинам, блокируется co-Aga-токсином паука Agelenopsis aperta. Клетки Пуркенье. В некоторых нейронах опосредует выброс трансмиттеров и высокопороговые спайки.

R-тип Блокаторы не известны. Быстро инактивируется (~20мс)

Рецептор-управляемые Са2+-каналы

НМДА-зависимые Активируются связыванием лиганда, потенциал-чувствителен. Опосредует вход Са^+ в нейронах в ответ на связывание трансмиттера и деполяризацию мембраны.

АТР-зависимые Ативируется связыванием лиганда, потенциал-нечувствителен. Обеспечивает вход катионов и Са для активации гладкой мышцы.

Управляемые вторичными мессенджерами Са2+ каналы

Активируемые Са2+ или 1Р3 Связывают активацию лигандом с секрецией или экспрессией гена. Нейтрофилы, лимфоциты, тромбоциты

Механо-чувствительные Са2+ каналы

Механически активируемые или инактивируемые Связывают механическую активность с Са2+-зависимой ферментативной активностью. Различные мышечные клетки. в мембране которых эти каналы присутствуют. Так Са ток L-типа зависит от активности протеинкиназы С в гладкомышечных клетках [Obejero-Paz et al., 1998], в то время как в кардиомиоцитах эта зависимость отсутствует [Hartzell et al., 1995].

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Пименов, Олег Ювенальевич

ВЫВОДЫ

1. Изучен эффект зависимости действия агонистов Са2+ токов L-типа от поддерживаемого потенциала (Vh). В кардиацитах крыс и активных сусликов при стандартных Vh (от -50 до -40 мВ) изопротеренол и BAY К8644 увеличивают Са2+ токи; при Vh от -35 до -25 мВ оба агониста вызывают подавление Са2+ тока. В кардиоцитах гибернирующих сусликов дуальный эффект иопротеренола отстутствует, но восстанавливается добавкой BAY К8644. ji

2. Построена физико-химическая модель регуляции Са тока L-типа, воспроизводящая зависимость действия Са2+ агонистов от поддерживаемого потенциала. Кроме того, модель объясняет ряд трудно интерпретируемых полученных ранее экспериментальных фактов и обладает предсказательной силой.

3. Показано, что иодуляторы тирозин-зависимого фосфорилирования (инсулин, ортованадат натрия и генистейн) влияют на амплитуду и кинетические характеристики Са тока L-типа. Показано, что инсулин обладает двухфазным действием на Са ток.

4. Полученные в диссертации результаты позволяют предположить, что понятие агонисты и антагонисты Са2+ транспорта условно. Эффект соединений зависит от состояния канала и ряда факторов, изменяющих это состояние: от поддерживаемого потенциала, уровня фосфорилирования каналов, порядка действия модуляторов.

Работа поддержана грантами: РФФИ 04-04-48658, мас00-04-06346, «7 крнкурс-экспертиза» 2004.

Атор благодарен Маркевичу Н.И. за постоянное внимание к работе и большую помощь в её выполнении.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Пименов, Олег Ювенальевич, 2007 год

1. Маркевич Н.И., Корыстова А.Ф., Гриченко А.С., Панкина Д.А., Кокоз Ю.М. Регуляция Са2+-токов L-типа в кардиоцитах крысы. Биологические мембраны, 2000, т. 17, No. 1, стр.: 88-101.

2. Накипова О.В., Кокоз Ю.М., Фрейдин А.А., Сафронова В.Г., Лазарев А.В. Влияние инсулина на кальциевый ток миокарда лягушки.// Физиологический журнал им. И.М. Сеченова. 1987. № 4. С. 492-498.

3. Накипова О.В., Кокоз Ю.М., Лазарев А.В., Фрейдин А.А., Крупенин В.А. Модификация циклогексимидов эффектов инсулина на транспорт кальция сарколеммой миокарда.// Физиологический журнал им. И.М. Сеченова. 1988. № 3. С. 420-427.

4. Akiyama Т., Ishida J., Nakagawa S., Ogawara H., Watanabe S., Itoh N., Shibuya M., Fukami Y. Genistein, a specific inhibitor of tyrosine specific protein kinases. J. Biol. Chem. 1987. V. 262. № 12. P. 5592-5595.

5. Alekseev A.E., Korystova A.F., Mavlyutova D.A., Kokoz Yu.M. Potential-dependent Ca2+-current in isolated heart cells of hibernators.// Biochemistry and Molecular biology International. 1994. V. 33. № 2. P. 365-376.

6. Alekseev A.E., Markevich N.I., Korystova A.F., Terzic A., Kokoz Y.M.// Biophys J, 1996, V. 70, P: 786-797.

7. Alkon D.L, Naito S. Long-term synergistic regulation of ionic channels by C-kinase and Ca2+/CaM-type II kinase.Adv Exp Med Biol, 1987,221: 275-290.

8. Alvarez J.L., Vassort G. Properties of the low threshold Ca current in single frog atrial cardiomyocytes. A comparison with high threshold Ca current. J. Gen. Physiol., 1992, V. 100(3), P.: 519-545.

9. Anwyl R. Modulation of vertebrate neuronal calcium channels by transmitters. Brain Res. Rev., 1991, V. 16(3), P.: 265-281.

10. Armstrong D., Eckert R. Voltage-activated calcium channels that must be phosphorylated to respond to membrane depolarization. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1987, 84: 2518—2522.

11. Aulbach F., Simm A., Maier S., Langenfeld H., Walter U., Kersting U., Kirstein M. Insulin stimulates the L-type Ca2+ current in rat cardiac myocytes.// Cardiovsc. Res. 1999. V. 42. P. 113-120.

12. Balke C.W., Rose W.C., Marban E., Wier W.G. Macroscopic and unitary properties of physiological ion flux through T-type Ca2+-channels in quinea-pig heart cells. J Physiol (Lond), 1992,456: 247-265.

13. Baltensperger K., Karoor V., Paul H., Ruoho A., Czech M.P., Malbon C.C. The beta-adrenergic receptor is a substrate for the insulin receptor tyrosine kinase. J. Biol. Chem. 1996. V. 271. №2. P. 10611064.

14. Beam K.G., Knudson C.M. Calcium currents in embryonic and neonatal mammalian skeletal muscle. J Gen Physiol, 1988,91(6): 781-798.

15. Bean B.P. Nitrendipine block of cardiac calcium channels: high-affinity binding to the unactivated state. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1984, V. 81(20), P.: 6388-6392.

16. Bean B.P. Two kinds of calcium channels in canine atrial cells. Differences in kinetics, selectivity, and pharmacology. J Gen Physiol, 1985, 86(1): 1-30.

17. Bean B.P., Sturek M., Puga A., Hermsmeyer K. Calcium channels in muscle cells isolated from rat mesenteric arteries: modulation by dihydropyridine drugs. Circ. Res., 1986, V. 59(2), P.: 229-235.

18. Belardinelli L., Giles W.R., West A. Ionic mechanisms of adenosine actions in pacemaker cells from rabbit heart. J Physiol (Lond), 1988,405: 615-633.

19. Belevych A., Nulton-Persson A., Sims K., Harvey R.D. Role of tyrosine kinase activity in a-adrenergic inhibition of the p-adrenergically regulated L-type Ca2+ current in guinea-pig ventricular myocytes.//J. of Physiol. 2001. V. 537. № 3. P. 779-792.

20. Bezanilla F. The voltage sensor in voltage-dependent ion channels. Physiol. Rev., 2000, V. 80, P.: 555-592.

21. Bezanilla F. Voltage sensor movements. J. Gen. Physiol., 2002, V. 120, P.: 465-473.

22. Birnbaumer L., Campbell K.P., Catterall W.A., Harpold M.M., Hofmann F., Home W.A., Могу Y., Schwartz A., Snutch T.P., Tanabe T. The naiming of voltage-gated calsium channels. Neuron, 1994, 13(3): 505-506.

23. Boixel С., Tessier S., Pansard Y., Lang-Zadunski L., Mercadier J.-J., Hatem S.N. Tyrosine kinase and protein kinese С regulate L-type Ca2+ current cooperatively in human atrial myocytes.//Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2000. V. 278. P. H670-H676.

24. Bockaert J., Hamburger V., Rouot B. GTP binding proteins: a key role in cellular communications. Biochimie, 1987,69(4): 329-338.

25. Bourne H.R., Sanders D.A., McCormick F. The GTPase superfamily: a conserved switch for diverse cell funktion. Nature, 1990,348(6297): 125-132.

26. Bourinet E., Mangoni M.E., Nargeot J. Dissecting the functional role of different isoforms of the L-type Ca2+ channel. J Clin Invest., 2004, V. 113(10), P.: 1382-1384.

27. Bowlby M.R., Fadool D.A., Holmes T.C., Levitan I.B. Modulation of the Kvl.3 potassium channel by receptor tyrosine kinases.// J. Gen. Physiol. 1997. V. 110. № 5. P. 601-610.

28. Brandt D.R., Ross E.M. Catecholamine-stimulated GTPase cycle. Multiple sites of regulation by beta-adrenergic receptors and Mg2+ studied in reconstituted receptors-Gs vesicles. J Biol Chem, 1986,261(4): 1656-1664.

29. Brette F., Calaghan S.C., Lapin S., White E., Colyer J., Guennec J.-Y.L. Biphasic effects of hyposmotic challenge on excitation-contraction coupling in rat ventricular myocytes.// Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2000. V. 279. P. H1963-H1971.

30. Brown A.M., Lux A.D., Wilson D.L. Activation and inactivation of single channels in snail neurons. J. Gen. Physiol., 1984, V. 83, P.: 751-769.

31. Brown A.M., Kunze D.L., Yatani A. Dual effects of dihydropyridines on whole cell and unitary calcium currents in single ventricular cells of quinea-pig. J. Physiol.(London)., 1986, V. 379, P.: 495-514.

32. Brown A.M. Membrane-delimited cell signaling complexes: direct ion channel regulation by G proteins. JMembr Biol, 1993, 131(2): 93-104.

33. Brum G., Osterreider W., Trautwein W. Beta-adrenergic increase in the calcium conductance of cardiac myocytes studied with the patch clamp. Pflugers Arch, 1984, 401(2): 111-118.

34. Cadena D.L., Gill G.N. Receptor tyrosine kinases. FASEB J., 1992, V. 6, P.: 23322337.

35. Campbell D.L., Giles W.R., Shibata E.F. Ion transfer characteristics of the calcium currents in bull-frog atrial myocytes. J Physiol (bond), 1988,403: 239-266.

36. Catterall W.A. Functional subunit structure of voltage-gated calcium channels. Science, 1991,253(5027): 1499-1500.

37. CavalieA., Ochi R., Pelzer D., Trautwein W. Elementary currents through Ca channels in Guinea pig myocytes. PJlugers Arch., 1983, V. 398, P.: 284-297.

38. Cavalie A., Pelzer D., Trautwein W. Fast and slow gaiting behaviour of single calcium channels in cardiac cells. Relation to action and inactivation of calcium-channel current. Pflugers Archiv., 1986, V. 406, P.: 241-258.

39. Cerbai E., Klockner U., Isenberg G. Ca-antagonistic effects of adenosine in guinea-pig atrial cells. Am. J. Physiol., 1988, V. 255 (4 Pt 2), P.: H872-H8878.

40. Ciang C.E., Chen S.A., Chang M.S., Lin C.I., Luk H.N. Genistein directly inhibits L-type calcium currents but potentiates cAMP-dependent chloride currents in cardiomyocytes.// Biochem. And Biophys. Research Communications. 1996. V. 223. P. 598-603.

41. Dutta K., Podolin D.A., Davidson M.B., Davidoff A.J. Cardiomyocyte dysfunction in sucrose-fed rats is associated with insulin resistance. Diabetes., 2001, V. 50(5), P.: 1186-92.

42. Findlay I. b-Adrenergic and muscarinic agonists modulate inactivation of L-type Ca2+ channel currents in guinea pig ventricular myocytes.// Journal of Physiology. 2002. V. 545. № 2. P. 375-388.

43. Fischmeister, R., Hartzell, H.C. Mechanism of action of acetylcholine on calcium current in single cells from frog ventricle. J Physiol (bond), 1986, 376:183-202.

44. Fischmeister, R., Shrier, A. Interactive effects of isoprenaline, forskolin and acetylcholine on Ca2+ current in frog ventricular myocytes. J Physiol (Lond), 1989,417:213-239.

45. Fleming, J.W., Strawbridge, R.A., Watanabe, A.M. Muscarinic receptor regulation of cardiac adenylate cyclase activity. JMol Cell Cardiol, 1987,19(1):47-61.

46. Frace, A.M., Mery, P.F., Fischmeister, R., Hartzell, H.C. Rate-limiting steps in the beta-adrenergic stimulation of cardiac calcium current. J Gen Physiol, 1993,101(3):337-353.

47. Hadley R.W., Lederer W.J. Comparison of the effects of BAY К 8644 on cardiac Ca current and Ca channel gating current. Am. J. Physiol., 1992,262: H472-H477.

48. Hagemann D., Kuschel M., Kuramochi Т., Zhu W., Cheng H., Xiao R.P. Frequency-encoding Thr17 phospholamban phosphorylation is independent of Ser16 phosphorylation in cardiac myocytes.// J. Biol. Chem. 2000. V. 275. № 29. P. 22532-22536.

49. Hagiwara, N., Irisawa, H., Kameyama, M. Contribution of two types of calcium currents to the pacemaker potentials of rabbit sino-atrial node cells. J Physiol (Lond), 1988, 395:233253.

50. Hartzell, H.C. Regulation of cardiac ion channels by catecholamines, acetylcholine and second messenger systems. Prog Biophys Mol Biol, 1988, 52(3): 165-247.

51. Hartzell, H.C., Simmons, M.A. Comparison of effects of acetylcholine on calcium and potassium currents in frog atrium and ventricle. J Physiol (Lond), 1987,389:411-422.

52. Hartzell H.C., Mery P.-F., Fischmeister R., Szabo G. Sympathetic regulation of cardiac calcium current is due exclusively to cAMP-dependent phosphorylation. Nature, 1991, 351:573-576.

53. Hartzell H.C.,Duchatelle-Gourdon I. Structure and neural modulation of cardiac calcium channels. J. Cardiovascular Electrocardiology, 1992, 3: 567-578.

54. Herzig S., Meier A., Pfeiffer M., Neumann J. Stimulation of protein phosphatases as a mechanism of the muscarinic receptor-mediated inhibition of cardiac L-type calcium channels. Pflugers Archiv, 1995,429:531-538.

55. Herzog W., Weber K. Fractionation of brain microtubule-associated proteins. Isolation of two different proteins which stimulate tubulin polymerization in vitro. Eur. J. Biochem., 1978, V. 92, P.: 1-8.

56. Hescheler, J., Kameyama, M., Trautwein, W. On the mechanism of muscarinic inhibition of the cardiac Ca current. Pflugers Arch, 1986,407(2): 182-189.

57. Hess P., Lansman В., Tsien R.W. Different modes of Ca channel gating behavior favoured by dihydropyridine Ca agonists and antagonists. Nature, 1984, 311: 538- 544.

58. Hirano, Y., Fozzard, H.A., January, C.T. Characteristics of L- and T-type Ca2+ currents in canine cardiac Purkinje cells. Am J Physiol, 1989, 256(5 Pt 2):H1478-H1492.

59. Iacobellis G., Ribaudo M.C., Zappaterreno A., Vecci E., Tiberti C., Di Mario U., Leonetti F. Relationship of insulin sensitivity and left ventricular mass in uncomplicated obesity. ObesRes., 2003, V. 11(4), P.: 518-24.

60. Jmoto Y., Yatani A., Reeves J.P.,Codina J., Brown A.M., Birnbaumer L. Alpha-subunit of Gs directly activates cardiac calcium channels in lipid bilayers.// Am. J. Physiol. 1988. V. 255(4 Pt. 2). P. H722-H728.

61. Jo H., Byer S., McDonnald J.M. Insulin stimulates association of 41kDa G-protein (Gnvn) with insulin receptor.// Biochemical and Biophysical Research Communications. 1993. V. 196.№ l.P. 99-106.

62. Jo S.H., Leblais V., Wang P.H., Crow M.T., Xiao R.P. Phosphatidylinositol 3-kinase functionally compartmentalizes the concurrent G(s) signaling during beta2-adrenergic stimulation. // Circ. Res. 2002. V. 91. № 1. P. 46-53.

63. Josephson I., Sperelakis N. 5'-guanylimidodiphosphate stimulation of slow Ca2+ current in myocardial cells. J. Mol. Cell Cardiol, 1978, V. 10(12), P.: 1157-1166.

64. Gupta M.P., Makino N., Khatter K., Dhalla N.S. Stimulation of Na+-Ca2+ exchange in heart sarcolemma by insulin.// Life Sci. 1986. V. 39. № 12. P. 1077-1083.

65. Gupta M.P., Lee S.L., Dhalla N.S. Activation of heart sarcoplasmic reticulum Ca2+-stimulated adenosine triphosphatase by insulin.// J. Pharmacol. Exp. Ther. 1989. V. 249. № 2. P. 623-630.

66. Gurney A.M., Nerbonne J.M., Lester H.A. Photoinduced removal of nifedipine reveals mechanisms of calcium antagonist action on single heart cells. J. Gen. Physiol., 1985, V. 86(3), P.: 353-379.

67. Kameyama, M., Hofmann, F., Trautwein, W. On the mechanism of beta-adrenergic regulation of the Ca channel in the guinea-pig heart. Pflugers Arch, 1985,405(3):285-293.

68. Kameyama, M., Hescheler, J., Hofmann, F., Trautwein, W. Modulation of Ca current during the phosphorylation cycle in the guinea pig heart. Pflugers Arch, 1986,407(2): 123128.

69. Kass, R.S., Arena, J.P. Influence of pHo on calcium channel block by amlodipine, a charged dihydropyridine compound. Implications for location of the dihydropyridine receptor. J Gen Physiol, 1989,93(6): 1109-1127.

70. Kato M, Kako KJ. Na+/Ca2+ exchange of isolated sarcolemmal membrane: effects of insulin, oxidants and insulin deficiency.// Mol. Cell Biochem. 1988. V. 83. № 1. P. 15-25.

71. Keef K.D., Hume J.R., Zhong J. Regulation of cardiac and smooth muscle Ca(2+) channels (Ca(V)1.2a,b) by protein kinases. Am J Physiol Cell Physiol., 2001, V. 281(6), P.: C1743-56.

72. Kokubun, S., Prod'hom, В., Becker, C., Porzig, H., Reuter, H. Studies on Ca channels in intact cardiac cells: voltage-dependent effects and cooperative interactions of dihydropyridine enantiomers. Mol Pharmacol, 1986, 30(6):571-584.

73. Kokubun, S., Reuter, H. Dihydropyridine derivatives prolong the open state of Ca channels in cultured cardiac cells. Proc Natl Acad Sci USA, 1984, 81(15):4824-4827.

74. Kondo, N. Excitation-contraction coupling in myocardium of nonhibernating and hibernating chipmunks: effects of isoprenaline, a high calcium medium, and ryanodine. Circ Res, 1986,59(2):221-228.

75. Kotani S., Nishida E., Kumagai H., Sakai H. Calmodulin inhibits interaction of actin with MAP2 and Tau, two major microtubule-associated proteins. J. Biol. С hem., 1985, V. 260, P.: 10779-10783.

76. Kotturi M.F., Carlow D.A., Lee J,C., Ziltener HJ., Jefferies W,A. Identification and functional characterization of voltage-dependent calcium channels in T lymphocytes. J Biol Chem., 2003, V. 278(47), P.:46949-60.

77. Kuga, Т., Sadoshima, J., Tomoike, H., Kanaide, H., Akaike, N., Nakamura, M. Actions of Ca2+ antagonists on two types of Ca2+ channels in rat aorta smooth muscle cells in primary culture. Circ Res, 1990, 67(2):469-480.

78. Lacerda, A.E., Brown, A.M. Nonmodal gating of cardiac calcium channels as revealed by dihydropyridines. J Gen Physiol, 1989,93(6):1243-1273.

79. Lai, Y., Seagar, M.J., Takahashi, M., Catterall, W.A. Cyclic AMP-dependent phosphorylation of two size forms of alpha 1 subunits of L-type calcium channels in rat skeletal muscle cells. J Biol Chem, 1990,265(34):20839-20848.

80. Lee, K.S., Tsien, R.W. Mechanism of calcium channel blockade by verapamil, D600, diltiazem and nitrendipine in single dialysed heart cells. Nature, 1983, 302(5911):790-794.

81. Levi, R.C., Alloatti, G. Histamine modulates calcium current in guinea pig ventricular myocytes. J Pharmacol Exp Ther, 1988,246(1 ):377-383.

82. Li G.-R., Zhang M., Satin L.S., Baumgarten C.M. Biphasic effects of cell volume on excitation-contraction coupling in rabbit ventricular myocytes.// Am. J. Heart Circ. Physiol. 2002. V. 282. P. H1270-H1277.

83. Linden, J. Enhanced cAMP accumulation after termination of cholinergic action in the heart. FASEB J, 1987, 1(2):119-124.

84. McDonald T.F., Pelzer S., Trautwein W., Pelzer D. Regulation and modulation of calcium channels in cardiac, skeletal, and smooth muscle cell. Physiol. Rev., 1994, 74: 365-507.

85. McMorn S.O., Janvier N.C., Boyett M.R. The action of acetylcholine on the L-type Ca current is voltage dependent. J. Physiol., 1996,494. P: 113P.

86. Maier S., Aulbach F., Simm A., Lange V., Langenfeld H., Behre H., Kersting U., Walter U., Kirstein M. Stimulation of L-type Ca2+ current in human atrial myocytes by insulin.// Cardiovasc. Res. 1999. V. 44. № 2. P. 390-397.

87. Markevich N.I., Pimenov O.Yu., Kokoz Yu.M. Analysis of the modal hypothesis of Ca2+-dependent inactivation of L-type Ca2+ channels. Biophys. Chemistry, 2006, V.117, P.: 173-190.

88. Markwardt, F., Nilius, B. Modulation of calcium channel currents in guinea-pig single ventricular heart cells by the dihydropyridine Bay К 8644. J Physiol (bond), 1988, 399:559-575.

89. Martin-Moutot, N., Charvin, N., Leveque, C., Sato, K., Nishiki, Т., Kozaki, S., Takahashi, M., Seagar, M.J. Interaction of SNARE complexes with P/Q-type calcium channels in rat cerebellar synaptosomes. JBiolChem, 1996,271(12):6567-6570.

90. Meldolesi, J., Pozzan, T. Pathways of Ca2+ influx at the plasma membrane: voltage-, receptor-, and second messenger-operated channels. Exp Cell Res, 1987, 171(2):271-283.

91. Mikami, A., Imoto, K., Tanabe, Т., Niidome, Т., Mori, Y., Takeshima, H., Narumiya, S., Numa, S. Primary structure and functional expression of the cardiac dihydropyridine-sensitive calcium channel. Nature, 1989,340(6230):230-233.

92. Mitchell, M.R., Powell, Т., Terrar, D.A., Twist, V.W. Ryanodine prolongs Ca-currents while suppressing contraction in rat ventricular muscle cells. Br J Pharmacol, 1984, 81(1):13-15.

93. Mitra, R., Morad, M. Two types of calcium channels in guinea pig ventricular myocytes. Proc Natl Acad Sci USA, 1986, 83(14):5340-5344.

94. Nakajima, Т., Wu, S., Irisawa, H., Giles, W.R. Mechanism of acetylcholine-induced inhibition of Ca current in bullfrog atrial myocytes. J Gen Physiol, 1990, 96(4):865-885.

95. Nathanson, N.M. Molecular properties of the muscarinic acetylcholine receptor. Annu Rev Neurosci, 1987, 10:195-236.

96. Nilius, В., Hess, P., Lansman, J.B., Tsien, R.W. A novel type of cardiac calcium channel in ventricular cells. Nature, 1985,316(6027):443-446.

97. Nishimura J., Huang J.S., Deuel T.F. Platelet-derived growth factor stimulates tyrosine-specific protein kinase activity in Swiss mouse 3T3 cell membranes. Proc Natl Acad Sci USA., 1982, V. 79(14), P.: 4303-7.

98. Noda, M., Shimizu, S., Tanabe, Т., Takai, Т., Kayano, Т., Ikeda, Т., Takahashi, H., Nakayama, H., Kanaoka, Y., Minamino, N. Primary structure of Electrophorus electricus sodium channel deduced from cDNA sequence. Nature, 1984,312(5990): 121-127.

99. Nowycky, M.C., Fox, A.P., Tsien, R.W. Three types of neuronal calcium channel with different calcium agonist sensitivity. Nature, 1985,316(6027):440-443.

100. Obara K., Yabu H. Dual effect of phosphatase inhibitors on calcium channels in intestinal smooth muscle cells. Am. J. Physiol., 1993,264: C296-C301.

101. Obejero-Paz, C.A., Auslender, M., Scarpa, A. PKC activity modulates availability and long openings of L-type Ca2+ channels in A7r5 cells. Am J Physiol, 1998, 275(2 Pt 1):C535-C543.

102. Ochi, R., Kawashima, Y. Modulation of slow gating process of calcium channels by isoprenaline in guinea-pig ventricular cells. J Physiol (Loud), 1990,424:187-204.

103. Ogura Т., Shuba L.M., McDonald T.F. L-type Ca2+ current in guinea-pig ventricular myocytes treated with modulators of tyrosine phosphorilation.// Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 1999. V. 276. P. H1724-H1733.

104. Ono К., Fozzard H.A. Two phosphatase sites on the Ca channel affecting different kinetic functions. J. Physiol, 1993,470: 73-84.

105. Ouadid, H., Seguin, J., Richard, S., Chaptal, P.A., Nargeot, J. Properties and Modulation of Ca channels in adult human atrial cells. JMol Cell Cardiol, 1991,23(l):41-54.

106. Peterson B.Z., Catterall W.A. Calcium binding in the pore of L-type calcium channels modulates high affinity dihydropyridine binding.// The Journal of Biological Chemistry. 1995. V. 270. №31. P. 18201-18204.

107. Peterson B.Z., Lee J.S., Mulle J.G., Wang Y., Marita de Leon, Yue D.T. Critical determinants of Ca2+-dependent inactivation within an EF-hand motif of L-type Ca2+ channels.// Biophysical Journal. 2000. V. 78. P. 1906-1920.

108. Petit-Jacques, J., Bois, P., Bescond, J., Lenfant, J. Mechanism of muscarinic control of the high-threshold calcium current in rabbit sino-atrial node myocytes. Pflugers Arch, 1993, 423(l-2):21-27.

109. Pierce G.N., Ganguly P.K., Dzurba A., Dhalla N.S. Modification of the function of cardiac subcellular organelles by insulin. //Adv. Myocardiol. 1985. V. 6. P. 113-125.

110. Porzig H., Becker C. Potential-dependent allosteric modulation of 1,4-dihydropyridine binding by d-(cis)-diltiazem and (+/-)-verapamil in living cardiac cells. Mol Pharmacol, 1988,34(2): 172-179.

111. Ravingerova T„ Stetka R., Barancik M., Volkovova K., Pancza D., Ziegelhoffer A., Styk J. Response to ischemia and endogenous myocardial protection in the diabetic heart. Adv Exp Med Biol., 2001, V. 498, P.: 285-93.

112. Ren J., Walsh M.F., Hamaty M., Sowers J.R., Brown R.A. Augmentation of the inotropic response to insulin in diabetic rat hearts.// Life Sci. 1999. V. 65. № 4. P. 369-380.

113. Ren J., Sowers J.R. Reduced contractile response to insulin and IGF-1 in ventricular myocytes from genetically obese zucker rats. Am. J. Physiol., 2000, V. 279(4), P.: H1708-14.

114. Ren J., Bode A. M. Altered cardiac excitation-contraction coupling in ventricular myocytes from spontaneously diabetic BB rats. Am J Physiol Heart Circ Physiol., 2000, V. 279(1), P.:H238-44.

115. Reuter H. The dependence of slow inward current in Purkinje fibres on the extracellular calcium-concentration. J Physiol (Lond), 1967,192(2):479-492.

116. Reuter H. Localization of beta adrenergic receptors, and effects of noradrenaline and cyclic nucleotides on action potentials, ionic currents and tension in mammalian cardiac muscle. J Physiol (Lond), 1974,242(2):429-451.

117. Reuter, H., Scholz, H. The regulation of the calcium conductance of cardiac muscle by adrenaline. J Physiol (Lond), 1977,264(l):49-62.

118. Rossing P., Breum L., Major-Pedersen A., Sato A., Winding H., Pietersen A., Kastrup J., Parving H.H. Prolonged QTc interval predicts mortality in patients with Type 1 diabetes mellitus. Diabet Med., 2001, V. 18(3), P.:199-205.

119. Russell R.R., Yin R., Caplan M.J., Ни X., Ren J., Shulman G.I., Sinusas A.J., Young L.H. Additive effects of hyperinsulinemia and ischemia on myocardial GLUT1 and GLUT4 translocation in vivo.// Circulation. 1999. V. 98. P. 2180-2186.

120. Salomone, S., Wibo, M., Morel, N., Godfraind, T. Binding sites for 1,4-dihydropyridine Ca(2+)-channel modulators in rat intestinal smooth muscle. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol, 1991,344(6):698-705.

121. Sanguinetti, M.C., Kass, R.S. Voltage-dependent block of calcium channel current in the calf cardiac Purkinje fiber by dihydropyridine calcium channel antagonists. Circ Res, 1984, 55(3):336-348.

122. Sanquinetti M.C., Krafte D.S., Kass R.S. Voltage-dependent modulation of Ca channel current in heart cells by BAY K8644. J. Gen. Physiol., 1986, V. 88, P.: 369-392.

123. Schramm, M., Thomas, G., Towart, R., Franckowiak, G. Novel dihydropyridines with positive inotropic action through activation of Ca2+ channels. Nature, 1983, 303(5917):535-537.

124. Sims K., Chiu J., Harvey R.D. Tyrosine phosphatase inhibitors selectively antagonize P-adrenergic receptor-dependent regulation of cardiac ion channels.// Mol. Pharmacol. 2000. V. 58. №6. P. 1213-1221.

125. Singer, D., Biel, M., Lotan, I., Flockerzi, V., Hofmann, F., Dascal, N. The roles of the subunits in the function of the calcium channel. Science, 1991,253(5027): 1553-1557.

126. Shirokov R., Ferreira G., Yi J., Rios E. Inactivation of gating currents of L-type calcium channels. J. Gen. Physiol., 1998, V. 111, P.: 807-823.

127. Shuba, Y.M., Hesslinger, В., Trautwein, W., McDonald, T.F., Pelzer, D.J. Whole-cell calcium current in guinea-pig ventricular myocytes dialysed with guanine nucleotides. J Physiol (Lond), 1990,424:205-228.

128. Smogorzewski M., Galfayan V., Massry S.G. High glucose concentration causes a rise in Ca2+.i of cardiac myocytes.// Kidney Int. 1998. V. 53. № 5. P. 1237-1243.

129. Sperelakis N. Regulation of calcium slow channels of cardiac muscle by cyclic nucleotides and phosphorylation. J Mol Cell Cardiol, 1988, 20 Suppl 2:75-105.

130. Sternweis P.C., Pang I.H. The G protein-channel connection. Trends Neurosci, 1990, 13(4): 122-126.

131. Swarup G., Speeg K.V., Cohen J.S., Garbers D.L. Phosphotyrosyl-protein phosphatase of TCRC-2 cells. J. Biol. Chem. 1982. V. 257. № 13. P. 7298-7301.

132. Tanabe Т., Noda M., Furutani Y., Takai Т., Takahashi H., Tanaka K., Hirose Т., Inayama S., Numa S. Primary structure of beta subunit precursor of calf muscle acetylcholine receptor deduced from cDNA sequence. Eur J Biochem., 1984, V, 144(1), P.:l 1-7.

133. Tanabe Т., Beam K.G., Powell J.A., Numa S. Restoration of excitation-contraction coupling and slow calcium current in dysgenic muscle by dihydropyridine receptor complementary DNA. Nature, 1988, V. 336(6195), P.:134-9.

134. Tang, S., Yatani, A., Bahinski, A., Mori, Y., Schwartz, A. Molecular localization of regions in the L-type calcium channel critical for dihydropyridine action. Neuron, 1993, 11(6):1013-1021.

135. Takahashi, M., Seagar, M.J., Jones, J.F., Reber, B.F., Catterall, W.A. Subunit structure of dihydropyridine-sensitive calcium channels from skeletal muscle. Proc Natl Acad Sci U S A, 1987, 84(15):5478-5482.

136. Terada K., Nakao K., Okabe K., KitamuraK., Kuriyama H. Action of 1,4-dihydropyridine derivative, KW-3049, on the smooth muscle membrane of the rabbit mesenteric artery. Br. J. Pharmacol, 1987, V. 92(3), P.: 615-625.

137. Thomas, G., Chung, M., Cohen, C.J. A dihydropyridine (Bay к 8644) that enhances calcium currents in guinea pig and calf myocardial cells. A new type of positive inotropic agent. Circ Res, 1985,56(l):87-96.

138. Tsien R.W., Giles W.R., Greengard P. Cyclic AMP mediates the effects oa adrenaline on cardiac Purkinje fibres. Nat. New biol., 1972, V. 240(101), P.: 181-183.

139. Tsien R.W. Adrenaline-like effects of intracellular iontophoresis of cyclic AMP in cardiac Purkinje fibres. Nat. New Biol., 1973, V. 245(143), P.: 120-122.

140. Tsien R.W., Bean B.P., Hess P., Lansman J.B., Nilius В., Nowycky M.C. Mechanisms of Ca channels modulation by p-adrenergic agents and dihydropyridine Ca agonists. J. Mol. Cell Cardiol, 1986,18:691-710.

141. Uehara, A., Hume, J.R. Interactions of organic calcium channel antagonists with calcium channels in single frog atrial cells. J Gen Physiol, 1985, 85(5):621-647.

142. Ullrich A., Schlessinger J. Signal transduction by receptors with tyrosine kinase activity. Cell, 1990 V. 61(2), P.: 203-12.

143. Ushiro H., Cohen S. Identification of phosphotyrosine as a product of epidermal growth factor-activated protein kinase in A-431 cell membranes. J Biol Chem., 1980, V. 255(18), P.: 8363-5.

144. Vassort G., Rougier O., Sauviat M.P., Coraboeuf E., Gargouil Y.M. Effects of adrenaline n membrane inward currents during the cardiac action potential. Pflugers Arch., 1969, V. 309(1), P.: 70-81.

145. Wang Y.G., Lipsius S.L. Genistein elicits biphasic effects on L-type Ca2+ current in feline atrial myocytes.// Am. J. Physiol. 1998. V. 275. P. H204-H212.

146. Watanabe, A.M., Lindemann, J.P., Fleming, J.W. Mechanisms of muscarinic modulation of protein phosphorylation in intact ventricles. FedProc, 1984,43(11):2618-2623.

147. Wiechen, K., Yue, D.T., Herzig, S. Two distinct functional effects of protein phosphatase inhibitors on guinea-pig cardiac L-type Ca2+ channels. J Physiol (Lond), 1995, 484 ( Pt 3):583-592.

148. Worley, J.F., Quayle, J.M., Standen, N.B., Nelson, M.T. Regulation of single calcium channels in cerebral arteries by voltage, serotonin, and dihydropyridines. Am J Physiol, 1991,261(6 Pt 2):H1951-H1960.

149. Yatani A., Imoto Y., Codina J„ Reeves J.P., Brown A.M., Birnbaumer L. A G protein directly regulates mammalian cardiac calcium channels.// Science. 1987. V. 238. № 4831. P. 1288-1292.

150. Yokoshiki H., Sumii K., Sperelakis N. Inhibition of L-type calcium current in rat ventricular cells by the tyrosine kinase inhibitor, genistein and its inactive analog, daidzein.// J. Mol. Cell Cardiol. 1996. V. 28. P. 807-814.

151. Yue D.T., Herzig S., Marban E. p-adrenergic stimulation of calcium channels occurs by potentiation of high-activity gatings modes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990, 87: 753— 757.