Регуляция экспрессии рибосомных генов с инсерциями мобильных элементов у Drosophila melanogaster тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Фефелова Елена Александровна

• Фефелова Елена Александровна
• кандидат наук
• 2024

Оглавление диссертации кандидат наук Фефелова Елена Александровна

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Ядрышко: функции, морфология и динамика

1.2. Рибосомные гены эукариот

1.3. Поддержание стабильности рибосомного кластера

1.4. Синтез и процессинг рибосомной РНК

1.4.1. Инициация транскрипции рибосомной ДНК

1.4.2. Элонгация транскрипции рибосомной ДНК

1.4.3. Терминация транскрипции рибосомной ДНК

1.4.4. Основные этапы процессинга рибосомной РНК

1.5. Дифференциальная экспрессия рибосомных генов

1.5.1. Анализ рибонуклеопротеиновых комплексов по Миллеру

1.5.2. Различия плотности нуклеосомной упаковки генов рибосомной РНК

1.5.3. Уровень метилирования и наличие маркеров эу- и гетерохроматина в повторах рибосомной ДНК

1.5.4. Дифференциальная репликация генов рибосомной РНК

1.5.5. Экспрессия генов рибосомной РНК, содержащих полиморфизмы

1.5.6. Анализ экспрессии рибосомной ДНК методами микроскопии сверхвысокого разрешения

1.5.7. Феномен ядрышкового доминирования

1.6. Ядрышковые ретротранспозоны и контроль их экспрессии

1.6.1. Транспозоны в геноме Drosophila melanogaster и способы их репрессии

1.6.2. Структура ядрышковых транспозонов и их интеграция в геном хозяина

1.6.3. Регуляция экспрессии ядрышковых ретротранспозонов

1.7. Сумоилирование и его связь с рибосомными генами

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Трансгенные и мутантные линии Drosophila melanogaster

2.2. Короткие олигонуклеотиды (праймеры)

2.3. Работа с культурой клеток насекомых

2.3.1. Культивирование и работа с клеточными линиями

2.3.2. Нокдаун генов в культуре клеток S2

2.4. Выделение и анализ нуклеиновых кислот

2.4.1. Выделение РНК методом гуанидинтиоцианатной экстракции

2.4.2. Обратная транскрипция

2.4.3. Выделение ДНК из клеток и тканей Drosophila melanogaster

2.4.4. Полимеразная цепная реакция

2.4.5. Количественная ПЦР в реальном времени

2.4.6. Анализ нуклеиновых кислот с помощью гель-электрофореза

2.5. Иммунопреципитация хроматина

2.6. Иммуноокрашивание яичников Drosophila melanogaster

2.7. Флуоресцентная гибридизация одиночных молекул РНК

2.8. Обработка и визуализация данных

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Роль сумоилирования в подавлении экспрессии ядрышковых ретротранспозонов

3.1.1. Компоненты системы сумоилирования необходимы для подавления экспрессии генов рРНК с инсерциями R1 и R2

3.1.2. Нарушение процесса сумоилирования приводит к активации транскрипции генов рРНК, содержащих вставки различных МЭ

3.1.3. SUMO-зависимая репрессия рДНК предотвращает связывание РНК-полимеразы I с генами рРНК

3.1.4. Нокдауны ряда белков, ассоциированных с ядрышком и рДНК, приводят к активации экспрессии генов рРНК с инсерциями R1 и

3.2. Нарушение инициаторного комплекса SL1-like приводит к усилению экспрессии генов рРНК с инсерциями ретротранспозонов

3.2.1. Мутации гена, кодирующего белок Udd, приводят к активации R1 и R2

3.2.2. Транскрипты накапливаются преимущественно в терминальных клетках яичников на фоне мутаций udd

3.2.3. Нарушение любых компонентов комплекса SL1-like приводит к активации транскрипции ядрышковых ретротранспозонов в яичниках Drosophila

3.3. Роль гетерохроматина в подавлении экспрессии ядрышковых ретротранспозонов

3.3.1. Гены рРНК с инсерциями обогащены маркерами гетерохроматина

3.3.2. Нарушение формирования гетерохроматина приводит к частичной дерепрессии ядрышковых ретротранспозонов

3.3.3. Уровень маркера гетерохроматина H3K9me3 на генах уменьшается при активации транскрипции рРНК

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ И УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Приложение А

Приложение Б

Приложение В

Приложение Г

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Регуляция экспрессии рибосомных генов с инсерциями мобильных элементов у Drosophila melanogaster»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования и степень её разработанности

Синтез белка или трансляция — это один из ключевых процессов, обеспечивающих гомеостаз клетки и поддержание её функций. За синтез белка отвечают рибосомы -цитоплазматические немембранные макромолекулярные комплексы, чью структурную и функциональную основу формируют несколько рибосомных РНК (рРНК). рРНК считаются самыми высоко представленными транскриптами в клетке, по разным оценкам составляя от 50 до 90% от общей массы РНК. Тонкая и согласованная регуляция транскрипции рРНК является крайне важной задачей, поскольку клетки, лишенные возможности производить достаточное количество рРНК, перестают выполнять свои функции и в конечном счете встают на путь программируемой клеточной гибели [1], в то время как избыточный синтез рРНК характерен для различных видов раковых заболеваний [2].

У эукариот транскрипция рРНК протекает в ядрышке - внутриядерном немембранном компартменте, формирующемся на особых участках хромосом, называемых ядрышковыми организаторами (ЯО). ЯО представляют собой кластеры из сотен или тысяч рибосомных генов, объединенных в транскрипционные единицы, каждая из которых находится под контролем собственного промотора. Синтез предшественника рРНК, содержащего разделенные спейсерами последовательности РНК малой и большой субъединицы рибосомы, обеспечивается активностью РНК-полимеразы I (Pol I), обладающей высокой продуктивностью и подвергающейся регуляции на разных этапах транскрипции. Мутации субъединиц комплекса Pol I или взаимодействующих с ней белков у человека приводят к тяжелым генетическим заболеваниям, таким как синдром Тричера Коллинза [3].

Исследования на различных организмах показали, что в большинстве клеток только часть генов рРНК активна, в то время как другая часть подвергается репрессии [4]. При этом транскрипционная инактивация может происходить как в отношении целых ЯО, так и в отношении отдельных генов рРНК в составе одного кластера [5]. Предполагается, что такая регуляция необходима, в первую очередь, для обеспечения необходимого уровня синтеза рРНК независимо от количества единиц рДНК, которое может сильно варьировать. Кроме того, выдвигались предположения о роли неактивных генов рРНК в обеспечении стабильности кластера и целостности генома за счет участия в репарации поврежденных участков рибосомной ДНК (рДНК) [6]. Данный феномен может быть также важен для предотвращения транскрипции поврежденных генов рРНК. Определение транскрипционного статуса индивидуальных генов рРНК среди других генов с практически идентичной последовательностью предполагает наличие

нетривиальных молекулярных механизмов, которые на данный момент остаются мало понятными.

У многих животных, таких как плодовая мушка Drosophila melanogaster (также Drosophila), одним из факторов, влияющих на инактивацию отдельных генов рРНК, является наличие особого типа мобильных элементов (МЭ), проявляющих при транспозиции особое предпочтение к рДНК. У дрозофилы известны два таких элемента, относящихся к классу ретротранспозонов - R1 и R2 (далее называются ядрышковыми транспозонами). Следует отметить, что инсерции элемента R2 обнаружены исключительно в генах рРНК, тогда как R1 может встречаться в других участках генома. Элементы R1 и R2 транскрибируются с помощью аппарата транскрипции рДНК и при синтезе включаются в состав молекул пре-рРНК, откуда затем вырезаются. Обычно гены рРНК, содержащие вставки таких транспозонов, эффективно репрессируются посредством мало изученных на данных момент механизмов. По этой причине Drosophila выступает в роли удобного модельного организма для наблюдения за репрессированной рДНК, чьим маркерами выступают ядрышковые транспозоны, и исследования механизмов регуляции транскрипции рРНК.

В лаборатории А.А. Аравина было обнаружено, что подавление экспрессии гена, кодирующего белок SUMO, в клетках и тканях Drosophila melanogaster приводит к увеличению количества транскриптов ретротранспозонов R1 и R2 в несколько сотен и даже тысяч раз. SUMO представляет собой небольшой убиквитин-подобный белок, который может быть ковалентно присоединен к белкам-мишеням в процессе сумоилирования с последующим изменением их локализации, функции и/или стабильности. Ранее появлялись отдельные сообщения о репрессорах транскрипции генов рРНК, содержащих вставки этих мобильных элементов, однако впервые наблюдаемый эффект оказался столь сильным, что указывает на ключевое значение сумоилирования в регуляции экспрессии отдельных генов рРНК внутри рибосомного кластера.

В научной литературе выдвигалось несколько гипотез, предлагающих механизм регуляции экспрессии отдельных генов рРНК, однако ни одна из них не является превалирующей и однозначно подтвержденной экспериментальными данными. Широко обсуждалось участие гетерохроматина в инактивации рДНК, содержащей транспозоны R1 и R2, и это послужило одним из оснований для модели транскрипционных доменов, где активные и неактивные участки рДНК в одном кластере находятся в разных эпигенетических состояниях [7, 8, 9]. Также наблюдения указывали на возможность транскрипционной регуляции экспрессии генов рРНК посредством преждевременной терминации Pol I на последовательности поврежденных генов [9]. Таким образом, этапы транскрипции, на которых осуществляются регуляция экспрессии генов рРНК, и вклад гетерохроматина в этот процесс остаются дискуссионными вопросами и требуют дальнейшего исследования.

Цель и задачи

Основной целью работы является изучение механизмов, определяющих транскрипционную репрессию генов рРНК, содержащих вставки ретротранспозонов R1 и R2, у дрозофилы, а также поиск факторов, влияющих на транскрипционный статус этих генов. Для этого были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать роль белков, вовлеченных в процесс сумоилирования, в регуляции транскрипции генов рРНК, несущих вставки мобильных элементов, и провести анализ связывания Pol I с промоторами генов рРНК при нокдауне гена, кодирующего SUMO.

2. Проверить потенциальные белки-мишени сумоилирования в контексте их влияния на экспрессию R1 и R2.

3. Оценить экспрессию генов рРНК, содержащих вставки мобильных элементов, при нарушении компонентов транскрипционного комплекса Pol I и инициаторного комплекса SL1-like у Drosophila melanogaster.

4. Проанализировать обогащение генов рРНК типичными маркерами гетерохроматина H3K9me3 и HP1a и оценить их вклад в регуляцию экспрессии рДНК, содержащих вставки мобильных элементов.

Научная новизна

В представленной работе впервые была изучена роль ряда белков, участвующих в процессе сумоилирования, в регуляции экспрессии рДНК у насекомых, таких как, например, SUMO-протеазы и SUMO E3 лигазы. Также было проанализировано более 15 белков, подвергающихся сумоилированию в яичниках Drosophila, на предмет участия в регуляции экспрессии рДНК. Впервые было продемонстрировано, что компоненты транскрипционного комплекса Pol I наряду с белками преинициаторного комплекса Pol I SL1 -like вовлечены в регуляцию транскрипции генов рРНК, содержащих вставки ядрышковых транспозонов. Уменьшение их количества посредством мутации или тканеспецифичного нокдауна гена приводит к резкому увеличению представленности транскриптов рибосомных мобильных элементов, о чем ранее не сообщалось в литературе. Также в данной работе было выявлено, что нарушение формирования гетерохроматина при помощи метилирования гистонов и уменьшение количества белка гетерохроматина HP1a оказывают лишь частичное влияние на дерепрессию рДНК со вставками R1 и R2.

Теоретическая и практическая значимость работы

Собранные данные вносят вклад в понимание работы механизма регуляции транскрипции рДНК на примере модельного организма Drosophila melanogaster. Полученные результаты могут быть полезны при изучении транскрипции рДНК на клетках млекопитающих и человека особенно в рамках исследования известных заболеваний и генетических отклонений,

первопричиной которых являются нарушения в регуляции экспрессии генов рРНК. Особенно интересна регуляция активности Pol I, которая всё чаще привлекает внимание как потенциальная мишень для противораковой терапии. Подавление гиперэкспресии рРНК и, как следствие, активного синтеза белка в злокачественных опухолях может способствовать предотвращению роста клеток и прогрессированию раковых заболеваний. Методология и методы исследования

Исследование было проведено с использованием современных методов и подходов генетики, молекулярной и клеточной биологии на стандартных модельных организмах и культурах клеток. В работе были использованы трансгенные и мутантные линии Drosophila melanogaster, поддерживаемые на стандартной среде при температуре 25°C. Культуры клеток Drosophila melanogaster выращивали при постоянной температуре 25°C и пассировали в ламинарном боксе каждые 3-4 дня при достижении культуры высокой конфлюэнтности. Для обеспечения тканеспецифичного нокдауна генов была использована стандартная система Gal4/UAS, где экспрессию транскрипционного активатора Gal4 обеспечивали за счет тканеспецифичного промотора, а нокдаун генов инициировали за счет опосредованной Gal4 транскрипцией интерферируюших РНК к исследуемым генам. В культуре клеток нокдаун генов проводили при помощи двуцепочечных РНК, синтезированных in vitro и добавленных к клеткам в отсутствии сыворотки. Для выделения нуклеиновых кислот и анализа экспрессии генов были использованы стандартные экспериментальные подходы и методы оценки, такие как количественная ОТ-ПЦР.

Положения, выносимые на защиту

1. Десумоилазы (Ulpl и velo) и SUMO E3 лигаза (Su(var)2-10), но не SUMO-направленная убиквитинлигаза (dgrn), вовлечены в подавление экспрессии генов рРНК с инсерциями R1 и R2 в культуре клеток Drosophila.

2. Потеря SUMO сопровождается привлечением РНК-полимеразы I к промоторам как интактных генов рРНК, так и генов, содержащих вставки транспозонов. Наиболее вероятным механизмом подавления экспрессии рДНК при помощи сумоилирования является предотвращение связывания РНК-полимеразы I с промоторами генов.

3. Нокдаун генов, вовлеченных в синтез (CG13 773, CG3756) и процессинг (CG4038, NHP2, Fib, mbm) рРНК, приводит к увеличению экспрессии транспозонов R1 и R2 в культуре клеток Drosophila.

4. Частичное нарушение компонентов SL1 -like комплекса TAF1B, TAF1C-like и Udd, а также субъединиц РНК-полимеразы I в яичниках Drosophila приводит к дерепрессии генов рРНК, содержащих вставки R2. Таким образом, активация генов рРНК со вставками R2 может индуцироваться снижением уровня синтеза рРНК.

5. Мутации гена udd сопровождаются изменением морфологии ядрышка терминальных клеток и приводят к накоплению транскриптов R2 в отдельной зоне ядрышка.

6. Последовательности ретротранспозонов R2 обогащены типичными маркерами гетерохроматина H3K9me3 и HP1a по сравнению с генами рРНК, не содержащими вставки МЭ. Уровень H3K9me3 уменьшается на последовательности генов рРНК, подвергшихся дерепрессии.

7. Нокдауны гистометилтрансферазы SetDBl, Su(var)3-9, G9 и основного белка гетерохроматина HP1a, а также отсутствие модификации H3K9me3 приводят к незначительной по сравнению с другими факторами дерепрессии элементов R1 и R2, что указывает на второстепенную роль гетерохроматинизации в регуляции транскрипции поврежденных генов рРНК.

Степень достоверности и апробация результатов

Все эксперименты, описанные и представленные в работе, были выполнены в нескольких повторностях, для подтверждения достоверности полученных результатов был проведен анализ на статистическую значимость.

По теме исследований опубликованы 3 статьи в рецензируемых научных изданиях:

1. Fefelova, E. A.*, Pleshakova, I. M.*, Mikhaleva, E. A., Pirogov, S. A., Poltorachenko, V. A., Abramov, Y. A., Romashin, D. D., Shatskikh, A. S., Blokh, R. S., Gvozdev, V. A., & Klenov, M. S. Impaired function of rDNA transcription initiation machinery leads to derepression of ribosomal genes with insertions of R2 retrotransposon // Nucleic Acids Research. 2022. Vol. 50, № 2. P. 867-884.

2. Luo, Y., Fefelova, E., Ninova, M., Chen, Y. A., & Aravin, A. A. Repression of interrupted and intact rDNA by the SUMO pathway in Drosophila melanogaster // eLife. 2020. Vol. 9. P. e52416.

3. Фефелова Е. А., Столяренко А.Д., Якушев Е.Ю., Гвоздев В.А., Кленов М.С. Система piPHK участвует в привлечении компонента комплекса инициации транскрипции РНК-полимеразы I в ядрышки герминальных клеток // Молекулярная биология. 2017. Т. 51, №5. C. 718-723.

Результаты работы были представлены на всероссийских и международных научных конференциях:

1. Клёнов М.С., Пирогов С.А., Плешакова И.М., Фефелова Е.А., Михалева Е.А. Избирательная репрессия поврежденных генов рибосомной РНК. Международная конференция «Дрозофила в генетике и медицине», Гатчина, 30 сентября - 2 октября 2020. С.20.

2. Плешакова И.М., Фефелова Е.А., Михалёва Е.А., Клёнов М.С. Функциональная связь белка Udd и модификаций гистонов с транскрипционным статусом генов рРНК Drosophila melanogaster, Международная конференция «Дрозофила в генетике и медицине», Гатчина, 30 сентября - 2 октября 2020. С.75.

3. Клёнов М.С., Фефелова Е.А., Столяренко А.Д., Михалева Е.А., Гвоздев В.А. Регуляция экспрессии копий рибосомной ДНК, содержащих инсерции ретротранспозонов. XVIII Всероссийский симпозиум с международным участием «Структура и функции клеточного ядра», Санкт-Петербург, 16-18 октября 2018. С.31.

4. Klenov M.S., Fefelova E.A., Stolyarenko A.D., Gvozdev V.A. Regulation of expression of rDNA copies with retrotransposon insertions in Drosophila. EMBO Workshop «piRNAs and PIWI proteins», Montpellier, France, 12-15 September 2018.

5. Клёнов М.С., Фефелова Е.А., Столяренко А.Д., Михалева Е.А., Гвоздев В.А. Регуляция экспрессии копий рибосомной ДНК, содержащих инсерции ретротранспозонов. Международная конференция Хромосома 2018, Новосибирск, 20-24 августа 2018. С.47.

6. Elena Fefelova, Mikhail Klenov, Vladimir Gvozdev, Alexei Aravin. Repression of ribosomal genes in Drosophila. 11th International Ribosome Synthesis Meeting, Orford, Québec, Canada, August 1-5, 2018. P.84.

7. Yicheng Luo, Elena Fefelova, Alexei A. Aravin. Regulation of rRNA transcription by SUMO pathway. 11th International Ribosome Synthesis Meeting, Orford, Québec, Canada, August 15, 2018. P.74.

8. Mikhail Klenov, Elena Fefelova, Anastasia Stolyarenko, Vladimir Gvozdev. Regulation of expression of rDNA copies with retrotransposon insertions in Drosophila. EMBO|EMBL Symposium: The Mobile Genome: Genetic and Physiological Impacts of Transposable Elements, Heidelberg, Germany, 11 - 14 October 2017. P.125.

Структура и объем диссертации

Диссертация включает в себя разделы «Введение», «Обзор литературы», «Материалы и методы», «Результаты и обсуждение», «Заключение», «Выводы», «Список сокращений и условных обозначений», «Список литературы», «Приложение А», «Приложение Б», «Приложение В», «Приложение Г». Материал изложен на 153 страницах, содержит 28 рисунков, 9 таблиц (включая «Приложения»). Список литературы насчитывает 461 источник. Личный вклад автора

Основные результаты, представленные в работе, были получены автором самостоятельно и при его непосредственном участии. Трансгенные линии мух (глава 3.1.3). были получены Луо

И. (Калифорнийский технологический институт). Список белков-мишеней сумоилирования в клетках Drosophila melanogaster (глава 3.1.4.) был любезно предоставлен Ниновой М. (Калифорнийский технологический институт, Калифорнийский университет в Риверсайде). Флуоресцентную гибридизацию одиночных молекул РНК (глава 3.2.2) проводили совместно с Михалевой Е.А. (НИЦ «Курчатовский институт»-ИМГ). Вклад соавторов отражен в совместных научных публикациях.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Ядрышко: функции, морфология и динамика

Ядрышко - это самое большое ядерное тельце, присутствующее в ядрах клеток эукариотических организмов. Первостепенная, но не единственная функция ядрышка заключается в биогенезе рибосом - от транскрипции и процессинга рРНК до сборки малой и большой субъединиц рибосомы. Клетки, лишенные возможности формировать ядрышко и синтезировать рибосомы, не могут производить достаточное количество белка и выполнять свои функции. Ядрышковые патологии наблюдаются в клетках различных раковых опухолей [10], а генетические нарушения, вызывающие аномалии в сборке рибосом, приводят к рибосомопатиям и лежат в основе тяжелых заболеваний, например, синдрома Тричера Коллинза и синдрома Швахмана-Даймонда [11, 12]. Наряду с этим ядрышко участвует в других процессах, таких как регуляция клеточного цикла, ответ на стресс, модификация и процессинг клеточных РНК, поддержание стабильности генома, клеточное старение [13].

За счет своей высокой плотности ядрышко хорошо визуализируется при помощи световой и электронной микроскопии (Рисунок 1.1А,В), а также при помощи конфокальной микроскопии с использованием антител, распознающих ядрышковые белки (Рисунок 1.1Б). Ещё на рубеже XIX и XX веков американский зоолог Томас Монтгомери-младший, используя лишь световую микроскопию, смог подробно описать богатое разнообразие формы, размера и количества ядрышек в клетках животных [14], однако ультраструктура ядрышка оставалась неизвестной вплоть до середины XX века. Позже было обнаружено, что в большинстве случаев ядрышко содержит несколько хорошо различимых зон - фибриллярный центр (ФЦ), плотный фибриллярный компонент (ПФК) и гранулярный компонент (ГК) (Рисунок 1.1В).

Фибриллярные центры легко идентифицировать на изображениях, полученных с помощью просвечивающей электронной микроскопии, как светлые образования округлой формы. Разнообразие их числа и размера зависит от вида организма и этапа дифференцировки клеток. Многие одноклеточные эукариоты, такие как дрожжи, могут вовсе не иметь явно выраженных ФЦ, и причина этого феномена остается предметом обсуждения [15]. Центром формирования ФЦ служат гены рРНК с последующим привлечением в данный локус Pol I и других белков, участвующих в транскрипции рДНК [16]. ФЦ полностью или частично окружены ПФК, в котором сосредоточены многие факторы процессинга пре-рРНК.

Темой активного обсуждения долгое время являлось то, в какой зоне ядрышка протекает транскрипция рДНК - в ФЦ или же в окружающих их ПФК. С одной стороны, новосинтезированные транскрипты в значительном количестве обнаруживаются в ПФК, там же

Рисунок 1.1- Визуализация ядрышек различными методами микроскопии

А. Интерференционно-контрастная микроскопия ядрышка в культуре клеток человека MCF-7. Ядрышко отмечено белой стрелкой. Шкала 10 мкм. Рисунок представлен без изменений [17]. Б. Конфокальная микроскопия культуры клеток HeLa после иммуноокрашивания. Локализация ядрышка (красный, антитела, специфичные к маркеру ядрышка фибрилларину) в ядре (синий, DAPI, флуоресцентный краситель ДНК). Шкала 20 мкм. Рисунок с изменениями [18]. В. Ультраструктура ядрышка культуры клеток человека HeLa, полученная с помощью просвечивающей электронной микроскопии. ФЦ - фибриллярный центр, ПФК - плотный фибриллярный компонент, ГК - гранулярный компонент. Шкала 0,5 мкм. Рисунок с изменениями [19]

можно детектировать и Pol I [20, 21], с другой стороны, было показано, что некоторые компоненты транскрипционной машины и сама рДНК локализованы в ФЦ [22, 23]. По всей видимости, транскрипция рДНК осуществляется в пограничной зоне между ФЦ и ПФК, после чего пре-рРНК претерпевает все стадии созревания при участии комплексов процессинга, локализованных в ПФК [24, 25, 26, 27]. Хорошо известным компонентом ПФК является метилтрансфераза фибрилларин, характерная почти для всех эукариот и широко используемая в качестве маркера функционирующих ядрышек [28]. После транскрипции и первых этапов модификации пре-рРНК перемещается на периферию ядрышка, занятую обширным ГК с характерной зернистой структурой. Такая особенность ГК обуславливается наличием большого количестве гранул, представляющих собой пре-рибосомные частицы на разных этапах сборки. В этой зоне рРНК связывается с рибосомными белками, формируя практически полностью созревшие рибосомные субъединицы, которые в дальнейшем транспортируются через ядерные поры в цитоплазму [29].

Несмотря на кажущуюся стабильность, ядрышко - это очень динамичная структура как с точки зрения организации, так и белкового состава. Сам процесс транскрипции и созревания рРНК характеризуется ярко выраженной кинетикой участвующих в этом процессе белков [30]. В

физиологических условиях ядрышковые белки быстро заменяются новыми за счет диффузии из нуклеоплазмы [31, 32, 33], а в случае стресса в ядрышко могут рекрутироваться белки, которые в норме там не локализуются [34]. В настоящее время ядрышко стали причислять к структурам, образующимся за счет фазового разделения типа «жидкость-жидкость» [35, 36]. Даже при отсутствии внешней мембраны системы такого типа отличаются самоорганизацией и саморегуляцией и характеризуются высокой молекулярной подвижностью. Стоит отметить, что зоны ядрышка обладают неодинаковыми физическими свойствами: так ГК является более жидкой фазой с высокой подвижностью входящих в её состав компонентов, в то время как ПФК - вязкоупругая структура, отличающаяся более медленной диффузией. Возможной причиной формирования нескольких фаз могут быть сами белки, входящие в состав ядрышка -исследования in vitro показали, что нуклеофозмин (NPM), основной компонент ГК, в присутствии рРНК образует подвижные каплеподобные структуры, которые легко объединяются друг с другом, в то время как фибрилларин требует АТФ-зависимых энзиматических процессов для формирования капель, которые становятся более вязкими со временем и медленнее сливаются воедино. При смешивании фибрилларина и нуклеофозмина в относительно высоких концентрациях можно наблюдать самоорганизацию данных белков в субкомпартменты или так называемые «капли в капле» - сформировавшиеся капли фибрилларина оказывались частично окружены нуклеофозмин-содержащей фазой. Таким образом, в ядрышке сосуществуют несколько зон, функциональная значимость которых сопровождается характерными физическими свойствами - ученые предполагают, что более плотный и вязкий ПФК, чья основная роль заключается в правильной модификации рРНК, способен дольше удерживать новосинтезированные молекулы рРНК для их правильной обработки, в то время как в более подвижной фазе ГК прошедшая процессинг рРНК оказывается динамически легко доступной для связывающихся с ней рибосомных белков.

Правильная регуляция активного синтеза рРНК играет центральную роль в формировании ядрышка. У Drosophila транскрипция всего одной трансгенной вставки гена рРНК приводит к появлению на этом геномном локусе небольшого ядрышка, а у человека образование новосинтезированных транскриптов рРНК приводит к формированию ПФК [23, 37]. Прерывание или полная остановка транскрипции рДНК неблагоприятно сказываются на архитектуре ядрышка и приводят к его реорганизации вплоть до полной разборки. Разборка ядрышка происходит как под давлением внешних сил, таких как воздействие ингибиторов Pol I или топоизомеразы II [38, 39], так и вследствие естественных процессов, например, во время митоза, когда транскрипция рДНК временно приостанавливается [40]. Из этого следует, что транскрипция рДНК и её правильная регуляция являются принципиально важными для нормальной организации и функционирования ядрышка и, как следствие, всей клетки.

1.2. Рибосомные гены эукариот

Для формирования зрелой рибосомы у эукариот требуется наличие нескольких рРНК, в первую очередь 18S рРНК и 28S рРНК (25S рРНК у растений и 26S рРНК у дрожжей), составляющих структурную и функциональную основу малой и большой субъединиц рибосомы соответственно. Большая субъединица включает в себя несколько дополнительных молекул РНК небольшого размера - 5,8S рРНК и 5S рРНК. Практически все эукариотические геномы содержат по меньшей мере несколько копий генов, которые организованы в отдельные транскрипционные единицы каждая под контролем собственного промотора. Обычно насчитывают десятки, сотни или даже тысячи таких единиц, собранных в один или несколько кластеров.

Как и у других изученных организмов рибосомные кластеры Drosophila melanogaster находятся в области гетерохроматина - более плотно упакованных и транскрипционно менее активных участках хромосом. Геном Drosophila melanogaster имеет два рибосомных кластера, которые локализованы в перицентромерном гетерохроматине на половых (X и Y) хромосомах [41] (Рисунок 1.2). Изначально эти хромосомные локусы были описаны в литературе как bobbed

Рисунок 1.2 - Строение и организация рибосомного кластера Drosophila melanogaster

Рибосомные кластеры (также называемые ядрышковыми организаторами) Drosophila melanogaster расположены в перицентромерном гетерохроматине на половых хромосомах X и Y. Один кластер содержит около 150-200 генов, каждый из которых кодирует длинную пре-рРНК, состоящую из спейсерных регионов (серый) и рРНК (красный). Межгенная область содержит тандемы повторов разной длины (95 п.н., 330 п.н. и 240 п.н.), а также промотор (пр.) и терминатор (тер.) транскрипции

(bb, «коротко стриженный»), поскольку частичная делеция этих областей приводит к ярко выраженным фенотипическим изменениям, таким как утончение и укорочение щетинок [42]. Каждый кластер насчитывает около 200-250 транскрипционных единиц, кодирующих по одной копии трёх основных рРНК - 18S, 5,8S и 28S, а также одну небольшую молекулу 2S [43] (Рисунок 1.2).

Каждый повтор рДНК включает внешний траскрибируемый спейсер (ETS, external transcribed spacer), тогда как нуклеотидные последовательности между генами называются внутренними транскрибируемыми спейсерами (ITS, internal transcribed spacer) [43, 44]. Друг от друга транскрипционные единицы отделены межгенными спейсерами (IGS, intergenic spacer) [44]. Транскрибируемые спейсеры удаляются из пре-рРНК в ходе процессинга и не входят в состав зрелых рибосом, в то время как функция IGS заключается в инициации и терминации синтеза рРНК, а также, вероятно, в регуляции экспрессионной активности каждой единицы. Стоит отметить, что гены 5S рРНК у Drosophila и большинства эукариот объединены в свои собственные кластеры, и только у некоторых организмов, например дрожжей, последовательность 5S рДНК располагается в межгенном спейсере основного кластера [45].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Фефелова Елена Александровна, 2024 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Gradual reduction in rRNA transcription triggers p53 acetylation and apoptosis via MYBBP1A / T. Kumazawa, K. Nishimura, N. Katagiri [et al.] // Scientific Reports. - 2015. - Vol. 5. - № 1. -

P. 10854.

2. The nucleolus: an emerging target for cancer therapy / N. Hein, K. M. Hannan, A. J. George [et al.] // Trends in Molecular Medicine. - 2013. - Vol. 19. - The nucleolus. - № 11. - P. 643-654.

3. Dysregulation of RNA polymerase I transcription during disease / K. M. Hannan, E. Sanij, L. Rothblum [et al.] // Biochimica et biophysica acta. - 2013. - Vol. 1829. - № 3-4. - P. 342-360.

4. In Exponentially Growing Saccharomyces cerevisiae Cells, rRNA Synthesis Is Determined by the Summed RNA Polymerase I Loading Rate Rather than by the Number of Active Genes / S. L. French, Y. N. Osheim, F. Cioci [et al.] // Molecular and Cellular Biology. - 2003. - Vol. 23. - № 5. -P. 1558-1568.

5. Active human nucleolar organizer regions are interspersed with inactive rDNA repeats in normal and tumor cells / K. Zillner, J. Komatsu, K. Filarsky [et al.] // Epigenomics. - 2015. - Vol. 7. -№ 3. - P. 363-378.

6. Abundance of Ribosomal RNA Gene Copies Maintains Genome Integrity / S. Ide, T. Miyazaki, H. Maki, T. Kobayashi // Science. - 2010. - Vol. 327. - № 5966. - P. 693-696.

7. Eickbush, T. H. Integration, Regulation, and Long-Term Stability of R2 Retrotransposons / T. H. Eickbush, D. G. Eickbush // Microbiology Spectrum. - 2015. - Vol. 3. - № 2. - P. 1125-1146.

8. Changes in chromatin structure correlate with transcriptional activity of nucleolar rDNA in polytene chromosomes / M. P. Plata, H. J. Kang, S. Zhang [et al.] // Chromosoma. - 2009. - Vol. 118.

- № 3. - P. 303-322.

9. Ye, J. Chromatin Structure and Transcription of the R1- and R2-Inserted rRNA Genes of Drosophila melanogaster / J. Ye, T. H. Eickbush // Molecular and Cellular Biology. - 2006. - Vol. 26.

- № 23. - P. 8781-8790.

10. Derenzini, M. What the nucleolus says to a tumour pathologist / M. Derenzini, L. Montanaro, D. Trere // Histopathology. - 2009. - Vol. 54. - № 6. - P. 753-762.

11. Treacher Collins Syndrome: The genetics of a craniofacial disease / S. Kadakia, S. N. Helman, A. K. Badhey [et al.] // International Journal of Pediatric Otorhinolaryngology. - 2014. - Vol. 78. -Treacher Collins Syndrome. - № 6. - P. 893-898.

12. Impaired ribosomal subunit association in Shwachman-Diamond syndrome / N. Burwick, S. A. Coats, T. Nakamura, A. Shimamura // Blood. - 2012. - Vol. 120. - № 26. - P. 5143-5152.

13. The multifunctional nucleolus / F.-M. Boisvert, S. van Koningsbruggen, J. Navascues, A. I. Lamond // Nature Reviews Molecular Cell Biology. - 2007. - Vol. 8. - № 7. - P. 574-585.

14. Montgomery, T. S. H. Comparative cytological studies, with especial regard to the morphology of the nucleolus / T. S. H. Montgomery // Journal of Morphology. - 1898. - Vol. 15. - № 2. - P. 265582.

15. Assembly and Functional Organization of the Nucleolus: Ultrastructural Analysis of Saccharomyces cerevisiaeMutants / S. Trumtel, I. Léger-Silvestre, P.-E. Gleizes [et al.] // Molecular Biology of the Cell. - 2000. - Vol. 11. - Assembly and Functional Organization of the Nucleolus. -№ 6. - P. 2175-2189.

16. Sato, S. Localization of rDNA at Nucleolar Structural Components by Immunoelectron Microscopy / S. Sato, Y. Sato. - Text: electronic // Immunoelectron Microscopy: Methods and Protocols : Methods in Molecular Biology / eds. S. D. Schwartzbach, T. Osafune. - Totowa, NJ : Humana Press, 2010. - P. 287-296. - URL: https://doi.org/10.1007/978-1-60761-783-9_23 (date accessed: 27.08.2021).

17. Environmental cues induce a long noncoding RNA-dependent remodeling of the nucleolus / M. D. Jacob, T. E. Audas, J. Uniacke [et al.] // Molecular Biology of the Cell. - 2013. - Vol. 24. -№ 18. - P. 2943-2953.

18. Kodiha, M. Computer-based fluorescence quantification: a novel approach to study nucleolar biology / M. Kodiha, P. Banski, U. Stochaj // BMC Cell Biology. - 2011. - Vol. 12. - Computer-based fluorescence quantification. - № 1. - P. 25.

19. Sirri, V. Cyclin-dependent kinases govern formation and maintenance of the nucleolus / V. Sirri, D. Hernandez-Verdun, P. Roussel // Journal of Cell Biology. - 2002. - Vol. 156. - № 6. -P. 969-981.

20. Ultrastructural analysis of nucleolar transcription in cells microinjected with 5-bromo-UTP / D. Cmarko, P. J. Verschure, L. I. Rothblum [et al.] // Histochemistry and Cell Biology. - 2000. -

Vol. 113. - № 3. - P. 181-187.

21. Melcák, I. Ultrastructural Nonisotopic Mapping of Nucleolar Transcription Sites in Onion Protoplasts / I. Melcák, M.-C. Risueño, I. Raska // Journal of Structural Biology. - 1996. - Vol. 116. -№ 2. - P. 253-263.

22. Does the synthesis of ribosomal RNA take place-within nucleolar fibrillar centers or dense fibrillar components? / I. Raska, G. Reimer, M. Jarník [et al.] // Biology of the Cell. - 1989. - Vol. 65.

- № 1. - P. 79-82.

23. Nascent Pre-rRNA Sorting via Phase Separation Drives the Assembly of Dense Fibrillar Components in the Human Nucleolus / R.-W. Yao, G. Xu, Y. Wang [et al.] // Molecular Cell. - 2019.

- Vol. 76. - № 5. - P. 767-783.e11.

24. Ribosomal genes in focus : new transcripts label the dense fibrillar components and form clusters indicative of "Christmas trees" in situ / K. Koberna, J. Malínsky, A. Pliss [et al.] // Journal of Cell Biology. - 2002. - Vol. 157. - Ribosomal genes in focus. - № 5. - P. 743-748.

25. Dynamics and three-dimensional localization of ribosomal RNA within the nucleolus / M. Thiry, T. Cheutin, M.-F. O'Donohue [et al.] // RNA. - 2000. - Vol. 6. - № 12. - P. 1750-1761.

26. Dundr, M. Nonisotopic Ultrastructural Mapping of Transcription Sites within the Nucleolus / M. Dundr, I. Raska // Experimental Cell Research. - 1993. - Vol. 208. - № 1. - P. 275-281.

27. Role of Pre-rRNA Base Pairing and 80S Complex Formation in Subnucleolar Localization of the U3 snoRNP / S. Granneman, J. Vogelzangs, R. Lührmann [et al.] // Molecular and Cellular Biology. - 2004. - Vol. 24. - № 19. - P. 8600-8610.

28. Fibrillarin: a new protein of the nucleolus identified by autoimmune sera / R. L. Ochs, M. A. Lischwe, W. H. Spohn, H. Busch // Biology of the Cell. - 1985. - Vol. 54. - Fibrillarin. - № 2. -

P. 123-133.

29. Assembly and nuclear export of pre-ribosomal particles in budding yeast / S. Gerhardy, A. M. Menet, C. Peña [et al.] // Chromosoma. - 2014. - Vol. 123. - № 4. - P. 327-344.

30. Fluctuations of pol I and fibrillarin contents of the nucleoli / M. Hornácek, L. Kovácik, T. Mazel [et al.] // Nucleus. - 2017. - Vol. 8. - № 4. - P. 421-432.

31. Phair, R. D. High mobility of proteins in the mammalian cell nucleus / R. D. Phair, T. Misteli // Nature. - 2000. - Vol. 404. - № 6778. - P. 604-609.

32. Chen, D. Nucleolar Components Involved in Ribosome Biogenesis Cycle between the Nucleolus and Nucleoplasm in Interphase Cells / D. Chen, S. Huang // Journal of Cell Biology. -2001. - Vol. 153. - № 1. - P. 169-176.

33. A Kinetic Framework for a Mammalian RNA Polymerase in Vivo / M. Dundr, U. Hoffmann-Rohrer, Q. Hu [et al.] // Science. - 2002. - Vol. 298. - № 5598. - P. 1623-1626.

34. Latonen, L. Phase-to-Phase With Nucleoli - Stress Responses, Protein Aggregation and Novel Roles of RNA / L. Latonen // Frontiers in Cellular Neuroscience. - 2019. - Vol. 13. - P. 151.

35. A, P. Evidence for and against Liquid-Liquid Phase Separation in the Nucleus / P. A, S. C. Weber // Non-Coding RNA. - 2019. - Vol. 5. - № 4. - P. 50.

36. Coexisting Liquid Phases Underlie Nucleolar Subcompartments / M. Feric, N. Vaidya, T. S. Harmon [et al.] // Cell. - 2016. - Vol. 165. - № 7. - P. 1686-1697.

37. Karpen, G. H. A Drosophila rRNA gene located in euchromatin is active in transcription and nucleolus formation. / G. H. Karpen, J. E. Schaefer, C. D. Laird // Genes & Development. - 1988. -Vol. 2. - № 12b. - P. 1745-1763.

38. Inhibition of Topoisomerase II Activity and Its Effect on Nucleolar Structure and Function / M. Govoni, F. Farabegoli, A. Pession, F. Novello // Experimental Cell Research. - 1994. - Vol. 211. -

№ 1. - P. 36-41.

39. Kramer, B. The effect of actinomycin D on the nucleolus and on pigment synthesis in pigment cells of Xenopus laevis: an ultrastructural study / B. Kramer // Journal of Anatomy. - 1980. -

Vol. 130. - The effect of actinomycin D on the nucleolus and on pigment synthesis in pigment cells of Xenopus laevis. - № 4. - P. 809-820.

40. Hernandez-Verdun, D. Assembly and disassembly of the nucleolus during the cell cycle / D. Hernandez-Verdun // Nucleus. - 2011. - Vol. 2. - № 3. - P. 189-194.

41. On the chromosomal distribution of DNA complementary to ribosomal and soluble RNA /

F. M. Ritossa, K. C. Atwood, D. L. Lindsley, S. Spiegelman // National Cancer Institute Monograph. -1966. - Vol. 23. - P. 449-472.

42. Ritossa, F. M. A Molecular Explanation of the Bobbed Mutants of Drosophila as Partial Deficiencies of "Ribosomal" DNA / F. M. Ritossa, K. C. Atwood, S. Spiegelman // Genetics. - 1966.

- Vol. 54. - № 3. - P. 819-834.

43. Wellauer, P. K. The structural organization of ribosomal DNA in drosophila melanogaster / P. K. Wellauer, I. B. Dawid // Cell. - 1977. - Vol. 10. - № 2. - P. 193-212.

44. Pellegrini, M. Sequence arrangement of the rDNA of Drosophila melanogaster / M. Pellegrini, J. Manning, N. Davidson // Cell. - 1977. - Vol. 10. - № 2. - P. 213-224.

45. S0rensen, P. D. Characterization of human 5S rRNA genes / P. D. S0rensen, S. Frederiksen // Nucleic Acids Research. - 1991. - Vol. 19. - № 15. - P. 4147-4151.

46. Variant ribosomal RNA alleles are conserved and exhibit tissue-specific expression / M. M. Parks, C. M. Kurylo, R. A. Dass [et al.] // Science Advances. - 2018. - Vol. 4. - № 2. - P. eaao0665.

47. Epistatic and allelic interactions control expression of ribosomal RNA gene clusters in Arabidopsis thaliana / F. A. Rabanal, T. Mandáková, L. M. Soto-Jiménez [et al.] // Genome Biology. -2017. - Vol. 18. - № 1. - P. 75.

48. Simeone, A. Nucleotide sequence of a complete ribosomal spacer of D. melanogaster / A. Simeone, A. L. Volpe, E. Boncinelli // Nucleic Acids Research. - 1985. - Vol. 13. - № 4. - P. 10891101.

49. Grimaldi, G. Multiple repeated units in Drosophila melanogaster ribosomal DNA spacer stimulate rRNA precursor transcription / G. Grimaldi, P. P. D. Nocera // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1988. - Vol. 85. - № 15. - P. 5502-5506.

50. Grimaldi, G. Transient expression of Drosophila melanogaster rDNA promoter into cultured Drosophila cells / G. Grimaldi, P. P. D. Nocera // Nucleic Acids Research. - 1986. - Vol. 14. - № 16.

- P. 6417-6432.

51. Grimaldi, G. Spacer Promoters Are Orientation-Dependent Activators of Pre-rRNA Transcription in Drosophila melanogaster / G. Grimaldi, P. Fiorentini, P. P. Di Nocera // Molecular and Cellular Biology. - 1990. - Vol. 10. - № 9. - P. 4667-4677.

52. Mandal, R. K. The nucleotide sequence at the transcription termination site of ribosomal RNA in Drosophila melanogaster / R. K. Mandal, I. B. Dawid // Nucleic Acids Research. - 1981. - Vol. 9. -№ 8. - P. 1801-1811.

53. Miller, J. R. Transcription of the 'non-transcribed' spacer of Drosophila melanogaster rDNA / J. R. Miller, D. C. Hayward, D. M. Glover // Nucleic Acids Research. - 1983. - Vol. 11. - № 1. -

P. 11-19.

54. Murtif, V. L. In vivo transcription of rDNA spacers in Drosophila / V. L. Murtif, P. M. M. Rae // Nucleic Acids Research. - 1985. - Vol. 13. - № 9. - P. 3221-3239.

55. Noncoding Transcripts in Sense and Antisense Orientation Regulate the Epigenetic State of Ribosomal RNA Genes / H. Bierhoff, K. Schmitz, F. Maass [et al.] // Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology. - 2010. - Vol. 75. - P. 357-364.

56. Quiescence-Induced LncRNAs Trigger H4K20 Trimethylation and Transcriptional Silencing / H. Bierhoff, M. A. Dammert, D. Brocks [et al.] // Molecular Cell. - 2014. - Vol. 54. - № 4. - P. 675682.

57. Interaction of noncoding RNA with the rDNA promoter mediates recruitment of DNMT3b and silencing of rRNA genes / K.-M. Schmitz, C. Mayer, A. Postepska, I. Grummt // Genes & Development. - 2010. - Vol. 24. - № 20. - P. 2264-2269.

58. Adaptation to Stressors by Systemic Protein Amyloidogenesis / T. E. Audas, D. E. Audas, M. D. Jacob [et al.] // Developmental Cell. - 2016. - Vol. 39. - № 2. - P. 155-168.

59. RNA Polymerase I Transcription Silences Noncoding RNAs at the Ribosomal DNA Locus in Saccharomyces cerevisiae / E. Cesarini, F. R. Mariotti, F. Cioci, G. Camilloni // Eukaryotic Cell. -2010. - Vol. 9. - № 2. - P. 325-335.

60. Loss of Bloom syndrome protein destabilizes human gene cluster architecture / M. W. Killen, D. M. Stults, N. Adachi [et al.] // Human Molecular Genetics. - 2009. - Vol. 18. - № 18. - P. 34173428.

61. Human rRNA Gene Clusters Are Recombinational Hotspots in Cancer / D. M. Stults, M. W. Killen, E. P. Williamson [et al.] // Cancer Research. - 2009. - Vol. 69. - № 23. - P. 9096-9104.

62. Wang, M. Ribosomal DNA copy number amplification and loss in human cancers is linked to tumor genetic context, nucleolus activity, and proliferation / M. Wang, B. Lemos // PLOS Genetics. -2017. - Vol. 13. - № 9. - P. e1006994.

63. Hot spots of DNA double-strand breaks in human rDNA units are produced in vivo / N. A. Tchurikov, D. V. Yudkin, M. A. Gorbacheva [et al.] // Scientific Reports. - 2016. - Vol. 6. - № 1. -P. 25866.

64. Hot spots of DNA double-strand breaks and genomic contacts of human rDNA units are involved in epigenetic regulation / N. A. Tchurikov, D. M. Fedoseeva, D. V. Sosin [et al.] // Journal of Molecular Cell Biology. - 2015. - Vol. 7. - № 4. - P. 366-382.

65. Sluis, M. van. A localized nucleolar DNA damage response facilitates recruitment of the homology-directed repair machinery independent of cell cycle stage / M. van Sluis, B. McStay // Genes & Development. - 2015. - Vol. 29. - № 11. - P. 1151-1163.

66. Harding, S. M. ATM Dependent Silencing Links Nucleolar Chromatin Reorganization to DNA Damage Recognition / S. M. Harding, J. A. Boiarsky, R. A. Greenberg // Cell Reports. - 2015. -Vol. 13. - № 2. - P. 251-259.

67. Double-strand breaks in ribosomal RNA genes activate a distinct signaling and chromatin response to facilitate nucleolar restructuring and repair / L. M. Korsholm, Z. Gal, L. Lin [et al.] // Nucleic Acids Research. - 2019. - Vol. 47. - № 15. - P. 8019-8035.

68. Ribosomal RNA gene repeats associate with the nuclear pore complex for maintenance after DNA damage / C. Horigome, E. Unozawa, T. Ooki, T. Kobayashi // PLOS Genetics. - 2019. -Vol. 15. - № 4. - P. e1008103.

69. Paredes, S. Expression of I-CreI Endonuclease Generates Deletions Within the rDNA of Drosophila / S. Paredes, K. A. Maggert // Genetics. - 2009. - Vol. 181. - № 4. - P. 1661-1671.

70. Warmerdam, D. O. Breaks in the 45S rDNA Lead to Recombination-Mediated Loss of Repeats / D. O. Warmerdam, J. van den Berg, R. H. Medema // Cell Reports. - 2016. - Vol. 14. - № 11. -

P. 2519-2527.

71. Homology-dependent repair is involved in 45S rDNA loss in plant CAF-1 mutants / V. Muchova, S. Amiard, I. Mozgova [et al.] // The Plant Journal: For Cell and Molecular Biology. -2015. - Vol. 81. - № 2. - P. 198-209.

72. The Smc5-Smc6 complex and SUMO modification of Rad52 regulates recombinational repair at the ribosomal gene locus / J. Torres-Rosell, I. Sunjevaric, G. De Piccoli [et al.] // Nature Cell Biology. - 2007. - Vol. 9. - № 8. - P. 923-931.

73. SMC5 and SMC6 genes are required for the segregation of repetitive chromosome regions / J. Torres-Rosell, F. Machin, S. Farmer [et al.] // Nature Cell Biology. - 2005. - Vol. 7. - № 4. - P. 412419.

74. Sinclair, D. A. Extrachromosomal rDNA Circles— A Cause of Aging in Yeast / D. A. Sinclair, L. Guarente // Cell. - 1997. - Vol. 91. - № 7. - P. 1033-1042.

75. Transgenerational dynamics of rDNA copy number in Drosophila male germline stem cells / K. L. Lu, J. O. Nelson, G. J. Watase [et al.] // eLife. - 2018. - Vol. 7. - P. e32421.

76. Unstable Inheritance of 45S rRNA Genes in Arabidopsis thaliana / F. A. Rabanal, V. Nizhynska, T. Mandakova [et al.] // G3 Genes|Genomes|Genetics. - 2017. - Vol. 7. - № 4. - P. 12011209.

77. Ritossa, F. M. Unstable redundancy of genes for ribosomal RNA / F. M. Ritossa // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1968. - Vol. 60. - № 2. - P. 509-516.

78. rDNA magnification at the bobbed locus of the Y chromosome in Drosophila melanogaster / E. Boncinelli, F. Graziani, L. Polito [et al.] // Cell Differentiation. - 1972. - Vol. 1. - № 2. - P. 133-142.

79. Hawley, R. S. The effect of mei-41 on rDNA redundancy in Drosophila melanogaster / R. S. Hawley, K. D. Tartof // Genetics. - 1983. - Vol. 104. - № 1. - P. 63-80.

80. Repair-defect mutations inhibit rDNA magnification in Drosophila and discriminate between meiotic and premeiotic magnification. / R. S. Hawley, C. H. Marcus, M. L. Cameron [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1985. - Vol. 82. - № 23. - P. 8095-8099.

81. Watase, G. J. Nonrandom sister chromatid segregation mediates rDNA copy number maintenance in Drosophila / G. J. Watase, J. O. Nelson, Y. M. Yamashita // Science Advances. -2022. - Vol. 8. - № 30. - P. eabo4443.

82. Expansion and contraction of ribosomal DNA repeats in Saccharomyces cerevisiae: requirement of replication fork blocking (Fob1) protein and the role of RNA polymerase I / T. Kobayashi, D. J. Heck, M. Nomura, T. Horiuchi // Genes & Development. - 1998. - Vol. 12. -Expansion and contraction of ribosomal DNA repeats in Saccharomyces cerevisiae. - № 24. -P. 3821-3830.

83. Dna2 Helicase/Nuclease Causes Replicative Fork Stalling and Double-strand Breaks in the Ribosomal DNA of Saccharomyces cerevisiae / T. Weitao, M. Budd, L. L. M. Hoopes, J. L. Campbell // The Journal of Biological Chemistry. - 2003. - Vol. 278. - № 25. - P. 22513-22522.

84. Kobayashi, T. Recombination Regulation by Transcription-Induced Cohesin Dissociation in rDNA Repeats / T. Kobayashi, A. R. D. Ganley // Science. - 2005. - Vol. 309. - № 5740. - P. 15811584.

85. SIR2 Regulates Recombination between Different rDNA Repeats, but Not Recombination within Individual rRNA Genes in Yeast / T. Kobayashi, T. Horiuchi, P. Tongaonkar [et al.] // Cell. -2004. - Vol. 117. - № 4. - P. 441-453.

86. Cellular Senescence in Yeast Is Regulated by rDNA Noncoding Transcription / K. Saka, S. Ide, A. R. D. Ganley, T. Kobayashi // Current Biology. - 2013. - Vol. 23. - № 18. - P. 1794-1798.

87. Genomic Copy-Number Loss Is Rescued by Self-Limiting Production of DNA Circles / A. Mansisidor, T. Molinar, P. Srivastava [et al.] // Molecular Cell. - 2018. - Vol. 72. - № 3. - P. 583-593.e4.

88. Iida, T. RNA Polymerase I Activators Count and Adjust Ribosomal RNA Gene Copy Number / T. Iida, T. Kobayashi // Molecular Cell. - 2019. - Vol. 73. - № 4. - P. 645-654.e13.

89. Crystal structure of the 14-subunit RNA polymerase I / C. Fernández-Tornero, M. Moreno-Morcillo, U. J. Rashid [et al.] // Nature. - 2013. - Vol. 502. - № 7473. - P. 644-649.

90. In silico identification of Drosophila melanogaster genes encoding RNA polymerase subunits / S. J. Marygold, N. Alic, D. S. Gilmour, S. S. Grewal. - Text: electronic // microPublication Biology. -2020. - Vol. 2020. - № 10. - URL: https://www.micropublication.org/journals/biology/micropub-biology-000320/ (date accessed: 08.10.2021).

91. RNA polymerase I structure and transcription regulation / C. Engel, S. Sainsbury, A. C. Cheung [et al.] // Nature. - 2013. - Vol. 502. - № 7473. - P. 650-655.

92. Structure of RNA polymerase I transcribing ribosomal DNA genes / S. Neyer, M. Kunz, C. Geiss [et al.] // Nature. - 2016. - Vol. 540. - № 7634. - P. 607-610.

93. Russell, J. The RNA polymerase I transcription machinery / J. Russell, J. C. B. M. Zomerdijk // Biochemical Society Symposia. - 2006. - Vol. 73. - P. 203-216.

94. Warner, J. R. The economics of ribosome biosynthesis in yeast / J. R. Warner // Trends in Biochemical Sciences. - 1999. - Vol. 24. - № 11. - P. 437-440.

95. RRN11 Encodes the Third Subunit of the Complex Containing Rrn6p and Rrn7p That Is Essential for the Initiation of rDNA Transcription by Yeast RNA Polymerase I / D. Lalo, J. S. Steffan, J. A. Dodd, M. Nomura // Journal of Biological Chemistry. - 1996. - Vol. 271. - № 35. - P. 2106221067.

96. RRN3 gene of Saccharomyces cerevisiae encodes an essential RNA polymerase I transcription factor which interacts with the polymerase independently of DNA template / R. T. Yamamoto, Y. Nogi, J. A. Dodd, M. Nomura // The EMBO Journal. - 1996. - Vol. 15. - № 15. - P. 3964-3973.

97. RRN6 and RRN7 encode subunits of a multiprotein complex essential for the initiation of rDNA transcription by RNA polymerase I in Saccharomyces cerevisiae / D. A. Keys, L. Vu, J. S. Steffan [et al.] // Genes & Development. - 1994. - Vol. 8. - № 19. - P. 2349-2362.

98. Architecture of the Saccharomyces cerevisiae RNA polymerase I Core Factor complex / B. A. Knutson, J. Luo, J. Ranish, S. Hahn // Nature Structural & Molecular Biology. - 2014. - Vol. 21. -№ 9. - P. 810-816.

99. The recruitment of RNA polymerase I on rDNA is mediated by the interaction of the A43 subunit with Rrn3 / G. Peyroche, P. Milkereit, N. Bischler [et al.] // The EMBO Journal. - 2000. -Vol. 19. - № 20. - P. 5473-5482.

100. Efficient transcription by RNA polymerase I using recombinant core factor / G. J. Bedwell, F. D. Appling, S. J. Anderson, D. A. Schneider // Gene. - 2012. - Vol. 492. - № 1. - P. 94-99.

101. Multiprotein transcription factor UAF interacts with the upstream element of the yeast RNA polymerase I promoter and forms a stable preinitiation complex / D. A. Keys, B. S. Lee, J. A. Dodd [et al.] // Genes & Development. - 1996. - Vol. 10. - № 7. - P. 887-903.

102. RNA polymerase switch in transcription of yeast rDNA: role of transcription factor UAF (upstream activation factor) in silencing rDNA transcription by RNA polymerase II / L. Vu, I. Siddiqi, B. S. Lee [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1999. - Vol. 96. - RNA polymerase switch in transcription of yeast rDNA. - № 8. - P. 4390-4395.

103. Transcription Factor UAF, Expansion and Contraction of Ribosomal DNA (rDNA) Repeats, and RNA Polymerase Switch in Transcription of Yeast rDNA / M. Oakes, I. Siddiqi, L. Vu [et al.] // Molecular and Cellular Biology. - 1999. - Vol. 19. - № 12. - P. 8559-8569.

104. Reconstitution of RNA Polymerase I Upstream Activating Factor and the Roles of Histones H3 and H4 in Complex Assembly / M. L. Smith, W. Cui, A. J. Jackobel [et al.] // Journal of Molecular Biology. - 2018. - Vol. 430. - № 5. - P. 641-654.

105. Histones H3 and H4 are components of upstream activation factor required for the high-level transcription of yeast rDNA by RNA polymerase I / J. Keener, J. A. Dodd, D. Lalo, M. Nomura // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1997. - Vol. 94. - № 25. - P. 13458-13462.

106. Transcription of chromosomal rRNA genes by both RNA polymerase I and II in yeast uaf30 mutants lacking the 30 kDa subunit of transcription factor UAF / I. N. Siddiqi, J. A. Dodd, L. Vu [et al.] // The EMBO Journal. - 2001. - Vol. 20. - № 16. - P. 4512-4521.

107. The role of TBP in rDNA transcription by RNA polymerase I in Saccharomyces cerevisiae: TBP is required for upstream activation factor-dependent recruitment of core factor. / J. S. Steffan,

D. A. Keys, J. A. Dodd, M. Nomura // Genes & Development. - 1996. - Vol. 10. - The role of TBP in rDNA transcription by RNA polymerase I in Saccharomyces cerevisiae. - № 20. - P. 2551-2563.

108. Cormack, B. P. The TATA-binding protein is required for transcription by all three nuclear RNA polymerases in yeast cells / B. P. Cormack, K. Struhl // Cell. - 1992. - Vol. 69. - № 4. - P. 685696.

109. Fan, X. Distinct transcriptional responses of RNA polymerases I, II and III to aptamers that bind TBP / X. Fan, H. Shi, J. T. Lis // Nucleic Acids Research. - 2005. - Vol. 33. - № 3. - P. 838-845.

110. Role of TATA Binding Protein (TBP) in Yeast Ribosomal DNA Transcription by RNA Polymerase I: Defects in the Dual Functions of Transcription Factor UAF Cannot Be Suppressed by TBP / I. Siddiqi, J. Keener, L. Vu, M. Nomura // Molecular and Cellular Biology. - 2001. - Vol. 21. -Role of TATA Binding Protein (TBP) in Yeast Ribosomal DNA Transcription by RNA Polymerase I. - № 7. - P. 2292-2297.

111. Reconstitution of Yeast RNA Polymerase I Transcription in Vitro from Purified Components: TATA-binding protein is not required for basal transcription / J. Keener, C. A. Josaitis, J. A. Dodd, M. Nomura // The Journal of Biological Chemistry. - 1998. - Vol. 273. - № 50. - P. 33795-33802.

112. Interaction of TATA-Binding Protein with Upstream Activation Factor Is Required for Activated Transcription of Ribosomal DNA by RNA Polymerase I in Saccharomyces cerevisiae In Vivo / J. S. Steffan, D. A. Keys, L. Vu, M. Nomura // Molecular and Cellular Biology. - 1998. -Vol. 18. - № 7. - P. 3752-3761.

113. Aprikian, P. TATA Binding Protein Can Stimulate Core-Directed Transcription by Yeast RNA Polymerase I / P. Aprikian, B. Moorefield, R. H. Reeder // Molecular and Cellular Biology. - 2000. -Vol. 20. - № 14. - P. 5269-5275.

114. Chen, L. An Immunoaffinity Purified Schizosaccharomyces Pombe TBP-containing Complex Directs Correct Initiation of the S.pombe rRNA Gene Promoter / L. Chen, A. Guo, L. Pape // Nucleic Acids Research. - 1997. - Vol. 25. - № 8. - P. 1633-1640.

115. Iwr1 Protein Is Important for Preinitiation Complex Formation by All Three Nuclear RNA Polymerases in Saccharomyces cerevisiae / A. Esberg, Z. Moqtaderi, X. Fan [et al.] // PLOS ONE. -2011. - Vol. 6. - № 6. - P. e20829.

116. Mechanism of RNA polymerase I selection by transcription factor UAF / F. Baudin, B. Murciano, H. K. H. Fung [et al.] // Science Advances. - 2022. - Vol. 8. - № 16. - P. eabn5725.

117. Comai, L. The TATA-binding protein and associated factors are integral components of the RNA polymerase I transcription factor, SL1 / L. Comai, N. Tanese, R. Tjian // Cell. - 1992. - Vol. 68. - № 5. - P. 965-976.

118. Reconstitution of Transcription Factor SL1: Exclusive Binding of TBP by SL1 or TFIID Subunits / L. Comai, J. C. B. M. Zomerdijk, H. Beckmann [et al.] // Science. - 1994. - Vol. 266. -Reconstitution of transcription factor SL1. - № 5193. - P. 1966-1972.

119. A novel TBP-associated factor of SL1 functions in RNA polymerase I transcription / J. J. Gorski, S. Pathak, K. Panov [et al.] // The EMBO Journal. - 2007. - Vol. 26. - № 6. - P. 1560-1568.

120. Cloning of murine RNA polymerase I-specific TAF factors: Conserved interactions between the subunits of the species-specific transcription initiation factor TIF-IB/SL1 / J. Heix, J. C. B. M. Zomerdijk, A. Ravanpay [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1997. -Vol. 94. - Cloning of murine RNA polymerase I-specific TAF factors. - № 5. - P. 1733-1738.

121. Coactivator and Promoter-Selective Properties of RNA Polymerase I TAFs / H. Beckmann, J-L. Chen, T. O'Brien, R. Tjian // Science. - 1995. - Vol. 270. - № 5241. - P. 1506-1509.

122. TBP-associated factors interact with DNA and govern species specificity of RNA polymerase I transcription / U. Rudloff, D. Eberhard, L. Tora [et al.] // The EMBO Journal. - 1994. - Vol. 13. -

№ 11. - P. 2611-2616.

123. Rudloff, U. The conserved core domain of the human TATA binding protein is sufficient to assemble the multisubunit RNA polymerase I-specific transcription factor SL1 / U. Rudloff, D. Eberhard, I. Grummt // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1994. - Vol. 91. - № 17. - P. 8229-8233.

124. Identification of novel functional TBP-binding sites and general factor repertoires / S. Denissov, M. van Driel, R. Voit [et al.] // The EMBO Journal. - 2007. - Vol. 26. - № 4. - P. 944-954.

125. TAF1B Is a TFIIB-Like Component of the Basal Transcription Machinery for RNA Polymerase I / S. Naidu, J. K. Friedrich, J. Russell, J. C. B. M. Zomerdijk // Science. - 2011. -Vol. 333. - № 6049. - P. 1640-1642.

126. Reconstitution of human rRNA gene transcription in mouse cells by a complete SL1 complex / K. Murano, M. Okuwaki, F. Momose [et al.] // Journal of Cell Science. - 2014. - Vol. 127. - № 15. -P. 3309-3319.

127. Learned, R. M. Purification and Characterization of a Transcription Factor That Confers Promoter Specificity to Human RNA Polymerase I / R. M. Learned, S. Cordes, R. Tjian // Molecular and Cellular Biology. - 1985. - Vol. 5. - № 6. - P. 1358-1369.

128. Function of the Growth-Regulated Transcription Initiation Factor TIF-IA in Initiation Complex Formation at the Murine Ribosomal Gene Promoter / A. Schnapp, G. Schnapp, B. Erny, I. Grummt // Molecular and Cellular Biology. - 1993. - Vol. 13. - № 11. - P. 6723-6732.

129. Moorefield, B. RNA polymerase I transcription factor Rrn3 is functionally conserved between yeast and human / B. Moorefield, E. A. Greene, R. H. Reeder // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2000. - Vol. 97. - № 9. - P. 4724-4729.

130. TIF-IA, the factor mediating growth-dependent control of ribosomal RNA synthesis, is the mammalian homolog of yeast Rrn3p / J. Bodem, G. Dobreva, U. Hoffmann-Rohrer [et al.] // EMBO Reports. - 2000. - Vol. 1. - № 2. - P. 171-175.

131. Multiple interactions between RNA polymerase I, TIF-IA and TAFI subunits regulate preinitiation complex assembly at the ribosomal gene promoter / X. Yuan, J. Zhao, H. Zentgraf [et al.] // EMBO Reports. - 2002. - Vol. 3. - № 11. - P. 1082-1087.

132. hRRN3 is essential in the SL1-mediated recruitment of RNA Polymerase I to rRNA gene promoters / G. Miller, K. I. Panov, J. K. Friedrich [et al.] // The EMBO Journal. - 2001. - Vol. 20. -№ 6. - P. 1373-1382.

133. Cavanaugh, A. H. Mammalian Rrn3 Is Required for the Formation of a Transcription Competent Preinitiation Complex Containing RNA Polymerase I / A. H. Cavanaugh, A. Evans, L. I. Rothblum // Gene Expression. - 2018. - Vol. 14. - № 3. - P. 131-147.

134. DNA Binding by the Ribosomal DNA Transcription Factor Rrn3 Is Essential for Ribosomal DNA Transcription / A. Stepanchick, H. Zhi, A. H. Cavanaugh [et al.] // The Journal of Biological Chemistry. - 2013. - Vol. 288. - № 13. - P. 9135-9144.

135. Functional Cooperativity Between Transcription Factors UBF1 and SL1 Mediates Human Ribosomal RNA Synthesis / S. P. Bell, R. M. Learned, H.-M. Jantzen, R. Tjian // Science. - 1988. -Vol. 241. - № 4870. - P. 1192-1197.

136. Kuhn, A. Dual role of the nucleolar transcription factor UBF: trans-activator and antirepressor / A. Kuhn, I. Grummt // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1992. - Vol. 89. - Dual role of the nucleolar transcription factor UBF. - № 16. - P. 7340-7344.

137. Enhancers for RNA Polymerase I in Mouse Ribosomal DNA / C. S. Pikaard, L. K. Pape, S. L. Henderson [et al.] // Molecular and Cellular Biology. - 1990. - Vol. 10. - № 9. - P. 4816-4825.

138. The Species-Specific RNA Polymerase I Transcription Factor SL-1 Binds to Upstream Binding Factor / W. M. Hempel, A. H. Cavanaugh, A. H. Hannan [et al.] // Molecular and Cellular Biology. -1996. - Vol. 16. - № 2. - P. 557-563.

139. Kwon, H. The RNA polymerase I transcription factor, upstream binding factor, interacts directly with the TATA box-binding protein / H. Kwon, M. R. Green // The Journal of Biological Chemistry. - 1994. - Vol. 269. - № 48. - P. 30140-30146.

140. TBP-TAF Complex SL1 Directs RNA Polymerase I Pre-initiation Complex Formation and Stabilizes Upstream Binding Factor at the rDNA Promoter / J. K. Friedrich, K. I. Panov, P. Cabart [et al.] // The Journal of Biological Chemistry. - 2005. - Vol. 280. - № 33. - P. 29551-29558.

141. UBF activates RNA polymerase I transcription by stimulating promoter escape / K. I. Panov, J. K. Friedrich, J. Russell, J. C. B. M. Zomerdijk // The EMBO Journal. - 2006. - Vol. 25. - № 14. -P. 3310-3322.

142. A unique enhancer boundary complex on the mouse ribosomal RNA genes persists after loss of Rrn3 or UBF and the inactivation of RNA polymerase I transcription / C. Herdman, J.-C. Mars, V. Y. Stefanovsky [et al.] // PLOS Genetics. - 2017. - Vol. 13. - № 7. - P. e1006899.

143. A Deconvolution Protocol for ChIP-Seq Reveals Analogous Enhancer Structures on the Mouse and Human Ribosomal RNA Genes / J.-C. Mars, M. Sabourin-Felix, M. G. Tremblay, T. Moss // G3 Genes|Genomes|Genetics. - 2018. - Vol. 8. - № 1. - P. 303-314.

144. O'Sullivan, A. C. UBF Binding In Vivo Is Not Restricted to Regulatory Sequences within the Vertebrate Ribosomal DNA Repeat / A. C. O'Sullivan, G. J. Sullivan, B. McStay // Molecular and Cellular Biology. - 2002. - Vol. 22. - № 2. - P. 657-668.

145. UBF levels determine the number of active ribosomal RNA genes in mammals / E. Sanij, G. Poortinga, K. Sharkey [et al.] // The Journal of Cell Biology. - 2008. - Vol. 183. - № 7. - P. 12591274.

146. Superresolution microscopy reveals linkages between ribosomal DNA on heterologous chromosomes / T. A. Potapova, J. R. Unruh, Z. Yu [et al.] // The Journal of Cell Biology. - 2019. -Vol. 218. - № 8. - P. 2492-2513.

147. Structural insights into transcription initiation by yeast RNA polymerase I / Y. Sadian, L. Tafur, J. Kosinski [et al.] // The EMBO Journal. - 2017. - Vol. 36. - № 18. - P. 2698-2709.

148. Milkereit, P. A specialized form of RNA polymerase I, essential for initiation and growth-dependent regulation of rRNA synthesis, is disrupted during transcription / P. Milkereit, H. Tschochner // The EMBO Journal. - 1998. - Vol. 17. - № 13. - P. 3692-3703.

149. Casein Kinase 2 Associates with Initiation-Competent RNA Polymerase I and Has Multiple Roles in Ribosomal DNA Transcription / T. B. Panova, K. I. Panov, J. Russell, J. C. B. M. Zomerdijk // Molecular and Cellular Biology. - 2006. - Vol. 26. - № 16. - P. 5957-5968.

150. Topoisomerase IIa promotes activation of RNA polymerase I transcription by facilitating pre-initiation complex formation / S. Ray, T. Panova, G. Miller [et al.] // Nature Communications. - 2013.

- Vol. 4. - № 1. - P. 1598.

151. CK2-mediated stimulation of Pol I transcription by stabilization of UBF-SL1 interaction / C-Y. Lin, S. Navarro, S. Reddy, L. Comai // Nucleic Acids Research. - 2006. - Vol. 34. - № 17. -

P. 4752-4766.

152. Phosphorylation by casein kinase 2 facilitates rRNA gene transcription by promoting dissociation of TIF-IA from elongating RNA polymerase I / H. Bierhoff, M. Dundr, A. A. Michels, I. Grummt // Molecular and Cellular Biology. - 2008. - Vol. 28. - № 16. - P. 4988-4998.

153. Grewal, S. S. Drosophila TIF-IA is required for ribosome synthesis and cell growth and is regulated by the TOR pathway / S. S. Grewal, J. R. Evans, B. A. Edgar // The Journal of Cell Biology.

- 2007. - Vol. 179. - № 6. - P. 1105-1113.

154. Zhang, Q. Changes in rRNA Transcription Influence Proliferation and Cell Fate Within a Stem Cell Lineage / Q. Zhang, N. A. Shalaby, M. Buszczak // Science. - 2014. - Vol. 343. - № 6168. -

P. 298-301.

155. Rrn3 Becomes Inactivated in the Process of Ribosomal DNA Transcription / I. Hirschler-Laszkiewicz, A. H. Cavanaugh, A. Mirza [et al.] // The Journal of Biological Chemistry. - 2003. -Vol. 278. - № 21. - P. 18953-18959.

156. The transcriptional activity of RNA polymerase I is a key determinant for the level of all ribosome components / A. Laferte, E. Favry, A. Sentenac [et al.] // Genes & Development. - 2006. -Vol. 20. - № 15. - P. 2030-2040.

157. Two RNA Polymerase I Subunits Control the Binding and Release of Rrn3 during Transcription / F. Beckouet, S. Labarre-Mariotte, B. Albert [et al.] // Molecular and Cellular Biology.

- 2008. - Vol. 28. - № 5. - P. 1596-1605.

158. RNA polymerase I-specific subunits promote polymerase clustering to enhance the rRNA gene transcription cycle / B. Albert, I. Leger-Silvestre, C. Normand [et al.] // The Journal of Cell Biology. -2011. - Vol. 192. - № 2. - P. 277-293.

159. Functional Architecture of RNA Polymerase I / C.-D. Kuhn, S. R. Geiger, S. Baumli [et al.] // Cell. - 2007. - Vol. 131. - № 7. - P. 1260-1272.

160. Transcription Elongation by RNA Polymerase I Is Linked to Efficient rRNA Processing and Ribosome Assembly / D. A. Schneider, A. Michel, M. L. Sikes [et al.] // Molecular Cell. - 2007. -Vol. 26. - № 2. - P. 217-229.

161. Nogi, Y. Synthesis of large rRNAs by RNA polymerase II in mutants of Saccharomyces cerevisiae defective in RNA polymerase I / Y. Nogi, R. Yano, M. Nomura // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1991. - Vol. 88. - № 9. - P. 3962-3966.

162. Mechanisms of backtrack recovery by RNA polymerases I and II / A. Lisica, C. Engel, M. Jahnel [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2016. - Vol. 113. - № 11. -P. 2946-2951.

163. RNA Polymerase I-Specific Subunit CAST/hPAF49 Has aRole in the Activation of Transcription by Upstream Binding Factor / K. I. Panov, T. B. Panova, O. Gadal [et al.] // Molecular and Cellular Biology. - 2006. - Vol. 26. - № 14. - P. 5436-5448.

164. RNA Polymerase I Contains a TFIIF-Related DNA-Binding Subcomplex / S. R. Geiger, K. Lorenzen, A. Schreieck [et al.] // Molecular Cell. - 2010. - Vol. 39. - № 4. - P. 583-594.

165. Dissociation of two polypeptide chains from yeast RNA polymerase A / J. Huet, J.-M. Buhler, A. Sentenac, P. Fromageot // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1975. - Vol. 72. -№ 8. - P. 3034-3038.

166. Characterization and mutagenesis of the gene encoding the A49 subunit of RNA polymerase A in Saccharomyces cerevisiae / P. Liljelund, S. Mariotte, J. M. Buhler, A. Sentenac // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1992. - Vol. 89. - № 19. - P. 9302-9305.

167. A34.5, a Nonessential Component of Yeast RNA Polymerase I, Cooperates with Subunit A14 and DNA Topoisomerase I To Produce a Functional rRNA Synthesis Machine / O. Gadal, S. Mariotte-Labarre, S. Chedin [et al.] // Molecular and Cellular Biology. - 1997. - Vol. 17. - № 4. - P. 17871795.

168. Evolution of Two Modes of Intrinsic RNA Polymerase Transcript Cleavage / W. Ruan, E. Lehmann, M. Thomm [et al.] // The Journal of Biological Chemistry. - 2011. - Vol. 286. - № 21. -P. 18701-18707.

169. Rpa12p, a conserved RNA polymerase I subunit with two functional domains / V. V. Mullem, E. Landrieux, J. Vandenhaute, P. Thuriaux // Molecular Microbiology. - 2002. - Vol. 43. - № 5. -

P. 1105-1113.

170. The cryo-EM structure of a 12-subunit variant of RNA polymerase I reveals dissociation of the A49-A34.5 heterodimer and rearrangement of subunit A12.2 / L. Tafur, Y. Sadian, J. Hanske [et al.] // eLife. - 2019. - Vol. 8. - P. e43204.

171. Scull, C. E. The N-terminal domain of the A12.2 subunit stimulates RNA polymerase I transcription elongation / C. E. Scull, A. L. Lucius, D. A. Schneider // Biophysical Journal. - 2021. -Vol. 120. - № 10. - P. 1883-1893.

172. Appling, F. D. Multisubunit RNA Polymerase Cleavage Factors Modulate the Kinetics and Energetics of Nucleotide Incorporation: An RNA Polymerase I Case Study / F. D. Appling, D. A. Schneider, A. L. Lucius // Biochemistry. - 2017. - Vol. 56. - Multisubunit RNA Polymerase Cleavage Factors Modulate the Kinetics and Energetics of Nucleotide Incorporation. - № 42. - P. 5654-5662.

173. Zhang, H. Involvement of DNA topoisomerase I in transcription of human ribosomal RNA genes / H. Zhang, J. C. Wang, L. F. Liu // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1988. -Vol. 85. - № 4. - P. 1060-1064.

174. Association of DNA topoisomerase I and RNA polymerase I: a possible role for topoisomerase I in ribosomal gene transcription / K. M. Rose, J. Szopa, F.-S. Han [et al.] // Chromosoma. - 1988. -Vol. 96. - Association of DNA topoisomerase I and RNA polymerase I. - № 6. - P. 411-416.

175. Essential roles of the RNA polymerase I largest subunit and DNA topoisom erases in the formation of fission yeast nucleolus / T. Hirano, G. Konoha, T. Toda, M. Yanagida // The Journal of Cell Biology. - 1989. - Vol. 108. - № 2. - P. 243-253.

176. Identification of a mammalian RNA polymerase I holoenzyme containing components of the DNA repair/replication system / R. D. Hannan, A. Cavanaugh, W. M. Hempel [et al.] // Nucleic Acids Research. - 1999. - Vol. 27. - № 18. - P. 3720-3727.

177. Loss of Topoisomerase I leads to R-loop-mediated transcriptional blocks during ribosomal RNA synthesis / A. E. Hage, S. L. French, A. L. Beyer, D. Tollervey // Genes & Development. - 2010. - Vol. 24. - № 14. - P. 1546-1558.

178. Garg, L. C. Role of DNA topoisomerase I in the transcription of supercoiled rRNA gene / L. C. Garg, S. DiAngelo, S. T. Jacob // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1987. -

Vol. 84. - № 10. - P. 3185-3188.

179. Need for DNA topoisomerase activity as a swivel for DNA replication for transcription of ribosomal RNA / S. J. Brill, S. DiNardo, K. Voelkel-Meiman, R. Sternglanz // Nature. - 1987. -Vol. 326. - № 6111. - P. 414-416.

180. Distinguishing the Roles of Topoisomerases I and II in Relief of Transcription-Induced Torsional Stress in Yeast rRNA Genes / S. L. French, M. L. Sikes, R. D. Hontz [et al.] // Molecular and Cellular Biology. - 2011. - Vol. 31. - № 3. - P. 482-494.

181. Topoisomerases and yeast rRNA transcription: negative supercoiling stimulates initiation and topoisomerase activity is required for elongation / M. C. Schultz, S. J. Brill, Q. Ju [et al.] // Genes & Development. - 1992. - Vol. 6. - Topoisomerases and yeast rRNA transcription. - № 7. - P. 13321341.

182. Growth Factor Signaling Regulates Elongation of RNA Polymerase I Transcription in Mammals via UBF Phosphorylation and r-Chromatin Remodeling / V. Stefanovsky, F. Langlois, T. Gagnon-Kugler [et al.] // Molecular Cell. - 2006. - Vol. 21. - № 5. - P. 629-639.

183. Transcription Regulation of the rRNA Gene by a Multifunctional Nucleolar Protein, B23/Nucleophosmin, through Its Histone Chaperone Activity / K. Murano, M. Okuwaki, M. Hisaoka, K. Nagata // Molecular and Cellular Biology. - 2008. - Vol. 28. - № 10. - P. 3114-3126.

184. A major nucleolar protein, nucleolin, induces chromatin decondensation by binding to histone H1 / M. S. Erard, P. Belenguer, M. Caizergues-Ferrer [et al.] // European Journal of Biochemistry. -1988. - Vol. 175. - № 3. - P. 525-530.

185. Nucleolin is required for RNA polymerase I transcription in vivo / B. Rickards, S. J. Flint, M. D. Cole, G. LeRoy // Molecular and Cellular Biology. - 2007. - Vol. 27. - № 3. - P. 937-948.

186. Spt6 Is Essential for rRNA Synthesis by RNA Polymerase I / K. L. Engel, S. L. French, O. V. Viktorovskaya [et al.] // Molecular and Cellular Biology. - 2015. - Vol. 35. - № 13. - P. 2321-2331.

187. RNA polymerase II elongation factors Spt4p and Spt5p play roles in transcription elongation by RNA polymerase I and rRNA processing / D. A. Schneider, S. L. French, Y. N. Osheim [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2006. - Vol. 103. - № 34. - P. 12707-12712.

188. The Paf1 complex is required for efficient transcription elongation by RNA polymerase I / Y. Zhang, M. L. Sikes, A. L. Beyer, D. A. Schneider // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2009. - Vol. 106. - № 7. - P. 2153-2158.

189. The RNA Polymerase-associated Factor 1 Complex (Paf1C) Directly Increases the Elongation Rate of RNA Polymerase I and Is Required for Efficient Regulation of rRNA Synthesis / Y. Zhang, A. D. Smith, M. B. Renfrow, D. A. Schneider // The Journal of Biological Chemistry. - 2010. -Vol. 285. - № 19. - P. 14152-14159.

190. RNA polymerase I in yeast transcribes dynamic nucleosomal rDNA / H. S. Jones, J. Kawauchi, P. Braglia [et al.] // Nature Structural & Molecular Biology. - 2007. - Vol. 14. - № 2. - P. 123-130.

191. FACT facilitates chromatin transcription by RNA polymerases I and III / J. L. Birch, B. C.-M. Tan, K. I. Panov [et al.] // The EMBO Journal. - 2009. - Vol. 28. - № 7. - P. 854-865.

192. Putative involvement of the histone acetyltransferase Tip60 in ribosomal gene transcription / K. Halkidou, I. R. Logan, S. Cook [et al.] // Nucleic Acids Research. - 2004. - Vol. 32. - № 5. -

P. 1654-1665.

193. The chromatin remodelling complex WSTF-SNF2h interacts with nuclear myosin 1 and has a role in RNA polymerase I transcription / P. Percipalle, N. Fomproix, E. Cavellan [et al.] // EMBO Reports. - 2006. - Vol. 7. - № 5. - P. 525-530.

194. Activation of RNA Polymerase I Transcription by Cockayne Syndrome Group B Protein and Histone Methyltransferase G9a / X. Yuan, W. Feng, A. Imhof [et al.] // Molecular Cell. - 2007. -Vol. 27. - № 4. - P. 585-595.

195. Mason, S. W. Identification of a transcript release activity acting on ternary transcription complexes containing murine RNA polymerase I / S. W. Mason, E. E. Sander, I. Grummt // The EMBO Journal. - 1997. - Vol. 16. - № 1. - P. 163-172.

196. Transcription of mouse rDNA terminates downstream of the 3' end of 28S RNA and involves interaction of factors with repeated sequences in the 3' spacer / I. Grummt, U. Maier, A. Ohrlein [et al.] // Cell. - 1985. - Vol. 43. - № 3, Part 2. - P. 801-810.

197. The mouse ribosomal gene terminator consists of three functionally separable sequence elements / A. Kuhn, A. Normann, I. Bartsch, I. Grummt // The EMBO Journal. - 1988. - Vol. 7. -№ 5. - P. 1497-1502.

198. Different domains of the murine RNA polymerase I-specific termination factor mTTF-I serve distinct functions in transcription termination / R. Evers, A. Smid, U. Rudloff [et al.] // The EMBO Journal. - 1995. - Vol. 14. - № 6. - P. 1248-1256.

199. Cloning and functional characterization of PTRF, a novel protein which induces dissociation of paused ternary transcription complexes / P. Jansa, S. W. Mason, U. Hoffmann-Rohrer, I. Grummt // The EMBO Journal. - 1998. - Vol. 17. - № 10. - P. 2855-2864.

200. Jansa, P. Mechanism of transcription termination: PTRF interacts with the largest subunit of RNA polymerase I and dissociates paused transcription complexes from yeast and mouse / P. Jansa, I. Grummt // Molecular and General Genetics MGG. - 1999. - Vol. 262. - Mechanism of transcription termination. - № 3. - P. 508-514.

201. Liu, L. PTRF/Cavin-1 promotes efficient ribosomal RNA transcription in response to metabolic challenges / L. Liu, P. F. Pilch // eLife. - 2016. - Vol. 5. - P. e17508.

202. The transcript release factor PTRF augments ribosomal gene transcription by facilitating reinitiation of RNA polymerase I / P. Jansa, C. Burek, E. E. Sander, I. Grummt // Nucleic Acids Research. - 2001. - Vol. 29. - № 2. - P. 423-429.

203. Binding of the Termination Factor Nsi1 to Its Cognate DNA Site Is Sufficient To Terminate RNA Polymerase I Transcription In Vitro and To Induce Termination In Vivo / P. Merkl, J. Perez-Fernandez, M. Pilsl [et al.] // Molecular and Cellular Biology. - 2014. - Vol. 34. - № 20. - P. 38173827.

204. The Rebl-homologue Ydr026c/Nsi1 is required for efficient RNA polymerase I termination in yeast / A. Reiter, S. Hamperl, H. Seitz [et al.] // The EMBO Journal. - 2012. - Vol. 31. - № 16. -

P. 3480-3493.

205. Lang, W. H. The REB1 site is an essential component of a terminator for RNA polymerase I in Saccharomyces cerevisiae / W. H. Lang, R. H. Reeder // Molecular and Cellular Biology. - 1993. -Vol. 13. - № 1. - P. 649-658.

206. The A12.2 Subunit Is an Intrinsic Destabilizer of the RNA Polymerase I Elongation Complex / F. D. Appling, C. E. Scull, A. L. Lucius, D. A. Schneider // Biophysical Journal. - 2018. - Vol. 114. -№ 11. - P. 2507-2515.

207. Functional architecture of the Reb1-Ter complex of Schizosaccharomyces pombe / R. Jaiswal, M. Choudhury, S. Zaman [et al.]. - Text: electronic // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2016. - URL: https://www.pnas.org/content/early/2016/03/25/1525465113 (date accessed: 01.09.2021).

208. Transcriptional termination by RNA polymerase I requires the small subunit Rpa12p / E. M. Prescott, Y. N. Osheim, H. S. Jones [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences. -2004. - Vol. 101. - № 16. - P. 6068-6073.

209. Braglia, P. Co-transcriptional RNA cleavage provides a failsafe termination mechanism for yeast RNA polymerase I / P. Braglia, J. Kawauchi, N. J. Proudfoot // Nucleic Acids Research. - 2011. - Vol. 39. - № 4. - P. 1439-1448.

210. Role of the RNA/DNA kinase Grc3 in transcription termination by RNA polymerase I / P. Braglia, K. Heindl, A. Schleiffer [et al.] // EMBO Reports. - 2010. - Vol. 11. - № 10. - P. 758-764.

211. Efficient termination of transcription by RNA polymerase I requires the 5' exonuclease Rat1 in yeast / A. E. Hage, M. Koper, J. Kufel, D. Tollervey // Genes & Development. - 2008. - Vol. 22. -№ 8. - P. 1069-1081.

212. Budding yeast RNA polymerases I and II employ parallel mechanisms of transcriptional termination / J. Kawauchi, H. Mischo, P. Braglia [et al.] // Genes & Development. - 2008. - Vol. 22. -№ 8. - P. 1082-1092.

213. Kent, T. The 5' external transcribed spacer in mouse ribosomal RNA contains two cleavage sites / T. Kent, Y. R. Lapik, D. G. Pestov // RNA. - 2009. - Vol. 15. - № 1. - P. 14-20.

214. Dob1p (Mtr4p) is a putative ATP-dependent RNA helicase required for the 3' end formation of 5.8S rRNA in Saccharomyces cerevisiae / J. de la Cruz, D. Kressler, D. Tollervey, P. Linder // The EMBO Journal. - 1998. - Vol. 17. - № 4. - P. 1128-1140.

215. Sloan, K. E. Comparison of the yeast and human nuclear exosome complexes / K. E. Sloan, C. Schneider, N. J. Watkins // Biochemical Society Transactions. - 2012. - Vol. 40. - № 4. - P. 850-855.

216. Wang, M. 5'-end surveillance by Xrn2 acts as a shared mechanism for mammalian pre-rRNA maturation and decay / M. Wang, D. G. Pestov // Nucleic Acids Research. - 2011. - Vol. 39. - № 5. -P.1811-1822.

217. Analysis of two human pre-ribosomal factors, bystin and hTsr1, highlights differences in evolution of ribosome biogenesis between yeast and mammals / C. Carron, M.-F. O'Donohue, V. Choesmel [et al.] // Nucleic Acids Research. - 2010. - Vol. 39. - № 1. - P. 280-291.

218. Gradual processing of the ITS1 from the nucleolus to the cytoplasm during synthesis of the human 18S rRNA / M. Preti, M.-F. O'Donohue, N. Montel-Lehry [et al.] // Nucleic Acids Research. -2013. - Vol. 41. - № 8. - P. 4709-4723.

219. The Complexity of Human Ribosome Biogenesis Revealed by Systematic Nucleolar Screening of Pre-rRNA Processing Factors / L. Tafforeau, C. Zorbas, J.-L. Langhendries [et al.] // Molecular Cell. - 2013. - Vol. 51. - № 4. - P. 539-551.

220. Rrp17p Is a Eukaryotic Exonuclease Required for 5' End Processing of Pre-60S Ribosomal RNA / M. Oeffinger, D. Zenklusen, A. Ferguson [et al.] // Molecular Cell. - 2009. - Vol. 36. - № 5. -P. 768-781.

221. Thomson, E. The Final Step in 5.8S rRNA Processing Is Cytoplasmic in Saccharomyces cerevisiae / E. Thomson, D. Tollervey // Molecular and Cellular Biology. - 2010. - Vol. 30. - № 4. -P. 976-984.

222. Geerlings, T. H. The final step in the formation of 25S rRNA in Saccharomyces cerevisiae is performed by 5'-->3' exonucleases / T. H. Geerlings, J. C. Vos, H. A. Raue // RNA. - 2000. - Vol. 6. - № 12. - P. 1698-1703.

223. 3'-End formation of transcripts from the yeast rRNA operon / A. E. Kempers-Veenstra, J. Oliemans, H. Offenberg [et al.] // The EMBO Journal. - 1986. - Vol. 5. - № 10. - P. 2703-2710.

224. Levis, R. Processing steps and methylation in the formation of the ribosomal RNA of cultured Drosophila cells / R. Levis, S. Penman // Journal of Molecular Biology. - 1978. - Vol. 121. - № 2. -P. 219-238.

225. Greenberg, J. R. Synthesis and properties of ribosomal RNA in Drosophila / J. R. Greenberg // Journal of Molecular Biology. - 1969. - Vol. 46. - № 1. - P. 85-98.

226. Jordan, B. R. Late steps in the maturation of Drosophila 26 S ribosomal RNA: Generation of 5.8 S and 2 S RNAs by cleavages occurring in the cytoplasm / B. R. Jordan, R. Jourdan, B. Jacq // Journal of Molecular Biology. - 1976. - Vol. 101. - Late steps in the maturation of Drosophila 26 S ribosomal RNA. - № 1. - P. 85-105.

227. Dawid, I. B. Ribosomal DNA in Drosophila melanogaster. I. Isolation and characterization of cloned fragments / I. B. Dawid, P. K. Wellauer, E. O. Long // Journal of Molecular Biology. - 1978. -Vol. 126. - № 4. - P. 749-768.

228. Long, E. O. Alternative pathways in the processing of ribosomal RNA precursor in Drosophila melanogaster / E. O. Long, I. B. Dawid // Journal of Molecular Biology. - 1980. - Vol. 138. - № 4. -P. 873-878.

229. Chan, H. Y. E. Dribble, the Drosophila KRR1p Homologue, Is Involved in rRNA Processing / H. Y. E. Chan, S. Brogna, C. J. O'Kane // Molecular Biology of the Cell. - 2001. - Vol. 12. - № 5. -P. 1409-1419.

230. The Conserved RNA Exonuclease Rexo5 Is Required for 3' End Maturation of 28S rRNA, 5S rRNA, and snoRNAs / S. Gerstberger, C. Meyer, S. Benjamin-Hong [et al.] // Cell Reports. - 2017. -Vol. 21. - № 3. - P. 758-772.

231. Phylogenetic-based propagation of functional annotations within the Gene Ontology consortium / P. Gaudet, M. S. Livstone, S. E. Lewis, P. D. Thomas // Briefings in Bioinformatics. -2011. - Vol. 12. - № 5. - P. 449-462.

232. Piekna-Przybylska, D. The 3D rRNA modification maps database: with interactive tools for ribosome analysis / D. Piekna-Przybylska, W. A. Decatur, M. J. Fournier // Nucleic Acids Research. -2008. - Vol. 36. - The 3D rRNA modification maps database. - № suppl_1. - P. D178-D183.

233. Decatur, W. A. rRNA modifications and ribosome function / W. A. Decatur, M. J. Fournier // Trends in Biochemical Sciences. - 2002. - Vol. 27. - № 7. - P. 344-351.

234. Baxter-Roshek, J. L. Optimization of Ribosome Structure and Function by rRNA Base Modification / J. L. Baxter-Roshek, A. N. Petrov, J. D. Dinman // PLOS ONE. - 2007. - Vol. 2. -№ 1. - P. e174.

235. Conformational rigidity of specific pyrimidine residues in tRNA arises from posttranscriptional modifications that enhance steric interaction between the base and the 2'-hydroxyl group / G. Kawai, Y. Yamamoto, T. Kamimura [et al.] // Biochemistry. - 1992. - Vol. 31. - № 4. - P. 1040-1046.

236. Effects of nucleotide substitution and modification on the stability and structure of helix 69 from 28S rRNA / M. Sumita, J.-P. Desaulniers, Y.-C. Chang [et al.] // RNA. - 2005. - Vol. 11. - № 9. - P. 1420-1429.

237. Bratkovic, T. Functional diversity of small nucleolar RNAs / T. Bratkovic, J. Bozic, B. Rogelj // Nucleic Acids Research. - 2020. - Vol. 48. - № 4. - P. 1627-1651.

238. Yu, G. The Multi-structural Forms of Box C/D Ribonucleoprotein Particles / G. Yu, Y. Zhao, H. Li // RNA. - 2018. - Vol. 24. - № 12. - P. 1625-1633.

239. Kiss, T. Box H/ACA Small Ribonucleoproteins / T. Kiss, E. Fayet-Lebaron, B. E. Jady // Molecular Cell. - 2010. - Vol. 37. - № 5. - P. 597-606.

240. N6-Methyladenosine methyltransferase ZCCHC4 mediates ribosomal RNA methylation / H. Ma, X. Wang, J. Cai [et al.] // Nature Chemical Biology. - 2019. - Vol. 15. - № 1. - P. 88-94.

241. The human 18S rRNA m6A methyltransferase METTL5 is stabilized by TRMT112 / N.

van Tran, F. G. M. Ernst, B. R. Hawley [et al.] // Nucleic Acids Research. - 2019. - Vol. 47. - № 15. -P. 7719-7733.

242. Lapeyre, B. Spb1p-Directed Formation of Gm2922 in the Ribosome Catalytic Center Occurs at a Late Processing Stage / B. Lapeyre, S. K. Purushothaman // Molecular Cell. - 2004. - Vol. 16. -

№ 4. - P. 663-669.

243. Bud23 Methylates G1575 of 18S rRNA and Is Required for Efficient Nuclear Export of Pre-40S Subunits / J. White, Z. Li, R. Sardana [et al.] // Molecular and Cellular Biology. - 2008. - Vol. 28. - № 10. - P. 3151-3161.

244. Identification of a novel methyltransferase, Bmt2, responsible for the N-1-methyl-adenosine base modification of 25S rRNA in Saccharomyces cerevisiae / S. Sharma, P. Watzinger, P. Kötter, K-D. Entian // Nucleic Acids Research. - 2013. - Vol. 41. - № 10. - P. 5428-5443.

245. Yeast Nop2 and Rcm1 methylate C2870 and C2278 of the 25S rRNA, respectively / S. Sharma, J. Yang, P. Watzinger [et al.] // Nucleic Acids Research. - 2013. - Vol. 41. - № 19. -P. 9062-9076.

246. Yeast Kre33 and human NAT10 are conserved 18S rRNA cytosine acetyltransferases that modify tRNAs assisted by the adaptor Tan1/THUMPD1 / S. Sharma, J.-L. Langhendries, P. Watzinger [et al.] // Nucleic Acids Research. - 2015. - Vol. 43. - № 4. - P. 2242-2258.

247. Presence of a hypermodified nucleotide in HeLa cell 18 S and Saccharomyces carlsbergensis 17 S ribosomal RNAs / B. E. H. Maden, J. Forbes, P. de Jonge, J. Klootwijk // FEBS Letters. - 1975. -Vol. 59. - № 1. - P. 60-63.

248. Ribosome biogenesis factor Tsr3 is the aminocarboxypropyl transferase responsible for 18S rRNA hypermodification in yeast and humans / B. Meyer, J. P. Wurm, S. Sharma [et al.] // Nucleic Acids Research. - 2016. - Vol. 44. - № 9. - P. 4304-4316.

249. Samarsky, D. A. Characterization of three new snRNAs from Saccharomyces cerevisiae : snR34, snR35 and snR36 / D. A. Samarsky, A. G. Balakin, M. J. Fournier // Nucleic Acids Research. -1995. - Vol. 23. - Characterization of three new snRNAs from Saccharomyces cerevisiae. - № 13. -P. 2548-2554.

250. The Bowen-Conradi syndrome protein Nep1 (Emg1) has a dual role in eukaryotic ribosome biogenesis, as an essential assembly factor and in the methylation of ¥1191 in yeast 18S rRNA / B. Meyer, J. P. Wurm, P. Kötter [et al.] // Nucleic Acids Research. - 2011. - Vol. 39. - № 4. - P. 15261537.

251. minifly, A Drosophila Gene Required for Ribosome Biogenesis / E. Giordano, I. Peluso, S. Senger, M. Furia // The Journal of Cell Biology. - 1999. - Vol. 144. - № 6. - P. 1123-1133.

252. The 18S ribosomal RNA m6A methyltransferase Mettl5 is required for normal walking behavior in Drosophila / J. Leismann, M. Spagnuolo, M. Pradhan [et al.] // EMBO Reports. - 2020. -Vol. 21. - № 7. - P. e49443.

253. Deletion of Drosophila Nopp140 induces subcellular ribosomopathies / F. He, A. James, H. Raje [et al.] // Chromosoma. - 2015. - Vol. 124. - № 2. - P. 191-208.

254. Miller, O. L. Visualization of Nucleolar Genes / O. L. Miller, B. R. Beatty // Science. - 1969. -Vol. 164. - № 3882. - P. 955-957.

255. Morphology of Transcriptionally Active Chromatin / W. W. Franke, U. Scheer, M. Trendelenburg [et al.] // Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology. - 1978. - Vol. 42. -P. 755-772.

256. Scheer, U. Changes of nucleosome frequency in nucleolar and non-nucleolar chromatin as a function of transcription: an electron microscopic study / U. Scheer // Cell. - 1978. - Vol. 13. -Changes of nucleosome frequency in nucleolar and non-nucleolar chromatin as a function of transcription. - № 3. - P. 535-549.

257. Scheer, U. Regulation of transcription of genes of ribosomal rna during amphibian oogenesis. A biochemical and morphological study / U. Scheer, M. F. Trendelenburg, W. W. Franke // The Journal of Cell Biology. - 1976. - Vol. 69. - № 2. - P. 465-489.

258. Miller, O. L., Jr. Morphological Studies of Transcription / O. L. Miller Jr., A. H. Bakken // Acta Endocrinologica (Norway). - 1972. - Vol. 71. - № 2_Supplement_a. - P. 155-177.

259. Scheer, U. Transcription of ribosomal RNA cistrons. Correlation of morphological and biochemical data / U. Scheer, M. F. Trendelenburg, W. W. Franke // Experimental Cell Research. -1973. - Vol. 80. - № 1. - P. 175-190.

260. Glätzer, K. H. Lengths of transcribed rDNA repeating units in spermatocytes of Drosophila hydei: only genes without an intervening sequence are expressed / K. H. Glätzer // Chromosoma. -1979. - Vol. 75. - Lengths of transcribed rDNA repeating units in spermatocytes of Drosophila hydei. - № 2. - P. 161-175.

261. Jamrich, M. Transcription of tandemly repeated genes in embryonal and larval tissues of Calliphora erythrocephala / M. Jamrich, O. L. Miller // Chromosoma. - 1982. - Vol. 87. - № 5. -P. 561-570.

262. McKnight, S. L. Ultrastructural patterns of RNA synthesis during early embryogenesis of Drosophila melanogaster / S. L. McKnight, O. L. Miller // Cell. - 1976. - Vol. 8. - № 2. - P. 305-319.

263. Trendelenburg, M. F. Morphology of ribosomal RNA cistrons in oocytes of the water beetle, Dytiscus marginalis L. / M. F. Trendelenburg // Chromosoma. - 1974. - Vol. 48. - № 2. - P. 119-135.

264. Foe, V. E. Modulation of Ribosomal RNA Synthesis in Oncopeltus fasciatus: An Electron Microscopic Study of the Relationship between Changes in Chromatin Structure and Transcriptional

Activity / V. E. Foe // Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology. - 1978. - Vol. 42. -Modulation of ribosomal RNA synthesis in Oncopeltus fasciatus. - P. 723-740.

265. Meyer, G. F. The nucleolus in primary spermatocytes of Drosophila hydei / G. F. Meyer, W. Hennig // Chromosoma. - 1974. - Vol. 46. - № 2. - P. 121-144.

266. Harper, F. Non-nucleolar transcription complexes of rat liver as revealed by spreading isolated nuclei / F. Harper, F. Puvion-Dutilleul // Journal of Cell Science. - 1979. - Vol. 40. - № 1. - P. 181192.

267. Visualization of two different types of nuclear transcriptional complexes in rat liver cells / F. Puvion-Dutilleul, A. Bernadac, E. Puvion, W. Bernhard // Journal of Ultrastructure Research. - 1977. - Vol. 58. - № 1. - P. 108-117.

268. Renkawitz, R. Ribosomal DNA of the fly Sciara coprophila has a very small and homogeneous repeat unit / R. Renkawitz, S. A. Gerbi, K. H. Glatzer // Molecular and General Genetics MGG. -1979. - Vol. 173. - № 1. - P. 1-13.

269. Gerbi, S. A. Further studies on the ribosomal RNA cistrons of Sciara coprophila (Diptera) / S. A. Gerbi, H. V. Crouse // Genetics. - 1976. - Vol. 83. - № 1. - P. 81-90.

270. Tartof, K. D. Increasing the Multiplicity of Ribosomal RNA Genes in Drosophila melanogaster / K. D. Tartof // Science. - 1971. - Vol. 171. - № 3968. - P. 294-297.

271. Tartof, K. D. Regulation of ribosomal RNA gene multiplicity in Drosophila melanogaster / K. D. Tartof // Genetics. - 1973. - Vol. 73. - № 1. - P. 57-71.

272. Ercan, S. Global nucleosome distribution and the regulation of transcription in yeast / S. Ercan, M. J. Carrozza, J. L. Workman // Genome Biology. - 2004. - Vol. 5. - № 10. - P. 243.

273. Davis, A. H. Variegated chromatin structures of mouse ribosomal RNA genes / A. H. Davis, T. L. Reudelhuber, W. T. Garrard // Journal of Molecular Biology. - 1983. - Vol. 167. - № 1. -

P.133-155.

274. Transcription in the Yeast rRNA Gene Locus: Distribution of the Active Gene Copies and Chromatin Structure of Their Flanking Regulatory Sequences / R. Dammann, R. Lucchini, T. Koller, J. M. Sogo // Molecular and Cellular Biology. - 1995. - Vol. 15. - Transcription in the yeast rRNA gene locus. - № 10. - P. 5294-5303.

275. Foe, V. E. Comparative organization of active transcription units in Oncopeltus fasciatus / V. E. Foe, L. E. Wilkinson, C. D. Laird // Cell. - 1976. - Vol. 9. - № 1. - P. 131-146.

276. Absence of nucleosomes in transcriptionally active chromatin / W. W. Franke, U. Scheer, M. F. Trendelenburg [et al.] // Cytobiologie. - 1976. - Vol. 13. - P. 401-434.

277. Labhart, P. Structure of the active nucleolar chromatin of Xenopus laevis oocytes / P. Labhart, T. Koller // Cell. - 1982. - Vol. 28. - № 2. - P. 279-292.

278. Scheer, U. Structural organization of spacer chromatin between transcribed ribosomal RNA genes in amphibian oocytes / U. Scheer // European Journal of Cell Biology. - 1980. - Vol. 23. - № 1. - P. 189-196.

279. Scheer, U. Injected histone antibodies interfere with transcription of lampbrush chromosome loops in oocytes of Pleurodeles / U. Scheer, J. Sommerville, M. Bustin // Journal of Cell Science. -1979. - Vol. 40. - № 1. - P. 1-20.

280. Chromatin structures and transcription of rDNA in yeast Saccharomyces cerevisiae / R. Dammann, R. Lucchini, T. Koller, J. M. Sogo // Nucleic Acids Research. - 1993. - Vol. 21. - № 10. -P. 2331-2338.

281. Reeves, R. Nucleosome structure of Xenopus oocyte amplified ribosomal genes / R. Reeves // Biochemistry. - 1978. - Vol. 17. - № 23. - P. 4908-4916.

282. Reeves, R. Structure of Xenopus Ribosomal Gene Chromatin during Changes in Genomic Transcription Rates / R. Reeves // Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology. - 1978. -Vol. 42. - P. 709-722.

283. Spadafora, C. Compact structure of ribosomal chromatin in Xenopus laevis / C. Spadafora, M. Crippa // Nucleic Acids Research. - 1984. - Vol. 12. - № 6. - P. 2691-2704.

284. Ribosomal RNA genes of Drosophila melanogaster have a novel chromatin structure / A. Udvardy, C. Louis, S. Han, P. Schedl // Journal of Molecular Biology. - 1984. - Vol. 175. - № 2. -P.113-130.

285. Wayne, R. L. Preferential DNase I sensitivity of insert-free ribosomal RNA repeats of Drosophila melanogaster / R. L. Wayne, Z. D. Sharp, J. D. Procunier // Nucleic Acids Research. -1985. - Vol. 13. - № 8. - P. 2869-2879.

286. Two different chromatin structures coexist in ribosomal RNA genes throughout the cell cycle / A. Conconi, R. M. Widmer, T. Koller, JoséM. Sogo // Cell. - 1989. - Vol. 57. - № 5. - P. 753-761.

287. Matsui, S. Isolation and characterization of rDNA-containing chromatin from nucleoli / S. Matsui, H. Busch // Experimental Cell Research. - 1977. - Vol. 109. - № 1. - P. 151-161.

288. Transcriptional repression mechanisms of nucleolus organizer regions (NORs) in humans and chimpanzees / A. K. Z. Guillén, Y. Hirai, T. Tanoue, H. Hirai // Chromosome Research. - 2004. -Vol. 12. - № 3. - P. 225-237.

289. Ritossa, F. M. Localization of dna complementary to ribosomal rna in the nucleolus organizer region of drosophila melanogaster* / F. M. Ritossa, S. Spiegelman // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1965. - Vol. 53. - № 4. - P. 737-745.

290. Systematic Protein Location Mapping Reveals Five Principal Chromatin Types in Drosophila Cells / G. J. Filion, J. G. van Bemmel, U. Braunschweig [et al.] // Cell. - 2010. - Vol. 143. - № 2. -P. 212-224.

291. Comprehensive analysis of the chromatin landscape in Drosophila melanogaster / P. V. Kharchenko, A. A. Alekseyenko, Y. B. Schwartz [et al.] // Nature. - 2011. - Vol. 471. - № 7339. -P. 480-485.

292. Marshall, O. J. Chromatin state changes during neural development revealed by in vivo celltype specific profiling / O. J. Marshall, A. H. Brand // Nature Communications. - 2017. - Vol. 8. -№ 1. - P. 2271.

293. Comparative analysis of metazoan chromatin organization / J. W. K. Ho, Y. L. Jung, T. Liu [et al.] // Nature. - 2014. - Vol. 512. - № 7515. - P. 449-452.

294. Gowher, H. DNA of Drosophila melanogaster contains 5-methylcytosine / H. Gowher, O. Leismann, A. Jeltsch // The EMBO journal. - 2000. - Vol. 19. - № 24. - P. 6918-6923.

295. Lyko, F. DNA methylation in Drosophila melanogaster / F. Lyko, B. H. Ramsahoye, R. Jaenisch // Nature. - 2000. - Vol. 408. - № 6812. - P. 538-540.

296. Brock, G. J. R. Mosaic methylation of the repeat unit of the human ribosomal RNA genes / G. J. R. Brock, A. Bird // Human Molecular Genetics. - 1997. - Vol. 6. - № 3. - P. 451-456.

297. Variability of Human rDNA and Transcription Activity of the Ribosomal Genes / N. Chmurciakova, E. Smirnov, J. Kurfürst [et al.] // International Journal of Molecular Sciences. - 2022. - Vol. 23. - № 23. - P. 15195.

298. Loss of Human Ribosomal Gene CpG Methylation Enhances Cryptic RNA Polymerase II Transcription and Disrupts Ribosomal RNA Processing / T. Gagnon-Kugler, F. Langlois, V. Stefanovsky [et al.] // Molecular Cell. - 2009. - Vol. 35. - № 4. - P. 414-425.

299. Epigenetic disruption of ribosomal RNA genes and nucleolar architecture in DNA methyltransferase 1 (Dnmt1) deficient cells / J. Espada, E. Ballestar, R. Santoro [et al.] // Nucleic Acids Research. - 2007. - Vol. 35. - № 7. - P. 2191-2198.

300. Zatsepina, O. V. Nucleolar activation during artificial demethylation of DNA in cultured pig embryonic kidney cells / O. V. Zatsepina, V. O. Airapetyan, G. I. Kiryanov // Biomedical Science. -1990. - Vol. 1. - № 5. - P. 487-493.

301. Gene body methylation safeguards ribosomal DNA transcription by preventing PHF6-mediated enrichment of repressive histone mark H4K20me3 / X. Huang, X. Zhang, L. Zong [et al.] // The Journal of Biological Chemistry. - 2021. - Vol. 297. - P. 101195.

302. Chromatin structure and methylation of rat rRNA genes studied by formaldehyde fixation and psoralen cross-linking / I. Stancheva, R. Lucchini, T. Koller, J. M. Sogo // Nucleic Acids Research. -1997. - Vol. 25. - № 9. - P. 1727-1735.

303. Bird, A. Loss of rDNA methylation accompanies the onset of ribosomal gene activity in early development of X. laevis / A. Bird, M. Taggart, D. Macleod // Cell. - 1981. - Vol. 26. - № 3, Part 1. -P. 381-390.

304. Overexpression of Ribosomal RNA in the Development of Human Cervical Cancer Is Associated with rDNA Promoter Hypomethylation / H. Zhou, Y. Wang, Q. Lv [et al.] // PLOS ONE. -2016. - Vol. 11. - № 10. - P. e0163340.

305. Bird, A. P. Methylated and unmethylated ribosomal RNA genes in the mouse / A. P. Bird, M. H. Taggart, C. A. Gehring // Journal of Molecular Biology. - 1981. - Vol. 152. - № 1. - P. 1-17.

306. Genetic variation at mouse and human ribosomal DNA influences associated epigenetic states / F. Rodriguez-Algarra, R. A. E. Seaborne, A. F. Danson [et al.] // Genome Biology. - 2022. - Vol. 23. - № 1. - P. 54.

307. NoRC—a novel member of mammalian ISWI-containing chromatin remodeling machines / R. Strohner, A. Nemeth, P. Jansa [et al.] // The EMBO Journal. - 2001. - Vol. 20. - № 17. - P. 48924900.

308. Santoro, R. The nucleolar remodeling complex NoRC mediates heterochromatin formation and silencing of ribosomal gene transcription / R. Santoro, J. Li, I. Grummt // Nature Genetics. - 2002. -Vol. 32. - № 3. - P. 393-396.

309. Intergenic Transcripts Regulate the Epigenetic State of rRNA Genes / C. Mayer, K.-M. Schmitz, J. Li [et al.] // Molecular Cell. - 2006. - Vol. 22. - № 3. - P. 351-361.

310. The NoRC complex mediates the heterochromatin formation and stability of silent rRNA genes and centromeric repeats / C. Guetg, P. Lienemann, V. Sirri [et al.] // The EMBO Journal. - 2010. -Vol. 29. - № 13. - P. 2135-2146.

311. Intergenic transcripts originating from a subclass of ribosomal DNA repeats silence ribosomal RNA genes in trans / R. Santoro, K.-M. Schmitz, J. Sandoval, I. Grummt // EMBO Reports. - 2010. -Vol. 11. - № 1. - P. 52-58.

312. Santoro, R. Epigenetic Mechanism of rRNA Gene Silencing: Temporal Order of NoRC-Mediated Histone Modification, Chromatin Remodeling, and DNA Methylation / R. Santoro, I. Grummt // Molecular and Cellular Biology. - 2005. - Vol. 25. - Epigenetic mechanism of rRNA gene silencing. - № 7. - P. 2539-2546.

313. The chromatin remodeling complex NoRC controls replication timing of rRNA genes / J. Li, R. Santoro, K. Koberna, I. Grummt // The EMBO Journal. - 2005. - Vol. 24. - № 1. - P. 120-127.

314. Zhou, Y. The chromatin remodeling complex NoRC targets HDAC1 to the ribosomal gene promoter and represses RNA polymerase I transcription / Y. Zhou, R. Santoro, I. Grummt // The EMBO Journal. - 2002. - Vol. 21. - № 17. - P. 4632-4640.

315. Recruitment of the Nucleolar Remodeling Complex NoRC Establishes Ribosomal DNA Silencing in Chromatin / R. Strohner, A. Nemeth, K. P. Nightingale [et al.] // Molecular and Cellular Biology. - 2004. - Vol. 24. - № 4. - P. 1791-1798.

316. Zhou, Y. The PHD Finger/Bromodomain of NoRC Interacts with Acetylated Histone H4K16 and Is Sufficient for rDNA Silencing / Y. Zhou, I. Grummt // Current Biology. - 2005. - Vol. 15. -№ 15. - P. 1434-1438.

317. Allen, H. F. The NuRD architecture / H. F. Allen, P. A. Wade, T. G. Kutateladze // Cellular and Molecular Life Sciences. - 2013. - Vol. 70. - № 19. - P. 3513-3524.

318. The chromatin remodeling complex NuRD establishes the poised state of rRNA genes characterized by bivalent histone modifications and altered nucleosome positions / W. Xie, T. Ling, Y. Zhou [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2012. - Vol. 109. - № 21. -

P. 8161-8166.

319. CHD4/NuRD maintains demethylation state of rDNA promoters through inhibiting the expression of the rDNA methyltransferase recruiter TIP5 / T. Ling, W. Xie, M. Luo [et al.] // Biochemical and Biophysical Research Communications. - 2013. - Vol. 437. - № 1. - P. 101-107.

320. Heat shock represses rRNA synthesis by inactivation of TIF-IA and lncRNA-dependent changes in nucleosome positioning / Z. Zhao, M. A. Dammert, S. Hoppe [et al.] // Nucleic Acids Research. - 2016. - Vol. 44. - № 17. - P. 8144-8152.

321. lncRNA PAPAS tethered to the rDNA enhancer recruits hypophosphorylated CHD4/NuRD to repress rRNA synthesis at elevated temperatures / Z. Zhao, N. Senturk, C. Song, I. Grummt // Genes & Development. - 2018. - Vol. 32. - № 11-12. - P. 836-848.

322. Identification and characterization of ToRC, a novel ISWI-containing ATP-dependent chromatin assembly complex / A. V. Emelyanov, E. Vershilova, M. A. Ignatyeva [et al.] // Genes & Development. - 2012. - Vol. 26. - № 6. - P. 603-614.

323. Genome-wide DNA replication profile for Drosophila melanogaster: a link between transcription and replication timing / D. Schubeler, D. Scalzo, C. Kooperberg [et al.] // Nature Genetics. - 2002. - Vol. 32. - Genome-wide DNA replication profile for Drosophila melanogaster. -№ 3. - P. 438-442.

324. Replication timing of the human genome / K. Woodfine, H. Fiegler, D. M. Beare [et al.] // Human Molecular Genetics. - 2004. - Vol. 13. - № 2. - P. 191-202.

325. Balazs, I. DNA replication in synchronized cultured mammalian cells. II. Replication of ribosomal cistrons in thymidine-synchronized HeLa cells / I. Balazs, C. L. Schildkraut // Journal of Molecular Biology. - 1971. - Vol. 57. - № 1. - P. 153-158.

326. Little, R. D. Initiation and termination of DNA replication in human rRNA genes / R. D. Little, T. H. Platt, C. L. Schildkraut // Molecular and Cellular Biology. - 1993. - Vol. 13. - № 10. - P. 66006613.

327. Dimitrova, D. S. DNA replication initiation patterns and spatial dynamics of the human ribosomal RNA gene loci / D. S. Dimitrova // Journal of Cell Science. - 2011. - Vol. 124. - № 16. -P. 2743-2752.

328. Temporal order of replication of mouse ribosomal RNA genes during the cell cycle / C. Berger, A. Horlebein, E. Gögel, F. Grummt // Chromosoma. - 1997. - Vol. 106. - № 8. - P. 479-484.

329. Scott, R. S. Replication initiation and elongation fork rates within a differentially expressed human multicopy locus in early S phase / R. S. Scott, K. Y. Truong, J.-M. H. Vos // Nucleic Acids Research. - 1997. - Vol. 25. - № 22. - P. 4505-4512.

330. DNA Replication Initiates at Different Sites in Early and Late S Phase within Human Ribosomal RNA Genes / F. D. Coffman, M. He, M.-L. Diaz, S. Cohen // Cell Cycle. - 2005. - Vol. 4.

- № 9. - P. 1223-1226.

331. Epner, E. Replication of alpha and beta globin DNA sequences occurs during early S phase in murine erythroleukemia cells / E. Epner, R. A. Rifkind, P. A. Marks // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1981. - Vol. 78. - № 5. - P. 3058-3062.

332. Inheritance of Silent rDNA Chromatin Is Mediated by PARP1 via Noncoding RNA / C. Guetg, F. Scheifele, F. Rosenthal [et al.] // Molecular Cell. - 2012. - Vol. 45. - № 6. - P. 790-800.

333. Hyrien, O. Chromosomal replication initiates and terminates at random sequences but at regular intervals in the ribosomal DNA of Xenopus early embryos / O. Hyrien, M. Mechali // The EMBO Journal. - 1993. - Vol. 12. - № 12. - P. 4511-4520.

334. Human Ribosomal RNA Variants from a Single Individual and Their Expression in Different Tissues / B. A. Kuo, I. L. Gonzalez, D. A. Gillespie, J. E. Sylvester // Nucleic Acids Research. - 1996.

- Vol. 24. - № 23. - P. 4817-4824.

335. Zhang, S. Basonuclin Regulates a Subset of Ribosomal RNA Genes in HaCaT Cells / S. Zhang, J. Wang, H. Tseng // PLOS ONE. - 2007. - Vol. 2. - № 9. - P. e902.

336. Mouse Ribosomal RNA Genes Contain Multiple Differentially Regulated Variants / H. Tseng, W. Chou, J. Wang [et al.] // PLOS ONE. - 2008. - Vol. 3. - № 3. - P. e1843.

337. Transcriptional suppression of ribosomal DNA with phase separation / S. Ide, R. Imai, H. Ochi, K. Maeshima // Science Advances. - 2020. - Vol. 6. - № 42. - P. eabb5953.

338. Real-time imaging of RNA polymerase I activity in living human cells / Y. Fu, Y. Liu, T. Wen [et al.] // Journal of Cell Biology. - 2022. - Vol. 222. - № 1. - P. e202202110.

339. Navashin, M. Chromosome Alterations Caused by Hybridization and Their Bearing upon Certain General Genetic Problems / M. Navashin // Cytologia. - 1934. - Vol. 5. - № 2. - P. 169-203.

340. Honjo, T. Preferential transcription of Xenopus laevis ribosomal RNA in interspecies hybrids between Xenopus laevis and Xenopus mulleri / T. Honjo, R. H. Reeder // Journal of Molecular Biology. - 1973. - Vol. 80. - № 2. - P. 217-228.

341. Cassidy, D. M. Repression of nucleolar organizer activity in an interspecific hybrid of the genus Xenopus / D. M. Cassidy, A. W. Blackler // Developmental Biology. - 1974. - Vol. 41. - № 1.

- P. 84-96.

342. Chen, Z. J. Transcriptional analysis of nucleolar dominance in polyploid plants: Biased expression/silencing of progenitor rRNA genes is developmentally regulated inBrassica / Z. J. Chen, C. S. Pikaard // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1997. - Vol. 94. - Transcriptional analysis of nucleolar dominance in polyploid plants. - № 7. - P. 3442-3447.

343. Chen, Z. J. Gene dosage and stochastic effects determine the severity and direction of uniparental ribosomal RNA gene silencing (nucleolar dominance) in Arabidopsis allopolyploids / Z. J. Chen, L. Comai, C. S. Pikaard // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1998. - Vol. 95.

- № 25. - P. 14891-14896.

344. Nucleolar dominance in triticales: control by unlinked genes / N. Neves, M. Silva, J. S. Heslop-Harrison, W. Viegas // Chromosome Research. - 1997. - Vol. 5. - Nucleolar dominance in triticales. -№ 2. - P. 125-131.

345. Durica, D. S. Studies on the ribosomal RNA cistrons in interspecific Drosophila hybrids: I. Nucleolar dominance / D. S. Durica, H. M. Krider // Developmental Biology. - 1977. - Vol. 59. -Studies on the ribosomal RNA cistrons in interspecific Drosophila hybrids. - № 1. - P. 62-74.

346. Goodrich-Young, C. Nucleolar dominance and replicative dominance in Drosophila interspecific hybrids / C. Goodrich-Young, H. M. Krider // Genetics. - 1989. - Vol. 123. - № 2. -P. 349-358.

347. Suppression of production of mouse 28S ribosomal RNA in mouse-human hybrids segregating mouse chromosomes. / C. M. Croce, A. Talavera, C. Basilico, O. J. Miller // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 1977. - Vol. 74. - № 2. - P. 694-697.

348. Greil, F. Nucleolar Dominance of the Y Chromosome in Drosophila melanogaster / F. Greil, K. Ahmad // Genetics. - 2012. - Vol. 191. - № 4. - P. 1119-1128.

349. Y chromosome mediates ribosomal DNA silencing and modulates the chromatin state in Drosophila / J. Zhou, T. B. Sackton, L. Martinsen [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2012. - Vol. 109. - № 25. - P. 9941-9946.

350. The rDNA transcription machinery is assembled during mitosis in active NORs and absent in inactive NORs. / P. Roussel, C. André, L. Comai, D. Hernandez-Verdun // Journal of Cell Biology. -1996. - Vol. 133. - № 2. - P. 235-246.

351. Heix, J. Species specificity of transcription by RNA polymerase I / J. Heix, I. Grummt // Current Opinion in Genetics & Development. - 1995. - Vol. 5. - № 5. - P. 652-656.

352. Reeder, R. H. Mechanisms of nucleolar dominance in animals and plants. / R. H. Reeder // Journal of Cell Biology. - 1985. - Vol. 101. - № 5. - P. 2013-2016.

353. Warsinger-Pepe, N. Regulation of Nucleolar Dominance in Drosophila melanogaster / N. Warsinger-Pepe, D. Li, Y. M. Yamashita // Genetics. - 2020. - Vol. 214. - № 4. - P. 991-1004.

354. RNA Polymerase I Transcription in a Brassica Interspecific Hybrid and Its Progenitors: Tests of Transcription Factor Involvement in Nucleolar Dominance / M. Frieman, Z. J. Chen, J. Saez-Vasquez [et al.] // Genetics. - 1999. - Vol. 152. - RNA polymerase I transcription in a Brassica interspecific hybrid and its progenitors. - № 1. - P. 451-460.

355. Tucker, S. Nucleolar dominance and ribosomal RNA gene silencing / S. Tucker, A. Vitins, C. S. Pikaard // Current Opinion in Cell Biology. - 2010. - Vol. 22. - № 3. - P. 351-356.

356. Postembryonic Establishment of Megabase-Scale Gene Silencing in Nucleolar Dominance / O. Pontes, R. J. Lawrence, M. Silva [et al.] // PLOS ONE. - 2007. - Vol. 2. - № 11. - P. e1157.

357. A Concerted DNA Methylation/Histone Methylation Switch Regulates rRNA Gene Dosage Control and Nucleolar Dominance / R. J. Lawrence, K. Earley, O. Pontes [et al.] // Molecular Cell. -2004. - Vol. 13. - № 4. - P. 599-609.

358. Multimegabase Silencing in Nucleolar Dominance Involves siRNA-Directed DNA Methylation and Specific Methylcytosine-Binding Proteins / S. B. Preuss, P. Costa-Nunes, S. Tucker [et al.] // Molecular Cell. - 2008. - Vol. 32. - № 5. - P. 673-684.

359. The Arabidopsis Chromatin-Modifying Nuclear siRNA Pathway Involves a Nucleolar RNA Processing Center / O. Pontes, C. F. Li, P. C. Nunes [et al.] // Cell. - 2006. - Vol. 126. - № 1. - P. 7992.

360. Transposable elements in Drosophila / V. Merel, M. Boulesteix, M. Fablet, C. Vieira // Mobile DNA. - 2020. - Vol. 11. - № 1. - P. 23.

361. Yang, P. The Role of KRAB-ZFPs in Transposable Element Repression and Mammalian Evolution / P. Yang, Y. Wang, T. S. Macfarlan // Trends in genetics: TIG. - 2017. - Vol. 33. - № 11.

- P. 871-881.

362. Discrete Small RNA-Generating Loci as Master Regulators of Transposon Activity in Drosophila / J. Brennecke, A. A. Aravin, A. Stark [et al.] // Cell. - 2007. - Vol. 128. - № 6. - P. 10891103.

363. A Slicer-Mediated Mechanism for Repeat-Associated siRNA 5' End Formation in Drosophila / L. S. Gunawardane, K. Saito, K. M. Nishida [et al.] // Science. - 2007. - Vol. 315. - № 5818. -

P. 1587-1590.