Регуляции экспрессии микроРНК в составе кластеров и пиРНК, индуцированных встраиванием мобильных элементов, у Drosophila melanogaster тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Рязанский, Сергей Сергеевич

• Рязанский, Сергей Сергеевич
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Рязанский, Сергей Сергеевич

Список сокращений...................................................................................................4

1. Общая характеристика работы...........................................................................5

1.1. Актуальность темы............................................................................................................5

1.2. Цели и задачи работы........................................................................................................7

1.3. Научная новизна и практическая значимость работы....................................................8

1.4. Апробация работы..............................................................................................................8

1.5. Объём диссертации............................................................................................................9

2. Литературный обзор............................................................................................10

2.1. Механизмы образования и действия миРНК.................................................................10

2.2. Роль миРНК в клетках.....................................................................................................17

2.3. Механизмы регуляции экспрессии миРНК животных.................................................19

2.3.1. Регуляция транскрипции генов миРНК......................................................................19

2.3.2. Регуляция процессинга при-миРНК до пре-миРНК...................................................21

2.3.3. Редактирование миРНК...............................................................................................24

2.3.4. Регуляция стабильности факторов образования миРНК........................................26

2.3.5. Авторегуляторные петли............................................................................................27

2.3.6. Сложные взаимоотношения Lin28 и let-7..................................................................28

2.3.7. Регуляция экспрессии кластеров миРНК....................................................................32

2.4. Происхождение, образование и функции пиРНК.........................................................34

2.4.1. Источники пиРНК в яичниках дрозофилы.................................................................35

2.4.2. Первичный процессинг пиРНК....................................................................................38

2.4.3. Амплификация пиРНК по механизму «пинг-понг».....................................................40

2.4.4. Биологические функции пиРНК...................................................................................42

3. Материалы и методы...........................................................................................46

3.1. Биоинформатические методы.........................................................................................46

3.1.1. Использованные библиотеки коротких РНК.............................................................46

3.1.2. Обработка библиотек коротких РНК.......................................................................46

3.1.3. Обработка данных по уровню экспрессии миРНК....................................................47

3.1.4. Предсказание промоторов кластеров миРНК..........................................................47

3.1.5. Филогенетическаяреконструщия эволюции кластеров миРНК............................47

3.1.6. Выявление коротких РНК из фланкирующих последовательностей МЭ...............48

3.1.7. Выявление МЭ, специфичных для линий.....................................................................48

3.2. Молекулярно-биологические методы............................................................................49

3.2.1. Использованные линии В. melanogaster......................................................................49

3.2.2. Выделение РНК.............................................................................................................49

3.2.3. Выделение геномной ДНК............................................................................................50

3.2.4. Реакция обратной транскрипции...............................................................................51

3.2.5. Полимеразная цепная реакция.....................................................................................51

3.2.6. Количественный ПЦР в реальном времени................................................................51

3.2.7. Обратный ПЦР.............................................................................................................52

3.2.8. Нозерн-блот гибридизация..........................................................................................52

3.2.9. Секвенирование библиотек коротких РНК................................................................53

3.2.10. Секвенирование генома линии м>К.............................................................................54

3.2.11. Последовательности использованных олигонуклеотидов......................................56

4. Результаты.............................................................................................................58

4.1. Общая характеристика кластеров миРНК ОгторИНа те1апс^аз1ег............................58

4.2. Корреляция тканевых профили экспрессии миРНК кластеров...................................58

4.3. Некоординированная экспрессия миРНК некоторых кластеров.................................61

4.4. Поиск промоторов кластеров миРНК............................................................................62

4.5. Корреляции профилей экспрессии миРНК и миРНК*.................................................63

4.6. Идентификация семенник-специфичных миРНК.........................................................64

4.7. Эволюция кластера гш!1-959-964....................................................................................66

4.8. Встройка МЭ в эухроматин индуцирует образование коротких РНК........................68

4.9. Характеристика коротких РНК, индуцированных инсерцией МЭ..............................73

4.10. Образование коротких РНК из флангов зависит от факторов биогенеза пиРНК....76

4.11. Предсказание сайтов встройки МЭ..............................................................................77

4.12. МЭ индуцируют образование коротких РНК в близлежащих генах.........................78

5. Обсуждение............................................................................................................80

6. Выводы..................................................................................................................84

7. Список литературы.............................................................................................85

Список сокращений

миРНК — микроРНК; microRNA, miRNA

пре-миРНК — предшественник миРНК; precursor miRNA, pre-miRNA при-миРНК — первичный предшественник миРНК; primary precursor miRNA, pri-miRNA

пиРНК — короткие РНК, взаимодействующие с Piwi; Piwi-interacting RNAs, piRNA

siPHK — короткие интерфирирующие РНК; small interference RNA, siRNA shPHK — короткие шпилечные РНК; small hairpin RNA, shRNA дцРНК — двухцепочечная РНК

miRISC — миРНК-индуцированный комплекс подавления; miRNA-induced

silencing complex

Ago — белки Argonaute

МЭ — мобильный элемент

мРНК — матричная РНК

З'-НТО — 3' нетранслируемая область мРНК

ОРФ — открытая рамка считывания

п.о. - пара оснований

т.п.о. - тысяча пар оснований

нт. - нуклеотид

TSS — сайт инициации транскрипции; transcription start site

1. Общая характеристика работы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Регуляции экспрессии микроРНК в составе кластеров и пиРНК, индуцированных встраиванием мобильных элементов, у Drosophila melanogaster»

1.1. Актуальность темы

В последние несколько лет у животных и растений открыто несколько классов коротких некодирующих РНК, которые принимают активное участие в регуляции и нормальном функционировании большого количества самых разных биологических процессов. Наибольшее внимание привлекают самые представленные короткие РНК в соматических тканях и гонадах животных — микроРНК (миРНК) и пиРНК (piRNA, Piwi-interacting RNAs), соответственно.

МиРНК имеют размер 21-23 нуклеотида (нт.), найдены у большинства эукариот и характеризуются консервативностью и разнообразием по тканевым профилям экспрессии. Зрелые миРНК образуются в результате многоэтапного созревания, где непосредственным предшественником миРНК является пре-миРНК (pre-miRNA), имеющая размер 60-100 нт. и обладающая характерной шпилько-подобной вторичной структурой. В цитоплазме из стебля шпильки вырезаются зрелые миРНК, причём функциональными являются обе вырезаемые из разных цепей миРНК, но преимущественно стабилизируется только одна из них. Образованные миРНК связываются с белками Argonaute, в комплексе с которыми они могут распознавать комплементарные участки в мРНК-мишени, расположенные преимущественно в 3'-нетранслируемой области (НТО). При этом происходит деградация и/или ингибирование инициации трансляции мРНК. Как правило, сайты узнавания для одной миРНК присутствуют в З'НТО многих мРНК, а одна мРНК может являться мишенью для нескольких миРНК, что способствует формированию сложной регуляторной сети (Bartel, 2004; Berezikov, 2011).

Благодаря своей способности подавлять экспрессию генов, миРНК играют важнейшую роль в регуляции клеточной дифференцировки и пролиферации, росте и развитии организмов, а также участвуют в формировании адаптивного клеточного ответа на стрессовые условия. Хотя регуляторный потенциал миРНК общепризнан и активно изучается, механизмы регуляция экспрессии самих миРНК остаются недостаточно исследованными. Значительное количество близко расположенных генов миРНК, кодирующих шпильки пре-миРНК, образуют кластеры, и вопрос регуляции их экспрессии является важным для понимания общих принципов регуляции миРНК. Поскольку часто зрелые миРНК из одного кластера обнаруживаются в одних и тех же тканях, то обычно предполагается, что кластер транскрибируется с образованием

5

единого полицистронного первичного предшественника, который затем процессируется до индивидуальных миРНК. Некоторые экспериментальные данные действительно подтверждают наличие полицистронных предшественников (Altuvia et al., 2005; Biemar et al., 2005). Можно также предполагать, что миРНК, объединяемые в кластеры, способны транскрибироваться независимо друг от друга. Однако есть пример и того, как вырезаемая из полицистронного транскрипта пре-миРНК (let-7) подвергается посттранскрипционной регуляции эффективности процессинга с участием белка Lin-28, что в результате приводит к её деградации (Newman et al., 2008; Piskounova et al., 2008). В целом, величины вкладов транскрипционных и пост-транскрипционных механизмов в регуляцию экспрессии кластерных миРНК остаются неизвестными.

Хотя миРНК активно участвуют в регуляции клеточных процессов как в соматических, так и в терминальных тканях, некоторые данные свидетельствуют о том, что роль миРНК в последних может не ограничиваться просто подавлением экспрессии генов. Так, предположено, что семенник-экспрессирующиеся миРНК млекопитающих могут принимать участие в формировании репродуктивной изоляции видов. В качестве аргумента привлекается свидетельство повышенной скорости эволюции последовательности семенник-специфичных миРНК по сравнению с «несеменниковыми» миРНК (Guo et al., 2009; Zhang et al., 2007), и поэтому эти миРНК с различными последовательностями в разных видах могут иметь разные спектры регулируемых мишеней, которые могут принимать участие в механизмах оплодотворения. Остаётся неизвестным, действительно это наблюдение можно распространить на другие виды животных. Особенный интерес представляют в этом плане миРНК из кластеров, которые, как предполагается, могут регулировать функционально-связанные мишени, относящиеся к, например, одному и тому же сигнальному пути.

Другой класс коротких РНК — пиРНК (piRNA, от Piwi-interacting small RNAs) экспрессируются в основном в репродуктивных органах животных. Как правило, пиРНК имеют длину 23-29 нт., характеризуются присутствием преимущественно уридина на 5'-конце и существенным разнообразием последовательностей, которое значительно превышает разнообразие миРНК. Большинство пиРНК комплементарны последовательностям мобильных элементов (МЭ) и другим повторяющимся генетическим элементам. Основная функция пиРНК заключается в подавлении экспрессии МЭ, при нарушении которого может вызывать мобилизацию МЭ,

хромосомные перестройки и множественные двухцепочечные разрывы геномной ДНК (Бкиш е1 а1., 2011).

У дрозофилы выделяют первичные и вторичные пиРНК, которые образуются из протяжённых одноцепочечных транскриптов (Бюгш е1 а1., 2011). Первичные пиРНК экспрессируются в соматических и терминальных клетках репродуктивных органов, в то время как вторичные образуются только в терминальных клетках. Транскрипты-предшественники пиРНК синтезируются в специальных участках генома, обогащенных фрагментами и полноразмерными копиями МЭ. Такие участки получали название «кластеров пиРНК», или «мастер-локусов» (Вгеппеске е1 а1., 2007). Вопрос о механизме формирования кластеров пиРНК в процессе эволюции и механизмах распознавания соответствующих транскриптов как предшественников пиРНК факторами их биогенеза является предметом горячих дискуссий. Можно предположить, что формирование мастер-локуса начинается с инсерции единичной копии МЭ. Таким образом, необходимо определить, может ли индивидуальная встройка МЭ в геном дрозофилы вызывать образование новых пиРНК.

До недавнего времени считалось, что главная функция пиРНК дрозофилы заключается в подавлении экспрессии МЭ, а подавление экспрессии белок-кодирующих генов является характерной особенностью миРНК. Тем не менее, недавно было показано, что существенная доля пиРНК в соматических клетках яичников дрозофилы продуцируется белок-кодирующими генами. Также получены указания, что пиРНК способны подавлять экспрессию некоторых генов в соматических фолликулярных клетках яичников дрозофилы (ЯоЫпе е1 а1., 2009; 8ако е1 а1., 2009) и нейронах моллюска аплизии (И^азеЙшраШу е1 а!., 2012). В то же время основным источником пиРНК в репродуктивных органах остаются терминальные клетки яичников, и пока неизвестно, могут ли терминальные пиРНК участвовать в подавлении экспрессии генов.

1.2. Цели и задачи работы

Цель данной работы состояла в изучении особенностей регуляции экспрессии, а также определении новых возможных функций кластеров миРНК и пиРНК в репродуктивных органах В. melanogaster. Для этого были поставлены следующие задачи:

1. Оценить вклад транскрипционных и пост-транскрипционных механизмов в регуляции экспрессии кластерных миРНК.

2. Идентифицировать семенник-специфичные кластеры миРНК и определить скорость их эволюции для оценки возможности их участия в репродуктивной изоляции видов.

3. Определить, могут ли индивидуальные, отдельно-расположенные, МЭ вызывать образование пиРНК.

4. Выявить в терминальных тканях самок пиРНК, комплементарные белок-кодирующим генам, и определить, могут ли такие пиРНК подавлять их экспрессию.

1.3. Научная новизна и практическая значимость работы

В работе обнаружено, что хотя все кластеры миРНК у В. те1апо%ак1ег характеризуются транскрипцией с образованием единого полицистронного транскрипта, в четырёх кластерах отдельные миРНК могут подвергаться посттранскрипционной регуляции. Продемонстрирована относительно высокая скорость эволюции семенник-специфичного кластера гтП-959-964, что может указывать на его роль в видообразовании в результате формирования репродуктивной изоляции. Также было показано, что инсерция единичного МЭ в эухроматин генома И. те1апо%а$1ег может вызывать образование новых терминальных пиРНК. Такие пиРНК образуются как из самих МЭ, так и из прилежащих последовательностей геномного окружения. В некоторых случаях, инсерция МЭ вызывала образование антисмысловых пиРНК в прилежащих генах, которые могут подавлять экспрессию этих генов.

Результаты работы могут быть использованы для определения механизмов регуляции экспрессии кластеров миРНК с клинически важным значением, например, в канцерогенезе и кардиологии, а также для определения роли аномального перемещения МЭ в изменении характера экспрессии генов человека при различного рода внутриклеточных нарушениях при заболеваниях.

1.4. Апробация работы

Работа апробировалась на семинарах в Институте молекулярной генетики РАН (г. Москва, Россия), Институте молекулярной биологии им В.А. Энгельгардта РАН (г. Москва, Россия), Европейском институте изучения старения (г. Гронинген, Голландия);

работа также была представлена в виде докладов и постеров на российских и международных научных конференциях Keystone symposium (2011, 2012, 2013), RNA society meeting (2011), RNAi Europe (2009) и др.

1.5. Объём диссертации

Материал диссертации изложен на 100 страницах машинописного текста, содержит 17 рисунков и 5 таблиц. Список цитированной литературы состоит из 248 работ.

2. Литературный обзор

2.1. Механизмы образования и действия миРНК

В результате многочисленных и интенсивных исследований в течении последнего десятилетия на нематоде (Caenorhabditis elegans), дрозофиле (.Drosophila melanogaster) и млекопитающих к настоящему моменту сложилась общепризнанная, и уже ставшая канонической, схема механизма образования и действия миРНК. По всей видимости, основные принципы этого процесса уже установлены и дальнейшие исследования будут посвящены изучению только отдельных деталей и неканонических механизмов образования миРНК.

Отличительной особенностью генов миРНК является способность их транскриптов сворачиваться в шпилько-подобные вторичные структуры, которые специфично распознаются и процессируются белковым аппаратом биогенеза миРНК (Рисунок 1). Транскрипция большинства генов миРНК животных осуществляется РНК полимеразой II (pol II), поэтому первичные транскрипты, называемые также при-миРНК (pri-miRNA, от primary miRNA) имеют кэп (M7Gppp) на 5'-конце и поли(А)-хвост на З'-конце (Lee et al., 2004). МиРНК закодированы в геноме как независимые транскрипционные единицы со своими собственными промоторами («соло» миРНК) (Рисунок 1А) или как кластеры из нескольких миРНК, которые транскрибируются с образованием полицистронной при-миРНК (Рисунок 1Б). По оценкам, до 30-45% генов миРНК животных организованны в кластеры (Altuvia et al., 2005; Merchan et al., 2009; Ryazansky et al., 2011). До 30% генов миРНК, независимо от кластеризованное™, закодированы в интронах белок-кодирующих генов (Рисунок 1В). Небольшая доля (< 5%) интронных миРНК расположены в антисмысловой ориентации относительно хозяйского гена и поэтому их экспрессия не зависит от транскрипции хозяйского гена. Большинство других интронных миРНК находятся в той же ориентации и поэтому транскрибируются в составе хозяйской мРНК, а их экспрессия коррелирует с экспрессией гена-хозяина (Bartel, 2004). Существует также много свидетельств, что смысловые интронные миРНК могут иметь собственные промоторы, расположенные в том же или соседнем интроне перед миРНК (Martinez et al., 2008; Ozsolak et al., 2008).

Шпилька при-миРНК распознаётся и отщепляется от транскрипта ядерной эндонуклеазой Drosha, относящейся к семейству РНКазы III. Получившийся прямой

А "Соло"миРНК .Г,,,, .nn:i=

Транскрипция

Б Кластер миРНК =£пп tHOJ ntlJ

Интронная миРНК ¿=«3=ШЕГ}=333=

Транскрипция

Кэп,

Транскрипция

Вырезание (Drosha)

Вырезание

Вырезание, сплайсинг

S

МИРТРОН :

Кзп. Экзон 1 11 Экзон 2 ...

АААп

Транскрипция О Сплайсинг, дебранчинг

1 [Экзон 2,

"АААц

д.

'Хвостатый" миртрон

Транскрипция

Кэп

Сплайсинг, дебранчинг ^ Тримминг

_АААЛ

?

Предшественник миРНК (пре-миРНК)

Стебелек (stem) "

5' плечо

Е. Экспорт из ядра в цитоплазму

Терминальная петля

Ж. Вырезание (Dicer) *

3'плечо

miRISC ^Зрелая миРНК

Подавление трансляции мРНК

миРНК*

миРНК-миРНК* дуплекс

^Подавление трансляции мРНК

Рисунок 1. Схема образования и действия миРНК животных (с изменениями из (Berezikov, 2011)). Транскрипция генов-« соло» миРНК (А), кластеров миРНК (Б), или интронных миРНК (В, Г, Д) приводит к образованию при-миРНК, который в ядре процессируется до 60-70 нт. пре-миРНК с участием комплекса Drosha/DGCR8 или аппарата сплайсинга. После экспорта пре-миРНК в цитоплазму при участии системы Ran-GTP (Е), шпилька подвергается процессингу с участием РНКазы III Dicer (Ж). Сформированный в результате процессинга дуплекс миРНК-миРНК* загружается в эффекторный комплекс miRISC (3), коровым компонентом которого является белки семейства Ago. Комплекс miRISC с миРНК осуществляет подавление экспрессии генов-мишеней, содержащих в З'-НТО комплиментарные миРНК участки.

предшественник миРНК (пре-миРНК, pre-miRNA от precursor miRNA), типичная длина которого у животных составляет -60-70 нт., имеет в точке расщепления на З'-конце двавыступающих нуклеотида, что является характерной особенностью продуктов ферментативного расщепления под действием РНКаз III (Lee et al., 2003). Хотя Drosha содержит дцРНК-связывагощий домен, для прямого связывания с субстратом ему необходима тесная кооперация с DGCR8, обладающего двумя дцРНК-связывающими доменами. Белковый комплекс Drosha и DGCR8 также известен как «микропроцессор» (microprocessor) (Denli et al., 2004; Gregory et al., 2004). У дрозофилы гомологом DGCR8 является белок Pasha (Denli et al., 2004).

Точное вырезание из пре-миРНК строго необходимо для корректного функционирования миРНК, так как это влияет не только на последовательность области «seed» вырезаемой зрелой миРНК (см. ниже), но также и на термодинамику связей смысловых и антисмысловых цепей, определяющую эффективное созревание miRISC и сортировку миРНК (см. ниже). Ранее для предшественников нескольких миРНК (miR-30а, miR-21, miR-27a и miR-31) человека было показано, что для их эффективного и аккуратного вырезания шпильки должны иметь крупные терминальные петли с размером не менее 10 нт. — их укорочение или полное удаление ингибировало образование миРНК (Zeng et al., 2005). При этом вырезание шпильки из при-миРНК происходит на расстоянии двух витков спирали (т. е. 22-23 нт.) от петли. Предполагалось, что терминальная петля с размером 10 нт. является отличительным структурным элементом шпильки, который необходим для её узнавания со стороны Drosha (Zeng et al., 2005). Однако этот вывод расходился с данными о том, что у многих других пре-миРНК терминальная петля небольшого размера. Противоречие было частично снято в другой работе, показавшей, что на самом деле наиболее важным структурным элементом при-миРНК, который необходим для вырезания пре-миРНК, является одно цепочечная РНК рядом со шпилькой: оказалось, что с местом перехода однонитевой фланирующей РНК в двухцепочечную шпильку связывается DGCR8, который «отмеряет» для Drosha 11 нт. до сайта расщепления (Han et al., 2006). Роль же крупной терминальной петли окончательно прояснилась после обнаружения белковых факторов, которые могут с ней связываться и увеличивать эффективность процессинга шпильки за счёт изменения её конформации и увеличения доступности сайтов разрезания для Drosha (Guil and Cáceres, 2007; Suzuki et al., 2009; Trabucchi et al., 2009). Таким образом, если в созревании пре-миРНК участвует дополнительный фактор, то терминальная петля крупная и её удаление будет приводить к подавлению процессинга. Если же для процессинга дополнительный белковый фактор не требуется, то размер петли не имеет определяющего значения и её удаление на процессинг не влияет. Примеры подобных белковых факторов будут рассмотрены ниже в других главах.

Ко-фактор микропроцессора DGCR8 помимо участия в процессинге пре-миРНК выполняет в ядре и другие функции. Показано, что DGCR8 связывается с несколькими сотнями белок-кодирирующих мРНК, малыми ядрышковыми РНК (мяРНК) и другими некодирующими РНК, причём таких РНК оказалось даже больше, чем миРНК. Если для мяКЫА показано, что DGCR8 инициирует их разрезание, то значение его связывания с мРНК ещё предстоит выяснить (Macias et al., 2012).

12

Образование многих пре-миРНК в ядре происходит по неканоническим механизмам без участия Drosha. Прежде всего, к ним относятся «нестандартные» (unconventional) миРНК из интронов, называемые миртронами (mirtrons). Большинство миртронов представляют собой короткие интроны (60-120 нт.), которые после сплайсинга не разрушаются, а сворачиваются в полноценную шпильку пре-миРНК, готовую к экспорту из цитоплазмы (Berezikov et al., 2007; Okamura et al., 2007) (Рисунок 1Г). При этом помимо самого сплайсинга требуется ещё предварительный дебранчинг (debranching) интрона, при котором от него отрезается одноцепочечный участок РНК, не входящий в состав шпильки. В некоторых случаях сплайсинг может приводить к образованию «хвостатых» миртронов, которые требуют дополнительного обрезания (trimming) экзосомой для образования функциональной пре-миРНК (Flynt et al., 2010) (Рисунок 1Д).

Экспорт пре-миРНК из ядра осуществляется белком экспортин-5 (Exportin-5), который специфически распознаёт выступающие 2 нт. на З'-конце шпильки и активно её транспортирует в цитоплазму с участием системы Ran-GTP (Bohnsack et al., 2004; Lund et al., 2004) (Рисунок IE). В цитоплазме пре-миРНК расщепляется до 22—23 нт двухцепочечной РНК (также называемой дуплексом миРНК:миРНК*) под действием фермента Dicer, также относящегося к семейству РНКаз III (Grishok et al., 2001; Hutvâgner et al., 2001) (Рисунок 1Ж). У млекопитающих в процессинге пре-миРНК помимо Dicer принимает участие дцРНК-связывающий белок TRBP (Chendrimada et al., 2005), тогда как у дрозофилы партнёром Dicerl (DCR1) является одна из сплайсформ дцРНК-связывающего белка Loquacious, Loqs-PB (Fôrstemann et al., 2005; Saito et al., 2005). В результае процессинга, оба З'-конца новообразованного короткого дуплекса миРНК-миРНК* имеют выступающие два нуклеотида.

На следующем этапе дуплексы миРНК загружаются в эффекторный комплекс miRISC (miRNA-induced silencing complex), который осуществляет подавление экспрессии генов (Bartel, 2004) (Рисунок 13). Основным, коровым, компонентом miRISC является белок из семейства Argonaute (AGO). У дрозофилы им чаще всего оказывается AG01. Отметим два принципиальных момента, которые связаны с загрузкой миРНК (а также других типов коротких РНК — siPHK, пиРНК, образование которых здесь не рассматривается) в рибонуклеопротеиновые комплексы (Czech and Hannon, 2011). Во-первых, каждый из белков семейства AGO эволюционно заточен под выполнение определённой функции и именно связь коротких РНК с тем или иным белком AGO определяет механизм подавления экспрессии генов и конечную функцию

13

связавшейся короткой РНК. Семейство AGO классифицируется на подсемейства собственно AGO, Piwi и WAGO (Cenik and Zamore, 2011). Белки подсемейства Piwi связывают короткие РНК, происходящие из одноцепочечных предшественников (пиРНК), а белки AGO — дуплексы РНК (миРНК и siPHK), которые образуются в результате действия эндонуклеаз РНКаз III. Белки WAGO обнаружены только у нематод и связываются с короткими РНК, которые обычно являются прямыми продуктами синтеза РНК (Cenik and Zamore, 2011). В основе механизма сортировки разных типов коротких РНК между различными представителями семейства AGO лежит, прежде всего, специфичное взаимодействие между белками Dicer и белками Argonaute (Czech and Hannon, 2011). Так, у млекопитающих единственный Dicer, участвующий в процессинге siPHK и миРНК, хорошо взаимодействует со всеми четырьмя белками AGO 1-4 и распределяет короткие РНК между ними без избирательности. В то же время, у дрозофилы белок Deri, который вырезает дуплекс миРНК из пре-миРНК, предпочтительней связывается только с одним из двух известных у дрозофилы белков Argonaute - AG01. Поэтому миРНК в основном, связываются и функционируют в составе комплекса с AG01, и в меньшей степени с другим, с AG02. Помимо специфического взаимодействия между белками, сортировка коротких РНК также определяется свойствами первичной (AG01 дрозофилы предпочитает короткие РНК с U в первой позиции на 5'-конце) и вторичной (неспаренные нуклеотиды в центральной области шпильки пре-миРНК способствуют её связыванию с AG01) структурами самого дуплекса (Czech and Hannon, 2011; Czech et al., 2009).

Второй важный момент в процессе созревания эффекторного комплекса miRISC связан с тем, что для комплементарного узнавания с транскриптом-мишенью миРНК (а также siPHK) должна быть в одноцепочечном состоянии. Поскольку в результате процессинга под действием Dicer образуется дуплекс миРНК:миРНК*, то на этапе загрузки происходит процесс выбора цепи, которая в дальнейшем останется в эффекторном комплексе (Czech and Hannon, 2011). Цепь, которая остаётся в составе комплекса и накапливается в клетке в большом количестве, называется «гидовой» (guide strand, мажорная зрелая миРНК), тогда как другая, отбрасываемая, — «пассажирской» (passenger strand, минорная миРНК*) (Matranga et al., 2005; Rand et al., 2005). Очевидно, что miRISC должен собраться таким образом, чтобы в комплексе селективно стабилизировалась правильная, гидовая, цепь, так как ошибочная загрузка пассажирской цепи будет направлять miRISC к неправильным мишеням. Как правило, выбор цепи определяется внутренними термодинамическими свойствами дуплекса РНК

14

— гидововой цепью дуплексов миРНК и siPHK у дрозофил и млекопитающих чаще становится цепь с термодинамически наименее стабильным 5'-концом (Khvorova et al., 2003). Однако при некоторых условиях или в определённой ткани наблюдается феномен «переключения плеча» (arm switching), когда начинает преимущественно накапливается другая цепь дуплекса миРНК:миРНК* (de Wit et al., 2009). Поэтому в последнее время разные цепи чаще обозначаются как «5р» или «Зр» (от «5 prime»H «3 prime») в зависимости от того, из какого плеча шпильки они вырезаются (т. е. например, miR-121-5р).

У дрозофилы после загрузки в miRISC миРНК могут подвергаться дополнительному процессингу со стороны 3-5' экзонуклеазыNibbler, которая подрезает их З'-концы (Han et al., 2011; Liu et al., 2011). Первоначально, гетерогенность размеров некоторых миРНК (длина которых варьировала от 21 до 24 нт.) объяснялась неточной работой Dicer или Drosha. Экзонуклеаза Nibbler, которая отрезает 1-3 нуклеотиды от 3'-конца зрелых миРНК, ассоциированных с AGO, является другим источником вариабельности длины миРНК. Такое подрезание необходимо для эффективного узнавания мРНК-мишени со стороны миРНК; мутация nibbler приводит к дефектам развития и летальности (Han et al., 2011; Liu et al., 2011). Гомологи Nibbler обнаружены y человека (EXD3) и нематод (MUT-7), что говорит о консервативности этого механизма в эукариотах.

Интересен механизм неканонического созревания miR-451 (Yang and Lai, 2010). Эта консервативная миРНК закодирована в кластере вместе с другой миРНК — miR-144, созревание которой происходит по классическому, вышеописанному, механизму. Длина шпильки у miR-451 составляет всего 17 нт. вместо обычных 22-23 нт. Вырезание pre-miR-451 из при-миРНК осуществляется «микропроцессором», но так как шпильки небольшая, её дальнейший процессинг с участием Dicer не происходит. Поэтому после выхода в цитоплазму pre-miR-451 сразу связывается с Ago2, который отрезает от 3'-конца шпильки несколько нуклеотидов, а оставшийся продукт после небольшого тримминга неизвестной экзонуклеазой (не Nibbler) выполняет функцию зрелой миРНК (Yang and Lai, 2010; Yang et al., 2014).

Подавление экспрессии генов под действием миРНК происходит благодаря комплементарному связыванию миРНК, находящейся в составе комплекса miRISC, с 3' нетранслируемой областью (НТО) мРНК. Ключевой участок миРНК, ответственный за узнавание мРНК, включает со 2 по 7 нуклеотиды с 5'-конца и называется «сидом» («seed») (Bartel, 2009). Выявлены правила распознавания мРНК-мишеней со стороны

15

миРНК, поэтому для их идентификации используются компьютерные программы, предсказывающие мишени с высокой долей вероятности, но для подтверждения мишеней-кандидатов необходима экспериментальная проверка. Связывание миРНК с З'-НТО приводит к ингибированию синтеза белка через репрессию трансляции или через инициацию деаденилирования и разрушения мРНК (Bartel, 2004; Filipowicz et al., 2008; Guo et al., 2010; Hendrickson et al., 2009). Механические детали репрессии трансляции ещё до конца не выяснены и являются предметом горячих дискуссий (Eulalio et al., 2008). Ингибирование трансляции может происходить на стадии инициации (Chendrimada et al., 2007; Pillai et al., 2005; Thermann and Hentze, 2007; Wakiyama et al., 2007), и в таком случае необходимо наличие на мРНК кэпа (M7Gppp-модификации) (Thermann and Hentze, 2007; Wakiyama et al., 2007). Белки Argonaute содержат обязательный для ингибирования кэп-узнающий мотив, первоначально обнаруженный в факторе инициации трансляции eIF4E (Kiriakidou et al., 2007). Однако не исключено подавление трансляции и во время элонгации (Nottrott et al., 2006; Olsen and Ambros, 1999; Petersen et al., 2006). У дрозофилы в ингибировании участвует фактор eIF6, блокирующий сборку SOS-рибосом (Chendrimada et al., 2007). В то же время механизм деаденилирования мРНК-мишени хорошо изучен (Chekulaeva and Filipowicz, 2009; Eulalio et al., 2009). Деаденилирование мРНК осуществляется благодаря глицин-содержащему белку GW182, который также является компонентом комплекса miRISC. N-конец белка GW182 взаимодействует с белком Ago, тогда как С-конец взаимодействует с поли(А)-связывающим белком РАВР и привлекает к мРНК деаденилазы CCR4 и CAF (Chekulaeva and Filipowicz, 2009; Eulalio et al., 2009).

У дрозофилы и млекопитающих при полной, не только в области «seed», комплиментарности миРНК и мишени коровым белком miRISC является Ago2. В этом случае мРНК-мишени подвергаются эндонуклеотическому расщеплению и деградируют (Bartel, 2009; Chekulaeva and Filipowicz, 2009).

В заключение раздела необходимо отметить, что механизмы образования и действия миРНК растений в основном сходны с таковыми у животных. Перечислим только самые существенные различия (Axtell et al., 2011). Во-первых, гены миРНК растений редко сгруппированы в кластеры и большая часть из них представляет собой гены-«соло». Считается, что эта особенность отражает разницу в механизмах образования новых миРНК в процессе эволюции животных и растений. Во-вторых, в процессинге миРНК в ядре и цитоплазме принимает участие только один Dicer, без Drosha. Заметим, что у растений известны несколько паралогов Dicer, которые

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Рязанский, Сергей Сергеевич, 2014 год

7. Список литературы

Рязанский С. С., Гвоздев В. А. (2008) Короткие РНК и канцерогенез. Биохимия, 73, 640-655.

Рязанский С. С., Михалева Е. А., Оленкина О. М. (2014) Существенные функции микроРНК в репродуктивных органах животных. Молекулярная биология, 48, 371— 385.

Abdelmohsen К., Tominaga-Yamanaka К., Srikantan S., Yoon J.-H., Kang M.-J., Gorospe M. (2012) RNA-binding protein AUF1 represses Dicer expression. Nucleic Acids Res., 40, 11531-44.

Altuvia Y., Landgraf P., Lithwick G., Elefant N., Pfeffer S., Aravin A., Brownstein M. J., Tuschl Т., Margalit H. (2005) Clustering and conservation patterns of human microRNAs. Nucleic Acids Res., 33, 2697-706.

Aravin A., Naumova N. M., Tulin A. V, Vagin V. V, Rozovsky Y. M., Gvozdev V. A. (2001) Double-stranded RNA-mediated silencing of genomic tandem repeats and transposable elements in the D. melanogaster germline. Curr. Biol., 11, 1017-27.

Aravin A, Lagos-Quintana M., Yalcin A., Zavolan M., Marks D., Snyder В.,

Gaasterland Т., Meyer J., Tuschl T. (2003) The small RNA profile during Drosophila melanogaster development. Dev. Cell, 5, 337-50.

Aravin A., Gaidatzis D., Pfeffer S., Lagos-Quintana M., Landgraf P., Iovino N., Morris P., Brownstein M. J., Kuramochi-Miyagawa S., Nakano Т., et al. (2006) A novel class of small RNAs bind to MILI protein in mouse testes. Nature, 442, 203-7.

Aravin A, Hannon G., Brennecke J. (2007) The Piwi-piRNA pathway provides an adaptive defense in the transposon arms race. Science, 318, 761—4.

Ashe A., Sapetschnig A., Weick E.-M., Mitchell J., Bagijn M. P., Cording A. C., Doebley A.-L., Goldstein L. D., Lehrbaeh N. J., Le Pen J., et al. (2012) piRNAs can trigger a multigenerational epigenetic memory in the germline of C. elegans. Cell, 150, 88-99.

Axtell M. J., Westholm J. O., Lai E. C. (2011) Vive la différence: biogenesis and evolution of microRNAs in plants and animals. Genome Biol., 12, 221.

Bagijn M. P., Goldstein L. D., Sapetschnig A, Weick E.-M., Bouasker S., Lehrbaeh N. J., Simard M. J., Miska E. A. (2012) Function, targets, and evolution of Caenorhabditis elegans piRNAs. Science, 337, 574-8.

Bartel D. P. (2004) MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell, 116, 281-97.

Bartel D. P. (2009) MicroRNAs: target recognition and regulatory functions. Cell, 136, 21533.

Baskerville S., Bartel D. P. (2005) Microarray profiling of microRNAs reveals frequent coexpression with neighboring miRNAs and host genes. RNA, 11, 241-7.

Batista P. J., Ruby J. G., Claycomb J. M., Chiang R., Fahlgren N., Kasschau K. D., Chaves D. A, Gu W., Vasale J. J., Duan S., et al. (2008) PRG-1 and 21U-RNAs interact to form the piRNA complex required for fertility in C. elegans. Mol. Cell, 31, 67-78.

Berezikov E. (2011) Evolution of microRNA diversity and regulation in animals. Nat. Rev. Genet., 12, 846-60.

Berezikov E., Chung W.-J., Willis J., Cuppen E., Lai E. C. (2007) Mammalian mirtron genes. Mol. Cell, 28, 328-36.

Berezikov E., Robine N., Samsonova A., Westholm J. O., Naqvi A., Hung J.-H.,

Okamura K., Dai Q., Bortolamiol-Becet D., Martin R., et al. (2011) Deep annotation of Drosophila melanogaster microRNAs yields insights into their processing, modification, and emergence. Genome Res., 21, 203-15.

Biemar F., Zinzen R., Ronshaugen M., Sementchenko V., Manak J. R., Levine M. S.

(2005) Spatial regulation of microRNA gene expression in the Drosophila embryo. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 102, 15907-11.

Bingham P. M., Kidwell M. G., Rubin G. M. (1982) The molecular basis of P-M hybrid dysgenesis: the role of the P element, a P-strain-specific transposon family. Cell, 29, 995-1004.

Blow M. J., Grocock R. J., van Dongen S., Enright A. J., Dicks E., Futreal P. A., Wooster R., Stratton M. R. (2006) RNA editing of human microRNAs. Genome Biol, 7, R27.

Bohnsack M. T., Czaplinski K., Gorlich D. (2004) Exportin 5 is a RanGTP-dependent dsRNA-binding protein that mediates nuclear export of pre-miRNAs. RNA, 10, 185-91.

Bonnet E., Wuyts J., Rouze P., Van de Peer Y. (2004) Evidence that microRNA precursors, unlike other non-coding RNAs, have lower folding free energies than random sequences. Bioinformatics, 20, 2911-7.

Borchert G. M., Gilmore B. L., Spengler R. M., Xing Y., Lanier W., Bhattacharya D., Davidson B. L. (2009) Adenosine deamination in human transcripts generates novel microRNA binding sites. Hum. Mol. Genet., 18, 4801-7.

Bregliano J. C., Picard G., Bucheton A., Pelisson A., Lavige J. M., L'Heritier P. (1980) Hybrid dysgenesis in Drosophila melanogaster. Science, 207, 606-11.

Brennecke J., Aravin A. A., Stark A., Dus M., Kellis M., Sachidanandam R., Hannon G.

J. (2007) Discrete small RNA-generating loci as master regulators of transposon activity in Drosophila. Cell, 128, 1089-103.

Brennecke J., Malone C. D., Aravin A., Sachidanandam R., Stark A., Hannon G. J.

(2008) An epigenetic role for maternally inherited piRNAs in transposon silencing. Science, 322, 1387-92.

Bucheton A., Paro R., Sang H. M., Pelisson A., Finnegan D. J. (1984) The molecular basis of I-R hybrid dysgenesis in Drosophila melanogaster: identification, cloning, and properties of the I factor. Cell, 38, 153-63.

Cattaneo F., Ogiso M., Hoshi M., Perotti M. E., Pasini M. E. (2002) Purification and characterization of the plasma membrane glycosidases of Drosophila melanogaster spermatozoa. Insect Biochem. Mol. Biol., 32, 929—41.

Celniker S. E., Dillon L. A. L., Gerstein M. B., Gunsalus K. C., Henikoff S., Karpen G. H., Kellis M., Lai E. C., Lieb J. D., MacAlpine D. M., et al. (2009) Unlocking the secrets of the genome. Nature, 459, 927-30.

Cenik E. S., Zamore P. D. (2011) Argonaute proteins. Curr. Biol., 21, R446-9.

Chang L., Hu W., Ye C., Yao B., Song L., Wu X., Ding N., Wang J., Zhou G. (2012) miR-3928 activates ATR pathway by targeting Dicer. RNA Biol., 9, 1247-54.

Chang H.-M., Triboulet R., Thornton J. E., Gregory R. I. (2013) A role for the Perlman syndrome exonuclease Dis312 in the Lin28-let-7 pathway. Nature, 497, 244-8.

Chaulk S. G., Thede G. L., Kent O. A, Xu Z., Gesner E. ML, Veldhoen R. A., Khanna S. K., Goping I. S., MacMillan A. M., Mendell J. T., et al. (2011) Role of pri-miRNA tertiary structure in miR-17~92 miRNA biogenesis. RNA Biol., 8, 1105-14.

Chekulaeva M., Filipowicz W. (2009) Mechanisms of miRNA-mediated post-transcriptional regulation in animal cells. Curr. Opin. Cell Biol, 21, 452-60.

Chen C.-Z., Li L., Lodish H. F., Bartel D. P. (2004) MicroRNAs modulate hematopoietic lineage differentiation. Science, 303, 83-6.

Chen S., McKinney G. J., Nichols K. M., Sepulveda M. S. (2014) In silico prediction and in vivo validation of Daphnia pulex microRNAs. PLoS One, 9, e83708.

Chendrimada T. P., Gregory R. I., Kumaraswamy E., Norman J., Cooch N., Nishikura K., Shiekhattar R. (2005) TRBP recruits the Dicer complex to Ago2 for microRNA processing and gene silencing. Nature, 436, 740-4.

Chendrimada T. P., Finn K. J., Ji X., Baillat D., Gregory R. I., Liebhaber S. A, Pasquinelli A. E., Shiekhattar R. (2007) MicroRNA silencing through RISC recruitment of eIF6. Nature, 447, 823-8.

Cheng A. M., Byrom M. W., Shelton J., Ford L. P. (2005) Antisense inhibition of human miRNAs and indications for an involvement of miRNA in cell growth and apoptosis. Nucleic Acids Res., 33, 1290-7.

Chhabra R., Dubey R., Saini N. (2010) Cooperative and individualistic functions of the microRNAs in the miR-23a~27a~24-2 cluster and its implication in human diseases. Mol. Cancer, 9, 232.

Chong M. M. W., Zhang G., Cheloufi S., Neubert T. A., Hannon G. J., Littman D. R.

(2010) Canonical and alternate functions of the microRNA biogenesis machinery. Genes Dev., 24, 1951-60.

Clark N. L., Aagaard J. E., Swanson W. J. (2006) Evolution of reproductive proteins from animals and plants. Reproduction, 131, 11-22.

Claycomb J. M., Batista P. J., Pang K. M., Gu W., Vasale J. J., van Wolfswinkel J. C., Chaves D. A., Shirayama M., Mitani S., Ketting R. F., et al. (2009) The Argonaute CSR-1 and its 22G-RNA cofactors are required for holocentric chromosome segregation. Cell, 139, 123-34.

Czech B., Hannon G. J. (2011) Small RNA sorting: matchmaking for Argonautes. Nat. Rev. Genet., 12, 19-31.

Czech B., Zhou R., Erlich Y., Brennecke J., Binari R., Villalta C., Gordon A., Perrimon N., Hannon G. J. (2009) Hierarchical rules for Argonaute loading in Drosophila. Mol. Cell, 36,445-56.

Czech B., Preall J. B., McGinn J., Hannon G. J. (2013) A transcriptome-wide RNAi screen in the Drosophila ovary reveals factors of the germline piRNA pathway. Mol. Cell, 50, 749-61.

Davis В. N., Hata A. (2009) Regulation of MicroRNA Biogenesis: A miRiad of mechanisms. Cell Commun. Signal, 7, 18.

Davis B. N., Hilyard A. C., Lagna G., Hata A. (2008) SMAD proteins control DROSHA-mediated microRNA maturation. Nature, 454, 56-61.

De Vanssay A., Bougé A.-L., Boivin A., Hermant C., Teysset L., Delmarre V,

Antoniewski C., Ronsseray S. (2012) Paramutation in Drosophila linked to emergence of a piRNA-producing locus. Nature, 490, 112-5.

De Wit E., Linsen S. E. V, Cuppen E., Berezikov E. (2009) Repertoire and evolution of miRNA genes in four divergent nematode species. Genome Res., 19, 2064-74.

Denli A. M., Tops B. B. J., Plasterk R. H. A., Ketting R. F., Hannon G. J. (2004)

Processing of primary microRNAs by the Microprocessor complex. Nature, 432, 231-5.

Desset S., Meignin C., Dastugue В., Vaury C. (2003) COM, a heterochromatic locus governing the control of independent endogenous retroviruses from Drosophila melanogaster. Genetics, 164, 501-9.

Esau С., Davis S., Murray S. F., Yu X. X., Pandey S. K., Pear M., Watts L., Booten S. L., Graham M., McKay R., et al. (2006) miR-122 regulation of lipid metabolism revealed by in vivo antisense targeting. Cell Metab., 3, 87-98.

Esquela-Kerscher A., Slack F. J. (2006) Oncomirs - microRNAs with a role in cancer. Nat. Rev. Cancer, 6, 259-69.

Eulalio A., Huntzinger E., Izaurralde E. (2008) GW182 interaction with Argonaute is essential for miRNA-mediated translational repression and mRNA decay. Nat. Struct. Mol. Biol, 15, 346-53.

Eulalio A., Tritschler F., Izaurralde E. (2009) The GW182 protein family in animal cells: new insights into domains required for miRNA-mediated gene silencing. RNA, 15, 1433— 42.

Feinberg-Gorenshtein G., Guedj A., Shichrur K., Jeison M., Luria D., Kodman Y., Ash S., Feinmesser M., Edry L., Shomron N., et al. (2013) MiR-192 directly binds and regulates Dicer 1 expression in neuroblastoma. PLoS One, 8, e78713.

Felsenstein J. (2005) PHYLIP (Phylogeny Inference Package) version 3.6 .

Fernandez-Costa J. M., Garcia-Lopez A., Zuniga S., Fernandez-Pedrosa V, Felipo-Benavent A., Mata M., Jaka О., Aiastui A., Hernandez-Torres F., Aguado В., et al.

(2013) Expanded CTG repeats trigger miRNA alterations in Drosophila that are conserved in myotonic dystrophy type 1 patients. Hum. Mol. Genet., 22, 704-16.

Filipowicz W., Bhattacharyya S. N., Sonenberg N. (2008) Mechanisms of post-

transcriptional regulation by microRNAs: are the answers in sight? Nat. Rev. Genet., 9, 102-14.

Flynt A. S., Greimann J. C., Chung W.-J., Lima C. D., Lai E. C. (2010) MicroRNA biogenesis via splicing and exosome-mediated trimming in Drosophila. Mol. Cell, 38, 900-7.

Forman J. J., Legesse-Miller A., Coller H. A. (2008) A search for conserved sequences in coding regions reveals that the let-7 microRNA targets Dicer within its coding sequence. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 105, 14879-84.

Förstemann K., Tomari Y., Du T., Vagin V. V, Denli A. M., Bratu D. P., Klattenhoff C., Theurkauf W. E., Zamore P. D. (2005) Normal microRNA maturation and germ-line stem cell maintenance requires Loquacious, a double-stranded RNA-binding domain protein. PLoSBiol., 3, e236.

Friedman R. C., Farh K. K.-H., Bürge C. B., Bartel D. P. (2009) Most mammalian mRNAs are conserved targets of micro RNAs. Genome Res., 19, 92-105.

Fukuda T., Yamagata K., Fujiyama S., Matsumoto T., Koshida I., Yoshimura K., Mihara M., Naitou M., Endoh H., Nakamura T., et al. (2007) DEAD-box RNA helicase subunits of the Drosha complex are required for processing of rRNA and a subset of microRNAs. Nat. Cell Biol., 9, 604-11.

Garcia-Lopez J., Hourcade J. de D., Del Mazo J. (2013) Reprogramming of microRNAs by adenosine-to-inosine editing and the selective elimination of edited microRNA precursors in mouse oocytes and preimplantation embryos. Nucleic Acids Res., 41, 548393.

Girard A., Sachidanandam R., Hannon G. J., Carmell M. A. (2006) A germline-specific class of small RNAs binds mammalian Piwi proteins. Nature, 442, 199-202.

Goriaux C., Desset S., Renaud Y., Vaury C., Brasset E. (2014) Transcriptional properties and splicing of the flamenco piRNA cluster. EMBO Rep.,.

Graveley B. R., Brooks A N., Carlson J. W., Duff M. O., Landolin J. M., Yang L., Artieri C. G., van Baren M. J., Boley N., Booth B. W., et al. (2011) The developmental transcriptome of Drosophila melanogaster. Nature, 471, 473-9.

Gregory R. I., Yan K.-P., Amuthan G., Chendrimada T., Doratotaj B., Cooch N., Shiekhattar R. (2004) The Microprocessor complex mediates the genesis of microRNAs. Nature, 432, 235-40.

Grishok A, Pasquinelli A. E., Conte D., Li N., Parrish S., Ha I., Baillic D. L., Fire A., Ruvkun G., Mello C. C. (2001) Genes and mechanisms related to RNA interference regulate expression of the small temporal RNAs that control C. elegans developmental timing. Cell, 106, 23-34.

Guil S., Cäceres J. F. (2007) The multifunctional RNA-binding protein hnRNP Al is required for processing of miR-18a. Nat. Struct. Mol. Biol., 14, 591-6.

Gunawardane L. S., Saito K., Nishida K. M., Miyoshi K., Kawamura Y., Nagami T., Siomi H., Siomi M. C. (2007) Aslicer-mediated mechanism for repeat-associated siRNA 5' end formation in Drosophila. Science, 315, 1587-90.

Guo X., Su B., Zhou Z., Sha J. (2009) Rapid evolution of mammalian X-linked testis microRNAs. BMC Genomics, 10, 97.

Guo H., Ingolia N. T., Weissman J. S., Bartel D. P. (2010) Mammalian microRNAs predominantly act to decrease target mRNA levels. Nature, 466, 835-40.

Haase A D., Fenoglio S., Muerdter F., Guzzardo P. M., Czech B., Pappin D. J., Chen C., Gordon A, Hannon G. J. (2010) Probing the initiation and effector phases of the somatic piRNA pathway in Drosophila. Genes Dev., 24, 2499-504.

Hagan J. P., Piskounova E., Gregory R. I. (2009) Lin28 recruits the TUTase Zcchcll to inhibit let-7 maturation in mouse embryonic stem cells. Nat. Struct. Mol. Biol., 16, 10215.

Ha mm ell C. M., Lubin L, Boag P. R., Blackwell T. K., Ambros V. (2009) nhl-2 Modulates microRNA activity in Caenorhabditis elegans. Cell, 136, 926-38.

Han J., Lee Y., Yeom K.-H., Nam J.-W., Heo I., Rhee J.-K., Sohn S. Y., Cho Y., Zhang B.-

T., Kim V. N. (2006) Molecular basis for the recognition of primary microRNAs by the Drosha-DGCR8 complex. Cell, 125, 887-901.

Han J., Pedersen J. S., Kwon S. C., Belair C. D., Kim Y.-K., Yeom K.-H., Yang W.-Y., Haussler D., Blelloch R., Kim V. N. (2009) Posttranscriptional crossregulation between Drosha and DGCR8. Cell, 136, 75-84.

Han B. W., Hung J.-H., Weng Z., Zamore P. D., Ameres S. L. (2011) The 3'-to-5' exoribonuclease Nibbler shapes the 3' ends of microRNAs bound to Drosophila Argonaute 1. Curr. Biol, 21, 1878-87.

Handler D., Olivieri D., Novatchkova M., Gruber F. S., Meixner K., Mechtler K., Stark A., Sachidanandam R., Brennecke J. (2011) A systematic analysis of Drosophila TUDOR domain-containing proteins identifies Vreteno and the Tdrdl2 family as essential primary piRNA pathway factors. EMBO J., 30, 3977-93.

Hata A., Davis B. N. (2011) Regulation of pri-miRNA Processing Through Smads. Adv. Exp. Med. Biol, 700, 15-27.

Hatfield S. D., Shcherbata H. R., Fischer K. A., Nakahara K., Carthew R. W., Ruohola-Baker H. (2005) Stem cell division is regulated by the microRNA pathway. Nature, 435, 974-8.

He L., Thomson J. M., Hemann M. T., Hernando-Monge E., Mu D., Goodson S., Powers S., Cordon-Cardo C., Lowe S. W., Hannon G. J., et al. (2005) A microRNA polycistron as a potential human oncogene. Nature, 435, 828-33.

Hendrickson D. G., Hogan D. J., McCullough H. L., Myers J. W., Herschlag D., Ferrell J. E., Brown P. O. (2009) Concordant regulation of translation and mRNA abundance for hundreds of targets of a human microRNA. PLoS Biol, 1, el 00023 8.

Heo I., Joo C., Cho J., Ha M., Han J., Kim V. N. (2008) Lin28 mediates the terminal uridylation of let-7 precursor MicroRNA. Mol. Cell, 32, 276-84.

Heo I., Joo C., Kim Y.-K., Ha M., Yoon M.-J., Cho J., Yeom K.-H., Han J., Kim V. N.

(2009) TUT4 in concert with Lin28 suppresses microRNA biogenesis through pre-microRNA uridylation. Cell, 138, 696-708.

Heo I., Ha M., Lim J., Yoon M.-J., Park J.-E., Kwon S. C., Chang H., Kim V. N. (2012) Mono-uridylation of pre-microRNA as a key step in the biogenesis of group II let-7 microRNAs. Cell, 151, 521-32.

Hofacker I. L., Fontana W., Stadler P. F., Bonhoeffer L. S., Tacker M., Schuster P. (1994) Fast folding and comparison of RNA secondary structures. Monatshefte f&r Chemie Chem. Mon., 125, 167-188.

Horwich M. D., Li C., Matranga C., Vagin V., Farley G., Wang P., Zamore P. D. (2007) The Drosophila RNA methyltransferase, DmHenl, modifies germline piRNAs and single-stranded siRNAs in RISC. Curr. Biol, 17, 1265-72.

Houwing S., Kamminga L. M., Berezikov E., Cronembold D., Girard A., van den Elst H., Filippov D. V, Blaser H., Raz E., Moens C. B., et al. (2007) A role for Piwi and piRNAs in germ cell maintenance and transposon silencing in Zebrafish. Cell, 129, 6982.

Hutvagner G., McLachlan J., Pasquinelli A. E., Balint E., Tuschl T., Zamore P. D. (2001) A cellular function for the RNA-interference enzyme Dicer in the maturation of the let-7 small temporal RNA. Science, 293, 834-8.

Iizasa H., Wulff B.-E., Alia N. R., Maragkakis M., Megraw M., Hatzigeorgiou A.,

Iwakiri D., Takada K., Wiedmer A, Showe L., et al. (2010) Editing of Epstein-Barr virus-encoded BART6 microRNAs controls their dicer targeting and consequently affects viral latency. J. Biol. Chem., 285, 33358-70.

Intra J., Cenni F., Pavesi G., Pasini M., Perotti M.-E. (2009) Interspecific analysis of the glycosidases of the sperm plasma membrane in Drosophila. Mol. Reprod. Dev., 76, 85— 100.

Ipsaro J. J., Haase A D., Knott S. R., Joshua-Tor L., Hannon G. J. (2012) The structural biochemistry of Zucchini implicates it as a nuclease in piRNA biogenesis. Nature, 491, 279-83.

Jin J., Jing W., Lei X.-X., Feng C., Peng S., Boris-Lawrie K., Huang Y. (2011) Evidence that Lin28 stimulates translation by recruiting RNA helicase A to polysomes. Nucleic Acids Res., 39, 3724-34.

Johnston R. J., Chang S., Etchberger J. F., Ortiz C. O., Hobert O. (2005) MicroRNAs acting in a double-negative feedback loop to control a neuronal cell fate decision. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 102, 12449-54.

Johnston M., Geoffroy M.-C., Sobala A., Hay R., Hutvagner G. (2010) HSP90 protein stabilizes unloaded argonaute complexes and microscopic P-bodies in human cells. Mol. Biol. Cell, 21, 1462-9.

Kadener S., Rodriguez J., Abruzzi K. C., Khodor Y. L., Sugino K., Marr M. T., Nelson S., Rosbash M. (2009) Genome-wide identification of targets of the drosha-pasha/DGCR8 complex. RNA, 15, 537-45.

Kaminker J. S., Bergman C. M., Kronmiller B., Carlson J., Svirskas R., Patel S., Frise E., Wheeler D. A., Lewis S. E., Rubin G. M., et al. (2002) The transposable elements of the Drosophila melanogaster euchromatin: a genomics perspective. Genome Biol., 3, RESEARCH0084.

Karginov F. V, Cheloufi S., Chong M. M. W., Stark A, Smith A. D., Hannon G. J. (2010) Diverse endonucleolytic cleavage sites in the mammalian transcriptome depend upon microRNAs, Drosha, and additional nucleases. Mol. Cell, 38, 781-8.

Karolchik D., Hinrichs A. S., Furey T. S., Roskin K. M., Sugnet C. W., Haussler D., Kent

W. J. (2004) The UCSC Table Browser data retrieval tool. Nucleic Acids Res., 32, D493-6.

Karp X., Ambros V. (2005) Developmental biology. Encountering microRNAs in cell fate signaling. Science, 310, 1288-9.

Kato M., de Lencastre A., Pincus Z., Slack F. J. (2009) Dynamic expression of small non* coding RNAs, including novel microRNAs and piRNAs/21U-RNAs, during Caenorhabditis elegans development. Genome Biol., 10, R54.

Kawahara Y., Zinshteyn B., Sethupathy P., Iizasa H., Hatzigeorgiou A. G., Nishikura K.

(2007a) Redirection of silencing targets by adenosine-to-inosine editing of miRNAs. Science, 315,1137-40.

Kawahara Y., Zinshteyn B., Chendrimada T. P., Shiekhattar R., Nishikura K. (2007b) RNA editing of the microRNA-151 precursor blocks cleavage by the Dicer-TRBP complex. EMBO Rep., 8, 763-9.

Kawahara Y., Megraw M., Kreider E., Iizasa H., Valente L., Hatzigeorgiou A. G.,

Nishikura K. (2008) Frequency and fate of microRNA editing in human brain. Nucleic Acids Res., 36, 5270-80.

Kawaoka S., Izumi N., Katsuma S., Tomari Y. (2011) 3' end formation of PlWI-interacting RNAs in vitro. Mol. Cell, 43, 1015-22.

Kawaoka S., Hara K., Shoji K., Kobayashi M., Shimada T., Sugano S., Tomari Y.,

Suzuki Y., Katsuma S. (2013) The comprehensive epigenome map of piRNA clusters. Nucleic Acids Res., 41, 1581-90.

Kent W. J., Sugnet C. W., Furey T. S., Roskin K. M., Pringle T. H., Zahler A. M.,

Haussler D. (2002) The human genome browser at UCSC. Genome Res., 12, 996-1006.

Khurana J. S., Wang J., Xu J., Koppetsch B. S., Thomson T. C., Nowosielska A., Li C., Zamore P. D., Weng Z., Theurkauf W. E. (2011) Adaptation to P element transposon invasion in Drosophila melanogaster. Cell, 147, 1551-63.

Khvorova A., Reynolds A., Jayasena S. D. (2003) Functional siRNAs and miRNAs exhibit strand bias. Cell, 115, 209-16.

Kim V.N. (2005) MicroRNA biogenesis: coordinated cropping and dicing. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 6, 376-85.

Kim J., Inoue K., Ishii J., Vanti W. B., Voronov S. V, Murchison E., Hannon G.,

Abeliovich A. (2007) A MicroRNA feedback circuit in midbrain dopamine neurons. Science, 317, 1220^.

Kim Y.-K., Yu J., Han T. S., Park S.-Y., Namkoong B., Kim D. H., Hur K., Yoo M.-W., Lee H.-J., Yang H.-K., et al. (2009) Functional links between clustered microRNAs: suppression of cell-cycle inhibitors by microRNA clusters in gastric cancer. Nucleic Acids Res., 37, 1672-81.

Kimura M. (1980) A simple method for estimating evolutionary rates of base substitutions through comparative studies of nucleotide sequences. J. Mol. Evol., 16, 111-20.

Kiriakidou M., Tan G. S., Lamprinaki S., De Planell-Saguer M., Nelson P. T.,

Mourelatos Z. (2007) An mRNA m7G cap binding-like motif within human Ago2 represses translation. Cell, 129, 1141-51.

Klattenhoff C., Bratu D. P., McGinnis-SchuItz N., Koppetsch B. S., Cook H. A.,

Theurkauf W. E. (2007) Drosophila rasiRNA pathway mutations disrupt embryonic axis specification through activation of an ATR/Chk2 DNA damage response. Dev. Cell, 12, 45-55.

Klattenhoff C., Xi H., Li C., Lee S., Xu J., Khurana J. S., Zhang F., Schultz N.,

Koppetsch B. S., Nowosielska A., et al. (2009) The Drosophila HP1 homolog Rhino is required for transposon silencing and piRNA production by dual-strand clusters. Cell, 138, 1137-49.

Knouf E. C., Wyman S. K., Tewari M. (2013) The human TUT1 nucleotidyl transferase as a global regulator of microRNA abundance. PLoS One, 8, e69630.

Kofier R., Betancourt A J., Schlötterer C. (2012) Sequencing of pooled DNA samples

(Pool-Seq) uncovers complex dynamics of transposable element insertions in Drosophila melanogaster. PLoS Genet., 8, el002487.

Kozomara A, Griffiths-Jones S. (2011) miRBase: integrating microRNA annotation and deep-sequencing data. Nucleic Acids Res., 39, D152-7.

Kuramochi-Miyagawa S., Watanabe T., Gotoh K., Totoki Y., Toyoda A., Ikawa M., Asada N., Kojima K., Yamaguchi Y., Ijiri T. W., et al. (2008) DNA methylation of retrotransposon genes is regulated by Piwi family members MILI and MIWI2 in murine fetal testes. Genes Dev., 22, 908-17.

Landgraf P., Rusu M., Sheridan R., Sewer A., Iovino N., Aravin A., Pfeffer S., Rice A., Kamphorst A O., Landthaler M., et al. (2007) A mammalian microRNA expression atlas based on small RNA library sequencing. Cell, 129, 1401-14.

Langmead B., Trapnell C., Pop M., Salzberg S. L. (2009) Ultrafast and memory-efficient alignment of short DNA sequences to the human genome. Genome Biol., 10, R25.

Lau N. C., Seto A G., Kim J., Kuramochi-Miyagawa S., Nakano T., Bartel D. P.,

Kingston R. E. (2006) Characterization of the piRNA complex from rat testes. Science, 313, 363-7.

Le Thomas A, Rogers A. K., Webster A., Marinov G. K., Liao S. E., Perkins E. M., Hur J. K., Aravin A, Töth K. F. (2013) Piwi induces piRNA-guided transcriptional silencing and establishment of a repressive chromatin state. Genes Dev., 27, 390-9.

Le Thomas A, Töth K. F., Aravin A. (2014) To be or not to be a piRNA: genomic origin and processing of piRNAs. Genome Biol., 15, 204.

Lee Y., Ahn C., Han J., Choi H., Kim J., Yim J., Lee J., Provost P., Rädmark O., Kim S.,

et al. (2003) The nuclear RNase III Drosha initiates microRNA processing. Nature, 425, 415-9.

Lee Y., Kim M., Han J., Yeom K.-H., Lee S., Baek S. H., Kim V. N. (2004) MicroRNA genes are transcribed by RNA polymerase II. EMBO J., 23, 4051-60.

Lee H.-C., Gu W., Shirayama M., Youngman E., Conte D., Mello C. C. (2012) C. elegans piRNAs mediate the genome-wide surveillance of germline transcripts. Cell, 150, 78-87.

Lehrbach N. J., Armisen J., Lightfoot H. L., Murfitt K. J., Bugaut A., Balasubramanian S., Miska E. A (2009) LIN-28 and the poly(U) polymerase PUP-2 regulate let-7 microRNA processing in Caenorhabditis elegans. Nat. Struct. Mol. Biol., 16, 1016—20.

Lewis B. P., Shih I., Jones-Rhoades M. W., Bartel D. P., Bürge C. B. (2003) Prediction of mammalian microRNA targets. Cell, 115, 787-98.

Li H., Durbin R. (2010) Fast and accurate long-read alignment with Burrows-Wheeler transform. Bioinformatics, 26, 589-95.

Li C., Vagin V. V, Lee S., Xu J., Ma S., Xi H., Seitz H., Horwich M. D., Syrzycka M., Honda B. M., et al. (2009a) Collapse of germline piRNAs in the absence of Argonaute3 reveals somatic piRNAs in flies. Cell, 137, 509-21.

Li H., Handsaker B., Wysoker A., Fennell T., Ruan J., Homer N., Marth G., Abecasis G., Durbin R. (2009b) The Sequence Alignment/Map format and SAMtools. Bioinformatics, 25, 2078-9.

Liang Y., Ridzon D., Wong L., Chen C. (2007) Characterization of microRNA expression profiles in normal human tissues. BMC Genomics, 8, 166.

Lim A. K., Kai T. (2007) Unique germ-line organelle, nuage, functions to repress selfish genetic elements in Drosophila melanogaster. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 104, 67149.

Lim L. P., Lau N. C., Garrett-Engele P., Grimson A., Schelter J. M., Castle J., Bartel D. P., Linsley P. S., Johnson J. M. (2005) Microarray analysis shows that some microRNAs downregulate large numbers of target mRNAs. Nature, 433, 769-73.

Lingenfelter B. M., Tripurani S. K., Tejomurtula J., Smith G. W., Yao J. (2011) Molecular cloning and expression of bovine nucleoplasmin 2 (NPM2): a maternal effect gene regulated by miR-181a. Reprod. Biol. Endocrinol, 9, 40.

Linsley P. S., Schelter J., Burchard J., Kibukawa M., Martin M. M., Bartz S. R., Johnson J. M., Cummins J. M., Raymond C. K., Dai H., et al. (2007) Transcripts targeted by the microRNA-16 family cooperatively regulate cell cycle progression. Mol Cell Biol, 27, 2240-52.

Liu N., Abe M., Sabin L. R., Hendriks G.-J., Naqvi A. S., Yu Z., Cherry S., Bonini N. M.

(2011) The exoribonuclease Nibbler controls 3' end processing of microRNAs in Drosophila. Curr. Biol, 21, 1888-93.

Loughlin F. E., Gebert L. F. R., Towbin H., Brunschweiger A., Hall J., Allain F. H.-T.

(2012) Structural basis of pre-let-7 miRNA recognition by the zinc knuckles of pluripotency factor Lin28. Nat. Struct. Mol. Biol, 19, 84-9.

Lund E., Guttinger S., Calado A., Dahlberg J. E., Kutay U. (2004) Nuclear export of microRNA precursors. Science, 303, 95-8.

Luteijn M. J., van Bergeijk P., Kaaij L. J. T., Almeida M. V., Roovers E. F., Berezikov E., Ketting R. F. (2012) Extremely stable Piwi-induced gene silencing in Caenorhabditis elegans. EMBOJ., 31, 3422-30.

Ma L., Teruya-Feldstein J., Weinberg R. A. (2007) Tumour invasion and metastasis initiated by microRNA-10b in breast cancer. Nature, 449, 682-8.

Ma J., Flemr M., Stein P., Berninger P., Malik R., Zavolan M., Svoboda P., Schultz R. M.

(2010) MicroRNA activity is suppressed in mouse oocytes. Curr. Biol, 20, 265-70.

Macias S., Plass M., Stajuda A., Michlewski G., Eyras E., Caceres J. F. (2012) DGCR8 HITS-CLIP reveals novel functions for the Microprocessor. Nat. Struct. Mol. Biol, 19, 760-6.

Malone C. D., Brennecke J., Dus M., Stark A., McCombie W. R., Sachidanandam R., Hannon G. J. (2009) Specialized piRNA pathways act in germline and somatic tissues of the Drosophila ovary. Cell, 137, 522-35.

Marco A., Ninova M., Ronshaugen M., Griffiths-Jones S. (2013) Clusters of microRNAs emerge by new hairpins in existing transcripts. Nucleic Acids Res., 41, 7745-52.

Martello G., Rosato A., Ferrari F., Manfrin A., Cordenonsi M., Dupont S., Enzo E., Guzzardo V, Rondina M., Spruce T., et al. (2010) A MicroRNA targeting dicer for metastasis control. Cell, 141, 1195-207.

Martinez N. J., Ow M. C., Reece-Hoyes J. S., Barrasa M. I., Ambros V. R., Walhout A. J.

M. (2008) Genome-scale spatiotemporal analysis of Caenorhabditis elegans microRNA promoter activity. Genome Res., 18, 2005-15.

Matranga С., Tomari Y., Shin C., Bartel D. P., Zamore P. D. (2005) Passenger-strand

cleavage facilitates assembly of siRNA into Ago2-containing RNAi enzyme complexes. Cell, 123, 607-20.

Mayr F., Heinemann U. (2013) Mechanisms of Lin28-mediated miRNA and mRNA regulation—a structural and functional perspective. Int. J. Mol. Sei., 14, 16532-53.

Merchan F., Boualem A, Crespi M., Frugier F. (2009) Plant polycistronic precursors

containing non-homologous microRNAs target transcripts encoding functionally related proteins. Genome Biol, 10, R136.

Mevel-Ninio M., Pelisson A, Kinder J., Campos A. R., Bucheton A. (2007) The flamenco locus controls the gypsy and ZAM retroviruses and is required for Drosophila oogenesis. Genetics, 175, 1615-24.

Meyer L. R., Zweig A. S., Hinrichs A. S., Karolchik D., Kuhn R. M., Wong M., Sloan C. A., Rosenbloom K. R., Roe G., Rhead В., et al. (2013) The UCSC Genome Browser database: extensions and updates 2013. Nucleic Acids Res., 41, D64-9.

Michlewski G., Guil S., Semple C. A., Cäceres J. F. (2008) Posttranscriptional regulation of miRNAs harboring conserved terminal loops. Mol. Cell, 32, 383-93.

Michlewski G., Guil S., Cäceres J. F. (2011) Stimulation of pri-miR-18a Processing by hnRNP AI. Adv. Exp. Med. Biol, 700, 28-35.

Moustakas A, Heldin C.-H. (2009) The regulation of TGFbeta signal transduction. Development, 136, 3699-714.

Muerdter F., Olovnikov I., Molaro A., Rozhkov N. V, Czech В., Gordon A., Hannon G. J., Aravin A (2012) Production of artificial piRNAs in flies and mice. RNA, 18, 42-52.

Nam Y., Chen C., Gregory R. I., Chou J. J., Sliz P. (2011) Molecular basis for interaction of let-7 microRNAs with Lin28. Cell, 147, 1080-91.

Neilson J. R., Zheng G. X. Y., Bürge С. В., Sharp P. A (2007) Dynamic regulation of miRNA expression in ordered stages of cellular development. Genes Dev., 21, 578-89.

Nesler K. R., Sand R. I., Symmes B. A., Pradhan S. J., Boin N. G., Laun A. E., Barbee S.

A. (2013) The miRNA pathway controls rapid changes in activity-dependent synaptic structure at the Drosophila melanogaster neuromuscular junction. PLoS One, 8, e6838S.

Neumüller R. A, Betschinger J., Fischer A, Bushati N., Poernbacher I., Mechtler K., Cohen S. M., Knoblich J. A (2008) Mei-P26 regulates microRNAs and cell growth in the Drosophila ovarian stem cell lineage. Nature, 454, 241-5.

Newman M. A., Thomson J. M., Hammond S. M. (2008) Lin-28 interaction with the Let-7 precursor loop mediates regulated microRNA processing. RNA, 14, 1539-49.

Nishimasu H., Ishizu H., Saito K., Fukuhara S., Kamatani M. K., Bonnefond L., Matsumoto N., Nishizawa Т., Nakanaga K., Aoki J., et al. (2012) Structure and function of Zucchini endoribonuclease in piRNA biogenesis. Nature, 491, 284—7.

Nottrott S., Simard M. J., Richter J. D. (2006) Human let-7a miRNA blocks protein

production on actively translating polyribosomes. Nat. Struct. Mol. Biol, 13, 1108-14.

O'Donnell K. A, Wentzel E. A., Zeller К. I., Dang С. V, Mendell J. T. (2005) c-Myc-regulated microRNAs modulate E2F1 expression. Nature, 435, 839-43.

Ohler U. (2006) Identification of core promoter modules in Drosophila and their application in accurate transcription start site prediction. Nucleic Acids Res., 34, 5943-50.

Ohler U. (2010) Putative TSSs, predicted my McPromoter006.

Ohler U., Liao G., Niemann H., Rubin G. M. (2002) Computational analysis of core promoters in the Drosophila genome. Genome Biol., 3, RESEARCH0087.

Okamura K., Hagen J. W., Duan H., Tyler D. M., Lai E. C. (2007) The mirtron pathway generates microRNA-class regulatory RNAs in Drosophila. Cell, 130, 89-100.

Olivieri D., Sykora M. M., Sachidanandam R., Mechtler K., Brennecke J. (2010) An in vivo RNAi assay identifies major genetic and cellular requirements for primary piRNA biogenesis in Drosophila. EMBOJ., 29, 3301-17.

Olovnikov I., Ryazansky S., Shpiz S., Lavrov S., Abramov Y., Vaury C., Jensen S., Kalmykova A. (2013) De novo piRNA cluster formation in the Drosophila germ line triggered by transgenes containing a transcribed transposon fragment. Nucleic Acids Res., 41, 5757-68.

Olsen P. H., Ambros V. (1999) The lin-4 regulatory RNA controls developmental timing in Caenorhabditis elegans by blocking LIN-14 protein synthesis after the initiation of translation. Dev. Biol, 216, 671-80.

Ozsolak F., Poling L. L., Wang Z., Liu H., Liu X. S., Roeder R. G., Zhang X., Song J. S., Fisher D. E. (2008) Chromatin structure analyses identify miRNA promoters. Genes Dev., 22, 3172-83.

Panhuis T. M., Clark N. L., Swanson W. J. (2006) Rapid evolution of reproductive proteins in abalone and Drosophila. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci., 361, 261-8.

Pasquinelli A. E., Reinhart B. J., Slack F., Martindale M. Q., Kuroda M. I., Mailer B., Hayward D. C., Ball E. E., Degnan B., Muller P., et al. (2000) Conservation of the sequence and temporal expression of let-7 heterochronic regulatory RNA. Nature, 408, 86-9.

Peng S., Chen L.-L., Lei X.-X., Yang L., Lin H., Carmichael G. G., Huang Y. (2011) Genome-wide studies reveal that Lin28 enhances the translation of genes important for growth and survival of human embryonic stem cells. Stem Cells, 29, 496-504.

Petersen C. P., Bordeleau M.-E., Pelletier J., Sharp P. A. (2006) Short RNAs repress translation after initiation in mammalian cells. Mol. Cell, 21, 533^-2.

Pillai R. S., Bhattacharyya S. N., Artus C. G., Zoller T., Cougot N., Basyuk E., Bertrand E., Filipowicz W. (2005) Inhibition of translational initiation by Let-7 MicroRNA in human cells. Science, 309, 1573-6.

Piskounova E., Viswanathan S. R., Janas M., LaPierre R. J., Daley G. Q., Sliz P., Gregory R. I. (2008) Determinants of microRNA processing inhibition by the developmentally regulated RNA-binding protein Lin28. J. Biol. Chem., 283, 21310-4.

Piskounova E., Polytarchou C., Thornton J. E., LaPierre R. J., Pothoulakis C., Hagan J. P., Iliopoulos D., Gregory R. I. (2011) Lin28A and Lin28B inhibit let-7 microRNA biogenesis by distinct mechanisms. Cell, 147, 1066-79.

Preall J. B., Czech B., Guzzardo P. M., Muerdter F., Hannon G. J. (2012) shutdown is a component of the Drosophila piRNA biogenesis machinery, RNA, 18, 1446-57.

Qi H. H., Ongusaha P. P., Myllyharju J., Cheng D., Pakkanen O., Shi Y., Lee S. W., Peng

J., Shi Y. (2008) Prolyl 4-hydroxylation regulates Argonaute 2 stability. Nature, 455, 421^1.

Qi H., Watanabe T., Ku H.-Y., Liu N., Zhong M., Lin H. (2011) The Yb body, a major site for Piwi-associated RNA biogenesis and a gateway for Piwi expression and transport to the nucleus in somatic cells. J. Biol. Chem., 286, 3789-97.

Qiao C., Ma J., Xu J., Xie M., Ma W., Huang Y. (2012) Drosha mediates destabilization of Lin28 mRNA targets. Cell Cycle, 11, 3590-8.

Quinlan A. R., Hall I. M. (2010) BEDTools: a flexible suite of utilities for comparing genomic features. Bioinformatics, 26, 841—2.

R Core Team (2013) R: A Language and Environment for Statistical Computing.

Rajasethupathy P., Antonov I., Sheridan R., Frey S., Sander C., Tuschl T., Kandel E. R.

(2012) A role for neuronal piRNAs in the epigenetic control of memory-related synaptic plasticity. Cell, 149, 693-707.

Rand T. A, Petersen S., Du F., Wang X. (2005) Argonaute2 cleaves the anti-guide strand of siRNA during RISC activation. Cell, 123, 621-9.

Rangan P., Malone C. D., Navarro C., Newbold S. P., Hayes P. S., Sachidanandam R., Hannon G. J., Lehmann R. (2011) piRNA production requires heterochromatin formation in Drosophila. Curr. Biol., 21, 1373-9.

Rau F., Freyermuth F., Fugier C., Villemin J.-P., Fischer M.-C., Jost B., Dembele D., Gourdon G., Nicole A, Duboc D., et al. (2011) Misregulation of miR-1 processing is associated with heart defects in myotonic dystrophy. Nat. Struct. Mol. Biol, 18, 840-5.

Rausch T., Zichner T., Schlattl A, Stütz A M., Benes V., Korbel J. O. (2012) DELLY: structural variant discovery by integrated paired-end and split-read analysis. Bioinformatics, 28, i333-i339.

Reinhart B. J., Slack F. J., Basson M., Pasquinelli A. E., Bettinger J. C., Rougvie A. E., Horvitz H. R., Ruvkun G. (2000) The 21-nucleotide let-7 RNA regulates developmental timing in Caenorhabditis elegans. Nature, 403, 901-6.

Ro S., Park C., Sanders K. M., McCarrey J. R., Yan W. (2007) Cloning and expression profiling of testis-expressed microRNAs. Dev. Biol., 311, 592-602.

Robine N., Lau N. C., Balla S., Jin Z., Okamura K., Kuramochi-Miyagawa S., Blower

M. D., Lai E. C. (2009) A broadly conserved pathway generates 3'UTR-directed primary piRNAs. Curr. Biol, 19, 2066-76.

Rouget C., Papin C., Boureux A, Meunier A-C., Franco B., Robine N., Lai E. C., Pelisson A., Simonelig M. (2010) Maternal mRNA deadenylation and decay by the piRNA pathway in the early Drosophila embryo. Nature, 467, 1128-32.

Rozhkov N. VjHammell M., Hannon G. J. (2013) Multiple roles for Piwi in silencing Drosophila transposons. Genes Dev., 27, 400-12.

Rubin G. M., Kidwell M. G., Bingham P. M. (1982) The molecular basis of P-M hybrid dysgenesis: the nature of induced mutations. Cell, 29, 987-94.

Ruby J. G., Stark A., Johnston W. K., Kellis M., Bartel D. P., Lai E. C. (2007) Evolution, biogenesis, expression, and target predictions of a substantially expanded set of Drosophila microRNAs. Genome Res., 17, 1850-64.

Ruggiero T., Trabucchi M., De Santa F., Zupo S., Harfe B. D., McManus M. T.,

Rosenfeld M. G., Briata P., Gherzi R. (2009) LPS induces KH-type splicing regulatory

protein-dependent processing of microRNA-155 precursors in macrophages. FASEBJ., 23,2898-908.

Ryazansky S. S., Gvozdev V. A., Berezikov E. (2011) Evidence for post-transcriptional regulation of clustered microRNAs in Drosophila. BMC Genomics, 12, 371.

Rybak A., Fuchs H., Smirnova L., Brandt C., Pohl E. E., Nitsch R., Wulczyn F. G. (2008) A feedback loop comprising lin-28 and let-7 controls pre-let-7 maturation during neural stem-cell commitment. Nat. Cell Biol., 10, 987-93.

Rybak A., Fuchs H., Hadian K., Smirnova L., Wulczyn E. A., Michel G., Nitsch R.,

Krappmann D., Wulczyn F. G. (2009) The let-7 target gene mouse lin-41 is a stem cell specific E3 ubiquitin ligase for the miRNA pathway protein Ago2. Nat. Cell Biol., 11, 1411-20.

Saito K., Ishizuka A., Siomi H., Siomi M. C. (2005) Processing of pre-microRNAs by the Dicer-1-Loquacious complex in Drosophila cells. PLoS Biol., 3, e235.

Saito K., Nishida K. M., Mori T., Kawamura Y., Miyoshi K., Nagami T., Siomi H., Siomi

M. C. (2006) Specific association of Piwi with rasiRNAs derived from retrotransposon and heterochromatic regions in the Drosophila genome. Genes Dev., 20, 2214-22.

Saito K., Sakaguchi Y., Suzuki T., Suzuki T., Siomi H., Siomi M. C. (2007) Pimet, the Drosophila homolog of HEN 1, mediates 2'-0-methylation of Piwi- interacting RNAs at their 3' ends. Genes Dev., 21, 1603-8.

Saito K., Inagaki S., Mituyama T., Kawamura Y., Ono Y., Sakota E., Kotani H., Asai K., Siomi H., Siomi M. C. (2009) A regulatory circuit for piwi by the large Maf gene traffic jam in Drosophila. Nature, 461, 1296-9.

Saito K., Ishizu H., Komai M., Kotani H., Kawamura Y., Nishida K. M., Siomi H., Siomi

M. C. (2010) Roles for the Yb body components Armitage and Yb in primary piRNA biogenesis in Drosophila. Genes Dev., 24, 2493-8.

Sasidharan V., Lu Y.-C., Bansal D., Dasari P., Poduval D., Seshasayee A., Resch A. M., Graveley B. R., Palakodeti D. (2013) Identification of neoblast- and regeneration-specific miRNAs in the planarian Schmidtea mediterranea. RNA, 19, 1394-404.

Scadden A. D. J. (2005) The RISC subunit Tudor-SN binds to hyper-edited double-stranded RNA and promotes its cleavage. Nat. Struct. Mol. Biol., 12, 489-96.

Schanen B. C., Li X. (2011) Transcriptional regulation of mammalian miRNA genes. Genomics, 97, 1-6.

Schwamborn J. C., Berezikov E., Knoblich J. A. (2009) The TRIM-NHL protein TRIM32 activates microRNAs and prevents self-renewal in mouse neural progenitors. Cell, 136, 913-25.

Shirayama M., Seth M., Lee H.-C., Gu W., Ishidate T., Conte D., Mello C. C. (2012) piRNAs initiate an epigenetic memory of nonself RNA in the C. elegans germline. Cell, 150, 65-77.

Sienski G., Donertas D., Brennecke J. (2012) Transcriptional silencing of transposons by Piwi and maelstrom and its impact on chromatin state and gene expression. Cell, 151, 964-80.

Siomi M. C., Sato K., Pezic D., Aravin A. A. (2011) PlWI-interacting small RNAs: the vanguard of genome defence. Nat. Rev. Mol. Cell Biol, 12, 246-58.

Stajich J. E., Block D., Boulez K., Brenner S. E., Chervitz S. A., Dagdigian C., Fuellen G., Gilbert J. G. R., Korf I., Lapp H., et al. (2002) The Bioperl toolkit: Perl modules for the life sciences. Genome Res., 12, 1611-8.

Suzuki H. I., Yamagata K., Sugimoto K., Iwamoto T., Kato S., Miyazono K. (2009) Modulation of microRNA processing by p53. Nature, 460, 529-33.

Swanson W. J., Vacquier V. D. (2002) The rapid evolution of reproductive proteins. Nat. Rev. Genet., 3, 137-44.

Thermann R., Hentze M. W. (2007) Drosophila miR2 induces pseudo-polysomes and inhibits translation initiation. Nature, 447, 875-8.

Thornton J. E., Gregory R. I. (2012) How does Lin28 let-7 control development and disease? Trends Cell Biol., 22, 474-82.

Thornton J. E., Chang H.-M., Piskounova E., Gregory R. I. (2012) Lin28-mediated control of let-7 microRNA expression by alternative TUTases Zcchcl 1 (TUT4) and Zcchc6 (TUT7). RNA, 18, 1875-85.

Tokumaru S., Suzuki M., Yamada H., Nagino M., Takahashi T. (2008) let-7 regulates Dicer expression and constitutes a negative feedback loop. Carcinogenesis, 29, 2073-7.

Trabucchi M., Briata P., Garcia-Mayoral M., Haase A. D., Filipowicz W., Ramos A., Gherzi R., Rosenfeld M. G. (2009) The RNA-binding protein KSRP promotes the biogenesis of a subset of microRNAs. Nature, 459, 1010-4.

Triboulet R, Chang H.-M., Lapierre R. J., Gregory R. I. (2009) Post-transcriptional control of DGCR8 expression by the Microprocessor. RNA, 15, 1005-11.

Tripurani S. K., Lee K.-B., Wee G., Smith G. W., Yao J. (2011) MicroRNA-196a regulates bovine newborn ovary homeobox gene (NOBOX) expression during early embryogenesis. BMC Dev. Biol., 11, 25.

Tripurani S. K., Wee G., Lee K.-B., Smith G. W., Wang L., Jianboyao (2013) MicroRNA-212 Post-Transcriptionally Regulates Oocyte-Specific Basic-Helix-Loop-Helix Transcription Factor, Factor in the Germline Alpha (FIGLA), during Bovine Early Embryogenesis. PLoS One, 8, e76114.

Vagin V. V, Sigova A, Li C., Seitz H., Gvozdev V., Zamore P. D. (2006) A distinct small RNA pathway silences selfish genetic elements in the germline. Science, 313, 320-4.

Vagin V. V, Yu Y., Jankowska A., Luo Y., Wasik K. A., Malone C. D., Harrison E., Rosebrock A, Wakimoto B. T., Fagegaltier D., et al. (2013) Minotaur is critical for primary piRNA biogenesis. RNA, 19, 1064-77.

Van Rooij E., Liu N., Olson E. N. (2008) MicroRNAs flex their muscles. Trends Genet., 24, 159-66.

Viswanathan S. R., Daley G. Q., Gregory R. I. (2008) Selective blockade of microRNA processing by Lin28. Science, 320, 97-100.

Voigt F., Reuter M., Kasaruho A., Schulz E. C., Pillai R. S., Barabas O. (2012) Crystal structure of the primary piRNA biogenesis factor Zucchini reveals similarity to the bacterial PLD endonuclease Nuc. RNA, 18, 2128-34.

Wakiyama M., Takimoto K., Ohara O., Yokoyama S. (2007) Let-7 microRNA-mediated mRNA deadenylation and translational repression in a mammalian cell-free system. Genes Dev., 21, 1857-62.

Xu J., Wong C. (2008) A computational screen for mouse signaling pathways targeted by microRNA clusters. RNA, 14, 1276-83.

Xu P., Vernooy S. Y., Guo M., Hay B. A. (2003) The Drosophila microRNA Mir-14

suppresses cell death and is required for normal fat metabolism. Curr. Biol., 13, 790-5.

Yamagata K., Fujiyama S., Ito S., Ueda T., Murata T., Naitou M., Takeyama K.-I., Minami Y., O'Malley B. W., Kato S. (2009) Maturation of microRNA is hormonally regulated by a nuclear receptor. Mol. Cell, 36, 340-7.

Yang J.-S., Lai E. C. (2010) Dicer-independent, Ago2-mediated microRNA biogenesis in vertebrates. Cell Cycle, 9, 4455-60.

Yang W., Chendrimada T. P., Wang Q., Higuchi M., Seeburg P. H., Shiekhattar R.,

Nishikura K. (2006) Modulation of microRNA processing and expression through RNA editing by ADAR deaminases. Nat. Struct. Mol. Biol., 13, 13-21.

Yang J.-S., Smibert P., Westholm J. O., Jee D., Maurin T., Lai E. C. (2014) Intertwined pathways for Argonaute-mediated microRNA biogenesis in Drosophila. Nucleic Acids Res., 42, 1987-2002.

Yu J., Wang F., Yang G.-H., Wang F.-L., Ma Y.-N., Du Z.-W., Zhang J.-W. (2006) Human microRNA clusters: genomic organization and expression profile in leukemia cell lines. Biochem. Biophys. Res. Commun., 349, 59-68.

Zeng Y. (2006) Principles of micro-RNA production and maturation. Oncogene, 25, 6156-62.

Zeng Y., Yi R., Cullen B. R. (2005) Recognition and cleavage of primary microRNA precursors by the nuclear processing enzyme Drosha. EMBO J., 24, 138—48.

Zhang R., Peng Y., Wang W., Su B. (2007) Rapid evolution of an X-Iinked microRNA cluster in primates. Genome Res., 17, 612-7.

Zhang F., Wang J., Xu J., Zhang Z., Koppetsch B. S., Schultz N., Vreven T., Meignin C., Davis I., Zamore P. D., et al. (2012) UAP56 couples piRNA clusters to the perinuclear transposon silencing machinery. Cell, 151, 871-84.

Zhao Y., Ransom J. F., Li A., Vedantham V., von Drehle M., Muth A. N., Tsuchihashi T., McManus M. T., Schwartz R. J., Srivastava D. (2007) Dysregulation of cardiogenesis, cardiac conduction, and cell cycle in mice lacking miRNA-1-2. Cell, 129, 303-17.

Zisoulis D. G., Kai Z. S., Chang R. K., Pasquinelli A. E. (2012) Autoregulation of microRNA biogenesis by let-7 and Argonaute. Nature, 486, 541-4.