Пространственная структура комплексов статинов с модельными мембранами по данным методов спектроскопии ядерного магнитного резонанса тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат наук Мусабирова Гузель Салаватовна

• Мусабирова Гузель Салаватовна
• кандидат наук
• 2022

Оглавление диссертации кандидат наук Мусабирова Гузель Салаватовна

Сокращения

Введение

1 Обзор литературы

1.1 Введение

1.2 Классификация статинов

1.3 Липофильность статинов

1.4 Взаимодействие лекарственных препаратов с клеточными мембранами

2 Методы исследования

2.1 Методики одномерной 1Н и 13С ЯМР спектроскопии

2.2 Корреляционная ЯМР спектроскопия

2.3 Гетероядерная корреляционная ЯМР спектроскопия

2.4 Спектроскопия на основе ядерного эффекта Оверхаузера

2.5 Спектроскопия на ядрах 31Р

2.6 Спектроскопия на ядрах 2Н

2.7 Эксперимент БОБУ

3 Объекты исследования и параметры экспериментов

3.1 Объекты исследования

3.1.1 Лекарственные препараты

3.1.2 Модельные мембраны

3.2 Подготовка образцов

3.3 Параметры экспериментов

4 Результаты исследований

4.1 Ловастатин

4.2 Аторвастатин

4.3 Флувастатин

4.4 Розувастатин

4.5 Церивастатин

4.6 Симвастатин

3

4.7 Правастатин

4.8 Питавастатин

4.9 Обобщение результатов исследований комплексообразования статинов

Выводы

Список публикаций на тему диссертации

Список использованной литературы

Приложение А

Сокращения

ГМГ-КоА - 3-гидрокси-3-метилглютарил-кофермент А ГМГР - 3-гидрокси-3-метилглютарил-кофермент А редуктаза ДСН - додецилсульфат натрия ДФХ - додецилфосфохолин

ККМ - критическая концентрация мицеллообразования КССВ - константа спин-спинового взаимодействия ЛПНП - липопротеины низкой плотности ЛС - лекарственное средство

м.д. - миллионная доля (единица измерения химического сдвига в спектрах ЯМР)

МД - молекулярная динамика

ПАВ - поверхностно-активные вещества

САМС - статин-ассоциированные мышечные симптомы

ССВ - спин-спиновое взаимодействие

ССИ - спад свободной индукции

ФЛ - фосфолипиды

ХС - химический сдвиг

ЯМР - ядерный магнитный резонанс

COSY (COrrelation SpectroscopY) - двумерная корреляционная спектроскопия CYP450 (cytochrome P450) - цитохром P450

HSQC (Heteronuclear Single Quantum Coherence) - гетероядерная корреляционная методика, основанная на одноквантовых переходах

HMBC (Heteronuclear Multiple Bond Correlation) - гетероядерная корреляционная методика,

основанная на мультиквантовых переходах

MAS (magic-angle spinning) - вращение под магическим углом

NOESY (Nuclear Overhauser Effect SpectroscopY) - спектроскопия ядерного эффекта Оверхаузера (ЯЭО)

POPC (1-palmitoyl-2-oleoyl-sw-glycero-3-phosphocholine) - Ьпальмитоил^-олеоил^-глицеро-3 -фосфохолин

ROESY (Rotating frame Overhause Effect SpectroscopY) - спектроскопия ядерного эффекта Оверхаузера во вращающейся системе координат

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Пространственная структура комплексов статинов с модельными мембранами по данным методов спектроскопии ядерного магнитного резонанса»

Введение

Актуальность темы. В последнее время особую актуальность приобрели приложения ЯМР в биомедицинских исследованиях, в частности, для изучения молекулярных механизмов, имеющих место при сердечно-сосудистых заболеваниях (ССЗ). Согласно доминирующей версии причиной осложнений ССЗ является атеросклероз, при котором холестерин и другие липиды, а также клеточные элементы и фибрин накапливаются в стенках артерий, формируя бляшки и, тем самым, ограничивая кровоток. К факторам риска развития атеросклероза относят высокое содержание липопротеинов низкой плотности (Х-ЛПНП). Одними из наиболее эффективных лекарственных средств для снижения уровня холестерина в крови являются статины. Лекарственные препараты группы статинов ингибируют фермент ГМГР (3-гидрокси-3-метилглютарил-кофермент А редуктазу), необходимый для биосинтеза холестерина, за счет наличия общей фармакофорной группы (остаток дигидроксигептановой или дигидроксигептеновой кислоты для всех статинов кроме ловастатина и симвастатина, у которых данная группа представлена в виде неактивного лактона, переходящего в активную форму в результате метаболизма). Именно эта общая дигидроксигруппа статинов обуславливает ингибирование фермента ГМГР конкурентным, дозозависимым и обратимым путем. Однако различия в оставшейся части молекулярной структуры приводят к существенным фармакологическим различиям, способствуя эффектам, не зависимым от угнетения ГМГР. Несмотря на то, что для статинов характерна общая фармакологическая мишень, необходимая для биосинтеза стерола, статины заметно отличаются по скорости абсорбции, степени связывания с белками, почечной экскреции, метаболизму, гидрофильности, взаимодействию с другими фармакологическими препаратами. Однако, в настоящее время причины этих различий неизвестны. С этой точки зрения установление корреляций между фармакологическими свойствами статинов, их пространственной структурой и механизмами взаимодействия с модельными клеточными мембранами является исключительно актуальной задачей, поскольку результаты могут в дальнейшем иметь практическое применение при разработке методик рационального назначения того или иного лекарственного средства из группы статинов при терапии ССЗ. Эффективными для решения такого рода биофизических задач являются методы спектроскопии ЯМР, которые дают возможность устанавливать закономерности между пространственной организацией исследуемых соединений и их способностью взаимодействовать с разнообразными биологическими структурами.

Таким образом, целью диссертационной работы являлось установление пространственной структуры комплексов лекарственных препаратов группы статинов с модельными мембранами и выявление специфики их взаимодействия методами ЯМР спектроскопии. Для ее достижения выполнялись следующие задачи:

1. Регистрация, анализ и полное отнесение сигналов одно- и двумерных спектров ЯМР 1H, 13C в растворах и в комплексах с модельными мембранами лекарственных средств: симвастатин, ловастатин, правастатин, аторвастатин, флувастатин, церивастатин, розувастатин и питавастатин.

2. Исследование комплексообразования статинов с моделями биологических мембран и установление пространственной организации молекулярных комплексов статинов с моделями клеточных мембран методами одно- и двумерной спектроскопии ЯМР.

Объектами исследования в данной работе были выбраны ингибиторы ГМГР (3-гидрокси-3-метилглютарил-кофермент А редуктазы) статины: симвастатин, ловастатин, правастатин, аторвастатин, флувастатин, церивастатин, розувастатин и питавастатин. В ходе исследования были использованы мицеллы на основе ДФХ (додецилфосфохолин) и ДСН (додецилсульфат натрия) в роли моделей заряженных поверхностей биологических мембран и липидные бислои на основе POPC ((1-palmitoyl-2-oleoyl-sw-glycero-3-phosphocholine) - 1 -пальмитоил-2-олеоил-sn-глицеро-3 -фосфохолин).

Методы исследования.

Для выполнения указанных задач применялись следующие методы ЯМР: одномерная ЯМР спектроскопия на ядрах 1Н, 31Р, 2Н и С, двумерные гомоядерные (COSY) и гетероядерные корреляционные ЯМР методики (HSQC, HMBC), двумерные методики ЯМР: 2D NOESY и 2D ROESY (а также их модификация с вращением под магическим углом), 2D DOSY спектроскопия.

Основные эксперименты проводились на ЯМР спектрометре фирмы «Bruker» «AVANCE II - 500» (рабочая частота для 1Н 500 МГц, рабочая частота для 13С 125 МГц) и на ЯМР спектрометре «Avance III HD 700» фирмы «Bruker» (рабочая частота для 1Н 700 МГц, рабочая частота для 13С 175 МГц) института физики КФУ. Серия экспериментов была выполнена на спектрометрах ЯМР Bruker Avance III 600 МГц (рабочая частота для 1Н 600 МГц, рабочая частота для 31Р 243 МГц) и Bruker DRX300 (рабочая частота для 1Н 300 МГц, рабочая частота для 2Н 46,1 МГц) в Институте медицинской физики и биофизики Лейпцигского университета. Анализ полной формы линии проводили с помощью программного продукта TopSpin 3.2 и MestReNova.

Научная новизна. В настоящее время в мировой литературе отсутствуют данные о механизмах взаимодействия статинов с клеточными мембранами. В данной работе впервые охарактеризованы пространственные структуры комплексов статинов в растворе с модельными мембранами на основе детергентов, показано влияние питавастатина на параметры порядка липидных бислоев. Впервые было высказано предположение, о корреляции фармакологических свойств статинов с их расположением в клеточной мембране.

Научная и практическая ценность:

1. Спектральные данные ЯМР (1Н, 13С) для статинов в растворах и в комплексах с модельными мембранами, равно как и информация о пространственной организации молекул лекарственных средств группы статинов в растворе может быть использована при исследованиях более сложных соединений, со схожими структурными фрагментами. Результаты исследований могут быть полезны при изучении связи «структура -биологическая активность» подобного рода соединений.

2. Понимание механизмов взаимодействия статинов с моделями клеточной мембраны важно для усовершенствования методов применения лекарственных препаратов и разработки новых лекарственных средств в целях профилактики и лечения острых сердечно-сосудистых заболеваний. Знания о параметрах комплексов исследуемых статинов с моделями клеточной мембраны позволят прогнозировать свойства лекарственных препаратов и объяснять их возможные побочные и плейотропные эффекты. Исследования влияния питавастатина на липидные бислои позволяет объяснить возможные побочные эффекты препаратов со схожей структурной единицей.

3. Полученные данные о взаимодействии статинов с модельными клеточными мембранами в растворе могут пролить свет на причины их фармакологических различий. Предполагается, что результаты данного исследования будут полезны для практической медицины. Опубликованные нами статьи достаточно полно обсуждаются и цитируются в обзоре Murphy C. et al. The Role of Structure and Biophysical Properties in the Pleiotropic Effects of Statins // Int. J. Mol. Sci. 2020. Vol. 21, № 22. P. 8745 (doi:10.3390/ijms21228745).

Обоснованность и достоверность результатов подтверждается использованием современного оборудования и общепринятых методов спектроскопии ЯМР и программного обеспечения, а также отсутствием противоречий между полученными результатами и результатами исследований с использованием альтернативных физических методов (например, рентгеноструктурного анализа и компьютерного моделирования методами молекулярной динамики). Помимо этого, достоверность результатов подтверждается статьями в рецензируемых изданиях, индексируемых базами данных Scopus и Web Of

8

Science, опубликованными тезисами докладов во всероссийских и международных конференциях различного уровня.

На защиту выносятся положения, сформулированные в выводах.

Личный вклад автора. Участие в определении целей и задач исследования. Выполнение ЯМР экспериментов. Обработка полученных результатов экспериментов, их анализ и интерпретация. Написание статей по теме исследования и представление результатов на различных российских и международных конференциях.

Апробация работы. Основные результаты работы были доложены на следующих научных школах и конференциях: XVII международная молодежная научная школа «Актуальные проблемы магнитного резонанса и его приложений» (г. Казань, 2016); международная конференция Трансляционная медицина (г. Казань, 2016); Итоговая научно-образовательная конференция студентов Института Физики (г. Казань, 2017); Международная научная конференция студентов, аспирантов и молодых учёных «Ломоносов-2018» (г. Москва); Международная конференция Modern Development of Magnetic Resonance 2018 (г. Казань); Международная школа-конференция студентов, аспирантов и молодых ученых «Материалы и технологии XXI века» (г. Казань, 2018); XX Зимняя молодежная школа ПИЯФ по биофизике и молекулярной биологии (г. Санкт-Петербург, 2019); International School-Conference Magnetic resonance and its applications Spinus (г. Санкт-Петербург, 2019); XXI международная молодежная научная школа «Актуальные проблемы магнитного резонанса и его приложений» (г. Казань, 2019); IV Всероссийский конкурс научно-исследовательских работ студентов и аспирантов ВУЗов и научных академических институтов России по естественным, техническим и гуманитарным наукам «Шаг в науку» (г. Томск, 2019); XXI Зимняя молодежная школа ПИЯФ по биофизике и молекулярной биологии (г. Санкт-Петербург, 2020).

Диссертационная работа выполнена в Научной лаборатории ЯМР спектроскопии кафедры медицинской физики Института физики Казанского (Приволжского) федерального университета. Работа на отдельных этапах поддерживалась средствами РНФ в рамках конкурса «Проведение инициативных исследований молодыми учеными» Проект № 17-75-10124; средствами Германской службы академических обменов DAAD «Михаил Ломоносов»; стимулирующей выплатой ректора молодым ученым ФГАОУ ВО «КФ(П)У», осуществляющим перспективные научные исследования; субсидией, выделенной Казанскому федеральному университету по государственному заданию в сфере научной деятельности (№ 0671-2020-0051).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 18 работ, из них 6 статей в рецензируемых изданиях и представленных в базах данных Scopus и Web of Science, 12 -тезисы докладов.

Структура и объем работы. Диссертация состоит из введения, четырех глав, выводов, списка публикаций автора, списка литературы из 188 наименований и приложения А (38 ЯМР спектров статинов). Работа изложена на 151 странице, содержит 86 рисунков и 11 таблиц.

Во введении дано обоснование актуальности диссертационной работы, сформулированы цель и задачи, приведены объекты и методы их исследования, отмечены научная новизна и практическая ценность полученных результатов.

В первой главе представлен обзор литературы. Описаны фармакологические свойства статинов с точки зрения липофильности и лекарственно мембранные взаимодействия. А также применимость методов ЯМР к исследованию каждого класса соединений.

Во второй главе содержится описание методов ЯМР спектроскопии, использованных при выполнении работы, включая NOESY, ROESY и DOSY.

Третья глава посвящается объектам и параметрам экспериментов.

В четвертой главе приведены основные результаты ЯМР экспериментов с растворами коммерческих лекарственных средств группы статинов в комплексе с модельными мембранами. Для каждого соединения приведены спектры ЯМР 1H, таблицы, с указанием ЯМР параметров, спектры ядерного эффекта Оверхаузера, пространственная структура комплекса молекул статинов и модельной мембраны. Последний раздел данной главы представляет собой обсуждение результатов и сравнение результатов, полученных в ходе выполнения данной диссертации, с исследованиями липофильности статинов другими методами. Показана связь липофильности статинов с САМС (статин-ассоциированными мышечными симптомами).

Выражаю свою искреннюю благодарность скоропостижно ушедшей из жизни Галиуллиной Л.Ф., с которая инициировала данные исследования, за помощь в проведении экспериментов, написании статей, ценные советы и замечания и д. м. н. профессору Латфуллину И.А., обсуждения с которым с которым медико-биологических аспектов были чрезвычайно важны, чья помощь и консультации были незаменимы. Выражаю искреннюю благодарность за постановку задач, руководство и поддержку, оказываемую при проведении исследований и написании диссертации научному руководителю профессору Клочкову Владимиру Васильевичу. Отдельно хочу поблагодарить Аганова А. В., чьи возражения и рекомендации, а также оказываемая поддержка были для меня крайне важны.

10

Выражаю свою благодарность профессору Dr. гег nat. habil. Лейпцигского Университета Даниэлу Хустеру за согласие принять меня для прохождения научной стажировки и проведения исследований по тематике диссертации в научной группе «Биомембраны» и Хольге Шайдт за непосредственное научное руководство в период стажировки. Выражаю благодарность доктору медицинских наук, профессору Челышеву Юрию Александровичу за ценные советы и замечания. Выражаю глубокую признательность коллективу лаборатории ЯМР: Галиуллиной Н. Ф., Блохину Д. С., Рахматуллину И. З., Юльметову А. Р., Ефимову С. В., Халиуллиной А.В., Агановой О. В. и Кобчиковой П. П. за поддержку в работе. И конечно же, огромное спасибо моей семье за их понимание, любовь и поддержку.

1 Обзор литературы

1.1 Введение

Статины представляют собой класс фармакологических препаратов, снижающих уровень холестерина, которые были открыты в 1970-х годах японским ученым Акира Эндо из штамма грибов Pénicillium citrinum. Статины ингибируют фермент 3-гидрокси-3-метил-глутарил-кофермент А редуктазу (ГМГР) [1], который является интегральным мембранным белком в эндоплазматическом ретикулуме и катализирует одну из реакций эндогенного синтеза холестерина (Рис. 1.1). Связанное с этим снижение концентрации внутриклеточного холестерина индуцирует экспрессию рецептора ЛПНП-Х на поверхности клеток гепатоцитов, что приводит к увеличению извлечения ЛПНП-Х из крови и снижению концентрации циркулирующего ЛПНП-Х [2]. Статины также оказывают благотворное влияние на другие параметры липидов, включая повышение концентрации холестерина липопротеинов высокой плотности (ХС-ЛПВП) и снижение концентрации триглицеридов [2].

Первые статины начали применять в клинической практике в 1980-х годах [3], одним из которых стал ловастатин, которых был получен из Monascus ruber и Aspergillus terreus [4,5]. С тех пор они стали препаратами первой линии для снижения заболеваемости и смертности от сердечно-сосудистых заболеваний — основной причины инвалидности и преждевременной смерти во всем мире [6] — и одним из наиболее потребляемых классов лекарств в мире [7]. Также статины используются для профилактики и лечения атеросклероза, воспалительных ревматоидных заболеваний, ассоциированных с кардиоваскулярным риском, гиперхолестеринемии наследственной, ретинопатии диабетической, неалкогольной жировой болезни печени, хронической болезни печени, онкологических заболеваний и т.д.

Ацетил - КоА Ацетоацетил - КоА

| ГМГ - КоА - сип таза |

3-гидрокси - 3 - метилглютарил - КоА Статин П

| Д ГМГ - КоА редунтоза

L-мевалонат

Изопентил пирофосфат

(В шага

изомераза

Изопентил - пирофосфат ■■ Диметилаллил - пирофосфат

Фарнезил - пирофосфат синтаза ^^ + изопентил

1

Геранил - пирофосфат ef^ пирофосфат

Другие изопреноиды II Фарнезил пирофосфат симтазо

убиквитин, гем-а, долихол

^^ Фарнезил - пирофосфат

Ц Сквален - синтаза

Изопренилирование белков

/* —I [ иод при

Rho, Rae, Ламин А, Ламин В' -

Геранил - гераниол - /у IIIIП (21 шаг)

фосфат синтаза // УЦ

еГ Холестерин

Геранил - гераниол - фосфат

Рис. 1.1 — Статины ингибируют превращение 3-гидрокси-3-метилглутарил коэнзим A (ГМГ-КоА) в L-мевалонат. Изображение взято из [8].

Несмотря на то, что статины взаимодействуют с ГМГР с высокой специфичностью, путем блокирования доступа ГМГ-КоА к его гидрофобному сайту связывания, использование статинов вызывает эффекты, которые не связаны со снижением уровня холестерина в плазме крови и концентрацией ЛППН в крови, причем некоторые из них оказывают благотворное влияние, а некоторые - нет [2].

Плейотропные эффекты могут возникать по целому ряду причин — некоторые из них обусловлены ингибированием ГМГР, поскольку мевалонат является предшественником в синтезе различных изопренов (Рис. 1.1), другие менее хорошо изучены [9]. Среди белков, модифицируемых статинами, есть множество мембранных белков, функция которых может быть изменена, например, за счет изменений свойств липидного бислоя из-за воздействия статинов [9]. Это возникает из-за того, что большинство статинов являются амфифильными лекарственными средствами, которые могут распределяться в мембранном бислое.

Среди множества плейотропных эффектов статинов статин-ассоциированные мышечные симптомы (САМС) являются наиболее описанными [10]. Хотя мышечная токсичность остается проблемой, тяжелая миопатия встречается крайне редко, поражая примерно 0,1% пациентов [11]. Связанные со скелетными мышцами побочные эффекты терапии статинами чаще всего классифицируются как миалгия (мышечная боль без повышения уровня креатинкиназы), миопатия (мышечная боль с повышением уровня креатинкиназы) или рабдомиолиз (тяжелые мышечные симптомы с уровнем креатинкиназы

более чем в 10 раз выше нормы) [11]. Связанная со статинами миопатия является клинически значимой причиной непереносимости статинов и прекращения их приема. Механизмы статиновой миопатии неясны, но появляется все больше доказательств взаимосвязи между липофильностью и плейотропией данного статина [12-14]. Это основано на гипотезе, согласно которой биологическая активность препаратов группы статинов зависит от их расположения в клеточной мембране [12-14]. Появляются связанные доказательства, описывающие присутствие возможных переносчиков статинов на поверхности скелетных мышц, которые могут способствовать внепеченочному накоплению статинов в скелетных миоцитах [10]. Таким образом, имеющиеся данные позволяют предположить, что липофильность статинов и, следовательно, их связь с ФЛ (фосфоллипидными) мембранами является важным фактором при выяснении причины статин-индуцированной миопатии [12].

Таким образом, основное внимание данной диссертации сосредоточено на изучении взаимодействия статинов с мембраноподобными средами, поскольку эти взаимодействия лежат в основе гипотезы, согласно которой эти взаимодействия вызывают статин-ассоциированные мышечные симптомы.

1.2 Классификация статинов

Можно выделить 3 поколения статинов в зависимости от их активности и эффективности в снижении концентрации ЛПНП-Х. К статинам первого поколения относятся ловастатин, правастатин и флувастатин, ко второму поколению относятся симвастатин и аторвастатин, к третьему — розувастатин и питавастатин. Согласно другой классификации, статины делятся в зависимости от их синтеза на натуральные, полусинтетические и синтетические (Рис. 1.2) [15]. Натуральные статины, такие как ловастатин, компактин и правастатин, были получены из грибов. Полусинтетический симвастатин был синтезирован путем алкилирования ловастатина с замещением 2-метилбутиратного фрагмента в нафталиновом кольце на 2,2-диметилбутират [16-18]. Химически синтезированные статины разделяют только общую фармакофорную группу дигидроксигептановой кислоты, которая имитирует субстрат ГМГ-КоА и связывается с ГМГР. К синтетическим статинам относят аторвастатин, церивастатин, розувастатин, флувастатин и питавастатин. Все формы статинов могут быть обратимо метаболизированы посредством лактонизации [10]. Одним из основных различий между статинами 1-го и 2-го типов является замена фторфенильной группы статинов 2-го типа бутирильной группой в

статинах 1 -го типа. Эти специфические группы ответственны за дополнительные полярные взаимодействия, которые вызывают более плотное связывание с ферментом ГМГР.

Рис. 1.2 — Классификация статиновых препаратов основана на их химической структуре (типы I и II) или синтеза (натуральные, полусинтетические и синтетические). ГМГ-КоА, естественный субстрат ГМГР, не попадает ни в одну категорию.

Классификация статинов согласно структуре основана на типе кольцевой структуры, обнаруженной в статинах. Химическая структура всех статинов (Рис. 1.2) состоит из фармакофора и его части, содержащей кольцевую систему с различными заместителями. Фармакофор является общим для всех статинов, он представляет собой сегмент дигидроксигептановой кислоты, который очень похож на субстрат ГМГ-КоА. Кольцевая система состоит из сложной гидрофобной структуры, ковалентно связанной с фармакофором, и участвует в связывающих взаимодействиях с ферментом ГМГР [11]. Ловастатин, компактин и симвастатин, содержат нафталиновое кольцо. Статины

синтетического типа все содержат фторфенильную кольцевую группу и ряд гидрофобных кольцевых структур, которые ковалентно присоединены к ГМГ-КоА-подобному фрагменту: в частности, пиррол в аторвастатине, пиридин в церивастатине, пиримидин в розувастатине, индол в флувастатине и хинолин в питавастатине [10]. Заместители на кольцах определяют растворимость статинов и многие из их фармакологических свойств. Также было показано, что ГМГР является стереоселективной, и в результате все статины должны иметь требуемую стереохимию хиральных атомов углерода, С3 и С5, на их фармакофоре [19]. Фармакофор статина ингибирует фермент ГМГР и связывается с тем же активным участком, что и естественный субстрат ГМГ-КоА.

1.3 Липофильность статинов

Статины имеют гидрофильные и гидрофобные области и классифицируются как амфифильные препараты [20,21]. Так гидрофобность статинов обусловлена структурой углеводородного кольца или неполярными заместителями (такими как изопропиловые или фенильные группы). Гидрофильность статинов обусловлена общим фармакофором (который имеет сильно полярные гидроксильные, карбоксилатные заместители) плюс другие полярные заместители (такие как гидроксильные, фтор-, карбоксильные боковые цепи, амидные или сульфонамидные) на кольце, которые могут связываться с полярными аминокислотными боковыми цепями фермента ГМГР посредством водородной или полярной связи [22].

Липофильность статинов имеет особое клиническое значение. Липофильные статины подвергаются метаболизму в печени и кишечнике с помощью цитохрома Р450 (семейство ферментов CYP450), и, таким образом, чувствительны к лекарственным взаимодействиям [23-26], тогда как водорастворимые (гидрофильные) статины выводятся в основном в неизмененном виде. Также липофильные статины имеют склонность к пассивному и неизбирательному прохождению через мембраны непеченочной ткани [10] и могут преодолевать гематоэнцефалический барьер [2]. Имеются клинические доказательства того, что высоколипофильные статины, такие как симвастатин и аторвастатин, проникают через гематоэнцефалический барьер и вызывают когнитивные нарушения, влияя на физиологию холестерина в центральной нервной системе [27].

При разработке новых статинов с целью уменьшения неспецифического и не печеночного связывания на переднем крае дизайна решающее значение имеют высокая гепатоселективность и низкая липофильность [11]. Более липофильные статины, как

правило, достигают более высоких уровней воздействия в непеченочных тканях, в то время как гидрофильные статины, как правило, более гепатоселективны [2]. Данные свидетельствуют о том, что аминовые остатки, особенно аналоги циклоалкилсульфонамида, обладают наиболее сильной гепатоселективностью и сильным ингибированием синтеза холестерина in vivo. Это соответствует розувастатину, который является гидрофильным статином, содержащим наибольшее количество аминовых остатков, и является наиболее сильнодействующим статином, доступным в настоящее время (Таблица 1.1) [28]. Розувастатин обладает уникальной полярной этансульфономидной группой, которая является довольно гидрофильной и обладает низкой липофильностью. Уникальное полярное взаимодействие образуется между сульфаниламидной группой и ферментом ГМГР. В результате розувастатин обладает более сильным сродством к ферменту ГМГР по сравнению с другими статинами, что связано с его более высокой эффективностью в снижении уровня ЛПНП-Х [2].

Более гидрофильные статины в значительной степени полагаются на активный транспорт (с использованием полипептида, транспортирующего органические анионы, OATP1) в гепатоциты для проявления своих эффектов [11]. Считается, что высокая гепатоселективность снижает риск неблагоприятных побочных эффектов в частности САМС [2]. Исключение взаимодействия статинов с мышцами жизненно важно, поскольку скелетные миоциты обладают чувствительностью к ингибированию холестерина в 40 раз большей, чем гепатоциты [29]. Например, известно, что церивастатин в клинической практике гораздо чаще приводит к развитию рабдомиолиза (1/316000) по сравнению с правастатином (1/27,1 миллионов) и другими статинами [30], поэтому он был изъят с рынка продаж. Причины повышенного риска церивастатина до конца не изучены, хотя известно, что он имеет химическую структуру, весьма схожую с другими статинами. Возможным объяснением этого служит совместное применение препаратов - ингибиторов OATP, таких как фибраты (гемфиброзил) и иммунодепресанты (циклоспорин), что приводит к высоким рискам развития побочных эффектов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Мусабирова Гузель Салаватовна, 2022 год

Список использованной литературы

1. Tobert J.A. Lovastatin and beyond: the history of the HMG-CoA reductase inhibitors // Nat. Rev. Drug Discov. 2003. Vol. 2, № 7. P. 517-526.

2. Fong C.W. Statins in therapy: Understanding their hydrophilicity, lipophilicity, binding to 3-hydroxy-3-methylglutaryl-CoA reductase, ability to cross the blood brain barrier and metabolic stability based on electrostatic molecular orbital studies // Eur. J. Med. Chem. 2014. Vol. 85. P. 661-674.

3. Endo A. The discovery and development of HMG-CoA reductase inhibitors // Atheroscler. Suppl. Elsevier, 2004. Vol. 5, № 3. P. 67-80.

4. Endo A. Monacolin K, a new hypocholesterolemic agent produced by a Monascus species // J. Antibiot. (Tokyo). 1979. Vol. 32, № 8. P. 852-854.

5. Alberts A.W. et al. Mevinolin: a highly potent competitive inhibitor of hydroxymethylglutaryl-coenzyme A reductase and a cholesterol-lowering agent. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. National Academy of Sciences, 1980. Vol. 77, № 7. P. 3957-3961.

6. World Health Organization. WHO Model Lists of Essential Medicines [Electronic resource]. 2019. URL: https://www.who.int/groups/expert-committee-on-selection-and-use-of-essential-medicines/essential-medicines-lists.

7. Aitken M. The global use of medicines: Outlook through 2015. // IMS Inst. Healthc. Informatics Parsippany, NJ. 2013.

8. Turner R.M., Pirmohamed S.M. Pharmacogenetics and Pharmacogenomics in Cardiovascular Medicine and Surgery // Cardiovascular Genetics and Genomics. Cham: Springer International Publishing, 2018. P. 119-172.

9. Redondo-Morata L. et al. Effect of Statins on the Nanomechanical Properties of Supported Lipid Bilayers. // Biophys. J. 2016. Vol. 111, № 2. P. 363-372.

10. Murphy C. et al. The Role of Structure and Biophysical Properties in the Pleiotropic Effects of Statins // Int. J. Mol. Sci. 2020. Vol. 21, № 22. P. 8745.

11. Egom E.E.A., Hafeez H. Biochemistry of Statins. 2016. P. 127-168.

12. Mason R.P. et al. Intermolecular differences of 3-hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme a reductase inhibitors contribute to distinct pharmacologic and pleiotropic actions. // Am. J. Cardiol. United States, 2005. Vol. 96, № 5A. P. 11F-23F.

13. Larocque G. et al. Effect of sodium bicarbonate as a pharmaceutical formulation excipient on the interaction of fluvastatin with membrane phospholipids // Eur. Biophys. J. 2010. Vol. 39, № 12. P. 1637-1647.

14

15

16

17

18

19

20

21

22

23

24

25

26

27

28

29

Penkauskas T. et al. Pleiotropic effects of statins via interaction with the lipid bilayer: A combined approach. // Biochim. Biophys. acta. Biomembr. Netherlands, 2020. Vol. 1862, № 9. P. 183306.

Manzoni M., Rollini M. Biosynthesis and biotechnological production of statins by filamentous fungi and application of these cholesterol-lowering drugs. // Appl. Microbiol. Biotechnol. Germany, 2002. Vol. 58, № 5. P. 555-564.

Istvan E.S., Deisenhofer J. Structural mechanism for statin inhibition of HMG-CoA reductase. // Science. United States, 2001. Vol. 292, № 5519. P. 1160-1164. Xie X., Tang Y. Efficient synthesis of simvastatin by use of whole-cell biocatalysis. // Appl. Environ. Microbiol. 2007. Vol. 73, № 7. P. 2054-2060.

Barrios-González J., Miranda R.U. Biotechnological production and applications of statins.

// Appl. Microbiol. Biotechnol. Germany, 2010. Vol. 85, № 4. P. 869-883.

Roche V.F. Antihyperlipidemic Statins: A Self-Contained, Clinically Relevant Medicinal

Chemistry Lesson // Am. J. Pharm. Educ. 2005. Vol. 69, № 4. P. 77.

Tsinman O. et al. Physicochemical Selectivity of the BBB Microenvironment Governing

Passive Diffusion—Matching with a Porcine Brain Lipid Extract Artificial Membrane

Permeability Model // Pharm. Res. 2011. Vol. 28, № 2. P. 337-363.

Muehlbacher M. et al. Qualitative prediction of blood-brain barrier permeability on a large and refined dataset // J. Comput. Aided. Mol. Des. 2011. Vol. 25, № 12. P. 1095-1106. Stancu C., Sima A. Statins: mechanism of action and effects. // J. Cell. Mol. Med. 2001. Vol. 5, № 4. P. 378-387.

Kalliokoski A., Niemi M. Impact of OATP transporters on pharmacokinetics. // Br. J. Pharmacol. 2009. Vol. 158, № 3. P. 693-705.

Goosen T.C. et al. Atorvastatin glucuronidation is minimally and nonselectively inhibited by the fibrates gemfibrozil, fenofibrate, and fenofibric acid. // Drug Metab. Dispos. United States, 2007. Vol. 35, № 8. P. 1315-1324.

Whitfield L.R. et al. Effect of gemfibrozil and fenofibrate on the pharmacokinetics of atorvastatin. // J. Clin. Pharmacol. England, 2011. Vol. 51, № 3. P. 378-388. Koenen A. et al. Current understanding of hepatic and intestinal OATP-mediated drug-drug interactions. // Expert Rev. Clin. Pharmacol. England, 2011. Vol. 4, № 6. P. 729-742. King D.S. et al. Cognitive Impairment Associated with Atorvastatin and Simvastatin // Pharmacotherapy. 2003. Vol. 23, № 12. P. 1663-1667.

Feingold K.R., Anawalt B., Boyce A. et al. Cholesterol Lowering Drugs. [Electronic resource]. 2020. URL: https://www.endotext.org/.

Muntean D.M. et al. Statin-associated myopathy and the quest for biomarkers: can we

119

effectively predict statin-associated muscle symptoms? // Drug Discov. Today. England, 2017. Vol. 22, № 1. P. 85-96.

30. Corsini A. The safety of HMG-CoA reductase inhibitors in special populations at high cardiovascular risk. // Cardiovasc. drugs Ther. United States, 2003. Vol. 17, № 3. P. 265285.

31. Gazzerro P. et al. Pharmacological actions of statins: a critical appraisal in the management of cancer. // Pharmacol. Rev. United States, 2012. Vol. 64, № 1. P. 102-146.

32. Schachter M. Chemical, pharmacokinetic and pharmacodynamic properties of statins: an update. // Fundam. Clin. Pharmacol. England, 2005. Vol. 19, № 1. P. 117-125.

33. Shitara Y., Sugiyama Y. Pharmacokinetic and pharmacodynamic alterations of 3-hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme A (HMG-CoA) reductase inhibitors: drug-drug interactions and interindividual differences in transporter and metabolic enzyme functions. // Pharmacol. Ther. England, 2006. Vol. 112, № 1. P. 71-105.

34. Murphy C. et al. Molecular Sciences The Role of Structure and Biophysical Properties in the Pleiotropic Effects of Statins.

35. Holdgate G.A., Ward W.H.J., McTaggart F. Molecular mechanism for inhibition of 3-hydroxy-3-methylglutaryl CoA (HMG-CoA) reductase by rosuvastatin. // Biochem. Soc. Trans. England, 2003. Vol. 31, № Pt 3. P. 528-531.

36. Carbonell T., Freire E. Binding thermodynamics of statins to HMG-CoA reductase. // Biochemistry. United States, 2005. Vol. 44, № 35. P. 11741-11748.

37. Parker R. Influence of 3-hydroxy-3-methylglutaryl-CoA (HMG-CoA) reductase inhibitors on endothelial nitric oxide synthase and the formation of oxidants in the vasculature // Atherosclerosis. 2003. Vol. 169, № 1. P. 19-29.

38. Rageh A.H., Atia N.N., Abdel-Rahman H.M. Lipophilicity estimation of statins as a decisive physicochemical parameter for their hepato-selectivity using reversed-phase thin layer chromatography. // J. Pharm. Biomed. Anal. England, 2017. Vol. 142. P. 7-14.

39. Watts A. Solid-state NMR in drug design and discovery for membrane-embedded targets. // Nature reviews. Drug discovery. England, 2005. Vol. 4, № 7. P. 555-568.

40. Scheidt H.A., Huster D. The interaction of small molecules with phospholipid membranes studied by 1H NOESY NMR under magic-angle spinning // Acta Pharmacol. Sin. 2008. Vol. 29, № 1. P. 35-49.

41. Bruno M.J. et al. Interactions of drugs and amphiphiles with membranes: modulation of lipid bilayer elastic properties by changes in acyl chain unsaturation and protonation. // Faraday Discuss. 2013. Vol. 161. P. 461-489.

42. Phillips R. et al. Emerging roles for lipids in shaping membrane-protein function // Nature.

120

43

44

45

46

47

48

49

50

51

52

53

54

55

56

57

2009. Vol. 459, № 7245. P. 379-385.

Ly H. V., Longo M.L. The Influence of Short-Chain Alcohols on Interfacial Tension, Mechanical Properties, Area/Molecule, and Permeability of Fluid Lipid Bilayers // Biophys. J. 2004. Vol. 87, № 2. P. 1013-1033.

Zhou Y., Raphael R.M. Effect of Salicylate on the Elasticity, Bending Stiffness, and Strength of SOPC Membranes // Biophys. J. 2005. Vol. 89, № 3. P. 1789-1801. Boggs J.M. Lipid intermolecular hydrogen bonding: influence on structural organization and membrane function // Biochim. Biophys. Acta - Rev. Biomembr. 1987. Vol. 906, № 3. P. 353-404.

Malaspina T. et al. Assessing the interaction between surfactant-like peptides and lipid membranes // RSC Adv. 2017. Vol. 7, № 57. P. 35973-35981.

Su C.-J. et al. Interplay of entropy and enthalpy in peptide binding to zwitterionic phospholipid membranes as revealed from membrane thinning // Phys. Chem. Chem. Phys. 2018. Vol. 20, № 42. P. 26830-26836.

Wiener M.C., White S.H. Structure of a fluid dioleoylphosphatidylcholine bilayer determined by joint refinement of x-ray and neutron diffraction data. III. Complete structure // Biophys. J. Elsevier, 1992. Vol. 61, № 2. P. 434-447.

White S.H.., Wiener M.C. The Liquid-Crystallographic Structure of Fluid Lipid Bilayer Membranes // Biological Membranes. Boston, MA: Birkhauser Boston, 1996. P. 127-144. Merz, Kenneth M. 1959-, Roux, Benoît 1958-. Biological Membranes. 1996. Forbes J., Husted C., Oldfield E. High-field, high-resolution proton "magic-angle" sample-spinning nuclear magnetic resonance spectroscopic studies of gel and liquid crystalline lipid bilayers and the effects of cholesterol // J. Am. Chem. Soc. 1988. Vol. 110, № 4. P. 10591065.

Сергеевич М.К. Разработка методов ЯМР-спектроскопии и их применение для исследования олигомеризации мембранных белков. 2020.

Denisov I.G., Sligar S.G. Nanodiscs for structural and functional studies of membrane

proteins. // Nat. Struct. Mol. Biol. United States, 2016. Vol. 23, № 6. P. 481-486.

Dürr U.H.N., Gildenberg M., Ramamoorthy A. The magic of bicelles lights up membrane

protein structure. // Chem. Rev. 2012. Vol. 112, № 11. P. 6054-6074.

Elter S. et al. The use of amphipols for NMR structural characterization of 7-TM proteins.

// J. Membr. Biol. 2014. Vol. 247, № 9-10. P. 957-964.

Sanders C.R., Sonnichsen F. Solution NMR of membrane proteins: practice and challenges. // Magn. Reson. Chem. England, 2006. Vol. 44 Spec No. P. S24-40. Warschawski D.E. et al. Choosing membrane mimetics for NMR structural studies of

121

58

59

60

61

62

63

64

65

66

67

68

69

70

71

transmembrane proteins. // Biochim. Biophys. Acta. Netherlands, 2011. Vol. 1808, № 8. P. 1957-1974.

Huster D. Investigations of the structure and dynamics of membrane-associated peptides by magic angle spinning NMR // Prog. Nucl. Magn. Reson. Spectrosc. - PROG NUCL MAGN Reson SPECTROS. 2005. Vol. 46. P. 79-107.

Yeagle P.L., Lee D.A.G. Membrane protein structure. // Biochimica et biophysica acta. Netherlands, 2002. Vol. 1565, № 2. P. 143.

Luca S. et al. Investigation of Ligand-Receptor Systems by High-Resolution Solid-State NMR: Recent Progress and Perspectives // Arch. Pharm. (Weinheim). 2005. Vol. 338, № 5-6. P. 217-228.

Opella S.J. et al. Structure determination of membrane proteins by NMR spectroscopy. 2002.

Huster D., Gawrisch K. New Insights into Biomembrane Structure from Two-Dimensional Nuclear Overhauser Enhancement Spectroscopy // Lipid Bilayers. Berlin, Heidelberg: Springer Berlin Heidelberg, 2001. P. 109-125.

Davis J.H. The description of membrane lipid conformation, order and dynamics by 2H-NMR. // Biochim. Biophys. Acta. Netherlands, 1983. Vol. 737, № 1. P. 117-171. Seelig J. Deuterium magnetic resonance: theory and application to lipid membranes. // Q. Rev. Biophys. England, 1977. Vol. 10, № 3. P. 353-418.

Seelig J. 31P nuclear magnetic resonance and the head group structure of phospholipids in membranes // Biochim. Biophys. Acta - Rev. Biomembr. Elsevier, 1978. Vol. 515, № 2. P. 105-140.

Saha A.K., Das T.P. Theory and applications of nuclear induction. Calcutta : Saha institute of nuclear physics, 1957. 516 p.

Schwinger J. On Nonadiabatic Processes in Inhomogeneous Fields // Phys. Rev. American Physical Society, 1937. Vol. 51, № 8. P. 648-651.

Bloch F., Rabi I.I. Atoms in Variable Magnetic Fields // Rev. Mod. Phys. American Physical Society, 1945. Vol. 17, № 2-3. P. 237-244.

Попл Д., В. Шнейдер, Г. Берстейн. Спектры ядерного магнитного резонанса высокого разрешения. Москва: Изд-во иностр. лит., 1962. 592 p.

Jeener J. et al. Reaction Rates by Nuclear Magnetic Resonance // J. Chem. Phys. 1979. Vol. 71. P. 430.

Воловенко Ю.М. et al. Спектроскопия ядерного магнитного резонанса для химиков. Издано Международным благотворительным фондом "Научное Партнерство", МБФНП (Inteational charitable foundation "Scientific Partnership Foundation", ICSPF),

122

72

73

74

75

76

77

78

79

80

81

82

83

84

85

86

87

88

2011. 704 p.

Галиуллина Л.Ф. Исследование структуры компонентов атеросклеротической бляшки методами магнитного резонанса. Казанский (Приволжский) Федеральный Университет, 2013. 135 p.

Э. Дероум. Современные методы ЯМР для химических исследований. 1992. 403 p. Blokhin D., Filippova E.A., Klochkov V. V. NOE Effect of Sodium Dodecyl Sulfate in Monomeric and Micellar Systems by NMR Spectroscopy // Appl. Magn. Reson. 2014. Vol. 45, № 8. P. 715-721.

Х. Гюнтер. Введение в курс спектроскопии ЯМР. Мир, 1984. 478 p.

Gawrisch K., Eldho N. V, Polozov I. V. Novel NMR tools to study structure and dynamics

of biomembranes // Chem. Phys. Lipids. 2002. Vol. 116, № 1-2. P. 135-151.

Huster D., Arnold K., Gawrisch K. Investigation of Lipid Organization in Biological

Membranes by Two-Dimensional Nuclear Overhauser Enhancement Spectroscopy // J.

Phys. Chem. B. 1999. Vol. 103, № 1. P. 243-251.

Usachev K.S. et al. Solution structures of Alzheimer's amyloid Aß13-23 peptide: NMR studies in solution and in SDS // J. Mol. Struct. 2013. Vol. 1049. P. 436-440. Bonora M. et al. ATP synthesis and storage // Purinergic Signal. 2012. Vol. 8, № 3. P. 343357.

Poitelon Y., Kopec A.M., Belin S. Myelin Fat Facts: An Overview of Lipids and Fatty Acid Metabolism // Cells. 2020. Vol. 9, № 4. P. 812.

Dickinson W.C. The Time Average Magnetic Field at the Nucleus in Nuclear Magnetic

Resonance Experiments // Phys. Rev. 1951. Vol. 81, № 5. P. 717-731.

Berger S., Siegmar B., Hans-Otto K. NMR-Spektroscopie von Nichtnetallen. 1994. Vol. 4.

Schmidt-Rohr K., Spiess H. NMR and Polymers. Academic Press, 1994. 496 p.

Schiller J. et al. 31P NMR Spectroscopy of Phospholipids: From Micelles to Membranes //

Curr. Anal. Chem. 2007. Vol. 3, № 4. P. 283-301.

Cullis P.R., De Kruijff B. Lipid polymorphism and the functional roles of lipids in biological membranes // Biochim. Biophys. Acta - Rev. Biomembr. 1979. Vol. 559, № 4. P. 399-420.

Huster D. Solid-state NMR spectroscopy to study protein-lipid interactions // Biochim. Biophys. Acta - Mol. Cell Biol. Lipids. 2014. Vol. 1841, № 8. P. 1146-1160. Molugu T.R. et al. Solid-State Deuterium NMR Spectroscopy of Membranes // Modern Magnetic Resonance. Cham: Springer International Publishing, 2018. P. 581-603. Leftin A., Xu X., Brown M.F. Phospholipid Bilayer Membranes: Deuterium and Carbon-13 NMR Spectroscopy // eMagRes. Chichester, UK: John Wiley & Sons, Ltd, 2014. P. 199123

89. Leftin A., Brown M.F. An NMR database for simulations of membrane dynamics // Biochim. Biophys. Acta - Biomembr. 2011. Vol. 1808, № 3. P. 818-839.

90. Brown M.F., Chan S.I. Bilayer Membranes: Deuterium and Carbon-13 NMR // Encyclopedia of Magnetic Resonance. Chichester, UK: John Wiley & Sons, Ltd, 2007.

91. Haeberlen U. High resolution NMR in solids : selective averaging. Academic Press, 1976.

92. Spiess H.W. Rotation of Molecules and Nuclear Spin Relaxation // Dynamic NMR Spectroscopy. Berlin, Heidelberg: Springer Berlin Heidelberg, 1978. P. 55-214.

93. Bloom M., Evans E., Mouritsen O.G. Physical properties of the fluid lipid-bilayer component of cell membranes: a perspective // Q. Rev. Biophys. 1991. Vol. 24, № 3. P. 293-397.

94. Rajamoorthi K. et al. Packing and Viscoelasticity of Polyunsaturated ro-3 and ro-6 Lipid Bilayers as Seen by 2 H NMR and X-ray Diffraction // J. Am. Chem. Soc. 2005. Vol. 127, № 5. P. 1576-1588.

95. Koenig B.W., Strey H.H., Gawrisch K. Membrane lateral compressibility determined by NMR and x-ray diffraction: effect of acyl chain polyunsaturation // Biophys. J. 1997. Vol. 73, № 4. P. 1954-1966.

96. Sternin E. et al. Simultaneous Determination of Orientational and Order Parameter Distributions from NMR Spectra of Partially Oriented Model Membranes // J. Magn. Reson. 2001. Vol. 149, № 1. P. 110-113.

97. Brown M.F., Seeling J. Ion-induced changes in head group conformation of lecithin bilayers // Nature. 1977. Vol. 269, № 5630. P. 721-723.

98. Seelig J., MacDonald P.M., Scherer P.G. Phospholipid head groups as sensors of electric charge in membranes // Biochemistry. 1987. Vol. 26, № 24. P. 7535-7541.

99. Brown M.F., Seelig J., Häberlen U. Structural dynamics in phospholipid bilayers from deuterium spin-lattice relaxation time measurements // J. Chem. Phys. 1979. Vol. 70, № 11. P. 5045-5053.

100. P. Wolpe, Howard J. Comprehensive Medicinal Chemistry III. 3rd ed. / ed. Chackalamannil S., Rotella D., Ward S. Elsevier, 2017. 4536 p.

101. Petrache H.I., Dodd S.W., Brown M.F. Area per Lipid and Acyl Length Distributions in Fluid Phosphatidylcholines Determined by 2H NMR Spectroscopy // Biophys. J. 2000. Vol. 79, № 6. P. 3172-3192.

102. McCabe M.A. et al. 2H NMR Studies of Isomeric .omega.3 and .omega.6 Polyunsaturated Phospholipid Membranes // Biochemistry. 1994. Vol. 33, № 23. P. 7203-7210.

103. Barry J.A., Gawrisch K. Direct NMR Evidence for Ethanol Binding to the Lipid-Water

124

Interface of Phospholipid Bilayers // Biochemistry. 1994. Vol. 33, № 26. P. 8082-8088.

104. Huster D., Arnold K., Gawrisch K. Influence of Docosahexaenoic Acid and Cholesterol on Lateral Lipid Organization in Phospholipid Mixtures f // Biochemistry. 1998. Vol. 37, № 49. P. 17299-17308.

105. Petrache H.I., Salmon A., Brown M.F. Structural Properties of Docosahexaenoyl Phospholipid Bilayers Investigated by Solid-State 2 H NMR Spectroscopy // J. Am. Chem. Soc. 2001. Vol. 123, № 50. P. 12611-12622.

106. Brown M.F. Membrane Structure and Dynamics Studied with NMR Spectroscopy // Biological Membranes. Boston, MA: Birkhauser Boston, 1996. P. 175-252.

107. Sternin E., Bloom M., Mackay A.L. De-pake-ing of NMR spectra // J. Magn. Reson. Academic Press, 1983. Vol. 55, № 2. P. 274-282.

108. McCabe M.A., Wassall S.R. Rapid deconvolution of NMR powder spectra by weighted fast Fourier transformation // Solid State Nucl. Magn. Reson. Academic Press, 1997. Vol. 10, № 1-2. P. 53-61.

109. Oldfield E. et al. Spectroscopic studies of specifically deuterium labeled membrane systems. Nuclear magnetic resonance investigation of the effects of cholesterol in model systems // Biochemistry. 1978. Vol. 17, № 14. P. 2727-2740.

110. Johnson C.S. Diffusion ordered nuclear magnetic resonance spectroscopy: principles and applications // Prog. Nucl. Magn. Reson. Spectrosc. 1999. Vol. 34, № 3-4. P. 203-256.

111. Stejskal E.O., Tanner J.E. Spin Diffusion Measurements: Spin Echoes in the Presence of a Time-Dependent Field Gradient // J. Chem. Phys. 1965. Vol. 42, № 1. P. 288-292.

112. Wu D.H., Chen A., Johnson C.S. An Improved Diffusion-Ordered Spectroscopy Experiment Incorporating Bipolar-Gradient Pulses // J. Magn. Reson. Ser. A. Academic Press, 1995. Vol. 115, № 2. P. 260-264.

113. Галиуллина Л.Ф. et al. Прямое наблюдение образования комплекса: холестерин -модель биологической мембраны методами ЯМР спектроскопии // Клеточная трансплантология и тканевая инженерия. 2012. Vol. 7, № 3. P. 41-48.

114. Hamelin B.A., Turgeon J. Hydrophilicity/lipophilicity: relevance for the pharmacology and clinical effects of HMG-CoA reductase inhibitors. // Trends Pharmacol. Sci. England, 1998. Vol. 19, № 1. P. 26-37.

115. Blumenthal R.S. Statins: effective antiatherosclerotic therapy. // Am. Heart J. United States, 2000. Vol. 139, № 4. P. 577-583.

116. Kuzma-Kuzniarska M. et al. Lovastatin-Mediated Changes in Human Tendon Cells. // J. Cell. Physiol. 2015. Vol. 230, № 10. P. 2543-2551.

117. Valdir Cechinel-Filho. Plant Bioactives and Drug Discovery: Principles, Practice, and

125

118

119

120

121

122

123

124

125

126

127

128

129

130

131

Perspectives. 2012. 586 p.

Robin C.G., Janos Fischer. Analogue-based Drug Discovery / ed. Fischer J., Ganellin C.R. Wiley, 2006.

Serizawa N. et al. 6 alpha-Hydroxy-iso-ML-236B (6 alpha-hydroxy-iso-compactin) and ML-236A, microbial transformation products of ML-236B. // J. Antibiot. (Tokyo). Japan, 1983. Vol. 36, № 7. P. 918-920.

Frishman; W.H., Domenic A. Sica. Cardiovascular Pharmacotherapeutics. 3rd ed. / ed. H. W.F., Sica D A. 2011. 800 p.

Drugs@FDA: FDA-Approved Drugs [Electronic resource]. URL: https://www.accessdata.fda.gov/scripts/cder/daf/index.cfm?event=overview.process&App lNo=019898.

Corey E.J. et al. Molecules and Medicine. Paperback, 2007. 272 p.

Ye Y.-C., Zhao X.-L., Zhang S.-Y. Use of atorvastatin in lipid disorders and cardiovascular disease in Chinese patients. // Chin. Med. J. (Engl). 2015. Vol. 128, № 2. P. 259-266. Sharma R.K., Bandichhor R. Hazardous Reagent Substitution: A Pharmaceutical Perspective. Report DMCA, 2018. 194 p.

Rosuvastatin Calcium Monograph for Professionals [Electronic resource] // American Society of Health-System Pharmacists. 2018. URL:

https://www.drugs.com/monograph/rosuvastatin.html.

Kajinami K., Takekoshi N., Saito Y. Pitavastatin: Efficacy and Safety Profiles of A Novel Synthetic HMG-CoA Reductase Inhibitor // Cardiovasc. Drug Rev. 2006. Vol. 21, № 3. P. 199-215.

Safety and Efficacy of the Combination of Empagliflozin and Linagliptin Compared to Linagliptin Alone Over 24 Weeks in Patients With Type 2 Diabetes [Electronic resource]. 2016. URL: https://www.clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT01734785. Montanaro S. et al. A Mechanistic Study on the Phototoxicity of Atorvastatin: Singlet Oxygen Generation by a Phenanthrene-like Photoproduct // Chem. Res. Toxicol. 2009. Vol. 22, № 1. P. 173-178.

Viola G. et al. Pitavastatin, a new HMG-CoA reductase inhibitor, induces phototoxicity in human keratinocytes NCTC-2544 through the formation of benzophenanthridine-like photoproducts // Arch. Toxicol. 2012. Vol. 86, № 3. P. 483-496.

Hofsäß C., Lindahl E., Edholm O. Molecular Dynamics Simulations of Phospholipid Bilayers with Cholesterol // Biophys. J. 2003. Vol. 84, № 4. P. 2192-2206. Serajuddin A.T.M., Ranadive S.A., Mahoney E.M. Relative Lipophilicities, Solubilities, and Structure-Pharmacological Considerations of 3-Hydroxy-3-Methylglutaryl-Coenzyme

126

A (HMG-CoA) Reductase Inhibitors Pravastatin, Lovastatin, Mevastatin, and Simvastatin // J. Pharm. Sci. 1991. Vol. 80, № 9. P. 830-834.

132. Chipot C. et al. Perturbations of Native Membrane Protein Structure in Alkyl Phosphocholine Detergents: A Critical Assessment of NMR and Biophysical Studies // Chem. Rev. 2018. Vol. 118, № 7. P. 3559-3607.

133. Wang G., Keifer P.A., Peterkofsky A. Solution structure of the N-terminal amphitropic domain of Escherichia coli glucose-specific enzyme IIA in membrane-mimetic micelles. // Protein Sci. 2003. Vol. 12, № 5. P. 1087-1096.

134. Caillon L., Lequin O., Khemtémourian L. Evaluation of membrane models and their composition for islet amyloid polypeptide-membrane aggregation. // Biochim. Biophys. Acta. Netherlands, 2013. Vol. 1828, № 9. P. 2091-2098.

135. Henry G.D., Sykes B.D. Methods to study membrane protein structure in solution. // Methods Enzymol. United States, 1994. Vol. 239. P. 515-535.

136. Galiullina L. et al. Investigation of «Cholesterol + model of biological membrane» complex by NMR spectroscopy // MRsej. 2012. Vol. 14, № 2. P. 12204.

137. Novotnâ P., Goncharova I., Urbanovâ M. Mutual structural effect of bilirubin and model membranes by vibrational circular dichroism // Biochim. Biophys. Acta - Biomembr. 2014. Vol. 1838, № 3. P. 831-841.

138. Galiullina L.F. et al. Structure of pravastatin and its complex with sodium dodecyl sulfate micelles studied by NMR spectroscopy. // Magn. Reson. Chem. England, 2015. Vol. 53, № 2. P. 110-114.

139. Marassi F.M., Opella S.J. NMR structural studies of membrane proteins. // Curr. Opin. Struct. Biol. 1998. Vol. 8, № 5. P. 640-648.

140. Hsu S.-T.D. et al. NMR study of mersacidin and lipid II interaction in dodecylphosphocholine micelles. Conformational changes are a key to antimicrobial activity. // J. Biol. Chem. United States, 2003. Vol. 278, № 15. P. 13110-13117.

141. Kallick D.A. et al. The use of dodecylphosphocholine micelles in solution NMR. // J. Magn. Reson. B. United States, 1995. Vol. 109, № 1. P. 60-65.

142. Beswick V. et al. Dodecylphosphocholine micelles as a membrane-like environment: new results from NMR relaxation and paramagnetic relaxation enhancement analysis. // Eur. Biophys. J. Germany, 1999. Vol. 28, № 1. P. 48-58.

143. Wang X. et al. Interaction between Zwitterionic Surface Activity Ionic Liquid and Anionic Surfactant: Na + -Driven Wormlike Micelles // J. Phys. Chem. B. 2013. Vol. 117, № 6. P. 1886-1895.

144. Hicks R.P. et al. Comparison of the conformation and electrostatic surface properties of

127

magainin peptides bound to sodium dodecyl sulfate and dodecylphosphocholine micelles. // Biopolymers. United States, 2003. Vol. 68, № 4. P. 459-470.

145. Langham A.A., Waring A.J., Kaznessis Y.N. Comparison of interactions between beta-hairpin decapeptides and SDS/DPC micelles from experimental and simulation data. // BMC Biochem. 2007. Vol. 8. P. 11.

146. Sikorska E. et al. Thermodynamics, size, and dynamics of zwitterionic dodecylphosphocholine and anionic sodium dodecyl sulfate mixed micelles // J. Therm. Anal. Calorim. 2016. Vol. 123, № 1. P. 511-523.

147. Филиппов А.В., Скирда В.Д., Рудакова М.А. Латеральная диффузия в липидных мембранах в присутствии холестерина. Казань, 2010. 227 p.

148. Negi J.S. Nanolipid Materials for Drug Delivery Systems: A Comprehensive Review // Charact. Biol. Nanomater. Drug Deliv. Nanosci. Nanotechnol. Drug Deliv. Elsevier, 2019. P. 137-163.

149. Perkins W.R. et al. The determination of liposome captured volume // Chem. Phys. Lipids. 1993. Vol. 64, № 1-3. P. 197-217.

150. Warschawski D.E. et al. Choosing membrane mimetics for NMR structural studies of transmembrane proteins // Biochim. Biophys. Acta - Biomembr. 2011. Vol. 1808, № 8. P. 1957-1974.

151. Abdine A. et al. Structural study of the membrane protein MscL using cell-free expression and solid-state NMR // J. Magn. Reson. 2010. Vol. 204, № 1. P. 155-159.

152. de Planque M.R.R. et al. The aM1 segment of the nicotinic acetylcholine receptor exhibits conformational flexibility in a membrane environment // Biochim. Biophys. Acta -Biomembr. 2004. Vol. 1665, № 1-2. P. 40-47.

153. Ali M. et al. Biophysical studies of a transmembrane peptide derived from the T cell antigen receptor // Letters in Peptide Science. 2002. Vol. 8. 227-233 p.

154. Thrippleton M.J., Keeler J. Elimination of Zero-Quantum Interference in Two-Dimensional NMR Spectra // Angew. Chemie Int. Ed. 2003. Vol. 42, № 33. P. 3938-3941.

155. Wagner R., Berger S. Gradient-Selected NOESY—A Fourfold Reduction of the Measurement Time for the NOESY Experiment // J. Magn. Reson. Ser. A. 1996. Vol. 123, № 1. P. 119-121.

156. Stott K. et al. Excitation Sculpting in High-Resolution Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy: Application to Selective NOE Experiments // J. Am. Chem. Soc. 1995. Vol. 117, № 14. P. 4199-4200.

157. Dalvit C., Bovermann G. Pulsed field gradient one-dimensional NMR selective ROE and TOCSY experiments // Magn. Reson. Chem. 1995. Vol. 33, № 2. P. 156-159.

158. Volke F., Pampel A. Membrane hydration and structure on a subnanometer scale as seen by high resolution solid state nuclear magnetic resonance: POPC and POPC/C12EO4 model membranes // Biophys. J. 1995. Vol. 68, № 5. P. 1960-1965.

159. Davis J.H. et al. Quadrupolar echo deuteron magnetic resonance spectroscopy in ordered hydrocarbon chains // Chem. Phys. Lett. North-Holland, 1976. Vol. 42, № 2. P. 390-394.

160. Lafleur M. et al. Smoothed orientational order profile of lipid bilayers by 2H-nuclear magnetic resonance // Biophys. J. Elsevier, 1989. Vol. 56, № 5. P. 1037-1041.

161. Mayer L.D., Hope M.J., Cullis P.R. Vesicles of variable sizes produced by a rapid extrusion procedure // Biochim. Biophys. Acta - Biomembr. 1986. Vol. 858, № 1. P. 161-168.

162. Shurshalova G.S. et al. Interaction of Lovastatin with Model Membranes by NMR Data and from MD Simulations // Bionanoscience. 2020.

163. Galiullina L.F. et al. Spatial structure of atorvastatin and its complex with model membrane in solution studied by NMR and theoretical calculations // J. Mol. Struct. 2018.

164. Holzgrabe U., Diehl B.W.K., Wawer I. NMR spectroscopy in pharmacy // J. Pharm. Biomed. Anal. 1998. Vol. 17, № 4-5. P. 557-616.

165. Sharifi S., Faritovna G.L., Azarpour A. Photophysical and Nonlinear Optical Properties of Azophloxine in Reverse Micelles // J. Fluoresc. 2018. Vol. 28, № 6. P. 1439-1450.

166. Galiullina L.F. et al. Interaction of statins with phospholipid bilayers studied by solid-state NMR spectroscopy. // Biochim. Biophys. acta. Biomembr. Netherlands, 2019. Vol. 1861, № 3. P. 584-593.

167. Galiullina L.F. et al. Interaction of different statins with model membranes by NMR data // Biochim. Biophys. Acta - Biomembr. 2017.

168. Sariisik E. et al. Interaction of the cholesterol reducing agent simvastatin with zwitterionic DPPC and charged DPPG phospholipid membranes. // Biochim. Biophys. acta. Biomembr. Netherlands, 2019. Vol. 1861, № 4. P. 810-818.

169. Ta§al E., Kumalar M. Ab initio Hartree-Fock and density functional theory investigations on the conformational stability, molecular structure and vibrational spectra of 5-chloro-3-(2-(4-methylpiperazin-1-yl)-2-oxoethyl)benzo[d]thiazol-2(3H)-one drug molecule // Spectrochim. Acta Part A Mol. Biomol. Spectrosc. 2012. Vol. 95. P. 282-299.

170. Galiullina L. et al. Structure of pyrimidinocyclophanes in solution by NMR // Tetrahedron. 2006. Vol. 62, № 29. P. 7021-7033.

171. Kaya S. et al. Theoretical evaluation of some benzotriazole and phospono derivatives as aluminum corrosion inhibitors: DFT and molecular dynamics simulation approaches // RSC Adv. 2016. Vol. 6, № 78. P. 74550-74559.

172. Galiullina L. et al. 3D structure of disulfide derivatives of isocyanuric acids in solution // J.

129

Mol. Struct. 2007. Vol. 837, № 1-3. P. 245-251.

173. Ali S.M. et al. Complexation of Fluvastatin Sodium with ß-Cyclodextrin: NMR Spectroscopic Study in Solution // J. Incl. Phenom. Macrocycl. Chem. 2006. Vol. 55, № 34. P. 325-328.

174. Galiullina L.F. et al. NMR Study of Conformational Structure of Fluvastatin and Its Complex with Dodecylphosphocholine Micelles // Bionanoscience. 2016.

175. Гадиев Т.А. Двумерная спектроскопия ЯМР NOESY в изучении пространственной структуры мономерных и димерных производных каликс[4]аренов в растворах. Дис. ... канд. физ.- мат. наук: 01.04.07 физика конденсированного состояния - дата защиты 26.12.13. Казань, 2007. 123 p.

176. Staffa J.A., Chang J., Green L. Cerivastatin and Reports of Fatal Rhabdomyolysis // N. Engl. J. Med. 2002. Vol. 346, № 7. P. 539-540.

177. Rakhmatullin I.Z. et al. Structural studies of pravastatin and simvastatin and their complexes with SDS micelles by NMR spectroscopy // J. Mol. Struct. Elsevier, 2016. Vol. 1105. P. 25-29.

178. Bellosta S., Paoletti R., Corsini A. Safety of statins: focus on clinical pharmacokinetics and drug interactions. // Circulation. United States, 2004. Vol. 109, № 23 Suppl 1. P. III50-7.

179. Lindblom G., Rilfors L. Cubic phases and isotropic structures formed by membrane lipids — possible biological relevance // Biochim. Biophys. Acta - Rev. Biomembr. 1989. Vol. 988, № 2. P. 221-256.

180. Sethi M.K., Mahajan S., Mara B., Veera U., Kumar A., Nimmagadda A., Chakraborty P., Ahmed M.S. S.R. Identification, characterization and preparation of process-related impurities of the phenylquinoline derivative NK-104 // Der Pharma Chem. 2016. Vol. 8, № 4. P. 251-270.

181. Stamm H., Jaeckel H. Relative ring current effects based on a new model for aromatic-solvent-induced shift // J. Am. Chem. Soc. 1989. Vol. 111, № 17. P. 6544-6550.

182. Scheidt H.A. et al. Investigation of the membrane localization and distribution of flavonoids by high-resolution magic angle spinning NMR spectroscopy // Biochim. Biophys. Acta -Biomembr. 2004. Vol. 1663, № 1-2. P. 97-107.

183. Zeichner S., Mihos C.G., Santana O. The pleiotropic effects and therapeutic potential of the hydroxy-methyl-glutaryl-CoA reductase inhibitors in malignancies: a comprehensive review. // J. Cancer Res. Ther. India, 2012. Vol. 8, № 2. P. 176-183.

184. Bonsu K.O., Kadirvelu A., Reidpath D.D. Lipophilic versus hydrophilic statin therapy for heart failure: a protocol for an adjusted indirect comparison meta-analysis. // Syst. Rev. 2013. Vol. 2. P. 22.

185. Liao J.K. Isoprenoids as mediators of the biological effects of statins. // J. Clin. Invest. 2002. Vol. 110, № 3. P. 285-288.

186. van Meer G., de Kroon A.I.P.M. Lipid map of the mammalian cell. // J. Cell Sci. England, 2011. Vol. 124, № Pt 1. P. 5-8.

187. Davidson M.H., Toth P.P. Comparative effects of lipid-lowering therapies. // Prog. Cardiovasc. Dis. United States, 2004. Vol. 47, № 2. P. 73-104.

188. Lindahl A. et al. Jejunal permeability and hepatic extraction of fluvastatin in humans. // Clin. Pharmacol. Ther. United States, 1996. Vol. 60, № 5. P. 493-503.

Приложение А

ЯМР спектры статинов.

Рис. А 1 — 2D спектр JH-JH COSY ловастатина в растворе CD3OD, T=303K.

Рис. А 2 — 2D 1H-13C HSQC спектр ЯМР ловастатина в растворе CD3OD, T=303K.

Рис. А 3 — 2D 1H-13C HMBC спектр ЯМР ловастатина в растворе CD3OD, T=303K

Рис. А 4 — 2D спектр 1Н-1Н COSY ловастатина в растворе с мицеллами ДФХ в

D2O, T=303K

Рис. А 5 — 2D 1H-13C HSQC спектр ЯМР ловастатина в растворе с мицеллами ДФХ

в D2O, T=303K

Рис. А 6 — 2D 1H-13C HMBC спектр ЯМР ловастатина в растворе с мицеллами

ДФХ в D2O, T=303K

Рис. А 7 — 2D 1H-1H COSY ЯМР спектр аторвастатина в CD3OD, T=303 K.

Рис. А 8 — Фрагмент 2Б 1И-13С НБОС ЯМР спектра аторвастатина в СБзОБ,

Т=303 К.

Й.11Й 7,52 7.Ш Т. И 7.« 7.32 7.2В 7.20 7-1Л 7.]2 7.ПЯ 7Л1 7.00

□ (ррт)

Рис. А 9 — Фрагмент 2Б 1Н-13С НБОС ЯМР спектра аторвастатина в СБзОБ,

Т=303 К

Рис. А 10 — 2D 1H-13C HMBC ЯМР спектр аторвастатина в CD3OD, T=303 K

Рис. А 11 — 2D 1H-1H COSY ЯМР спектр аторвастатина в D2O+ДФХ мицеллы,

T=303 K

Рис. А 12 — 2Б 1Н-13С НБОС ЯМР спектр аторвастатина в Б2О+ДФХ мицеллы,

Т=303 К

Рис. А 13 — 2Б 1Н-13С НМВС ЯМР спектр аторвастатина в Б2О+ДФХ мицеллы,

Т=303 К

Рис. А 14 — 2D NOESY ЯМР спектр аторвастатина в D2O+ДФХ мицеллы, tm=400,

T=303K

Рис. А 15 — 2D 1Н-1Н COSY ЯМР спектр флувастатина в D2O, T=303K

17.18

РЬ'уайайп 1Н-13С Н50Р Р20 ЗОС

17,1 В

16 Б 3 2—

- -

14 . в! 12 _7

11 * . 6

5'

&0 7.5 7.0 6.5

6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5

Й(мд)

13

3.0 2.5 2.0 1.5 1.0

Рис. А 16 — 2Б 1Н-13С НБОС ЯМР спектр флувастатина в Б20, Т=303К

н

13

12

ДЛл

17,1В

-

17,18 17,18

■ +

- 4 , 16 ♦

5 5 • 3 3 q

9

Ч л £ ^ у, . 9

10 1? - ад б 8 8 6

г 1' " б

V 1

¡.О 7. Б 7.0 6.5 6.0 Б. Б Б.О

Рис. А 17 — 2Б 1Н-13С НМВС ЯМР спектр флувастатина в Б20, Т=303К

4.5 4.0 3.5

Й (мд)

3.0 2. Б 2.0 1.5

7.5 7.0 6.5 6,0 5.5 5.0 1.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0.0

й(нд)

Рис. А 18 — 2D 1H-1H NOESY ЯМР спектр флувастатина в D2O, tm=400 мс,

T=305K

8.0 7.5 7.0 «.5 (1.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5

14""

Рис. А 19 — 2D 1Н-1Н COSY ЯМР спектр розувастатина в CD3OD, T=303K

Рис. А 20 — 2Б 1Н-13С НБОС ЯМР спектр розувастатина в СБ3ОБ, Т=303К

Рис. А 21 — 2Б 1Н-13С НМВС ЯМР спектр розувастатина в СБ3ОБ, Т=303К

9.5 9.0 8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0

12 (мд)

Рис. А 22 — 2Б 1Н-1Н КОББУ ЯМР спектр розувастатина в СБ3ОБ, 1ш=400 мс,

Т=303К

7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0.0

(2 (мд)

Рис. А 23 — 2Б 1Н-1Н КОББУ ЯМР спектр розувастатина в Б2О + ДФХ мицеллы,

1ш=400 мс, Т=303К

Рис. А 24 — 2Б N0ESY ЯМР спектр розувастатина в D20 + ДФХ мицеллы,

300 мс, T=303K. В черные рамки выделены ЯЭО между розувастатином и ДФХ.

Увеличенная область.

Рис. А 25 — 2D 1Н-1Н COSY ЯМР спектр розувастатина в D2O + ДФХ мицеллы,

T=303K

Рис. А 26 — 2D 1H-13C HSQC ЯМР спектр розувастатина в D2O + ДФХ мицеллы, T=303K

ТУ 5"

7

Jl_JI

1

^—

14

.5

8,11 jL,

JL

4

JUu

910 1213

Cerivastati п CCEY D20 Gerivastati п 30

Er- - -

- ц^Ц

•4» ft*-- *

§

м . ?»*4 *

—» rF*T«V1an -1 4

щ