Пространственно-временная организация репликации субхромосомных доменов ДНК в ядрах клеток человека тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, кандидат биологических наук Чагин, Вадим Олегович

• Чагин, Вадим Олегович
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Чагин, Вадим Олегович

I. ВВЕДЕНИЕ.б

II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

§1. Временная структура S-фазы клеточного цикла эукариот.

§2. Скорость репликации ДНК.

§3. Характеристики элементарных единиц репликации ДНК

3.1 Размер и расположение на молекуле ДНК.

3.2 Функционально-структурные характеристики.

§4. Организация хроматина в интерфазном ядре.

§5. Фокальные центры репликации ДНК в ядрах клеток млекопитающих

5.1 Д искретность мест репликативного синтеза ДНК.

5.2 Дискретное распределение белков, участвующих в репликации.

5.3 Пространственно временные характеристики РФ.

III. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

§ 1 Ведение культур клеток.

§ 2 Синхронизация клеточной культуры.

§ 3 Проточная ДНК цитометрия.

§ 4 Включение в клетки репликативной метки.

§ 5 Приготовление препаратов ядер после включения репликативной метки.

§ 6 Приготовление препаратов нитей ДНК с одиночной репликативной меткой, расправленных на стекле.

§ 7 Денатурация ДНК на препаратах.

§ 8 Иммунофлуоресцентное окрашивание препаратов ядер включивших репликативную метку.

§ 9 Микроскопия и анализ изображений.

9.1 Широкопольная флуоресцентная микроскопия.

9.2 Анализ данных.

9.3 Конфокальная флуоресцентная микроскопия.

IV. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Часть 1. Исследование динамики прохождения клетками К562 S-фазы клеточного цикла методом проточной ДНК-цитометрии.

Часть 2. Исследование препаратов ядер включивших репликативную метку

§ 1 Дифракционная природа наблюдаемых фокусов репликации.

§ 2 Определение толщины ядер на препаратах.

§ 3 Влияние процедуры приготовления препаратов на наблюдаемую картину распределения мини-фокусов репликации в ядре.

§ 4 Динамика изменения мини-фокусов репликации при увеличении продолжительности мечения.

§ 5 Гетерогенность фокусов репликации.

§ 6 Определение содержания ДНК в различных мини-фокусах.

§ 7 Зависимость картин распределения РФ от положения клетки в S-фазе.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Пространственно-временная организация репликации субхромосомных доменов ДНК в ядрах клеток человека»

Во время фазы синтеза клеточного цикла выполняется сложная задача ^ точного воспроизведения всего клеточного генома за ограниченный промежуток времени. Несмотря на то, что объем знаний по различны аспектам этого процесса постоянно увеличивается, до сих пор остается ряд вопросов на которые не получены однозначные ответы. В частности, существуют противоречивые данные о размере и времени жизни элементарных единиц: репликации» геномам эукариотической клетки — репликонов. Кроме этого, мало» известно! об? организации процесса репликации ДНК в рамках S-фазы клеточного цикла в отношении синхронности инициации отдельных репликонов или групп репликонов.

Основная информация об; организации репликации в клетках высших эукариот, о размере и времени: жизни единиц репликации получена при использовании, методов репликативного мечения. В одном случае, при использовании иммунофлуоресцентных методов, реплицированные участки ДНК (РУД) наблюдают в ядрах или на их препаратах в виде репликативных структур (PG), областей компактного включения метки — репликативных фокусов (РФ) или доменов (Nakamura et al., 1986; Manders et al., 1999; Leonhardt et al., 2000; Tomilin et al., 2001; Sporbert et al., 2002). В этом случае, в зависимости от периода S-фазы,, процедуры приготовления препаратов (дополнительная обработка, способ фиксации и др.), или процедуры обработки; изображений? в ядре наблюдают различное количество меченых структур (Nakamura et al., 1986; Manders et al., 1992, 1996; Jackson: and* Pombo, 1998; Ma et al., 1998) Размер этих структур также может быть разным (Nakayasu, Berezney, 1989; Ma et al., 1998; Zink et al., 1998; Visser, Aten, 1999). Существенно, что в любом случае наблюдаемое количество репликативных структур меньше теоретического» числа репликонов, активных в какой-нибудь момент S-фазы. Такое число обычно 4 рассчитывают исходя из длительности репликативного включения метки и средней продолжительности S-фазы для данного типа клеток. Из сравнения числа активных репликонов с количеством репликативных структур; получают оценку среднего числа репликонов, приходящихся на единичную PC. В целом можно отметить следующие трудности анализа времени жизни и определения размеров отдельных репликонов прш использовании: иммунофлуоресцентных методов:

1. Количество и размер наблюдаемых PC зависят от периода S-фазы ;

2. PC представляют собой комплексные образования, которые по* оценкам; могут содержать до 25 репликонов (Manders et al., 1992, 1996)

3. Выявляемое количество PC и их характеристики могут зависеть от условий регистрации; методов обработки и анализа изображений.

Представления о размере и характере удвоения репликонов, использующиеся в настоящее время, сформированы главным образом на основе данных экспериментов второго типа. В них анализируются треки от репликативных вилок (РВ) на растянутых нитях хроматина или ДНК (Cairns, 1966; Huberman, .Riggs, 1968; Hand, 1975). На основании изучения препаратов; нитевой ДНК радиоавтографии г (НДР А) при импульсном включении [Н3]Т ещё в середине семидесятых была предложена модель кластеров синхронно* активируемых малых репликонов, как основной единицы репликации в клетках высших эукариот (Huberman; Riggs,. 1968; Stubblefield, 1974; Edenberg, Huberman, 1975; Hand, 1975, 1978). В то же время,, различные авторы > указывают на возможные артефакты применения метода НДР А (обзор: Liapunova, 1994). С помощью модифицированного метода НДР А было показано, что существуют репл иконы гораздо большего размера, чем постулировалось указанной моделью (Yurov, Liapunova,. 1977; обзор: Liapunova; 1994). Кроме того, поскольку при НДРА наблюдают не ядро клетки, а препараты фибрилл хроматина, полученных из многих ядер, нет никакой привязки наблюдаемых радиоактивных треков к какому-либо периоду S-фазы, а также нет доказательного соответствия картины системы синхронных репликативных треков, выявляемых обычным методом НДР А, репликативным структурам в виде фокусов репликации, наблюдаемых в неразрушенных ядрах при использовании метода иммунофлуоресценции. Тем не менее, именно построенная на данных НДРА первоначальная модель организации репликации обычно используется для объяснения и анализа картин распределения PG при> исследовании на уровне препаратов индивидуальных клеток. Это очевидное несоответствие ставит вопрос о необходимости > непосредственного наблюдения и измерения характеристик РУД, соответствующих отдельным репликонам (или комплексам из; известного небольшого количества репликонов) при одновременном учете параметров S-фазы, на препаратах целостных ядер индивидуальных клеток. Успех исследований в этом направлении зависит от преодоления указанных выше проблем, возникающих при: использовании методов иммунофлуоресценции.

Решение задачи о- соответствии отдельных наблюдаемых на препаратах ядер PC какому-либо определенному периоду S-фазы может быть облегчено, если использовать методы синхронизации клеточных популяций. При этом, однако, нужно учитывать, что в любой синхронизированной клеточной культуре всегда присутствуют клетки, которые могут находиться в любой.точке S-фазы. Процедура синхронизации обогащает клетками определенный участок клеточного цикла (фазы цикла), но обычно не снижает вероятность нахождения клетки в других частях клеточного цикла до величины, меньшей 10-20% (Knehr et al., 1995). Таким образом, исследователь практически всегда имеет в руках не вполне гомогенную по положению в S-фазе популяцию клеток. Кроме того, нужно учитывать еще два обстоятельства, которым, до сих пор уделяется недостаточно внимания. Во-первых, параметры прохождения волны синхронизированных клеток по S-фазе очень сильно зависят от условий культивирования и могут изменяться в рамках одного эксперимента, а скорость прохождения S-фазы отдельными клетками клеточной популяции даже при неизменных условиях культивирования неодинакова и может отличаться более чем в 2 раза- (Leonhardt et al., 2000). Во-вторых, существуют немногочисленные данные о неравномерности движения клеток по S-фазе, вызванной периодическими изменениями интенсивности синтеза ДНК (Волн Репликации) (Klevecz, Keniston, 1975; Карр, Painter, 1977; В loch et al., 1981; Banfalvi et al., 1997) и, предполагается/соответственно, что в определенные моменты S-фазы происходит замедление и последующее ускорение движения клеток по циклу. Всё сказанное означает, что даже при использовании методов синхронизации; клеточных популяций необходимо проводить постоянный^ контроль динамики движения клеток по S-фазе. Такой» контроль целесообразно проводить методом! проточной ДНК-цитометрии. Это дает возможность, помимо, всего, определять прирост количества ДНК, соответствующий! используемому в каждом данном эксперименте периоду включения метки и численно оценивать, среднюю скорость движения клеток по S-фазе.

В настоящее время для получения флуоресцентных изображений PC в основном используют конфокальную микроскопию. В то же время известно, что теоретические преимущества данного способа микроскопии- по сравнению со^ способом широкопольной микроскопии могут быть реализованы далеко не всегда, поскольку усиление контрастности изображения происходит за счет ослабления сигнала (Stelzer, 1998). Это может служить препятствием при выделении на изображении РС (особенно PC со слабой флуоресценцией) и? анализе их параметров. Также не существует стандартного подхода к выделению на изображении! индивидуальных PC (сегментации изображения). Используемые способы сегментации приводят к ошибкам в подсчете количества наблюдаемых PG (сегментация по порогу) и/или в определении их размеров (сегментация по локальным максимумам интенсивности; Manders et al:, 1996; Ma et al., 1998).

Важнейшей' проблемой использования иммунофлуоресцентных методов для? анализа размеров: и времени жизни репликонов является уменьшение сложности наблюдаемых PC, получение препаратов ядер клеток с фокусами репликации, по возможности содержащими РУД, которые соответствуют отдельным репликонам или, по крайней мере, известному небольшому (2 — 4) их количеству, т.е. разработка методических подходов, обеспечивающих работу на более высоком уровне разрешения репликативных структур. В этом направлении? основными задачами являются совершенствование цитохимических методов приготовления препаратов и разработка более точных методов; оценки содержания ? ДНК в отдельных фокусах репликации. Существенным результатом была бы также оценка параметров синхронности и размера отдельных единиц репликации.

Цели и задачи работы Целью настоящей работы являлось исследование при высоком разрешении характеристик единиц репликации на уровне препаратов ядер индивидуальных клеток с учетом динамики прохождения ими S-фазы клеточного цикла. При этом были сформулированы следующие конкретные задачи:

1) Исследование динамики прохождения клетками К562 S-фазы клеточного цикла методом проточной ДНК-цитометрии, выявление моментов замедления и ускорения прохождения клетками S-фазы.

2) Разработка методов стандартного анализа репликативных структур при использовании широкопольной флуоресцентной микроскопии на пределе оптического разрешения.

3) Исследование характеристик единиц репликации на уровне препаратов ядер индивидуальных клеток на высоком уровне разрешения репликативных структур при различной динамике прохождения клетками клеточного цикла.

4) Измерение характеристик индивидуальных репликонов (или комплексов из известного небольшого числа репликонов) на препаратах ядер.

II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

§1; Временная структура S-фазы клеточного цикла эукариот.

Геном большинства млекопитающих содержит порядка. 109 пар нуклеотидов (п.н.), что составляет около 100 см линейной? длины ДНК. Гаплоидный геном человека содержит 23 хромосомы и имеет размер 3.2 -4.15 хЮ9 пн (Gregory, 2001). Репликация осуществляется во время фазы синтеза (S-фаза), длительность которой у большинства теплокровных млекопитающих, за исключением клеток ранних эмбрионов > составляет 6-10 часов- (Liapunova, 1994). Было обнаружено; что хромосомы эукариот реплицируются не как единое целое, а по частям, синтез которых привязан к определенным моментам? S-фазы (Taylor, 1960), причем синтез» идет параллельно во многих участках хромосом: Соответственно был сделан вывод, что каждой хромосоме эукариот соответствуют многочисленные единицы репликации. Позднее, было непосредственно показано существование таких единиц репликации в клетках млекопитающих (Cairns, 1966; Huberman, Riggs, 1968) и по аналогии с бактериальными системами было принято название репликоны (Taylor 1963; Jacob, Brenner, 1963). Было также показано, что размер репликонов меньше размера частей хромосом, реплицирующихся в определенные промежутки S-фазы (Taylor, 1960).

Универсальной особенностью строения митотических хромосом высших организмов является; их деление на • участки различные по своим: цитохимическим > свойствам — сегменты или диски хромосом. Различают R-, G- (Гимза-отрицательные и положительные) и? С-диски. (G-диски часто называют Q- или G/Q-дисками, т. к. они окрашиваются также квинакрином (Comings, 1971)). R-диски GC-богаты и содержат ДНК активно транскрибируемых генов (эухроматин); G-диски АТ-богаты, они состоят в основном из факультативного гетерохроматина (в; частности, молчащих ткане-специфичных генов); только 20% картированных генов человека локализованы в G-дисках; С-диски содержат сателлитные повторы и включают центромерные области, конститутивный хроматин 1, 9 и 16 хромосом; и гетерохроматин; длинного плеча Y-хромосомы; в G-дисках нет генов (Arrighi, Hsu, 1971; Craig-Holmes et al., 1973; Camargo, Cervenka, 1982; Holmquist et al., 1982; Holmquist, 1992; Craig, Bickmore, 1993). Световой микроскоп позволяет различить в гаплоидном наборе прометафазных хромосом человека (~3.2х109 п.н., Morton, 1991) до 2000 дисков, электронный микроскоп - до 3000 дисков (Bak et al., 1981; Yunis, 1981; Droin et al., 1990). Средний диск, получаемый при окрашивании Гимзой^ содержит 1.2-1.5 м.п.н. ДНК, а самые мелкие диски содержат 0.3-0.6 м.п.н.

По включению [3Н]-тимидина в ядрах S-фазных клеток обнаружено, что эухроматин реплицируется в начале S-фазы, позже вступает в репликацию гетерохроматин (Hay, Revel, 1966; Milner, 1969; Williams, Ockey, 1970; Huberman et al., 1973; Fakan, Hancock, 1974; Smith? et al., 1984) и установлена корреляция; R-дисков с ранней репликацией, а G-дисков - с более поздней репликацией (Ganner, Evans, 1971; Holmquist et al;, 1982). Большинство <• транскрибируемых генов реплицируются < рано, в то время как большая часть инертной или факультативно ? инертной ДНК реплицируется поздно • (Ляпунова, Хаитова; 1979; Epner et al., 1981; Goldman et al., 1984; Adolph, Hameister, 1985; Taljanisz et al., 1989). Временная последовательность репликации сегментов хромосом в определенные моменты< S-фазы в целом сохраняется- между клеточными циклами (Adegoke, Taylor, 1977; Jackson, Pombo, 1998; Ma et al., 1998; Zink et ali, 1999). Таким образом, уже на уровне сегментов хромосом существуют временные закономерности репликации, выражаемые как удвоение участков хромосом • в i определенные промежутки S-фазы и в определенном порядке.

Каждый сегмент хромосомы может содержать несколько репликонов. Репликон по определению представляет собой участок ДНК,, который реплицируется; как единое целое в; результате единичного события инициации: Считают, что подавляющая часть репликонов двунаправленные (Berezney et al., 2000), т.е. удваиваются посредством двух репликативных вилок, движущихся в противоположные стороны от точки инициации. Для: млекопитающих средняя скорость движения репликативной вилки; составляет 0.5-0.8 мкм/мин (Карр, Painter, 1982а) (1.5 - 2.4 тпн). Таким образом, наблюдаемые для млекопитающих вариации в длине S-фазы (5- 24 часа) (Painter, Shaefer, 1969) в основном объясняют различным числом репликонов параллельно синтезирующих ДНК в клетке. В случае эмбриональных клеток, необычно короткая продолжительность S-фазы достигается; за! счет увеличения; количества; репликонов параллельно; синтезирующих ДНК и одновременно за счет уменьшения их размера (Blumenthal et al., 1974; Ferreira et ali, 1997a; Hyrien, Mechali, 1993; Blow et al., 2001). Соответствующим образом, обнаруживаемые флуктуации скорости прохождения; клетками S-фазы также относят к изменению числа одновременно активных репликонов (Terasima, Tolmach, 1963; Remington, Klevecz, 1973). При исследовании неоднородности прохождения клетками S-фазы используют несколько методических подходов. В частности; проводят анализ репликативного включения радиоактивно меченых предшественников; в ДНК синхронизированных клеток, или на основании данных проточной ДНК цитометрии анализируют форму распределения клеток по циклу.

Около 30-ти лет назад для синхронизированной популяции! диплоидных фибробластов человека были зарегистрированы три волны усиления включения меченого тимидина (Klevecz, Карр, 1973; Карр, Klevecz,. 1976). Это дало основание предполагать,, что S-фаза клеточного цикла делится на три раздельных временных периода: раннюю, среднюю и позднюю субфазы, которым соответствуют разные семейства репликонов. В дальнейших исследованиях с помощью разных методов три основные «волны репликации» были зарегистрированы для ряда других диплоидных клеточных линий' человека и животных (Klevecz, Remington, 1975; Карр, Painter, 1977; Bloch et al., 1981). В то же время для большинства анеуплоидных клеточных линий зависимости, описывающие динамику включения тимидина синхронизированными клетками, в указанных выше работах были одномодальными. Кроме того, в тех случаях, когда пики усиления синтеза ДНК выявлялись, их положение на S-фазе, относительная; интенсивность, а иногда и количество пиков, заметно отличались в разных работах (Klevecz, Remington, 1975; Карр, Painter, 1977; Bloch et al., 1981; Banfalvi et al:, 1997; Rehak, 2000). Следует отметить, что на точность анализа по включению радиоактивно меченого предшественника; могут оказывать влияние такие факторы, как степень синхронности популяции, скорость прохождения S-фазы и выбор моментов отбора проб:

Для обнаружениям изменений скорости: продвижения клеток по S-фазе на основе данных ДНК-цитометрии используют два подхода. Поскольку ДНК-гистограммы, представляют собой по-существу частотные распределения, в случае исследования вариации уровня кривой распределения клеток по S-фазе асинхронных клеточных популяций означают изменение скорости' продвижения клеток по S-фазе, при этом замедление скорости регистрируют как локальный максимум или повышение уровня; кривой,, а увеличение скорости, соответственно, как локальный минимум или! понижение уровня кривой * S-фазного ; распределения (Bloch et al., 1981). При этом, для анализам формы S-фазной кривой и определения; изменения скорости прохождения; S-фазы используют аппроксимацию; различными аналитическими функциями (Dean, Anderson, 1975; Bloch et al., 1981) Во-вторых, применяя методы- синхронизацииг клеток, можно зарегистрировать неравномерность движения основного максимума; пика синхронизованных клеток по S-фазе (Klevecz, Remington, 1975). В этом; случае, однако, разрешающая способность анализа хуже, поскольку не учитывается изменение формы пика синхронизованных клеток. Ширина синхронного пика может быть больше характерного масштаба изменений скорости синтеза, тогда моменты< S-фазы когда происходит замедление или ускорение синтеза; ДНК будут больше влиять на форму пика синхронных клеток,, чем на динамику движения его* максимума. В то же время г относительным недостатком первого способа является значительно меньшая доля клеток, находящихся в фазе синтеза, что приводит к большой относительной погрешности измерений, а также то, что гетерогенность исследуемой клеточной популяции как по размеру генома, так и по скорости прохождения S-фазы отдельными клетками создает большие затруднения для; анализа. Метод проточной ДНК-цитометрии использовался для обнаружения неравномерности синтеза ДНК в течение S-фазы в ряде работ (Klevecz, Remington, 1975; Bloch et al., 1981). В целом полученные в этих работах результаты соответствуют представлениям • о, разделении S-фазы на три основных субфазы, но количественные оценки продолжительности периодов и доли синтезируемой в эти периоды ДНК, как и при использовании меченого тимидина, не совпадают у разных авторов. Нестабильность результатов анализа временной структуры S-фазы методом проточной цитометрии можно объяснить недостаточной разрешающей способностью использованных экспериментальных методик и аппаратуры, неудачным выбором клеточных линий, а также более общей причиной -сложным характером неравномерности синтеза ДНК в течение S-фазы (Banfalvi et al., 1997; Rehak, 2000).

Изменению абсолютной длительности S-фазы в целом должно соответствовать изменение числа; одновременно активных репликонов. это может достигаться за счет появления новых мест инициации, или же за счет увеличения синхронности начала синтеза в имеющихся точках инициации. Необычно малая продолжительность S-фазы в клетках ранних репликонов соответствует стандартному малому размеру репликонов порядка 12 тпн (Blumenthal et al., 1974; Hyrien, Mechali, 1993; Blow et al., 2001). В общем случае, на; основании, исследования? S-фазной динамики клеточных популяций можно делать только средние оценки количества одновременно активных репликативных единиц. При расчете, в качестве параметров используют величину размера генома исследуемых клеток, длительность S-фазы и среднюю скорость движения репликативной вилки (СДРВ).

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Чагин, Вадим Олегович

VI. ВЫВОДЫ

1. В течение S-фазы клеточного цикла клеток линии К562 существуют ф множественные моменты (не менее 10) значительного замедления или остановки синтеза ДНК. Обнаруженные моменты снижения скорости синтеза ДНК позволяют рассматривать S-фазу как состоящую из множества перекрывающихся субфаз синтеза.

2. Субфазы второй половины S-фазы более однородные по продолжительности и количеству синтезируемой ДНК, которое в среднем меньше чем для субфаз начала S-фазы. Деление S-фазы на множество субфаз синтеза не зависит от ее абсолютной продолжительности.

3. Размер фокусов репликации, наблюдаемых в световой/широкопольной микроскопии .• определяется не размером структурных единиц v репликации^ а закономерностями дифракции света. Истинный размер V участков включения метки значительно меньше 0.5 мкм.

4. Проведена экспериментальная оценка количества ДНК в отдельных фокусах репликации. Показано, что на препаратах ядер можно наблюдать фокусы репликации, соответствующие меченым- участкам ДНК отдельных репликонов.

5. В клетках ранней S-фазы около 15% наблюдаемых фокусов репликации происходят от единичных репликативных вилок.

6. В клетках ранней и средней S-фазы участки включения метки, соответствующие отдельным репликонам, удалены друг от друга и объединяются в комплексных репликативных фокусах за счет функциональной кластеризации.

7. В клетках поздней S-фазы реплицируемые участки ДНК расположены ^ настолько близко друг к другу, что образуют оптически неразрешаемые кластеры.

БЛАГОДАРНОСТИ

Я выражаю благодарность своему научному руководителю, члену-корреспонденту РАН, д.б.н. Н.В. Томилину за внимательное отношение к работе, помощь в планировании экспериментов и осмыслении результатов.

С особой признательностью я хочу отметить участие в работе к.б.н. Ю.М. Розанова, который на всех этапах оказывал неоценимую помощь в проведении экспериментов, обработке и анализе данных и в их обсуждении, способствовал высокому методическому уровню исследований.

Также я хочу поблагодарить к.б.н. JI.B. Соловьеву за постоянный интерес к работе и помощь в овладении экспериментальными методами.

Я благодарен к.б.н. Н.М. Плескач за обучение и помощь в работе с культурами клеток.

Кроме того, я благодарен всем сотрудникам Лаборатории стабильности хромосом и клеточной инженерии за постоянную готовность помочь, многочисленные консультации и полезные замечания в ходе обсуждения результатов работы.

Я приношу благодарность доктору К.М. Кардосо (Dr. С.М. Cardoso, CCHL laboratory, MDC Berlin-Buch) за возможность стажировки и обучения методам микроскопии живых клеток и за предоставленные материалы.

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований, проекты № 01 - 04 — 49486 и № 00 — 03 — 40134.

V. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Сделанные в рамках данной работы выводы вступают в противоречие с данными других авторов (Jackson, Pombo, 1998), которые, используя сходный способ приготовления препаратов и наблюдения, пришли» к выводу, что количество РФ, образовавшихся в результате однократного (20 мин) мечения является постоянной\ величиной, а сами РФ - это стабильные структурные единицы репликации, содержащие определенное количество репликонов, которые можно? наблюдать на протяжении! нескольких клеточных циклов. Для клеток HeLa с модальным, числом хромосом 62± 8 наблюдали в среднем 750 РФ (дляК562 модальное число хромосом 66) и оценили, что отдельному РФ должно соответствовать примерно пять t репликонов (Jackson, Pombo, 1998).

Существуют два: основных ограниченияточности исследований меченых РФ: это практически достигаемое оптическое разрешение при их наблюдении и точность обработки полученных изображений. Физическое разрешение меченых структур можно; увеличить при использовании гипотонической обработки и способа фиксации ? смесью метанол - уксусная кислота. Данный способ позволяет наблюдать превращение РФ в цепочки или кластеры объектов меньшего размера, названных мини-фокусами репликации (Tomilin et al., 1995; Solovjeva et al., 1998; Tomilin et al., 2001) Общее число дискретных участков включения метки в ядре при этом увеличивается (Tomilin et al., 1995, Jackson, Pombo, 1998; Solovjeva et al., 1998). Ограничения,, связанные с выделением на изображении и анализом меченых структур можно преодолеть применив визуальный подсчет и анализ PC (Jackson, Pombo, 1998) или1 алгоритмы локальной сегментации (Manders et al., 1996; Ma et al., 1998). При этом также наблюдали увеличения числа РФ (Ma etal., 1998).

Тем не менее, до настоящего времени на основании косвенных подсчетов данные по РФ все равно объясняли исходя из того, что отдельный наблюдаемый этими авторами РФ представляет собой стабильную структурную единицу, в основе которой лежит кластер малых репликонов. Поскольку количество наблюдаемых в указанных выше работах РФ увеличилось по сравнению с данными; полученными в> первых работах по репликативному мечению (Nakamura et al., 1986; Fox et al:, 1991; Berezney et al., 1995), это привело к необходимости снизить число репликонов в кластере, который? соответствует стабильной структурной единице, но в целом модель, согласно которой; кластеры малых синхронно: инициируемых репликонов представляют собой основную единицу репликации? в; клетках млекопитающих все же не претерпела изменений.

В рамках работы; нами впервые была проанализирована природа наблюдаемых МФ и;проведена?экспериментальная: оценка количества ДНК, которое они» содержат. Наши данные показывают, что наблюдаемые РФ представляют собой совокупность РУД отдельных репликонов (Чагин и др, 2004а). Подобные РФ не являются стабильными; поскольку их комплексность зависит от степени? воздействия гипотонической обработки. На препаратах ядер с максимальным эффектом гипотонического воздействия; можно наблюдать РФ, которые происходят от единичных РВ. Это было бы невозможным; если? бы все репликативные домены имели в своей- основе кластеры малых репликонов. На основании наших данных можно сделать альтернативный вывод о том; что? в клетках раннеш S-фазы участки включения-метки, соответствующие отдельным репликонам.удалены друг от друга и собраны в комплексных репликативных фокусах, наблюдаемых при фиксации формальдегидом за счет их функциональной; кластеризации на белковых комплексах репликации. Можно высказать предположение о том, что дискретность распределения МФ в ядре отражает особенности строения репликативных доменов в конкретный момент S-фазы; которые проявляются при гипотоническом воздействию Наши результаты также указывают на то, что постоянный контроль прохождения клетками S-фазы необходим) для точного и аккуратного анализа репликативных структур на; уровне (препаратов) ядер (Чагин и др., 20046).

117

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Чагин, Вадим Олегович, 2004 год

1. Adegoke J.A., Taylor J.H. Sequence programming of DNA replication over the S phase of Chinese hamster cells I I Exp. Cell. Res. 1977. Vol. 104(1). P. 47.-54.

2. Adolph S., Hameister H. In situ nick translation of metaphase chromosomes with biotin-Iabeledd-UTP// Hum. Genet. 1985. Vol. 69. P. 117-121.

3. Aelen J. M. A., Opstelten R. J. G., Wcmka F. Organization of DNA replication in Physarum polycephalum. Attachment of origins of replication and replication forks to the nuclear matrix//Nucl. Acids. Res. 1983. Vol. 11. P. 1181-1195:

4. Ancmiev E.V., Polukarova L.G., Yurov Y.B. Replication of chromosomal DNA in diploid Drosophila melanogaster cells cultured in vitro // Chromosoma. 1977. Vol. 59(3) P. 259-272.

5. Anglana M., Apiou F., Bensimon A., Debatisse M. Dynamics of DNA replication in mammalian somatic cells: nucleotide pool modulates origin choice and interorigin spacing//Cell. 2003. Vol. 114(3) P. 385-94

6. Arrighi F. E., Hsu Т. C. Localization of heterochromatin in human chromosomes // Cytogenetics. 1971. Vol. 10. P. 81-86.

7. AtenJ. A., Bakker P. J., StapJ., Boschmcm G. A., VeenhofC. H. DNA double labelling with IdUrd and CldUrd for spatial and temporal analysis of cell proliferation and DNA replication // Histochem. J. 1992. Vol. 24. P. 251-259.

8. BakA. L., Bak P., Zeuthen J. Higher levels of organization in chromosomes // J. Theor. Biol: 1979. Vol. 76. P. 205-217.

9. BakA. L., Jorgensen A. L., ZeuthenJ. Chromosome banding and compaction // Hum. Genet. 1981. Vol. 57. P. 199-202.

10. Bak P., BakA. L., ZeuthenJ. Characterization of human chromosomal unit fibers I I Chromosoma. 1979. Vol. 73. P. 301-315.

11. Banfalvi G., Michailova M., Poirier L.A., Chou M.W. Multiple subphases of DNA replication in Chinese hamster ovary (CHO-K1) cells // DNA Cell Biol. 1997. Vol. 16(12). P. 1493-1498.

12. Beggs A.H., Migeon B.R. Chromatin loop structure of the human X chromosome: relevance to X inactivation and CpG clusters // Mol. Cell Biol. 1989. Vol. 9(6). P. 2322-2331.

13. Belmont A.S., BraunfeldM. В., SedatJ. IV., AgardD. A. Large-scale chromatin structural domains within mitotic and interphase chromosomes in vivo and in vitro//Chromosoma. 1989. Vol. 98. P. 129-143.

14. Belmont A.S., Bruce K. Visualization of G1 chromosomes: a folded, twisted, supercoiled chromonema model of interphase chromatid structure // J. Cell. Biol. 1994. Vol. 127. P. 287-302.

15. Belmont A.S., Dietzel S., Nye A.C., Strukov Y.G., Tumbar T. Large-scale chromatin structure and function // Curr. Opin. Cell Biol. 1999. Vol. 11(3). P. 307-311.

16. Belmont A.S., Li G., Sudlow G., Robinett C. Visualization of large-scale chromatin structure and dynamics using the lac operator/lac repressor reporter system // Methods CellBiol. 1999. Vol. 58 P. 203-222.

17. Belmont A.S., Sedat J. W., Agard D.A. A three-dimensional approach to mitotic chromosome structure: evidence for a complex hierarchical organization // J. Cell Biol. 1987. Vol; 105(1) P. 77-92.

18. Bensimon A., Simon A., Chiffaudel A., Croquette V., Heslot F., Bensimon D. Alignment and sensitive detection of DNA by a moving interface // Science. 1994. Vol. 265. P. 2096-2098.

19. Benyajati C., Worcel A. Isolation, characterization and structure of the folded interphase genome of Drosophila melanogaster// Cell. 1976. Vol. 9. P. 393407.

20. Berezney R. Regulating the mammalian genome: the role of nuclear architecture // Adv. Enzyme Regul. 2002. Vol. 42 P. 39-52.

21. Berezney R., Buchholtz L. A. Dynamic association of replicating DNA fragments with the nuclear matrix of regenerating liver // Exp. Cell Res. 1981. Vol. 132. P. 1-13.

22. Berezney R., Coffey D. S. Nuclear protein matrix: Association with newly synthesised DNA// Science. 1975. Vol. 189. P. 291-293.

23. Berezney R., Dubey D.D., Huberman J A. Heterogeneity of eukaryotic replicons, replicon clusters, and replication foci. Chromosoma. 2000. Vol. 108(8). P. 471-484.

24. Bloch D.P., Chi-Tsen Fu, Phillip N.D. DNA and histone synthesis rate change during the S-period in Ehrlich ascites tumor cells // Chromosoma (Berl), 1981. Vol. 82(5). P. 611-626.

25. Blow J.J., Gillespie P.J., Francis D., Jackson D A. Replication origins in Xenopus egg extract Are 5-15 kilobases apart and are activated in clusters that fire at different times//J. Cell Biol. 2001. Vol; 152(1). P. 15-25.

26. Blumenthal A.B., Kriegstein H.J., Hogness D.S. The units of DNA replication in Drosophila melanogaster chromosomes // Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 1974. Vol. 38. P. 205-223.

27. Bornjleth H., Edelmann P., Zink D., Cremer Т., Cremer C. Quantitative motion analysis of subchromosomal foci in living cells using four-dimensional microscopy // Biophys. J; 1999. Vol. 77(5). P. 2871-86

28. Boulikas T. Homeotic protein binding sites, origins of replication and nuclear matrix anchorage sites share the ATTA and ATTTA motifs // J. Cell. Biochem. 1992. Vol. 50. P. 111-123.

29. Bravo RMacdonald-Bravo H. Existence of two populations of cyclin/proliferating cell nuclear antigen during the cell cycle: association with DNA replication sites // J. Cell. Biol. 1987. Vol. 105. P. 1549-1554.

30. Burks D. J., Stambrook P. J. Enrichment and visualization of small replication units from cultured mammalian cells // J. Cell Biol. 1978. Vol. 77. P. 762-773:

31. Cairns J. Autoradiography of HeLa cell DNA // J. Mol. Biol: 1966. Vol. 15. P. 372-373.

32. Callan H.G. Replication of DNA in the chromosomes of eukaryotes // Proc. R. Soc. Lond. B; Biol Sci: 1972. Vol. 181(62) P. 19-41.

33. Camargo M., CervenkaJ. High resolution R-banding: advantages, applications and replication model // Am. J. Hum. Genet. 1980. Vol. 32. P. 65A.

34. Camargo M., CervenkaJ. Patterns of DNA replication of human chromosomes. П. Replication map and replication model//Am. J. Hum. Genet. 1982. Vol. 34. P. 757-780.

35. Cardoso M. C., Leonhardt H., Nadal-Ginard B. Reversal of terminal differentiation and control of DNA replication: cyclin A and Cdk2 specifically localize at subnuclear sites of DNA replication // Cell. 1993. Vol; 74. P. 979992.

36. Cardoso M.C., Joseph C., Rahn H.P., Reusch R., Nadal-Ginard В., Leonhardt H. Mapping and use of a sequence that targets DNA ligase I to sites of DNA replication in vivo//J: Cell Biol. 1997. Vol. 139(3):579-587.

37. Carri M. Т., Micheli G., Graziano E., Pace Т., Buongiorno-NardelliM. The relationship between chromosomal origins of replication and the nuclear matrix during the cell cycle // Exp. Cell Res. 1986. Vol. 164. P. 426-436.

38. Carvalho C., Pereira H.M., Ferreira J., Pina C., Mendonca D., Rosa A C., Carmo-Fonseca M. Chromosomal G-dark bands determine the spatial organization of centromeric heterochromatin in the nucleus I I Mol. Biol. Cell. 2001. Vol. 12(11). P. 3563-3572.

39. Cheutin Т., McNairn A.J., Jenuwein Т., Gilbert D.M., Singh P.В., Misteli T. Maintenance of stable heterochromatin domains by dynamic HP 1 binding // Science. 2003. Vol. 299(5607). P. 721-255.

40. Cockerill P.N. Nuclear matrix attachment occurs in several regions of the IgH locus//Nucleic Acids Res. 1990. Vol. 18(9) P. 2643-2648.

41. Collins J.M. Rates of DNA synthesis during the S-phase of HeLa cells // J: Biol. Chem. 1978. Vol. 253(23). P. 8570-7.

42. Comings D. E. Heterochromatin of the Indian muntjac //Exp. Cell Res. 1971. Vol: 67. P. 441-460.

43. Comings D. E. Mechanisms of chromosome banding and implications for chromosome structure // Annu. Rev. Genet. 1978. Vol. 12. P. 25-46.

44. Comings D.E., Kakefuda T. Initiation of deoxyribonucleic acid replication at the nuclear membrane in human cells // J Mol Biol. 1968. Vol. 33(1) P. 225

45. Comings D.E., Okada T.A. DNA replication and the nuclear membrane // J. Mol. Biol. 1973. Vol: 75(4). P. 609-618.

46. Cook P. R. A chromomeric model for nuclear and chromosome structure// J. Cell Sci. 1995. Vol.108. P. 2927-2935.

47. Cook P. R. The nucleoskeleton and the topology of replication // Cell. 1991. Vol. 66. P. 627-635.

48. Cook P. R., Brasell I. A., Jost E. Characterization of nuclear structures containing superhelical DNA// J. Cell Sci. 1976. Vol. 22. P. 303-324.

49. Cook P. R., BrazellJ. A. Supercoils in human DNA//J. Cell Sci. 1975. Vol. 19. P. 261-279.

50. Cook P.R: Predicting three-dimensional genome structure from transcriptional activity // Nat. Genet. 2002. Vol. 32(3) P. 347-352.

51. Cook P.R. The organization of replication and transcription // Science. 1999. Vol. 284(5421). P. 1790-1795.

52. Cook P.R. The nucleoskeleton: artefact, passive framework or active site? // J Cell Sci. 1988. Vol. 90 (Pt 1). P. 1-6.

53. Craig J. M, Bickmore W. A. Chromosome bands flavours to savour // BioEssays. 1993. Vol. 15. P. 394-354.

54. Craig-Holmes A. P., Moore F. В., ShawM. W. Polymorphism of human C-band heterochromatin. I. Frequency of variants // Am. J. Hum. Genet. 1973. Vol. 25. P. 181-192.

55. Cremer M., von Ease J., Volm Т., Brero A., Kreth G., Walter J., Fischer C., Solovei L, Cremer C., Cremer T. Non-random radial higher-order chromatin arrangements in nuclei of diploid human cells // Chromosome Res. 2001. Vol. 9(7) P. 541-567.

56. Cremer T, Cremer C, Schneider T, Baumann H, Hens L, Kirsch-Volders M. Analysis of chromosome positions in the interphase nucleus of Chinese hamster cells by laser-UV-microirradiation experiments // Hum. Genet. 1982. Vol. 62(3). P. 201-209.

57. Cremer Т., Cremer C. Chromosome territories, nuclear architecture and gene regulation in mammalian cells // Nat Rev Genet. 2001. Vol. 2(4). P. 292-301.

58. DahleD., Griffits T. D., Carpenter J. G. Subchromosomal DNA synthesis in X-irradiated V-79 cells // Radiat. Res. 1979. Vol. 78. P. 542-549.

59. Dean P.N., Anderson E.C. The rate of DNA synthesis during S-phase by mammalian cells in vitro // Pulse-cytophotometry, Pt. I, Ghent: Medikon. 1975. P. 77-86.

60. Debatisse M., Berry M., Buttin G. Stepwise isolation and properties of unstable Chinese hamster cell variants that overproduce adenylate deaminase, // Mol. Cell Biol. 1982. Vol: 2(11) P. 1346-1353.

61. DePamphilis M.L. Review: nuclear structure and DNA replication//J. Struct. Biol. 2000. Vol. 129(2-3). P. 186-197.

62. Dhillon N., Kamakaka R.T. Breaking through to the other side: silencers and barriers // Curr. Opin. Genet. Dev. 2002. Vol. 12(2). P. 188-192.

63. Diffley J.F., Labib K. The chromosome replication cycle // J Cell Sci. 2002 Vol. 115(Pt 5). P. 869-872.

64. Dijkwel P. A. DNA replcation: the search for support // Cell Biology International Reports. 1992. Vol 16. P. 725-737.

65. Dijkwel P. A., Mullenders L. H. F., Wanka F. Analysis of the attachment of replicating DNA to a nuclear matrix in mammalian interphase nuclei // Nucl. Acids Res. 1979. Vol. 6. P. 219-230.

66. Dijkwel P. A., Wenink P. W., Poddighe J. Permanent attachment of replication origins to the nuclear matrix in BHK-cells // Nucl. Acids Res. 1986. Vol. 14. P. 3241-3249.

67. Dingman C. W. Bidirectional chromosome replication: some topological considerations //J. Theor. Biol. 1974. Vol. 43. P. 187-195.

68. Droin R., Lemieux N.t Richer C.-L. Analysis of DNA replication during S-phase by means of dynamic chromosome banding at high resolution // Chromosoma. 1990. Vol. 99. P. 273-280.

69. Drouin R., Richer C.-L. High resolution R-banding at the 1250-band level. II. Schematic representation and nomenclature of human RBG-banded chromosomes // Genome. 1989. Vol. 32. P. 425-439.

70. Dubey D.D., Raman R. Do sister forks of bidirectionally growing replicons proceed at unequal rates? // Exp. Cell.' Res. 1987a. Vol. 168(2) P. 555-560.

71. Dubey D.D., Raman R. Factors influencing replicon organization in tissues having different S-phase durations in the mole rat, Bandicota bengalensis // Chromosoma. 19876. Vol: 95(4):285-289.

72. DuPraw E.J. Evidence for a 'folded-fibre' organization in human chromosomes // Nature. 1966. Vol. 209(23). P. 577-581.

73. DuPraw E.J. Macromolecular organization of nuclei and chromosomes: a folded fibre model based on whole-mount electron microscopy // Nature. 1965. Vol. 206. P. 338-343.

74. Edenberg H.J., Huberman J.A. Eucaryotic chromosome replication// Ann. Rev. Genet. 1975. VoL 9. P. 245-284.

75. Epner E., Rijkind RA., Marks PA. Replication of a and b globin DNA sequences occurs during early S phase in murine erythroleukemia cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1981. Vol. 78. P. 3058-3062.

76. Fakan S., Hancock R. Localization of newly-synthesized DNA in a mammalian cell as visualized by high resolution autoradiography // Exp. Cell Res. 1974. Vol. 83. P. 95-102.

77. Fakan S., Turner G.N. t Pagano J.S., Hancock R. Sites of replication of chromosomal DNA in a eucaryotic cell// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1972. Vol. 69. P. 2300-2305.

78. Felsenfeld G. Chromatin // Nature. 1978. Vol. 271. P. 115-122.

79. Ferreira J., Carmo-Fonseca M. Genome replication in early mouse embryos follows a defined temporal and spatial order // J. Cell Sci. 1997. Vol: 110 ( Pt 7). P. 889-897.

80. Ferreira J., Paolella G., Ramos C.t Lamond A.I. Spatial organization of large-scale chromatin domains in the nucleus: a magnified view of single chromosome territories // J. Cell Biol. 1997. Vol. 139(7). P. 1597-1610.

81. Finch J.Т., KlugA. Solenoidal model for superstructure in chromatin // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1976. Vol. 73. P. 1897-1901.

82. Fox M.H., Arndt-Jovin D.J., Jovin TM., Baumann P.H., Robert-Nicoud M. Spatial and temporal distribution of DNA replication sites localized by immunofluorescence and confocal microscopy in mouse fibroblasts // J. Cell Sci. 1991. Vol. 99. P. 247-253.

83. Francke U., Oliver N. Quantitative analysis of high-resolution trypsin-Giemsa bands of human prometaphase chromosomes // Hum. Genet. 1978. Vol. 45. P. 137-165.

84. Ganner E., Evans H. J. The relationship between patterns of DNA replication and of quinacrine fluorescence in the human chromosome complement // Chromosoma. 1971. Vol. 35. P. 326-341.

85. Gasser S. M.f Laemmli U. K. A glimpse at chromosomal order // TIG. 1987. Vol. 3. P. 16-22.

86. Gerace L., Burke B. Functional organization of the nuclear envelope // Annu. Rev. Cel.l Biol. 1988. Vol. 4 P. 335-374.

87. GerdesM. G., Carter К. С., МоепР. Т., Jr., Lawrence J. В. Dynamic changes in the higher-level chromatin organization of specific sequences revealed by in situ hybridization to nuclear halos // J. Cell Biol. 1994. Vol. 126. P. 289-304.

88. Gilbert DM. Making sense of eukaiyotic DNA replication origins // Science. 2001. Vol. 294(5540). P. 96-100.

89. Gilbert D.M. Replication timing and transcriptional control: beyond cause and effect // Curr. Opin. Cell. Biol. 2002. Vol. 14(3) P. 377-383

90. Gilbert N., Lucas L., Klein C., Menager M., Bonnet N., Ploton D. Three-dimensional co-location of RNA polymerase I and DNA during interphase and mitosis by confocal microscopy// J. Cell Sci. 1995. Vol: 108: P. 115-125.

91. Goldman M.A., Holmquist G.P., Gray M.C., Caston L.A., Nag A Replication timing of genes and middle repetitive sequences // Science. 1984. Vol. 224. P. 689-692.

92. Gratzner H. G. Monoclonal antibody to 5-bromo-and 5-iododeoxyuridine: A new reagent for detection of DNA replication // Science. 1982. Vol. 218. P. 474-475.

93. Gregory T.R. Coincidence, coevolution, or causation? DNA content, cell size, and the C-value enigma // Biol. Rev. 2001. Vol: 76. P. 65-101.

94. Haaf Т., SchmidM. Chromosome topology in mammalian interphase nuclei // Exp. Cell Res. 1991. Vol: 192. P. 325-332.

95. Haaf Т., Ward D.C. High resolution ordering of YAC contigs using extended chromatin and chromosomes // Hum Mol Genet. 1994 Vol. 3(4) P. 629-633.

96. Hahnfeldt P., Hearst J. E., Brenner D. J., Sachs R: K., Hlatky L. R. Polymer models for interphase chromosomes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. Vol. 90. P. 7854-7858.

97. Hamlin J.L., Dijkwel P.A. On the nature of replication origins in higher eukaryotes // Cuit. Opin. Genet: Dev. 1995. Vol. 5(2) P. 153-161.

98. Hancock R. Topological organisation of 1п1ефЬазе DNA: the nuclear matrix and other skeletal structures // Biol. Cell. 1982. Vol. 46. P. 105-122.

99. Hancock R., Boulikas T. Functional organization in the nucleus // Int. Rev. Cytol. 1982. Vol. 79. P. 165-214.

100. Hancock R., Hughes M. E. Organisation of the DNA in eukaryotic cells // Biol. Cell; 1982. Vol: 44. P. 201-202.

101. Hand R. Deoxyribonucleic acid fiber autoradiography as a technique for studying the replication of the mammalian chromosome. J Histochem Cytochem. 19756. Vol. 23(7). P. 475-481.

102. Hand R. Eukaryotic DNA: Organization of the genome for replication // Cell. 1978. Vol. 15. P. 317-325.

103. Hand R Human DNA replication: fiber autoradiographic analysis of diploid cells from normal adults and from Fanconi's anemia and ataxia telangiectasia // Hum. Genet. 1977. Vol. 37. P. 55-64.

104. Hand R. Regulation of DNA replication on subchromosomal units of mammalian cells // J.Cell Biol: 1975a. Vol. 64. P. 89-97.

105. Hand R, German J. A retarded rate of DNA chain growth in Bloom's syndrome // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1975. Vol. 72. P: 758-762.

106. Hand R, German J. Bloom's syndrome: DNA replication in cultured fibroblasts and lymphocytes // Hum. Genet. 1977. Vol. 38. P. 297-306.

107. Hand R., Tamm I. Initiation of DNA replication in mammalian cells and its inhibition by reovirus infection // J Mol Biol. 1974. Vol: 82(2) P. 175-813.

108. Hassan А. В., Cook P. R. Visualization of replication sites in unfixed human cells // J. Cell Sci. 1993. Vol. 105. P. 541-550.

109. Hay E.D., Revel J.P. The fine structure of the DNP component of the nucleus. An electron microscopic study utilizing autoradiography to localize DNA synthesis//J. Cell Biol. 1966. Vol. 16. P. 29-51.

110. Holmquist G. P. Chromosome bands: their chromatin flavors and their functional features // Am. J. Hum. Genet. 1992. Vol. 51. P. 17-37.

111. Holmquist G., Gray M, Porter Т., Jordan J. Characterization of Giemsa dark-and light-band DNA// Cell. 1982. Vol.31. P. 121-129.

112. Hori T.A., Lark K. G. Effect of puromycin on DNA replication in Chinese hamster cells // J. Mol. Biol. 1973. Vol. 77. P. 391-404.

113. Hori T.A., Lark K G. Evidence for defined lengths of DNA replication units in "satellite" DNA from D. ordii ll Nature. 1976. Vol. 259. P. 504-505.

114. Hori T.A., Lark K.G. Autoradiographic studies of the replication of satellite DNA in the kangaroo rat. Autoradiographs of satellite DNA // J Mol Biol. 1974. Vol. 88(1). P. 221-232.

115. Housman D., Huberman J. A. Changes in the rate of DNA replication fork movement during S phase in mammalian cells// J. Mol. Biol. 1975. Vol. 94. P. 173-181.

116. Houtsmuller A.B., Vermeulen W. Macromolecular dynamics in living cell nuclei revealed by fluorescence redistribution after photobleaching // Histochem. CellBiol. 2001. Vol; 115(1). P. 13-21.

117. Hozak P., Hassan А. В., Jackson D. A., Cook P. К Visualization of replication factories attached to a nucleoskeleton // Cell. 1993. Vol. 73. P. 361-373.

118. Hozak P., Jackson D. A., Cook P. R. Replication factories and nuclear bodies: the ultrastructural characterization of replication sites during the cell cycle // J. Cell Sci. 1994. Vol. 107. P. 2191-2202.

119. Huberman J. A., Riggs A. D. On the mechanism of DNA replication in mammalian chromosomes // J. Mol. Biol. 1968. Vol. 32. P. 327-341.

120. Huberman J. A., Tsai A. Direction of DNA replication in mammalian cells I I J. Mol. Biol. 1973. Vol. 75(1) P. 5-12.

121. Huberman J.A., Tsai A., Deich R.A. DNA replication sites within nuclei of mammalian cells// Nature 1973. Vol. 241. P. 32-36.

122. Hughes T. A., Pombo A., McManus J., Hozak P., Jackson D. A., Cook P. R. On the structure of replication and transcription factories // J. Cell Sci. 1995. Suppl. 19. P. 59-65.

123. Hutchison C.J., Bridger J.M., Cox L.S., Kill I.R1 Weaving a pattern from disparate threads: lamin function in nuclear assembly and DNA replication // J. Cell Sci. 1994. Vol. 107 ( Pt 12) P. 3259-3269.

124. Hyrien O., Marheineke K., Goldar A. Paradoxes of eukaryotic DNA replication: MCM proteins and the random completion problem // Bioessays. 2003. Vol. 25(2). P. 116-125.

125. Hyrien О., Marie С., Mechali M. Transition in specification of embryonic metazoan DNA replication origins // Science. 1995. Vol. 270(5238). P. 994997.

126. Jackson D. A., Cook P. R. Replication occurs at the nucleoskeleton // EMBO J. 1986. Vol. 5. P. 1403-1410.

127. Jackson D: A., Cook P. R. The structural basis of nuclear function // Int. Rev. Cytol. 1995. Vol. 162A. P. 125-149.

128. Jackson D.A. Nuclear organization: uniting replication foci, chromatin domains and chromosome structure // Bioessays. 1995. Vol. 17(7) P. 587-591.

129. Jackson D.A. The organization of replication centres in higher eukaryotes // Bioessays. 1990. Vol. 12(2) p. 87-89.

130. Jackson D.A. The principles of nuclear structure // Chromosome Res. 2003. Vol. 11(5). P. 387-401.

131. Jackson D.A., Dickinson P., Cook P.R. Attachment of DNA to the nucleoskeleton of HeLa cells examined using physiological conditions // Nucleic Acids Res. 1990. Voli 18(15). P. 4385-4393.

132. Jackson D.A., Hassan А.В., Errington R.J., Cook P.R. Visualization of focal sites of transcription within human nuclei//EMBO J. 7PP3. Vol. 12. P. 10591065.

133. Jackson D.A., Pombo A. Replicon clusters are stable units of chromosome structure: evidence that nuclear organization contributes to the efficient activation and propagation of S-phase in human cells. J. Cell Biol. 1998. Vol. 140. P. 1285-1295.

134. Jacob F., Brenner S., Cuzin F. On the regulation of DNA replication in bacteria // Cold Spring Harbour Symp. Quant. Biol. 1963. Vol. 28. P. 329-348.

135. Jaunin F., Visser A.E., Cmarko D., Aten J.A., Fakan S. Fine structural in situ analysis of nascent DNA movement following DNA replication // Exp. Cell. Res. 2000. Vol. 260(2). P. 313-323.

136. Kapp L. N., Painter R. B. DNA fork displacement rates in synchronous aneuploid and diploid mammalian cells // Biochim. Biophys. Acta 1979. Vol. 562. P. 222-230.

137. Kapp L. N. t Painter R. B. DNA replication fork movement rates in mammalian cells // Int. Rev. Cytol. 1982b. Vol. 80. P. 1-25.

138. Kapp L. N., Painter R B. Multiple thymidine incorporation peaks in the S phase of synchronous human diploid fibroblasts // Exp. Cell Res. 1977. Vol. 107. P. 429-431.

139. Kapp L. N., Painter R. B. X-ray inhibition of DNA synthesis at discrete times during S phase in synchronous human diploid fibroblasts // Radiat. Res. 1982a. Vol. 89. P. 424-427.

140. Kapp L.N. DNA fork displacement rates in Bloom's syndrome fibroblasts // Biochim. Biophys. Acta 1982. Vol. 696. P. 226-227.

141. Kapp L.N., Klevecz 11R. The cell cycle of low passage and high passage human diploid fibroblasts // Exp Cell Res. 1976. Vol. 101(1) p. 154-158.

142. Kearsey S.E., Labib К. MCM proteins: evolution, properties, and role in DNA replication//Biochim. Biophys. Acta. 1998. Vol. 1398(2) P. 113-36.

143. Kill I. R., Bridger J. M., Campbell К. H. S., Maldonado-Codina G., Hutchinson C. J. The timing of the formation and usage of replicase clusters in S-phase nuclei of human diploid fibroblasts // J. Cell Sci. 1991. Vol. 100. P. 869-876.

144. Klevecz R.R., Kapp L.N. Intermittent DNA synthesis and periodic expression of enzyme activity in the cell cycle of WI-38 // J Cell Biol. 1973. Vol. 58(3). P. 564-573.

145. Klevecz R.R., Keniston B.A. The temporal structure of S phase // Cell. 1975. Vol. 5(2). P. 195-203.

146. Кос A., Wheeler L.J., Mathews C.K., Merrill G.F. Replication-independent MCB gene induction and deoxyribonucleotide accumulation at Gl/S in Saccharomyces cerevisiae//J. Biol. Chem. 2003. Vol: 278(11) P. 9345-9352.

147. Kornberg R. D., KlugA. The nucleosome // Sci. Am. 1981. Vol. 244 (2). P. 5264.

148. Kozubek S., Lukasova E., Jirsova P., Koutna I., Kozubek M., Ganova A., Bartova E., Falk M., Pasekova R. 3D Structure of the human genome: order in randomness // Chromosoma. 2002. Vol. 111(5) P. 321-331.

149. Krude T. Chromatin assembly factor 1 (CAF-1) colocalizes with replication foci in HeLa cell nuclei // Exp. Cell. Res. 1995. Vol. 220. P. 304-311.

150. Ma H., Samarabandu J., Devdhar R.S., AcharyaH, Cheng P-C, Meng C., Berezney R. Spatial and temporal dynamics of DNA replication sites in mammalian cells//J. CellBioli 1998. Vol. 143. P. 1415-1425.

151. Madsen P., Celis J.E. S-phase patterns of cyclin (PCNA) antigen staining resemble topographical patterns of DNA synthesis // FEBS Lett. 1985. Vol. 193. P. 5-11.

152. Malinsky J., Koberna K., Stanek D., Masata M., Votruba I., Raska I. The supply of exogenous deoxyribonucleotides accelerates the speed of the replication fork in early S-phase // J Cell Sci. 2001. Vol. 114(Pt 4). P. 747-750.

153. Manders E. M. M., StapJ., Brakenhojf G. J., van Driel R., Aten J. A. Dynamics of three-dimensional replication patterns during the S-phase, analysed by double labelling of DNA and confocal microscopy // J. Cell Sci. 1992. Vol. 103. P. 857-862.

154. Manders E. M. M., Stap J., Strackee J., van Driel R., Aten J. A. Dynamic behavior of DNA replication domains // Exp. Cell Res. 1996. Vol. 226. P. 328335.

155. Manders E.M.M., Kimura H., Cook P.R. Direct imaging of DNA in living cells reveals the dynamics of chromosome formation // J Cell Biol Vol.144(5). P. 813-821.

156. Manuelidis L. A view of interphase chromosomes // Science. 1990. Vol. 2SO. P. 1533-1540.

157. Manuelidis L., Borden J. Reproducible compartmentalization of individual chromosome domains in human CNS cells revealed by in situ hybridization and three-dimensional reconstruction // Chromosoma. 1988. Vol. 96. P. 39~7—410.

158. Manuelidis L, Chen T. L. A united model of eukaryotic chromosomes // Cytometry. 1990. Vol. 11. P: 8-25.

159. Marshall W.F. Order and disorder in the nucleus // Curr. Biol. 2002. Vol. 12(5). P. R185-192.

160. Marshall W.F., Fung J.C., Sedat J.W. Deconstructing the nucleus r global architecture from local interactions // Curr. Opin. Genet. Dev. 1997a. Vol. У(2). P. 259-263.

161. Marshall W.F., Straight A., Marko J.F., Swedlow J., Dernburg A., Belmont A., Murray A.W., Agard D.A., Sedat J.W. Interphase chromosomes undergo constrained diffusional motion in living cells // Curr. Biol. 19976. Vol. 7(12). P. 930-939.

162. Masukata H., Satoh H.t Obuse C.t Okazaki T. Autonomous replication of human chromosomal DNA fragments in human cells // Mol Biol Cell. 1993. Vol: 4(11). P. 1121-1132.

163. Mazzotti G., Gobbi P., Manzoli L., Falconi M. Nuclear morphology during the S phase.// Microsc. Res. Tech. 1998. Vol: 40(5) P. 418-431.

164. McCready S. J., Godwin J., Mason D. W., Brazell I. A., Cook P. R. D1SLA. is replicated at the nuclear cage // J. Cell: Sci. 1980. Vol. 46. P. 365-386.

165. McGhee J. D., Felsenfeld G. Nucleosome structure // Annu. Rev. Biochem. 1980. Vol. 49. P. 1115-1156.

166. McNeil P.L., Warder E. Glass beads load macromolecules into living cells // J. Cell Sci. 1987. Vol. 88 ( Pt 5). P. 669-678.

167. Mechali M. DNA replication origins: from sequence specificity to epigenetics // Nat. Rev. Genet. 2001. Vol. 2(8). P. 640-645.

168. Meer В., Hameister H., Cerillo M. Early and late replication patterns of increased resolution inhuman lymphocyte chromosomes // Chromosoma. 1981. Vol. 82. P. 315-319.

169. Merrick C.J., Jackson D., Diffley J.F. Visualization of altered replication dynamics after DNA damage in human cells // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279(19). P. 20067-75.

170. Milner G.R. Nuclear morphology and the ultrastructural localization of deoxyribonucleic acid synthesis during interphase // J. Cell Sci. 1969. Vol. 4. P. 569-582.

171. Misteli T. Protein dynamics: implications for nuclear architecture and gene Expression // Science. 2001. Vol. 291(5505). P. 843-847

172. Morton N. E. Parameters of the human genome//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88. P. 7474-7476.

173. Munkel C., Eils R., Dietzel S., ZinkD., Mehring C., Wedemann G., Cremer Т., Langowski J. Compartmentalization of interphase chromosomes observed in simulation and experiment // J. Mol. Biol. 1999. Vol. 285(3). P. 1053-1065.

174. Nakamura H., Morita Т., Sato C. Structural organization of replicon domains during DNA synthetic phase in the mammalian nucleus//Exp. Cell Res. 1986. Vol. 165. P. 291-297.

175. Nakayasu H., Berezney R Mapping replicational sites in the eucaryotic cell nucleus // J. Cell Biol. 1989. Vol. 108. P. 1-11.

176. Newlon C.S., Theis J.F. The structure and function of yeast ARS elements // Curr. Opin. Genet. Dev. 1993. Vol. 3(5). P. 752-758.

177. Newport J., Jan H. Organization of DNA into foci during replication // Curr. Opinion in Cell Biol. 1996. Vol. 8. P. 365-368.

178. O'Keefe R. Т., Henderson S. C., Spector D. L. Dynamic organization of DNA replication in mammalian cell nuclei: spatially and temporally defined replication of chromosome-specific a-satellite DNA sequences// J. Cell Biol; 1992. Vol. 116. P. 1095-1110.

179. Ockey С. H. Fiber radioautography of repair and replication of DNA from single cell: the effect of DNA synthesis inhibitors // Eur. J. Cell Biol. 1982. Vol. 27. P. 25-33.

180. Ockey С. H. Quantitative replicon analysis of DNA synthesis in cancer prone conditions and the defects in Bloom's syndrome // Exp. Cell. Res. 1978. Vol. 114. P. 446-451.

181. Ockey С. H. Quantitative replicon analysis of DNA synthesis in cancer prone conditions and the defects in Bloom's syndrome // J. Cell Sci. 1979. Vol. 40. P. 125-144.

182. Ockey C.H. Distribution of DNA replicator sites in mammalian nuclei. II. Effects of prolonged inhibition of DNA synthesis // Exp. Cell Res. /972. Vol. 70(1). P. 203-213.

183. Ostashevsky J. A polymer model for the structural organization of chromatin loops and minibands in interphase chromosomes // Mol. Biol. Cell; 1998. Vol. 9(11). P. 3031-3040.

184. Ostashevsky J. V., Lange C. S. The 30-nm chromatin fiber as a flexible polymer //J. Biomol. Struct. & Dyn. 1994. Vol. 11. P. 813-820.

185. Painter R В., Young В. R. Formation of nascent DNA molecules during inhibition of replicon initiation in mammalian cells // Biochim. Biophys. Acta. 1976. Vol. 418. P. 146-153.

186. Painter R. В., Young B. R. X-ray-induced inhibition of DNA synthesis in Chinese hamster ovary, human HeLa, and mouse L cells // Rad. Res. 1975. Vol. 64. P. 648-656.

187. Painter R.B., Jermany D.A., Rasmussen R.E. A method to determine the number of DNA replicating units in cultured mammalian cells // J. Mol. Biol. 1966. Vol. 17(1). P. 47-56.

188. Painter R.B., SchaeferA. W. Rate of synthesis along replicons of different kinds of mammalian cells // J. Mol. Biol. 1969. Vol. 45(3). P. 467-79.

189. Painter R.B., Schaefer A. W. Variation in the rate of DNA chain growth through the S-phase in HeLa cells // J. Mol. Biol. 1971. Vol. 58. P. 289-295.

190. Parada L., Misteli T. Chromosome positioning in the interphase nucleus // Trends Cell Biol. 2002. Vol. 12(9) P. 425-432

191. Pardoll D. M. Vogelstein В., Coffey D. S. A fixed site of DNA replication in eucaryotic cells // Cell. 1980. Vol. 19. P. 527-536.

192. Paulson J. R., Laemmli U. K. The structure of histone-depleted metaphase chromosomes//Cell. 1977. Vol. 12. P. 817-828.

193. Pederson D.S., Thoma F., Simpson R. Core particle, fiber, and transcriptionally active chromatin structure // Annu. Rev. Cell Biol. 1986. Vol. 2. P. 117-147.

194. Perry P., Wolff S. New Giemsa method for the differential staining of sister chromatids //Nature. 1974. Vol. 251. P. 156-158.

195. Pienta K. J., Coffey D. S. A structural analysis of the role of the nuclear matrix and DNA loops in the organization of the nucleus and chromosome // J. Cell Sci. Suppl. 1984. Vol. 1. P. 123-135.

196. Pienta K. J., Part in A. W, Coffey D. S. Cancer as a disease of DNA organization and dynamic cell structure I I Cancer Research. 1989. Vol. 49. P. 2525-2532.

197. Plank S. R., Mueller G. C. Deoxyribonucleic acid chain growth and organization of replicating units , in Hela cells // Biochemistry. 1977. Vol. 16. P. 1808-1813.

198. Povirk L.F. Localization of inhibition of replicon initiation to damaged regions of DNA// J. Mol. Biol. 1977. Vol. 114(1). P. 141-151.

199. Probst H., Blutters R., Fielitz J. DNA replication in asynchronous and synchronous Ehrlich ascites cells in different conditions of growth // Exp. Cell Res. 1980. Vol. 130(1). P. 1-13.

200. Rattner J. В. Integrating chromosome structure with function // Chromosoma. 1992. Vol. 101: P. 259-264.

201. Rattner J.В., Lin C.C. Radial loops and helical coils coexist in metaphase chromosomes // Cell. 1985. Vol. 42(1). P. 291-296.

202. RehakM., Csuka /., Szepessy E., Banfalvi G. Subphases of DNA replication in Drosophila cells // DNA Cell Biol. 2000. Vol. 19(10). P. 607-612.

203. Remington J.A., Klevecz R.R. Families of replicating units in cultured hamster fibroblasts //Exp. Cell. Res. 1973. Vol. 76(2). P. 410-418.

204. Richmond T. J., Finch J. Т., Rushton В., Rhodes D., Klug A. Structure of the nucleosome core particle at 7 A resolution // Nature. 1984. Vol. 311. P. 532537.

205. Richter A., Hand R. DNA replication during a serum-induced S-phase in primate CV-1 cells // Exp. Cell Res. 1979a. Vol. 121. P. 363-371.

206. Richter A., Hand R. DNA synthesis: evaluation of ahydrodynamic method for measuring the rate of replication fork movement// J. Cell Physiol. 1979b. Vol. 101. P. 407-418.

207. Riley D., Weintraub H. Conservative segregation of parental histones during replication in the presence of cycloheximide // Proc. Natl: Acad. Sci. USA. 1979. Vol. 76. P. 328-332.

208. Romanowski P., Madine M.A., Rowles A., Blow J.J., Laskey R.A. The Xenopus origin recognition complex is essential for DNA replication and MCM binding to chromatin // Curr. Biol. 1996. Vol. 6 P. 1416-1425.

209. Sachs R. K., van den Engh G., Trask В., Yokota H., Hearst J. E. A random walk/giant loop model for interphase chromosomes // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1995. Vol. 92. P. 2710-2714.

210. Sadoni N., Sullivan K.F., Weinzierl P., Stelzer E.H., Zink D. Large-scale chromatin fibers of living cells display a discontinuous functional organization // Chromosoma. 2001. Vol. 110(1). P. 39-51.

211. Saitoh Y., Laemmli U.K From the chromosomal loops and the scaffold to the classic bands of metaphase chromosomes I I Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 1978. Vol. 58. P. 755-765.

212. Santocanale C., Diffley J.F. ORC- and Cdc6-dependent complexes at active and inactive chromosomal replication origins in Saccharomyces cerevisiae // EMBO J. 1996. Vol. 15(23). P. 6671-9.

213. Sarkar A., Eroglu S., Poirier M.G., Gupta P., Nemani A., Marko J.F. Dynamics of chromosome compaction during mitosis // Exp Cell Res. 2002. Vol. 277(1). P. 48-56.

214. Sawada S., Enomoto Т., Карр L.N. Relationship between DNA chain growth termination and replicon sizes in gamma-irradiated mouse cells // J. Mol. Biol. 1982. Vol. 160(4). P. 571-578

215. Schermelleh L, Solovei I, Zink D, Cremer T. Two-color fluorescence labeling of early and mid-to-late replicating chromatin in living cells // Chromosome Res. 2001. Vol. 9(1). P. 77-80.

216. Schermelleh W., Walter J. Long term live cell confocal microscopy // G.I.T. Imaging & Microscopy. 2002. Vol. 4. P. 47-50.

217. Schweizer D. Reverse fluorescent banding with chromomycin and DAP!// Chromosoma. 1976. Vol. 58. P. 307-324.

218. Sedat J., Manuelidis L. A direct approach to the structure of eucaryotic chromosomes//Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 1978. Vol. 42. P. 331350.

219. Smith H.C., Puvion E., Buchholtz L.A., Berezney R. Spatial distribution of DNA loop attachment and replicational sites in the nuclear matrix // J. Cell Biol. 1984. Vol. 99; P. 1794-1802.

220. Sparvoli E., Galli M.G., Mosca A., Paris G. Localization of DNA replication sites near the nuclear membrane in plant cells // Exp. Cell. Res. 1976.Vol. 97. P. 74-82

221. Sparvoli E., Levi M., Rossi E. Replicon clusters may form structurally stable complexes of chromatin and chromosomes // J. Cell: Sci. 1994. Vol: 107 ( Pt 11) P. 3097-103.

222. Spector D.L. The dynamics of chromosome organization and gene regulation // Annu. Rev. Biochem. 2003. Vol: 72 P. 573-608.

223. Sporbert A., Gahl A., Ankerhold R., Leonhardt H.t Cardoso M.C. DNA polymerase clamp shows little turnover at established replication sites but sequential de novo assembly at adjacent origin clusters // Mol. Cell. 2002. Vol; 10(6). P. 1355-6135.

224. Stelzer Е.Н.К. Contrast, resolution , pixilation, dynamic range and signal-to-noise ratio: fundamental limits to resolution in fluorescence light microscopy // J. Microscopy. 1998; Vol. 189: Pt.l. P. 15-24.

225. Stimac E., Housman D., Huberman J.A. Effects of inhibition of protein synthesis on DNA replication in cultured mammalian cells // J. Mol. Biol. 1977. Vol. 115. P. 485-511:

226. Stubblefield E. Analysis of the replication pattern of Chinese hamster chromosomes using 5-bromodeoxyuridine suppression of 33259-Hoechst fluorescence//Chromosoma. 1975. Vol. 53. P. 209-221.

227. Tada S., Li A., Maiorano D., Mechali M., Blow J.J. Repression of origin assembly in metaphase depends on inhibition of RLF-B/Cdtl by geminin // Nat. Cell Biol: 2001. Vol. 3(2) P. 107-113.

228. Takahashi M. A model for spatio-temporal organization of DNA replication in mammalian cells// J. Theor. Biol. 1987. Vol. 129. P. 91-115.

229. Takebayashi S.I., Manders E.M., Kimura H., Taguchi H., Okumura K. Mapping sites where replication initiates in mammalian cells using DNA fibers // Exp. Cell. Res. 2001. Vol. 271(2) P. 263-268.

230. Taljcmidisz J., Popowski J., Sarkar N. Temporal order of gene replication in Chinese hamster ovary cells // Molec. Cell. Biology. 1989. Vol. 9. P. 28812889.

231. Taylor J. H. DNA synthesis in relation to chromosome reproduction and reunion of breaks // J. Cell Сотр. Physiol. 1963. Vol. 62. Suppl. 1. P. 73-86.

232. Taylor J. H. Asynchronous duplication of chromosomes in cultured cells of Chinese hamster//J. Biophys. Biochem. Cytol. I960. Vol. 7. P. 455

233. TaylorJ. //. Increase in DNA replication sites in cells held at the beginning of S-phase // Chromosoma. 1977. Vol. 62. P. 301-325.

234. Taylor J. H., HozierJ. C. Evidence for a four micron replication units in CHO cells//Chromosoma. 1976. Vol. 57. P. 341-350.

235. Tchurikov N. A , Ponomarenko N. A Detection of DNA domains in Drosophila, human, and plant chromosomes possessing mainly 50- to 150-kilobase stretches of DNA// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. Vol: 89. P. 6751-6755.

236. Terasima Т., Tolmach L.J. Growth and nucleic acid synthesis in synchronously dividing populations of HeLa cells // Exp. Cell. Res. 1963. Vol: 30 P. 344-62.

237. Tomilin N., Roscmov Y., Zenin V, Bozhkov V, VigB. A new and rapid method for visualising DNA replication in spread DNA by immunofluorescence detection of incorporated 5-iododeoxyuridine // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1993. Vol. 190(1) P. 257-62.

238. Tomilin N., Solovjeva L., Krutilina R., Chamberland C., Hancock R., Vig B. Visualization of elementary DNA replication units in human nuclei corresponding in size to DNA loop domains // Chromosome Res. 1995. Vol. 3(1) P. 32-40.

239. Tubo R. A:, Smith H. C., Berezney R. The nuclear matrix continues DNA synthesis at in vivo reph'cational forks // Biochim. Biophys. Acta. 1985. Vol: 825. P. 326-334:

240. Vassetzky Y., Hair A., Mechali M. Rearrangement of chromatin domains during development in Xenopus // Genes. Dev. 2000. Vol: 14(12) P. 1541-52.

241. Vaughn J. P., Dijkwel P. Al, Mullenders L. H. F., Hamlin J. L. Replication forks are attached to the nuclear matrix // Nucl. Acids Res. 1990. Vol. 18. P. 1965-1969.

242. Visser А.Е. and Aten A.A., Cromosomes as well as chromosomal subdomains constitute distinct units in interphase nuclei. J. Cell. Sci 1999. Vol: 112. P. 3353-3360.

243. Visser A.E., Eils R., Jauch A., Little G., Bakker P.J., Cremer Т., Aten J.A. Spatial distributions of early and late replicating chromatin in interphase chromosome territories // Exp. Cell. Res. 1998. Vol. 243(2) P. 398-407.

244. Visser A.E., Jaunin F., Fakan S.t Aten J.AI High resolution analysis of interphase chromosome domains // J. Cell. Sci. 2000. Vol. 113 (Pt 14) P. 25852593.

245. Vogel W., Autenrieth M., Split G. Detection of bromodeoxyuridine incoфoгation in mammalian chromosomes by a bromodeoxyuridine antibody. I. Demonstration of replication patterns // Hum: Genet. 1986. Vol. 72. P. 129132.

246. Vogelstein B.r Pardoll D. M., Coffey D. S. Supercoiled loops and eucaryotic DNA replication//Cell. 1980. Vol. 22. P. 79-85.

247. Walter J., Schermelleh L., Cremer M., Tashiro S., Cremer T. Chromosome order in HeLa cells changes during mitosis and early Gl, but is stablymaintained during subsequent interphase stages // J. Cell. Biol. 2003. Vol. 160(5). P. 685-697.

248. Weintraub H. The assembly of newly replicated DNA into chromatin // Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 1973. Vol. 38. P. 247-256.

249. Williams C.A., Ockey C.H. Distribution of DNA replicator sites in mammalian nuclei after different methods of cell synchronization // Exp. Cell Res. 1970. Vol. 63. P. 365-372.

250. Wilson В. G. DNA replication in the Amphibia// Chromosoma. 1975. Vol. 51. P. 213-224.

251. Worcel A., Benyajati C. Higher order coiling of DNA in chromatin // Cell: 1977. Vol. 12. P. 83-100.

252. Yunis J. J. New chromosome techniques in the study of human neoplasia // Hum. Pathol. 1981. Vol. 12. P. 540-549.

253. Yurov Y.B. DNA replication in human diploid cells of different origin // Cell Differ. 19776. Vol. 6(2) P. 95-104.

254. Yurov Y.B. Rate of DNA replication fork movement within a single mammalian cell //J. Mol. Biol. 1980. Vol. 136(3) P. 339-342.

255. Yurov Y.B. Replication of chromosomal DNA in Chinese hamster cells cultured at various temperatures // Tsitologia. 1977a. Vol. 19. P. 1064-1067.

256. Yurov Yu. B. Do clusters of replication units in the mammalian cells exist? // Exp. Cell Res. 1979. Vol. 123. P. 369-374.

257. Yurov Yu. В., Liapunova N. A. The units of DNA replication in the mammalian chromosomes: evidence for a large size of replication units// Chromosoma (Berl.). 1977. Vol. 60. P. 253-267.

258. Zakian V.A. Electron microscopic analysis of DNA replication in main band and satellite DNAs of Drosophila virilis // J. Mol. Biol. 1976. Vol. 108(2) P. 305-331.репликонах структурного гетерохроматина // Цитология. 1980. Т. 22. № 6. С. 640-645.

259. Чагин В.О., Розанов Ю.М., Соловьева JI.B., Томилин Н.В., Исследование Фокусов репликации при высоком разрешении методом ишрокопольной флуоресцентной микроскопии. Анализ комплексности и содержания ДНК в фокусах // Цитология. 2004а. Т. 46(3). С. 229-243.

260. Чагин В.О., Розанов Ю.М., Томилин Н.В. Множественное замедление синтеза ДНК в течение S-фазы клеточного цикла: исследование методом проточной цитометрии // Доклады Академии Наук. 20046. Т. 394. С. 11-14.

261. Юров Ю. Б., Ляпунова Н. А. Скорость репликации ДНК и размеры репликонов в диплоидных клетках человека // Молекулярная биология. 1976. Т. 10, вып. 5. С. 1085-1093.

262. Zannis-Hadjopoulos M, Price G.B Regulatory parameters of DNA replication. // Crit. Rev. Eukaryot. Gene. Expr. 1998. Vol. 8(1) P. 81-106

263. Zannis-Hadjopoulos M., Taylor M. W., Hand R. Inhibition of DNA chain elongation in purine-auxotrophic mutant of Chinese hamster // J. Cell Biol. 1980. Vol. 85. P. 777-785.

264. Zatsepina О. V., Polyakov V. Yu., Chentsov Yu. S. Chromonema and chromomere. Structural units of mitotic and interphase chromosomes // Chromosoma; 1983. V. 88. P. 91-97.

265. Zatsepina O. V., Polyakov V.Y., Chentsov Y.S. Differential decondensation of mitotic chromosomes during hypotonic treatment of living cells as a possible cause of G-banding: an ultrastructural study//Chromosoma. 1989. Vol; 98(2) P. 109-116.

266. Zink D., Bornfleth H., Visser A., Cremer C., Cremer T. Organization of early and late replicating DNA in human chromosome territories // Exp. Cell. Res. 1999. Vol. 247(1) P. 176-188.

267. Zink D., Cremer T. Cell nucleus: chromosome dynamics in nuclei of living cells // Curr. Biol. 1998. Vol; 8(9) P. R321-4.

268. Zink D., Cremer Т., Saffrich R., Fischer R., Trendelenburg M.F., Ansorge W., Stelzer E.H. Structure and dynamics of human interphase chromosome territories in vivo.// Hum. Genet. 1998 Vol. 102(2) P. 241-51.

269. Zom C., Cremer C., Cremer Т., Zimmer J. Unscheduled DNA synthesis after partial UV irradiation of the cell nucleus. Distribution in interphase and metaphase // Exp. Cell. Res. 1979. Vol. 124(1) P. 111-119.

270. Ляпунова H. А., Хаитова H. M. Репликация ДНК активных генов в геноме млекопитающих в начале S-периода // Докл. АН СССР. 1979. Т. 244. № 4. С. 997-1000.

271. Ляпунова Н.А. Репликонная организация генома высших организмов: Критический разбор фактов и гипотеза// Биополимеры и клетка. 1985. Т. 1, вып. 5. С. 227-233.

272. Хаитова Н. М., Ильина Г. С., Ляпунова Н. А. Организация репликации генома млекопитающих: данные о высокой скорости репликации ДНК в