Регуляция экспрессии генов в скелетной мышце человека при адаптации к аэробным физическим нагрузкам тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.01, доктор наук Попов Даниил Викторович

• Попов Даниил Викторович
• доктор наук
• 2019

Оглавление диссертации доктор наук Попов Даниил Викторович

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Адаптационные изменения, вызываемые регулярными аэробными физическими упражнениями

1.2 Роль белка РОС-1 а в регуляции митохондриального биогенеза

1.3 Механизмы активации белка РОС-1а в ответ на сократительную активность

1.4 Регуляция экспрессии гена РРЛКОС1Л с канонического промотора

1.5 Регуляция экспрессии гена РРЛКОС1Л с альтернативного (индуцибельного) промотора

1.6 Регуляция экспрессии укороченных изоформ белка РОС-1а

1.7 Экспериментальные подходы для изучения молекулярных механизмов адаптации скелетной мышцы человека к физической нагрузке

1.8 Молекулярные механизмы адаптации скелетной мышцы к аэробным нагрузкам различной длительности

1.9 Молекулярные механизмы адаптации скелетной мышцы к аэробным нагрузкам различной интенсивности

1.10 Заключение

2. МЕТОДОЛОГИЯ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1 Организация экспериментов

2.2 Методы

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1 Экспрессия различных изоформ мРНК РРЛЯОС1Л в скелетной мышце человека в покое и после аэробной нагрузки

3.1.1 Заключение

3.2 Особенности регуляции экспрессии гена РРЛЯОС1Л в скелетной мышце человека

3.2.1 Промотор-специфичная регуляция экспрессии гена PPARGC1A после нагрузок с различной интенсивностью

3.2.2 Влияние AMPK на промотор-специфичную регуляцию экспрессии гена PPARGC1A

3.2.3 Влияние системных факторов и уровня тренированности скелетной мышцы на промотор-специфичную регуляцию экспрессии гена PPARGC1A

3.2.4 Потенциальная роль репрессоров в регуляции экспрессии PPARGC1A с индуцибельного промотора

3.2.5 Заключение

3.3 Модулирование молекулярных ответов на аэробную физическую нагрузку в

скелетной мышце человека

3.3.1 Эффекты длительности аэробной нагрузки

3.3.2 Эффекты интенсивности аэробной нагрузки

3.3.3 Эффекты паттерна аэробной нагрузки

3.3.4 Эффекты приема незаменимых аминокислот после аэробной нагрузки

3.3.5 Заключение

3.4 Адаптация скелетной мышцы человека к регулярным аэробным упражнениям (аэробной тренировке)

3.4.1 Влияние регулярных аэробных упражнений на базальный уровень фосфорилирования сигнальных киназ и содержание транскрипционных факторов

3.4.2 Специфический для сократительной активности ответ транскриптома на однократное и регулярные аэробные упражнения, поиск потенциальных транскрипционных регуляторов

3.4.3 Заключение

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ И УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

ПРИЛОЖЕНИЯ

Приложение А

Приложение Б

Приложение В

Приложение Г

Приложение Д

Приложение Е

Приложение Ж

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Регуляция экспрессии генов в скелетной мышце человека при адаптации к аэробным физическим нагрузкам»

Введение Актуальность темы исследования

Скелетные мышцы составляют 30-40 % от массы тела человека; при нормальном уровне повседневной двигательной активности ткань скелетных мышцы обладает высокой метаболической активностью. В покое на скелетные мышцы приходится до 90 % инсулин-зависимого потребления глюкозы, то есть они играют существенную роль в регуляции углеводно-жирового обмена в организме [84]. Снижение метаболической активности и функциональных возможностей скелетных мышц в связи с уменьшением уровня двигательной активности вызывает нарушения обмена веществ, такие как метаболический синдром, ожирение и диабет II типа, а также усугубляет развитие старческой саркопении - возрастной потери мышечной массы. Помимо этого, снижение метаболической активности скелетных мышц повышает риск развития заболеваний сердечно-сосудистой системы, депрессии и синдрома хронической усталости, а также может быть сопряжено со снижением продолжительности жизни [12, 86, 201, 266].

В интенсивно работающей скелетной мышце наблюдаются выраженные изменения: мышечный кровоток, скорость потребления 02, продукция и потребление АТФ могут увеличиваться на два порядка, происходит значительное снижение рН и накоплению продуктов обмена веществ [147]. Поэтому во время и после работы скелетные мышцы выделяют множество метаболитов и цитокинов (миокинов), тем самым влияя на работу различных систем и органов [266]. В связи с этим регулярные физические нагрузки являются эффективным инструментом профилактики многих социально значимых заболеваний. В частности, регулярные аэробные физические упражнения (длительные низкоинтенсивные упражнения, энергообеспечение которых идет преимущественно за счет реакций окислительного фосфорилирования) эффективны для увеличения/поддержания функциональных возможностей скелетных мышц (чувствительности к инсулину, окислительных возможностей и работоспособности), а также для профилактики саркопении, сердечно-сосудистых заболеваний и различных метаболических нарушений на уровне организма [86, 201, 203]. Поэтому изучение молекулярных механизмов, связанных с адаптацией скелетной мышцы к физическим нагрузкам, актуально не только для фундаментальной науки, но и для практической медицины. Понимание молекулярных изменений, происходящих в скелетной мышце при однократном и регулярных аэробных упражнениях (тренировке аэробной направленности) важно для поиска оптимальных режимов восстановления после вынужденного ограничения двигательной

активности (восстановление пациентов после длительного пребывания на постельном режиме, реабилитация космонавтов после космического полета и др.), а также для поддержания и развития функциональных возможностей скелетных мышц и всего организма у людей с нормальным уровнем двигательной активности и спортсменов, тренирующих выносливость.

Степень разработанности проблемы

Молекулярные механизмы адаптации скелетной мышцы к сократительной активности интенсивно изучаются на протяжении последних двух десятилетий. В конце прошлого века появились первые данные о влиянии однократной аэробной физической нагрузки на экспрессию генов, регулирующих ангиогенез и углеводный обмен, на уровень фосфорилирования митоген-активируемых протеинкиназ и содержание некоторых транскрипционных факторов в скелетных мышцах грызунов и человека. Двадцать лет назад был клонирован мышиный ген коактиватора 1 альфа рецептора гамма, активируемого пролифераторами пероксисом (Рра^с1а), а затем охарактеризован человеческий ген РРАЯОС1А [ 101, 291 ]. Белок РОС-1а, кодируемый этим геном, оказался транскрипционным коактиватором, регулирующим биогенез митохондрий в метаболически активных тканях, в том числе и в скелетных мышцах [291]. Эти исследования послужили толчком к появлению большого количества работ, посвященных изучению функций белка РОС-1а и молекулярных механизмов регуляции экспрессии его гена.

Исследования на культивируемых миобластах и мышцах грызунов выявили основные сигнальные пути, активирующие белок РОС-1а [169, 290, 383], и показали, что РОС-1а способен активировать большое количество транскрипционных факторов и тем самым увеличивать экспрессию множества генов, регулирующих митохондриальный биогенез, термогенез, углеводно-жировой обмен и ангиогенез [22, 321]. В исследованиях на грызунах и с участием добровольцев было продемонстрировано, что экспрессия гена РРАЯОС1А в скелетной мышце резко возрастает в первые часы восстановления после однократного аэробного упражнения [27, 273]. Суммарно эти данные позволили назвать белок РОС-1а ключевым регулятором адаптации скелетной мышцы к аэробным физическим нагрузкам [258].

К настоящему времени идентифицированы основные сигнальные пути, участвующие в регуляции экспрессии гена Ppargc1a [13, 78, 140]. К 2010 году несколько научных групп независимо друг от друга описали в клетках скелетных мышц несколько различных изоформ мРНК этого гена, которые могут образовываться в результате экспрессии с альтернативных промоторов и сплайс-сайтов [66, 242, 391], причем некоторые из этих изоформ оказались

тканеспецифичными [104, 339]. Было обнаружено около 10 изоформ мРНК гена Рра^е1а [ 229 ], причем некоторым из них приписывались функции, значительно отличающиеся от функций канонической изоформы [313]. Следует отметить, что такие данные получены в основном в модельных исследованиях на миобластах и мышцах грызунов, тогда как регуляция экспрессии изоформ мРНК РРЛЯОС1Л в скелетной мышце человека изучена крайне мало. Более того, оказалось, что регуляция экспрессии изоформ мРНК РРЛЯОС1Л с альтернативного промотора отличается от хорошо изученной на клеточных моделях регуляции экспрессии с канонического промотора [347, 391 ], а результаты модельных экспериментов на миобластах и мышцах грызунов не всегда согласуются между собой и с данными, полученными для скелетной мышцы человека после сократительной активности.

Важно отметить, что мыши с подавленной экспрессией Ppargc1a в скелетных мышцах, несмотря на исходно пониженное содержание митохондрий, были способны адаптироваться к регулярным аэробным нагрузкам так же, как и мыши дикого типа [205, 272], а именно: увеличивать митохондриальную массу, капилляризацию и работоспособность мышц. Это означает, что ген Ppargc1a не является уникальным для адаптации скелетных мышц к аэробным упражнениям. Последующие исследования на трансгенных мышах позволили выявить несколько генов, функции которых пересекаются с функциями Ppargc1a (например, Nr4a3 [263], СНс2 [386], [293], Ысвг1 [387]). Однако роль этих генов в адаптации

скелетной мышцы человека к аэробной нагрузке пока не изучена.

Следует также отметить, что в подавляющем большинстве предыдущих работ были исследованы молекулярные механизмы адаптации скелетной мышцы человека или грызунов к однократному аэробному упражнению. Вместе с тем известно, что направленность адаптационных изменений в ответ на острое воздействие (однократное упражнение) не всегда совпадает с их направленностью при регулярно предъявляемых воздействиях (регулярно выполняемые упражнения или тренировка) [288]. Работы последних лет показали, что использование высокопроизводительных методов изучения транскриптома является очень перспективным направлением для изучения адаптационных изменений в скелетных мышцах человека, вызванных однократной аэробной нагрузкой [58, 89, 223, 250, 361]. Это позволяет не только оценить изменения транскриптомного профиля и ассоциированные с ними биологические процессы, но и предсказать транскрипционные факторы, регулирующие изменения генной экспрессии. Следует отметить, что такой подход ранее не применялся для изучения молекулярных механизмов адаптации скелетной мышцы человека к регулярным аэробным нагрузкам, в частности для изучения влияния регулярных упражнений на изменение транскриптома в базальном состоянии (в покое до упражнения).

Цель и задачи

Цель исследования: изучить изменения генной экспрессии и механизмы ее регуляции в скелетной мышце человека при адаптации к аэробным физическим нагрузкам.

Задачи исследования:

1. Идентифицировать старты транскрипции гена PPARGC1A в скелетной мышце (m. vastus lateralis) человека и исследовать молекулярные механизмы промотор-специфической регуляции его экспрессии при однократной аэробной нагрузке.

2. Изучить возможность модулирования молекулярных ответов на аэробную нагрузку в скелетной мышце человека за счет изменения продолжительности, интенсивности и паттерна нагрузки, а также приема незаменимых аминокислот.

3. Выявить ключевые гены, ответственные за адаптацию скелетной мышцы человека к аэробной нагрузке независимо от уровня тренированности, и транскрипционные факторы, ассоциированные с этими генами.

4. Исследовать изменения базального содержания отдельных регуляторов транскрипции и базального транскриптома при адаптации скелетной мышцы человека к регулярным аэробным упражнениям.

5. Оценить роль транскрипции в увеличении содержания митохондриальных белков при регулярных аэробных упражнениях.

Научная новизна

С помощью метода РНК-секвенирования и анализа соединений экзон-экзон были впервые идентифицированы старты транскрипции гена PPARGC1A в скелетной мышце (m. vastus lateralis) человека в базальных условиях (в покое до упражнения) и после однократной аэробной физической нагрузки. Было показано, что в скелетной мышце человека с двух промоторов экспрессируются 4 изоформы мРНК; выраженное повышение экспрессии гена PPARGC1A после сократительной активности связано, главным образом, с увеличением активности (на два порядка) альтернативного (индуцибельного) промотора.

С использованием физических нагрузок различной интенсивности, фармакологических активаторов на фоне физической нагрузки и при сопоставлении молекулярных ответов в работавшей и неработавшей мышцах одного человека было впервые показано, что после аэробной нагрузки экспрессия гена PPARGC1A с канонического промотора зависит от системных факторов, тогда как экспрессия с индуцибельного промотора регулируется

внутримышечными факторами, через CRTC2-CREB1-зависимый механизм. По данным биоинформатического анализа, вызванное нагрузкой выраженное увеличение экспрессии PPARGC1A с индуцибельного промотора также может быть связано со снижением активности репрессоров.

Изучение эффектов однократных аэробных нагрузок различной интенсивности, длительности и паттерна (с различными изменениями интенсивности) позволило заключить, что интенсивность аэробного упражнения является ключевым фактором, влияющим на экспрессию PPARGC1A и PGC-1a-зависимых генов, причём аэробная нагрузка с переменной интенсивностью более эффективна для активации экспрессии PPARGC1A, чем нагрузка с постоянной интенсивностью.

Сопоставление транскриптомных ответов после аэробного упражнения в работавшей и неработавшей m. vastus lateralis с использованием метода РНК-секвенирования позволило впервые выявить гены, специфически активирующиеся во время сократительной активности. Показано, что адаптация к регулярно повторяющимся физическим нагрузкам (8 недель аэробной тренировки) значительно снижает специфический транскриптомный ответ на однократную нагрузку. Сопоставление специфических изменений транскриптома в нетренированной и тренированной мышце позволило выявить ключевые гены, ответственные за адаптацию скелетной мышцы к однократной сократительной активности.

Впервые показано, что на уровне транскриптома адаптация к регулярно повторяющимся физическим нагрузкам связана не только с кратковременным (несколько часов) увеличением экспрессии генов после каждого упражнения, но и с выраженным изменением (повышением и снижением) экспрессии большого количества генов в базальном состоянии. По данным биоинформатического анализа, гены, изменяющие экспрессию после острого воздействия и в базальном состоянии после регулярных нагрузок, регулируются разными сигнальными каскадами и транскрипционными факторами, а также ассоциированы с разными биологическими процессами. Одновременно было продемонстрировано, что аэробная тренировка изменяет базальный уровень фосфорилирования протеинкиназ и транскрипционных факторов, играющих важную роль в адаптации скелетной мышцы к однократной физической нагрузке, а также вызывает увеличение базального содержания регуляторов биогенеза митохондрий, ангиогенеза и углеводно-жирового обмена.

Впервые показано, что наиболее выраженные изменения фенотипа скелетных мышц человека, вызванные аэробной тренировкой - увеличение плотности капилляров и содержания митохондриальных белков - регулируются по-разному. Как после острого воздействия, так и в базальном состоянии после регулярных нагрузок наблюдается повышение экспрессии генов-регуляторов ангиогенеза. Однако гены, кодирующие митохондриальные белки, не изменяют

уровень экспрессии, то есть вызванное регулярными аэробными упражнениями увеличение содержания множества митохондриальных белков не связано с повышением транскрипции соответствующих генов (данные масс-спектрометрии и РНК-секвенирования). Увеличение базального содержания цитоплазматических и митохондриальных белков теплового шока и снижение активации убиквитин-протеасомного пути предполагает, что повышение содержания высокопредставленных митохондриальных белков может быть связано с увеличением их стабильности и снижением скорости деградации.

Теоретическая и практическая значимость работы

Полученные в работе результаты существенно развивают современные представления об изменении генной экспрессии и механизмах ее регуляции в скелетной мышце человека при адаптации к аэробным физическим нагрузкам. На основании анализа данных литературы о молекулярных механизмах, регулирующих экспрессию гена Ppargc1a в клеточных культурах и скелетных мышцах грызунов были спланированы и проведены исследования по изучению влияния различных аэробных физических нагрузок на промотор-специфичную регуляцию экспрессии гена PPARGC1A в скелетной мышце человека. Было продемонстрировано, что однократная аэробная нагрузка выраженно увеличивает экспрессию гена PPARGC1A с альтернативного (индуцибельного) промотора; это увеличение не зависит от активации AMPK, но коррелирует с активацией CREB1-зависимой сигнализации. Важный практический результат этой части работы - это выявление параметров аэробной физической нагрузки, в наибольшей степени влияющих на экспрессию PPARGC1A и РОС-1а-зависимых генов. Этот результат подводит теоретическую основу под эмпирические данные о большей эффективности аэробных тренировочных программ, включающих нагрузки с переменной интенсивностью, для увеличения аэробной работоспособности (выносливости) скелетных мышц по сравнению с тренировками, включающими нагрузки с постоянной интенсивностью.

Для подбора интенсивности тестовых нагрузок, выполняемых одной ногой, на основании данных ИК-спектроскопии и ЭМГ был разработан способ определения анаэробного порога в работающей мышце (патент RU2611915C1). Это позволило корректно сопоставить изменения транскриптома после аэробного упражнения в работавшей и неработавшей мышце до и после 8 недель аэробной тренировки и выявить гены, играющие ключевую роль в ответе скелетной мышцы к однократноое упражнение; биоинформатический анализ позволил предсказать транскрипционные факторы, специфически регулирующие генную экспрессию в ответ на сократительную активность. Роль большинства из них в адаптации скелетной мышцы к аэробным нагрузкам остается неизученной, что открывает новые направления исследований в

этой области. Результаты РНК-секвенирования 84 образцов (от 7 добровольцев) с большой глубиной прочтения (~47 млн на образец) представлены в открытом доступе (номер в базе данных GEO - GSE120862). Уникальность организации физиологического эксперимента, в котором получены эти данные, и большое количество секвенированных образцов дают возможность использования этих данных другими исследователями, в том числе при изучении роли неописанных ранее генов и транскрипционных факторов в адаптации скелетной мышцы человека к сократительной активности, а также специфического генного ответа на острое и хроническое стрессорное воздействие в условиях in vivo.

Подавляющее число работ, изучавших молекулярные механизмы адаптации скелетной мышцы человека к аэробной нагрузке, исследовали ответ на острое воздействие. В настоящей работе было показано, что адаптация к регулярным аэробным нагрузкам связана не только с кратковременными (несколько часов) молекулярными ответами на каждую однократную нагрузку, но и с выраженными изменениями базального содержания отдельных регуляторных белков и базальной экспрессии множества генов, кодирующих различные регуляторные белки и транскрипционные факторы. Эти данные открывают широкие перспективы для дальнейшего изучения роли базальных изменений генной экспрессии в адаптации скелетной мышцы к физической нагрузке.

Методология и методы исследования

Исследование молекулярных механизмов адаптации скелетной мышцы человека к физическим нагрузкам связано со значительными методическими и этическими ограничениями, такими как количество биопсических проб ткани из скелетных мышц и объем биопсического материала, с ограниченной возможностью использования различных фармакологических активаторов/ингибиторов. В связи с этим исследование молекулярных механизмов, регулирующих адаптацию скелетной мышцы человека к физическим нагрузкам, является сложной методической задачей. Для решения этой задачи в нашем исследовании были использованы следующие оригинальные подходы.

Для снижения травматичности использовали методику игольчатой микробиопсии, вместо игольчатой биопсии по Бергстрому, подразумевающей разрез кожи. Это позволило увеличить количество биопсических проб, взятых у одного человека до 8 проб в течение суток или 16 за весь эксперимент. Такой подход позволил в одном эксперименте оценить динамику молекулярных ответов на физическую нагрузку в m. vastus lateralis работавшей и неработавшей ногах одного человека (см. ниже). Для снижения вариативности мышечных молекулярных ответов у одного и того же человека в разные дни процедура тестирования была строго

регламентирована во времени; во время каждого тестового дня добровольцы получали стандартизированное питание (завтрак и обед).

Однократную физическую нагрузку (от 30 до 90 мин) задавали с помощью велоэргометра и эргометра для разгибания ноги в коленном суставе. Интенсивность нагрузки определяли на основании индивидуального уровня работоспособности, оцененного в тесте с возрастающей нагрузкой до отказа. Физиологическую стоимость однократной нагрузки оценивали по данным эргоспирометрии (скорость потребления O2, дыхательный коэффициент) и содержанию лактата в крови во время нагрузки, а также по изменению содержания гормонов (кортизол, катехоламины, инсулин) в плазме крови после нагрузки. Физиологические изменения, происходящие в работающей m. vastus lateralis оценивали с помощью ИК-спектроскопии и ЭМГ. Для оценки молекулярных ответов в m. vastus lateralis (изменение экспрессии гена, уровень фосфорилирования и содержания белка) использовали методы ПЦР в реальном времени и Вестерн блот, соответственно; для оценки изменений транскриптома и протеома использовали высокопроизводительный метод РНК-секвенирования и панорамную масс-спектрометрию, соответственно. Эффекты регулярных аэробных нагрузок (8 недель аэробной тренировки на велоэргометре, 1 ч в день, 5 раз в неделю) оценивали по изменению содержания митохондриальных дыхательных белков, скорости дыхания митохондрий в пермеабилизированных мышечных волокнах, по изменению миозинового фенотипа и работоспособности на уровне мышц-разгибателей коленного сустава и на уровне организма (велоэргометрия). Для индивидуального подбора и коррекции тренировочных нагрузок, каждые две недели тренировки проводили тест с возрастающей нагрузкой.

Для идентификации стартов транскрипции и сплайс-сайтов гена PPARGC1A до и после однократной аэробной физической нагрузки использовали данные РНК-секвенирования и проводили анализ соединений экзон-экзон. Результаты верифицировали с использованием специфически подобранных праймеров с помощью ПЦР в реальном времени.

Для выявления влияния системных и внутримышечных факторов на промотор-специфичную экспрессию PPARGC1A после однократного упражнения изучали изменения экспрессии с различных промоторов в работавшей мышце и в неработавшей мышце контралатеральной ноги. Для поиска сигнальных путей, регулирующих промотор-специфичную экспрессию гена PPARGC1A в мышечном волокне, сопоставляли изменения в уровне фосфорилирования киназ, ассоциированных с сократительной активностью, и изменения экспрессии с канонического и альтернативного промотора PPARGC1A после упражнений различной интенсивности. Для уточнения роли АМФ-зависимой протеинкиназы (AMPK) в регуляции экспрессии PPARGC1A с различных промоторов изучали эффекты низкоинтенсивной физической нагрузки (не вызывающей активацию AMPK) на фоне

однократного приема метформина (активатора AMPK). Для оценки влияния уровня адаптированности скелетной мышцы к регулярным аэробным нагрузкам на промотор-специфичную регуляцию экспрессии PPARGC1A сопоставляли молекулярные ответы на однократное упражнение в мышцах нетренированных и тренированных людей. Для поиска не описанных ранее транскрипционных активаторов и репрессоров, регулирующих экспрессию с индуцибельного промотора PPARGC1A, сопоставляли уникальные для канонического и индуцибельного промоторов консервативные (человек и мышь) сайты связывания с транскрипционными факторами, идентифицированные с помощью позиционных весовых матриц.

Для изучения возможности модулирования молекулярных ответов на однократную аэробную физическую нагрузку исследовали влияние продолжительности, интенсивности и паттерна однократной нагрузки (нагрузки с постоянной и переменной мощностью), а также влияние приема незаменимых аминокислот на экспрессию гена PPARGC1A, PGC-1-зависимых генов и на активацию убиквитин-протеасомного пути.

Для исследования молекулярных механизмов адаптации скелетной мышцы человека к регулярным аэробным упражнениям изучали молекулярные ответы (содержание фосфорилированных белков, общее содержание регуляторных и митохондриальных белков, промотор-специфичная экспрессия гена PPARGC1A и изменения транскриптома) на однократную нагрузку в работающей и неработающей мышце контралатеральной ноги до и после 8 недель аэробной тренировки. Для выявления специфических для сократительной активности изменений транскриптома оценивали дифференциальную экспрессию генов (ДЭГ) в мышцах работавшей и неработавшей ног (а не до и после упражнения в работавшей мышце, как делалось в проводившихся ранее транскриптомных исследованиях); для выявления генов, играющих ключевую роль в адаптации скелетной мышцы человека к аэробной нагрузке (в частности, генов, кодирующих регуляторы транскрипции), выделяли специфические для сократительной активности ДЭГ, то есть гены общие для ответа в нетренированной и тренированной мышцах. Данные РНК-секвенирования интерпретировали с использованием базы данных Gene Ontology, поиск потенциальных транскрипционных факторов, ответственных за изменение генной экспрессии после однократной и регулярно повторяющихся аэробных физических нагрузок, проводили на платформе GeneXplain с помощью одновременного использования двух независимых баз данных позиционных весовых матриц (TRANSFAC и HOCOMOCO). Поиск взаимодействующих между собой транскрипционных факторов (кластеры или сообщества транскрипционных факторов) проводили с помощью инструмента GeNets. Для количественной оценки изменений в содержании высокопредставленных мышечных белков (в том числе митохондриальных белков), вызванных аэробными

тренировками, использовали панорамную масс-спектрометрию с применением изобарической метки iTRAQ.

Положения, выносимые на защиту

1. Интенсивность аэробной физической нагрузки является ключевым фактором регуляции экспрессии гена PPARGC1A и PGC-1-зависимых генов, а также активации убиквитин-протеасомного пути в скелетной мышце (m. vastus lateralis) человека.

2. В скелетной мышце человека ген PPARGC1A экспрессируется с двух промоторов, дающих начало двум наиболее представленным изоформам мРНК. Функция канонического промотора заключается в поддержании конститутивной экспрессии этого гена, а альтернативного промотора - в увеличении экспрессии в ответ на острое воздействие (однократную физическую нагрузку). Активность альтернативного промотора регулируется внутримышечными факторами через CREB1-зависимый механизм.

3. Системные факторы и циркадные осцилляции выраженно влияют на транскриптом после аэробной нагрузки, повышая или снижая экспрессию многих генов, тогда как специфический для сократительной активности транскриптомный ответ связан преимущественно с увеличением генной экспрессии.

4 Адаптация мышцы к регулярным аэробным нагрузкам значительно уменьшает специфический для сократительной активности транскриптомный ответ. Сопоставление специфических изменений генной экспрессии в нетренированной и тренированной мышцах позволяет выделить ключевые гены, ответственные за адаптацию скелетной мышцы к аэробной нагрузке и транскрипционные факторы, регулирующие их экспрессию.

Список литературы диссертационного исследования доктор наук Попов Даниил Викторович, 2019 год

Список литературы

1 Карпман ВЛ, Любина БГ. Динамика кровообращения у спортсменов. /Карпман ВЛ, Любина БГ. — M: Физкультура и спорт, 1982 — 135 с.

2 Коц ЯМ. Физиология мышечной деятельности: Учеб. для ин-тов физ. культ. /Коц ЯМ.

— Mосква: Физкультура и спорт, 1982 — 347 с.

3 Кузнецов С.Ю., Попов Д.В., Боровик А.С., Виноградова О.Л. Определение аэробно-анаэробного перехода по интенсивности ЭMГ и данным ИК-спектроскопии работающей мышцы // Физиология человека. — 2015. — Т.41, — №5. — 10S с.

4 Лысенко Е.А., Попов Д.В., Вепхвадзе Т.Ф., Леднев E.M., Виноградова О.Л. Сочетанное применение аэробных и силовых упражнений: регуляция митохондриального биогенеза, синтеза и распада белка в скелетных мышцах человека // Физиология человека. — 201б.

— Т.42, — №6. — 1 с.

5 Mак-Kомас АДж. Скелетные мышцы. Строение и функции. /Mак-Kомас АДж. — Киев.: Олимпийская литература., 2001 — 40б с.

6 Попов Д.В. Адаптация скелетной мышцы к сократительной активности различной длительности и интенсивности: роль PGC-1a // Биохимия. — 201S. — Т.83, — №6. — 7S1 с.

7 Попов ДВ, Виноградова ОЛ, Григорьев АИ. Аэробная работоспособность человека. /Попов ДВ, Виноградова ОЛ, Григорьев АИ. — Ин-т медико-биологических проблем РАН — M.: Наука, 2012 — 111 с.

S Попов Д.В., Виноградова О.Л., Згода В.Г. Подготовка образцов скелетной мышцы человека для протеомного исследования с использованием изобарической метки iTRAQ // Mолекулярная биология. — 2019. — Т.53, — №4.

9 Попов Д.В., Mtootm С.С., Лемешева Ю.С., Любаева Е.В., Боровик А.С., Виноградова О.Л. Финальная концентрация лактата в крови в тесте с возрастающей нагрузкой и аэробная работоспособность // Физиология человека. — 2010. — Т.36, — №3. — 102 с.

10 Попов.Д.В., Кузнецов С.Ю., Орлова Е.А., Шарова А.П., Боровик А.С., Виноградова О.Л. Валидация метода для оценки анаэробного порога в работающей мышце // Физиология человека. — 2019. — Т.45, — №2. — 1 с.

11 Mоxан Р, Глессон M, Гринхафф ПЛ. Биохимия мышечной деятельности и физической тренировки. ^охан Р, Глессон M, Гринхафф ПЛ. — Киев: Олимпийская литература, 2001 — 295 с.

12 Agudelo L.Z., Femenia T., Orhan F., Porsmyr-Palmertz M., Goiny M., Martinez-Redondo V., Correia J.C., Izadi M., Bhat M., Schuppe-Koistinen I., Pettersson A.T., Ferreira D.M.S., Krook A., Barres R., Zierath J.R., Erhardt S., Lindskog M., Ruas J.L. Skeletal muscle PGC-1alpha1 modulates kynurenine metabolism and mediates resilience to stress-induced depression // Cell.

— 2014. — Vol.159, — №1. — p.33.

13 Akimoto T., Li P., Yan Z. Functional interaction of regulatory factors with the Pgc-lalpha promoter in response to exercise by in vivo imaging // Am. J. Physiol Cell Physiol. — 2008. — Vol.295, — №1. — p.C288.

14 Akimoto T., Pohnert S.C., Li P., Zhang M., Gumbs C., Rosenberg P.B., Williams R.S., Yan Z. Exercise stimulates Pgc-lalpha transcription in skeletal muscle through activation of the p38 MAPK pathway // J. Biol. Chem. — 2005. — Vol.280, — №20. — p.19587.

15 Al-Khalili L., Forsgren M., Kannisto K., Zierath J.R., Lonnqvist F., Krook A. Enhanced insulin-stimulated glycogen synthesis in response to insulin, metformin or rosiglitazone is associated with increased mRNA expression of GLUT4 and peroxisomal proliferator activator receptor gamma co-activator 1 // Diabetologia. — 2005. — Vol.48, — №6. — p.1173.

16 Allan R., Sharples A.P., Close G.L., Drust B., Shepherd S.O., Dutton J., Morton J.P., Gregson W. Postexercise cold water immersion modulates skeletal muscle PGC-1alpha mRNA expression in immersed and nonimmersed limbs: evidence of systemic regulation // J. Appl. Physiol (1985. ). — 2017. — Vol.123, — №2. — p.451.

17 Altarejos J.Y., Montminy M. CREB and the CRTC co-activators: sensors for hormonal and metabolic signals // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. — 2011. — Vol.12, — №3. — p.141.

18 Amati F., Dube J.J., Alvarez-Carnero E., Edreira M.M., Chomentowski P., Coen P.M., Switzer G.E., Bickel P.E., Stefanovic-Racic M., Toledo F.G., Goodpaster B.H. Skeletal muscle triglycerides, diacylglycerols, and ceramides in insulin resistance: another paradox in endurance-trained athletes? // Diabetes. — 2011. — Vol.60, — №10. — p.2588.

19 Anders S., Huber W. Differential expression analysis for sequence count data // Genome Biol. — 2010. — Vol.11, — №10. — p.R106.

20 Antipenko A., Frias J.A., Parra J., Cadefau J.A., Cusso R. Effect of chronic electrostimulation of rabbit skeletal muscle on calmodulin level and protein kinase activity // Int. J. Biochem. Cell Biol. — 1999. — Vol.31, — №2. — p.303.

21 Aquilano K., Vigilanza P., Baldelli S., Pagliei B., Rotilio G., Ciriolo M.R. Peroxisome proliferator-activated receptor gamma co-activator 1alpha (PGC-1alpha) and sirtuin 1 (SIRT1) reside in mitochondria: possible direct function in mitochondrial biogenesis // J. Biol. Chem. — 2010. — Vol.285, — №28. — p.21590.

22 Arany Z., Foo S.Y., Ma Y., Ruas J.L., Bommi-Reddy A., Girnun G., Cooper M., Laznik D., Chinsomboon J., Rangwala S.M., Baek K.H., Rosenzweig A., Spiegelman B.M. HIF-independent regulation of VEGF and angiogenesis by the transcriptional coactivator PGC-1alpha // Nature. — 2008. — Vol.451, — №7181. — p.1008.

23 Archer A.E., Von Schulze A.T., Geiger P.C. Exercise, heat shock proteins and insulin resistance // Philos. Trans. R. Soc. Lond B Biol. Sci. — 2018. — Vol.373, — №1738.

24 Areta J.L., Burke L.M., Ross ML., Camera D.M., West D.W., Broad EM., Jeacocke N.A., Moore D.R., Stellingwerff T., Phillips S.M., Hawley J.A., Coffey V.G. Timing and distribution of protein ingestion during prolonged recovery from resistance exercise alters myofibrillar protein synthesis // J. Physiol. — 2013. — Vol.591, — №9. — p.2319.

25 Asp M.L., Tian M., Wendel A.A., Belury M.A. Evidence for the contribution of insulin resistance to the development of cachexia in tumor-bearing mice // Int. J. Cancer. — 2010. — Vol.126, — №3. — p.756.

26 Astrand PV, Rodahl K, Dahl HA, et al. Textbook of work physiology:physiological bases of exercise.4th ed. /Astrand PV, Rodahl K, Dahl HA, et al. — New York: Human Kinetics, 2003

27 Baar K., Wende A.R., Jones T.E., Marison M., Nolte L.A., Chen M., Kelly D.P., Holloszy J.O. Adaptations of skeletal muscle to exercise: rapid increase in the transcriptional coactivator PGC-1 // FASEB J. — 2002. — Vol.16, — №14. — p.1879.

28 Backs J., Backs T., Bezprozvannaya S., McKinsey T.A., Olson E.N. Histone deacetylase 5 acquires calcium/calmodulin-dependent kinase II responsiveness by oligomerization with histone deacetylase 4 // Mol. Cell Biol. — 2008. — Vol.28, — №10. — p.3437.

29 Baekkerud F.H., Solberg F., Leinan I.M., Wisloff U., Karlsen T., Rognmo O. Comparison of Three Popular Exercise Modalities on V O2max in Overweight and Obese // Med. Sci. Sports Exerc. — 2016. — Vol.48, — №3. — p.491.

30 Baldwin K.M., Cooke D.A., Cheadle W.G. Time course adaptations in cardiac and skeletal muscle to different running programs // J. Appl. Physiol Respir. Environ. Exerc. Physiol. — 1977. — Vol.42, — №2. — p.267.

31 Ballmann C., Tang Y., Bush Z., Rowe G.C. Adult expression of PGC-1alpha and -1beta in skeletal muscle is not required for endurance exercise-induced enhancement of exercise capacity // Am. J. Physiol Endocrinol. Metab. — 2016. — Vol.311, — №6. — p.E928.

32 Baptista I.L., Silva W.J., Artioli G.G., Guilherme J.P., Leal M.L., Aoki M.S., Miyabara E.H., Moriscot A.S. Leucine and HMB differentially modulate proteasome system in skeletal muscle under different sarcopenic conditions // PLoS. One. — 2013. — Vol.8, — №10. — p.e76752.

33 Baresic M., Salatino S., Kupr B., van N.E., Handschin C. Transcriptional network analysis in muscle reveals AP-1 as a partner of PGC-1alpha in the regulation of the hypoxic gene program // Mol. Cell Biol. — 2014. — Vol.34, — №16. — p.2996.

34 Barone R., Macaluso F., Sangiorgi C., Campanella C., Marino G.A., Moresi V., Coletti D., Conway de M.E., Macario A.J., Cappello F., Adamo S., Farina F., Zummo G., Di F., V. Skeletal muscle Heat shock protein 60 increases after endurance training and induces peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator 1 alpha1 expression // Sci. Rep. — 2016. — Vol.6. — p.19781.

35 Bartlett J.D., Hwa J.C., Jeong T.S., Louhelainen J., Cochran A.J., Gibala M.J., Gregson W., Close G.L., Drust B., Morton J.P. Matched work high-intensity interval and continuous running induce similar increases in PGC-1alpha mRNA, AMPK, p38, and p53 phosphorylation in human skeletal muscle // J. Appl. Physiol. — 2012. — Vol.112, — №7. — p.1135.

36 Baudino T.A., McKay C., Pendeville-Samain H., Nilsson J.A., Maclean K.H., White E.L., Davis A.C., Ihle J.N., Cleveland J.L. c-Myc is essential for vasculogenesis and angiogenesis during development and tumor progression // Genes Dev. — 2002. — Vol.16, — №19. — p.2530.

37 Benton C.R., Holloway G.P., Han X.X., Yoshida Y., Snook L.A., Lally J., Glatz J.F., Luiken J.J., Chabowski A., Bonen A. Increased levels of peroxisome proliferator-activated receptor

gamma, coactivator 1 alpha (PGC-lalpha) improve lipid utilisation, insulin signalling and glucose transport in skeletal muscle of lean and insulin-resistant obese Zucker rats // Diabetologia. — 2010. — Vol.53, — №9. — p.2008.

38 Benton C.R., Nickerson J.G., Lally J., Han X.X., Holloway G.P., Glatz J.F., Luiken J.J., Graham T.E., Heikkila J.J., Bonen A. Modest PGC-lalpha overexpression in muscle in vivo is sufficient to increase insulin sensitivity and palmitate oxidation in subsarcolemmal, not intermyofibrillar, mitochondria // J. Biol. Chem. — 2008. — Vol.283, — №7. — p.4228.

39 Berdeaux R., Goebel N., Banaszynski L., Takemori H., Wandless T., Shelton G.D., Montminy M. SIK1 is a class II HDAC kinase that promotes survival of skeletal myocytes // Nat. Med. — 2007. — Vol.13, — №5. — p.597.

40 Birk J.B., Wojtaszewski J.F. Predominant alpha2/beta2/gamma3 AMPK activation during exercise in human skeletal muscle // J. Physiol. — 2006. — Vol.577, — №Pt 3. — p.1021.

41 Black B.L., Martin J.F., Olson E.N. The mouse MRF4 promoter is trans-activated directly and indirectly by muscle-specific transcription factors // J. Biol. Chem. — 1995. — Vol.270, — №7. — p.2889.

42 Bonafiglia J.T., Edgett B.A., Baechler B.L., Nelms M.W., Simpson C.A., Quadrilatero J., Gurd B.J. Acute upregulation of PGC-1alpha mRNA correlates with training-induced increases in SDH activity in human skeletal muscle // Appl. Physiol Nutr. Metab. — 2017. — Vol.42, — №6. — p.656.

43 Borgenvik M., Apro W., Blomstrand E. Intake of branched-chain amino acids influences the levels of MAFbx mRNA and MuRF-1 total protein in resting and exercising human muscle // Am. J. Physiol Endocrinol. Metab. — 2012. — Vol.302, — №5. — p.E510.

44 Bori Z., Zhao Z., Koltai E., Fatouros I.G., Jamurtas A.Z., Douroudos I.I., Terzis G., Chatzinikolaou A., Sovatzidis A., Draganidis D., Boldogh I., Radak Z. The effects of aging, physical training, and a single bout of exercise on mitochondrial protein expression in human skeletal muscle // Exp. Gerontol. — 2012. — Vol.47, — №6. — p.417.

45 Bragoszewski P., Turek M., Chacinska A. Control of mitochondrial biogenesis and function by the ubiquitin-proteasome system // Open. Biol. — 2017. — Vol.7, — №4.

46 Brandt N., Gunnarsson T.P., Hostrup M., Tybirk J., Nybo L., Pilegaard H., Bangsbo J. Impact of adrenaline and metabolic stress on exercise-induced intracellular signaling and PGC-1alpha mRNA response in human skeletal muscle // Physiol Rep. — 2016. — Vol.4, — №14. — p.e12844.

47 Breen L., Philp A., Witard O.C., Jackman S.R., Selby A., Smith K., Baar K., Tipton K.D. The influence of carbohydrate-protein co-ingestion following endurance exercise on myofibrillar and mitochondrial protein synthesis // J Physiol. — 2011. — Vol.589, — №Pt 16. — p.4011.

48 Brenmoehl J., Hoeflich A. Dual control of mitochondrial biogenesis by sirtuin 1 and sirtuin 3 // Mitochondrion. — 2013. — Vol.13, — №6. — p.755.

49 Brooks G, Faher T, White T, et al. Exercise physiology. Human bioenergetics and its applications. /Brooks G, Faher T, White T, et al. — Mc Grow Hill, 1999

50 Bruno N.E., Kelly K.A., Hawkins R., Bramah-Lawani M., Amelio A.L., Nwachukwu J.C., Nettles K.W., Conkright M.D. Creb coactivators direct anabolic responses and enhance performance of skeletal muscle // EMBO J. — 2014. — Vol.33, — №9. — p.1027.

51 Bruton J.D., Aydin J., Yamada T., Shabalina I.G., Ivarsson N., Zhang S.J., Wada M., Tavi P., Nedergaard J., Katz A., Westerblad H. Increased fatigue resistance linked to Ca2+-stimulated mitochondrial biogenesis in muscle fibres of cold-acclimated mice // J. Physiol. — 2010. — Vol.588, — №Pt 21. — p.4275.

52 Burgomaster K.A., Howarth K.R., Phillips S.M., Rakobowchuk M., MacDonald M.J., McGee S.L., Gibala M.J. Similar metabolic adaptations during exercise after low volume sprint interval and traditional endurance training in humans // J. Physiol. — 2008. — Vol.586, — №1. — p.151.

53 Calvo J.A., Daniels T.G., Wang X., Paul A., Lin J., Spiegelman B.M., Stevenson S.C., Rangwala S.M. Muscle-specific expression of PPARgamma coactivator-1alpha improves exercise performance and increases peak oxygen uptake // J. Appl. Physiol (1985. ). — 2008. — Vol.104, — №5. — p.1304.

54 Calvo S.E., Clauser K.R., Mootha V.K. MitoCarta2.0: an updated inventory of mammalian mitochondrial proteins // Nucleic Acids Res. — 2016. — Vol.44, — №D1. — p.D1251.

55 Canto C., Gerhart-Hines Z., Feige J.N., Lagouge M., Noriega L., Milne J.C., Elliott P.J., Puigserver P., Auwerx J. AMPK regulates energy expenditure by modulating NAD+ metabolism and SIRT1 activity // Nature. — 2009. — Vol.458, — №7241. — p.1056.

56 Capitanio D., Moriggi M., Gelfi C. Mapping the human skeletal muscle proteome: progress and potential // Expert. Rev. Proteomics. — 2017. — Vol.14, — №9. — p.825.

57 Carninci P., Sandelin A., Lenhard B., Katayama S., Shimokawa K., Ponjavic J., Semple C.A., Taylor M.S., Engstrom P.G., Frith M.C., Forrest A.R., Alkema W.B., Tan S.L., Plessy C., Kodzius R., Ravasi T., Kasukawa T., Fukuda S., Kanamori-Katayama M., Kitazume Y., Kawaji H., Kai C., Nakamura M., Konno H., Nakano K., Mottagui-Tabar S., Arner P., Chesi A., Gustincich S., Persichetti F., Suzuki H., Grimmond S.M., Wells C.A., Orlando V., Wahlestedt C., Liu E.T., Harbers M., Kawai J., Bajic V.B., Hume D.A., Hayashizaki Y. Genome-wide analysis of mammalian promoter architecture and evolution // Nat. Genet. — 2006. — Vol.38, — №6. — p.626.

58 Catoire M., Mensink M., Boekschoten M.V., Hangelbroek R., Muller M., Schrauwen P., Kersten S. Pronounced effects of acute endurance exercise on gene expression in resting and exercising human skeletal muscle // PLoS. One. — 2012. — Vol.7, — №11. — p.e51066.

59 Cervenka I., Agudelo L.Z., Ruas J.L. Kynurenines: Tryptophan's metabolites in exercise, inflammation, and mental health // Science. — 2017. — Vol.357, — №6349.

60 Chang J.S., Fernand V., Zhang Y., Shin J., Jun H.J., Joshi Y., Gettys T.W. NT-PGC-1alpha protein is sufficient to link beta3-adrenergic receptor activation to transcriptional and physiological components of adaptive thermogenesis // J. Biol. Chem. — 2012. — Vol.287, — №12. — p.9100.

61 Chang J.S., Ha K. An unexpected role for the transcriptional coactivator isoform NT-PGC-1alpha in the regulation of mitochondrial respiration in brown adipocytes // J. Biol. Chem. — 2017. — Vol.292, — №24. — p.9958.

62 Chang J.S., Huypens P., Zhang Y., Black C., Kralli A., Gettys T.W. Regulation of NT-PGC-1alpha subcellular localization and function by protein kinase A-dependent modulation of nuclear export by CRM1 // J. Biol. Chem. — 2010. — Vol.285, — №23. — p.18039.

63 Chen A.E., Ginty D.D., Fan C.M. Protein kinase A signalling via CREB controls myogenesis induced by Wnt proteins // Nature. — 2005. — Vol.433, — №7023. — p.317.

64 Chen Z.P., Stephens T.J., Murthy S., Canny B.J., Hargreaves M., Witters L.A., Kemp B.E., McConell G.K. Effect of exercise intensity on skeletal muscle AMPK signaling in humans // Diabetes. — 2003. — Vol.52, — №9. — p.2205.

65 Cheng Z., Teo G., Krueger S., Rock T.M., Koh H.W., Choi H., Vogel C. Differential dynamics of the mammalian mRNA and protein expression response to misfolding stress // Mol. Syst. Biol. — 2016. — Vol.12, — №1. — p.855.

66 Chinsomboon J., Ruas J., Gupta R.K., Thom R., Shoag J., Rowe G.C., Sawada N., Raghuram S., Arany Z. The transcriptional coactivator PGC-1alpha mediates exercise-induced angiogenesis in skeletal muscle // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. — 2009. — Vol.106, — №50.

— p.21401.

67 Clarke B.A., Drujan D., Willis M.S., Murphy L.O., Corpina R.A., Burova E., Rakhilin S.V., Stitt T.N., Patterson C., Latres E., Glass D.J. The E3 Ligase MuRF1 degrades myosin heavy chain protein in dexamethasone-treated skeletal muscle // Cell Metab. — 2007. — Vol.6, — №5. — p.376.

68 Cocks M., Shaw C.S., Shepherd S.O., Fisher J.P., Ranasinghe A.M., Barker T.A., Tipton K.D., Wagenmakers A.J. Sprint interval and endurance training are equally effective in increasing muscle microvascular density and eNOS content in sedentary males // J. Physiol. — 2013. — Vol.591, — №3. — p.641.

69 Coffey V.G., Zhong Z., Shield A., Canny B.J., Chibalin A.V., Zierath J.R., Hawley J.A. Early signaling responses to divergent exercise stimuli in skeletal muscle from well-trained humans // FASEB J. — 2006. — Vol.20, — №1. — p.190.

70 Combes A., Dekerle J., Webborn N., Watt P., Bougault V., Daussin F.N. Exercise-induced metabolic fluctuations influence AMPK, p38-MAPK and CaMKII phosphorylation in human skeletal muscle // Physiol Rep. — 2015. — Vol.3, — №9.

71 Connor M.K., Irrcher I., Hood D.A. Contractile activity-induced transcriptional activation of cytochrome C involves Sp1 and is proportional to mitochondrial ATP synthesis in C2C12 muscle cells // J. Biol. Chem. — 2001. — Vol.276, — №19. — p.15898.

72 Corton J.M., Gillespie J.G., Hardie D.G. Role of the AMP-activated protein kinase in the cellular stress response // Curr. Biol. — 1994. — Vol.4, — №4. — p.315.

73 Costill D.L., Daniels J., Evans W., Fink W., Krahenbuhl G., Saltin B. Skeletal muscle enzymes and fiber composition in male and female track athletes // J. Appl. Physiol. — 1976. — Vol.40,

— №2. — p.149.

74 Costill D.L., Fink W.J., Pollock M.L. Muscle fiber composition and enzyme activities of elite distance runners // Med. Sci. Sports. — 1976. — Vol.8, — №2. — p.96.

75 Costill D.L., Thomas R., Robergs R.A., Pascoe D., Lambert C., Barr S., Fink W.J. Adaptations to swimming training: influence of training volume // Med. Sci. Sports Exerc. — 1991. — Vol.23, — №3. — p.371.

76 Crumbley C., Burris T P. Direct regulation of CLOCK expression by REV-ERB // PLoS. One.

— 2011. — Vol.6, — №3. — p.e17290.

77 Cuthbertson D., Smith K., Babraj J., Leese G., Waddell T., Atherton P., Wackerhage H., Taylor P.M., Rennie M.J. Anabolic signaling deficits underlie amino acid resistance of wasting, aging muscle // FASEB J. — 2005. — Vol.19, — №3. — p.422.

78 Czubryt M.P., McAnally J., Fishman G.I., Olson E.N. Regulation of peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator 1 alpha (PGC-1 alpha ) and mitochondrial function by MEF2 and HDAC5 // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. — 2003. — Vol.100, — №4. — p.1711.

79 Daitoku H., Yamagata K., Matsuzaki H., Hatta M., Fukamizu A. Regulation of PGC-1 promoter activity by protein kinase B and the forkhead transcription factor FKHR // Diabetes.

— 2003. — Vol.52, — №3. — p.642.

80 Daussin F.N., Zoll J., Dufour S.P., Ponsot E., Lonsdorfer-Wolf E., Doutreleau S., Mettauer B., Piquard F., Geny B., Richard R. Effect of interval versus continuous training on cardiorespiratory and mitochondrial functions: relationship to aerobic performance improvements in sedentary subjects // Am. J. Physiol Regul. Integr. Comp Physiol. — 2008. — Vol.295, — №1. — p.R264.

81 Davies K.J., Maguire J.J., Brooks G.A., Dallman P.R., Packer L. Muscle mitochondrial bioenergetics, oxygen supply, and work capacity during dietary iron deficiency and repletion // Am. J. Physiol. — 1982. — Vol.242, — №6. — p.E418.

82 Davies K.J., Packer L., Brooks G.A. Biochemical adaptation of mitochondria, muscle, and whole-animal respiration to endurance training // Arch. Biochem. Biophys. — 1981. — Vol.209, — №2. — p.539.

83 Davies N.J., Denison D.M. The measurement of metabolic gas exchange and minute volume by mass spectrometry alone // Respir. Physiol. — 1979. — Vol.36, — №2. — p.261.

84 DeFronzo R.A., Gunnarsson R., Bjorkman O., Olsson M., Wahren J. Effects of insulin on peripheral and splanchnic glucose metabolism in noninsulin-dependent (type II) diabetes mellitus // J. Clin. Invest. — 1985. — Vol.76, — №1. — p.149.

85 Dejure F.R., Eilers M. MYC and tumor metabolism: chicken and egg // EMBO J. — 2017. — Vol.36, — №23. — p.3409.

86 Demontis F., Piccirillo R., Goldberg A.L., Perrimon N. The influence of skeletal muscle on systemic aging and lifespan // Aging Cell. — 2013. — Vol.12, — №6. — p.943.

87 Deshmukh A.S., Murgia M., Nagaraj N., Treebak J.T., Cox J., Mann M. Deep proteomics of mouse skeletal muscle enables quantitation of protein isoforms, metabolic pathways, and transcription factors // Mol. Cell Proteomics. — 2015. — Vol.14, — №4. — p.841.

88 Di Donato D.M., West D.W., Churchward-Venne T.A., Breen L., Baker S.K., Phillips S.M. Influence of aerobic exercise intensity on myofibrillar and mitochondrial protein synthesis in young men during early and late postexercise recovery // Am. J. Physiol Endocrinol. Metab. — 2014. — Vol.306, — №9. — p.E1025.

89 Dickinson J.M., D'Lugos A.C., Naymik M.A., Siniard A.L., Wolfe A.J., Curtis D.R., Huentelman M.J., Carroll C.C. Transcriptome response of human skeletal muscle to divergent exercise stimuli // J. Appl. Physiol (1985. ). — 2018. — Vol.124, — №6. — p.1529.

90 Doucet M., Russell A.P., Leger B., Debigare R., Joanisse D.R., Caron M.A., LeBlanc P., Maltais F. Muscle atrophy and hypertrophy signaling in patients with chronic obstructive pulmonary disease // Am. J. Respir. Crit Care Med. — 2007. — Vol.176, — №3. — p.261.

91 Drummond M.J., Dreyer H.C., Fry C.S., Glynn E.L., Rasmussen B.B. Nutritional and contractile regulation of human skeletal muscle protein synthesis and mTORC1 signaling // J. Appl. Physiol. — 2009. — Vol.106, — №4. — p.1374.

92 Dudley G.A., Abraham W.M., Terjung R.L. Influence of exercise intensity and duration on biochemical adaptations in skeletal muscle // J. Appl. Physiol. — 1982. — Vol.53, — №4. — p.844.

93 Dufour C.R., Wilson B.J., Huss J.M., Kelly D.P., Alaynick W.A., Downes M., Evans R.M., Blanchette M., Giguere V. Genome-wide orchestration of cardiac functions by the orphan nuclear receptors ERRalpha and gamma // Cell Metab. — 2007. — Vol.5, — №5. — p.345.

94 Edgett B.A., Foster W.S., Hankinson P.B., Simpson C.A., Little J.P., Graham R.B., Gurd B.J. Dissociation of increases in PGC-1alpha and its regulators from exercise intensity and muscle activation following acute exercise // PLoS. One. — 2013. — Vol.8, — №8. — p.e71623.

95 Edwards R.H., Ekelund L.G., Harris R.C., Hesser C.M., Hultman E., Melcher A., Wigertz O. Cardiorespiratory and metabolic costs of continuous and intermittent exercise in man // J. Physiol. — 1973. — Vol.234, — №2. — p.481.

96 Egan B., Carson B.P., Garcia-Roves P.M., Chibalin A.V., Sarsfield F.M., Barron N., McCaffrey N., Moyna N.M., Zierath J.R., O'Gorman D.J. Exercise intensity-dependent regulation of peroxisome proliferator-activated receptor coactivator-1 mRNA abundance is associated with differential activation of upstream signalling kinases in human skeletal muscle // J. Physiol. — 2010. — Vol.588, — №Pt 10. — p.1779.

97 Egan B., O'Connor P.L., Zierath J.R., O'Gorman D.J. Time course analysis reveals gene-specific transcript and protein kinetics of adaptation to short-term aerobic exercise training in human skeletal muscle // PLoS. One. — 2013. — Vol.8, — №9. — p.e74098.

98 Ehlers M.L., Celona B., Black B.L. NFATc1 controls skeletal muscle fiber type and is a negative regulator of MyoD activity // Cell Rep. — 2014. — Vol.8, — №6. — p.1639.

99 Eilers W., Jaspers R.T., de H.A., Ferrie C., Valdivieso P., Fluck M. CaMKII content affects contractile, but not mitochondrial, characteristics in regenerating skeletal muscle // BMC. Physiol. — 2014. — Vol.14. — p.7.

100 Eisenberg E., Levanon E.Y. Human housekeeping genes, revisited // Trends Genet. — 2013. — Vol.29, — №10. — p.569.

101 Esterbauer H., Oberkofler H., Krempler F., Patsch W. Human peroxisome proliferator activated receptor gamma coactivator 1 (PPARGC1) gene: cDNA sequence, genomic organization, chromosomal localization, and tissue expression // Genomics. — 1999. — Vol.62, — №1. — p.98.

102 Evertsen F., Medbo J.I., Bonen A. Effect of training intensity on muscle lactate transporters and lactate threshold of cross-country skiers // Acta Physiol Scand. — 2001. — Vol.173, — №2. — p.195.

103 Evertsen F., Medbo J.I., Jebens E., Gjovaag T.F. Effect of training on the activity of five muscle enzymes studied on elite cross-country skiers // Acta Physiol Scand. — 1999. — Vol.167, — №3. — p.247.

104 Felder T.K., Soyal S.M., Oberkofler H., Hahne P., Auer S., Weiss R., Gadermaier G., Miller K., Krempler F., Esterbauer H., Patsch W. Characterization of novel peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator-1alpha (PGC-1alpha) isoform in human liver // J. Biol. Chem. — 2011. — Vol.286, — №50. — p.42923.

105 Feng H., Kang C., Dickman J.R., Koenig R., Awoyinka I., Zhang Y., Ji L.L. Training-induced mitochondrial adaptation: role of peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator-1alpha, nuclear factor-kappaB and beta-blockade // Exp. Physiol. — 2013. — Vol.98, — №3. — p.784.

106 Fitts R.H., Booth F.W., Winder W.W., Holloszy J.O. Skeletal muscle respiratory capacity, endurance, and glycogen utilization // Am. J. Physiol. — 1975. — Vol.228, — №4. — p.1029.

107 Fluck M., Waxham M.N., Hamilton M.T., Booth F.W. Skeletal muscle Ca(2+)-independent kinase activity increases during either hypertrophy or running // J. Appl. Physiol (1985. ). — 2000. — Vol.88, — №1. — p.352.

108 Frier B.C., Wan Z., Williams D.B., Stefanson A.L., Wright D C. Epinephrine and AICAR-induced PGC-1alpha mRNA expression is intact in skeletal muscle from rats fed a high-fat diet // Am. J. Physiol Cell Physiol. — 2012. — Vol.302, — №12. — p.C1772.

109 Frosig C., Jorgensen S.B., Hardie D.G., Richter E.A., Wojtaszewski J.F. 5'-AMP-activated protein kinase activity and protein expression are regulated by endurance training in human skeletal muscle // Am. J. Physiol Endocrinol. Metab. — 2004. — Vol.286, — №3. — p.E411.

110 Fujii N., Hayashi T., Hirshman M.F., Smith J.T., Habinowski S.A., Kaijser L., Mu J., Ljungqvist O., Birnbaum M.J., Witters L.A., Thorell A., Goodyear L.J. Exercise induces isoform-specific increase in 5'AMP-activated protein kinase activity in human skeletal muscle // Biochem. Biophys. Res. Commun. — 2000. — Vol.273, — №3. — p.1150.

111 Fujino T., Ide T., Yoshida M., Onitsuka K., Tanaka A., Hata Y., Nishida M., Takehara T., Kanemaru T., Kitajima N., Takazaki S., Kurose H., Kang D., Sunagawa K. Recombinant mitochondrial transcription factor A protein inhibits nuclear factor of activated T cells signaling and attenuates pathological hypertrophy of cardiac myocytes // Mitochondrion. — 2012. — Vol.12, — №4. — p.449.

112 Gelfand R.A., Barrett E.J. Effect of physiologic hyperinsulinemia on skeletal muscle protein synthesis and breakdown in man // J. Clin. Invest. — 1987. — Vol.80, — №1. — p.1.

113 Geng T., Li P., Okutsu M., Yin X., Kwek J., Zhang M., Yan Z. PGC-1alpha plays a functional role in exercise-induced mitochondrial biogenesis and angiogenesis but not fiber-type transformation in mouse skeletal muscle // Am. J. Physiol Cell Physiol. — 2010. — Vol.298, — №3. — p.C572.

114 Gibala M.J., Little J.P., van E.M., Wilkin G.P., Burgomaster K.A., Safdar A., Raha S., Tarnopolsky M.A. Short-term sprint interval versus traditional endurance training: similar initial adaptations in human skeletal muscle and exercise performance // J. Physiol. — 2006. — Vol.575, — №Pt 3. — p.901.

115 Gibala M.J., McGee S.L., Garnham A.P., Howlett K.F., Snow R.J., Hargreaves M. Brief intense interval exercise activates AMPK and p38 MAPK signaling and increases the expression of PGC-1alpha in human skeletal muscle // J. Appl. Physiol. — 2009. — Vol.106, — №3. — p.929.

116 Gidlund E.K., Ydfors M., Appel S., Rundqvist H., Sundberg C.J., Norrbom J. Rapidly elevated levels of PGC-1alpha-b protein in human skeletal muscle after exercise: exploring regulatory factors in a randomized controlled trial // J. Appl. Physiol (1985. ). — 2015. — Vol.119, — №4. — p.374.

117 Gifford J.R., Weavil J.C., Nelson A.D. Symmorphosis in patients with chronic heart failure? // J. Appl. Physiol (1985. ). — 2016. — Vol.121, — №4. — p.1039.

118 Gillen J.B., Martin B.J., MacInnis M.J., Skelly L.E., Tarnopolsky M.A., Gibala M.J. Twelve Weeks of Sprint Interval Training Improves Indices of Cardiometabolic Health Similar to Traditional Endurance Training despite a Five-Fold Lower Exercise Volume and Time Commitment // PLoS. One. — 2016. — Vol.11, — №4. — p.e0154075.

119 Goetzman E.S., Prochownik E.V. The Role for Myc in Coordinating Glycolysis, Oxidative Phosphorylation, Glutaminolysis, and Fatty Acid Metabolism in Normal and Neoplastic Tissues // Front Endocrinol. (Lausanne). — 2018. — Vol.9. — p.129.

120 Goldfarb A.H., Bruno J.F., Buckenmeyer P.J. Intensity and duration of exercise effects on skeletal muscle cAMP, phosphorylase, and glycogen // J. Appl. Physiol (1985. ). — 1989. — Vol.66, — №1. — p.190.

121 Gollnick P.D., Armstrong R.B., Saltin B., Saubert C.W., Sembrowich W.L., Shepherd RE. Effect of training on enzyme activity and fiber composition of human skeletal muscle // J. Appl. Physiol. — 1973. — Vol.34, — №1. — p.107.

122 Gollnick P.D., Armstrong R.B., Saubert C.W., Piehl K., Saltin B. Enzyme activity and fiber composition in skeletal muscle of untrained and trained men // J. Appl. Physiol. — 1972. — Vol.33, — №3. — p.312.

123 Gollnick P.D., Piehl K., Saltin B. Selective glycogen depletion pattern in human muscle fibres after exercise of varying intensity and at varying pedalling rates // J. Physiol. — 1974. — Vol.241, — №1. — p.45.

124 Gong W., Gohla R.M., Bowlin K.M., Koyano-Nakagawa N., Garry D.J., Shi X. Kelch Repeat and BTB Domain Containing Protein 5 (Kbtbd5) Regulates Skeletal Muscle Myogenesis through the E2F1-DP1 Complex // J. Biol. Chem. — 2015. — Vol.290, — №24. — p.15350.

125 Gonzalez-Freire M., Semba R.D., Ubaida-Mohien C., Fabbri E., Scalzo P., Hojlund K., Dufresne C., Lyashkov A., Ferrucci L. The Human Skeletal Muscle Proteome Project: a reappraisal of the current literature // J. Cachexia. Sarcopenia. Muscle. — 2017. — Vol.8, — №1. — p.5.

126 Goode J.M., Pearen M.A., Tuong Z.K., Wang S.C., Oh T.G., Shao E.X., Muscat G.E. The Nuclear Receptor, Nor-1, Induces the Physiological Responses Associated With Exercise // Mol. Endocrinol. — 2016. — Vol.30, — №6. — p.660.

127 Gouspillou G., Sgarioto N., Norris B., Barbat-Artigas S., Aubertin-Leheudre M., Morais J.A., Burelle Y., Taivassalo T., Hepple R.T. The relationship between muscle fiber type-specific PGC-1alpha content and mitochondrial content varies between rodent models and humans // PLoS. One. — 2014. — Vol.9, — №8. — p.e103044.

128 Granata C., Oliveira R.S., Little J.P., Renner K., Bishop D.J. Mitochondrial adaptations to high-volume exercise training are rapidly reversed after a reduction in training volume in human skeletal muscle // FASEB J. — 2016. — Vol.30, — №10. — p.3413.

129 Granata C., Oliveira R.S., Little J.P., Renner K., Bishop D.J. Training intensity modulates changes in PGC-1alpha and p53 protein content and mitochondrial respiration, but not markers of mitochondrial content in human skeletal muscle // FASEB J. — 2016. — Vol.30, — №2. — p.959.

130 Grassi B., Quaresima V. Near-infrared spectroscopy and skeletal muscle oxidative function in vivo in health and disease: a review from an exercise physiology perspective // J. Biomed. Opt. — 2016. — Vol.21, — №9. — p.091313.

131 Greenhaff P.L., Karagounis L.G., Peirce N., Simpson E.J., Hazell M., Layfield R., Wackerhage H., Smith K., Atherton P., Selby A., Rennie M.J. Disassociation between the effects of amino acids and insulin on signaling, ubiquitin ligases, and protein turnover in human muscle // Am. J. Physiol Endocrinol. Metab. — 2008. — Vol.295, — №3. — p.E595.

132 Greer E.L., Oskoui P.R., Banko M.R., Maniar J.M., Gygi M.P., Gygi S.P., Brunet A. The energy sensor AMP-activated protein kinase directly regulates the mammalian FOXO3 transcription factor // J. Biol. Chem. — 2007. — Vol.282, — №41. — p.30107.

133 Gross D.N., van den Heuvel A.P., Birnbaum M.J. The role of FoxO in the regulation of metabolism // Oncogene. — 2008. — Vol.27, — №16. — p.2320.

134 Gurd B.J., Perry C.G., Heigenhauser G.J., Spriet L.L., Bonen A. High-intensity interval training increases SIRT1 activity in human skeletal muscle // Appl. Physiol Nutr. Metab. — 2010. — Vol.35, — №3. — p.350.

135 Haase M., Schott M., Bornstein S.R., Malendowicz L.K., Scherbaum W.A., Willenberg HS. CITED2 is expressed in human adrenocortical cells and regulated by basic fibroblast growth factor // J. Endocrinol. — 2007. — Vol.192, — №2. — p.459.

136 Hai T., Curran T. Cross-family dimerization of transcription factors Fos/Jun and ATF/CREB alters DNA binding specificity // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. — 1991. — Vol.88, — №9. — p.3720.

137 Haldar S.M., Jeyaraj D., Anand P., Zhu H., Lu Y., Prosdocimo D.A., Eapen B., Kawanami D., Okutsu M., Brotto L., Fujioka H., Kerner J., Rosca M.G., McGuinness O.P., Snow R.J., Russell A.P., Gerber A.N., Bai X., Yan Z., Nosek T.M., Brotto M., Hoppel C.L., Jain M.K. Kruppel-like factor 15 regulates skeletal muscle lipid flux and exercise adaptation // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. — 2012. — Vol.109, — №17. — p.6739.

138 Handschin C., Chin S., Li P., Liu F., Maratos-Flier E., LeBrasseur N.K., Yan Z., Spiegelman B.M. Skeletal muscle fiber-type switching, exercise intolerance, and myopathy in PGC-lalpha muscle-specific knock-out animals // J. Biol. Chem. — 2007. — Vol.282, — №41. — p.30014.

139 Handschin C., Choi C.S., Chin S., Kim S., Kawamori D., Kurpad A.J., Neubauer N., Hu J., Mootha V.K., Kim Y.B., Kulkarni R.N., Shulman G.I., Spiegelman B.M. Abnormal glucose homeostasis in skeletal muscle-specific PGC-lalpha knockout mice reveals skeletal muscle-pancreatic beta cell crosstalk // J. Clin. Invest. — 2007. — Vol.117, — №11. — p.3463.

140 Handschin C., Rhee J., Lin J., Tarr P.T., Spiegelman B.M. An autoregulatory loop controls peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator 1alpha expression in muscle // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. — 2003. — Vol.100, — №12. — p.7111.

141 Harber M.P., Crane J.D., Dickinson J.M., Jemiolo B., Raue U., Trappe T.A., Trappe S.W. Protein synthesis and the expression of growth-related genes are altered by running in human vastus lateralis and soleus muscles // Am. J. Physiol Regul. Integr. Comp Physiol. — 2009. — Vol.296, — №3. — p.R708.

142 Harber M.P., Gallagher P.M., Creer A.R., Minchev K.M., Trappe S.W. Single muscle fiber contractile properties during a competitive season in male runners // Am. J. Physiol Regul. Integr. Comp Physiol. — 2004. — Vol.287, — №5. — p.R1124.

143 Harms S.J., Hickson R.C. Skeletal muscle mitochondria and myoglobin, endurance, and intensity of training // J. Appl. Physiol Respir. Environ. Exerc. Physiol. — 1983. — Vol.54, — №3. — p.798.

144 Hashimoto T., Hussien R., Oommen S., Gohil K., Brooks G.A. Lactate sensitive transcription factor network in L6 cells: activation of MCT1 and mitochondrial biogenesis // FASEB J. — 2007. — Vol.21, — №10. — p.2602.

145 Hatazawa Y., Minami K., Yoshimura R., Onishi T., Manio M.C., Inoue K., Sawada N., Suzuki O., Miura S., Kamei Y. Deletion of the transcriptional coactivator PGC1alpha in skeletal muscles is associated with reduced expression of genes related to oxidative muscle function // Biochem. Biophys. Res. Commun. — 2016. — Vol.481, — №3-4. — p.251.

146 Hatazawa Y., Senoo N., Tadaishi M., Ogawa Y., Ezaki O., Kamei Y., Miura S. Metabolomic Analysis of the Skeletal Muscle of Mice Overexpressing PGC-1alpha // PLoS. One. — 2015.

— Vol.10, — №6. — p.e0129084.

147 Hawley J.A., Hargreaves M., Joyner M.J., Zierath J.R. Integrative biology of exercise // Cell.

— 2014. — Vol.159, — №4. — p.738.

148 Hayot M., Michaud A., Koechlin C., Caron M.A., LeBlanc P., Prefaut C., Maltais F. Skeletal muscle microbiopsy: a validation study of a minimally invasive technique // Eur. Respir. J. — 2005. — Vol.25, — №3. — p.431.

149 Heckert L.L., Schultz K., Nilson J.H. The cAMP response elements of the alpha subunit gene bind similar proteins in trophoblasts and gonadotropes but have distinct functional sequence requirements // J. Biol. Chem. — 1996. — Vol.271, — №49. — p.31650.

150 Heesch M.W., Shute R.J., Kreiling J.L., Slivka D.R. Transcriptional control, but not subcellular location, of PGC-1alpha is altered following exercise in a hot environment // J. Appl. Physiol (1985. ). — 2016. — p.jap.

151 Henriksson J., Chi M.M., Hintz C.S., Young D.A., Kaiser K.K., Salmons S., Lowry OH. Chronic stimulation of mammalian muscle: changes in enzymes of six metabolic pathways // Am. J. Physiol. — 1986. — Vol.251, — №4 Pt 1. — p.C614.

152 Henriksson J., Reitman J.S. Quantitative measures of enzyme activities in type I and type II muscle fibres of man after training // Acta Physiol Scand. — 1976. — Vol.97, — №3. — p.392.

153 Hentschke M., Susens U., Borgmeyer U. PGC-1 and PERC, coactivators of the estrogen receptor-related receptor gamma // Biochem. Biophys. Res. Commun. — 2002. — Vol.299, — №5. — p.872.

154 Hickson R.C. Skeletal muscle cytochrome c and myoglobin, endurance, and frequency of training // J. Appl. Physiol Respir. Environ. Exerc. Physiol. — 1981. — Vol.51, — №3. — p.746.

155 Hildebrandt A.L., Pilegaard H., Neufer P.D. Differential transcriptional activation of select metabolic genes in response to variations in exercise intensity and duration // Am. J. Physiol Endocrinol. Metab. — 2003. — Vol.285, — №5. — p.E1021.

156 Hoffman N.J., Parker B.L., Chaudhuri R., Fisher-Wellman K.H., Kleinert M., Humphrey S.J., Yang P., Holliday M., Trefely S., Fazakerley D.J., Stockli J., Burchfield J.G., Jensen T.E., Jothi R., Kiens B., Wojtaszewski J.F., Richter E.A., James D.E. Global Phosphoproteomic Analysis of Human Skeletal Muscle Reveals a Network of Exercise-Regulated Kinases and AMPK Substrates // Cell Metab. — 2015. — Vol.22, — №5. — p.922.

157 Homma S., Fukunaga T., Kagaya A. Influence of adipose tissue thickness on near infrared spectroscopic signals in the measurement of human muscle. // J. Biomed. Optics. — 1996. — Vol.1. — p.418.

158 Hook S.S., Means A.R. Ca(2+)/CaM-dependent kinases: from activation to function // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. — 2001. — Vol.41. — p.471.

159 Hoppeler H., Luthi P., Claassen H., Weibel E.R., Howald H. The ultrastructure of the normal human skeletal muscle. A morphometric analysis on untrained men, women and well-trained orienteers // Pflugers Arch. — 1973. — Vol.344, — №3. — p.217.

160 Hoppeler H., Weibel E.R. Limits for oxygen and substrate transport in mammals // J. Exp. Biol. — 1998. — Vol.201, — №Pt 8. — p.1051.

161 Howarth K.R., Moreau N.A., Phillips S.M., Gibala M.J. Coingestion of protein with carbohydrate during recovery from endurance exercise stimulates skeletal muscle protein synthesis in humans // J Appl. Physiol. — 2009. — Vol.106, — №4. — p.1394.

162 Huang d.W., Sherman B.T., Lempicki R.A. Systematic and integrative analysis of large gene lists using DAVID bioinformatics resources // Nat. Protoc. — 2009. — Vol.4, — №1. — p.44.

163 Hussain S.N., Mofarrahi M., Sigala I., Kim H.C., Vassilakopoulos T., Maltais F., Bellenis I., Chaturvedi R., Gottfried S.B., Metrakos P., Danialou G., Matecki S., Jaber S., Petrof B.J., Goldberg P. Mechanical ventilation-induced diaphragm disuse in humans triggers autophagy // Am. J. Respir. Crit Care Med. — 2010. — Vol.182, — №11. — p.1377.

164 Ikeda M., Ide T., Fujino T., Arai S., Saku K., Kakino T., Tyynismaa H., Yamasaki T., Yamada K., Kang D., Suomalainen A., Sunagawa K. Overexpression of TFAM or twinkle increases

mtDNA copy number and facilitates cardioprotection associated with limited mitochondrial oxidative stress // PLoS. One. — 2015. — Vol.10, — №3. — p.e0119687.

165 Ikeda S., Kizaki T., Haga S., Ohno H., Takemasa T. Acute exercise induces biphasic increase in respiratory mRNA in skeletal muscle // Biochem. Biophys. Res. Commun. — 2008. — Vol.368, — №2. — p.323.

166 Irving B.A., Lanza I.R., Henderson G.C., Rao R.R., Spiegelman B.M., Nair K.S. Combined training enhances skeletal muscle mitochondrial oxidative capacity independent of age // J. Clin. Endocrinol. Metab. — 2015. — Vol.100, — №4. — p.1654.

167 Islam H., Edgett B.A., Gurd B.J. Coordination of mitochondrial biogenesis by PGC-1alpha in human skeletal muscle: A re-evaluation // Metabolism. — 2018. — Vol.79. — p.42.

168 Ivy J.L., Ding Z., Hwang H., Cialdella-Kam L.C., Morrison P.J. Post exercise carbohydrate-protein supplementation: phosphorylation of muscle proteins involved in glycogen synthesis and protein translation // Amino. Acids. — 2008. — Vol.35, — №1. — p.89.

169 Jager S., Handschin C., St-Pierre J., Spiegelman B.M. AMP-activated protein kinase (AMPK) action in skeletal muscle via direct phosphorylation of PGC-1alpha // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. — 2007. — Vol.104, — №29. — p.12017.

170 Jamart C., Francaux M., Millet G.Y., Deldicque L., Frere D., Feasson L. Modulation of autophagy and ubiquitin-proteasome pathways during ultra-endurance running // J. Appl. Physiol (1985. ). — 2012. — Vol.112, — №9. — p.1529.

171 Jensen L., Gejl K.D., Ortenblad N., Nielsen J.L., Bech R.D., Nygaard T., Sahlin K., Frandsen U. Carbohydrate restricted recovery from long term endurance exercise does not affect gene responses involved in mitochondrial biogenesis in highly trained athletes // Physiol Rep. — 2015. — Vol.3, — №2.

172 Jensen T.E., Leutert R., Rasmussen S.T., Mouatt J.R., Christiansen M.L., Jensen B.R., Richter E.A. EMG-normalised kinase activation during exercise is higher in human gastrocnemius compared to soleus muscle // PLoS. One. — 2012. — Vol.7, — №2. — p.e31054.

173 Johannessen M., Moens U. Multisite phosphorylation of the cAMP response element-binding protein (CREB) by a diversity of protein kinases // Front Biosci. — 2007. — Vol.12. — p.1814.

174 Johnson S.T., Robert C., Bell G.J., Bell R.C., Lewanczuk R.Z., Boule N.G. Acute effect of metformin on exercise capacity in active males // Diabetes Obes. Metab. — 2008. — Vol.10, — №9. — p.747.

175 Jones R.H., Molitoris B.A. A statistical method for determining the breakpoint of two lines // Anal. Biochem. — 1984. — Vol.141, — №1. — p.287.

176 Jorgensen S.B., Wojtaszewski J.F., Viollet B., Andreelli F., Birk J.B., Hellsten Y., Schjerling P., Vaulont S., Neufer P.D., Richter E.A., Pilegaard H. Effects of alpha-AMPK knockout on exercise-induced gene activation in mouse skeletal muscle // FASEB J. — 2005. — Vol.19, — №9. — p.1146.

177 Jovanovic M., Rooney M.S., Mertins P., Przybylski D., Chevrier N., Satija R., Rodriguez E.H., Fields A.P., Schwartz S., Raychowdhury R., Mumbach M.R., Eisenhaure T., Rabani M., Gennert D., Lu D., Delorey T., Weissman J.S., Carr S.A., Hacohen N., Regev A.

Immunogenetics. Dynamic profiling of the protein life cycle in response to pathogens // Science. — 2015. — Vol.347, — №6226. — p.1259038.

178 Jun H.J., Gettys T.W., Chang J.S. Transcriptional Activity of PGC-1alpha and NT-PGC-1alpha Is Differentially Regulated by Twist-1 in Brown Fat Metabolism // PPAR. Res. — 2012. — Vol.2012. — p.320454.

179 Kamburov A., Stelzl U., Lehrach H., Herwig R. The ConsensusPathDB interaction database: 2013 update // Nucleic Acids Res. — 2013. — Vol.41, — №Database issue. — p.D793.

180 Kamei Y., Miura S., Suzuki M., Kai Y., Mizukami J., Taniguchi T., Mochida K., Hata T., Matsuda J., Aburatani H., Nishino I., Ezaki O. Skeletal muscle FOXO1 (FKHR) transgenic mice have less skeletal muscle mass, down-regulated Type I (slow twitch/red muscle) fiber genes, and impaired glycemic control // J. Biol. Chem. — 2004. — Vol.279, — №39. — p.41114.

181 Kawasaki E., Hokari F., Sasaki M., Sakai A., Koshinaka K., Kawanaka K. The effects of beta-adrenergic stimulation and exercise on NR4A3 protein expression in rat skeletal muscle // J. Physiol Sci. — 2011. — Vol.61, — №1. — p.1.

182 Kim M.S., Pinto S.M., Getnet D., Nirujogi R.S., Manda S.S., Chaerkady R., Madugundu A.K., Kelkar D.S., Isserlin R., Jain S., Thomas J.K., Muthusamy B., Leal-Rojas P., Kumar P., Sahasrabuddhe N.A., Balakrishnan L., Advani J., George B., Renuse S., Selvan L.D., Patil A.H., Nanjappa V., Radhakrishnan A., Prasad S., Subbannayya T., Raju R., Kumar M., Sreenivasamurthy S.K., Marimuthu A., Sathe G.J., Chavan S., Datta K.K., Subbannayya Y., Sahu A., Yelamanchi S.D., Jayaram S., Rajagopalan P., Sharma J., Murthy K.R., Syed N., Goel R., Khan A.A., Ahmad S., Dey G., Mudgal K., Chatterjee A., Huang T.C., Zhong J., Wu X., Shaw P.G., Freed D., Zahari M.S., Mukherjee K.K., Shankar S., Mahadevan A., Lam H., Mitchell C.J., Shankar S.K., Satishchandra P., Schroeder J.T., Sirdeshmukh R., Maitra A., Leach S.D., Drake CG., Halushka M.K., Prasad TS., Hruban R.H., Kerr C.L., Bader G.D., Iacobuzio-Donahue C.A., Gowda H., Pandey A. A draft map of the human proteome // Nature.

— 2014. — Vol.509, — №7502. — p.575.

183 Kim S.H., Asaka M., Higashida K., Takahashi Y., Holloszy J.O., Han D.H. beta-Adrenergic stimulation does not activate p38 MAP kinase or induce PGC-1alpha in skeletal muscle // Am. J. Physiol Endocrinol. Metab. — 2013. — Vol.304, — №8. — p.E844.

184 Kimura K., Wakamatsu A., Suzuki Y., Ota T., Nishikawa T., Yamashita R., Yamamoto J., Sekine M., Tsuritani K., Wakaguri H., Ishii S., Sugiyama T., Saito K., Isono Y., Irie R., Kushida N., Yoneyama T., Otsuka R., Kanda K., Yokoi T., Kondo H., Wagatsuma M., Murakawa K., Ishida S., Ishibashi T., Takahashi-Fujii A., Tanase T., Nagai K., Kikuchi H., Nakai K., Isogai T., Sugano S. Diversification of transcriptional modulation: large-scale identification and characterization of putative alternative promoters of human genes // Genome Res. — 2006. — Vol.16, — №1. — p.55.

185 Kindermann W., Simon G., Keul J. The significance of the aerobic-anaerobic transition for the determination of work load intensities during endurance training // Eur. J. Appl. Physiol Occup. Physiol. — 1979. — Vol.42, — №1. — p.25.

186 Kitaoka Y., Takeda K., Tamura Y., Hatta H. Lactate administration increases mRNA expression of PGC-1alpha and UCP3 in mouse skeletal muscle // Appl. Physiol Nutr. Metab.

— 2016. — Vol.41, — №6. — p.695.

187 Kohn T.A., Essen-Gustavsson B., Myburgh K.H. Specific muscle adaptations in type II fibers after high-intensity interval training of well-trained runners // Scand. J. Med. Sci. Sports. — 2011. — Vol.21, — №6. — p.765.

188 Kraemer W.J., Patton J.F., Gordon S.E., Harman E.A., Deschenes M.R., Reynolds K., Newton R.U., Triplett N.T., Dziados J.E. Compatibility of high-intensity strength and endurance training on hormonal and skeletal muscle adaptations // J. Appl. Physiol. — 1995. — Vol.78, — №3. — p.976.

189 Kramer D.K., Ahlsen M., Norrbom J., Jansson E., Hjeltnes N., Gustafsson T., Krook A. Human skeletal muscle fibre type variations correlate with PPAR alpha, PPAR delta and PGC-1 alpha mRNA // Acta Physiol (Oxf). — 2006. — Vol.188, — №3-4. — p.207.

190 Krawiec B.J., Nystrom G.J., Frost R.A., Jefferson L.S., Lang C.H. AMP-activated protein kinase agonists increase mRNA content of the muscle-specific ubiquitin ligases MAFbx and MuRF1 in C2C12 cells // Am. J. Physiol Endocrinol. Metab. — 2007. — Vol.292, — №6. — p.E1555.

191 Kristensen D.E., Albers P.H., Prats C., Baba O., Birk J.B., Wojtaszewski J.F. Human muscle fibre type-specific regulation of AMPK and downstream targets by exercise // J. Physiol. — 2015. — Vol.593, — №8. — p.2053.

192 Kristensen J.M., Treebak J.T., Schjerling P., Goodyear L., Wojtaszewski J.F. Two weeks of metformin treatment induces AMPK-dependent enhancement of insulin-stimulated glucose uptake in mouse soleus muscle // Am. J. Physiol Endocrinol. Metab. — 2014. — Vol.306, — №10. — p.E1099.

193 Kulakovskiy I.V., Vorontsov I.E., Yevshin I.S., Soboleva A.V., Kasianov A.S., Ashoor H., Ba-Alawi W., Bajic V.B., Medvedeva Y.A., Kolpakov F A., Makeev V.J. HOCOMOCO: expansion and enhancement of the collection of transcription factor binding sites models // Nucleic Acids Res. — 2016. — Vol.44, — №D1. — p.D116.

194 Kumar V., Atherton P., Smith K., Rennie M.J. Human muscle protein synthesis and breakdown during and after exercise // J. Appl. Physiol. — 2009. — Vol.106, — №6. — p.2026.

195 Kupr B., Handschin C. Complex Coordination of Cell Plasticity by a PGC-1alpha-controlled Transcriptional Network in Skeletal Muscle // Front Physiol. — 2015. — Vol.6. — p.325.

196 Lacroix M., Rodier G., Kirsh O., Houles T., Delpech H., Seyran B., Gayte L., Casas F., Pessemesse L., Heuillet M., Bellvert F., Portais J.C., Berthet C., Bernex F., Brivet M., Boutron A., Le C.L., Sardet C. E4F1 controls a transcriptional program essential for pyruvate dehydrogenase activity // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. — 2016. — Vol.113, — №39. — p.10998.

197 Lage K., Karlberg E.O., Storling Z.M., Olason P.I., Pedersen A.G., Rigina O., Hinsby A.M., Tumer Z., Pociot F., Tommerup N., Moreau Y., Brunak S. A human phenome-interactome network of protein complexes implicated in genetic disorders // Nat. Biotechnol. — 2007. — Vol.25, — №3. — p.309.

198 Lai R.Y., Ljubicic V., D'souza D., Hood D.A. Effect of chronic contractile activity on mRNA stability in skeletal muscle // Am. J. Physiol Cell Physiol. — 2010. — Vol.299, — №1. — p.C155.

199 Lamon S., Wallace M.A., Russell A.P. The STARS signaling pathway: a key regulator of skeletal muscle function // Pflugers Arch. — 2014. — Vol.466, — №9. — p.1659.

200 Lan F., Cacicedo J.M., Ruderman N., Ido Y. SIRT1 modulation of the acetylation status, cytosolic localization, and activity of LKB1. Possible role in AMP-activated protein kinase activation // J. Biol. Chem. — 2008. — Vol.283, — №41. — p.27628.

201 Lanza I.R., Short D.K., Short K.R., Raghavakaimal S., Basu R., Joyner M.J., McConnell J.P., Nair K.S. Endurance exercise as a countermeasure for aging // Diabetes. — 2008. — Vol.57,

— №11. — p.2933.

202 Lavie J., De B.H., Sonon S., Ion A.M., Dumon E., Melser S., Lacombe D., Dupuy J.W., Lalou C., Benard G. Ubiquitin-Dependent Degradation of Mitochondrial Proteins Regulates Energy Metabolism // Cell Rep. — 2018. — Vol.23, — №10. — p.2852.

203 Lee D.C., Brellenthin A.G., Thompson P.D., Sui X., Lee I.M., Lavie C.J. Running as a Key Lifestyle Medicine for Longevity // Prog. Cardiovasc. Dis. — 2017. — Vol.60, — №1. — p.45.

204 Lee-Young R.S., Canny B.J., Myers D.E., McConell G.K. AMPK activation is fiber type specific in human skeletal muscle: effects of exercise and short-term exercise training // J. Appl. Physiol (1985. ). — 2009. — Vol.107, — №1. — p.283.

205 Leick L., Wojtaszewski J.F., Johansen S.T., Kiilerich K., Comes G., Hellsten Y., Hidalgo J., Pilegaard H. PGC-1alpha is not mandatory for exercise- and training-induced adaptive gene responses in mouse skeletal muscle // Am. J. Physiol Endocrinol. Metab. — 2008. — Vol.294,

— №2. — p.E463.

206 Levine S., Biswas C., Dierov J., Barsotti R., Shrager J.B., Nguyen T., Sonnad S., Kucharchzuk J.C., Kaiser L.R., Singhal S., Budak M.T. Increased proteolysis, myosin depletion, and atrophic AKT-FOXO signaling in human diaphragm disuse // Am. J. Respir. Crit Care Med. — 2011.

— Vol.183, — №4. — p.483.

207 Li H., Wang J., Wilhelmsson H., Hansson A., Thoren P., Duffy J., Rustin P., Larsson N.G. Genetic modification of survival in tissue-specific knockout mice with mitochondrial cardiomyopathy // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. — 2000. — Vol.97, — №7. — p.3467.

208 Lira V.A., Benton C.R., Yan Z., Bonen A. PGC-1alpha regulation by exercise training and its influences on muscle function and insulin sensitivity // Am. J. Physiol Endocrinol. Metab. — 2010. — Vol.299, — №2. — p.E145.

209 Litonin D., Sologub M., Shi Y., Savkina M., Anikin M., Falkenberg M., Gustafsson C.M., Temiakov D. Human mitochondrial transcription revisited: only TFAM and TFB2M are required for transcription of the mitochondrial genes in vitro // J. Biol. Chem. — 2010. — Vol.285, — №24. — p.18129.

210 Little J.P., Safdar A., Bishop D., Tarnopolsky M.A., Gibala M.J. An acute bout of high-intensity interval training increases the nuclear abundance of PGC-1alpha and activates mitochondrial biogenesis in human skeletal muscle // Am. J Physiol Regul. Integr. Comp Physiol. — 2011. — Vol.300, — №6. — p.R1303.

211 Little J.P., Safdar A., Cermak N., Tarnopolsky M.A., Gibala M.J. Acute endurance exercise increases the nuclear abundance of PGC-lalpha in trained human skeletal muscle // Am. J. Physiol Regul. Integr. Comp Physiol. — 2010. — Vol.298, — №4. — p.R912.

212 Liu X., Yuan J., Wu A.W., McGonagill P.W., Galle C.S., Meier J.L. Phorbol ester-induced human cytomegalovirus major immediate-early (MIE) enhancer activation through PKC-delta, CREB, and NF-kappaB desilences MIE gene expression in quiescently infected human pluripotent NTera2 cells // J. Virol. — 2010. — Vol.84, — №17. — p.8495.

213 Livak K.J., Schmittgen T.D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta C(T)) Method // Methods. — 2001. — Vol.25, — №4.

— p.402.

214 Long Y.C., Glund S., Garcia-Roves P.M., Zierath J.R. Calcineurin regulates skeletal muscle metabolism via coordinated changes in gene expression // J. Biol. Chem. — 2007. — Vol.282,

— №3. — p.1607.

215 Louard R.J., Fryburg D.A., Gelfand R.A., Barrett E.J. Insulin sensitivity of protein and glucose metabolism in human forearm skeletal muscle // J. Clin. Invest. — 1992. — Vol.90, — №6. — p.2348.

216 Louis E., Raue U., Yang Y., Jemiolo B., Trappe S. Time course of proteolytic, cytokine, and myostatin gene expression after acute exercise in human skeletal muscle // J. Appl. Physiol. — 2007. — Vol.103, — №5. — p.1744.

217 Lu J., McKinsey T.A., Nicol R.L., Olson E.N. Signal-dependent activation of the MEF2 transcription factor by dissociation from histone deacetylases // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.

— 2000. — Vol.97, — №8. — p.4070.

218 Luden N., Hayes E., Galpin A., Minchev K., Jemiolo B., Raue U., Trappe T.A., Harber M.P., Bowers T., Trappe S. Myocellular basis for tapering in competitive distance runners // J. Appl. Physiol (1985. ). — 2010. — Vol.108, — №6. — p.1501.

219 Lundby C., Jacobs R.A. Adaptations of skeletal muscle mitochondria to exercise training // Exp. Physiol. — 2016. — Vol.101, — №1. — p.17.

220 Lysenko E.A., Vepkhvadze T.F., Lednev E.M., Vinogradova O.L., Popov D.V. Branched-chain amino acids administration suppresses endurance exercise-related activation of ubiquitin proteasome signaling in trained human skeletal muscle // J. Physiol Sci. — 2018. — Vol.68, — №1. — p.43.

221 MacInnis M.J., Gibala M.J. Physiological adaptations to interval training and the role of exercise intensity // J. Physiol. — 2016.

222 MacInnis M.J., Zacharewicz E., Martin B.J., Haikalis M.E., Skelly L.E., Tarnopolsky M.A., Murphy R.M., Gibala M.J. Superior mitochondrial adaptations in human skeletal muscle after interval compared to continuous single-leg cycling matched for total work // J. Physiol. — 2016.

223 Mahoney D.J., Parise G., Melov S., Safdar A., Tarnopolsky M.A. Analysis of global mRNA expression in human skeletal muscle during recovery from endurance exercise // FASEB J. — 2005. — Vol.19, — №11. — p.1498.

224 Major J.L., Dewan A., Salih M., Leddy J.J., Tuana B.S. E2F6 Impairs Glycolysis and Activates BDH1 Expression Prior to Dilated Cardiomyopathy // PLoS. One. — 2017. — Vol.12, — №1.

— p.e0170066.

225 Maki T., Yamamoto D., Nakanishi S., Iida K., Iguchi G., Takahashi Y., Kaji H., Chihara K., Okimura Y. Branched-chain amino acids reduce hindlimb suspension-induced muscle atrophy and protein levels of atrogin-1 and MuRF1 in rats // Nutr. Res. — 2012. — Vol.32, — №9. — p.676.

226 Malin S.K., Gerber R., Chipkin S.R., Braun B. Independent and combined effects of exercise training and metformin on insulin sensitivity in individuals with prediabetes // Diabetes Care.

— 2012. — Vol.35, — №1. — p.131.

227 Malin S.K., Nightingale J., Choi S.E., Chipkin S.R., Braun B. Metformin modifies the exercise training effects on risk factors for cardiovascular disease in impaired glucose tolerant adults // Obesity. (Silver. Spring). — 2013. — Vol.21, — №1. — p.93.

228 Martinez-Redondo V., Jannig P.R., Correia J.C., Ferreira D.M., Cervenka I., Lindvall J.M., Sinha I., Izadi M., Pettersson-Klein A.T., Agudelo L.Z., Gimenez-Cassina A., Brum P.C., Dahlman-Wright K., Ruas J.L. Peroxisome Proliferator-activated Receptor gamma Coactivator-1 alpha Isoforms Selectively Regulate Multiple Splicing Events on Target Genes // J. Biol. Chem. — 2016. — Vol.291, — №29. — p.15169.

229 Martinez-Redondo V., Pettersson A.T., Ruas J.L. The hitchhiker's guide to PGC-1alpha isoform structure and biological functions // Diabetologia. — 2015. — Vol.58, — №9. — p.1969.

230 McCarthy J.J., Andrews J.L., McDearmon E.L., Campbell K.S., Barber B.K., Miller B.H., Walker J.R., Hogenesch J.B., Takahashi J.S., Esser K.A. Identification of the circadian transcriptome in adult mouse skeletal muscle // Physiol Genomics. — 2007. — Vol.31, — №1.

— p.86.

231 McConell G.K., Lee-Young R.S., Chen Z.P., Stepto N.K., Huynh N.N., Stephens T.J., Canny B.J., Kemp B.E. Short-term exercise training in humans reduces AMPK signalling during prolonged exercise independent of muscle glycogen // J. Physiol. — 2005. — Vol.568, — №Pt 2. — p.665.

232 McGee S.L., Fairlie E., Garnham A.P., Hargreaves M. Exercise-induced histone modifications in human skeletal muscle // J. Physiol. — 2009. — Vol.587, — №Pt 24. — p.5951.

233 McGee S.L., Hargreaves M. Exercise and myocyte enhancer factor 2 regulation in human skeletal muscle // Diabetes. — 2004. — Vol.53, — №5. — p.1208.

234 McGee S.L., Howlett K.F., Starkie R.L., Cameron-Smith D., Kemp B.E., Hargreaves M. Exercise increases nuclear AMPK alpha2 in human skeletal muscle // Diabetes. — 2003. — Vol.52, — №4. — p.926.

235 McGee S.L., van Denderen B.J., Howlett K.F., Mollica J., Schertzer J.D., Kemp B.E., Hargreaves M. AMP-activated protein kinase regulates GLUT4 transcription by phosphorylating histone deacetylase 5 // Diabetes. — 2008. — Vol.57, — №4. — p.860.

236 McKay B.R., O'Reilly C.E., Phillips S.M., Tarnopolsky M.A., Parise G. Co-expression of IGF-1 family members with myogenic regulatory factors following acute damaging muscle-lengthening contractions in humans // J Physiol. — 2008. — Vol.586, — №Pt 22. — p.5549.

237 Merry T.L., Ristow M. Nuclear factor erythroid-derived 2-like 2 (NFE2L2, Nrf2) mediates exercise-induced mitochondrial biogenesis and the anti-oxidant response in mice // J. Physiol.

— 2016. — Vol.594, — №18. — p.5195.

238 Miller B.H., McDearmon E.L., Panda S., Hayes K.R., Zhang J., Andrews J.L., Antoch M.P., Walker J.R., Esser K.A., Hogenesch J.B., Takahashi J.S. Circadian and CLOCK-controlled regulation of the mouse transcriptome and cell proliferation // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.

— 2007. — Vol.104, — №9. — p.3342.

239 Miller R.A., Chu Q., Xie J., Foretz M., Viollet B., Birnbaum M.J. Biguanides suppress hepatic glucagon signalling by decreasing production of cyclic AMP // Nature. — 2013. — Vol.494,

— №7436. — p.256.

240 Mitchell W.K., Phillips B.E., Williams J.P., Rankin D., Lund J.N., Smith K., Atherton P.J. A dose- rather than delivery profile-dependent mechanism regulates the "muscle-full" effect in response to oral essential amino acid intake in young men // J. Nutr. — 2015. — Vol.145, — №2. — p.207.

241 Mitchell W.K., Phillips B.E., Williams J.P., Rankin D., Lund J.N., Smith K., Atherton P.J. A dose- rather than delivery profile-dependent mechanism regulates the "muscle-full" effect in response to oral essential amino acid intake in young men // J. Nutr. — 2015. — Vol.145, — №2. — p.207.

242 Miura S., Kai Y., Kamei Y., Ezaki O. Isoform-specific increases in murine skeletal muscle peroxisome proliferator-activated receptor-gamma coactivator-1alpha (PGC-1alpha) mRNA in response to beta2-adrenergic receptor activation and exercise // Endocrinology. — 2008. — Vol.149, — №9. — p.4527.

243 Miura S., Kawanaka K., Kai Y., Tamura M., Goto M., Shiuchi T., Minokoshi Y., Ezaki O. An increase in murine skeletal muscle peroxisome proliferator-activated receptor-gamma coactivator-1alpha (PGC-1alpha) mRNA in response to exercise is mediated by beta-adrenergic receptor activation // Endocrinology. — 2007. — Vol.148, — №7. — p.3441.

244 Moore D.R., Robinson M.J., Fry J.L., Tang J.E., Glover E.I., Wilkinson S.B., Prior T., Tarnopolsky M.A., Phillips S.M. Ingested protein dose response of muscle and albumin protein synthesis after resistance exercise in young men // Am. J. Clin. Nutr. — 2009. — Vol.89, — №1. — p.161.

245 Mortensen O.H., Plomgaard P., Fischer C.P., Hansen A.K., Pilegaard H., Pedersen B.K. PGC-1beta is downregulated by training in human skeletal muscle: no effect of training twice every second day vs. once daily on expression of the PGC-1 family // J Appl. Physiol. — 2007. — Vol.103, — №5. — p.1536.

246 Morton J.P., Maclaren D.P., Cable N.T., Campbell I.T., Evans L., Kayani A.C., McArdle A., Drust B. Trained men display increased basal heat shock protein content of skeletal muscle // Med. Sci. Sports Exerc. — 2008. — Vol.40, — №7. — p.1255.

247 Murgia M., Nagaraj N., Deshmukh A.S., Zeiler M., Cancellara P., Moretti I., Reggiani C., Schiaffino S., Mann M. Single muscle fiber proteomics reveals unexpected mitochondrial specialization // EMBO Rep. — 2015. — Vol.16, — №3. — p.387.

248 Nakashima K., Yakabe Y. AMPK activation stimulates myofibrillar protein degradation and expression of atrophy-related ubiquitin ligases by increasing FOXO transcription factors in C2C12 myotubes // Biosci. Biotechnol. Biochem. — 2007. — Vol.71, — №7. — p.1650.

249 Narkar V.A., Fan W., Downes M., Yu R.T., Jonker J.W., Alaynick W.A., Banayo E., Karunasiri M.S., Lorca S., Evans R.M. Exercise and PGC-1alpha-independent synchronization of type I muscle metabolism and vasculature by ERRgamma // Cell Metab. — 2011. — Vol.13,

— №3. — p.283.

250 Neubauer O., Sabapathy S., Ashton K.J., Desbrow B., Peake J.M., Lazarus R., Wessner B., Cameron-Smith D., Wagner K.H., Haseler L.J., Bulmer A.C. Time course-dependent changes in the transcriptome of human skeletal muscle during recovery from endurance exercise: from inflammation to adaptive remodeling // J. Appl. Physiol (1985. ). — 2014. — Vol.116, — №3.

— p.274.

251 Newman J.R., Keating A.E. Comprehensive identification of human bZIP interactions with coiled-coil arrays // Science. — 2003. — Vol.300, — №5628. — p.2097.

252 Nielsen J.N., Mustard K.J., Graham D.A., Yu H., MacDonald C.S., Pilegaard H., Goodyear L.J., Hardie D.G., Richter E.A., Wojtaszewski J.F. 5'-AMP-activated protein kinase activity and subunit expression in exercise-trained human skeletal muscle // J. Appl. Physiol. — 2003.

— Vol.94, — №2. — p.631.

253 Nordsborg N.B., Lundby C., Leick L., Pilegaard H. Relative workload determines exercise-induced increases in PGC-1alpha mRNA // Med. Sci. Sports Exerc. — 2010. — Vol.42, — №8. — p.1477.

254 Norrbom J., Sallstedt E.K., Fischer H., Sundberg C.J., Rundqvist H., Gustafsson T. Alternative splice variant PGC-1alpha-b is strongly induced by exercise in human skeletal muscle // Am. J. Physiol Endocrinol. Metab. — 2011. — Vol.301, — №6. — p.E1092.

255 Norrbom J., Sundberg C.J., Ameln H., Kraus W.E., Jansson E., Gustafsson T. PGC-1alpha mRNA expression is influenced by metabolic perturbation in exercising human skeletal muscle // J. Appl. Physiol. — 2004. — Vol.96, — №1. — p.189.

256 Norrbom J., Wallman S.E., Gustafsson T., Rundqvist H., Jansson E., Sundberg C.J. Training response of mitochondrial transcription factors in human skeletal muscle // Acta Physiol (Oxf).

— 2010. — Vol.198, — №1. — p.71.

257 Novikova D.S., Garabadzhiu A.V., Melino G., Barlev N.A., Tribulovich V.G. AMP-activated protein kinase: structure, function, and role in pathological processes // Biochemistry (Mosc. ).

— 2015. — Vol.80, — №2. — p.127.

258 Olesen J., Kiilerich K., Pilegaard H. PGC-1alpha-mediated adaptations in skeletal muscle // Pflugers Arch. — 2010. — Vol.460, — №1. — p.153.

259 Olson B.L., Hock M.B., Ekholm-Reed S., Wohlschlegel J.A., Dev K.K., Kralli A., Reed S.I. SCFCdc4 acts antagonistically to the PGC-1alpha transcriptional coactivator by targeting it for ubiquitin-mediated proteolysis // Genes Dev. — 2008. — Vol.22, — №2. — p.252.

260 Ost M., Coleman V., Kasch J., Klaus S. Regulation of myokine expression: Role of exercise and cellular stress // Free Radic. Biol. Med. — 2016. — Vol.98. — p.78.

261 Pagano A.F., Py G., Bernardi H., Candau R.B., Sanchez A.M. Autophagy and protein turnover signaling in slow-twitch muscle during exercise // Med. Sci. Sports Exerc. — 2014. — Vol.46,

— №7. — p.1314.

262 Paula-Gomes S., Goncalves D.A., Baviera A.M., Zanon N.M., Navegantes L.C., Kettelhut I.C. Insulin suppresses atrophy- and autophagy-related genes in heart tissue and cardiomyocytes through AKT/FOXO signaling // Horm. Metab Res. — 2013. — Vol.45, — №12. — p.849.

263 Pearen M.A., Eriksson N.A., Fitzsimmons R.L., Goode J.M., Martel N., Andrikopoulos S., Muscat G.E. The nuclear receptor, Nor-1, markedly increases type II oxidative muscle fibers and resistance to fatigue // Mol. Endocrinol. — 2012. — Vol.26, — №3. — p.372.

264 Pearen M.A., Goode J.M., Fitzsimmons R.L., Eriksson N.A., Thomas G.P., Cowin G.J., Wang S.C., Tuong Z.K., Muscat G.E. Transgenic muscle-specific Nor-1 expression regulates multiple pathways that effect adiposity, metabolism, and endurance // Mol. Endocrinol. — 2013. — Vol.27, — №11. — p.1897.

265 Pearen M.A., Muscat G.E.O. The Nuclear Receptor Nor-1 Is a Pleiotropic Regulator of Exercise-Induced Adaptations // Exerc. Sport Sci. Rev. — 2018. — Vol.46, — №2. — p.97.

266 Pedersen B.K., Febbraio M.A. Muscles, exercise and obesity: skeletal muscle as a secretory organ // Nat. Rev. Endocrinol. — 2012. — Vol.8, — №8. — p.457.

267 Pedrosa R.G., Donato J., Jr., Pires I.S., Tirapegui J. Leucine supplementation increases serum insulin-like growth factor 1 concentration and liver protein/RNA ratio in rats after a period of nutritional recovery // Appl. Physiol Nutr. Metab. — 2013. — Vol.38, — №6. — p.694.

268 Perez-Schindler J., Summermatter S., Salatino S., Zorzato F., Beer M., Balwierz P.J., van N.E., Feige J.N., Auwerx J., Handschin C. The corepressor NCoR1 antagonizes PGC-1alpha and estrogen-related receptor alpha in the regulation of skeletal muscle function and oxidative metabolism // Mol. Cell Biol. — 2012. — Vol.32, — №24. — p.4913.

269 Perez-Schindler J., Summermatter S., Santos G., Zorzato F., Handschin C. The transcriptional coactivator PGC-1alpha is dispensable for chronic overload-induced skeletal muscle hypertrophy and metabolic remodeling // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. — 2013. — Vol.110,

— №50. — p.20314.

270 Perry C.G., Lally J., Holloway G.P., Heigenhauser G.J., Bonen A., Spriet L.L. Repeated transient mRNA bursts precede increases in transcriptional and mitochondrial proteins during training in human skeletal muscle // J. Physiol. — 2010. — Vol.588, — №Pt 23. — p.4795.

271 Pikosky M.A., Gaine P.C., Martin W.F., Grabarz K.C., Ferrando A.A., Wolfe R.R., Rodriguez N.R. Aerobic exercise training increases skeletal muscle protein turnover in healthy adults at rest // J. Nutr. — 2006. — Vol.136, — №2. — p.379.

272 Pilegaard H., Richter E.A. PGC-1alpha: important for exercise performance? // J. Appl. Physiol (1985. ). — 2008. — Vol.104, — №5. — p.1264.

273 Pilegaard H., Saltin B., Neufer P.D. Exercise induces transient transcriptional activation of the PGC-1alpha gene in human skeletal muscle // J. Physiol. — 2003. — Vol.546, — №Pt 3. — p.851.

274 Pogozelski A.R., Geng T., Li P., Yin X., Lira V.A., Zhang M., Chi J.T., Yan Z. p38gamma mitogen-activated protein kinase is a key regulator in skeletal muscle metabolic adaptation in mice // PLoS. One. — 2009. — Vol.4, — №11. — p.e7934.

275 Popov D.V., Bachinin A.V., Lysenko E.A., Miller T.F., Vinogradova O.L. Exercise-induced expression of peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator-1alpha isoforms in skeletal muscle of endurance-trained males // J. Physiol Sci. — 2014. — Vol.64, — №5. — p.317.

276 Popov D.V., Lysenko E.A., Bachinin A.V., Miller T.F., Kurochkina N.S., Kravchenko I.V., Furalyov V.A., Vinogradova O.L. Influence of resistance exercise intensity and metabolic stress on anabolic signaling and expression of myogenic genes in skeletal muscle // Muscle Nerve. — 2015. — Vol.51, — №3. — p.434.

277 Popov D.V., Lysenko E.A., Bokov R.O., Volodina M.A., Kurochkina N.S., Makhnovskii P.A., Vyssokikh M.Y., Vinogradova O.L. Effect of aerobic training on baseline expression of signaling and respiratory proteins in human skeletal muscle // Physiological Reports. — 2018.

— Vol.6, — №17. — p.e13868.

278 Popov D.V., Lysenko E.A., Butkov A.D., Vepkhvadze T.F., Perfilov D.V., Vinogradova O.L. AMPK does not play a requisite role in regulation of PPARGC1A gene expression via the alternative promoter in endurance-trained human skeletal muscle // Exp. Physiol. — 2017. — Vol.102, — №3. — p.366.

279 Popov D.V., Lysenko E.A., Kuzmin I.V., Vinogradova O.L., Grigoriev A.I. Regulation of PGC-1a Isoform Expression in Skeletal Muscles // Acta Naturae. — 2015. — Vol.7, — №1(24). — p.48.

280 Popov D.V., Lysenko E.A., Makhnovskii P.A., Kurochkina N.A., Vinogradova O.L. Regulation of PPARGC1A gene expression in trained and untrained human skeletal muscle // Physiological Reports. — 2017. — Vol.5, — №23. — p.e13543.

281 Popov D.V., Lysenko E.A., Miller T.F., Bachinin A.V., Perfilov D.V., Vinogradova O.L. The effect of single aerobic exercise on the regulation of mitochondrial biogenesis in skeletal muscles of trained men: a time-course study // Human Physiology. — 2015. — Vol.41, — №3.

— p.296.

282 Popov D.V., Lysenko E.A., Vepkhvadze T.F., Kurochkina N.S., Maknovskii P.A., Vinogradova O.L. Promoter-specific regulation of ppargc1a gene expression in human skeletal muscle // J. Mol. Endocrinol. — 2015. — Vol.55, — №2. — p.159.

283 Popov D.V., Makhnovskii P.A., Kurochkina N.S., Lysenko E.A., Vepkhvadze T.F., Vinogradova O.L. Intensity-dependent gene expression after aerobic exercise in endurance-trained skeletal muscle // Biology of Sport. — 2018. — Vol.35, — №3. — p.277.

284 Popov D.V., Makhnovskii P.A., Shagimardanova E.I., Gazizova G.R., Lysenko E.A., Gusev O.A., Vinogradova O.L. Contractile activity-specific transcriptome response to acute endurance exercise and training in human skeletal muscle // Am J Physiol Endocrinol Metab.

— 2019. — Vol.316, — Feb 19. doi: 10.1152/ajpendo.00449.2018. [Epub ahead of print].

285 Popov D.V., Zinovkin R.A., Karger E.M., Tarasova O.S., Vinogradova O.L. Effects of continuous and intermittent aerobic exercise upon mRNA expression of metabolic genes in

human skeletal muscle // The Journal of Sports Medicine and Physical Fitness. — 2014. — Vol.54. — p.362.

286 Potthoff M.J., Arnold M.A., McAnally J., Richardson J.A., Bassel-Duby R., Olson E.N. Regulation of skeletal muscle sarcomere integrity and postnatal muscle function by Mef2c // Mol. Cell Biol. — 2007. — Vol.27, — №23. — p.8143.

287 Potthoff M.J., Wu H., Arnold M.A., Shelton J.M., Backs J., McAnally J., Richardson J.A., Bassel-Duby R., Olson E.N. Histone deacetylase degradation and MEF2 activation promote the formation of slow-twitch myofibers // J. Clin. Invest. — 2007. — Vol.117, — №9. — p.2459.

288 Psilander N., Frank P., Flockhart M., Sahlin K. Adding strength to endurance training does not enhance aerobic capacity in cyclists // Scand. J. Med. Sci. Sports. — 2015. — Vol.25, — №4.

— p.e353.

289 Psilander N., Wang L., Westergren J., Tonkonogi M., Sahlin K. Mitochondrial gene expression in elite cyclists: effects of high-intensity interval exercise // Eur. J. Appl. Physiol. — 2010. — Vol.110, — №3. — p.597.

290 Puigserver P., Rhee J., Lin J., Wu Z., Yoon J.C., Zhang C.Y., Krauss S., Mootha V.K., Lowell B.B., Spiegelman B.M. Cytokine stimulation of energy expenditure through p38 MAP kinase activation of PPARgamma coactivator-1 // Mol. Cell. — 2001. — Vol.8, — №5. — p.971.

291 Puigserver P., Wu Z., Park C.W., Graves R., Wright M., Spiegelman B.M. A cold-inducible coactivator of nuclear receptors linked to adaptive thermogenesis // Cell. — 1998. — Vol.92,

— №6. — p.829.

292 Rahnert J.A., Zheng B., Hudson M.B., Woodworth-Hobbs M.E., Price SR. Glucocorticoids Alter CRTC-CREB Signaling in Muscle Cells: Impact on PGC-1alpha Expression and Atrophy Markers // PLoS. One. — 2016. — Vol.11, — №7. — p.e0159181.

293 Rangwala S.M., Wang X., Calvo J.A., Lindsley L., Zhang Y., Deyneko G., Beaulieu V., Gao J., Turner G., Markovits J. Estrogen-related receptor gamma is a key regulator of muscle mitochondrial activity and oxidative capacity // J. Biol. Chem. — 2010. — Vol.285, — №29.

— p.22619.

294 Rask-Andersen M., Masuram S., Schioth H.B. The druggable genome: Evaluation of drug targets in clinical trials suggests major shifts in molecular class and indication // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. — 2014. — Vol.54. — p.9.

295 Ravnskjaer K., Kester H., Liu Y., Zhang X., Lee D., Yates J.R., III, Montminy M. Cooperative interactions between CBP and TORC2 confer selectivity to CREB target gene expression // EMBO J. — 2007. — Vol.26, — №12. — p.2880.

296 Reichkendler M.H., Rosenkilde M., Auerbach P.L., Agerschou J., Nielsen M.B., Kjaer A., Hoejgaard L., Sjodin A., Ploug T., Stallknecht B. Only minor additional metabolic health benefits of high as opposed to moderate dose physical exercise in young, moderately overweight men // Obesity. (Silver. Spring). — 2014. — Vol.22, — №5. — p.1220.

297 Ren Y., Jiang H., Ma D., Nakaso K., Feng J. Parkin degrades estrogen-related receptors to limit the expression of monoamine oxidases // Hum. Mol. Genet. — 2011. — Vol.20, — №6. — p.1074.

298 Rennie M.J., Bohe J., Smith K., Wackerhage H., Greenhaff P. Branched-chain amino acids as fuels and anabolic signals in human muscle // J. Nutr. — 2006. — Vol.136, — №1 Suppl. — p.264S.

299 Richter E.A., Ruderman N.B. AMPK and the biochemistry of exercise: implications for human health and disease // Biochem. J. — 2009. — Vol.418, — №2. — p.261.

300 Roberts-Wilson T.K., Reddy R.N., Bailey J.L., Zheng B., Ordas R., Gooch J.L., Price SR. Calcineurin signaling and PGC-1alpha expression are suppressed during muscle atrophy due to diabetes // Biochim. Biophys. Acta. — 2010. — Vol.1803, — №8. — p.960.

301 Robinson M.M., Dasari S., Konopka A.R., Johnson M.L., Manjunatha S., Esponda R.R., Carter R.E., Lanza I.R., Nair K.S. Enhanced Protein Translation Underlies Improved Metabolic and Physical Adaptations to Different Exercise Training Modes in Young and Old Humans // Cell Metab. — 2017. — Vol.25, — №3. — p.581.

302 Robinson M.M., Richards J.C., Hickey M.S., Moore D.R., Phillips S.M., Bell C., Miller B.F. Acute (beta)-adrenergic stimulation does not alter mitochondrial protein synthesis or markers of mitochondrial biogenesis in adult men // Am. J. Physiol Regul. Integr. Comp Physiol. — 2010. — Vol.298, — №1. — p.R25.

303 Rodier G., Kirsh O., Baraibar M., Houles T., Lacroix M., Delpech H., Hatchi E., Arnould S., Severac D., Dubois E., Caramel J., Julien E., Friguet B., Le C.L., Sardet C. The transcription factor E4F1 coordinates CHK1-dependent checkpoint and mitochondrial functions // Cell Rep.

— 2015. — Vol.11, — №2. — p.220.

304 Rose A.J., Bisiani B., Vistisen B., Kiens B., Richter E.A. Skeletal muscle eEF2 and 4EBP1 phosphorylation during endurance exercise is dependent on intensity and muscle fiber type // Am. J. Physiol Regul. Integr. Comp Physiol. — 2009. — Vol.296, — №2. — p.R326.

305 Rose A.J., Broholm C., Kiillerich K., Finn S.G., Proud C.G., Rider M.H., Richter E.A., Kiens B. Exercise rapidly increases eukaryotic elongation factor 2 phosphorylation in skeletal muscle of men // J. Physiol. — 2005. — Vol.569, — №Pt 1. — p.223.

306 Rose A.J., Frosig C., Kiens B., Wojtaszewski J.F., Richter E.A. Effect of endurance exercise training on Ca2+ calmodulin-dependent protein kinase II expression and signalling in skeletal muscle of humans // J. Physiol. — 2007. — Vol.583, — №Pt 2. — p.785.

307 Rose A.J., Hargreaves M. Exercise increases Ca2+-calmodulin-dependent protein kinase II activity in human skeletal muscle // J. Physiol. — 2003. — Vol.553, — №Pt 1. — p.303.

308 Rose A.J., Kiens B., Richter E.A. Ca2+-calmodulin-dependent protein kinase expression and signalling in skeletal muscle during exercise // J. Physiol. — 2006. — Vol.574, — №Pt 3. — p.889.

309 Rosenkilde M., Reichkendler M.H., Auerbach P., Bonne T.C., Sjodin A., Ploug T., Stallknecht B.M. Changes in peak fat oxidation in response to different doses of endurance training // Scand. J. Med. Sci. Sports. — 2015. — Vol.25, — №1. — p.41.

310 Rowe G.C., El-Khoury R., Patten I.S., Rustin P., Arany Z. PGC-1alpha is dispensable for exercise-induced mitochondrial biogenesis in skeletal muscle // PLoS. One. — 2012. — Vol.7,

— №7. — p.e41817.

311 Rowe G.C., Raghuram S., Jang C., Nagy J.A., Patten I.S., Goyal A., Chan M.C., Liu L.X., Jiang A., Spokes K.C., Beeler D., Dvorak H., Aird W.C., Arany Z. PGC-1alpha Induces SPP1 to Activate Macrophages and Orchestrate Functional Angiogenesis in Skeletal Muscle // Circ. Res. — 2014. — Vol.115, — №5. — p.504.

312 Rowlands D.S., Nelson A.R., Phillips S.M., Faulkner J.A., Clarke J., Burd N.A., Moore D., Stellingwerff T. Protein-leucine fed dose effects on muscle protein synthesis after endurance exercise // Med. Sci. Sports Exerc. — 2015. — Vol.47, — №3. — p.547.

313 Ruas J.L., White J.P., Rao R.R., Kleiner S., Brannan K.T., Harrison B.C., Greene N.P., Wu J., Estall J.L., Irving B.A., Lanza I.R., Rasbach K.A., Okutsu M., Nair K.S., Yan Z., Leinwand L.A., Spiegelman B.M. A PGC-1alpha isoform induced by resistance training regulates skeletal muscle hypertrophy // Cell. — 2012. — Vol.151, — №6. — p.1319.

314 Russell A.P., Feilchenfeldt J., Schreiber S., Praz M., Crettenand A., Gobelet C., Meier C.A., Bell D.R., Kralli A., Giacobino J.P., Deriaz O. Endurance training in humans leads to fiber type-specific increases in levels of peroxisome proliferator-activated receptor-gamma coactivator-1 and peroxisome proliferator-activated receptor-alpha in skeletal muscle // Diabetes. — 2003. — Vol.52, — №12. — p.2874.

315 Safdar A., Little J.P., Stokl A.J., Hettinga B.P., Akhtar M., Tarnopolsky M.A. Exercise increases mitochondrial PGC-1alpha content and promotes nuclear-mitochondrial cross-talk to coordinate mitochondrial biogenesis // J. Biol. Chem. — 2011. — Vol.286, — №12. — p.10605.

316 Salatino S., Kupr B., Baresic M., van N.E., Handschin C. The Genomic Context and Corecruitment of SP1 Affect ERRalpha Coactivation by PGC-1alpha in Muscle Cells // Mol. Endocrinol. — 2016. — Vol.30, — №7. — p.809.

317 Saltin B., Henriksson J., Nygaard E., Andersen P., Jansson E. Fiber types and metabolic potentials of skeletal muscles in sedentary man and endurance runners // Ann. N. Y. Acad. Sci.

— 1977. — Vol.301. — p.3.

318 San-Millan I., Brooks G.A. Assessment of Metabolic Flexibility by Means of Measuring Blood Lactate, Fat, and Carbohydrate Oxidation Responses to Exercise in Professional Endurance Athletes and Less-Fit Individuals // Sports Med. — 2018. — Vol.48, — №2. — p.467.

319 Sanchez A.M., Candau R.B., Bernardi H. FoxO transcription factors: their roles in the maintenance of skeletal muscle homeostasis // Cell Mol. Life Sci. — 2014. — Vol.71, — №9.

— p.1657.

320 Sano M., Tokudome S., Shimizu N., Yoshikawa N., Ogawa C., Shirakawa K., Endo J., Katayama T., Yuasa S., Ieda M., Makino S., Hattori F., Tanaka H., Fukuda K. Intramolecular control of protein stability, subnuclear compartmentalization, and coactivator function of peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator 1alpha // J. Biol. Chem. — 2007.

— Vol.282, — №35. — p.25970.

321 Scarpulla R.C. Nuclear control of respiratory chain expression by nuclear respiratory factors and PGC-1-related coactivator // Ann. N. Y. Acad. Sci. — 2008. — Vol.1147. — p.321.

322 Scarpulla R.C. Transcriptional paradigms in mammalian mitochondrial biogenesis and function // Physiol Rev. — 2008. — Vol.88, — №2. — p.611.

323 Schmutz S., Dapp C., Wittwer M., Vogt M., Hoppeler H., Fluck M. Endurance training modulates the muscular transcriptome response to acute exercise // Pflugers Arch. — 2006. — Vol.451, — №5. — p.678.

324 Schnyder S., Handschin C. Skeletal muscle as an endocrine organ: PGC-1alpha, myokines and exercise // Bone. — 2015. — Vol.80. — p.115.

325 Schroder E.A., Harfmann B.D., Zhang X., Srikuea R., England J.H., Hodge B.A., Wen Y., Riley L.A., Yu Q., Christie A., Smith J.D., Seward T., Wolf Horrell E.M., Mula J., Peterson C.A., Butterfield T.A., Esser K.A. Intrinsic muscle clock is necessary for musculoskeletal health // J. Physiol. — 2015. — Vol.593, — №24. — p.5387.

326 Schurch M.A., Rizzoli R., Slosman D., Vadas L., Vergnaud P., Bonjour J.P. Protein supplements increase serum insulin-like growth factor-I levels and attenuate proximal femur bone loss in patients with recent hip fracture. A randomized, double-blind, placebo-controlled trial // Ann. Intern. Med. — 1998. — Vol.128, — №10. — p.801.

327 Schwanhausser B., Busse D., Li N., Dittmar G., Schuchhardt J., Wolf J., Chen W., Selbach M. Global quantification of mammalian gene expression control // Nature. — 2011. — Vol.473,

— №7347. — p.337.

328 Screaton R.A., Conkright M.D., Katoh Y., Best J.L., Canettieri G., Jeffries S., Guzman E., Niessen S., Yates J.R., III, Takemori H., Okamoto M., Montminy M. The CREB coactivator TORC2 functions as a calcium- and cAMP-sensitive coincidence detector // Cell. — 2004. — Vol.119, — №1. — p.61.

329 Scribbans T.D., Edgett B.A., Bonafiglia J.T., Baechler B.L., Quadrilatero J., Gurd B.J. A systematic upregulation of nuclear and mitochondrial genes is not present in the initial postexercise recovery period in human skeletal muscle // Appl. Physiol Nutr. Metab. — 2017.

— Vol.42, — №6. — p.571.

330 Scribbans T.D., Edgett B.A., Vorobej K., Mitchell A.S., Joanisse S.D., Matusiak J.B., Parise G., Quadrilatero J., Gurd B.J. Fibre-specific responses to endurance and low volume high intensity interval training: striking similarities in acute and chronic adaptation // PLoS. One. — 2014. — Vol.9, — №6. — p.e98119.

331 Shaw R.J., Lamia K.A., Vasquez D., Koo S.H., Bardeesy N., Depinho R.A., Montminy M., Cantley L.C. The kinase LKB1 mediates glucose homeostasis in liver and therapeutic effects of metformin // Science. — 2005. — Vol.310, — №5754. — p.1642.

332 Shaywitz A.J., Greenberg M.E. CREB: a stimulus-induced transcription factor activated by a diverse array of extracellular signals // Annu. Rev. Biochem. — 1999. — Vol.68. — p.821.

333 Sheldon A., Booth F.W., Kirby C.R. cAMP levels in fast- and slow-twitch skeletal muscle after an acute bout of aerobic exercise // Am. J. Physiol. — 1993. — Vol.264, — №6 Pt 1. — p.C1500.

334 Shen T., Liu Y., Schneider M.F. Localization and regulation of the N terminal splice variant of PGC-1alpha in adult skeletal muscle fibers // J. Biomed. Biotechnol. — 2012. — Vol.2012. — p.989263.

335 Shepherd S.O., Cocks M., Tipton K.D., Ranasinghe A.M., Barker T.A., Burniston J.G., Wagenmakers A.J., Shaw C.S. Sprint interval and traditional endurance training increase net

intramuscular triglyceride breakdown and expression of perilipin 2 and 5 // J. Physiol. — 2013. — Vol.591, — №3. — p.657.

336 Silvennoinen M., Ahtiainen J.P., Hulmi J.J., Pekkala S., Taipale R.S., Nindl B.C., Laine T., Hakkinen K., Selanne H., Kyrolainen H., Kainulainen H. PGC-1 isoforms and their target genes are expressed differently in human skeletal muscle following resistance and endurance exercise // Physiol Rep. — 2015. — Vol.3, — №10. — p.e12563.

337 Smith B.K., Mukai K., Lally J.S., Maher A.C., Gurd B.J., Heigenhauser G.J., Spriet L.L., Holloway G.P. AMP-activated protein kinase is required for exercise-induced peroxisome proliferator-activated receptor co-activator 1 translocation to subsarcolemmal mitochondria in skeletal muscle // J. Physiol. — 2013. — Vol.591, — №Pt 6. — p.1551.

338 Southgate R.J., Neill B., Prelovsek O., El-Osta A., Kamei Y., Miura S., Ezaki O., McLoughlin T.J., Zhang W., Unterman T.G., Febbraio M.A. FOXO1 regulates the expression of 4E-BP1 and inhibits mTOR signaling in mammalian skeletal muscle // J. Biol. Chem. — 2007. — Vol.282, — №29. — p.21176.

339 Soyal S.M., Felder T.K., Auer S., Hahne P., Oberkofler H., Witting A., Paulmichl M., Landwehrmeyer G.B., Weydt P., Patsch W. A greatly extended PPARGC1A genomic locus encodes several new brain-specific isoforms and influences Huntington disease age of onset // Hum. Mol. Genet. — 2012. — Vol.21, — №15. — p.3461.

340 Sriwijitkamol A., Coletta D.K., Wajcberg E., Balbontin G.B., Reyna S.M., Barrientes J., Eagan P.A., Jenkinson C.P., Cersosimo E., DeFronzo R.A., Sakamoto K., Musi N. Effect of acute exercise on AMPK signaling in skeletal muscle of subjects with type 2 diabetes: a time-course and dose-response study // Diabetes. — 2007. — Vol.56, — №3. — p.836.

341 Stefanetti R.J., Lamon S., Wallace M., Vendelbo M.H., Russell A.P., Vissing K. Regulation of ubiquitin proteasome pathway molecular markers in response to endurance and resistance exercise and training // Pflugers Arch. — 2015. — Vol.467, — №7. — p.1523.

342 Stephenson E.J., Stepto N.K., Koch L.G., Britton S.L., Hawley J.A. Divergent skeletal muscle respiratory capacities in rats artificially selected for high and low running ability: a role for Nor1? // J. Appl. Physiol (1985. ). — 2012. — Vol.113, — №9. — p.1403.

343 Stewart R., Flechner L., Montminy M., Berdeaux R. CREB is activated by muscle injury and promotes muscle regeneration // PLoS. One. — 2011. — Vol.6, — №9. — p.e24714.

344 Supek F., Bosnjak M., Skunca N., Smuc T. REVIGO summarizes and visualizes long lists of gene ontology terms // PLoS. One. — 2011. — Vol.6, — №7. — p.e21800.

345 Suwa M., Egashira T., Nakano H., Sasaki H., Kumagai S. Metformin increases the PGC-1alpha protein and oxidative enzyme activities possibly via AMPK phosphorylation in skeletal muscle in vivo // J. Appl. Physiol (1985. ). — 2006. — Vol.101, — №6. — p.1685.

346 Tadaishi M., Miura S., Kai Y., Kano Y., Oishi Y., Ezaki O. Skeletal muscle-specific expression of PGC-1alpha-b, an exercise-responsive isoform, increases exercise capacity and peak oxygen uptake // PLoS. One. — 2011. — Vol.6, — №12. — p.e28290.

347 Tadaishi M., Miura S., Kai Y., Kawasaki E., Koshinaka K., Kawanaka K., Nagata J., Oishi Y., Ezaki O. Effect of exercise intensity and AICAR on isoform-specific expressions of murine

skeletal muscle PGC-1alpha mRNA: a role of beta(2)-adrenergic receptor activation // Am. J. Physiol Endocrinol. Metab. — 2011. — Vol.300, — №2. — p.E341.

348 Tavi P., Westerblad H. The role of in vivo Ca(2)(+) signals acting on Ca(2)(+)-calmodulin-dependent proteins for skeletal muscle plasticity // J. Physiol. — 2011. — Vol.589, — №Pt 21.

— p.5021.

349 Taylor E.B., Lamb J.D., Hurst R.W., Chesser D.G., Ellingson W.J., Greenwood L.J., Porter B.B., Herway S.T., Winder W.W. Endurance training increases skeletal muscle LKB1 and PGC-1alpha protein abundance: effects of time and intensity // Am. J Physiol Endocrinol. Metab. — 2005. — Vol.289, — №6. — p.E960.