Регуляция полиферментных комплексов дегидрогеназ 2-оксокислот тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, доктор химических наук Буник, Виктория-Лариса Ивановна

• Буник, Виктория-Лариса Ивановна
• доктор химических наук
• 2001

Оглавление диссертации доктор химических наук Буник, Виктория-Лариса Ивановна

ВВЕДЕНИЕ.

1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1 Общие сведения о комплексах дегидрогеназ 2-оксокислот и катализируемом ими процессе.

1.2 Архитектура комплексов.

1.3 Механизм сопряжения каталитических стадий.

1.4 Механизм отдельных реакций, катализируемых компонентами комплекса.

1.4.1 Окислительное декарбоксилирование 2-оксокислот с участием Е1 и липоильного домена Е2 (Реакции 1 и 2).

1.4.2 Деацилирование ацилдигидролипоильного остатка в каталитическом центре Е2 (Реакция 3).

1.4.3 Окисление дигидролипоильного остатка в активном центре ЕЗ (Реакции 4 и 5)

1.5 Положение комплексов дегидрогеназ 2-оксокислот в системе метаболизма и общие принципы регуляции комплексов.

2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1 Выделение ферментных препаратов.

2.1.1 Выделение полных комплексов дегидрогеназ 2-оксокислот.

2.1.2 Выделение индивидуальных дегидрогеназ 2-оксокислот.

2.1.3 Выделение митохондриального тиоредоксина из сердца свиньи.

2.2 Сайт-направленный мутагенез Е1о Е.соИ.

2.3 Химическая модификация белка.

2.4 Определение ферментативных активностей.

2.5 Анализ ингибирования начальных скоростей реакции.

2.6 Анализ кривых хода реакции.

2.7 Моделирование трехмерных структур белков.

2.8 Электронный парамагнитный резонанс и ловушки радикалов.

2.9 Измерение продукции комплексами супероксид анион радикала.

2.10 Иммобилизация 2-оксоглутаратдегидрогеназы и получение активного мономера.

3 РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1 Структурно-функциональная роль гетерологических взаимодействий дегидрогеназ 2-оксокислот в составе комплексов.

3.2 Структура активного центра и фермент-субстратного комплекса дегидрогеназ 2-оксокислот.

3.2.1 Анализ гомологии первичных структур.

3.2.2 Связывание кофермента.

3.2.3 Химическая модификация в выявлении функциональных групп.

3.2.4 Структура комплекса с 2-оксосубстратом по данным ингибирования начальной скорости реакции структурными аналогами субстрата.

3.2.5 Образование медленно диссоциирующих комплексов со структурными аналогами субстрата, содержащими 2-оксо группу.

3.2.6 Инактивация 2-оксоглутаратдегидрогеназы в ходе ферментативной реакции.

3.2.7 Детерминанты специфичности дегидрогеназ 2-оксокислот в отношении 2-оксосубстратов.

3.2.8 Механизм взаимодействия дегидрогеназ 2-оксокислот с 2-оксо субстратом и роль медленных по сравнению с катализом конформационных изменений в регуляции.

3.3 Сопряжение каталитических стадий в регуляции активности комплексов дегидрогеназ 2-оксокислот.

3.3.1 Инактивация при накоплении интермедиата реакции - связанного с Е2 дигидролипоата.

3.3.2 Образование радикалов в ходе анаэробного катализа.

3.3.3 Продукция активных форм кислорода.

3.4 Регуляция комплексов в системе метаболизма.

3.4.1 Ингибирование в результате метаболизма фосфонопроизводных аминокислот.

3.4.2 Ингибирование продуктами метаболизма галогенированных алкенов.

3.4.3 Ти^едоксин-зависимая регуляция.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Регуляция полиферментных комплексов дегидрогеназ 2-оксокислот»

В 1989 году Нью-Йоркская Академия Наук издала очередной, 573, том своих анналов, в котором были опубликованы материалы уникальной международной конференции, посвященной исключительно полиферментным комплексам дегидрогеназ 2-оксокислот. На конференции были представлены работы более 100 ведущих исследовательских групп в этой области, в их числе - представителей Московской школы биохимиков, созданной академиком С.Е.Севериным. И конференция, и книга были коллективным даром пионеру исследования комплексов, профессору Лестеру Риду, который в 1950-е годы выделил и идентифицировал один из факторов роста микроорганизмов - липоевую кислоту (Reed, 1957). 30 мг желтых кристаллов липоата из примерно 10 тонн печеночной ткани стали достаточно весомым началом исследования механизма окислительного декарбоксилирования 2-оксокислот. Уже следующее десятилетие - 1960-е - ознаменовалось выделением, диссоциацией и реассоциацией содержащих липоат ферментных систем окисления пирувата и 2-оксоглутарата из Escherichia coli. Были охарактеризованы макромолекулярная организация комплексов и ее ферментативные компоненты. В конце 1960-х начались работы с мышечными комплексами и обнаружен механизм регуляции пируватдегидрогеназ путем фосфорилирования-дефосфорилирования. Характеристика компонентов этих комплексов, включая регуляторные киназу и фосфатазу, продолжилась в 1970-е и начале 1980-х, а в 1980-е годы усилился интерес к еще одному представителю семейства дегидрогеназных комплексов 2-оксокислот - системе окисления 2-оксокислот с разветвленной цепью, которая также регулируется фосфорилированием-дефосфорилированием. С конца 1980-х для исследования соотношения структуры и функции комплексов дегидрогеназ 2-оксокислот начали применяться генно-инженерные методы. Одновременное развитие рентгеноструктурного анализа белков позволило к настоящему времени определить структуры представителей каждого из образующих комплексы ферментов. Начало было положено кристаллизацией дигидролипоамидцегидрогеназы, затем были получены структуры каждого из трех доменов дигидролипоамидацетилтрансферазы и, наконец, совсем недавно опубликованы структуры гетеротетрамерных дегидрогеназ 2-оксокислот с разветвленной цепью из Pseudomonas putida и человека.

В настоящее время исследование комплексов дегидрогеназ 2-оксокислот представляет собой активно развивающееся по ряду аспектов направление, поскольку эти комплексы относятся к числу самых сложных из известных ферментативных систем и очень важны в клиническом отношении. Структурная организация и каталитический механизм, регуляция очищенных комплексов и комплексов в системе метаболизма, врожденные дефекты - каждый из этих аспектов еще таит в себе массу непознанного.

Следует отметить, что достижения молекулярной биологии последних 50 лет не могли не сопровождаться усилением редукционизма в биологии, и особенно в такой бурно развивающейся под влиянием генно-технологических подходов области как клеточная биология. Стратегия исследований на клеточном уровне часто не учитывает тот факт, что комплексные биологические системы имеют свойства, не присущие их компонентам, и, следовательно, не все биологические явления могут быть сведены к химическому и физическому уровню. Полиферментные комплексы дегидрогеназ 2-оксокислот являются классическим примером надмолекулярной организации ферментов в комплексы, выработанной в ходе эволюции. Поэтому изучение принципов их строения и функционирования может быть рассмотрено как связующее звено между классической энзимологией и клеточной биологией и является одним из актуальных направлений современной энзимологиии.

Накопление большого количества структурной информации позволяет достичь более высокого уровня обобщения при анализе структурно-функциональных отношений в белках. Такой анализ востребован бурно развивающимися областями - геномикой и протеомикой, - поскольку он делает возможным предсказание белковой функции на основе структуры, что необходимо для преодоления возникшего разрыва между растущим объемом информации о структуре белков и генов и нашим пониманием их функции. Отчасти такой разрыв возник в связи с другим проявлением редукционизма при анализе биологических систем, состоящим в убеждении, что биологические объекты могут быть полностью познаны путем анализа статических картин. Пространственно-временной континуум, в котором реально существуют биологические структуры, редуцируется таким образом к пространственному. При этом игнорируется, что (1) связывание есть процесс, (2) истинная структура центра связывания возникает лишь при взаимодействии его с партнером и (3) структура и функция взаимообусловлены. Вследствие (1-3) познание как структуры, так и функции невозможно в отрыве друг от друга и требует интегрального рассмотрения структуры, изменяющейся во времени выполнения функции. Это положение хорошо иллюстрируется на примере многих систем, в том числе и исследованиями комплексов дегидрогеназ 2-оксокислот. Полученные на данный момент результаты структурных исследований комплексов существенно стимулируют дальнейшее исследование функции, поскольку сами по себе не позволяют однозначно сформулировать механизм катализа или определить факторы, обусловливающие специфичность действия этих систем. В связи с этим в данной работе исследованы структурно-функциональные соотношения в семействе дегидрогеназ 2-оксокислот - пусковых компонентов одноименных комплексов. Актуальность такого сопоставления определяется рядом факторов. С одной стороны, специфичность этих ферментов, катализирующих превращения структурно близких субстратов в одном и том же клеточном компартменте, критична и требует понимания факторов, ее регулирующих. С другой стороны, эти дегидрогеназы являются представителями более обширной группы так называемых тиаминовых ферментов. Используя фосфорилированное производное тиамина (витамина В1) - тиаминпирофосфат - для осуществления сходных в химическом отношении процессов, эти ферменты за счет элементов белковой структуры способны направить действие низкомолекулярного катализатора на осуществление реакций, специфика и метаболическое значение которых существенно различаются. Несмотря на значительное количество накопленной к настоящему времени структурной информации о тиаминовых ферментах, нахождение структурной гомологии затруднено и часто самые близкие в химическом отношении представители (пируват- и 2-оксоглутарат- дегидрогеназы или пируватдегидрогеназа и пируватдекарбоксилаза) ее не обнаруживают. В связи с этим в данной работе был осуществлен поиск плодотворного сопоставления первичных структур в этой группе ферментов.

Помимо структурно-функциональных изменений, претерпеваемых ферментом во времени каталитического цикла, большой интерес как для биологической регуляции, так и для биотехнологии представляют медленные по сравнению с катализом изменения ферментов в ходе реакции. Учет временного фактора при изучении энзимологических систем углубляет понимание способов их регуляции in vivo, поскольку в отличие от экспериментальных условий in vitro, в клетке ферменты находятся под постоянным воздействием эффекторов (субстратов, продуктов и др.). Вследствие этого регуляция in vivo определяется изменением стационарных концентраций метаболитов во времени, а не в пространстве, как при внесении фермента в реакционную среду in vitro. В связи с этим в данной работе была изучена динамика белковой структуры и функции во времени катализа, включающая медленные по сравнению с каталитической скоростью процессы. Исследование такой динамики в полиферментной системе позволяет обнаружить механизмы обеспечения согласованности действия отдельных ее компонентов и роль сопряжения отдельных стадий процесса в регуляции.

Таким образом, настоящая работа посвящена изучению соотношения структуры, функции и регуляции полиферментных дегидрогеназ 2-оксокислот. Предоставляемые таким объектом преимущества позволили осуществить стратегию данного исследования, которая состояла в анализе отдельных частей системы и синтезе полученной информации с целью перехода от частного к общему и от простого к сложному. Такой подход был применен к исследованию отдельных представителей семейства дегидрогеназ 2-оксокислот с целью выявления гомологии 9 структурно-функциональных соотношений в ферментах, осуществляющих сходный химический процесс на основе одного низкомолекулярного катализатора. С другой стороны, регистрация изменения свойств отдельных компонентов при интеграции в комплекс, а комплексов - в сеть метаболизма была использована для обнаружения новых свойств, возникающих в составе более высоких уровней организации за счет структурного и функционального взаимодействия частей в целом. В соответствии со стратегией, тактика исследования включала подробное энзимологическое изучение компонентов, сравнительный анализ их свойств и интеграцию собственных результатов с имеющимися в литературе. Решение поставленных задач предполагало разработку новых и усовершенствование старых методов получения комплексов дегидрогеназ оксокислот и их изолированных компонентов. Особое внимание было уделено пусковым компонентам комплексов дегидрогеназ 2-оксокислот, поскольку именно они инициируют весь процесс, катализируют наиболее сложную стадию и определяют специфический выбор субстрата из общего пула митохондриальных 2-оксокислот. Поскольку проблематика работы включала интеграцию энзимологических знаний о комплексах с целью понимания их функционирования и возможностей регуляции in vivo, были изучены механизмы регуляции активности комплексов структурными аналогами субстрата, клеточными тиолами и дисульфидами, соотношением НАДН/НАД+, а также связь между функцией комплексов и других митохондриальных белков: тиоредоксина и цистеин-S-конъюгат-Р-лиазы.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Буник, Виктория-Лариса Ивановна

ВЫВОДЫ

1. Показано усиление структурно-функциональной роли гетеробелковых взаимодействий в мышечном 2-оксоглутаратдегидрогеназном комплексе по сравнению с бактериальным. В отличие от бактериальных гомологов, периферические компоненты мышечного комплекса, 2-оксоглутаратдегидрогеназа и дигидролипоамиддегидрогеназа, взаимодействуют не только с дигидролипоамидсукцинилтрансферазным компонентом, но и между собой. В отсутствие гетеробелковых взаимодействий с компонентами комплекса мышечная 2-оксоглутаратдегидрогеназа быстро теряет каталитическую активность, в то время как бактериальный фермент сохраняет каталитически компетентную структуру в изолированном состоянии. Стабилизация мышечного фермента гетеробелковыми взаимодействиями сопровождается прочным связыванием тиаминпирофосфата, отсутствием субстратного ингибирования, повышением специфичности в отношении 2-оксо субстрата и усложнением регуляторных свойств по сравнению с бактериальным гомологом.

2. Установлена роль ряда аминокислотных остатков в механизме действия 2-оксоглутаратдегидрогеназы: существенный остаток гистидина взаимодействует с 2-оксо группой субстрата, катализируя образование аддукта субстрата с тиаминпирофосфатом; существенный остаток аргинина вовлечен в превращение тройного комплекса фермент-тиаминпирофосфат-субстрат; остатки цистеина, модифицируемые в холоферменте, не являются существенными для катализа, однако их модификация влияет на регуляторные свойства.

3. Обнаружены и исследованы кинетические закономерности окислительного декарбоксилирования 2-оксокислот. Показано, что дегидрогеназы 2-оксокислот обладают гистерезисными свойствами, т.е. характеризуются медленными по сравнению с катализом изменениями активности в ответ на быстрые изменения концентраций лигандов. Кинетика окисления пирувата и 2-оксокислот с разветвленной цепью обнаруживает лаг-период в достижении максимальной активности соответствующих дегидрогеназ. 2-Оксоглутаратдегидрогеназная реакция, напротив, характеризуется начальным всплеском активности, по завершении которого скорость реакции при насыщении субстратами стабилизируется на уровне 20-30% от исходной. Показано, что такая кинетика 2-оксоглутаратдегидрогеназной реакции не зависит от концентрации фермента, преинкубации с каждым из субстратов и структуры субстрата-окислителя, но изменяется в зависимости от структуры 2-оксосубстрата. Начальный всплеск активности фермента специфически индуцируется увеличением в реакционной среде концентрации 2-оксоглутарата и модулируется рядом ингибиторов на основе структурных аналогов субстрата. Преинкубация 2-оксоглутаратдегидрогеназы с сукцинилфосфонатом, образующим нерасщепляемый аналог переходного состояния реакции, обнаруживает конформационный переход комплекса фермента с ингибитором. Эффективность такого перехода зависит от структуры фосфонатной группы, замещающей уходящую карбоксильную группу субстрата, что свидетельствует о роли стадии декарбоксилирования субстрата в индукции существенных конформационных изменений фермента в ходе катализа.

4. Изучена природа специфического действия комплексов дегидрогеназ 2-оксокислот. Показано, что на стадии связывания 2-оксо субстрата специфичность контролируется электростатической комплементарностью активного центра моно- или ди- карбоксильной группировке 2-оксокислоты. Существенный вклад в субстратную специфичность дегидрогеназ 2-оксокислот, не имеющих дистального карбоксила (пирувата и 2-оксокислот с разветвленной цепью), вносит индуцируемая катализом активация этих ферментов. Скорость такой активации зависит от структуры субстрата, а нарушающие активацию мутации в кофермент-связывающем участке первичной структуры изменяют специфичность фермента. Специфичность дегидрогеназ 2-оксокислот также повышается за счет избирательного увеличения скорости превращения специфического субстрата при сопряженном действии первого и второго компонентов в составе полиферментного комплекса.

5. Обнаружено взаимодействие комплексов дегидрогеназ 2-оксокислот с митохондриальным тиоредоксином - белком с не идентифицированными ранее функцией и мишенями действия. В присутствии тиоредоксина наблюдается увеличение каталитической продуктивности комплексов в широком интервале концентраций субстратов. Биологическая роль обнаруженной регуляции подтверждается высокой избирательностью действия митохондриального тиоредоксина на митохондриальные комплексы.

6. Установлено про-оксидантное действие связанного с комплексами дегидрогеназ 2-оксокислот дигидролипоата. Оно опосредуется терминальным компонентом комплексов, дигидролипоамиддегидрогеназой, и регулируется тиоредоксином и соотношением концентраций субстратов комплексов. В аэробных условиях дигидролипоамиддегидрогеназа катализирует одноэлектронное окисление связанного с комплексом дигидролипоата с образованием супероксид анион радикала. Процесс сопряжен с инактивацией пускового компонента комплекса. Тиоредоксин блокирует эту инактивацию, стимулируя продукцию комплексами супероксид анион радикала.

7. Обнаружена функциональная связь между 2-оксоглутаратдегидрогеназным комплексом и цистеин-8-конъюгат-Р-лиазой. Показано, что каталитическое превращение галогенированных цистеин-8-конъюгатов цистеин-8-конъюгат-Р-лиазой приводит к инактивации 2-оксоглутаратдегидрогеназного комплекса, что определяет антиметаболическое действие конъюгатов in vivo.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Проведенное в работе изучение роли и способа объединения компонентов дегидрогеназ 2-оксокислот в комплекс, сохранения и видоизменения их каталитической функции и регуляции при таком объединении указывает на появление новых свойств полиферментной системы по сравнению с качествами, присущими ее составным частям. Таким образом, получен ряд данных, развивающих представления о значении формирования полиферментых структур для их функционирования ш vivo. Объединение отдельных ферментов в полиферментные комплексы обычно связывают с необходимостью эффективного переноса каталитических интермедиатов при последовательных этапах трансформации субстрата и возможностью включения-выключения полной реакции при регуляции только одного из ее компонентов каким-либо из клеточных метаболитов. В связи с этим прямой перенос интермедиатов в ходе катализа полиферментной системой кажется наиболее целесообразным. В рамках такого рассмотрения не находит объяснения ни формирование гигантских структур вокруг 24- и 60-мерных ядер Е2 (поскольку такая же каталитическая эффективность свойственна и комплексам на основе тримера Е2), ни избыточное по сравнению с оптимальным для катализа количество каталитических компонентов октаэдрических и додэкаэдрических комплексов дегидрогеназ 2-оксокислот, ни множественность путей переноса интермедиатов в отобранных эволюцией структурах. Результаты проведенной работы позволяют заключить, что сложность структуры эволюционно отобранных полиферментных комплексов дегидрогеназ 2-оксокислот призвана обеспечить регуляторные взаимодействия между компонентами комплекса и между комплексом в целом и окружающей средой. В соответствии с этой концепцией, эволюционный отбор различных типов структур, катализирующих окислительное декарбоксилирование 2-оксокислот с примерно одинаковой эффективностью, объясняется регуляторной адаптацией катализируемого процесса к специфической организации метаболических путей.

В работе установлена эволюционная тенденция к усилению степени интеграции компонентов комплекса. При этом не наблюдается повышения каталитической эффективности окислительного декарбоксилирования 2-оксокислот, но существенным образом усложняется регуляция пускового компонента комплекса коферментом и 2-оксосубстратом. Усложнение регуляции при повышении уровня организации связано с увеличением функционального значения медленных по сравнению с катализом конформационных переходов фермента. Сравнение бактериальных и мышечных дегидрогеназ 2-оксокислот показывает, что возрастание регуляторной роли таких переходов коррелирует с усилением гетеробелковых взаимодействий между компонентами мышечных комплексов. Это дает возможность полагать, что структурной основой наблюдаемых различий в регуляции является увеличение поверхности молекулы фермента, вовлекаемой в белок-белковые взаимодействия. Ограничивая хаотическую подвижность элементов структуры изолированных компонентов, это обеспечивает возможность стабилизации отдельных конформеров и, соответственно, их вклад в регуляцию ферментативной активности в ходе катализа.

Показано, что сопряженное действие первого и второго компонентов комплексов служит не только обеспечению высокой каталитической эффективности реакции, но и повышает ее специфичность за счет последовательной селекции компонентами комплекса как 2-оксокислоты, так и продукта ее трансформации. Взаимодействие второго и третьего компонентов обеспечивает появление регуляторного механизма, основанного на стабилизации тиил радикалов связанного с комплексом липоата. Такая стабилизация в значительной мере определяется компартментализацией серу-содержащих групп липоата в составе комплекса. В связи с этим олигомерное ядро комплекса со множеством взаимодействующих и каталитически компетентных липоильных остатков рассмотрено в работе как компартмент клеточного дитиола/дисульфида с высокой активностью, обладающий значительными регуляторными возможностями. Концентрация окисленной и восстановленной форм липоата в таком компартменте не находится в равновесии с другими клеточными тиолами и дисульфидами, а контролируется соотношением скоростей отдельных стадий процесса окислительного декарбоксилирования 2-оксокислот, которое существенным образом зависит от концентраций субстратов и продуктов отдельных ферментов комплекса. Поскольку in vivo концентрации 2-оксокислот, коэнзима А, НАД+ и НАДН определяются суммарным действием многих факторов, состояние тиол/дисульфидного компартмента комплексов является интегральным показателем митохондриального метаболизма и может обеспечить чувствительность и ответ комплексов на состояние внешней среды в целом. Высокая концентрация серу-содержащих групп в компартменте определяет их участие в реакциях, которые не наблюдались бы для эквивалентного количества групп в растворе. В частности, возможность миграции электрона между остатками липоата в компартменте стабилизирует тиил радикалы липоевой кислоты, способные инициировать широкий спектр реакций как внутри, так и вне комплекса. Поскольку такой компартмент возникает лишь при объединении отдельных компонентов комплекса в полиферментную систему, новое регуляторное качество такой системы по сравнению с изолированными компонентами очевидно. Редокс система липоильных остатков ядра комплекса создает исключительные возможности для переноса информации между отдельными компонентами комплекса и между комплексом и окружающей средой. Примером этого служат обнаруженные в работе новые пути вовлечения ключевых систем окисления митохондриальных субстратов в метаболизм: взаимодействие комплексов дегидрогеназ 2-оксокислот с регуляторным белком тиоредоксином и продукция комплексами активных форм кислорода. Полученные результаты позволили сформулировать концепцию участия комплексов в редокс-регуляции метаболизма, вносящую существенный вклад в бурно развивающееся направление исследований о значении редокс потенциалов, включая тиол-дисульфидный потенциал, и активных форм кислорода для клеточного цикла в норме и патологии.

Значение энзимологических исследований in vitro для понимания особенностей функционирования ферментов in vivo очевидно из результатов проведенного в работе сравнения закономерностей ингибирования 2-оксоглутаратдегидрогеназного комплекса и его пускового компонента фосфоноаналогами субстрата и митохондриальными токсинами на основе галогенированных алкенов. Полученные данные подтверждают центральную роль систем окислительного декарбоксилирования 2-оксокислот в клеточном метаболизме, подчеркивая медицинскую значимость их исследования. В первую очередь, это касается обнаруженного в работе высокоспецифического взаимодействия комплексов с митохондриальым тиоредоксином. В связи с бурным развитием исследований более высоких уровней организации следует еще раз подчеркнуть преимущества и роль изучения изолированных систем. Так, развиваемые в настоящее время генетические методы глобального анализа белок-белковых взаимодействий в клетке не только не позволяют контролировать специфичность такого взаимодействия, но игнорируют роль в этом процессе клеточной компартментализации, а вместе с ней - посттрансляционной модификации и регуляции специфическими лигандами. Трудно ожидать, что тиоредоксин, взаимодействующий со структурой комплекса, которая возникает вследствие сложного процесса ряда посттрансляционных модификаций компонентов внутри митохондрий, обнаружит такое взаимодействие в "yeast two hybrid system" (Vidal and Legrain, 1999) и при аналогичных способах детекции взаимодействия. Очевидно, что изолированная система позволяет существенно больший уровень контроля и корректности сделанных из эксперимента заключений. В связи с этим обнаруженная в работе тиоредоксин-зависимая регуляция активности пускового компонента комплекса и продукции комплексами активных форм кислорода, а также исследованные механизмы этих явлений создают прочную базу для изучения роли митохондриального тиоредоксина и комплексов в редокс регуляции метаболизма на более высоких уровнях организации.

Полученные в работе результаты вносят существенный вклад в развитие представлений о соотношении структуры и функции белков. Как было отмечено во введении, связанное с мощным развитием методов структурного анализа обилие структурной информации вряд ли способно само по себе пролить свет на способы распознавания, превращения и сортировки биомолекул в клетке. Это подтверждает ощущаемый уже на данном этапе разрыв между накопленной структурной информацией и плодотворными концепциями ее обработки. Во многом такая проблема обусловлена тенденцией к трансформации изучаемого процесса или соотношения в фиксированную сущность, которая таким образом абстрагируется от интерактивной системы. Например, это происходит при визуализации структуры центра связывания в отсутствие связывающегося в этом центре лиганда. Проведенное исследование учитывает вклад в образование фермент-субстратного комплекса двух его составных частей - фермента и субстрата, - и демонстрирует роль динамического изменения структурно-функциональных взаимоотношений в таком комплексе как в ходе отдельного каталитического акта, так и во времени, превышающем каталитическое. Множественные типы связывания субстрата и его структурных аналогов в активном центре дегидрогеназ 2-оксокислот показывают, что структура активного центра сама по себе еще не определяет функцию. Последняя наблюдается лишь в комплексе с вызываемыми субстратом изменениями исходной структуры. Следовательно, лишь реконструкция статических картин, фиксируемых при трансформации фермент-субстратного комплекса, дает представление о каталитическом механизме. Приближение такого представления к реальному механизму зависит от количества картин, фиксируемых экспериментально. Этим обусловлена существенная роль функциональных исследований в процессе познания механизмов катализа, поскольку лишь немногие из возникающих в ходе катализа комплексов могут быть закристаллизованы.

Другим плодотворным направлением структурно-функционального анализа белков, развиваемым в данной работе, является сравнительное исследование группы родственных ферментов. Сопоставление структурной и функциональной общности и специфики в пределах такой группы облегчает выявление структурно-функциональных соотношений, знание которых необходимо для предсказания возможной функции на основе структуры и решения обратной задачи.

Обнаруженная в данной работе гомология 2-оксоглутаратдегидрогеназ и а-субъединиц дегидрогеназ пирувата и 2-оксокислот с разветвленной цепью была подтверждена методом направленного мутагенеза и позволила обобщить полученные для отдельных представителей семейства результаты с целью выявления структурных основ общности и специфики их действия. Такое исследование является необходимой составной частью анализа структурно-функциональных отношений в более крупной группе тиамин-зависимых ферментов, к которым принадлежит семейство дегидрогеназ 2-оксокислот.

Таким образом, в работе получен ряд результатов приоритетного характера. Подробно исследован механизм действия и функциональные группы наименее охарактеризованного представителя семейства дегидрогеназ 2-оксокислот - 2-оксоглутаратдегидрогеназы. Обнаружена не известная ранее гомология части первичной структуры 2-оксоглутаратдегидрогеназы с а-субъединицей дегидрогеназ оксокислот с разветвленной цепью. Проанализированы детерминанты субстратной специфичности в семействе дегидрогеназ 2-оксокислот. Установлена регуляция 2-оксоглутаратдегидрогеназы посредством множественных типов связывания субстрата и его аналогов, медленных изменений активности в ходе реакции, межсубъединичных взаимодействий и реакций тиол-дисульфидного обмена. Показано специфическое блокирование окислительного декарбоксилирования 2-оксоглутарата фосфонопроизводными субстрата и митохондриальными токсинами на основе галогенированных алкенов. Установлены функциональные связи исследуемых дегидрогеназных комплексов с тиоредоксином и цистеин-8-конъюгат-Р-лиазой. Сформулирована концепция участия комплексов в редокс-регуляции метаболизма в связи с прооксидантным действием интермедиата реакции -дигидролипоата - и тиоредоксин-зависимой регуляцией этого действия.

Список литературы диссертационного исследования доктор химических наук Буник, Виктория-Лариса Ивановна, 2001 год

1. Березин И.В., Клесов A.A. Практический курс химической и ферментативной кинетики (1976) М., МГУ.

2. Варфоломеев С.Д. Инактивация фермента в ходе реакции. Регуляторная роль. Биохимия 49 (1984) 723-735

3. Варфоломеев С.Д., Зайцев C.B. Кинетические методы в биохимических исследованиях (1982) М., МГУ.

4. Гольдштейн Б.Н., Сабурова Е.А., Волькенштейн М.В. Регулирование двухсубстратной реакции аналогом субстрата, исследованное методом графов. Молекулярная Биология 15 (1981) 132-138

5. Гольдштейн Б.Н., Белинцев Б.Н., Волькенштейн М.В. Переходы между стационарными состояниями в закрытой ферментной системе. Докл. АН СССР 244 (1979) 1005-1008

6. Гольдштейн Б.Н., Иванова А.Н. Простые кинетические модели, объясняющие критические явления в ферментативных реакциях с изомеризацией фермента и субстрата. Молекулярная Биология 22 (1988) 1381-1392

7. Гомазкова В.С, Стафеева O.A., Лауфер А.И., Северин С.Е. Исследование взаимосвязи тиаминпирофосфата с мышечной а-кетоглутаратдегидрогеназой. Докл. АН СССР 259 (1981) 477-480

8. Гомазкова B.C. Влияние тиаминпирофосфата и ионов двухвалентных металлов на активность и стабильность а-кетоглутаратдекарбоксилазы из грудной мышцы голубя. Биохимия 38 (1973) 756-762

9. Гомазкова B.C. и Красовская О.Э. Регуляция а-кетоглутаратдегидрогеназного комплекса из грудной мышцы голубя. Биохимия 44 (1979) 1126-1135.

10. Гомазкова B.C. и Северин С.Е. Множественность форм декарбоксилазного компонента а-кетоглутаратдегидрогеназного комплекса из грудной мышцы голубя. Биохимия 37 (1972) 637-647.

11. Диксон М., Уэбб Э. Ферменты (1982) М., Мир, т.2.

12. Досон Р., Эллиот Д., Эллиот У., Джонс К. Справочник биохимика (1991) М., Мир.

13. Зубарев В.Е., Белевский В.Н., Ярков С.П. Метод спиновых ловушек.

14. Идентификация аддуктов с RO 2 радикалами. Докл. Акад.Наук СССР 244 (1979) 1392-1396

15. Кочетов Г.А. Практическое руководство по энзимологии (1980) М., Высшая школа.

16. Немеря Н.С., Баньковский A.A., Горенштейн Б.И., Островский Ю.М. Неокислительная функция пируватдегидрогеназного комплекса мозга животных. Дакл. АН СССР 298 (1988) 750-753.

17. Осипов А.Н., Савов В.М., Яхъяев A.B., Зубарев В.Е., Азизова O.A., Каган В.Е., Владимиров Ю.А. Исследование радикалов, образующихся при взаимодействии органических гидроперекисей с ионами железа, методом спиновых ловушек. Биофизика 29 (1984) 533-536

18. Пустынников М.Г., Нейф X., Усманов P.A., Шелленбергер А., Кочетов Г.А. Функциональные группы тиаминпирофосфата в холотранскетолазе. Биохимия 51 (1986) 1003-1016.

19. Рабинович В.А., Хавин З.Я. Краткий химический справочник (1978), M.-JL, Химия.

20. Северин С.Е., Гомазкова B.C. Очистка и разделение кетоглутаратдегидрогеназного комплекса из грудной мышцы голубя. Биохимия 36 (1971) 1099-1106.

21. Северин С.Е., Гомазкова B.C., Красовская О.Э. и Стафеева O.A. Кинетические свойства а-кетоглутаратдегидрогеназного комплекса из грудной мышцы голубя. Биохимия 43 (1978) 2241-2248.

22. Северин С.Е., Гомазкова B.C., Красовская О.Э. Изучение четвертичной структуры а-кетоглутаратдегидрогеназного комплекса из грудной мышцы голубя. ДАН СССР 218 (1974) 719-721.

23. Северин С.Е., Гомазкова B.C., Красовская О.Э., Мельникова О.Ф. Кинетические свойства а-кетоглутататдегидрогеназы из грудной мышцы голубя. ДАН СССР 229(1976) 755-757.

24. Северин С.Е., Хайлова Л.С., Бернхардт Р. Влияние С-4'-модификации тиаминпирофосфата на его коферментную активность в реакции окислительного декарбоксилирования пировиноградной кислоты. Укр. биох. жур. 48 (1976) SOSSOS.

25. Стафеева O.A., Гомазкова B.C., Северин С.Е. Модификация аргининовых остатков а-кетоглутаратдегидрогеназы 2,3-бутандионом. Докл. АН СССР 251 (1980) 497-499.

26. Стафеева O.A., Гомазкова B.C., Северин С.Е. Сульфгидрильные группы а-кетоглутаратдегидрогеназы из грудной мышцы голубя. Биохимия 47 (1982) 1358-1365.

27. Струмило С.А., Виноградов В.В. Витаминзависимые ферменты надпочечников. Минск, Наука и Техника, 1988

28. Усманов P.A. и Кочетов Г.А. Функция остатка аргинина активного центра транскетолазы пекарских дрожжей. Биохимия 48 (1983) 772-781

29. Хайлова JI.C. и Гомазкова B.C. Дегидрогеназы а-кегокислот грудной мышцы голубя. Биохимия 51 (1986) 2054-2074.

30. Хомутов P.M., Осипова Т.И., Жуков Ю.Н. Синтез а-кетофосфоновых кислот. Изв.Акад.Наук СССР Сер. Хим. 6 (1977) 1391-1394.

31. Хомутов P.M., Хурс E.H., Бирюков А.И., Жуков Ю.Н., Джавахия М.П., Воинова Т.М., Ермолинский Б.С. Алафосфалин (Ь-аланил-Ь-аминоэтилфосфоноваякислота) ингибирует CoASAc-завиеимые пути биосинтеза микромицетов (1990) Биоорг. Химия 16, 275-279

32. Хомутов P.M., Хурс Е.Н., Джавахия М.П., Воинова Т.М., Ермолинский Б.С. 1-Аминоэтилфосфонистая кислота новый ингибитор поликетидного пути биосинтеза природных соединений (1988) Биоорг. Химия 13, 1422-1424

33. Adams M.W.W. and Kletzin A. Oxidoreductase-type enzymes and redox proteins involved in fermentative metabolisms of hyperthermophylic archaea. Adv.Prot.Chem. 48 (1996) 101-180

34. Adinolfi A., Moratti R., Olezza S. and Ruffo A. Control of the citric acid cycle by glyoxylate. The mechanism of inhibition of oxaloacetate dehydrogenase, isocitrate dehydrogenase and aconitate hydratase. Biochem.J. 114 (1969) 513-518.

35. Adinolfi A., Olezza S. and Ruffo A. Inhibition of oxoglutarate dehydrogenase by glyoxylate and its condensation compounds. Biochem.J. 104 (1967) 50P-51P.

36. Aevarsson A., Seger K., Turley S., Sokatch J.R., Hoi W.G.J. Crystal structure of 2-oxoisovalerate dehydrogenase and the architecture of 2-oxo acid dehydrogenase multienzyme complexes. Nat. Struct. Biol. (1999) 785-792

37. Akiyama S.K., Hammes G.G. Elementary steps in the reaction mechanism of the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex from Escherichia coir, kinetics of acetylation and deacetylation. Biochemistry 19 (1980) 4208-4213

38. Ali M.S., Roche Т.Е., Patel M.S. Identification of the essential cysteine residue in the active site of bovine pyruvate dehydrogenase. J.Biol.Chem. 268 (1993) 22353-22356.

39. Ali M.S., Shenoy B.S., Eswaran D., Andersson L.A., Roche Т.Е., Patel M.S. Identification of the tryptophan residue in the thiamin pyrophosphate binding-site of mammalian pyruvate dehydrogenase. J.Biol.Chem. 270 (1995) 4570-4574.

40. Ambrose M.C., Perham R.N. Spin-label study of the mobility of enzyme-bound lipoic acid in the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex of Escherichia coli. Biochem. J. 155 (1976) 429-432

41. Ambrose-Griffin M.C., Danson M.J., Griffin W.G., Hale G., Perham R. Kinetic analysis of the role of lipoic acid residues in the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex of Escherichia coli. Biochem. J. 187 (1980) 393-401

42. Andersson U., Leighton B., Young M.E., Blomstrand E., Newsholme E.A. Inactivation of Aconitase and 2-oxoglutarate dehydrogenase in Skeletal muscle in Vitro by Superoxide anions and/or nitric oxide. Biochem. Biophys. Res. Commun. 249 (1998) 512-516

43. Angelides K.J. and Hammes G.G. Structural and mechanistic studies of the a-ketoglutarate dehydrogenase multienzyme complex from Escherichia coli. Biochemistry 18 (1979) 5531-5537.

44. Anusevicius Z.J., Cenas N.K. Dihydrolipoate-mediated redox cycling of quinones. Arch.Biochem.Biophys. 302 (1993) 420-424

45. Aota, M., Matsuda, K., Isowa, N., Wada, H., Yodoi, J. J. and Ban, T. Protection against reperfusion-induced arrhythmias by human thioredoxin. J. Cardiovascul. Pharmacol. 27(1996) 727-732.

46. Arner E.S.J., Holmgren A. Physiological functions of thioredoxin and thioredoxin reductase. Eur.J.Biochem. 267 (2000) 6102-6109

47. Asmus K.-D. Sulfur-centered free radicals. Meth. Enzymol. 186 (1990) 168-180

48. Asryants R.A., Duszenkova I.V., Nagradova N.K. Determination of sepharose-bound protein with Coomassie brilliant blue G250. Anal.Biochem. 151 (1985) 571-574

49. Baggetto L.G., Leninger A.L. Formation and utilization of acetoin, an unusual product of pyruvate metabolism by Ehrlich and AS30-D tumor mitochondria. J.Biol.Chem. 262 (1987a) 9535-9541

50. Baggetto L.G., Leninger A.L. Isolated tumoral pyruvate dehydrogenase can synthesize acetoin which inhibits pyruvate oxidation as well as other aldehydes. Biochim.Biophys.Res.Communs. 145 (1987b) 153-159

51. Ballou D., Palmer G., Massey V. Direct demonstration of superoxide anion production during the oxidation of reduced flavin and of its catalytic decomposition by erythrocuprein. Biochem. Biophys. Res. Communs. 36 (1969) 898-904

52. Bantel-Schaal U., Bisswanger H. Pyruvate dehydrogenase complex. Binding studies with pyruvate. Hoppe-Seyler's Z. Physiol.Chem. 361 (1980) 1265

53. Bardsley W.G., Leff P., Kavanagh J., Waight R.D. Deviations from Michaelis-Menten Kinetics. Biochem. J. 187 (1980) 739-765

54. Bardsley, W.G. and Childs, R.E. Sigmoid curves, non-linear double-reciprocal plots and allosterism. Biochem J. 149 (1975) 313-328.

55. Bates D.L., Danson M.J., Hale G., Hooper E.A., Perham R.N. Self-assembly and catalytic activity of the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex of Escherichia coli. Nature 268 (1977) 313-316.

56. Bates D.L., Harrison R.A., Perham R.N. The stoichiometry of polypeptide chains in the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex of E. coli determined by a simple novel method. FEBS Lett. 60 (1975) 427-430.

57. Berg A., Vervoort J., de Kok A. Solution structure of the lipoyl domain of the 2-oxoglutarate dehydrogenase complex from Azotobacter vinelandii. J.Mol.Biol. 261 (1996) 432-442.

58. Berg A., Vervoort J., de Kok A. Three-dimensional structure in solution of the N-terminal lipoyl domain of the pyruvate dehydrogenase complex from Azotobacter vinelandii. Eur.J.Biochem. (1997) 244, 352-360

59. Berg A. and DeKok, A. 2-Oxo acid dehydrogenase multienzyme complexes. The central role of the lipoyl domain. Biol. Chem. 378 (1997) 617-634.

60. Bernstein F.C., Koetzle T.F., Williams G.J.B, Meyer E.F. Jr., Brice M.D., Rodgers J.R., Kennard O., Simanouchi T., Tasumi M. The Proteindatabank Brookhaven. J.Mol. Biol. 112 (1977) 535-540.

61. Bessam H., Mareck A.M., Foucher B. Neurospora crassa a-ketoglutarate dehydrogenase complex: description, resolution of components and catalytic properties. Biochim.Biophys.Acta 990 (1989) 66-72.

62. Bisswanger H. Substrate specificity of the pyruvate dehydrogenase complex from Escherichia coll J. Biol. Chem. 256 (1981) 815-822.

63. Blass J.P., Lewis C.A. Inhibition by acetaldehyde of the pyruvate dehydrogenase complex from ox brain and ox kidney. Biochem. J. 131 (1973) 415-416

64. Bleile D.M., Munk P., Oliver R.M., Reed L.J. Subunit structure of dihydrolipoyl transacetylase component of pyruvate dehydrogenase complex from Escherichia coli. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 76 (1979) 4385-4389.

65. Bleile D.M.,Hackert M.L., Pettit F.LI, and Reed L.J. Subunit structure of dehydrolipoyl transacetilase component of pyruvate dehydrogenase complex from bovine heart. J.Biol.Chem. 256 (1981) 514-519.

66. Blum, H., Rollinghoff, M. and Gessner, A. Expression and co-cytokine function of murine thioredoxin adult T cell leukemia-derived factor. Cytokine 8 (1996) 6-13.

67. Bodenstein, J. and Follmann, H. Characterization of two thioredoxins in pig heart including a new mitochondrial protein. Z.Naturforsch. 46c (1991) 270-279.

68. Bodenstein-Lang, J., Buch, A. and Follmann, H. Animal and plant mitochondria contain specific thioredoxins. FEBS Lett. 258 (1989) 22-26.

69. Bonomi F., Cerioli A., Pagani S. Molecular aspects of the removal of ferritin-bound iron by DL-dihydrolipoate. Biochim.Biophys.Acta 994 (1989) 180-186

70. Bosma H.J., de Kok A., Westphal A.H., Veeger C. The composition of the pyruvat dehydrogenase complex from Azotobacter vinelandii. Does a unifying model exist for the complexes from gram-negative bacteria? Eur.J.Biochem. 142 (1984) 541-549.

71. Bosma H.J., DeKok, A., Van Markwijk, B. W. and Veeger, C. The size of the pyruvate dehydrogenase complex of Azoiobacter vinelandii. Association phenomena. Eur. J. Biochem. 140 (1984) 273-280.

72. Bosma, H.J., De Kok, A., Westphal, A.H. and Veeger, C. The composition of the pyruvate dehydrogenase complex from Azotobacter vinelandii. Does a unifying model exist for the complexes from gram-negative bacteria? Eur. J. Biochem. 142 (1984) 541-549.

73. Braun PI., Lichter A., Haberlein I. Kinetic evidence for protein complexes between thioredoxin and NADP-malate dehydrogenase and presence of a thioredoxin binding site at the N-terminus of the enzyme. Eur. J. Biochem. 240 (1996) 781-788.

74. Breslow R and McNelis E. Studies on model systems for thiamine action. Synthesis of reactive intermediatesand evidence on the function of the pyrimidine ring J.Amer.Chem.Soc. 81 (1959) 3080- 3082.

75. Breslow R. On the mechanism of thiamine action. IV. Evidence from studies on model systems J.Amer.Chem.Soc. 80 (1958) 3719-3726.

76. Breslow R. Rapid deuterium exchange in thiazolinium salts J.Amer.Chem.Soc., 79 (1957) 1762-1763.

77. Bresters, T.W., De Abreu, R.A., De Kok, A., Visser, J. and Veeger, C. The pyruvate dehydrogenase complex from Azotobacter vinelandii. I. Purification and properties. Eur. J. Biochem. 59 (1975) 335-345.

78. Britigan B.E., Pou S., Rosen G.M., Lilleg D.M., Buettner G.R. Hydroxyl radical is not a product of the reaction of xanthine oxidase and xanthine. J.Biol.Chem. 265 (1990) 17533-17538

79. Bruschi S.A., Lindsay J.G., and Crabb J.W., Mitochondrial stress protein recognition of inactivated dehydrogenases during mammalian cell death. Proc Nat. Acad Sci USA 95 (1998) 13413-13418.

80. Buettner G.R. Thyil free radical production with hematoporphyrin derivative, cysteine and light: a spin-trapping study. FEBS Lett. 177 (1984) 295-299

81. Butterworth R.F., Kril J.J., Harper C.G., Thiamine-dependent enzyme changes in the brains of alcoholics: Relationship to the Wernike-Korsakoff syndrome. Alcohol.Clin.Exp.Res. 71 (1993) 1084-1088

82. Cabiscol E., Piulats E., Echave P., Herrero E., Ros J. Oxidative stress promotes specific protein damage in Sacharomices cerevisiae. J.Biol.Chem. 275 (2000) 2739327398

83. CaJacob C.A., Frey P.A., Hainfeld J.F., Wall J.S., Yang H. Escherichia coli pyruvat dehydrogenase complex: particle masses of the complex and component enzymes measured by scanning transmission electron microscopy. Biochemistry 24 (1985) 2425-2431.

84. CaJacob C.A., Gavino G.R., Frey P. A. Pyruvat dehydrogenase complex of Escherichia coli. Thiamin pyrophosphate and NADH-dependent hydrolysis of acetyl-CoA. J.Biol.Chem. 260 (1985) 14610-14615.

85. Cassey B., Guest G.R., Attwood M.M. Environmental control of pyruvate dehydrogenase complex expression in Escherichia coli. FEMS Microbiol. Lett. 159 (1998) 325-329.

86. Cate R.L., Roche T.E., Davis L.C. Rapid intersite transfer of acetyl groups and movement of pyruvate dehydrogenase component in the kidney pyruvat dehydrogenase complex. J.Biol.Chem. 255 (1980) 7556-7562.

87. Chan S.W., Chan P.C., Bielski B.H.J. Studies on the lipoic acid free radical. Biochim. Biophys. Acta 338 (1974) 213-223

88. Christen P., Anderson T.K. and Healy H.J. H202 oxidized an aldolase dihydroxyacetone phosphate intermediate to hydroxymethylglyoxal phosphate Experientia 30 (1974) 603.

89. Christen P., Lubini D., Gogoli M. Paracatalytic self-inactivation of enzymes. In: Thiamin Pyrophosphate Biochemistry (A.Schellenberger and R.Schowen eds.) v.2, CRC Press (1988) pp.115-122.

90. Collins J.H., Reed L.J. Acyl group and electron pair relay system: a network of interacting lipoyl moieties in the pyruvate and a-ketoglutarate dehydrogenase complexes from Escherichia coli. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 74 (1977) 4223-4227.

91. Cooney G.J., Taegtmeyer H., Newsholm E.A. Tricarboxylic acid flux and enzyme activities in the isolated working rat heart. Biochem. J. 200 (1981) 701-703

92. Cooper A.J.L., Enzymology of cysteine S-conjugate-P-lyases. Adv. Pharmacol. 27 (1994) 71-113.

93. Corpet F., Gouzy J., Kahn D. Recent improvements of the ProDom database of protein domain families. Nucl. Acids. Res. 27 (1999) 263-267

94. Crabbe M.J.C, Bardsley W.G. Deviation from Michaelis-Menten kinetics for fumarase. Biochem. J. 157 (1976) 333-337

95. Creasy L.L. The role of enzyme inactivation in the regulation of synthetic pathways: A case history. Physiol.Plant. 71 (1987) 389-392

96. Custrecasas P. Protein purification by affinity chromatography. J.Biol.Chem. 245 (1970) 3059-3065

97. Dall'acqua W., Carter P. Substrate-assisted catalysis: Molecular basis and biological significance. Prot. Sci. 9 (2000) 1-9.

98. Danson M.J., Flale G., Johnson P., Perham R.N., Smith J., Spragg P. Molecular weight and symmetry of the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex of Escherichia coli. J. Mol. Biol. 129 (1979) 603-617.

99. Danson M.J., Perham R.N. Evidence for two lipoic acid residues per lipoate acetyltransferase chain in the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex of Escherichia coli. Biochem. J. 159 (1976) 677-682.

100. Dardel F., Davis A.L., Laue E.D., Perham R.N. The three-dimensional structure of the lipoyl domain from Bacillus stearothermophilus pyruvate dehydrogenase multienzyme complexes. J.Mol.Biol. 229 (1993) 1037-1048.

101. Dardel F., Packman L.C., Perham R.N., Expression in Escherichia coli of a subgene encoding the lipoyl domain of the pyruvate dehydrogenase complex of Bacillus stearothermophilus. FEBS Lett. 264 (1990) 206-210.

102. Das K.C., Das C.K. Thioredoxin, a singlet oxygen quencher and hydroxyl radical scavenger: redox independent functions. Biochem.Biophys.Res.Communs. 277 (2000) 443-447

103. Dave E., Guest J.R., Attwood M.M. Metabolic engineering in Escherichia coli: lowering the lipoyl domain content of the pyruvate dehydrogenase complex adversely affects the growth rate and yield. Microbiology 141 (1995) 1839-1849.

104. De Kok A., Hengeveld A.F., Martin A., Westphal A.H. The pyruvate dehydrogenase multi-enzyme complex from Gram-negative bacteria. Biochim.Biophys.Acta 1385 (1998) 353-366.

105. De Kok A., Kornfeld S., Benziman M., Milner G. Subunit composition and partial reactions of the 2-oxoglutarate dehydrogenase complex of Acetobacter xylinum. Eur.J.Biochem. 106 (1980) 49-58.

106. De la Sierra I.L., Pernot L., Prange T., Saludjian P., Schiltz M., Fourme R., Padron G. Molecular structure of the lipoamide dehydrogenase domain of a surface antigen from Neisseria meningitidis. J. Mol. Biol. 269 (1997) 129-141.

107. De la Sierra I.L., Prange J.T., Fourme R., Padron G., Fuentes P., Musacchio A., Madrazo J. Crystallization and preliminary X-ray investigation of a recombinant outer membrane protein from Neisseria meningitidis. J.Mol.Biol. 235 (1994) 1154-1155.

108. De Marcucci O., Lindsay J.G. Component X. An immunologically distinct polypeptide associated with mammalian pyruvate dehydrogenase multi-enzyme complex.Eur.J.Biochem. 149 (1985) 641-648.

109. Dekant W., Vamvakas S., and Anders M.W. Formation and fate of nephrotoxic and cytotoxic glutathione ¿"-conjugates: Cysteine conjugate p-lyase pathway. Adv. Pharmacol. 27 (1994) 115-162.

110. DeKok A., Hengeveld A.F., Martin A., Westphal A.H. The pyruvate dehydrogenase complex from gram-negative bacteria. Biochim.Biophys.Acta 1385 (1998) 353-366

111. DeKok, A., and van Berkel, W. J. H. (1996) Lipoamide dehydrogenase, in: Alpha-keto acid dehydrogenase complexes (Patel, M. S., Roche, T. E. and Harris, R. A., eds.), (1996) Birkhaeuser Verlag Basel-Boston-Berlin, pp.53-70

112. Demchuk E., Mueller T., Oschkinat H., Sebald W., Wade R. Receptor binding properties of four-helix-bundle growth factors deduced from electrostatic analysis. Prot. Sci. 3 (1994) 920-935.

113. DeRosier D.J., Oliver R.M., Reed L.J. Crystallization and preliminary structural analysis of dihydrolipoyl transsuccinylase, the core of the 2-oxoglutarate dehydrogenase complex. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 68 (1971) 1135-1137.

114. Docampo R., Moreno S.J., Mason R.P. Free radical intermediates in the reaction of pyruvate:ferredoxin oxidoreductase in Tritrichomonas foetus hydrogenosomes. J.Biol.Chem. 262 (1987) 12417-12421

115. Dyda F., Furey W., Swaminathan S., Sax M., Farrenkopf B., Jordan F. Catalytic centers in the thiamin diphosphate dependent enzyme pyruvate decarboxylase at 2.4A° resolution. Biochem. 32 (1993) 6165-6170.

116. Eklund H, Gleason F, Holmgren A. Structural and functional relations among thioredoxins of different species. Proteins 11 (1991) 13-28.

117. Eley, M.H., Namahira, G., Hamilton, L., Munk, P. and Reed, L.J. a-Keto acid dehydrogenase complexes. XVIII. Subunit composition of the Escherichia coli pyruvate dehydrogenase complex. Arch. Biochim. Biophys. 152 (1972) 655-669.

118. Elliot A.J., Munk P.L., Stevenson K.J., Armstrong D.A. Reactions of oxidising and reducing radical probes with lipoamide dehydrogenase. Biochemistry 19 (1980) 49454950

119. Ermer J., Schellenberger A., Hubner G. Kinetic mechanism of pyruvate decarboxylase. FEBS Lett. 299 (1992) 163-165.

120. Eswaran D., Ali M.S., Shenoy B.C., Korotchkina L.G., Roche T.E., Patel M.S. Arginine-239 in the beta subunit is at or near the active site of bovine pyruvate dehydrogenase. Biochim.Biophys.Acta 1252 (1995) 203-208.

121. Fang R., Nixon P.F., Duggleby R.G. Identification of the catalytic glutamate in the El component of human pyruvate dehydrogenase. FEBS Lett. 437 (1998) 273-277.

122. Fenton H.J., Jackson H. The oxidation of polyhydric alcohols in the presence of iron. J.Chem.Soc. 75 (1899) 1-11

123. Follmann H, Haberlein I. Thioredoxins: universal, yet specific thiol-disulfide redox cofactors. Biofactors 6 (1995/1996) 147-156.

124. Follmann H. Light-dark and thioredoxin-mediated metabolic redox control in plant cells. In: The Redox State and Arcadian Rhythms, T. Vanden Driessche et al. (eds.), (2000) Kluwer Academic Publishers, 59-83.

125. Fraaije M.W. and Mattevi A. Flavoenzymes:diverse catalysts with recurrent features TIBS 25 (2000) 1260132

126. Frey P.A., Flournoy D.S., Gruys K., Yang Y.-S. Intermediates in reductive transacetylation catalyzed by pyruvate dehydrogenase complex. Ann. N.Y.Acad.Sci. 573 (1989) 21-35

127. Friden C. Kinetic aspects of metabolic processes. The hysteretic enzyme concept. J.Biol.Chem. 245 (1970) 5788-5799

128. Friden C. Treatment of enzyme kinetic data. The effect of modifiers on the kinetic parameters of single substrate enzymes. J.Biol.Chem. 239 (1964) 3522-3531

129. Furuta S., Shindo G., Hashimoto T. Purification and properties of pigeon muscle a-keto acid dehydrogenase complexes. J.Biol.Chem. 81 (1977) 1839-1847.

130. Gane P.J., Freedman R.B., Warwicker J. A molecular model for the redox potential difference between thioredoxin and DsbA, based on electrostatics calculations. J. Mol. Biol. 249(1995)376-387.

131. Gasdaska J.R., Kirkpatrick D.L., Montfort W., Kuperus M., Hill S.R., Berggren M., Powis G. Oxidative inactivation of thioredoxin as a cellular growth factor and protection by a Cys(73)->Ser mutation. Biochemical Pharmacology 52 (1997) 17411747.

132. Gasdaska P.Y., Gasdaska J.R., Cochran S., Powis G. Cloning and sequencing of a human thioredoxin reductase. FEBS Lett 373 (1995a) 5-9.

133. Gasdaska J. R., Berggren M. and Powis G. Cell growth stimulation by the redox protein thioredoxin occurs by a novel helper mechanism. Cell Growth and Differentiation 6 (1995b) 1643-1650.

134. Gatti R.M., Radi R., Augusto O. Peroxynitrite-mediated oxidation of albumin to the protein-thyil free radical. FEBS Lett. 348 (1994) 287-290

135. Geek, M. K., Larimer, F. W. and Hartman, F. C. Identification of residues of Spinach thioredoxin / that influence interactions with target enzymes. J. Biol. Chem. 271 (1996) 24736-24740.

136. Gibson G.E. and Blass J.P. Inhibition of acetylcholine synthesis and of carbohydrate utilization by maple-syrup-urine disease metabolites. J. Neurochem. 26 (1976) 10731078.

137. Gibson G.E., Sheu K-F.R., Blass J.P., Baker A., Carlson K.C., Harding B., Perrino P. Reduced activities of thiamine-dependent enzymes in the brains and peripheral tissues of patients with Alzheimer's disease. Arch. Neurol. 45 (1988) 836-840.

138. Gibson G.E., Zhang H., Sheu K-F.R, Bogdanovich N., Lindsay J.G., Lannfelt L., Vestling M., Cowburn R.F., a-Ketoglutarate dehydrogenase in Alzheimer's brains bearing the APP670/671 mutation. Ann Neurol 44 (1998) 676-681.

139. Gilbert, H. F. Biological disulfides: the third messenger? J.Biol.Chem. 257 (1982) 12086-12091.

140. Gilbert, H. F. Redox control of enzyme activities by thiol/disulfide exchange. Meth. Enzymol. 107 (1984) 330-351

141. Goa, J. A micro-biuret method for protein determination of total protein in cerebrospinal fluid, Scand. J. Clin. Lab. Invest. 5 (1953) 218-222.

142. Gogoli-Greuter M., Hausner L. and Christen P. Irreversible inactivation in presence of pyruvate carboxylase and oxidant of substrate. An example of paracatalytic enzyme inactivation. Eur.J.Biochem. 100(1979) 298-300.

143. Goldman R., Stoyanovsky D.A., Day B.W., Kagan V.E. Reduction of phenoxyl radicals by thioredoxin results in selective oxidation of its SH-groups to disulfides. An antioxidant function of thioredoxin. Biochemistry 34 (1995) 4765-4772

144. Goldstein B.N., Saifullin S.R., Zakrzhevskaya D.T., Principles of symmetrical organization for the pyruvate dehydrogenase complex. FEBS Lett. 373 (1995) 259261.

145. Goldstein B.N., Selivanov V.A. Unusual kinetic behavior predicted for a-keto acid dehydrogenase complexes. FEBS Lett. 319 (1993) 267-270.

146. Gomazkova V.S., Kologrivova O.A., Severin S.E. Evidence for a-ketoglutarate dehydrogenase monomer activity with the aid of enzyme immobilization. Biochem.Internat. 10 (1985) 917-925.

147. Gomazkova V.S., Stafeeva O.A., Severin S.E. The role of arginyl residues in the functioning of a-ketoglutarate dehydrogenase from pigeon breast muscle. Biochem.Internat. 2 (1981) 51-57.

148. Graceffa P. Spin labelling of protein sulfhydryl groups by spin trapping a sulfur radical: application to bovine serum albumin and myosin. Arch.Biochem.Biophys. 225, (1983) 802-808

149. Graceffa P. Spin trapping the cysteine thyil radical with phenyl-N-t-butylnitrone. Biochim.Biophys.Acta 954 (1988) 227-230

150. Graham L.D. and Perham R.N. Interaction of lipoyl domains with the Elp subunits of the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex from Escherichia coli. FEBS Lett. 262 (1990) 241-244.

151. Graham L.D., Packman L.C. and Perham R.N. Kinetics and specificity of reductive acylation of lipoyl domains from 2-oxo acid dehydrogenase multienzyme complexes Biochemistry 28 (1989) 1574-1581.

152. Grande H.J., Van Telgen H.J., Veeger C. Symmetry and asymmetry of the pyruvate dehydrogenase complexes from Azotobacter vinelandii and Escherichia coli as reflected by fluorescence and spin-label studies. Eur.J.Biochem. 71 (1976) 509-518

153. Green J.B.A. Pyruvate decarboxylase is like acetolactate synthase (ILV2) and not like the pyruvate dehydrogenase El subunit. FEBS Lett. 246, 1,2 (1989) 1-5.

154. Guest J.R. Functional implications of structural homologies between chloramphenicol acetyltransferase and dihydrolipoamide acetyltransferase. FEMS Microbiol.Lett. 44 (1987) 417-422.

155. Guest J.R., Angier S.J., Russel G.C. Structure, expression, and protein engineering of the pyruvate dehydrogenase complex of Escherichia coli. Ann.NY.Acad.Sci. 573 (1989) 76-99.

156. Gupta S.C. and Dekker E.E. Evidence for the identity and some comparative properties of a-ketoglutarate and 2-keto-4- hydroxyglutarate dehydrogenase activity. J.Biol.Chem. 255 (1980) 1107-1112.

157. Guy A. R., McCormack J. G, Midgley J. W. and Denton R. M. The Role of Ca2+ in the Hormonal Regulation of the Activities of Pyruvate Dehydrogenase and Oxoglutarate Dehydrogenase Complexes. Ann. N.Y. Acad. Sci. 573 (1989) 206-217

158. Haber F., Weiss J. The catalytic decomposition of hydrogen peroxide by iron salts. Proc. R. Soc. Lond. Ser. A 147 (1934) 332-357

159. Haberlein I., Vogeler B. Completion of the thioredoxin reaction mechanism: kinetic evidence for protein complexes between thioredoxin and fructose 1,6-bisphosphatase. Biochim. Biophys.Acta. 1253 (1995) 169-174.

160. Hackert M.L., Oliver R.M., Reed L.J. A computer model analysis of the active-site coupling mechanism in the pyruvate dehydrogenase complex of Escherichia coli. Proc.Natl.Acad.Sci. USA 80 (1983) 2907-2911

161. Hackert M.L., Oliver R.M., Reed L.J. Evidence for a multiple random coupling mechanism in the a-ketoglutarate dehydrogenase multienzyme complex of Escherichia coli: a computer model analysis. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 80 (1983) 2226-2230.

162. Hale G. and Perham R.N. Limited proteolysis of the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex of Escherichia coli. Eur.J.Biochem. 94 (1979) 119-126.

163. Hale G. and Perham R.N. Primary structure of the swinging arms of the pyruvate dehydrogenase complex of Escherishia coli. FEBS Lett. 105 (1979) 263-266.

164. Hale G., Wallis N.G., Perham R.N. Interaction of avidin with the lipoyl domains in the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex: three-dimensional location and similarity to biotinyl domains in carboxylases. Proc.R.Soc.Lond.B. 248 (1992) 247253.

165. Halliwell B., Gutteridge J.M.C. Oxygen free radicals and iron in relation to biology and medicine: some problems and concepts. Arch.Biochem.Biphys. 246 (1986) 501514

166. Hamada M., Koike K., Nakaula Y., Hiraoka T., Koike M and Hishimoto T. A kinetic study of the a-keto acid dehydrogenase complexes from pig heart mitochondria J.Biochem. 77 (1975) 1047-1056.

167. Hanemaaijer R., de Kok A., Jolles J., Veeger C. The domain structure of the dihydrolipoyl transacetylase component of the pyruvate dehydrogenase complex from Azotobacter vinelandii. Eur.J.Biochem. 169 (1987) 245-252.

168. Hanine Lmoumene C.E1., Conte D., Jacquot J.-P., Houee-Levin C. Redox properties of protein disulfide bond in oxidized thioredoxin and lysozyme: a pulse radiolysis study. Biochemistry 39 (2000) 9295-9301

169. Harbour J.R., Chow V., Bolton J.R. An electron spin resonance study of the spin adducts of OH and HO2 radicals with nitrones in the ultraviolet photolysis of aqueous hydrogen peroxide solutions. Can. J. Chem. 52 (1974) 3549-3553

170. Harman L.S., Mottley C., Mason R.P. Free radical metabolites of L-cysteine oxidation (1984) J.Biol.Chem., v. 259, n.9, pp.5606-5611

171. Harper A.E. Thoughts on the role of branched-chain a-keto acid dehydrogenase complex in nitrogen metabolism. Ann. N.Y Acad. Sci 573 (1989) 267-273.

172. Hawkins C.F., Borges A., Perham R.N. A common structural motif in thiamin pyrophosphate-binding enzymes. FEBS Lett. 255 (1989) 77-82.

173. Hawkins C.F., Borges A., Perham R.N. Cloning and sequence analysis of the genes encoding the A and B subunits of the El component of the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex of Bacillus stearothermophilus. Eur. J. Biochem. 191 (1990) 337-346.

174. Hayakawa T and Koike M. Mammalian a-keto acid hehydrogenase complexes. III.Resolution and reconstitution of the pig heart pyruvate dehydrogenase complex J.Biol.Chem. 242 (1967) 1356- 1358.

175. Hayashi, T., Ueno, Y. and Okamoto, T. (1993) Oxidoreductive regulation of nuclear factor kB. Involvement of a cellular reducing catalyst thioredoxin, J. Biol. Chem. 268, 11380-11388.

176. Healy M.J. and Christen P. Reaction of the carbanionic aldolase- substrate intermediate with tetranitromethane. Identification of the products, hydroxypyruvaldehyde phosphate and D-5-ketofructose 1,6-diphosphate J.Am.Chem.Soc. 94 (1972) 7911

177. Hein S., Steinbüchel A. Biochemical and molecular characterization of the Alcaligenes eutrophus pyruvate dehydrogenase complex and identification of a new type of dihydrolipoamid dehydrogenase. J.Bacteriol. 176 (1994) 4394-4408.

178. Henderson C.E., Perham R.N., Finch J.T. Structure and symmetry of Bacillus stearothermophilus pyruvate dehydrogenase multienzyme complex and implications for eukaryote evolution. Cell. 17 (1979) 85-93.

179. Hengeveld A.F., Schoustra S.E., Westphal A.H., de Kok A. Pyruvate dehydrogenase from Azotobacter vinelandii. Properties of the N-terminally truncated enzyme. Eur. J. Biochem. 265 (1999) 1098-1107.

180. Hirabayashi T. and Harada T. Isolation and properties of a-ketoglutarate dehydrogenase complex from baker's yeast (Saccharomyces cerevisiae) Biochem.Biophys.Res.Com. 45 (1971) 1369-1375

181. Hirashima M, Hayakawa, T and Koike, M. Mammalian a-keto acid dehydrogenase complexes. II. An improved procedure for the preparation of 2-oxoglutarate dehydrogenase complex from pig heart muscle. J. Biol. Chem. 242 (1967) 902-907.

182. Hirota K., Murata M., Sachi Y., Nakamura H., Takeuchi J., Mori K., Yodoi J. Distinct roles of thioredoxin in the cytoplasm and in the nucleus. J.Biol.Chem. 274 (1999) 27891-27897

183. Ho S.N., Hunt H.D., Horton R.M., Pullen J.K., Pease L.R. Site-directed mutagenesis by overlap extension using the polymerase chain reaction. Gene 77 (1989) 51-59

184. Holmgren A. Thioredoxin. 6. The amino acid sequence of the protein from Escherichia coli B. Eur J Biochem 6 (1968) 475-484.

185. Holmgren, A. Thioredoxin catalyzes the reduction of insulin disulfides by dithiothreitol and dihydrolipoamide. J.Biol.Chem. 254 (1979a) 9627-9632.

186. Holmgren, A. Reduction of disulfides by thioredoxin. J.Biol.Chem. 254 (1979b) 9113-9119.

187. Holmgren, A. Thioredoxin and glutaredoxin systems. J.Biol.Chem. 264 (1989) 13963-13966.

188. Honig B, Nicholls A. Classical electrostatics in biology and chemistry. Science 268 (1995) 1144-1149.

189. Horn F., Bisswanger H. Regulatory properties of the pyruvate dehydrogenase complex from Escherichia coli. Studies on the thiamin diphosphate-dependent lag phase. J.Biol.Chem. 258 (1983) 6912-6919

190. Horton R.M., Hunt H.D., Ho S.N., Pullen J.K., Pease L.R. Engineering hybrid genes without the use of restriction enzymes: gene splicing by overlap extension. Gene 77 (1989) 61-68

191. Huang C., Chang A.K., Nixon P.F., Duggleby R.G. Site-directed mutagenesis of the ionizable groups in the active site of Zymomonas mobilis pyruvate decarboxylase: effect on activity and pH dependence. Eur. J. Biochem. 268 (2001) 3558-3565.

192. Huebner G., Neef H., Schellenberger A., Bernhardt R., Khailova L.S. Two-center mechanism for the oxidative decarboxylating component of the pyruvate dehydrogenase complex from pigeon breast muscle. FEBS Lett. 86 (1978) 6-8

193. Humphries K.M., Szweda L.I. Selective inactivation of a-Ketoglutarate dehydrogenase and pyruvate dehydrogenase: Reaction of lipoic acid with 2-hyrdoxy-2~ nonenal. Biochemistry 37 (1998) 15835-15841

194. Hutson S.M. Regulation of substrate availability for the branched-chain a-keto acid dehydrogenase enzyme complex. Ann. New York Acad. Sci. 573 (1989) 230-239.

195. Ishikawa E., Oliver R.M., Reed L.J. a-Keto acid dehydrogenase complexes. V. Macromolecular organization of pyruvate and a-ketoglutarate dehydrogenase complexes isolated from beef kidney mitochondria. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 56 (1966) 534-541.

196. Jacquiersarlin, M. R. and Polla, B. S. Dual regulation of heat-shock transcription factor activation and DNA-binding activity by H2O2: role of thioredoxin. Biochem. J. 318 (1996) 187-193.

197. Jacquot JP, Lancelin JM, Meyer Y. 1997. Thioredoxins: structure and function in plant cells. New Phytol 136: 543-570.

198. Jacquot J.P., Stein M., Hodges ML, Miginiac-Maslow M. PCR cloning of a nucleotidic sequence coding for the mature part of Chlamydomonas reinhardtii thioredoxin Ch2. Nucl. Ac. Res. 20 (1992) 617.

199. Janin J. The kinetics of protein-protein recognition. Proteins 28 (1997) 153-161.

200. Janzen E.G., Nutter D.E. Jr.,Davis E.R., Blackburn B.J. , Poyer J.L., McCay P.B. On spin trapping hydroxyl and hydroperoxyl radicals (1978) Can.J.Chem., v.56, p.2237-2242

201. Jones D.D., Stott K.M., Howard M.J., Perham R.N. Restricted motion of the lipoyl-lysine swinging arm in the pyruvate dehydrogenase complex of Escherichia coli. Biochemistry 39 (2000b) 8448-8459.

202. Jordan F. Interplay of organic and biological chemistry in understanding coenzyme mechanisms: example of thiamin diphosphate-dependent decarboxylations of 2-oxo acids. FEBS Lett. 457 (1999) 298-301.

203. Jordan F. Semiempirical calculations on the electronic structure and preferred conformations of thiamine (Yitamine Bi) and thiamine pyrophosphate (Cocarboxylase) J.Amer.Chem.Soc. 96 (1974) 3623- 3630.

204. Jordan F., Mariam Y.H. Nr-Methylthiaminium Diiodide. Model Study on the Effect of a Coenzyme Bound Positive Charge on Reaction Mechanisms Requiring Thiamin Pyrophosphate. J. Am. Chem. Soc. 100 (1978) 2534-2541.

205. Jorgensen W.L., Chandrasekhar J., Madura J., Impey R., Klein M. Comparison of simple potential functions for simulating liquid water. J. Chem. Phys. 79 (1983) 926931.

206. Kalyanaraman B. and Mason R.P. The reduction of nitroso-spin traps in chemical and biological systems. A cautionary note. Tetrahedron Lett. 50 (1979) 4809-4812.

207. Karam A.G. and Bishop S.H. a-Ketoglutarate dehydrogenase from cauliflower mitochondria: preparation and reactivity with substrates. Phytochemistry 28 (1984) 3291-3293.

208. Karlson P. The structure of vitamin Bl. TIBS 9 (1984) 536-537.

209. Katti S.K., Le Master D.M., Eklund H. Crystal structure of thioredoxin from Escherichia coli at 1.68 angstrem resolution. J. Mol. Biol. 212(1990) 167-184.

210. Khailova L.S, Aleksandrovich O.V., Severin S.E. Study on the role of SH-groups in the activity of muscle pyruvate dehydrogenase. Biochem. Internat. 7 (1983) 223233.

211. Khailova L.S., Korochkina L.G. Determination of the number of active centres in the pyruvate dehydrogenase component of the pyruvate dehydrogenase complex from pigeon breast muscle. Biochem. Internat. 5 (1982) 525-532.

212. Khailova L.S. and Severin S.E. Functional groups of muscle pyruvate dehydrogenase in: Thiamine pyrophosphate biochemistry (A.Schellenberger and R.Schowen eds.) v.2, CRC Press (1988) pp.45-50.

213. Khan A.U., Wilson T. Reactive oxygen species as cellular messengers. Chemistry and Biology 2 (1995) 437-445

214. Khyse-Anderson J. Electroblotting of multiple gels: a simple apparatus without buffer tank for rapid transfer of proteins from polyacrylamide to nitrocellulose J.Biochem.Biophys. Methods 10 (1984) 203-209.

215. Kluger R., Pike D.C. Active site generated analogues of reactive intermediates in enzymatic reaction. Potent inhibition of pyruvate dehydrogenase by a phosphonate analogue of pyruvate. J.Am.Chem.Soc. 99 (1984) 4504-4506.

216. Knapp J.E., Mitchell D.T., Yazdi M.A., Ernst S.R., Reed L.J., Hackert M.L. Crystal structure of the truncated cubic core component of the Escherichia coli 2-oxoglutarate dehydrogenase multienzyme complex. J. Mol. Biol. 280 (1998) 655-668.

217. Kochetov G.A. and Usmanov R.A. Charge transfer complex interactions in transketolase-thiamine pyrophosphate complex. Biochem. Biophys. Res.Communs. 411970) 1134-1140.

218. Kochetov G.A., Usmanov R.A and Mevkh A.T. The role of the charge transfer complex in the transketolase catalyzed reaction. Biochim. Biophys.Res. Communs. 541973) 1615-1626.

219. Koike K., Iiamada M., Tanaka N., Otsuka K.-I., Ogasahara K. and Koike M. Properties and subunit composition of the pig heart 2-oxoglutarate dehydrogenase1974) J.Biol.Chem., 249, 12, 3836-3842.

220. Koike K., Tanaka N., Hamada M., Otsuka K., Suematsu T., Koike M. Resolution and reconstitution of pig heart 2-oxoglutarate dehydrogenase complex. J.Biochem. 691971)1143-1147.

221. Koike K., Urata Y. and Goto S. Cloning and nucleotide sequence of the cDNA encoding human 2-oxoglutarate dehydrogenase (lipoamide). Proc.Natl.Acad.Sci.USA 89 (1992) 1963-1967.

222. Koike M., Reed L.J., Carrol W.R. a-Keto acid dehydrogenase complexes. 4.Resolution and reconstitution of the Escherichia coli pyruvate dehydrogenase complex. J.Biol.Chem. 238 (1963) 30-39.

223. Koike M., Reed L.J., Carrol W.R. a-Keto acid dehydrogenation complexes. I. Purification and properties of pyruvate and a-ketoglutarate dehydrogenation complexes of Escherichia coli. J.Biol.Chem., 235 (1960) 1924-1930.

224. Koike, K., Hamada, M., Tanaka, N., Otsuka, K.-I., Ogasahara, K. and Koike, M. Properties and subunit composition of the pig heart 2-oxoglutarate dehydrogenase. J. Biol. Chem. 249 (1974) 3836-3842.

225. Koike, M. and Koike K. Biochemical properties of mammalian 2-oxo acid dehydrogenase multienzyme complexes and clinical relevancy with chronic lactic acidosis. Ann. N.Y. Acad. Sci. 378 (1982) 225-235.

226. Koike, M., Reed, L.J. and Carroll, W.R. a-Keto acid dehydrogenation complexes. I. Purification and properties of pyruvate and a-ketoglutarate dehydrogenation complexes of Escherichia coli. J. Biol. Chem. 235 (1960) 1924-1930.

227. Kollman P.A., Weiner S.J. AMBER assistant model building with energy refinement. J. Comp. Chem. 2 (1991) 287-299.

228. Konishi, T., Handelman, G., Matsugo, S., Mathur, V. V., Trischler, H. J. and Packer, L. Amplified determination of lipoyl groups by lipoamide dehydrogenase in the presence of oxidized glutathion. Biochem. Molec. Biol. Internat. 38 (1996) 11551161.

229. Konrad A., Banze M., Follmann H. Mitochondria of plant leaves contain two thioredoxins. Completion of the thioredoxin profile of higher plants. J. Plant Physiol. 149 (1996) 317-321.

230. Konstantinov,A.A., Peskin A.V., Popova E.Yu., Khomutov G.B., and Ruuge,E.K. Superoxide generation by the respiratory chain of tumor mitochondria. Biochim. Biophys. Acta 894 (1987) 1-10

231. Koob M. and Dekant W. Bioactivation of xenobiotics by formation of toxic glutathione conjugates. Chem.-Biol. Inter. 77 (1991) 107-136.

232. Kornfeld, S., Benziman, M. and Milner, Y. a-Ketoglutarate dehydrogenase complex of Acetobacter xylinum. Purification and regulatory properties. J. Biol. Chem. 252(1977) 2940-2947.

233. Korochkina L.G., Khailova L.S., Severin S.E. Localization of tryptophan residues in thiamine pyrophosphate-binding sites of pyruvate dehydrogenase from pigeon breast muscle. Biochem. Internat. 9 (1984) 491-499.

234. Kotake Y., Janzen E.G. Decay and Fate of the hydroxyl radical adduct of a-phenyl-N-feri-butylnitrone in aqueous media. J.Am.Chem.Soc. 113 (1991) 9503-9506

235. Kraulis P. J., MOLSCRIPT: a program to produce both detailed and schematic plots of protein structures. J.Appl.Cryst. 24 (1991) 946-950.

236. Kresze G.-B. and Ronft H. Bovine kidney pyruvate dehydrogenase complex. Limited proteolysis and molecular structure of the lipoate acetyltransferase component. Eur.J.Biochem. 112 (1980) 589-599.

237. Kresze G-.B. and Steber L. Inactivation and disassembly of the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex from bovine kidney by limited proteolysis with an enzyme from rat liver (1979) Eur.J.Biochem., 95, 3, 569-578.

238. Kresze G.-B., Dietl B. and Ronft H. Mammalian lipoate acetyltransferase: molecular weight determination by gel filtration in the presence of guanidinium chloride. FEBS Lett. 112 (1980) 48-50.

239. Kresze G-B., Ronft H., Dietl B. and Steber L. Limited proteolysis of 2-oxoglutarate dehydrogenase multienzyme complex from bovine kidney. FEBS Lett. 127 (1981) 157-160.

240. Kruger N., Opperman F.B., Lorenzl H., Steinbüchel A. Biochemical and molecular characterization of the Clostridium magnum acetoin dehydrogenase enzyme system. J.Bacteriol. 176 (1994) 3614-3630.

241. Kunz W.S., Kunz W. Contribution of different enzymes to flavoprotein fluorescence of isolated rat liver mitochondria. Biochim. Biophys. Acta 841 (1985) 237-246

242. Laber B. and Amrhein N. Methabolism of 1-aminoethylphosphinate generates acetylphosphinate, a potent inhibitor of pyruvate dehydrogenase Biochem.J. 248 (1987) 351-358.

243. Laemmli, U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 227 (1970) 680-685.

244. Larsson, L.-J., Holmgren, A., Smedsrod, B., Lindblum, T. and Bjork, I. Subunits of human a2-macroglobulin produced by specific reduction of interchain disulfide bonds with thioredoxin. Biochemistry 27 (1988) 983-991.

245. Lawlis V.B. and Roche T.E. Regulation of bovine kidney a-ketoglutarate dehydrogenase complex by calcium ion and adenine nucleotides. Effect on S0.5 for a-ketoglutarate. Biochemistry 20 (1981a) 2512-2518.

246. Lawson J.E., Niu X., Reed L.J. Functional analysis of the domain dihydrolipoamide acetyltransferase from Saccharomyces cerevisiae. Biochemistry 30 (1991)11249-11254.

247. Lepiniec L, Hodges M, Gadal P, Cretin C. Isolation, characterization and nucleotide sequence of a full-length pea cDNA encoding thioredoxin-f. Plant Mol Biol 18 (1992) 1023-1025.

248. Leskovac V., Svircevic J., Trivic S., Popovic M., Radulovic M. Reduction of aryl-nitroso compounds by pyridine and flavin coenzymes. Int.J.Biochem. 21 (1989) 825834

249. Lindqvist Y., Schneider G., Ermler U., Sundstrom M. Three-dimensional structure of transketolase, a thiamin diphosphate dependent enzyme, at 2.5 A° resolution. EMBO J.ll (1992) 2373-2379.

250. Linn T.C. Studies on the apparent instability of bovine kidney a-ketoglutarate dehydrogenase complex. Arch.Bioch.Biophys. 161 (1974) 505-514.

251. Linn T.C., Pettit F.H., Reed L.J. a-keto acid dehydrogenase complexes: regulation of the activity of the pyruvate dehydrogenase complex from beef kidney mitochondria by phosphorylation and dephosphorylation. Proc.Natl.Acad.Sci.USA. 62 (1969) 234241.

252. Lisa F.D., Ziegler M. Pathophysiological relevance of mitochondria in NAD+ metabolism. FEBS Lett. 492 (2001) 4-8.

253. Liu S., Baker J.C., Roche T.E. Binding pyruvate dehydrogenase kinase to recombinant constructs containing the inner lipoyl domain of the dihydrolipoyl acetyltransferase component. J.Biol. Chem. 270 (1995) 793-800.

254. Loeffelhardt, S., Bonaventura, C., Locher, M., Borbe, H. O. and Bisswanger, H. Interaction of a-lipoic acid enantiomers and homologues with the enzyme components of the mammalian pyruvte dehydrogenase complex. Biochem. Pharmacol. 50 (1995) 637- 646.

255. Lopez-Jaramillo J, Chueca A, Sahrawy M, Hermoso R, Lazaro JJ, Prado FF, Lopez-Gorge J. Cloning and sequencing of a pea cDNA fragment coding for thioredoxin m. Plant Physiol 105 (1994) 1021-1022.

256. Lowe P.N., Hodgson J.A., Perham R.N. Dual role of a single multienzyme complex in the oxidative decarboxylation of pyruvate and branched-chain 2-oxo acids in Bacillus subtilis. Biochem.J. 215 (1983) 133-140.

257. Lubini D. and Christen P. Paracatalytic modification of aldolase. A side reaction of the catalytic cycle resulting in irreversible blocking of two active-site lysyl residues. Proc. Natl.Acad.Sci.USA 76 (1979) 2527.

258. Machado R.S., Guest J.R., Williamson M.P. Mobility in pyruvate dehydrogenase complexes with multiple lipoyl domain. FEBS Lett. 323 (1993) 243-246.

259. Makino Y., Yoshikawa N., Okamoto K., Hirota K., Yodoi J., Makino I., Tanaka H. Direct association with thioredoxin allows redox regulation of glucocorticoid receptor function. J. Biol. Chem. 274 (1999) 3182-3188.

260. Mason R.P. and Ramakrishna Rao D.N. Thyil free radical metabolites of thiol drugs, glutathione, and proteins. Meth. Enzymol. 186 (1990) 318-329

261. Massey V. Lipoyl dehydrogenase. Enzymes 7 (1963) 275-306

262. Massey V. The composition of the a-ketoglutarate dehydrogenase complex. Biochim.Biophys.Acta 38 (1960) 447-460.

263. Massey V., Gibson Q.H., Veeger C. Intermediates in the catalytic action of lipoyl dehydrogenase (diaphorase) (1960) Biochem. J., v. 77, pp. 341-351

264. Mastrogiacomo F., Lindsay J.G., Bettendorff L., Rice J., and Kish S.J. Brain protein and a-ketoglutarate dehydrogenase complex activity in Alzheimer's disease. Ann. Neurol. 39 (1996) 592-598.

265. Mastrogiacomo F., Bergeron C., Kish S.J. Brain alpha-ketoglutarate dehydrogenase complex activity in Alzheimer,s desease. J. Neurochem. 61 (1993) 2007-2014.

266. Mattevi A., Obmolova G., Kalk K.PI., Sokatch J., Betzel C.H., Hoi W.G.J. The refined crystal structure of Pseudomonas putida lipoamide dehydrogenase complexed with NAD+ at 2.45 A0 resolution. Proteins 13 (1992a) 336-351.

267. Mattevi A., Obmolova G.,Schulze E., Kalk K.H., Westphal A.H., DeKok A., Hoi W.G.J. Atomic structure of the cubic core of the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex. Science 255 (1992b) 1544-1550

268. Mattevi A., Obmolova G., Kalk K.H., Teplyakov A., Hoi W.G.J. Crystallographic analysis of substrate binding and catalysis in dihydrolipoyl transacetylase (E2p). Biochemistry 32 (1993a) 3887-3901

269. Mattevi A., Obmolova G., Kalk K.H., van Berkel W.J.H., Hoi W.G.J. 3-Dimensional structure of lipoamide dehydrogenase from Pseudomonas fluorescens at 2.8 A° resolution-analysis of redox and thermostability properties. J.Mol.Biol. 230 (1993b)1200-1215.

270. Mattevi A., Schierbeek A.J., Hoi W.G.J. Refined crystal structure of lipoamide dehydrogenase from Azotobacter vinelandii at 2.2A° resolution. A comparison with the structure of glutathione reductase. J.Mol.Biol. 220 (1991) 975-994.

271. Matthews R.G., Ballou D.P., Thorpe C., Williams C.H.Jr. Ion pair formation in pig heart lipoamide dehydrogenase. J.Biol.Chem. 252 (1977) 3199-3207

272. Matthews, R. G. and Williams, C. H. Jr. Measurement of the oxidation-reduction potentials for two-electron and four-electron reduction of lipoamide dehydrogenase from pig heart. J. Biol. Chem. 251 (1976) 3956-3964.

273. Matuda S., Obo F. Hg -stimulated NADH-oxidaseactivity of Ascaris musclemicrosomal lipoamide dehydrogenase. Biochem.Biophys.Res.Commun.91 (1979) 835841

274. McCord J.M., Fridovich I. The reduction of cytochrome c by milk xantine oxidase. J.Biol.Chem. 243 (1968) 5753-5760

275. McMinn C.L. and Ottaway J.H. Studies on the mechanism and kinetics of the 2-oxoglutarate dehydrogenase system from pig heart. Biochem.J. 161 (1977) 569-581.

276. Meng M., Chuang D.T. Site-directed mutagenesis and functional analysis of the active-site residues of the E2 component of bovine branched-chain a-keto acid dehydrogenase complex. Biochem. 33 (1994) 12879-12885.

277. Menon S., Ragsdale S.W. Machanism of the Clostridium thermoaceticum pyruvate:ferredoxin oxidoreductase: Evidence for the common catalytic intermediacy of the hydrohyethylthiamine pyrophosphate radical. Biochemistry 36 (1997) 84848494

278. Merin, J. P., Matsuyama M., Kira, T., Baba, M. and Okamoto, T. a-Lipoic acid blocks HIV-1 LTR-dependent expression of hygromycin resistance in THP-1 stable transformants, FEBS Lett. 294 (1996) 9-13.

279. Merritt M.Y., Johnson R.A. Spin trapping, alkylperoxy radicals and superoxide-alkyl halide reactions. J.Am.Chem.Soc. 99 (1977) 3713-3719

280. Meshalkina L., Wikner C., Nilsson U. CD spectra od recombinant wild-type and mutant transketolase. in: Biochemistry and Physiology of Thiamin Diphosphate Enzymes (H.Bisswanger and A.Schellenberger eds.) A.u.C. Intemann, Prien 1996, pp. 531-542

281. Miles J.S., Guest J.R. Sudgenes expressing single lipoyl domains of the pyruvate dehydrogenase complex of Escherichia coli. Biochem.J. 245 (1987) 869-874.

282. Millar H.A., Leaver C.J. The cytotoxic lipid peroxidation product, 4-hydroxy-2-nonenal, specifically inhibits decarboxylating dehydrogenases om the matrox of plant mitochondria. FEBS Lett. 481 (2000) 117-121

283. Miranda-Vizuete, A., Damdimopulos A., Gustafsson, J-A., and Spyrou, G. Cloning, expression and characterization of a novel Escherichia coli thioredoxin. J. Biol. Chem. 272 (1997) 30841-30848.

284. Mittard V, Blackledge M, Stein M, Jacquot JP, Marion D, Lancelin JM. NMR solution structure of oxidized thioredoxin h from the eucaryotic green alga Chlamydomonas reinhardtii. Eur J Biochem 243 (1997) 374-383.

285. Mizuno M. and Packer, L. Suppression of protooncogene c-fos expression by antioxidant dihydrolipoic acid. Meth. Enzymol. 252 (1995) 180-186.

286. Mizuno Y, Matsuda S, Yoshino H, Mori H, Hattori N, and Ikebe SI, An immunohisto-chemical study on a-ketoglutarate dehydrogenase complex in Parkinson's disease. Ann Neurol 35 (1994) 204-210.

287. Mukherjee B.B., Mattews J., Horney D.L., Reed L.J. Resolution and reconstitution of the E.coli a-ketoglutarate dehydrogenase complex J.Biol.Chem. 240 (1965) 22682269.

288. Muller Y.A., Schulz G.E. Structure of the thiamine- and flavin-dependent enzyme pyruvate oxidase. Science 259 (1993) 965-967.

289. Nakamura H., Derosa, S., Roederer, M., Anderson, M. T., Dubs, J. G., Yodoi J., Holmgren, A. and Herzenberg, L. A. (1996) Elevation of plasma thioredoxin levels in IilV-infected individuals, Internat. Immunol. 8, 603-611.

290. Nakanishi I., Itoh S., Suenobu T., Fukuzumi S. Electron transfer properties of active aldehydes derived from thiamin coenzyme analogs. Chem. Commun. (1997) 1927-1928.

291. Neagle J.C., Lindsay J.G. Selective proteolysis of the protein X subunit of the bovine heart pyruvate dehydrogenase complex. Effects on dihydrolipoamide dehydrogenase (E3) affinity and enzyme properties of the complex. Biochem. J. 278 (1991)423-427.

292. Nemerya N.S., Khailova L.S., Severin S.E. Arginine residues in the active centers of muscle pyruvate dehydrogenase. Biochem.Internat. 10 (1985) 291-300.

293. Nicholas KB, Nicholas HB Jr. 1997. GeneDoc: a tool for editing and annotating multiple sequence alignments. Distributed by the author (http://www.cris.com/~ketchup/genedoc.shtml).

294. Niu X., Stoops J.K., Reed L.J. Overexpression and mutagenesis of the catalytic domain of dihydrolipoamide acetyltransferase from Saccharomyces cerevisiae. Biochem. 29 (1990) 8614-8619.

295. Obayashi M., Sato Y., Harris R.A., Shimomura Y. Regulation of the activity of branched-chain 2-oxo acid dehydrogenase(BCODH) by binding BCODH kinase. FEBSLett. 491 (2001) 50-54.

296. O'Donnell B.V., Tew D.G., Jones O.T., England P.J. Studies on the inhibitory mechanism of iodonium compounds with special reference to neutrophil NADPH oxidase. Biochem J. 290 (1993) 41-49.

297. O'Fallon J.V. and Brosemer R.W. Cellular localization of a-ketoglutarate:glyoxylate carboligase in rat tissues. Biochim. et Biophys.Acta 499 (1977) 321-328.

298. Oizumi J., Hayakawa K. Lipoamidase is multiple hydrolase. Biochem. J. 271 (1990)45-49.

299. Oliveira L., Bouton C., Drapier J. Thioredoxin activation of iron regulatory proteins. J. Biol. Chem. 274 (1999) 516-521.

300. Oliver R.M., Reed L.J. Multienzyme complexes. In: Electron microscopy of Proteins 2. (Harris J.R. eds.) London: Academic Press. (1982) 1-48.

301. Packer, L., Roy, S. and Sen, C. K. a-Lipoic acid: a metabolic antioxidant and potential redox modulator of transcription. Adv. Pharmacology 38 (1997a) 79-101.

302. Packer, L., Tritschler, H. J. and Wessel, K. Neuroprotection by the metabolic antioxidant a-lipoic acid. Free Rad. Biol. Med. 22 (1997b) 1-2.

303. Packman L.C., Hale G., Perham R.N. Repeating functional domains in the the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex of Escherichia coli. EMBO J. 3 (1984) 1315-1319.

304. Packman L.C., Perham R.N. Limited proteolysis and sequence analysis of the 2-oxo acid dehydrogenase complexes from Escherichia coli. Cleavage sites and domains in the dihydrolipoamide acetyltransferase components. Biochem. J. 242 (1987) 531538.

305. Palmieri L., Agrimi G., Runswick M.J., Fearnley I.M., Palmieri F., Walker J.E. Identification in Saccharomyces cerevisiae of two isoforms of a novel mitochondrial transporter for 2-oxoadipate and 2-oxoglutarate. J. Biol. Chem. 276 (2001) 1916-1922.

306. Parker, M.G. and Weitzman, P.D.J. (1973) Purification and regulatory properties of alpha-oxoglutarate dehydrogenase from Acinetobacter Lwoffi, Biochem. J. 135, 215223.

307. Pedrajas J.R., Kosmidou E., Miranda-Vizuete A., Gustafsson J.-A., Wright A.P.H., Spyrou G. Identification and functional characterization of a novel mitochondrial thioredoxin system in Saccharomyces cerevisiae. J.Biol.Chem. 274 (1999) 6366-6373

308. Perham R.N. and Packman L.C. 2-Oxo acid dehydrogenase multienzyme complexes: domains, dynamics, and design. Ann.N.Y.Acad.Sei. 573 (1989) 1-20.

309. Perham R.N. and Roberts G.C.K. Limited proteolysis and proton n.m.r. spectroscopy of the 2-oxoglutarate dehydrogenase multienzyme complex of Escherichia coli (1981) Biochem.J., 199, 733-740.

310. Perham R.N. and Thomas J.O. The subunit molecular weights of the a-ketoacid dehydrogenase multienzyme complexes from E.coli (1971) FEBS Lett., 15, 1, 8-12.

311. Perham R.N. and Wilkie A.O.M. Inner core and domain structure of the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex of Bacillus stearothermophilus (1980) Biochem.Int., 1, 5,470-477.

312. Perham R.N. Domains, motifs, and linkers in 2-oxo acid dehydrogenase multienzyme complexes: a paradigm in the design of a multifunctional protein. Biochemistry 30 (1991) 8501-8512

313. Pettit, F. H., Humphreys, J. and Reed, L.J. Regulation of pyruvate dehydrogenase kinase activity by protein thiol-disulfide exchange, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 79 (1982) 3945-3948.

314. Pettit, F.H., Hamilton, L. Munk, P., Namihira, G., Eley, M.H., Willms, C.R. and Reed, L.J. a-Keto acid dehydrogenase complexes. XIX. Subunit structure of the Escherichia coli a-ketoglutarate dehydrogenase complex. J. Biol. Chem. 248 (1973) 5282-5290.

315. Poulsen, L.L. and Wedding, R.T. Purification and properties of the a-ketoglutarate dehydrogenase complex of cauliflower mitochondria J. Biol. Chem. 245(1970) 57095717.

316. Privalov P.L., Gill.S.J. Stability of protein structure and hydrophobic interaction. Adv.Prot.Chem. 39 (1988) 191-234.

317. Qin J, Clore GM, Kennedy WM, Huth JR, Gronenborn AM. Solution structure of human thioredoxin in a mixed disulfide intermediate complex with its target peptide from the transcription factor NF kappa B. Structure 3 (1995) 289-297.

318. Raddatz, G. and Bisswanger, H. Receptor site and stereospecificity of dihydrolipoamide dehydrogenase for R- and S-lipoamide: a molecular modelling study. J.Biotechnology 58 (1997) 89-100.

319. Randle P.J. Fuel selection in animals. Biochem. Soc. Trans. 14 (1986) 1799-1806.

320. Ravindran, S., Radke G., Guest, J. R. and Roche, T. E. Lipoyl domain-based mechanism for the integrated feedback control of the pyruvate dehydrogenase complex by enhancement of pyruvate dehydrogenase kinase activity. J. Biol. Chem. 271 (1996) 653-662.

321. Ray W.I., Koshland D.E. A method for characterizing the type and numbers of groups involved in enzyme action. J.Biol.Chem. 236 (1961) 1973-1979

322. Reche P.A. Lipoylating and biotinylating enzymes contain a homologous catalytic module. Prot. sci. 9 (2000) 1922-1929.

323. Reed L.J. and Hackert M.L. Structure-function relationships in dihydrolipoamide acyltransferase (1990) J.Biol.Chem., 265, 16, 8971- 8974.

324. Reed L.J. Multienzyme complexes. Acc.Chem.Res. 7 (1974) 40-46.

325. Reed L.J. The chemistry and function of lipoic acid. Adv Enzymol. 18 (1957) 319347.

326. Reed L.J., Damuni Z. Mitochondrial protein phosphatases. Adv.Prot.Phosphatases. 4(1987)59-76.

327. Reed L.J., Koike M., Levitch M.E., Leach F.R. Studies on the nature and reactions of protein bound lipoic acid. J.Biol.Chem. 232 (1958) 143-158.

328. Reed L.J., Oliver R.M. The multienzyme a-keto acid dehydrogenase complexes. Structure, Function, and evolution in proteins. Brookhaven symposia in biology. (1968) 397-412.

329. Reed L.J., Pettit F.H., Eley M.H., Hamilton L., Collins J.H., Oliver R.M. Reconstitution of the Escherichia coli pyruvate dehydrogenase complex. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 72 (1975) 3086-3072.

330. Reed, L.J. and Mukherjee, B.B. alpha-Ketoglutarate dehydrogenase complex from Escherichia coli. Meth. Enzym. 13 (1969) 55-61.

331. Ricard J. Generalized microscopic reversibility, kinetic co-operativity of enzymes and evolution. Biochem. J. 175 (1978) 779-791

332. Ricard J., Buc J. Enzymes as biosensors. Eur. J. Biochem. 176 (1988) 103-109.

333. Ricard J., Noat G. Kinetic co-operativity of monomeric mnemonical enzymes. The significance of the kinetic Hill coefficient. Eur. J.Biochem. 152 (1985) 557-564

334. Ricard J., Soulie J.-M., Bus J., Bidaud M. Kinetic implications of the occurence of several relaxations in the conformational transition of mnemonical enzymes. Eur.J.Biochem. 159 (1986) 247-254

335. Rice J.E. and Lindsay J.G. Evidence for a protein X-like domain at the N-terminus of the El component of the mammalian 2-oxoglutarate dehydrogenase complex Biochem.Soc.Trans. 19 (1991) 403S.

336. Rivera-Madrid R, Mestres D, Marinho P, Jacquot JP, Decottignies P, Miginiac-Maslow M, Meyer Y. Evidence for five divergent thioredoxin h sequences in Arabidopsis thaliana. Proc Natl Acad Sci USA 92 (1995) 5620-5624.

337. Robinson B.H., Chun K. The relationships between transketolase, yeast pyruvate decarboxylase and pyruvate dehydrogenase of the pyruvate dehydrogenase complex. FEBS Lett. 328 (1993) 99-102.

338. Robinson B.H., Chun K., Mackay N., Otulakowski G., Petrova-Benedict R., and Willard H. Isolated and combined deficiencies of the a-keto acid dehydrogenase complexes. Ann.NY.Acad.Sci. 573 (1989) 337-346

339. Rokutan K., Kawai K., Asada K. Inactivation of 2-oxoglutarate dehydrogenase in rat liver mitochondrial by its substrate and t-butyl hydroperoxide J.Biochem. 101 (1987) 415-422

340. Romero F.J., Ordonez I., Arduini A., Cadenas E. The reactivity of thiols and disulfides with different redox states of myoglobin. J.Biol.Chem. 267 (1992) 16801688

341. Rosen G.M., Finkelstein E., Rauckman E.J. A method for the detection of superoxide in biological systems. Arch.Biochem.Biophys. 215 (1982) 367-378

342. Ross D., Albano E., Nilsson U., Moldeus P. Thyil radicals formation during peroxidase-catalyzed metabolism of acetaminophen in the presence of thiols. Biochem.Biophys.Res.Communs. 125 (1984) 109-115

343. Ruffo A., Testa E., Adinolfi A and Pelizza G. Control of the citric acid cycle by glyoxylate. I.A new inhibitor of aconitase formed by the condensation of glyoxylate with oxaloacetate. Biochem.J. 85 (1962) 588-593.

344. Russel G.C., Guest J.R. Overexpression of restructured pyruvate dehydrogenase complexes and site-directed mutagenesis of a potential active-site histidine residue. Biochem.J. 269 (1990) 443-450.

345. Russel G.C., Guest J.R. Sequence similatities within the family of dihydrolipoamide acyltransferases and discovery of a previously unidentified fungal enzyme. Biochem.Biophys.Acta 1076 (1991) 225-232.

346. Russel III, R., R. and Taegtmeyer, H. Coenzyme A sequestration in rat hearts oxidising ketone bodies. J. Clin. Invest. 89 (1992) 968-973.

347. Rutter G.A., McCormack J.G., Midgley P.J.W, Denton R. M. The role of Ca in the hormonal regulation of the activities of pyruvate dehydrogenase and oxoglutarate dehydrogenase complexes. Ann.NYAcad.Sci. 573 (1989) 206-217.

348. Saarinen M, Gleason FK, Eklund H. Crystal structure of thioredoxin-2 from Anabena. Structure 3 (1995) 1097-1108.

349. Saez G., Thornalley P.J., Hill H.A.O., Hems R., Bannister J.V. The production of free radicals during the autoxidation of cysteine and their effect on isolated rat hepatocytes Biochim.Biophys.Acta 719 (1982) 24-31

350. Sahlman, L. and Williams, C. H. Jr Lipoamide dehydrogenase from Escherichia coll J. Biol. Chem. 264 (1989) 8039-8045.

351. Saitoh M., Nishitoh H., Fujii M., Takeda K., Tobiume K., Sawada Y., Kawabata M., Miyazono K., Ichijo H. Mammalian thioredoxin is a direct inhibitor of apoptosis signal-regulating kinase (ASK) 1. EMBO J. 17, 9 (1998) 2596-2606.

352. Salvioli S., Bonafe M., Capri M., Monti D., Franceschi C. Mitochondria, aging and longevity-a new perspective. FEBS Lett. 492 (2001) 9-13.

353. Sambrook J, Fritsch EF, Maniatis T. Molecular Cloning: A Laboratory Manual, 2nd Ed. Cold Spring Harbor Laboratory (1989) Cold Spring Harbor, NY.

354. Sanadi D.R. Pyruvate and a-ketoglutarate oxidation enzymes. The Enzymes 7 (1963) 307-344.

355. Sanadi D.R., Littlefield J.W., Bock R.M. Studies on a-ketoglutaric oxidase. II. Purification and properties J.Biol.Chem. 197 (1952) 851-862.

356. Sanderson S.J., Miller C., Lindsay J.G. Stoichiometry, organization and catalytic function of protein X of the pyruvate dehydrogenase complex from bovine heart. Eur.J.Biochem. 236 (1996) 67-77.

357. Sankarapandi S., Zweier J.L. Evidence against the generation of free hydroxyl radicals from the interaction of copper,zinc-superoxide dismutase and hydrogen peroxide. J.Biol.Chem. 274 (1999) 34576-34583

358. Sastre J., Pallardo V., Vina J. Mitochondrial Oxidative Stress Plays a Key Role in Aging and Apoptosis. JUBMB Life 49 (2000) 427-435

359. Saumweber H., Binder R., Bisswanger H. Pyruvate dehydrogenase component of the pyruvate dehydrogenase complex from Escherichia coli Kl2. Purification and characterization. Eur.J.Biochem. 114 (1981) 407-411

360. Scheibe R., Fickenscher K. and Ashton A. R. Studies on the mechanism of the reductive activation of NADP-malate dehydrogenase by thioredoxin m and low-molecular-weight thiols. Biochem. Biophis. Acta 870 (1986) 191-197

361. Schellenberger A. Chemische aspekte zum funktions mechanismus der Hefe-pyruvate-decarboxylase (1). Wiss.Z.Univ.Halle. 18 (1969) 319-340.

362. Schellenberger A. Sixty years of thiamin diphosphate biochemistry/ Biochim/ Biophys. Acta 1385 (1998) 177-186/

363. Schellenberger A. The amino group and steric factors in thiamin catalysis. Ann. N.Y.Acad. Sei. 378 (1982) 51-62.

364. Schenk, H., Vogt, M., Droge, W. and Schulzeosthoff, K. Thioredoxin as a potent costimulus of cytokine expression. J. Immunol. 156 (1996) 765-771.

365. Schlossberg M.A., Bloom R.J., Richhert D.A. and Westerfeld W.W. Carboligase activity of a-ketoglutarate dehydrogenase (1970) Biochemistry, 9, 5, 1148-1153.

366. Schmitt B. Pyruvate dehydrogenase in E. coli: An active 17S species in crude extracts. Biochimie. 58 (1975) 1405-1407.

367. Schonbrunn-Hanebeck E., Laber B., Amrhein N. Slow binding inhibition of the Escherichia coli pyruvate dehydrogenase multienzyme complex by acetylphosphinate Biochemistry 29 (1990) 4880-4885.

368. Schulze E., Westphal A.H., Veeger C., de Kok A. Reconstitution of pyruvate dehydrogenase multienzyme complexes based on chimeric core structures from Azotobacter vinelandii and Escherichia coli. Eur.J.Biochem. 206 (1992) 427-435.

369. Schwartz, O., Schuermann, P., and Strotmann, H. Kinetics and thioredoxin specificity of thiol modulation of the chloroplast H+-ATPase. J.Biol.Chem. 272 (1997) 16924-16927.

370. Scott B.C., Aruoma O.I., Evans P.J., O'Neill C., Van der Vliet A., Cross C.E., Tritschler H., Halliwell B. Lipoic and dihydrolipoic acids as antioxidants. A critical evaluation. Free Rad. Res. 20 (1994) 119-133

371. Searls R.L., Peters J.M., Sanadi D.R. a-Ketoglutaric dehydrogenase. X. On the mechanism of dihydrolipoyl dehydrogenase reaction. J.Biol.Chem. 236 (1961) 23172322

372. Sergienko E.A., Srivastava D.K. Kinetic mechanism of the glycogen-phosphorylase-catalysed reaction in the direction of glycogen synthesis: co-operative interactions of AMP and glucose 1-phosphate during catalysis. Biochem. J. 328 (1997) 83-91

373. Shi X., Dala N.S. On the mechanism of the chromate reduction by glutathione:ESR evidence for the glutathionyl radical and an isolable Cr(V) intermediate. Biochem. Biophys. Res. Communs. 156 (1988) 137-142

374. Shimomura Y. Regulation of branched-chain a-keto acid dehydrogenase complex in rat liver and skeletal muscle by exercise and nutrition. In: Patel M.S., Roche T.E., Harris R.A. (eds.) Alpha-keto acid dehydrogenase complexes. (1996) 177-186.

375. Skatchkov M.P., Sperling D., Hink U., Aenggard E., Muenzel T. Quantificantion of superoxide radical formation in intact vascular tissue using a Cypridina luciferin analog as an alternative to lucigenin. Biochem.Biophys.Res.Communs. 248 (1998) 383-386

376. Skrede, S., Bremer, J., and Eldjarn, L. The effect of disulfides on mitochondrial oxidation. Biochem. J. 95 (1965) 838-846.

377. Skulachev V.P. Mithochondria in the programmed death phenomena; a principle of biology: It is ietter to die than to be wrong. JUBMB Life 49 (2000) 365-373

378. Skulachev V.P. NAD(P)+ decomposition and antioxidant defense of the cell. FEBS Lett. 492 (2001) 1-3.

379. Sonnhammer E.L.L., Kahn D. Modular arrangement of proteins as inferred from analysis of homology. Protein Science 3 (1994) 482-492

380. Soulie J.-M., Riviere M., Ricard J. Enzymes as biosensors. 2. Hysteretic response of chloroplastic fructose-1,6-bisphosphatase to fructose 2,6-bisphosphate. Eur. J.Biochem. 176 (1988) 111-117

381. Spector A., Huang R.-R. C., Yan G.-Z. and Wang R.-R. Thioredoxin fragment 3136 reduced by dihydrolipoamide and reduces oxidized protein. Biochem. Biophis. Research Comm. 150 (1988) 156-162

382. Spyrou, G., Enmark, E., Miranda-Vizuete, A., and Gustafsson, J.-A. Cloning and expression of a novel mammalian thioredoxin. J.Biol.Chem. 272 (1997) 2936-2941.

383. Sreider C.M., Grinblat L., Stoppani A.O.M. Reduction of nitrofuran compounds by heart lipoamide dehydrogenase: role of flavin and the reactive disulfide groups Biochem.Internat. 28 (1992) 323-334

384. Stafeeva O.A., Gomazkova V.S. and Severin S.E. Essential arginine residues for catalytic and regulatory functions of a-ketoglutarate dehydrogenase from pigeon brrast muscle. Biochem.Internat. 6 (1983) 315-321.

385. Stanley C.J. and Perham R.N. Purification of 2-oxo acid dehydrogenase multienzyme complexes from ox heart by a new method. Biochem.J. 191 (1980) 147154.

386. Stephen A.G., Powls R. and Beynon R. J. Activation of oxidized cystein proteinases by thioredoxin-mediated reduction in vitro. Biochem. J. 291 (1993) 345347

387. Stepp L.R., Reed L.J. Active-site modification of mammalian pyruvate dehydrogenase by pyridoxal 5'-phosphate. Biochem. 24 (1985) 7187-7191.

388. Stonard MD and Parker VH, 2-Oxoacid dehydrogenases of rat liver mitochondria as the site of action of iS-(l,2-dichlorovinyl)-L-cysteine and 5,-(l,2-dichlorovinyl)-3-mercaptopropionic acid. Biochem Pharmacol 20: 2417-2427, 1971.

389. Stoyanovsky D.A., Goldman R., Claycamp H.G., Kagan V.E. Phenoxyl radical-induced thiol-dependent generation of reactive oxygen species: Implications for benzene toxicity (1995) Arch. Biochem. Biophys. v. 317, n.2, pp. 315-323

390. Suemegi B., Alkonyi I. Elementary steps in the reaction of the pyruvate dehydrogenase complex from pig heart. Kinetics of thiamin diphosphate binding to the complex Eur.J.Biochem. 136 (1983a) 347-353

391. Sumegi B., and Alkonyi I. Paracatalytic inactivation of pig heart pyruvate dehydrogenase complex. Arch.Biochem.Biophys. 223 (1983b) 417-424.

392. Sundstrom M., Lindqvist Y., Schneider G., Hellman U., Ronne H. Yeast TKL1 gene encodes a transketolase that is required for efficient glycolysis and biosynthesis of aromatic amino acids. J. Biol. C.hem. 268 (1993) 24346-24352.

393. Suzukawa K., Miura K., Mitsushita J., Resau J., Hirose K., Crystal R., Kamata T. Nerve Growth Factor-induced Neuronal Differentiation Requires Generation of Racl-Regulated Reactive Oxygen Species. J.Biol.Chem. 285 (2000) 13175-13178

394. Suzuki K., Reed L.J. Lipoamidase. J.Biol.Chem. 238, 12 (1963) 4021-4025.

395. Suzuki, Y. J. and Packer, L. Redox regulation of DNA-protein interactions by biothiols. Meth. Enzymol. 252 (1995) 175-180.

396. Suzuki, Y. J., Mizuno, M., Trischler, H. J. and Packer, L. Redox regulation of NF-kappaB DNA binding activity by dihydrolipoate. Biochem. Mol. Biol. Internat. 36 (1995) 241-246.

397. Tabatabaie T., Potts J.D., Floyd R.A. Reactive oxygen species-mediated inactivation of pyruvate dehydrogenase. Arch. Biochem. Biophys. 336 (1996) 290-296

398. Tan Y. Determining the number of essential ligand binding sites using the slopes of the Wang-Srivastava plots. Analyt.Biochem. (1998) 257, 228-230

399. Tanaka N., Koike K., Hamada M., Otsuka K-.I-., Suematsu T., Koike M. Mammalian a-keto acid dehydrogenase complexes. VII. Resolution and reconstitution of the pig heart 2-oxoglutarate dehydrogenase complexes J.Biol.Chem. 247 (1972) 4043-4049.

400. Tanaka N., Koike K., Otsuka K.-I., Hamada M., Ogasahara K. and Koike M. Mammalian a-keto acid dehydrogenase complexes. VIII.Properties and subunit composition of the pig heart lipoate succinyltransferase . J.Biol.Chem. 249 (1974) 191-198.

401. Tanaka, N., Koike K., Hamada, M., Otsuka, K., Suematsu, T. and Koike, K Mammalian a-keto acid dehydrogenase complexes. VII. Resolution and reconstitution of the pig heart 2-oxoglutarate dehydrogenase complex J. Biol. Chem. 247 (1972) 4043-4049.

402. Taniguchi, Y., Taniguchiueda, Y., Mori, K. and Yodoi, J. A novel promoter sequence is involved in the oxidative stress-induced expression of the adult T-cell leukemia-derived factor/human thioredoxin gene. Nucleic Acids Res. 24 (1996) 27462752.

403. Teague W.M., Pettit F.H., Wu T.L., Silberman S.R., Reed L.J. Purification and properties of pyruvate dehydrogenase phosphatase from bovine heart and kidney. Biochem. 21 (1982) 5585-5592.

404. Templeton, D.M., Hollebone B.R., Tsai C.S. Magnetic circular dichroism studies on the active-site flavin of lipoamide dehydrogenase. Biochemistry 19 (1980) 39693873

405. Tittmann K., Proske D., Spinka M., Ghisla S., Rudolph R., Huebner G., Kern G. Activation of thiamine diphosphate and FAD in the phosphate-dependent pyruvate oxidase from Lactobacillus plantarum. J.Biol.Chem. 273 (1998) 12929-12934.

406. TRIPOS Associates. 1994. Molecular Modeling Program 6.0 St. Louis, MO: Tripos Associates.

407. Ueno M., Masutani H., Arai R.J., Yamauchi A., Hirota K., Sakai T., Inamoto T., Yamaoka Y., Yodoi J., Nikaido T. Thioredoxin-dependent redox regulation of p53-mediated p21 activation. J. Biol. Chem. 274, 50 (1999) 35809-35815.

408. Vasquez-Vivar J., Kalyanaraman B., Kennedy M.C. Mitochindrial Aconitase is a source of hydroxyl radical. An electron spin resonance investigation. J.Biol.Chem. 275 (2000) 14064-14069

409. Vidal M., Legrain P. Yeast forward and reverse 'n'-hybrid systems. Nucl.Acid Res. 27 (1999) 919-929

410. Viswanathan T.S., Johnson R.E. and Fisher H.E. a-ketorlutaric acid: solution structure and the active form for reductive amination by bovine liver glutamate dehydrogenase. Biochemistry 21 (1982) 339- 345.

411. Vitagliano L., Merlino A., Zagari A., Mazzarella L. Productive and nonproductive binding to ribonuclease A: X-ray structure of two complexes with uridylyl (2', 5') guanosine. Prot. Sci. 9 (2000) 1217-1225.

412. Vogel O., Hoehn B., Flenning U. Molecular structure of the pyruvate dehydrogenase complex from Escherichia coli K-12. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 69, 6 (1972) 1615-1619.

413. Wade, R.C., Gabdoulline, R.R., Ltidemann, S.K. and Lounnas, V. Electrostatic steering and ionic tethering in enzyme-ligand binding: Insights from simulation. Proc. Natl. Acad. Sci. US 95 (1998) 5942-5949.

414. Wagenknecht T., Grassucci R., Berkowitz J., Forneris C. Configuration of interdomain linkers in pyruvate dehydrogenase complex of Escherichia coli as determined by cryoelectron microscopy. J.Struct.Biol. 109 (1992) 70-77.

415. Wagenknecht T., Grassucci R., Radke G.A., Roche T.E. Cryoelectron microscopy of mammalian pyruvate dehydrogenase complex. J.Biol.Chem. 266 (1991) 2465024656.

416. Wagenknecht T., Grassucci R„ Schaak D. Cryoelectron microscopy of frozen-hydrated a-ketoacid dehydrogenase complexes from Escherichia coli. J.Biol.Chem. 265 (1990) 22402-22408.

417. Wallis N.G., Allen M.D., Broadhurst W., Lessard I.A.D., Perham R.N. Recognition of a surface loop of the lipoyl domain underlies substrate channelling in the pyruvate dehydrogenase multienzyme complex. J. Mol. Biol. 263 (1996) 463-474.

418. Wang Z.-X., Killilea S.D., Srivastava D.K. Kinetic evaluation of substrate-dependent origin of the lag phase in soybean lipoxygenase-1 catalyzed reactions. Biochemistry 32 (1993) 1500-1509

419. Wang, Z-X and Srivastava, D.K. A graphical method for determining the number of essential sites in enzymes with multiple binding sites for a ligand. Anal. Biochem. 216 (1994) 15-26.

420. Waskiewicz D.E., Hammes G.G. Elementary steps in the reaction mechanism of the a-ketoglutarate dehydrogenase multienzyme complex from Escherichia coli: kinetics of succinylation and desuccinylation Biochemistry 23 (1980) 3136-3143

421. Wawrzynczak E.J., Perham R.N. and Roberts G.C.K. Conformational mobility of polypeptide chains in the 2-oxo acid dehydrogenase complexes from heart revealed by proton nmr spectroscopy. FEBS Lett. 131 (1981) 151-154.

422. Weiner S.J., Kollman P.A., Case D.A., Singh U.C., Ghio C., Alagona G., Profeta S., Weiner P. A new force field for molecular mechanical simulation of nucleic acids and proteins. J. Am. Chem. Soc. 106 (1984) 765-780

423. Weitzman P.D.J. Regulation of a-ketoglutarate dehydrogenase activity in Acinetobacter. FEBS Lett. 22 (1972) 323-326.

424. Westphal A.H., Fabisz-Kijowska A., Kester H., Obels P.P., DeKok A. The interaction between lipoamide dehydrogenase and the peripheral-component-binding domain from Azotobacler vineladii pyruvate dehydrogenase complex. Eur.J.Biochem. 234 (1995) 861-870

425. Westphal, A.H. and DeKok, A. The 2-oxoglutarate dehydrogenase complex from Azotobacter vinelandii. 2. Molecular cloning and sequence analysis of the gene encoding the succinyltransferase component, Eur. J. Biochem. 187 (1990) 235-239.

426. Wexler I.D., Hemalatha S.G., Patel M.S. Sequence conservation in the a and P subunits of pyruvate dehydrogenase and its similarity to branched-chain a-keto acid dehydrogenase. FEBS Lett. 282, 1 (1991) 209-213.

427. White F.G., Ingraham L.L. Mechanism of thiamine action: a model of 2-acylthiamine. J. Amer. Chem. Soc. 84 (1962) 3109-3111.

428. White R.H., Bleile D.M., Reed L.J. Lipoic acid content of dihydrolipoyl transacylases determined by isotope dilution analysis. Biochem. Bioph. Res. Communs. 94 (1980) 78-84.

429. Whiteman, M., Tritschler, H. and Halliwell, B. Protection against peroxynitrite-dependent tyrosine nitration and (l)-antiproteinase inactivation by oxidized and reduced lipoic acid. FEBS Lett. 379 (1996) 74-76.

430. Wilkinson, K. D. and Williams, C. H. Jr. Evidence for multiple electronic forms of two-electron reduced lipoamide dehydrogenase from Escherichia coli. J. Biol. Chem. 254 (1979) 852-862.

431. Wilkinson, K. D. and Williams, C. H. Jr. NADH inhibition and NAD+ activation of Escherichia coli lipoamide dehydrogenase catalysing the NADH-lipoamide reaction, J. Biol. Chem. 256 (1981) 2307-2314.

432. Williams C.H., Lipoamide dehydrogenase, Glutathione reductase, Thioredoxin reductase and Mercuric reductase-Family of flavoprotein transhydrogenases. In: Chemistry and Biochemistry of Flavoenzymes (Muller F. eds.) v.3 (1992) pp.121-211.

433. Willams C.R., Reed L.J. a-Keto acid dehydrogenase complexes: subunit structure of the Escherichia coli a-ketoglutarate dehydrogenase complex. J.Biol.Chem. 248 (1973)5282-5290.

434. Wu T.L., Reed L.J. Subunit binding in the pyruvate dehydrogenase complex from bovine kidney and heart. Biochem. 23 (1984) 221-226.

435. Wynn R.M., Ho R., Chuang J.L., Chuang D.T. Roles of active site and novel K+ ion-binding site residues in human mitochondrial branched-chain a-keto acid decarboxylase/dehydrogenase. J.Biol.Chem. 276 (2001) 4168-4174.

436. Yang Y.S., Datta A., Hainfeld J.F., Furuta F.R., Wall J.S., Frey P.A. Maping the lipoyl groups of the pyruvate dehydrogenase complex by use of gold cluster labels and scanning transmission electron microscopy. Biochem. 33 (1994) 9428-9437.

437. Zhu P.P., Peterkofsky A. Sequence and organization of genes encoding enzymes involved in pyruvate metabolism in Mycoplasma capricolum. Prot.Sci. 5 (1996) 17191736.

438. Ziegler D. M. Role of Reversible Oxidation-Reduction of Enzyme Thiols-Disulfides in Metabolic Regulation. Ann. Rev. Biochem. 54 (1985) 305-329

439. Zimmer G., Mainka L. and Kriiger E. Dihydrolipoic Acid Activates Oligomycin-Sensitive Thiol Groups and Increases ATP Synthesis in Mitochondria. Arch. Biochem. Biophys. 288 (1991) 609-613309