Протективный эффект аденовирусных генетических конструкций, экспрессирующих белки хламидий, против экспериментальной хламидийной инфекции тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.03.09, кандидат наук Королева, Екатерина Андреевна

• Королева, Екатерина Андреевна
• кандидат наук
• 2015

Оглавление диссертации кандидат наук Королева, Екатерина Андреевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ПРИНЯТЫЕ СОКРАЩЕНИЯ

ВВЕДЕНИЕ

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Биологические особенности хламидий

1.1.1 Жизненный цикл хламидий

1.1.2 Структура клеточной оболочки хламидий

1.1.3 Система секреции III типа хламидий

1.2 Эпидемиология хламидийной инфекции

1.3 Стратегии контроля распространения хламидийной инфекции: лечение или профилактика?

1.4 Преимущества вакцинации, как стратегии контроля над распространением хламидийной инфекции

1.5 Особенности патогенеза хламидийной инфекции

1.5.1 Клеточная парадигма

1.5.2 Иммунологическая парадигма

1.6 Характеристика иммунного ответа при хламидийной инфекции

1.6.1 Врожденная резистентность

1.6.2 Адаптивный иммунный ответ

1.7 Исследования по разработке вакцин против хламидиоза

1.7.1 Аттенуированные хламидийные вакцины

1.7.2 Субъединичные вакцины

1.7.3 Генетические вакцины

1.7.4 Адъюванты, используемые в разработке вакцин против хламидиоза

1.8 Состояния и перспективы разработки вакцины против урогенитального

хламидиоза, вызванного С. trachomatis

Глава 2. СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1 Материалы

2.1.1 Бактериальные штаммы

2.1.2 Клеточные линии

2.1.3 Антигены

2.1.4 Плазмидные векторы

2.1.5 Адъюванты

2.1.6 Другие реактивы

2.1.7 Лабораторные животные

2.1.8 Лабораторное оборудование

2.2 Методы исследования

2.2.1 Методы работы с животными

2.2.2 Методы мониторинга инфекционного процесса

2.2.3 Методы иммуномониторинга вакцинных конструкций

2.2.4 Статистическая обработка результатов исследований

2.3 Результаты исследований

2.3.1 Изучение иммуногенных и протективных свойств рекомбинантного аденовирусного вектора, экспрессирующего белок ОтсВ С. trachomatis

2.3.1.1 Получение рекомбинантного аденовируса, несущего ген отсВ С. trachomatis

2.3.1.2 Изучение иммуногенных и протективных свойств Ad-mOmcB-Fc на модели урогенитальной хламидийной инфекции, вызванной С. muridarum

2.3.2 Характеристика иммуногенных свойств структурного белка третьей транспортной системы хламидий ТС_0037

2.3.2.1 Определение специфических антител к рекомбинантному белку ТС_0037 С. muridarum (г-ТС_0037) и его эпитопу - пептиду ТС_0037 (р-ТС_0037) методом ИФА

2.3.2.2 Анализ специфической лимфопролиферации в ответ на антиген ТС_0037 С. muridarum

2.3.2.3 Анализ реакции торможения миграции макрофагов (РТММ), полученных от мышей, иммунизированных белком ТС_0037 С. muridarum

2.3.2.4 Адаптивный перенос Т-клеток от мышей, иммунизированных антигеном ТС_0037 С. тигИагит

2.3.3 Сравнительный анализ иммуногенных и протективных свойств генетических конструкций на основе аденовирусного вектора, экспрессирующих белки хламидий ОтсВ и ТС_0037 (Ас1-тОтсВ-Рс/Ас1-МВЬ-ТС_0037)

2.3.3.1 Получение рекомбинантного аденовируса, несущего ген ¿с_0037 (Аё-МВЬ-ТС 037) С. тиШагит

2.3.3.2 Изучение иммуногенных и протективных свойств препаратов Ас1-тОтсВ-Бс, Ас1-МВЬ-ТС_0037 на модели урогенитальной хламидийной инфекции, вызванной С. типйагит

2.3.4 Оптимизация схемы иммунизации генетической конструкцией на основе аденовирусного вектора, экспрессирующего белок ТС_0037 С. тиг'^агит

2.3.4.1 Изучение гуморального иммунного ответа на иммунизации Аё-МВЬ-ТС 0037 с бустированием рекомбинантным белком ТС 0037 в сочетании с монофосфорил липидом А (гТС_0037-МРЬА)

2.3.4.2 Оценка клеточного иммунного ответа к антигену ТС 0037 у лабораторных животных, интраназально иммунизированных Ас1-МВЬ-ТС_0037 с бустированием гТС_0037-МРЬА

2.3.4.3 Изучение протективных свойств иммунизации генетической конструкцией на основе аденовирусного вектора, экспрессирующего белок ТС 0037 С.

тиШагит с бустированием гТС_0037-МРЬА

Глава 3. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

ПРИНЯТЫЕ СОКРАЩЕНИЯ

Ад (Ad) - аденовирус человека 5-го серотипа АТФ - аденозинтрифосфат АТФ-аза - аденозинтрифосфатаза

ВЗОМТ - воспалительные заболевания органов малого таза

ВИЧ - вирус иммунодефицита человека

ВОЗ (WHO) - Всемирная Организация Здравоохранения

ГМ-КСФ (GM-CSF) - фактор стимуляции колонии макрофагов

ДАМП - дистресс-ассоциированные молекулярные паттерны

ДК (DC) - дендридные клетки

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

ЕКК - естественные клетки киллеры

ИЛ - интерлейкин

ИФ (IFN) - интерферон

ЛПС (LPS) - липополисахарид

ПНЛ - полиморфнонуклеарные лейкоциты

ПАМП - патоген-ассоциированные молекулярные паттерны

РТ - ретикулярные тельца

ССТТ - система секреции третьего типа

ФНО (TNF) - фактор некроза опухоли

ЭТ - элементарные тельца

Ad-mOmcB-Fc - рекомбинантный аденовирусный вектор, экспрессирующий белок ОтсВ

Ad-MBL-TC_0037 - рекомбинантный аденовирус, экспрессирующий белок ТС_0037

CLRs - лектиновые рецепторы С-типа

ECDC (European Centre for Disease Prevention and Control) - Европейский центр по контролю и профилактике заболеваний

HLA (Human Leucocyte Antigens) - человеческие лейкоцитарные антигены

HSP60 (heat shock protein) - белок теплового шока

ICOS - индуцибильные костимуляторные рецепторы

iNOS-синтаза оксида a30Ta(NO)

MBL - моноза-связывающий лектин

МНС - главный комплекс гистосовместимости

MPLA - монофосфорил липид А

NAAN (nucleic acid amplification test) - тест амплификации нуклеиновых кислот NLRs - NOD-подобные рецепторы

OmcB (outer membrane protein II, отр2) - наружный мембранный белок И.

RLRs - RIG-I-подобные рецепторы

RNS - метаболиты азота

TLRs - Толл-подобные рецепторы

TCR - Т клеточные рецепторы

ТС_0037 - главный белок инжектосомы ССТТ

Treg - регуляторные Т-клетки

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Протективный эффект аденовирусных генетических конструкций, экспрессирующих белки хламидий, против экспериментальной хламидийной инфекции»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность работы

Хламидийная инфекция - наиболее часто регистрируемое бактериальное инфекционное заболевание, передаваемое половым путем. По данным ВОЗ ежегодно диагностируется более 100 миллионов случаев инфицирования С. trachomatis (WHO, 2012). Заболеваемость продолжает расти даже в развитых странах, и составляет более 500 случаев заболевания на 100 тысяч населения в год. Наиболее часто заболевание выявляется в возрасте от 15 до 24 лет (ESSTI, 2007; VandeLaar, 2007; Chesson, 2004).

У 75% женщин и 40% мужчин отмечено бессимптомное течение заболевания, а у подростков в 30-40% случаев имеет место скрытая хламидийная инфекция, которая протекает в течение 2-5 лет (Detels, 2011). Бессимптомное течение характерно не только для урогенитальной локализации, но также для инфекций других органов. Эпидемиологическая значимость бессимптомных хламидиозов была доказана еще в работах основоположника хламидиологии в России, A.A. Шаткина, так как эти формы не диагностируются и не лечатся, но способствуют распространению инфекции и приводят к осложнениям (Шаткин, 1990).

Хламидии способны вызывать серьезные заболевания с тяжелыми осложнениями и последствиями. У женщин восходящее течение инфекции приводит к развитию воспалительных заболеваний органов малого таза (ВЗОМТ). В результате хронического воспаления фаллопиевых труб может развиваться бесплодие. По различным оценкам, его частота составляет 10-40% не леченых случаев хламидиоза у женщин (Haggerty, 2010). Кроме того, на фоне специфического воспаления (сальпингита) возрастает риск внематочной беременности, хронического тазового болевого синдрома, тазового перитонита, выкидышей и преждевременных родов (Schachter, 2008; Peipert, 2003; Haggerty,

2010). У беременных инфицированных женщин, высока вероятность рождения недоношенного ребенка и его инфицирования с развитием конъюнктивита и пневмонии (Schachter, 2008).

Для мужчин риск осложнений гораздо меньше, но возрастает при повторном заражении хламидиозом. У мужчин хламидиоз нередко приводит к простатиту, эпидидимиту, к развитию бесплодия на фоне рубцевания семявыносящих протоков, а также к артриту (Stamm, 2008).

В настоящее время существуют два подхода для контроля за хламидийной инфекцией: массовый скрининг и последующее лечение антибиотиками и внедрение эффективной вакцины.

Стратегия массовых обследований с последующим лечением показала свою эффективность в группах высокого риска для своевременного выявления у них активно протекающей инфекции и последующего лечения, включая половых партнеров. Более того, при таком подходе удалось получить достоверное снижение уровня развития осложнений, таких как ВЗОМТ, эктопическая беременность, бесплодие (Westrom, 1992; Haggerty, 2010).

Тем не менее, в странах, где уже более 30 лет проводятся государственные программы скрининга, заболеваемость хламидиозом продолжает расти. Этот факт можно объяснить следующими обстоятельствами. Во-первых, используемое однократное лечение азитромицином не всегда эффективно для элиминации возбудителя (Drummond, 2011; Dukers-Muijrers, 2012). Так, у 10-15 % женщин, получавших такое лечение, впоследствии была выявлена хламидийная инфекция, свидетельствующая о развитии хронической формы (Workowski, 1993; Götz, 2013).

Во-вторых, предполагается, что раннее подавление инфекции антибиотиками мешает формированию протективного иммунного ответа, предотвращающего повторное заражение (Brunham, 1996; Bailey, 1999; Brunham, 2005). В-третьих, высока частота повторного заражения (Brunham, 2005). Кроме того, при моделировании эпидемиологического надзора, показано, что

эффективность скрининга может быть достигнута при охвате не менее 45% в группах риска, однако в реальности эта цифра существенно ниже (Dukers-Muijrers, 2012).

Тем самым, современные стратегии скрининга и лечения не достаточно эффективны по контролю над распространением хламидиоза. Поэтому создание вакцины признано ВОЗ наиболее перспективным направлением (Brunham, 2005; Gray, 2009). На основе математической модели показано, что вакцинирование подростков до начала половой жизни позволит принципиально снизить заболеваемость через 20 лет (Gray, 2009). Несмотря на то, что в этом направлении, за последние годы, достигнут значительный прогресс, в настоящее время еще не разработана эффективная и безопасная вакцина против урогенитального хламидиоза.

В первую очередь, такая ситуация объясняется особенностями иммунного ответа при хламидийной инфекции. При неосложненной форме урогенитального хламидиоза запускается целый комплекс иммунных реакций. В защите от хламидийной инфекции и реинфекции одинаково важную роль играют как, специфические CD4+ Т-клеточный ответ, продуцирующий ИФу, так и гуморальный иммунный ответ, включая секреторные и системные антитела (Hvid, 2007; Agrawal, 2009).

В клинических исследованиях и исследованиях на животных было показано, что иммунный ответ на восходящую хламидийную инфекцию сопровождается развитием тяжелой патологии (Vergara, 2005). Продукция воспалительных цитокинов, таких как ИЛ-1, ИЛ-8, ФНОа и ГМ-КСФ, побочно приводит к повреждению тканей репродуктивных органов (Loomis, 2002; Vergara, 2005; Mascellino, 2011).

В настоящее время принято считать, что основной задачей при разработке противохламидийной вакцины является индукция иммунного ответа, не только способствующего разрешению воспалительных процессов в репродуктивных органах, но и не вызывающего развития патологии.

Другой объективной проблемой при создании протихламидийной вакцины является ежемесячное циклическое ремоделирование тканей и флуктуации гормонов в женских репродуктивных органах, что препятствуют сохранению Т-клеток в генитальном тракте (Billig, 2010).

Разработка вакцин основана на выборе антигенов, обладающих наибольшей протективностью, созданием эффективных систем доставки и обоснованном использовании адъювантов. На сегодняшний день наиболее часто используемыми протективными антигенами для разработки эффективной противохламидийной вакцины являются хламидийные белки наружной мембраны, такие как, основной белок наружной мембраны МОМР, полиморфные белки POMPs, цистеин богатые белки CrpA, ОтсВ, мембранный белок СТ043(Ра1, 2005; Li, 2007; Sun, 2009; Wang, 2009). Было показано, что наилучший протективный ответ у животных развивался при использовании рекомбинантного белка МОМР, имеющего нативную конформационную структуру (Sun, 2009; Schautteet, 2012). Однако было установлено, что использование белка МОМР в качестве единственного протективного антигена не позволяет получить эффективную защиту. Поэтому наиболее перспективным в настоящее время является разработка поливалентных субъединичных и генетических вакцин на основе комбинации двух и более белков С. trachomatis в сочетании с адъювантами (Schautteet, 2011).

Другими целевыми белками - кандидатами являются секретируемые белки. Широко используется в качестве создания вакцинных препаратов белок CPAF -протеаза/фактор с протеасомо-подобной активностью. Интраназальная иммунизация рекомбинантным белком CPAF в сочетании с ИЛ-12 индуцировала выраженную продукцию ИФу и приводила к значительному снижению накопления возбудителя в генитальном тракте мышей, а также ограничивала развитие осложнений в верхних отделах репродуктивной системы (Murthy, 2009; Zhong, 2001). Наиболее перспективными представляются препараты на основе аденовирусного вектора, экспрессирующего белок CPAF. Иммунизация Ad-CPAF с бустированием рекомбинантным CPAF в сочетании с адъювантами CpG/HH2

показала значительный антительный ответ, но менее выраженный клеточный иммунный ответ (Brown, 2012).

Накопленный опыт показывает, что стратегия создания противохламидийных вакцин должна быть направлена на подавление тех механизмов, которые реализуют хламидии на разных этапах взаимодействия с клеткой хозяина. Так, на этапе адгезии элементарных телец хламидий защита будет определяться наличием нейтрализующих антител. А на последующих, внутриклеточных этапах развития, включая персистенцию, доминирующим должен быть Т-клеточный иммунный ответ.

Таким образом, несмотря на интенсивные исследования в области разработки противохламидийной вакцины, по-прежнему остается актуальным поиск наиболее значимых антигенов хламидий, индуцирующих протективный иммунитет, а также выбор систем доставки и адъювантов, которые не только позволят оптимизировать иммунный ответ, но и будут направленно вызывать специфический ответ в местах локализации инфекции. Можно отметить, что работы по разработке вакцин против урогенитального хламидиоза в нашей стране не проводятся.

Цель диссертационной работы

Изучение иммуногенных и протективных свойств аденовирусных генетических конструкций, несущих гены хламидийного белка наружной мембраны ОгпсВ и структурного белка системы секреции III типа С. muridarum ТС_0037, для иммунопрофилактики урогенитального хламидиоза.

Для достижения поставленной цели были определены следующие задачи:

• Выбрать хламидийные белки для разработки кандидатных вакцинных препаратов на основе изучения их иммуногенных и протективных свойств.

• Оценить иммуногенные свойства полученных аденовирусных генетических конструкций, несущих хламидийные гены отсВ и tc_0037.

• Изучить протективность аденовирусных генетических конструкций, несущих хламидийные гены отсВ и tc_0037, на модели экспериментальной хламидийной инфекции у мышей.

• Оптимизировать схему иммунизации выбранной аденовирусной генетической конструкцией с использованием бустирования целевым белком в сочетании с адъювантом - лигандом Толл-подобного рецептора 4 типа.

Научная новизна работы

Впервые было показано, что белок третьей транспортной системы С. muridarum ТС_0037 обладает иммуногенными свойствами, вызывая образование специфических антител и индуцируя клеточный иммунный ответ.

Впервые показана протективность иммунного ответа при иммунизации белком С. muridarum ТС_0037 на модели острой и хронической урогенитальной инфекции у мышей.

Впервые показана защита от урогенитальной модельной инфекции, вызванной С. muridarum, на мышах при интраназальной иммунизации аденовирусной генетической конструкцией Ad-MBL-TC_0037 с последующим бустированием рекомбинантным белком ТС_0037 в составе монофосфорил липида A (MPLA) - лиганда Толл-подобного рецептора 4 типа.

Теоретическое и практическое значение работы

Полученные результаты по изучению иммуногенных и протективных свойств разработанных генетических конструкций, несущих хламидийные гены, по выбору адъювантов и оптимальных способов иммунизации позволят приступить к созданию вакцинного препарата для профилактики и лечения урогенитальной хламидийной инфекции, вызванной С. trachomatis.

По результатам работы подготовлены методические рекомендации «Разработка новой модели урогенитальной инфекции, вызванной С. trachomatis, у мышей для тестирования вакцинных и терапевтических препаратов»,

утвержденные советом по внедрению научных достижений в практику ФГБУ «ФНИЦЭМ им. Н.Ф. Гамалеи» Минздрава России 14 августа 2015 г., протокол №03.

Методология и методы исследования

В работе использовались современные микробиологические методы (культуральный метод, микроскопический метод исследования), молекулярно-генетические методы (анализ ПЦР), иммунологические методы (иммуноферментный анализ (ИФА), лимфопролиферативный анализ, реакция торможения миграции макрофагов (РТММ), метод ЕЫ8РОТ), методы работы с животными и биоинформатические методы.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Экспериментально обоснован выбор целевых белков хламидий для создания генетических вакцинных конструкций на основе аденовирусного вектора.

2. Показана защита от хламидийной инфекции в нижних отделах урогенитального тракта и подавление восходящей хламидийной инфекции у мышей при иммунизации созданными аденовирусными генетическими конструкциями, экспрессирующими хламидийный белок наружной мембраны и белок третьей транспортной системы С. типйагит.

3. Впервые показан протективный эффект иммунизации выбранной аденовирусной генетической конструкцией с последующим бустированием рекомбинантным белком в сочетании с лигандом Толл-подобного рецептора на модели экспериментальной хламидийной инфекции.

Апробация работы

Материалы диссертационной работы доложены на VI Общероссийской научной конференции с международным участием «ПЕРСПЕКТИВЫ РАЗВИТИЯ ВУЗОВСКОЙ НАУКИ» (Сочи, 2010), на 22-ом Европейском конгрессе по

клинической микробиологии и инфекционным болезням (Лондон, 2012), на Ежегодном конгрессе британского общества иммунологов (Глазго, 2012), на Ежегодном конгрессе британского общества иммунологов (Ливерпуль, 2013), на 25-ом Европейском конгрессе по клинической микробиологии и инфекционным болезням (Копенгаген, 2015).

Апробация работы состоялась 14.07.2015 г. На научной конференции отделов иммунологии, медицинской микробиологии, генетики и молекулярной биологии бактерий ФГБУ «ФНИЦЭМ им. Н.Ф. Гамалеи» Минздрава России (протокол №3).

Публикации

По теме диссертации опубликовано 13 научных работ, в том числе 8 статей в журналах, рекомендованных ВАК РФ.

Объем и структура работы

Диссертация изложена на 153 страницах машинописного текста и включает в себя следующие разделы: введение, обзор литературы, материалы и методы, результаты собственных исследований и их обсуждение, выводы и список использованной литературы, содержащий ссылки на 260 источников, из которых 11 отечественных, 247 иностранных и 2 интернет ссылки. Работа иллюстрирована 16 таблицами и 29 рисунками.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Биологические особенности хламидий 1.1.1 Жизненный цикл хламидий

Chlamydia trachomatis грамотрицательная облигатная внутриклеточная бактерия, являющаяся основной причиной заболеваний передающихся половым путем. Внутриклеточный паразитизм возбудителя определяет особенности течения инфекционного процесса в организме хозяина и сложности лечения заболеваний, вызванных С. trachomatis.

Согласно классическому микробиологическому описанию все хламидии проходят 2-х фазный жизненный цикл развития (Рисунок 1) (Hybiske, 2007). На первом этапе, инфекционные внеклеточные формы - элементарные тельца (ЭТ) -связываются с хозяйской клеткой. С. trachomatis характеризуется тропизмом преимущественно в отношении эпителиальных или эпителиоподобных клеток, при этом они могут инфицировать и другие типы клеток, например, моноциты, Купферовские клетки, гепатоциты. Адгезия ЭТ связана со специфическим лиганд-рецепторным взаимодействием. Первые этапы такого взаимодействия определяются обратимым электростатическим контактом с гепарансульфат протеогликанами плазматических мембран клеток. Однако специфические клеточные рецепторы, с которыми связывается хламидия, до конца еще не изучены. После связывания ЭТ с клеточными рецепторами происходит процесс интернализации патогена с образованием цитоплазматических включений, окруженных мембраной, в которых они реорганизуются в метаболически активные формы - ретикулярные тельца (РТ) (Рисунок 1). В течение этой внутриклеточной фазы, РТ проходят несколько этапов деления. Через 24-30 часов после интернализации в результате эндогенного, еще мало изученного сигнала начинается переход РТ в ЭТ, которые в дальнейшем (через 40-48 часов) высвобождаются из клетки-хозяина в результате ее лизиса за счет активации цистеиновых протеаз или процесса «экструзии» - высвобождения включения во

внеклеточное пространство за счет актинзависимого и миозинзависимого механизмов (Рисунок 1) (Hybiske, 2007; Wang, 2014).

Присоедииэтне ЭТ к клеточной мембране ■ проникновение внутрь клетки

Экзоцитоз или

клеткв хозяина, выход ЭТ из клетки

Экструзия

Первичная дифференциация ЭТ

в РТ ,РТ

_______ \

Размножение путем бинарного деления

48-72 4

Вторичная дифференциация РТ . вЭТ /

Хламидийные включения

Ограниченные рост и деление

хламнднй

Задержка развития хламиднб и образованве неинфекпионных. но жизнеспособных форм (персистенция возбудителя)

Рисунок 1. Жизненный цикл развития хламидий.

Внеклеточные ЭТ снова связываются с клетками, и процесс повторяется снова, вызывая инфекцию в организме хозяина. Однако в стрессовых условиях роста, при иммунотерапии, при лечении антибиотиками, или при ограничении питательных веществ, цикл развития нарушается, что приводит к появлению больших аберрантных РТ (Рисунок 1). (Yasser, 2005) и персистентному состоянию хламидий (Richard, 2004).

Персистенция представляет собой долговременную ассоциацию С. trachomatis с биологической мишенью, при этом возбудитель находится в

инфицированной клетке на стадии заблокированного перехода РТ в ЭТ с сохранением способности к восстановлению типичного цикла развития при создании оптимальных условий (Куляш, 2003). В период персистенции С. trachomatis метаболически активна, но характеризуется сниженной контагиозностью, при этом возбудитель становится нечувствительным к антибактериальным препаратам (Beatty, 1994;Dean, 1998).

1.1.2 Стуктура клеточной оболочки хламидий

Как и у других грамотрицательных бактерий, клеточная стенка С. trachomatis состоит из наружной мембраны (НМ), внутренней цитоплазматической мембраны (ВМ) и периплазматического пространства (Рисунок 2) (Frohlich, 2014). Ранее дискутировался вопрос о наличии пептидогликана в составе клеточной стенки хламидий. В то время как у хламидий присутствуют гены, кодирующие белки биосинтеза пептидогликана, а бактерии чувствительны к антибиотикам, действующим на пептидогликан, все попытки детектировать или выделить пептидогликан из клеточной стенки хламидий не были успешными, что рассматривалось как «хламидийная аномалия». Однако совсем недавние исследования, в которых проводили мечение хламидийного пептидогликана дипептидами, содержащими Д-аминокислоты, в процессе биосинтеза пептидогликана, показали, что хламидии все-же содержат функциональный пептидогликан в составе своей клеточной стенки. (Pilhofer, 2013; Liechti, 2014).

Периплазматическое пространство

Пептилогликан

ХГ.С

Цитоплазматическое ^ пространство ОтсА

Протеаза Ф Шаперон (мом^

Рисунок 2. Схематическое изображение структуры клеточной оболочки С. trachomatis (Fröhlich, 2014). Представлены компоненты наружной мембраны хламидии: липополисахарид (LPS), пептидогликан, МОМР, Pmps, OmcA, OmcB, and Omp85, а также предполагаемый шаперон и протеаза в периплазматическом пространстве элементарных телец (ЭТ).

Уникальной особенностью клеточной стенки хламидий, отличающей ее от других грамотрицательных бактерий, является наличие дисульфидных связей между белками наружной мембранны, благодаря которым основной белок наружной мембраны МОМР (Major Outer Membrane Protein) создает ригидность клеточной стенки (Fröhlich, 2014).

МОМР представлен на поверхности, как ЭТ, так и РТ, и экспрессируется во всех фазах жизненного цикла хламидий. Этот белок является как порином, так и адгезином. МОМР выполняет электростатическую роль в адгезии и содержит трипсин-чувствительные антигенные эпитопы (Guifeng, 2007).

МОМР формирует большие поры, позволяющие диффундировать таким промежуточным продуктам метаболизма, как аминокислоты и энергетически богатые нуклеотиды. Пориноспецифическая активность регулируется циклом развития хламидий. У метаболически неактивных ЭТ порины в основном не активны, но при интернализации ЭТ и попадании их во внутриклеточную среду

происходит разрушение дисульфидных связей и открытие пор наружной мембраны (Tanzer, 2001).

Кроме МОМР, наружная мембрана хламидий представлена липополисахаридом (ЛПС), который является общим структурным компонентом всех грамотрицательных бактерий. ЛПС хламидий обладает эндотоксиновой активностью и индуцирует выработку цитокинов лейкоцитами, активирует митогенную активность B-лимфоцитов и продукцию простогландина Е макрофагами (Heine, 2003; Giles, 2008).

В наружную мембрану также интегрированы белки наружной мембраны второго и третьего типа ОтсВ и ОтсА, полиморфные мембранные белки POMPs (PolymorphicOuterMembraneProteins) и белки теплового шока хламидий (Рисунок 2).

ОтсВ и ОтсА являются цистеин-богатыми мембранными белками, обнаруживаемые в ЭТ и РТ. Они обеспечивают осмотическую стабильность ЭТ и ригидность клеточной стенки хламидий за счет дисульфидных связей (Fröhlich, 2014). ОтсВ - высококонсервативный белок среди Chlamydiales, что указывает на его важную роль в патогенезе хламидийной инфекции, поскольку он рассматривается как один из основных адгезинов на начальном этапе взаимодействия патогена с эукариотической клеткой (Рисунок 2) (Fadel, 2007).

Представители семейства полиморфных мембранных белков POMPs являются аутотранспортерами, принимающими активное участие в адгезии и инвазии хламидий (Wheelhouse, 2012).

1.1.3 Система секреции III типа хламидий

В обеспечении жизненно важных процессов хламидий участвует система секреции III типа (ССТТ), секретирующая факторы патогенности непосредственно в цитоплазму клетки хозяина, что приводит к изменению ее нормального физиологического состояния и способствует адгезии, инвазии и

внутриклеточному размножению патогена (Peters, 2007). В отличие от других патогенных бактерий, содержащих ССТТ, у которых подавление секреции приводит к снижению вирулентности, но не подавляет жизнеспособность, у хламидий данный секреторный аппарат выполняет жизненно важные функции на всех этапах развития патогена, а его подавление приводит к гибели хламидий.

ССТТ представляет собой особую структуру - инжектосому, или молекулярный «наношприц», состоящий из 20—25 белков, (Рисунок 3) (Diepold, 2014).

нм

вм

Рисунок 3. Система секреции III типа и ее компоненты ^ероИ, 2014). (А) и (Б) - ЗБ-изображение поверхности ССТТ (А - вид сбоку, Б - в разрезе). (В) -схематическое изображение ССТТ с указанием всех его компонентов с предполагаемой локализацией. Компоненты цитоплазмы - желтый цвет; компоненты аппарата ССТТ - красный цвет; компоненты инжектосомы - синий цвет; кончик «иглы» инжектосомы и транслокаторные белки - зеленый цвет.

Эффекторы

4

Транслокон

В ерх няя часть иглы Филамент иглы (CdsF)

Наружки» кольца

Keck

Секретин (СdsC) Внутренний стержень (Cdsl)

CdsD Cds;

CdsRST

елок-переключатель (CdsU) Акцессорный белок (CdsK) CdsV

Б елок кольца (С dsQ) CdsO

I \CdsL

АТФ-аза (CdsN)

В основе структуры системы секреции III типа лежат олигомерные кольца, образуемые 3 протеинами и называемые базальными телами, которые встроены во внутреннюю мембрану (Diepold, 2014; Dumoux, 2015).

С цитоплазматической стороны базальные тела связаны с АТФазой, обеспечивающей энергетические процессы транслокации эффекторных молекул путем гидролиза АТФ. Данный процесс способствует также высвобождению шаперонов из комплекса эффекторных шаперонов. Им принадлежат две важные функции: загрузка субстрата в транспортную систему и взаимодействие с доменами, необходимыми для определения мембранной мишени в эукариотической клетке. Центральный периплазматический цилиндр построен из ряда субъединиц, которые выступают из кольца базальных тел (Diepold, 2014; Brutinel, 2008).

Комплекс колец наружной мембраны представлен семейством секретинов, которые выполняют стабилизирующую и якорную функции. На их основе формируется проводящий канал, который представляет собой полый цилиндр, состоящий из нескольких сотен копий белков, и продолжающийся внутренним стержнем (Рисунок 3)(Diepold, 2014).

Компоненты инжектосомы представлены на поверхности ЭТ и РТ на всех стадиях жизненного цикла хламидий. У ЭТ ССТТ выявляется на поверхности клетки, а у РТ - в месте контакта с мембраной включения. Инжектосома образована белком CdsF (Рисунок 3), который концентрируется на внешней мембране ЭТ и РТ и формирует внеклеточное образование, обозначаемое как «игла». Этот белок полимеризуется, образуя мультисубъединичный комплекс (Dai, 2014).

Кроме этого, хламидийный белок «иглы» ССТТ CdsF содержит остатки цистеина, которые являются уникальными для белков «иглы» ССТТ (Betts, 2008). Дисульфидные связи в полимеризованной «игле» ССТТ связаны со степенью

окисления оболочки хламидий и стадиями развития патогена (Betts-Hampikian, 2010). Таким образом, предполагают, что дисульфидные связи, обнаруженные у CdsF, локализованного у ЭТ, могут участвовать в функционировании секреторного аппарата хламидий.

ССТТ начинает функционировать на самых ранних этапах взаимодейсвия с клеткой хозяина. С помощью криоэлектронной томографии было показано, что на клеточной стенке ЭТ ассиметрично, на одном полюсе выявляются структуры ССТТ. В присутствии хозяйской клетки ЭТ сориентированы полюсом, несущим сруктуры ССТТ, в сторону мембраны клетки. Такие мембранносвязанные структуры системы секреции могут очень быстро и скоординировано транслоцировать эффекторные белки для инициации процесса инвазии. Процесс инвазии начинается с формирования фагоцитарной чаши и погружения ЭТ в нее, при этом активируются рецепторы, расположенные рядом, что создает условия для последовательного охвата ЭТ своеобразными выпячиваниями — филлоподиями (Рисунок 4). Далее происходят аналогичные процессы по всей поверхности мембраны клетки хозяина. В итоге филлоподии смыкаются над ЭТ и захватывают его мембраной клетки, после чего происходит инвагинация мембраны с дальнейшим образованием «свободных» вакуолей и «плотных» вакуолей (Nans, 2014).

В первые несколько часов интернализации патогена на мембране клетке хозяина происходит реорганизация какструктуры мембраны хламидий, так и структуры мембраны клетки хозяина. Мембранная вакуоль, которая изначально свободно охватывает ЭТ, затем образует плотную структуру проксимально к поверхности ЭТ. В течение этого времени ЭТ теряют свою полярность, с соответствующим уменьшением периплазматического пространства и реорганизацией аппарата ССТТ (Nans, 2014; Dumoux, 2015). Томографические изображения РТ на периферии хламидийного включения выявили полярно расположенные структуры ССТТ в количестве 20-100 на одну бактериальную клетку, находящиеся в контакте с внутренней поверхностью мембраны

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Королева, Екатерина Андреевна, 2015 год

Список литературы

1. Глазкова JI. К. Урогенитальная хламидийная инфекция.// В кн.: Кожный зуд. Акне. Урогенитальная хламидийная инфекция. СПб.: Сотис, 1998. С. 111-147.

2. Зверев В.В. Вакцинопрофилактика: прошлое, настоящее, будущее.// Вестник биотехнологии. 2006. С: 58-62.

3. Карпов А.П., Тутыхина И.Л., Логунов Д.Ю., Верховская Л.В., Шмаров М.М., Валихов А.Ф., Шулъпин М.И., Дрыгин В.В., Народицкий Б.С. Конструирование рекомбинантных аденовирусов птиц CELO, экспрессирующих гены гликопротеинов gB, gE, gl вируса болезни Марека.// Биотехнология. 2007. № 5. С. 38-44.

4. Королева Е.А., Щербинин Д.Н., Шмаров М.М., Зигангирова H.A., Народицкий Б.С. Конструирование рекомбинантного аденовируса, несущего ген OmcB Chlamydia trachomatis, для разработки вакцинного препарата против урогенитального хламидиоза. // Международный журнал прикладных и фундаментальных исследований. 2010. №. 10. С. 38-40.

5. Кубанова A.A., Фриго Н.В., Ротанов C.B., Соломка B.C., Нгтахова К.И., Рахматулина М.Р., Манукьян Т.Е. Современные направления и перспективы развития лабораторной диагностики инфекций, передаваемых половым путем.// Vestn Dermatol Venerol. 2011. №5. С: 5463.

6. Куляш Г. Ю. Персистирующая урогенитальная хламидийная инфекция: возможности и нерешенные вопросы лабораторной и клинической диагностики // ИППП. 2003. № З.С. 3-8.

7. Седова Е.С., Шмаров М.М., Тутыхина И.Л., Барыков Ю.А., Верховская Л.В., Логунов Д.Ю., Народицкий Б.С., Гинцбург А.Л. Протективные свойства кандидатных генно-инженерных вакцин против вируса гриппа

птиц, созданных на основе рекомбинантных аденовирусных векторов. // Журн. микробиол. 2010. № 3. С. 44-48.

8. Суслов А.П., Головин В.П., Скворцов В.Т., Коронцвит Т.А. Скрининговый тест клеточной миграции (СТКМ) из микрокультур in vitro.// Иммунология. 1989. №2. С:73-76.

9. Шаткин А. А. Хламидии и хламидиозы (вчера, сегодня, завтра).// Актуальные вопросы диагностики и лечения хламидийных инфекций: Материалы Всесоюз. совещ. М. 1990. С. 3 - 8.

10. Шмаров М.М., Седова Е.С., Верховская JI.B., Руднева И.А., Богачева Е.А., Барыкова Ю.А., Щербинин Д.Н., Лысенко А.А., Тутыхина И.Л., Логунов Д.Ю., Смирнов Ю.А., Народицкий Б.С., Гинцбург А.Л. Индукция протективного гетеросубтипического иммунного ответа против вируса гриппа при иммунизации рекомбинантными аденовирусными векторами, экспрессирующими гемагглютинин вируса гриппа Н5. // Acta Naturae. 2010. Т. 2. № 1 (4). С. 119-126.

11. Щербинин Д.Н., Шмаров М.М., Народицкий Б.С., Рубакова Э.И., Кондратьева Т.К. Исследование вакцинных противотуберкулезных препаратов на основе рекомбинантных аденовирусов в экспериментальной модели на мышах. // Туберкулёз и болезни лёгких. 2010. Т. 87. № 10. С. 50-53.

12. Agrawal G. R, Dutta R., Srivastava P., Bhengraj A.R., Salhan S., Mittal A. Protective or pathogenic immune response to genital chlamydial infection in women a possible role of cytokine secretion profile of cervical mucosal cells.// Clin Immunol. 2009 Mar; V. 130. №3. P. 347-54.

13. Andrew D.W., Hafner L.M., Beagley K.W., Timms P. Partial protection against chlamydial reproductive tract infection by a recombinant major outer membrane protein/CpG/cholera toxin intranasal vaccine in the guinea pig Chlamydia caviae model.// J Reprod Immunol. 2011 Sep; V. 91. №1-2. P. 916.

14. Astiz M.E., Galera A., Saha D.C., Carpati C., Rackow E.C. Monophosphoryl lipid A protects against Gram-positive sepsis and tumor necrosis factor.// Shock. 1994. V. 2. P.271-274.

15. Astiz M.E., Rackow E.C., Still J.G., et al. Pretreatment of normal humans with monophosphoryl lipid A induces tolerance to endotoxin: a prospective, doubleblind, randomized, controlled trial.// Crit Care Med. 1995. V. 23. P. 9-17.

16. Bachmaier K. and Penninger J.M. Chlamydia and antigenic mimicry.// Curr Top Microbiol Immunol. 2005. V. 296. P. 153-63.

17. Bailey B.R., Duong T., Carpenter R., Whittle H. and Mabey D. The duration of human ocular Chlamydia trachomatis infection is age dependent.// Epidemiol. Infect. 1999. V. 123. P. 479-486.

18. Bakken I.J. Chlamydia trachomatis and ectopic pregnancy: recent epidemiological findings.// Curr Opin Infect Dis. 2008. V. 21. P. 77—82.

19. Barteneva N., Theodor I., Peterson E.M. and de la Maza L.M. Role of neutrophils in controlling early stages of a Chlamydia trachomatis infection.// Infect Immun. 1996. V. 64. P. 4830-4833.

20. Bashmakov Y.K., Zigangirova N.A., Pashko Y.P., Kapotina L.N., Petyaev I.M. // Comp. Hepatol. 2010. V. 28. P. 3-9.

21. Baylor N.W., Egan W., Richman P. Aluminum salts in vaccines-US perspective.// Vaccine. 2002. V.20. №3. P. 18 - 23.

22. Beagley K.W. and Timms P. Chlamydia trachomatis infection: incidence, health costs and prospects for vaccine development.// J Reprod Immunol. 2000. V. 48. №1. P.47-68.

23. Beagley K.W., Timms P., Debattista J. and Wilson D.P. Time to rethink the expectation for a chlamydial vaccine. // Mucosal Immunology. 2009b. V.2. №4. P.l.

24. Beatty W.L., Morrison R.P., Byrne G.I.: Persistent Chlamydiae: from cell culture to a paradigm for chlamydial pathogenesis.// Microbiol Rev. 1994. V. 58. P. 686-699.

25. Beatty W.L., et al. Tryptophan depletion as a mechanism of gamma interferonmediated chlamydial persistence.// Infect Immun. 1994. V.62. P. 3705-3711.

26. Berry L.J., Hickey D.K., Skelding K.A., Bao S., Rendina A.M., Hansbro P.M., Gockel C.M., Beagley K.W. Transcutaneous immunization with combined cholera toxin and CpG adjuvant protects against Chlamydia muridarum genital tract infection.// Infect Immun. 2004. V.72. №2. P. 1019-1028.

27. Betts H.J., Twiggs L.E., Sal M.S., Wyrick P.B. and Fields K.A. Bioinformatic and biochemical evidence for the identification of the type III secretion system needle protein of Chlamydia trachomatis.// J. Bacteriol. 2008. V.190, P. 16801690.

28. Betts H.J. and Fields K.A. The Chlamydial Type III Secretion Mechanism: Reveiling Cracks in a Tough Nut.// Front Microbiol. 2010. V.l. P. 114.

29. Blystad H., Berglund T., Aavitsland P., Gundersen V.R. Spread of gonorrhoea from the Barents and Baltic Sea regions to the Nordic countries?// Eurosurveillance Weekly. 2002. V. 6. P. 15.

30. Brown T.H., Brown T.H., David J., Acosta-Ramirez E. Comparison of immune responces and protective efficacy of intranasal prime-boost immunization regimens using adenovirus-based and CpG/HH2 adjuvanted-subunit vaccines against genitalChlamydia muridarum infection.// Vaccine. 2012. V.2. Vol.30.

31. Brunham R.C. and Peeling R.W. Chlamydia trachomatis antigens: role in immunity and pathogenesis.// Infect Agents Dis. 1994. V. 3. №5. P. 218-33.

32. Brunham R.C., Kimany J., Bwayo J. et al. The epidemiology of Chlamydia trachomatis within a sexually transmitted disease core group.// J. Infect. Dis. 1996. V. 173. P. 950-956.

33. Brunham R., Pourbohloul B., Mak S., White R., Rekart M. The Unexpected impact of a Chlamydia trachomatis infection control program on susceptibility to reinfection.// J Infect Dis. 2005. V. 192. № 10. P. 1836-1844.

34. Brunham R.C., Rey-Ladino J. Immunology of Chlamydia infection: implications for a Chlamydia trachomatis vaccine.// Nat Rev Immunol. 2005. V.5. №2. P. 149-161.

35. Brunham R.C. and Rekart M.L. The arrested immunity hypotesis and the epidemiology of chlamydial control.// Sex Transm Dis. 2008. V. 35. №1. P. 53-4.

36. Brutinel E. and Yahr T. Control of gene expression by type III secretory activity.// Curr Opin Microbiol. 2008. V. 11. P. 128-133.

37. Campbell L.A. and Kuo C.-C. Cultivation and Laboratory Maintenance of Chlamydia pneumoniae.// Current Protocols in Microbiology. 2009.

38. Caro M.R., Buendia A.J., Ortega N. et al. Influence of the Th2 immune response established by Nippostrongylus brasiliensis infection on the protection offered by different vaccines against Chlamydophila abortus infection.// Veterinary Research Communications. 2001. V.l. P. 51 - 59.

39. Carrasco Y.R., Batista F.D. B cell recognition of membrane-bound antigen: an exquisite way of sensing ligands. // Curr. Opin. Immunol. 2006. V. 18. № 3. P.286-91.

40. Chambers M.A., Vordermeier H. M., Hewinson R. G., and Lowrie D. B. DNA Vaccines against Bacterial Pathogens.// Landes Bioscience, 2000.

41. Chang W.-C., White M.R., Moyo P., McClear S., Thie S., Hartshorn K.L., Takahashi K. Lack of the pattern recognition molecule mannose-binding lectin increases susceptibility to influenza A virus infection.// BMC Immunology. 2010. P. 11:64.

42. Chen GY, Nunez G. Sterile inflammation: sensing and reacting to damage.// Nat Rev Immunol. 2010. V. 10. P. 826-37.

43. Cheng C., Bettahi I., Cruz-Fisher M.I., Pal S., Jain P., Jia Z., Holmgren J., Harandi A.M. and de la Maza M.L. Induction of protective immunity by vaccination against Chlamydia trachomatis using the major outer membrane

protein adjuvanted with CpG oligodeoxynucleotide coupled to the nontoxic B subunit of cholera toxin.// Vaccine. 2009. V. 27. №44. P. 6239-46.

44. Cheng C., Pal S., Bettahi I., Oxford K.L., Barry P.L., and de la Maza M.L. Immunogenicity of a vaccine formulated with the Chlamydia trachomatis serovar F, native major outer membrane protein in a nonhuman primate model.// Vaccine. 201 lb. V. 29. №18. P. 3456-64.

45. Cheshenko N., Krougliak N., Eisensmith R.C., Krougliak V.A. A novel system for the production of fully deleted adenovirus vectors that does not require helper adenovirus. // Gene Ther., 2001, V.8. №11, P. 846-854.

46. Chesson HW, et al. The estimated direct medical cost of sexually transmitted diseases among American youth, 2000.// Perspectives on Sexual and Reproductive Health. 2004. V. 36. №1. P. 11-19.

47. Choi J.H., Schafer S.C., Zhang L., Kobinger G.P., Juelich T., Freiberg A.N., Croyle M.A. A single sublingual dose of an adenovirus-based vaccine protects against lethal Ebola challenge in mice and guinea pigs. // Mol Pharm. 2012. V. 9. № l.P. 156-67.

48. Collier L.H., Blyth W.A., Larin N.M. and Treharne J. Immunogenecity of experimental trachoma vaccines in baboons: III. Experiments with inactivated vaccines. //J Hyg (Lond). 1967. V.65. №1. P. 97-107.

49. Cotter T., Ramsey K., Miranpuri G., Poulsen C. and Byrne G. Dissemination of Chlamydia trachomatis chronic genital tract infection in gamma interferon gene knockout mice. // Infect Immun. 1997b.V. 63. №12. P. 4704-14.

50. Dai W. and Li G. Conserved type III secretion system exerts important roles in Chlamydia trachomatis. // Int J Clin Exp Pathol. 2014. V.7. №9. P.5404-5414.

51. Danthinne X., Imperiale M.J. Production of first generation adenovirus vectors: a review. // Gene Ther. 2000. V.7. P. 1707-1714.

52. Darville T., Andrews C.W., Laffoon K.K., Shymasani W., Kishen L.R., and Rank R.G. Mous strain-dependent variation in the course and outcome of

chlamydial genital tract infection is associated with differences in host response. // Infect Immune. 1997.V. 65. №8. P. 3065-73.

53. Darville T., Andrews C.W., Sikes J.D., Fraley P.L., Rank R.G. Early local cytokine profiles in strains of mice with different outcomes from chlamydial genital tract infection. // Infect Immun. 2001. V.69. №6. P.3556-3561.

54. Darville T., O'Neill J.M., Andrews C.W., Nagarajan U.M., Stahl L., Ojcius D.M. Toll-like receptor-2, but not Toll-like receptor-4, is essential for development of oviduct pathology in chlamydial genital tract infection. // J Immunol. 2003. V.171. P. 6187-97.

55. Darville T., Hiltke T.J. Pathogenesis of genital tract disease due to Chlamydia trachomatis. // J. Infect. Dis. 2010. V. 201. №2. P. 114-125.

56. Dean D., Suchland R.J., Stamm W. E. et al. Apparent long term persistence of Chlamydia trachomatis cervical infections: analysis of OMP1 genotyping. Chlamydial infections. // San Francisco: Int. Chlamydia Symp. 1998. P. 31-34.

57. Derbigny W.A., Johnson R.M., Toomey K.S., Ofner S., and Jayarapu K. The Chlamydia muridarum-induced IFN-beta response is TLR3-dependent in murine oviduct epithelial cells. // J Immunol. 2010.V. 185. №11. P. 6689-97.

58. Derbigny W.A., Shobe LT., Kamran J.C., Toomey K.S., and Ofner S. Identifying a Role for Toll-Like Receptor 3 in the Innate Immune Response to Chlamydia muridarum Infection in Murine Oviduct Epithelial Cells. // Infect Immun. 2012 Jan. V. 80. №1. P. 254-265.

59. Detels R., Green A.M., Klausner J.D., Katzenstein D., Gaydos C., Handsfield H., Pequegnat W., Mayer K., Hartwell T.D., Quinn T.C. // Sex Transm Dis. 2011. V. 38. №6. P. 503.

60. Dhir S.P., Agarwal L.P., Detels R., Wang S.P., and Grayston J.T. Field trial of two bivalent trachoma vaccines in children of Punjab Indian villages. // Am J Ophthalmol. 1967. V. 63. №5. P.1639-44.

61. Diepold A. and Wagner S. Assembly of the bacterial type III secretion machinery. // FEMS Microbiol Rev. 2014. V. 38. P. 802-822.

62. Drummond F., Ryder N., Wand H., Guy R., Read P., McNulty A.M., Wray L., and Donovan B. Is azithromycin adequate treatment for asymptomatic rectal chlamydia? // Int J STD AIDS. 2011. V. 22. №8. P.478-80.

63. Duisit G., Salvetti A., Moullier P., Cosset F.L. Functional characterization of adenoviral/retroviral chimeric vectors and their use for efficient screening of retroviral producer cell lines. // Hum Gene Ther. 1999. V.10. P. 189-200.

64. Dukers-Muijrers N.H., van Liere G.A., Hoebe C.J. Re-screening Chlamydia trachomatis positive subjects: a comparison of practices between an STI clinic, general practitioners and gynaecologists. // Sex Transm.Infect. 2012.

65. Dumoux M., Nans A., Saibil E.R. and Hayward R. Making connections: snapshots of chlamydial type III. // Current Opinion in Microbiology. 2015. V. 23. P. 1-7.

66. Eko F.O., He Q., Brown T. et al. A Novel Recombinant Multisubunit Vaccine against Chlamydia. //The Journal of Immunology. 2004, V. 173. P. 3375 -3382.

67. Esparza-Gonzalez S.C., Troy A.R., and Izzo A.A. Comparative Analysis of Bacillus subtilis Spores and Monophosphoryl Lipid A as Adjuvants of Protein-Based Mycobacterium tuberculosis-Based Vaccines: Partial Requirement for Interleukin-17A for Induction of Protective Immunity. // Clin Vaccine Immunol. 2014 Apr. V. 21. №4. P. 501-508.

68. European Centre for Disease Prevention and Control. Sexually transmitted infections in Europe, 1990-2009. // Stockholm: ECDC. 2011.

69. Fadel S., Eley A. Chlamydia trachomatis OmcB protein is a surface-exposed glycosaminoglycan-dependent adhesion. // Med Microbiol. 2007, 56: 15 - 22.

70. Fadel S., Eley A. Differential glycosaminoglycan binding of Chlamydia trachomatis OmcB protein from serovars E and LGV. // J Med Microbiol. 2008, V.57. P. 1058- 1061.

71. Fairley S.J., Singh S.R., Yilma A.N., Waffo A.B., Subbarayan P., Dixit S., Taha M.A., Cambridge C.D., Dennis V.A. Chlamydia trachomatis recombinant

MOMP encapsulated in PLGA nanoparticles triggers primarily T helper 1 cellular and antibody immune responses in mice: a desirable candidate nanovaccine. // Int J Nanomedicine. 2013. V.8. P.2085-99.

72. Farris C.M., and Morrison R.P. CD4+ T cells and antibody are required for optimal major outer membrane protein vaccine-induced immunity to Chlamydia muridarum genital infection. // Infect Immun. 2010. V. 78. №10, P. 4374-83.

73. Farris C.M., and Morrison R.P.Vaccination against Chlamydia Genital Infection Utilizing the Murine C. muridarum Model. // Infection and immunity. Mar. 2011. P. 986-996.

74. Ficarra M., Ibana J.S., Poretta C., Ma L., Myers L., Taylor S.N., Greene S., Smith B., Hagensee M., Martin D.H. and Quayle A.J. A distinct cellular profile is seen in the human endocervix during Chlamydia trachomatis infection. // Am J Reprod Immunol., 2008. V.60. №5. P.415-25.

75. Finco O., Frigimelica E., Burrichhi F., Petracca R., Galli G., Faenzi E., Meoni E., Bonci A., Agnusdei M., Nardelli F., Bartolini E., Scarselli M. Approach to discover T- and B-cell antigens of intracellular pathogens applied to the design of Chlamydia trachomatis vaccines. // Proceedings of The National Academy of Sciences - PNAS. 2011. V.108, P. 9969-9974.

76. Fröhlich K.M., Hua Z., Quayle A.J., Wang J., Lewis M.E., Chou C., Luo M., Buckner L.R. and Shen L. Membrane vesicle production by Chlamydia trachomatis as an adaptive response. // Front. Cell. Infect. Microbiol. 10 June 2014.

77. Garcon N., Chomez P., Marcelle Van Mechelen GlaxoSmithKline Adjuvant Systems in vaccines: concepts, achievements and perspectives // Vaccine. 2007. V. 6. № 5. P. 723-739.

78. Geisler W.M., Tang J., Wang C., Wilson C.M. and Kaslow R.A. Epidemiological and genetic correlates of incident Chlamydia trachomatis

infection in North American adolescents. // J Infect Dis. 2004. V. 190. №10. P. 1723-9.

79. Geisler W.M., Yu S. and Hook E.W. Chlamydial and gonococcal infection in men without polymorphonuclear leukocytes on gram stain: implications for diagnostic approach and management. // Sex Transm Dis. 2005. V. 32. №10. P. 630-4.

80. Geisler W.M., Wang C., Morrison S.G., Black C.M., Bandea C.I. and Hook E.W. The natural history of untreated Chlamydia trachomatis infection in the interval between screening and returning for treatment. // Sex Transm Dis. 2008. V.35. №2. P. 119-23.

81. Giannini S.L. et al. Enhanced humoral and memory B cellular immunity using HPV16/18 LI VLP vaccine formulated with the MPL/aluminium salt combination (AS04) compared to aluminium salt only. // Vaccine. 2006. V. 24. P. 5937-5949.

82. Giles D. K. and P. B. Wyrick. Trafficking of chlamydial antigens to the endoplasmic reticulum of infected epithelial cells. // Microbes Infect. 2008. V. 10. №14-15. P. 1494-1503.

83. Gotz H.M., van den Broek I.V., Hoebe C.J. et al. High yield of reinfections by home-based automatic rescreening of Chlamydia positives in a large-scale register-based screening programme and determinants of repeat infections. // Sex Transm Infect. 2013 Feb. V. 89. №1. P. 63-9.

84. Graham D.B., Akilesh H.M., Gmyrek G.B., Piccio L., et al. ITAM signaling in dendritic cells controls T helper cell priming by regulating MHC class II recycling.//Blood. 2010. V. 116.№ 17. P. 3208-18.

85. Gray R. T., Beagley K. W., Timms P., and Wilson D. P. Modeling the impact of potential vaccines on epidemics of sexually transmitted Chlamydia trachomatis infection. // Journal of Infectious Diseases. 2009. V. 199. № 11. P. 1680-1688.

86. Grayston J.T., Woolridge R.L., Wang S.P., Yen C.H., Yang C.Y., Cheng K.H. and Chang I.H. Field studies of protection from infection by experimental trachoma virus vaccine in preschool-aged children on Taiwan. // Proc Soc Exp Biol Med. 1963. V. 112. P. 589-95.

87. Guifeng S., Pal S., Sarcon A.K., Kim S., Sugawara E., Nikaido H., Cocco M. J., Peterson E.M. and de la Maza L.M. Structural and Functional Analyses of the Major Outer Membrane Protein of Chlamydia trachomatis. // J Bacteriol. 2007 Sep. V. 189. №17. P. 6222-6235.

88. Hadgu A, Sternberg M. Reproducibility and specificity concerns associated with nucleic acid amplification tests for detecting Chlamydia trachomatis. // Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2009 Jan. V. 28. №1. P. 9-15.

89. Haggerty C.L., Gottlieb S.L., Taylor B.D., Low N., Xu F., Ness R.B. Risk of sequelae after Chlamydia trachomatis genital infection in women. // J. Infect. Dis. 2010. V. 201. №2. P.134-155.

90. Harwood N.E., Batista F.D. Early events in B cell activation. // Annu. Rev. Immunol. 2010. V. 28. P. 185-210.

91. Hawkins R.A.,. Rank R.G and Kelly K.A. Expression of mucosal homing receptor alpha4beta7 is associated with enhanced migration to the Chlamydia-infected murine genital mucosa in vivo. // Infect Immun. 2000. V. 68. №10. P. 5587-94.

92. Hawkins R.A., Rank R.G. and. Kelly K.A. A Chlamydia trachomatis-specific Th2 clone does not provide protection against a genital infection and displays reduced trafficking to the infected genital mucosa. // Infect Immun. 2002. V. 70. №9. P. 5132-9.

93. He X., Nair A., Mekasha S., Alroy J., O'Connell C.M. and Ingalls R.R. Enhanced virulence of Chlamydia muridarum respiratory infections in the absence of TLR2 activation. // PLoS One. 2011. V. 6. №6.

94. Heine H., Müller-Loennies S., Brade L., Lindner B. and Brade H. Endotoxic activity and chemical structure of lipopolysaccharides from Chlamydia

trachomatis serotypes E aim L2 and Chlamydophila psittaci 6BC. // Eur J Biochem. 2003. V. 270. №3. P. 440-50.

95. Hillis S.D., Owens L.M., Marchbanks P.A., Amsterdam L.F.and Mac Kenzie W.R. Recurrent chlamydial infections increase the risks of hospitalization for ectopic pregnancy and pelvic inflammatory disease. // Am J Obstet Gynecol. 1997. V. 176. №1. P. 103-7.

96. Hocking J.S, Guy R., Walker J., Tabrizi S.N.. Advances in Sampling and Screening for Chlamydia. // Future Microbiol. 2013. V. 8. №3. P. 367-386.

97. Hoelscher M.A., Garg S., Bangari D.S. et al. Development of adenoviral-vector-based pandemic influenza vaccine against antigenically distinct human H5N1 strains in mice // Lancet. 2006. V. 367, № 9509. P. 475—481.

98. Hogan R.J., Mathews S.A., Mukhopadhyay S., Summersgill J.T., Timms P. Chlamydial persistence: beyond the biphasic paradigm. // Infect Immun. 2004. V. 72. P. 1843-1855.

99. Hogquist K.A., Nett M.A., Unanue E.R. and Chaplin D.D. Interleukin 1 is processed and released during apoptosis. // Proc Nat Acad Sci. 1999. V. 88. №19. P. 8485-9.

100. Holland M.J., Bailey R.L., Conway D.J., Culley F., Miranpuri G., Byrne G.I., Whittle H.C. and Mabey D.C. T helper type-1 (Thl)/Th2 profiles of peripheral blood mononuclear cells (PBMC); responses to antigens of Chlamydia trachomatis in subjects with severe trachomatous scarring. // Clin Exp Immunol. 1996. V. 105. №3. P. 429-35.

101. Hou S., Lei L., Yang Z., Qi M., Liu Q., Zhong G. The Chlamydia trachomatis outer membrane complex protein B (OmcB) is processed by the protease CPAF. //Journal of bacteriology. 2012. V. 195.

102. Howell M.R., Quinn T.C. and Gaydos C.A. Screening for Chlamydia trachomatis in asymptomatic women attending family planning clinics. A cost-effectiveness analysis of three strategies. // Ann Intern Med. 1998. V. 128. №4. P. 277-84.

103. Hvid M., Baczynska A., Deleuran B., Fedder J., Knudsen H.J., Christiansen G. and Birkelund S. Interleukin-1 is the initiator of Fallopian tube destruction during Chlamydia trachomatis infection. // Cell Microbiol. 2007. V. 9. №12. P. 2795-803.

104. Hybiske K., Stephens R.S. Mechanisms of Chlamydia trachomatis Entry into Nonphagocytic Cells. // Infection and Immunity. 2007. P. 3925-3934.

105. Igietseme J., Eko F., He Q., Bandea C., Lubitz W., Garcia-Sastre A. and Black C. Delivery of Chlamydia vaccines. // Expert Opin Drug Deliv. 2005. V. 2. №3. P. 549-62.

106. Ikeda K., Sannoh T., Kawasaki N., Kawasaki T., Yamashina I. Serum lectin with known structure activates complement through the classical pathway. // Journal of Biological Chemistry. 1987. V. 262. P. 7451-7454.

107. Ivanov T., Yatskin O.// Expert. Rev. Proteomics. 2005. V.2. P. 463-473.

108. Janeway C.A. Jr. Approaching the asymptote? Evolution and revolution in immunology. // Cold. Spring. Harb. Symp. Quant. Biol. 1989. V. 54. Pt. 1. P. 1-13.

109. Jiang X., Shen C., Yu H., Karunakaran K.P., Brunham R.C. Differences in innate immune responses correlate with differences in murine susceptibility to Chlamydia muridarum pulmonary infection. // Immunology. 2010. V. 129. P. 556-566.

110. Johnson A.G., Tomai M., Solem L., Beck L., Ribi E. Characterization of a nontoxic monophosphoryl lipid A. // Rev Infect Dis. 1987. V. 9. №5. P. 512-6.

111. Joyee A.G. and Yang X. Role of toll-like receptors in immune responses to chlamydial infections. // Curr Pharm Des. 2008. V. 14. №6. P. 593-600.

112. Kari L., Whitmire W.M., Olivares-Zavaleta N., Goheen M.M., Taylor L.D., Carlson J.H., Sturdevant G.L., Lu C., Bakios L.E., Randall L.B., Parnell M.J., Zhong G. and Caldwell H.D. A live-attenuated chlamydial vaccine protects against trachoma in nonhuman primates. // J Exp Med. 2011. V. 208. №11. P. 2217-23.

113. Kawai T. and Akira S. Pathogen recognition with Toll-like receptors. // Curr Opin Immunol. 2005. V. 17. №4. P. 338-44.

114. Kimani J., Maclean I.W., Bwayo J.J., MacDonald K., Oyugi J., Maitha G.M., Peeling R.W., Cheang M., Nagelkerke N.J., Plummer F.A.and Brunham R.C. Risk factors for Chlamydia trachomatis pelvic inflammatory disease among sex workers in Nairobi, Kenya. // J Infect Dis. 1996. V. 173. №6. P. 1437-44.

115. Kiviat N.B., Paavonen J.A., Wolner-Hanssen P., Critchlow C.W.,. Stamm W.E, Douglas J., Eschenbach D.A., Corey L.A. and Holmes K.K. Histopathology of endocervical infection caused by Chlamydia trachomatis, herpes simplex virus, Trichomonas vaginalis, and Neisseria gonorrhoeae. // Hum Pathol. 1990. V. 21. №8. P. 831-7.

116. Kobets N., Kennedy K, O'Donnell D, Garside P. An investigation of the ability of orally primed and tolerised T cells to help B cells upon mucosal challenge. // Immunology. 2004.V. 112. №4. P. 550-558.

117. Kollipara A., George C., Hanger J., Loader J., Polkinghorne A., Beagley K.and Timms P. Vaccination of healthy and diseased koalas (Phascolarctos cinereus) with a Chlamydia pecorum multi-subunit vaccine: Evaluation of immunity and pathology. // Vaccine. 2012. V. 30. №10. P. 1875-85.

118. Kovesdi I., Brough D.E., Bruder J.T., Wickham T.J. Adenoviral vectors for gene transfer. // Curr Opin Biotechnol. 1997. V. 8. №5. P. 583-589.

119. Kozlowski P.A., Williams S.B., Lynch R.M., Flanigan T.P., Patterson R.R., Cu-Uvin S., Neutra M.R. Differential induction of mucosal and systemic antibody responses in women after nasal, rectal, or vaginal immunization: influence of the menstrual cycle. // J. Immunol. 2002. V. 169. P. 566-574.

120. Kuhlman M., Joiner, K., Ezekowitz, R.A.B. The human mannose-binding protein functions as an opsonin. // J. Exp. Med. 1989. V. 169. P. 1733-1745.

121. Larsen F., Madsen,H.O., Sim,R.B., Koch,C., Garred,P. Disease-associated mutations in human mannose-binding lectin compromise oligomerization and activity of the final protein. // J.Biol.Chem. 2004. V. 279. P. 21302-21311.

122. Lei X., Hess M.L., and Kukreja R.C. Myocardial Protection by Monophosphoryl Lipid A: Potential Mechanisms. // Cardiovascular Drug. 1999. V. 17. № 3. P. 265-280.

123. Li W., Guentzel M.N., Seshu J., Zhong G., Murthy A.K.and Arulanandam B.P. Induction of cross-serovar protection against genital chlamydial infection by a targeted multisubunit vaccination approach. // Clin Vaccine Immunol. 2007. V. 14. №12. P. 1537-44.

124. Liechti G.W., Kuru E., Hall E., Kalinda A., Brun Y.V., Van Nieuwenhze M., Maurelli A.T. A new metabolic cell-wall labelling method reveals peptidoglycan in Chlamydia trachomatis. // Nature. 2014. V. 506. № 7489. P. 507-10.

125. Longbottom D. and Livingstone M. Vaccination against chlamydial infections of man and animals. // Vet J. 2006. V. 171. №2. P. 263-75.

126. Loomis W.P., Starnbach M.N. T cell responses to Chlamydia trachomatis. // Curr Opin Microbiol. 2002. V. 5. № 1. P. 87-91.

127. Lu H., Wang H., Zhao H.-M., Zhao L., Chen Q., Qi M., Liu J., Yu H., Yu X.-P., Yang X. and Zhao W.-M. Dendritic cells (DCs) transfected with a recombinant adenovirus carrying chlamydial major outer membrane protein antigen elicit protective immune responses against genital tract challenge infection. //Biochemistry and Cell Biology. 2010. V. 88. №4. P. 757-65.

128. Lu C., Zeng H., Li Z., Lei L., Yeh I.T., Wu Y.and Zhong G. Protective immunity against mouse upper genital tract pathology correlates with high IFNgamma but low IL-17 T cell and anti-secretion protein antibody responses induced by replicating chlamydial organisms in the airway. // Vaccine. 2011. V. 30. №2. P. 475-85.

129. Lutz M.B. Therapeutic Potential of Semi-Mature Dendritic Cells for Tolerance Induction. // Front Immunol. 2012. V. 3. P. 123.

130. Lycke N.Y. Mechanism of Adjuvant Action. // Vaccin Adjuvants and Delivery Systems. 2007.P. 53-80.

131. Mac Donald A.B., McComb D. and Howard L. Immune response of owl monkeys to topical vaccination with irradiated Chlamydia trachomatis. // J Infect Dis. 1984. V. 149. №3. P. 439-42.

132. Mahdi O.S., Kalayoglu M., Byrne G.I. Emerging strategies in the diagnosis, prevention and treatment of chlamydial infections. // Expert Opin. Ther. Patents. 2001. V. 11. P. 1253-1265.

133. Marks E., Helgeby A., Andersson J.O., Schon K.and Lycke N.Y. CD4 T-cell immunity in the female genital tract is critically dependent on local mucosal immunization. // Eur J Immunol. 201 la. V. 41. №9. P. 2642-53.

134. Marks E., Tam M.A.and Lycke N.Y. The female lower genital tract is a privileged compartment with IL-10 producing dendritic cells and poor Thl immunity following Chlamydia trachomatis infection. // PLoS Pathog. 2011b. V. 6. №11.

135. Maruyama T., Makino T., Sugi T., Matsubayashi H., Ozawa N. and Nozawa S. Flow-cytometric analysis of immune cell populations in human decidua from various types of first-trimester pregnancy. // Hum Immunol. 1992. V. 34. №3. P. 212-8.

136. Mascellino M.T., Boccia P., and Oliva A. Immunopathogenesis in Chlamydia trachomatis Infected Women. // ISRN Obstetrics and Gynecology Volume 2011. P. 9.

137. Mateen I., Irshad S. A Review on DNA Vaccines. // Journal of Health Science. 2011. V. 1. №1. P. 1-7.

138. Michauda J-. P. et al. Toll-like receptor 4 stimulation with the detoxified ligand monophosphoryl lipid A improves Alzheimer's disease-related pathology Proc. //Nat Acad. Sci. 2013. V. 110. P. 1941-1946.

139. Miller W.C. Epidemiology of chlamydial infection: are we losing ground? // Sex Transm Infect. 2008. V. 84. P. 82-86.

140. Mittal A., Rastogi S., Reddy B.S., Verma S., Salhan S. and Gupta E. Enhanced immunocompetent cells in chlamydial cervicitis." J Reprod Med 49(8): 671-7.

141. Moelleken K., Hegemann J.H. The Chlamydia outer membrane protein OmcB is required for adhesion and exhibits biovar-specific differences in glycosaminoglycan binding. // Mol Microbiol. 2008. V. 2. P. 403 - 419.

142. Molestina R.E., Miller R.D., Ramirez J.A. and Summersgill J.T. Infection of human endothelial cells with Chlamydia pneumoniae stimulates transendothelial migration of neutrophils and monocytes. // Infect Immun. 1999. V. 67. №3. P. 1323-30.

143. Morrison S.G. and Morrison R.P. In situ analysis of the evolution of the primary immune response in murine Chlamydia trachomatis genital tract infection. // Infect Immun. 2000. V. 68. №5. P. 2870-9.

144. Morrison S.G., Farris C.M., Sturdevant G.L., Whitmire W.M.and Morrison R.P. Murine Chlamydia trachomatis genital infection is unaltered by depletion of CD4+ T cells and diminished adaptive immunity. // J Infect Dis. 2011. V. 203. №8. P. 1120-8.

145. Morsy M.A., Gu M., Motzel S., Zhao J., Lin J., Su Q., Allen H., Franlin L., Parks R.J., Graham F.L., Kochanek S., Bett A.J., Caskey C.T. An adenoviral vector deleted for all viral coding sequences results in enhanced safety and extended expression of a leptin transgene. // Proc Natl Acad Sei. 1998. V. 95. №14. P. 7866-7871.

146. Mufioz N., Bosch F.X., de Sanjose S. et al. Epidemiologic classification of human papillomavirus types associated with cervical cancer // N. Engl. J. Med. 2003. №348. P. 518-527.

147. Murthy A.K., Sharma J., Coalson J.J., Zhong G. and Arulanandam B.P. Chlamydia trachomatis pulmonary infection induces greater inflammatory pathology in immunoglobulin A deficient mice. // Cell Immunol. 2004. V. 230. №1. P. 56-64.

148. Murthy A.K., Guentzel M.N., Zhong G., Arulanandam B.P.Chlamydial protease-like activity factor—insights into immunity and vaccine development. //J Reprod Immunol. 2009.V. 83. №1-2. P.179-84.

149. Nagarajan U.M., Sikes J.D., Yeruva L. and Prantner D. Significant Role of IL-

1 Signaling, but Limited Role of Inflammasome Activation, in Oviduct Pathology during Chlamydia muridarum Genital Infection. // J Immunol. 2012. V. 188. №6. P. 2866-2875.

150. Nans A., Saibil H.R., Hayward R.D. Pathogen-host reorganisation during Chlamydia invasion revealed by cryo-electron tomography. // Cell Microbiol, 2014. V. 16. №10. P. 1457-1472.

151. O'Brien L.M., Stokes M.G., Lonsdale S.G., Maslowski D.R., Smither S.J., Lever M.S., Laws T.R., Perkins S.D. Vaccination with recombinant adenoviruses expressing Ebola virus glycoprotein elicits protection in the interferon alpha/beta receptor, knock-out mouse. // Virology. 2014 V. 452. In press.

152. O'Connell C.M., Ingalls R.R., Andrews C.W., Scurlock A.M. and Darville T. Plasmid-deficient Chlamydia muridarum fail to induce immune pathology and protect against oviduct disease. // J Immunol. 2007. V. 179. №6. P. 4027-34.

153. O'Connell C.M., AbdelRahman Y.M., Green E., Darville H.K., Saira K., Smith B., Darville T., Scurlock A.M., Meyer C.R. and Belland R.J. Toll-like receptor

2 activation by Chlamydia trachomatis is plasmid dependent, and plasmid-responsive chromosomal loci are coordinately regulated in response to glucose limitation by C. trachomatis but not by C. muridarum. // Infect Immun. 2011. V. 79. №3. P. 1044-56.

154. Olivares-Zavaleta N., Whitmire W., Gardner D. and Caldwell H.D. Immunization with the attenuated plasmidless Chlamydia trachomatis L2(25667R) strain provides partial protection in a murine model of female genitourinary tract infection. // Vaccine. 2010. V. 28. №6. P. 1454-62.

155. O'Meara C.P. The development of an effective vaccine against Chlamydia: utilisation of a non-toxic mucosal adjuvant to generate a protective mucosal response. // PhD thesis. Queensland University of Technology. 2012.

156. Ouburg S., Lyons J.M., Land J.A., den Hartog J.E., Fennema J.S., de Vries HJ., Bruggeman C.A., Ito J.I., Pena A.S., Lundberg P.S. and Morre S.A. TLR9 KO mice, haplotypes and CPG indices in Chlamydia trachomatis infection. // Drugs Today (Bare). 2009. V. 45. P. 83-93.

157. Owusu-Edusei K., Chesson H. W., Gift T.L, Brunham R.C., and Bolan G. Cost-effectiveness of Chlamydia Vaccination Programs for Young Women. // Emerg Infect Dis. 2015. V. 21. № 6.

158. Pal S., Theodor I., Peterson E.M. and de la Maza L.M. Monoclonal immunoglobulin A antibody to the major outer membrane protein of the Chlamydia trachomatis mouse pneumonitis biovar protects mice against a chlamydial genital challenge. // Vaccine. 1997b. V. 15. №5. P. 575-82.

159. Pal S., Peterson E.M. and de la Maza L.M. Vaccination with the Chlamydia trachomatis major outer membrane protein can elicit an immune response as protective as that resulting from inoculation with live bacteria. // Infect Immun. №12. P. 8153-60.

160. Pal S., Bravo J., Peterson E.M. and de la Maza L.M. Protection of wild-type and severe combined immunodeficiency mice against an intranasal challenge by passive immunization with monoclonal antibodies to the Chlamydia trachomatis mouse pneumonitis major outer membrane protein. // Infect Immun. 2008. V. 76. №12. P. 5581-7.

161. Patel R., Simms I., Robinson A., LaMontagne S., Van Der Pol B., Moss T., Darougar S., Clarke J., Rogstad K., Hicks D., Mardh P.A., Malik F., Saikku P., Kinghorn G., Dewsnap C., Beard R., Dias A. and Morton R. International Handbook of Chlamydia. // Haslemere, Alden Press. 2008.

162. Patel K.K., Vicencio A.G., Du Z., Tsirilakis K., Salva P.S. and Webley W.C. Infectious Chlamydia pneumoniae is associated with elevated interleukin-8 and airway neutrophilia in children with refractory asthma. // Pediatr Infect Dis J. 2010. V. 29. №12. P. 1093-8.

163. Peipert J.F. Clinical practice. Genital chlamydial infections. // N Engl J Med. 2003.V. 349. №25. P. 2424-30.

164. Perfettini J.L., Darville T., Gachelin G., Souque P., Huerre M., Dautry-Varsat A. and Ojcius D.M. Effect of Chlamydia trachomatis infection and subsequent tumor necrosis factor alpha secretion on apoptosis in the murine genital tract. // Infect Immun. 2000. V. 68. №4. P. 2237-44.

165. Peters J., Wilson D.P., Myers G., Timms P., Bavoil P.M. Type III secretion a la Chlamydia. // Trends Microbiol. 2007. V. 15. №6. P. 241-51.

166. Petrovsky N., Aguilar J.C. Vaccine adjuvants: current state and future trends. // Immunol. Cell Biol. 2004. V. 82. P. 482^96.

167. Pilhofer M., Aistleitner K., BiboyJ., Gray J., Kuru E., Hall E., Brun Y. V., Van Nieuwenhze M. S., Vollmer W., Horn M. and Jensen G.J. Discovery of chlamydial peptidoglycan reveals bacteria with murein sacculi but without FtsZ. //Nature Communications. 2013. V. 4. № 2856.

168. Prantner D., Darville T., Sikes J.D., Andrews C.W., Brade H., Rank R.G. and Nagarajan U.M. Critical role for interleukin-lbeta (IL-lbeta) during Chlamydia muridarum genital infection and bacterial replication-independent secretion of IL-lbeta in mouse macrophages. // Infect Immun. 2009. V. 77. №12. P. 5334-46.

169. Qureshi N., Takayama K., Ribi E. Purification and structural determination of nontoxic lipid A obtained from the lipopolysaccharide of Salmonella typhimurium. // J Biol Chem. 1982. V. 257. №19. P. 11808-15.

170. Ramsey K.H., Miranpuri G.S., Sigar I.M., Ouellette S. and Byrne G.I. Chlamydia trachomatis persistence in the female mouse genital tract: inducible nitric oxide synthase and infection outcome. // Infect Immun. 2001a. V. 69. №8. P. 5131-7.

171. Ramsey K.H. and Rank R.G. Resolution of chlamydial genital infection with antigen-specific T-lymphocyte lines. // Infect Immun. 1991. V. 59. №3. P. 92531.

172. Ramsey K.H., Sigar I.M., Schripsema J.H., Shaba N. and Cohoon K.P. Expression of matrix metalloproteinases subsequent to urogenital Chlamydia muridarum infection of mice. // Infect Immun. 2005. V. 73. №10. P. 6962-73.

173. Ramsey K.H., Sigar I.M., Schripsema J.H., Denman C.J., Bowlin A.K., Myers G.A. and Rank R.G. Strain and virulence diversity in the mouse pathogen Chlamydia muridarum. // Infect Immun. 2009. V. 77. №8. P. 3284-93.

174. Rank R.G., Soderberg L.S. and Barron A.L. Chronic chlamydial genital infection in congenitally athymic nude mice. // Infect Immun. 1985. V. 48. №3. P. 847-9.

175. Rank R.G., Bowlin A.K. and Kelly K.A. Characterization of lymphocyte response in the female genital tract during ascending Chlamydial genital infection in the guinea pig model. // Infect Immun. 2000. V. 68. №9. P. 5293-8.

176. Rank R.G., Whittimore J., Bowlin A.K., Dessus-Babus S. and Wyrick P.B. Chlamydiae and polymorphonuclear leukocytes: unlikely allies in the spread of chlamydial infection. // FEMS Immunol Med Microbiol. 2008. V. 54. №1. P. 104-13.

177. Rank R.G., Lacy H.M., Goodwin A., Sikes J., Whittimore J., Wyrick P.B. and Nagarajan U.M. Host chemokine and cytokine response in the endocervix within the first developmental cycle of Chlamydia muridarum. // Infect Immun. 2010. V. 78. №1. P. 536-44.

178. Rank R.G., Whittimore J., Bowlin A.K. and Wyrick P.B. In vivo ultrastructural analysis of the intimate relationship between polymorphonuclear leukocytes and the chlamydial developmental cycle. // Infect Immun. 2011. V. 79. №8. P. 3291-301.

179. Redgrove K.A., McLaughlin E.A. The Role of the Immune Response in Chlamydia trachomatis Infection of the Male Genital Tract: A Double-Edged Sword. // Front Immunol. 2014. V. 5. P.534.

180. Richard J.H., Mathews S.A., Mukhopadhyay S. et al. Chlamydial Persistence: Beyond the Biphasic // Paradigm Infect. Immun. 2004.V. 72. № 4. P. 18431855.

181. Ripa K.T., Moller B.R., Mardh P.A., Freundt E.A. and Meisen F. Experimental acute salpingitis in grivet monkeys provoked by Chlamydia trachomatis. // Acta Pathol Microbiol Scand B. 1979. V. 87B. №1. P. 65-70.

182. Rockey D.D., Lenart J., Stephens R.S. Genome sequencing and our understanding of chlamydiae. // Infection and immunity. 2000. V. 68. №10. P.5473-9.

183. Rodolakis A. and Bernard F. Vaccination with temperature-sensitive mutant of Chlamydia psittaci against enzootic abortion of ewes. // Vet Ree. 1984. V. 114. №8. P. 193-4.

184. Romanczuk H., Galer C.E., Zabner J., Barsomian G., Wadsworth S.C., O'Riordan C.R.. Modification of an adenoviral vector with biologically selected peptides: a novel strategy for gene delivery to cells of choice. // Hum Gene Ther. 1999. V. 10. №16. P. 2615-2626.

185. Rudnicka I., Majewski S. Sexually transmitted infections situation is a cause for concern in Poland. // Euro Surveil.l 2005. V.10. №20. P. 2706.

186. Salkowski C.A., Detore G.R., Vogel S.N. Lipopolysaccharide and monophosphoryl lipid A differentially regulate interleukin-12, gamma interferon, and interleukin-10 mRNA production in murine macrophages. // Infect. Immun. 1997. V. 65. P. 3239-3247.

187. Sandoz K.M. and Rockey D.D. Antibiotic resistance in Chlamydiae. // Future Microbiol. 2010. V. 5. №9. P. 1427-42.

188. Santosuosso M., Zhang X., McCormick S., Wang J., Hitt M., Xing Z. Mechanisms of mucosal and parenteral tuberculosis vaccinations: adenoviral based mucosal immunization preferentially elicits sustained accumulation of immune protective CD4 and CD8 T cells, within the airway lumen. // J. Immunol. 2005. V. 174. № 12. P. 7986-94.

189. Santosuosso M., McCormick S., Zhang X., Zganiacz A., Xing Z. Intranasalboosting with an adenovirus-vectored vaccine markedly enhances protection by parenteral Mycobacterium bovis BCG immunization against pulmonary tuberculosis.//Infect. Immun. 2006. V. 74. № 8. P. 4634-43.

190. Schachter J., Moncada J., Liska S., Shayevich C., Klausner J.D. Nucleic acid amplification tests in the diagnosis of chlamydial and gonococcal infections of the oropharynx and rectum in men who have sex with men. // Sex Transm Dis. 2008. V. 35. №7. P. 637-42.

191. Schagena F.H.E. et al. Immune responses against adenoviral vectors and their transgene products: a review of strategies for evasion, Critical Reviews. // Oncology/Hematology. 2004. V. 50. №1. P. 51 - 70.

192. Schautteet K., De Clercq E., Jonsson Y., Lagae S., Chiers K., Cox E. and Vanrompay D. Protection of pigs against genital Chlamydia trachomatis challenge by parenteral or mucosal DNA immunization. // Vaccine. 2011.

193. Schautteet K., Stuyven E., Beeckman D.S., Van Acker S., Carlon M., Chiers K., Cox E. and Vanrompay D. Protection of pigs against Chlamydia trachomatis challenge by administration of a MOMP-based DNA vaccine in the vaginal mucosa. // Vaccine. 2012. V. 29. №7. P. 1399-407.

194. Schmitz J., Roehrig J. , Barrett A., Hombacha J. Next generation dengue vaccines: A review of candidates in preclinical. // Vaccine. 2011. V.29. P. 7276-7284.

195. Sedova E.S., Shcherbinin D.N., Migunov A.I., Smirnov Iu.A., Logunov D.Iu., Shmarov M.M., Tsybalova L.M., Naroditskii B.S., Kiselev O.I., and Gintsburg A.L. Recombinant Influenza Vaccines. Acta Naturae. 2012. V.4. №4. P. 1727.

196. Shah A.A., Schripsema J.H., Imtiaz M.T., Sigar I.M., Kasimos J., Matos P.G., Inouye S. and Ramsey K.H. Histopathologic changes related to fibrotic oviduct occlusion after genital tract infection of mice with Chlamydia muridarum. // Sex Transm Dis. 2005b. V. 32. №1. P. 49-56.

197. Shmarov M.M., Sedova E.S., Verkhovskaya L.V., Rudneva I.A., Bogacheva E.A., Barykova Y.A., Shcherbinin D.N., Lysenko A.A., Tutykhina I.L., Logunov D.Y., Smirnov Y.A., Naroditsky B.S., Gintsburg A.L. Induction of a Protective Heterosubtypic Immune Response. Against the Influenza Virus by using Recombinant Adenoviral Vectors Expressing Hemagglutinin of the Influenza H5 Virus. // Acta Naturae. 2010. V. 2. № 1. P. 111 -8.

198. Shuster A.M., Suslov A.P., Onufrieva E.K. Serum factors regulating macrophage migration in chronic cicatricial stenosis of larynx and trachea in children. // Vestn Otorinolaringol. 1991. V.2. P. 40-4.

199. Siawaya D.J.F. Chlamydia trachomatis, Human Immunodeficiency Virus (HIV) Distribution and Sexual Behaviors across Gender and Age Group in an African Setting. // PLoS One. 2014. V. 9. №3.

200. Skelding K.A., Hickey D.K., Horvat J.C., Bao S., Roberts K.G., Finnie J.M., Hansbro P.M. and Beagley K. W. Comparison of intranasal and transcutaneous immunization for induction of protective immunity against Chlamydia muridarum respiratory tract infection. // Vaccine. 2006. V. 24. №3. P. 355-66.

201. Stamm W. Chlamydia trachomatis infections of the adult. // Sexually Transmitted Diseases. 2008.

202. Stephens R.S. The cellular paradigm of chlamydial pathogenesis. // Trends Microbiol. 2003. V. 11. №1. P. 44-51.

203. Su H. and Caldwell H.D. CD4+ T cells play a significant role in adoptive immunity to Chlamydia trachomatis infection of the mouse genital tract. // Infect Immun. 1995. V. 63. №9. P. 3302-8.

204. Su H., Feilzer K., Caldwell H.D. and Morrison R.P. Chlamydia trachomatis genital tract infection of antibody-deficient gene knockout mice. // Infect Immun. 1997. V. 65. №6. P. 1993-9.

205. Su H., Messer R., Whitmire W., Hughes S. and Caldwell H.D. Subclinical chlamydial infection of the female mouse genital tract generates a potent

protective immune response: implications for development of live attenuated chlamydial vaccine strains. // Infect Immun. 2000. V. 68. №1. P. 192-6.

206. Sun S., Sprent J. Role of Type I Interferons in T Cell Activation Induced by CpG DNA. // Current Topics in Microbiology and Immunology. 2000. V. 247 P. 107-117.

207. Sun G., Pal S., Weiland J., Peterson E.M. and de la Maza L.M. Protection against an intranasal challenge by vaccines formulated with native and recombinant preparations of the Chlamydia trachomatis major outer membrane protein. // Vaccine. 2009. V. 27. №36. P. 5020-5.

208. Suna H.X., Xiea Y., Yec Y.P. Advances in saponin-based adjuvants. // Vaccine. 2009. V. 27. P. 1787 - 1796.

209. Super M., Gillies S.D., Foley S., Sastry K., Schweinle J.-E., Silverman V.J., Ezekowitz R.A.B. Distinct and overlapping function of allelic forms of human mannose binding protein. //Nat. Genet. 1992. V. 2. P. 50-55.

210. Swanborg R.H., Boros D.L., Whittum-Hudson J.A. and Hudson A.P. Molecular mimicry and horror autotoxicus: do chlamydial infections elicit autoimmunity? // Expert Rev Mol Med. 2006. V. 8. №29. P. 1-23.

211. Tagliabue A., Boraschi D., Villa L., Keren D. F., Lowell G. H., Rappuoli R., and Nencioni L. IgA-dependent cell-mediated activity against enteropathogenic bacteria: distribution, specificity, and characterization of the effector cells. // J. Immunol. 1984. V. 133. P. 988-992.

212. Takayam K., Qureshi N., Ribi E., Cantrell J.L. Separation and characterization of toxic and nontoxic forms of lipid A. // Rev Infect Dis. 1984. V. 6. №4. P. 439-443.

213. Tang D.C., Zhang J., Toro H., Shi Z., Van Kampen K.R. Adenovirus as a carrier for the development of influenza virus-free avian influenza vaccines. // Expert Rev Vaccines. 2009. V. 8. № 4. P. 469-81.

214. Tanzer R.J., Hatch T.P. Characterization of outer membrane proteins in Chlamydia trachomatis LGV serovar L2. // J Bacteriol. 2001. V. 183. №8. P. 2686-90.

215. Tengvall S., Lundqvist A., Eisenberg R.J., Cohen G. H., and Harandi A. M. Mucosal Administration of CpG Oligodeoxynucleotide Elicits Strong CC and CXC Chemokine Responses in the Vagina and Serves as a Potent Thl -Tilting Adjuvant for Recombinant gD2 Protein Vaccination against Genital Herpes. // J Virol. 2006. V. 80. №11. p. 5283-5291.

216. Thiel S., Vorup-Jensen T., Stover C.M., Schwaeble W., Laursen S.B., Poulsen K., Willis A.C., Eggleton P., Hansen S., Holmskov U., Reid K.B., Jensenius J.C. A second serine protease associated with mannan-binding lectin that activates complement. //Nature. 1997. V. 386. №6624. P. 506-10.

217. Thiel S., Frederiksen P.D., Jensenius J.C. Clinical manifestations of mannan-binding lectin deficiency. // Mol Immunol. 2006 . V. 43. №1-2. P. 86-96.

218. Thoelen S., Van D.P., Mathei C., Leroux-Roels G., Desombere I. et al. Safety and immunogenicity of a hepatitis B vaccine formulated with a novel adjuvant system. // Vaccine. 1998. V. 16. P. 708-714.

219. Thoma-Uszynski S., Simnacher U., Marre R., Essig A. Clearance of Chlamydia trachomatis-induced polyserositis in SCID mice requires both CD4+ and CD8+ cells. //Med Microbiol Immunol. 1998. V. 187. №2. P.71-8.

220. Tillack K., Breiden P., Martin R., Sospedra M. T lymphocyte priming by neutrophil extracellular traps links innate and adaptive immune responses. J Immunol. 2012. V. 188. №7. P. 3150-9.

221. Torrone E., Papp J., Weinstock H. Prevalence of Chlamydia trachomatis genital infection among persons aged 14-39 years - United States. // Centers for Disease Control and Prevention (CDC). 2007-2012. // MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 2014. V. 63. №38. P. 834-8.

222. Tseng C.T. and Rank R.G. Role of NK cells in early host response to chlamydial genital infection. // Infect Immun. 1998. V. 66. №12. P. 5867-75.

223. Tutykhina I.L., Logunov D.Y., Shcherbinin D.N., Shmarov M.M., Tukhvatulin A.I., Naroditsky B.S., Gintsburg A.L. Development of adenoviral vector-based mucosal vaccine against influenza. //J. Mol. Med. 2011. V. 89. № 4 P. 331-41.

224. Vajdy M., Lycke N.Y. Cholera toxin adjuvant promotes long-term immunological memory in the gut mucosa to unrelated immunogens after oral immunization. // Immunology. 1992. V. 75. №3. P. 488 -492.

225. Van Bergen J.E., Fennema J.S., van den Broek I.V., Brouwers E.E., de Feijter E.M., Hoebe C.J., et al. Rationale, design, and results of the first screening round of a comprehensive, register-based, Chlamydia screening implementation programme in the Netherlands. // BMC Infect Dis. 2010. V. 10. №293. P. 1471-2334-10-293.

226. Van de Laar M.J., Morre S.A. Chlamydia: a major challenge for public health. // Euro Surveill. 2007. V. 12. №10. P. 735.

227. Van Kampen K.R., Shi Z., Gao P., Zhang J., Foster K.W., Chen D.T., Marks D., Elmets C.A., Tang D.C. Safety and immunogenicity of adenovirus-vectored nasal and epicutaneous influenza vaccines in humans. // Vaccine. 2005. V. 23 №8. P. 1029-36.

228. Vergara M.R.C., Buendia Marin A.J., del Rio Alonzo L., Gijon F.C., Hernandez N.O., Ruiz M.C.G., Lorente J.S. Chlamydia trachomatis genital infection: immunity and prospects for vaccine development. // Immunologia. 2005. V. 24. P. 298-312.

229. Villareal C., Whittum-Hudson J. A., and Hudson A. P. Persistent chlamydiae and chronic arthritis. // Arthritis Res. 2002. V. 4. P. 5-9.

230. Van Voorhis W.C., Barrett L.K., Sweeney Y.T., Kuo C.C. and Patton D.L. Repeated Chlamydia trachomatis infection of Macaca nemestrina fallopian tubes produces a Thl-like cytokine response associated with fibrosis and scarring. // Infect Immun. 1997a. V. 65. №6. P. 2175-82.

231. Van Voorhis W.C., Barrett L.K., Sweeney Y.T., Kuo C.C. and Patton D.L.. Repeated Chlamydia trachomatis infection of Macaca nemestrina fallopian

tubes produces a Thl-like cytokine response associated with fibrosis and scarring. // Infect. Immun. 1997b. V. 65. №6. P. 2175-2182.

232. Wagner H. The immunobiology of the TLR9 subfamily. // Trends Immunol. 2004. V. 25. №7. P. 381-6.

233. Walker-Taylor A. and Jones D.T. Computation methods for predicting proteinprotein interections. Proteomics and Protein-Protein Interactions. // Volume 3 of the series Protein Reviews. 2005. P. 89-114.

234. Wang S.P., Grayston J.T. and Alexander E.R. Trachoma vaccine studies in monkeys. //Am J Ophthalmol. 1967. V. 63. №5. P. 1615-30.

235. Wang S., Fan Y., Brunham R.C. and Yang X. IFN-gamma knockout mice show Th2-associated delayed-type hypersensitivity and the inflammatory cells fail to localize and control chlamydial infection. // Eur J Immunol. 1999. V. 29. №11. P. 3782-92.

236. Wang J., Chen L., Chen F., Zhang X., Zhang Y., Baseman J., Perdue S., Yeh I.T., Shain R., Holland M., Bailey R., Mabey D., Yu P. and Zhong G. A chlamydial type Ill-secreted effector protein (Tarp) is predominantly recognized by antibodies from humans infected with Chlamydia trachomatis and induces protective immunity against upper genital tract pathologies in mice. // Vaccine. 2009. V. 27. №22. P. 2967-80.

237. Wang X., Schwarzer C., Hybiskea K., Machen T.E., Stephensa R.S. Developmental Stage Oxidoreductive States of Chlamydia and Infected Host Cells. // mBio. 2014. V. 5. №6. P. 1924-14.

238. Watanabe H., Numata K., Ito T., Takagi K.and Matsukawa A. Innate immune response in Thl- and Th2-dominant mouse strains. // Shock. 2004. V. 22. №5. P. 460-6.

239. Welter-Stahl L., Ojcius D.M., Viala J., Girardin S., Liu W., Delarbre C., Philpott D., Kelly K.A. and Darville T. Stimulation of the cytosolic receptor for peptidoglycan, Nodi, by infection with Chlamydia trachomatis or Chlamydia muridarum. // Cell Microbiol. 2006. V. 8. №6. P. 1047-57.

240. Westrom L., Joesoef R., Reynolds G., Hagdu A., Thompson S.E. Pelvic inflammatory disease and fertility.A cohort study of 1,844 women with laparoscopically verified disease and 657 control women with normal laparoscopic results. // Sex.Transm. Dis. 1992. V. 19. P. 185-192.

241. Wheelhouse N. M., Sait M., Aitchison K., Livingstone M., Wright F., McLean K., Inglis N.F., Smith D. G. E., Longbottom D. Processing of Chlamydia abortus Polymorphic Membrane Protein 18D during the Chlamydial Developmental Cycle. // PLOS ONE. 2012. V.7. P. 11.

242. WHO. Initiative for Vaccine Research (IVR). // Sexually Transmitted Diseases. 2012.

243. Wiesenfeld H.C., Hillier S.L., Krohn M.A., Landers D.V., and Sweet R.L. Bacterial Vaginosis Is a Strong Predictor of Neisseria gonorrhoeae and chlamydia trachomatis Infection. // Clinical Infectious Diseases. 2003. V. 36. P. 663-8.

244. Williams D.M., Grubbs B.G., Pack E., Kelly K. and Rank R.G. Humoral and cellular immunity in secondary infection due to murine Chlamydia trachomatis. // Infect Immun. 1997. V. 65. №7. P. 2876-82.

245. Woolridge R.L., Grayston J.T., Chang I.H., Yang C.Y. and Cheng K.H. Long-term follow-up of the initial (1959-1960) trachoma vaccine field trial on Taiwan. //Am J Ophthalmol. 1967. V. 63. №5. P. 1650-5.

246. Workowski K.A., Lampe M.F., Wong K.G., Watts M.B. and Stamm W.E. Long-term eradication of Chlamydia trachomatis genital infection after antimicrobial therapy. Evidence against persistent infection. // JAMA. 1993. V. 270. №17. P. 2071-5.

247. Xi L., Hess M.L., Kukreja R.C. Myocardial Protection by Monophosphoryl Lipid A: Potential Mechanisms. // Cardiovascular Drug Reviews. 2006. V. 17. №3. P. 265 - 280.

248. Xiang Z.Q., Greenberg L., Ertl H.C., Rupprecht C.E. Protection of non-human primates against rabies with an adenovirus recombinant vaccine. // Virology. 2014. V. 450-45l.P. 243-9.

249. Xu Y., Yuen P-W. and Lam J. K-W. Intranasal DNA Vaccine for Protection against Respiratory Infectious Diseases: The Delivery Perspectives. // Pharmaceutics. 2014. V. 6. №3. P. 378-415.

250. Yang X., Gartner J., Zhu L., Wang S. and Brunham R.C. IL-10 gene knockout mice show enhanced Thl-like protective immunity and absent granuloma formation following Chlamydia trachomatis lung infection. // J Immunol. 1999.V. 162. №2. P. 1010-7.

251. Yasser M. A., Belland R. J. The chlamydial developmental cycle. // FEMS Microbiol Rev. 2014. V. 38. №4. P. 779-801.

252. Zhang Y.X., Stewart S., Joseph T., Taylor H.R. and Caldwell H.D. Protective monoclonal antibodies recognize epitopes located on the major outer membrane protein of Chlamydia trachomatis. // J Immunol. 1987. V. 138. №2. P. 575-81.

253. Zhang Y.X., Stewart S.J. and Caldwell H.D. Protective monoclonal antibodies to Chlamydia trachomatis serovar- and serogroup-specific major outer membrane protein determinants. // Infect Immun. 1989. V. 57. №2. P. 636-8.

254. Zhang K. and S.H. Phan. Cytokines and pulmonary fibrosis. // Biol Signals. 1996. V. 5. №4. P. 232-9.

255. Zhang X., Gao L., Lei L., Zhong Y., Dube P., Berton M.T., Arulanandam B., Zhang J. and Zhong G. A MyD88-dependent early IL-17 production protects mice against airway infection with the obligate intracellular pathogen Chlamydia muridarum. //J Immunol. 2009. V. 183. №2. P. 1291-300.

256. Zhong G., Fan P., Ji H. et al. Identification of a chlamydial protease-like activity factor responsible for the degradation of host transcription factors. // J. Exp. Med. 2001. V. 8. P. 935-942.

257. Zhou Zhou H., Zhao T., Pastore L., Nageh M., Zheng W., Rao X.M., Beaudet A.L. A Cre-expressing cell line and an El/E2a double-deleted virus for preparation of helper-dependent adenovirus vector. // Mol Ther. 2001. V. 3. №4. P. 613-622.

258. Zhou J., Qiu C., Cao X.A., Lin G. Construction and immunogenicity of recombinant adenovirus expressing the major outer membrane protein (MOMP) of Chlamydophila psittaci in chicks. // Vaccine. 2007. V. 25. № 34. P. 6367-72.

259. http://www.epinorth.org.

260. http://www.who.int/vaccine_research/diseases/soa_std/en/indexl.html.