Пространственная структура и динамика белка L7 из рибосомы Escherichia coli тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Бочаров, Эдуард Валерьевич

• Бочаров, Эдуард Валерьевич
• кандидат химических наук
• 1998

Оглавление диссертации кандидат химических наук Бочаров, Эдуард Валерьевич

СОДЕРЖАНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА I. РИБОСОМА И ЕЕ КОМПОНЕНТЫ (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)

Современные представления о структуре и функции рибосомы и ее

компонентов. Ю

Физико-химические методы исследования строения макромолекул

Морфология рибосомы

Рибосомная РНК

Рибосомные факторы

Структура рибосомных белков

Синтез белка на прокариотической рибосоме

Рибосомный белок L7/L12

Заключение

ГЛАВА II. ПРОСТРАНСТВЕННАЯ СТРУКТУРА ДИМЕРА БЕЛКА L7 ИЗ

РИБОСОМЫ ESCHERICHIA COLI В РАСТВОРЕ

Экспериментальные данные для определения пространственной

структуры димера рибосомного белка L7

Отнесение сигналов в ЯМР спектрах белка L7

Отнесение сигналов спиновых систем протонов

Последовательное отнесение сигналов спиновых систем протонов

Конфигурация Х-Pro пептидных связей

Основные элементы вторичной структуры димера L7 и их упаковка в

пространстве

Химический обмен амидных протонов димера L7 с растворителем

N- и С-концевые фрагменты (Ser1-Ala37 и Ala47-Lys120) белка L7

Фрагмент 1-37 рибосомного белка L7

Фрагмент 47-120 рибосомного белка L7

Расчет пространственной структуры димера L7

Экспериментальные ограничения на межпротонные расстояния

и двугранные углы

Продолжение отнесения кросс-пиков ЯЭО в спектрах NOESY

Пространственные структуры N- и С-концевых доменов димера L7. 75 Внутри- и межмолекулярные гидрофобные и гидрофильные взаимодействия,

стабилизирующие пространственную структуру димера L7

Заключение

ГЛАВА III. ПЕНТАМЕРНЫЙ КОМПЛЕКС (L7)4L10

Гомо- и гетероядерные спектры пентамерного комплекса (L7)4L10

Пространственная организация пентамерного комплекса (L7)4L10

Заключение

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Основные экспериментальные проблемы при исследовании рибосомных белков

методом ЯМР. (Обоснование выбора экспериментальных методик.)

Получение и очистка белков

Получение спектров ЯМР

Методика отнесения химических сдвигов сигналов в спектре ЯМР. 122 Расчет пространственной структуры методом молекулярной динамики в

пространстве торсионных углов

Минимизация конформационной энергии

Анализ гидрофобных и гидрофильных взаимодействий по методу МГП. 126 Теоретическое предсказание пространственной структуры рибосомного

белка L10 из Escherichia coli

ВЫВОДЫ

ПРИЛОЖЕНИЕ

Таблицы

Список сокращений

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Пространственная структура и динамика белка L7 из рибосомы Escherichia coli»

Введение.

Одной из наиболее фундаментальных и важных проблем молекулярной биологии является изучение механизма биосинтеза белков. Синтез белка играет главную роль в таких процессах, как рост и дифференцировка клеток, поддержание их структуры и функций. Основная задача при биосинтезе белка состоит в обеспечении строго определенной последовательности аминокислотных остатков, уникальной для каждого нового белка. Именно уникальная аминокислотная последовательность определяет особое положение белков среди многих других биополимеров. Эта задача чрезвычайно сложна.

В настоящее время различают два типа биосинтеза полипептидов. Первый - наиболее важный и совершенный - адапторный синтез, при котором порядок присоединения аминокислот к строящемуся полипептиду определяется порядком чередования кодонов в мРНК и в структурных цистронах хромосомы. Второй - безадапторный синтез, при котором порядок чередования аминокислот обусловлен специфичностью энзимов каждой последующей реакции присоединения аминокислоты. Он менее распространен, допускает некоторые вариации в последовательности аминокислот, т.е. менее надежен, чем адапторный синтез, и используется при образовании лишь небольших по размеру пептидов (пептидных антибиотиков, некоторых гормонов и т.п.), которые содержат необычные аминокислоты (Б-изомеры, например). В последнем типе синтеза геном клетки определяет последовательность аминокислот весьма опосредованно - только через структуру энзимов. Естественно, такой путь немыслим при синтезе больших

спираль ДНК

стадия 2: трансляция

транспортная РНК

аминокислоты □

□ □

анхккодон

Рисунок 1. Схема последовательных этапов в биосинтезе белка.

полипептидов, так как количество специфических сочетаний включающейся аминокислоты со строящимся пептидом, которое требует все новых и новых разновидностей энзимов, становится чрезвычайно большим. Таким образом, безадапторный синтез не используется как основной путь синтеза белка. Поэтому именно адапторный синтез обычно называют биосинтезом белка.

Процесс перевода (трансляции) генетической информации с языка

нуклеотиднои последовательности синтезируемого полипептида является едва

ли не самым сложным из всех известных биосинтетических процессов (рис. 1). Во время биосинтеза белка в клетке принимают участие большое количество различных макромолекул и низкомолекулярных соединений, которые детерминированы друг относительно друга в пространстве и во времени. Центральной и наиболее сложной в структурном отношении частью этой системы является рибосома. Необходимым условием для понимания принципов организации и функционирования рибосомы является установление ее пространственной структуры и динамики на атомном уровне. Одним из возможных подходов выяснения структурной организации рибосомы, как самособирающейся частицы, является детальное изучение структуры входящих в ее состав РНК и белков, а также их комплексов в изолированном состоянии.

В отличие от дифракционных методов, для которых большинство рибосомных белков недоступны для изучения из-за трудностей получения упорядоченных кристаллов, ЯМР-спектроскопия позволяет исследовать конформацию и динамику белковых молекул в условиях близких к физиологическим. При этом необычайно высокая чувствительность параметров ЯМР (в частности, времен релаксации) к молекулярным движениям позволяет изучать самые разнообразные внутри- и межмолекулярные динамические процессы: конформационные перестройки, подвижность отдельных групп и больших фрагментов, самосборку, денатурацию, связывание лигандов и др. Основные сложности метода ЯМР связаны с тем, что ширина сигналов в спектре ЯМР пропорциональна размерам исследуемой системы. В результате для больших ассоциатов

макромолекул, например таких как рибосома, спектр ЯМР настолько уширен, что из него невозможно получить информацию о пространственной структуре. Одним из способов решения проблемы является изучение отдельных частей макрокомплексов и подбор условий, который сохраняет функционально значимую структуру молекул или отдельных их фрагментов и позволяет получить спектр ЯМР высокого разрешения. Современная спектроскопия ЯМР в растворе является эффективным методом установления пространственной структуры белков с молекулярной массой до 30-40 кДа. Зачастую это единственный метод, дающий детальную информацию о структуре и динамике белков и пептидов, конформация которых зависит от среды солюбилизации и взаимодействия с другими макромолекулами.

Работа была выполнена в группе ЯМР Института биоорганической химии М.М.Шемякина и Ю.А.Овчинникова РАН и является составной частью проводимых в институте исследований структуры и функции биологических молекул.

Целью данной работы являлось определение пространственной структуры, изучение динамики и установление структурно-функциональной связи для белка L7 из рибосомы Escherichia coli методом ЯМР в водном растворе.

Диссертация состоит из введения, трех глав, экспериментальной части и выводов. В первой главе, являющейся обзором литературы, рассмотрены работы, посвященные структуре и функции рибосомы и ее компонентов. Во второй главе диссертации изложено отнесение химических сдвигов сигналов ЯМР в гетероядерных спектрах димера белка L7, а также его N- и С-

концевых фрагментов, и приведены результаты расчета пространственной структуры димера L7. Третья глава диссертации посвящена изучению пентамерного комплекса, состоящего из 4-х молекул белка L7 и рибосомного белка L10. В этой главе приведены результаты предсказания пространственной структуры белка L10 и обсуждена связь динамики белка L7 с его функцией в рибосоме. В экспериментальной части приведены сведения об используемых в диссертационной работе оборудовании и веществах, описаны методики приготовления препаратов, получения и обработки гетероядерных спектров ЯМР, а также реконструкции пространственного строения белков по данным спектроскопии ЯМР. В конце диссертации приведены список литературы, табличные данные и сокращения.

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Бочаров, Эдуард Валерьевич

Выводы.

1. Получены дву- и трехмерные Ш-1^ гетероядерные спектры ЯМР димера белка Ь7 из рибосомы Е. соИ, и проведено полное отнесение химических сдвигов сигналов протонов в этих спектрах. Определена упаковка элементов вторичной структуры димера Ь7 в пространстве. Димер Ь7 состоит из трех независимых доменов, симметричен и имеет параллельную упаковку полипептидных субъединиц. N-концевой домен (остатки (8ег1-8егЗЗ)2) ч отвечает за димеризацию белка Ь7 и соединен неструктурированным подвижным участком (остатки А1а34-Ьу851) с двумя С-концевыми доменами (остатки ТЪг52-Ьу8120). Для димера Ь7 в растворе не обнаружена специфическая димеризация С-концевых доменов белка Ь7, найденная в кристаллах фрагмента 47-120 белка Ь7/Ы2. В изолированном состоянии 14- и С-концевые домены димера Ь7 полностью сохраняют свои пространственные структуры.

2. В результате расчета по данным Ш-1^ гетероядерной спектроскопии ЯМР получены с высоким разрешением пространственные структуры 14- и С-концевого доменов димера Ь7: г.т.5.<± на участках (8ег1-8егЗЗ)2 и Т1гг52-ЬувШ для атомов основной цепи составляет 0,96+0,21 А и 0,71±0,16 А, для всех тяжелых атомов - 1,54±0,20 А и 1,34±0,17 А, соответственно. К-концевой домен димера Ь7 является антипараллельным левозакрученным четырехспиральным мотивом, образованным двумя симметрично упакованными а-шпильками. С-концевой домен димера Ь7 является расщепленным а/р-мотивом со структурной формулой раофар, который состоит из трех ß-тяжей, формирующих правый умеренно закрученный антипараллельный ß-слой, ßB-ßA-ßC, и трех a-спиралей, лежащих в одном "кривом" слое аВ-аА-аС над ß-слоем. Пространственная структура С-концевого домена димера L7 в растворе, рассчитанная по данным ЯМР, хорошо совпадает с кристаллографической структурой фрагмента 47-120 белка L7/L12.

3. С помощью ^-^N гетероядерной спектроскопии ЯМР исследован пентамерный комплекс (L7)4L10, который независимо и специфически связывается с рибосомной 23S РНК Е. coli. Показано, что с белком L10 взаимодействуют только N-концевые домены димеров L7. Структура С-концевых доменов белка L7 и подвижность междоменной перемычки при формировании комплекса сохраняются. Теоретическое предсказание пространственной структуры рибосомного белка L10 указывает на спираль-спиральный тип взаимодействия его С-концевой части с N-доменами димеров L7. При этом структура симметричного четырехспирального мотива N-домена димера L7 вероятно сохраняется или претерпевает небольшие изменения.

4. В комплексе (L7)4L10 были найдены конформационные движения в миллисекунд ном диапазоне. Предложена модель конформационных движений N-доменов димеров L7/L12 в комплексе (L7/L12)4L10, связывающая динамические и симметричные структурные свойства белка L7/L12 с его функцией во время биосинтеза белка в рибосоме. В этой модели подвижность белков L7/L12 управляется факторами элонгации и сопряжена со скоростью полипептидного синтеза в рибосоме.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Бочаров, Эдуард Валерьевич, 1998 год

Список литературы.

1. Спирин А.С. Структура рибосомы и биосинтез белка. Издательство "Высшая школа", 1986.

2. Wood P.N. A functional model for the ribosome. J. Theor. Biol. (1997) 185, 97-118.

3. Wool I.G. Extraribosomal function of ribosomal proteins. Trends Biochem. Sci. (1996) 21, 164-165.

4. Yonath A, Franceschi F. Structural aspects of ribonucleoprotein interactions in ribosomes. Curr. Opin. Struct. Biol. (1993) 3, 45-49.

5. Frank J., Zhu J., Penczek P., Li Y., Srivastava S., Verschoor A., Radermacher M., Grassucci R., Lata R.K., Agrawal R.K. A model of protein synthesis based on cryo-electron microscopy of the E. coli ribosome. Nature (1995) 376, 441-444.

6. Lata K.R., Agrawal R.K., Penczek P., Grassucci R., Zhu J., Frank J. Three-dimensional reconstruction of the Escherichia coli 30S ribosomal submit in ice. J. Mol. Biol. (1996) 262, 43-52.

7. Svergun D.I., Burkhardt N., Skov Pedersen J., Koch M.H.J., Volkov V.V., Kozin M. В., Meerwink W., Stuhrmann H.B., Diedrich G., Nierhaus К. H. Solution scattering structural analysis of the 70S Escherichia coli ribosome by contrast variation. I. Invariants and validation of electron microscopy models. II. A model of ribosome and its RNA at 3.5 nm resolution. J. Mol. Biol. (1997) 271, 588-618.

8. Stark H., Mueller F., Orlova E.V., Schatz M., Dube P., Erdemir Т., Zemlin F., Brimacombe R., Van Heel M. The 70S Escherichia coli ribosome at 23 A resolution: fitting the ribosomal RNA. Structure (1995) 3, 815-821.

9. Agrawal R.K., Penczek P., Grassucci R.A., Li Y., Leith A., Nierhaus K.H., Frank J. Direct visualization of A-, P-, and E-site transfer RNAs in the Escherichia coli ribosome. Science (1996) 271, 1000-1002.

10. Stark H., Orlova E.V., Rinke-Appel J., Junke N., Mueller F., Rodnina M., Wintermeyer W., Brimacombe R., Van Heel M. Arrangement of tKNAs in pre-r and posttranslational ribosomes revealed by electron cryomicroscopy. Cell (1997) 88, 19-28.

11. Stark H., Rodnina M., Rinke-Appel J., Brimacombe R., Wintermeyer W., Van Heel M. Visualization of elongation factor Tu of the Escherichia coli ribosome. Nature

(1997) 389, 403-406.

12. Brimacombe R. The structure of ribosomal RNA: a three-dimensional jigsaw puzzle. Eur. J. Biochem. (1995) 230, 365-383.

13. Noler H.F. Ribosomal RNA and translation. Annu. Rev. Biochem. (1991) 60, 191-227.

14. Ribosomes. Methods in Ezymology (1988) v. 164, Academic press, Inc.

15. Szewczak A.A., Moore P.B. The sarcin/ricin loop, a modular RNA. J. Mol.Biol. (1995) 247, 81-98.

16. White S.A., Nilges M., Huang A., Brunger A.T., Moore P.B. NMR analysis of helix I from the 5S RNA of Escherichia coli. Biochemistry (1992) 31, 1610-1621.

17. Betzel C., Lorenz S., Furste J.P., Bald R., Zhang M., Scheider T.R., Wilson K.S., Erdmann V.A: Crystal structure of domain A of Thermus flavus 5S RNA and the contribution of water molecules to its structure. FEBS Lett (1994) 351, 159-164.

18 Puglisi E.V., Green R., Noller H.F., Puglisi J.D. Structure of a conserved RNA component of the peptidyl transferase centre. Nat. Struct. Biol. (1997) Oct. 4(10), 775778

19. Shine J., Dalgarno L. The 3'-terminal sequence of Escherichia coli 16S ribosomal RNA: complementarity to nonsense triplets and ribosome binding sites. Proc. Natl. Acad. Sei. USA (1974) 71, 1342-1346.

20. Schindelin H., Zhang M., Bald R., Furste J.P., Erdmann V.A., Heinemann U. Crystal structure of an RNA dodecamer containing the Escherichia coli Shine-Dalgamo sequence. J. Mol. Biol. (1995) 249, 595-603.

21. Mueller F., Brimacombe R. A new model for the three-dimensional folding of Escherichia coli 16S ribosomal RNA. I. Firring the RNA to a 3D electron microscopic map at 20 A. J. Mol. Biol. (1997) 271, 524-544.

22. Mueller F., Stark H., Rinke-Appel J., Brimacombe R. A new model for the three-dimensional folding of Escherichia coli 16S ribosomal RNA. III. The topography of the functional centre. J. Mol. Biol. (1997) 271, 524-544.

23. Mueller F., Brimacombe R. A new model for the three-dimensional folding of Escherichia coli 16S ribosomal RNA. II. The RNA-protein interaction data. J. Mol. Biol. (1997) 271, 545-565.

24. Liljas A., Garber M. Ribosomal proteins and elongation factors. Curr. Opin. Struct. Biol. (1995) 5, 721-727.

25. Abel K., Jurnak F. A complex profile of protein elongation: translating chemical energy into molecular movement. (1996) 4, 229-238.

26. Kjeldgaard M., Nyborg J. Refined structure of elongation factor Tu from Escherichia coli. J. Mol. Biol. (1992) 223, 721-742.

27. Berchtold H., Reshetnikova L., Reiser C.O., SchirmerN.K., Sprinzl M., Hilgenfeld R. Crystal structure of active elongation factor Tu reveals major domain rearrangements. Nature (1993) 365, 126-132.

28. Kjeldgaard M, Nissen P, Thirup S, Nyborg J: The crystal structure of elongation factor Tu from Thermus aquaticus in the GTP conformation. Structure (1993) 1, 35-50.

29. Nissen P., Kjeldgaard M., Thirup S., Polekhina G., ReshetnikovaL., Clark B.F., Nyborg J. Crystal structure of the ternary complex of phe-tRNAphe, elongation factor Tu and a GTP analogue. Science (1995) 270, 1464-1472.

30. Kawashima T., Berthet-Colominas C., Wulff M., Cusack S., Leberman R. The structure of the Eschenchia coli EF-Tu-EF-Ts complex at 2.5 Â resolution. Nature (1996) 379, 511-518.

31. AEvarsson A., Brazhnikov E., Garber M., Zheltonosova J., Chirgadze Yu., Al-Karadaghi S., Svensson L.A, Liljas A. Three-dimensional structure of the ribosomal translocase: elongation factor G from Thermus thermophilus. EMBO J. (1994) 13, 3669-3677.

32. Czworkowski J., Wang J., Steitz T.A., Moore P.B. The crystal structure of elongation factor G complexed with GDP at 2.7 A resolution. EMBO J. (1994) 13, 3661-3668.

33. Al-Karadaghi S., AEvarsson A., Garber M., Zheltonosova J., Liljas A. The structure of elongation factor G in complex with GDP: conformational flexibility and nucleotide exchange. Structure (1996) 4, 555-565.

34. Walleczek J., Schuler D., Stoffler-Mailicke M., Brimacimbe R., Stoffler G. A model for the spatial arrangement of the proteins in the large submit of Escherichia coli ribosome. EMBO J. (1988) 7, 3571-3576.

35. Ramakrishnan V., White S.W. The structure of ribosomal protein S5 reveals sites of interaction with 16S RNA. Nature (1992) 358, 768-771.

36. Lindahl M., Svensson L.A., Liljas A., Sedelnikova S.E., Eliseikina I.A., Fomenkova N.P., Nevskaya N., Nikonov S.V., Garber M.B., Muranova T.A. et at. Crystal structure of the ribosomal protein S6 from Thermus thermophilus. EMBO J. (1994) 13, 1249-1254.

37. Hosaka H., Nakagawa A., Tanaka I., Harada N., Sano K., Kimura M., Yao M., Wakatsuki S. Ribosomal protein S7: a new RNA-binding motif with structural similarities to a DNA architectural factor. Structure. (1997) 5, 1199-1208.

38. Wimberly BT, White S.W., Ramakrishnan V. The structure of ribosomal protein S7 at 1.9 A resolution reveals a beta-hairpin motif that binds double-stranded nucleic acids. Structure (1997) 9, 1187-1198.

39. Davies C., Ramakrishnan V., White S.W. Structural evidence for specific S8-RNA and S8-protein interactions within the 30S ribosomal subunit: ribosomal protein S8 from Bacillus stearothermophilus at 1.9 A resolution. Structure (1996) 4, 1093-1104.

40. Nikonov S., Nevskaya N., Eliseikina I., Fomenkova N., Nikulin A., Ossina N., Garber M., Jonsson B.H., Briand C., Al-Karadaghi S., Svensson A., Aevarsson A., Liljas A. Crystal structure of the RNA binding ribosomal protein LI from Thermus thermophilus. EMBO J (1996) 15, 1350-1359.

41. Golden B.L., Ramakrishnan V., White S.W. Ribosomal protein L6: Structural evidence of gene duplication from a primitive RNA-binding protein. EMBO J. (1993) 12, 4901-4908.

42. Hoffman D.W., Davies C., Gerchman S.E., Kycia J.H., Porter S.J., White S.W., Ramakrishnan V. Crystal structure of procaryotic ribosomal protein L9: a bilobed RNA-binding protein. EMBO J. (1994) 13, 205-212.

43. Leijonmarck M., Liljas A. Structure of the C-terminal domain of the ribosomal protein L7/L12 from Escherichia coli at 1.7 A resolution. J. Mol. Biol. (1987) 195, 555-580.

44. Davies C., White S.W., Ramakrishnan V. The crystal structure of ribosomal protein L14 reveals an important organizational component of the translational apparatus. Structure (1996) 4, 55-66.

45. Wilson K.S, Appelt K., Badger J., Tanaka I., White S.W. Crystal structure of a procaryotic ribosomal protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA (1986) 83, 7251-7255.

46. Bycroft M., Hubbard T.J., Proctor M., Freund S.M., Murzin A.G. The solution structure of the SI RNA binding domain: a member of an ancient nucleic acid-binding fold. Cell (1997) 88, 235-242.

47. Golden B.L., Hoffman D.W., Ramakrishnan V., White S.W. Ribosomal protein SI 7: Characterization of the three-dimensional structure by lH and 15N-NMR. Biochemistry (1993) 32, 12812-12820.

48. Berglung H., Rak A., Serganov A., Garber M., Hard T. Solution structure of the ribosomal RNA binding protein S15 from Thermus thermophilus. Nature Struct. Biol. (1997) 4, 20-23.

49. Bocharov E.V., Gudkov A.T., Arseniev A.S. Topology of the secondary structure elements of ribosomal protein L7/L12from E. coli in solution. FEBS Lett. (1996) 379, 291-294.

50. Hinck A.P., Markus M.A., Huang S., Grzesiek S., Kustonovich I., Draper D.E., Torchia D.A. The RNA binding domain of ribosomal protein LIT. three-dimensional structure of the RNA-bound form of the protein and its interaction with 23S rRNA. J. Mol. Biol. (1997) 274, 101-113.

51. Orengo C.A., Thornton J.M. Alpha plus beta folds revisited: some favoured motifs. Structure (1993) 1, 105-120.

52. Burd C.G., Dreyfuss G. Conserved structures and diversity of functions of RNA binding proteins. Science (1994) 265, 615-621.

53. Oubridge C., lto N., Evans P.R., Teo C.H., Nagai K. Crystal structure at 1.92 A resolution of the RNA binding domain of the U1A spliceosomal protein complexed with an RNA hairpin. Nature (1994) 372, 432-438.

54. Frank J. The ribosome at higher resolution - the donut takes shape. Curr. Opin. Struct. Biol. (1997) 7, 266-272.

55. Rheinberger H.J., Sternbach H., Nierhaus K.H. Three tRNA binding sites on Escherichia coli ribosomes. Proc. Natl. Acad. Sei. USA (1981) 78, 5310-5314.

56. Lill R., Robertson J.M., Wintermeyer W. Binding of the 3' terminus of tRNA to 23S rRNA in the ribosomal exit site actively promotes translocation. EMBO J. (1989) 8, 3933-3938.

57. Moazed D., Noller H.F. Intermediate states in the movement of transfer RNA in the ribosome. Nature (1989) 342, 142-148.

58. Czworkowski J., Moore B.P. The conformational properties of elongation faktor G and the mechanism of translocation. Biochemistry (1997) 36, 10327-10334.

59. Rodnina M.V., Savelsbergh A., Katunin V.I., Wintermeyer W. Hydrolysis of GTP by elongation factor G drives tRNA movement on the ribosome. Nature (1997) 385, 3741.

60. Astumian R.D., Bier M. Mechanochemical coupling of the motion of molecular motors to ATP hydrolysis. Biophys. J. (1996) 70, 283-292.

61. Guajardo R., Sousa R. A model for the mechanism of polymerase translocation. J. Mol. Biol. (1997) 265, 8-19.

62. Amos L.A., Cross A.R. Structure and dynamics of molecular motors. Curr. Opin. Struct. Biol. (1997) 7, 239-246.

63. Kaltschmidt E., Wittmann H.G. Ribosomal proteins. Number of proteins in small and large ribosomal subunits of E. coli as determined by two-dimensional gel electrophoresis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA (1970) 67, 1276-1282.

64. Matheson A.T., Moller W., Amons R., Yaguchi M. In: Chambliss G et al, editors. Ribosomes, Structure, Function and Genetics. Baltimore, MD: University Park Press. (1980) 297-332.

65. Wool I.G. The structure and function of eukaryotic ribosomes. Ann. Rev. Biochem. (1979) 48, 719-754.

66. Lake, J.A. Ribosome structure determined by electron microscopy of E. coli small subunits, large subunits and monomeric ribosomes. J. Mol. Biol. (1976) 105, 131-144.

67. Liljas A., Gudkov A.T. The structure and dynamics of ribosomal protein LI2. Biochimie (1987) 69, 1043-1047.

68. Gudkov A.T. The L7/L12 ribosomal domain of the ribosome: structural and functional studies. FEBS Lett. (1997) 407, 253-256.

69. Moller W., Schrier P.I., Maassen J.A., Zantema A., Schop E., Reinalda H., Cremers A.M.F., Mellema J.E. Ribosomal proteins L7/L12 of E. coli. Localization and possible molecular mechanism in translation. J. Mol. Biol. (1983) 163, 533-549.

70. Moller W., Groene A., Terhost C., Amons R. Purification and partial characterization of two acidic proteins Al and A2, isolated from 50S ribosomes of E. coli Eur. J. Biochem. (1972) 25, 5-12.

71. Gudkov A.T., Behlke J., Vtiurin N.N., Lim V.l. Tertiary and quaternary structure for ribosomalprotein L7in solution. (1977) FEBS Lett. 82, 125-129.

72. Gudkov A.T., Behlke J. The N-terminal sequence protein of L7/L12 is responsible for its dimerization. Eur. J. Biochem. (1978) 90, 309-312.

73. Subramanian A.R., Reeve J.N. Synthesis of ribosomal proteins in lambdarifdl8 infected minicells of Escherichia coli and selective incorporation into ribosomes. FEBS Lett (1978) 95, 265-269.

74. Osterberg R., Sjoberg G., Liljas A., Petterson I. Small angle X-ray scattering and crosslinking study of the proteins L7/L12 from E. coli ribosomes. FEBS Lett. (1976) 66, 48-51.

75. Wong K.P., Paradies H.H. Shape properties of proteins L7 and L12 from E. coli ribosomes. Biochem. Biophys. Res. Commun. (1974) 61, 178-184.

76. Moller W., Castleman H., Terhorst C.P. Characterization of an acidic protein in 50S ribosomes of E. coli. FEBS Lett. (1970) 8, 192-196.

77. Ptitsyn O.B., Denesyuk A.I., Finkelstein A.V., Lim V.l. Prediction of the secondary structure of the L7, L12 proteins of the E. coli ribosome. FEBS Lett. (1973) 34, 55-57.

78. Agthoven A.J. van, Maassen J.A., Schrier P.I., Moller W. Inhibition of EF-G dependent GTPase by an aminoterminalfragment of L7/L 12. Biochem. Biophys, Res. Commun. (1975) 64, 1184-1191.

79. Gudkov AT., Khechinashvili N.N., Bushuev V.N. Studies on the structure of protein L7/L12from Escherichia coli ribosomes. Eur. J. Biochem. (1978) 90, 313-318.

80. Liljas A., Eriksson S., Donner D., Kurland. C.G. Isolation and crystallization of stable domains of the protein L7/L12 from Escherichia coli ribosomes. FEBS Lett. (1978) 88, 300-304.

81. Leijonmarck M., Eriksson S., Liljas A. Crystal structure of ribosomal component at 2.6Ä resolution. Nature (1980) 286, 824-826.

82. Gudkov A.T., Gongadze G.M., Bushuev V.N., Okon M.S. (1982). Proton nuclear magnetic resonance study of the ribosomal protein L7/L12 in situ. FEBS Lett. (1982) 138, 229-232.

83. Cowgill C.A., Nichols B.C., Kenny J.W., Butler P., Bradbury E.M., Traut R.R. Mobile domains in ribosomes revealed by proton nuclear magnetic resonance. J. Biol. Chem. (1984) 259, 15257-15263.

84. Gudkov A.T., Tumanova L.G., Gongadze G.M., Bushuev V.N. Role of different regions of ribosomal proteins L7 and L10 in their complex formation and in the interaction -with the ribosomal 50 S subunit. FEBS Lett. (1980) 109, 34-38.

85. Bushuev V.N., Gudkov A.T., Liljas A., Sepetov N.F. The flexible region of protein L12 from bacterial ribosomes studied by proton nuclear magnetic resonance. J. Biol. Chem. (1989) 264, 4498-4505.

86. Gudkov A.T., Bubunenko M.G., Gryaznova O.I. Overexpression of L7/L12 protein with mutations in its flexible region. Biochimie (1991) 73, 1387-1389.

87. Bubunenko M.G., Chuikov S.V., Gudkov A.T. The length of the interdomain region of the L7/L12 protein is important for its function. FEBS Lett. (1992) 313, 232234.

88. Oleinikov A.V., Perroud B., Wang B., Traut R.R. Structural and functional domains of Escherichia coli ribosomal protein L7/L12. The hinge region is required for activity. J. Biol. Chem. (1993) 268, 917-922.

89. Hamman B.D., Oleinikov A.V., Jokhadze G.G., Traut R.R., Jameson D.M. Rotational and conformational dynamics of Escherichia coli ribosomal protein L7/L12. Biochemistry (1996) 35, 16672-16679.

90. Hamman B.D., Oleinikov A.V., Jokhadze G.G., Traut R.R., Jameson D.M. Dimer/monomer equilibrium and domain separations of Escherichia coli ribosomal protein L7/L12. Biochemistry (1996) 35, 16680-16686.

91. Bushuev V.N., Sepetov N.F., Gudkov A.T. Symmetrical structure of the L7 protein dimer. FEBS Lett. (1984) 178, 101-104.

92. Liljas A. Structural studies of ribosomes. Prog. Biophys. Mol. Biol. (1982) 40, 161-228.

93. Koteliansky V.E., Domogatsky S.P., Gudkov A.T. Dimer state of protein L7/L12 and EF-G-dependent reactions of ribosomes. Eur. J. Biochem. (1978) 90, 319-323.

94. Gudkov A.T., Budovskaya E.V., Sherstobaeva N.M. The first 37 residues are sufficient for dimerization of ribosomal L7/L12 protein. FEBS Lett. (1995) 367, 280282.

95. Bocharov E.V., Gudkov A.T., Arseniev A.S. Topology of the secondary structure elements of ribosomalprotein L7/L12from E. coli in solution. FEBS Lett. (1996) 379, 291-294.

96. Zantema A., Maassen J., Kriek J., Moller W. Fluorescence studies on the location of L7/L12 relative to LIO in the 50S ribosorne of Escherichia coli. Biochemistry (1982) 21, 3077-3082.

97. Wiggers R.J., Hadian H., Traut R.R., Oleinikov A.V., Glitz D.G. Localization of two domains of a mutant form of Escherichia coli protein L7/L12 that binds the large ribosomal subunit as a single dimer. Biochimie (1997) 79, 365-372.

98. Bushuev V.N., Gudkov AT. Nuclear magnetic resonance techniques for studying structure and function of ribosomes. Methods in Enzymology (1988) 164, 148-158.

99. Gudkov A.T., Bubunenko M.G. Conformational changes in ribosomes upon interaction with elongation factors. Biochimie (1989) 71, 779-785.

100. Gudkov A.T., Gongadze G.M. The L7/L12 proteins change their conformation upon interaction of EF-G with the ribosorne. FEBS Lett. (1984) 176, 32-35.

101. Bubunenko M.G., Gudkov A.T. Elongation factors Tu and G change their conformation on interaction with ribosomes. Biomed. Sci. (1990) 1, 127-132.

102. Kay A., Sander G., Grunberg-Monago M. Effect of ribosomal protein L12 upon initiation factor IF-2 activities. Biochem. Biophys. Res. Commun. (1973) 51, 979986.

103. Fakunding J.L., Traut R.R., Hershey J.W.B. Dependence of initiation factor IF-2 activity on proteins L7 and L12 from Escherichia coli 50 S ribosomes. J. Biol. Chem.

(1973) 248, 8555-8559.

104. Kischa K.W., Moller W., Stoffler G. Reconstitution of a GTPase activity by a 50S ribosomal protein from E. coli. Nat. New Biol. (1971) 233, 62-63.

105. Hamel E., Koka M., Nakomoto T. Requirement of an E. coli 50S ribosomal protein component for effective interaction of the ribosorne with T and G factors and with guanine triphosphate. J. Biol. Chem. (1972) 247, 805-814.

106. Brot N., Tate W.P., Caskey C.T., Weissbach H. The requirement for ribosomal proteins L7 and L12 in peptide-chain termination. Proc. Natl. Acad. Sci. USA

(1974) 71, 89-92.

107. Clore G.M., Gronenborn A.M. Application of three and four-dimensional heteronuclear NMR spectroscopy to protein structure determination. Progress in NMR spectr. (1991) 23, 43-92.

108. Wutrich R. Protein structure determination in solution by NMR spectroscopy. Science (1989) 243, 45-50.

109. Clore G.M., Gronenborn A.M. Multidimensional heteronuclear NMR of proteins. Methods in ENZYMOLOGY (1994) 239, 349-362.

110. Wutrich K. NMR of proteins and nucleic acids. John Wiley, New York. (1986).

111. Gronenborn A.M., Bax A., Wingfield P.T., Clore G.M. A powerful method of sequential proton resonance assighnment in proteins using relayed 15N-1!! multiple quantum coherence spectroscopy. FEBS Lett. (1989) 243, 93-98.

112. Muller L. Sensitivity enhanced determination of weak nuclei using heteronuclear multiple quantum coherence. J. Am. Chem. Soc. (1979) 4481-4484.

113. Bax A., Ikura M., Kay L.E., Torchia D.A., Tschudin R. Comparison of different modes of two-dimensional reverse-correlation NMR for study of proteins. J. Magn. Reson. (1990) 86, 304-318.

114. Ranee M., Sorensen O.W., Bodenhausen G., Wagner G., Ernst R.R., Wutrich K. Improved spectral resolution in COSY 1H-NMR spectra of proteins via double quantum fdtering. Biochem. Biophys. Res. Comun. (1983) 117, 479-485.

115. Bax A., Davis D.G. MLEV-17-based two-dimensional homonuclear magnetization transfer spectroscopy. J. Magn. Res. (1985) 65, 355-360.

116. Jeener J., Meier G.N., Bachman P., Ernst R.R. Investigation of exchange processes by two-dimensional NMR spectroscopy. J. Chem. Phys. (1979) 71, 45464553.

117. Bodenhausen G., Ruben D.J. Natural abudance nitrogen-15 NMR by enhanced heteronuclear spectroscopy. Chem. Phys. Lett. (1980) 69, 185-189.

118. Marion D., Driscoll P.C., Kay L.E., Wingfield P.T., Bax A., Gronenborn A.M., Clore G.M. Overcoming the overlap problem in the assignment of ]H~NMR spectra of lerger proteins by use three-dimensional heteronuclear ¡H-^N HartmanHahn-multiple quantum coherence spectroscopy and Nuclear Overhauser-multiple quantum coherence spectroscopy: application to interleukin 1(3 Biochemistry. (1989) 23, 6150-6156.

119. Zhang, O., Kay, L.E., Olivier J.P., Forman-Kay J.D. Backbone 1H and 15N resonance assignments of the N-terminal SH3 domain of drk in folded and unfolded states using enhanced-sensitivity pulsed field gradient NMR techniques. J. Biomol. NMR (1994) 4, 845-858.

120. Frenkiel T., Bauer C., Carr M.D., BirdsallB., Feeney J. HMQC-NOESY-HMQC, a 3-dimensional NMR experimant wich allows detection of nuclear Overhauser effects between protons with overlapping signals. J. Magn. Reson. (1990) 90, 420-425.

121. Bartels C., Xia T.-H., Billeter M., Guntert P., Wuthrich K. The program XEASY for computer-supported NMR spectral analysis of biological macromolecules. J. Biomol. NMR (1995) 6, 1-10.

122. Wuthrich K.W., Grathwohl C. A novel approach for studies of the molecular conformations in flexible polypeptides. FEBS Lett. (1974) 43, 337-340.

123. MacArthur M.W., Thornton J.M. Influence of proline residues on protein conformation. J. Mol. Biol. (1991) 218, 397-412.

124 Stewart D.E., Sarkar A., Wampler J.E. Occurrence and role of cis peptide bonds in protein structures. J Mol Biol 1990 Jul 5;214(l):253-260

125. Wishart D.S., Sykes B.D., Richards F.M. Relationship between nuclear magnetic resonance chemical shift and protein secondary structure. J. Mol. Biol. (1991) 222, 311-333.

126. Oleinikov A.V., Jokhadze G.G., Traut R.R. Escherichia coli ribosomal protein L7/L12 dimers remain fully active after interchain crosslinking of the C-terminal domains in two orientations. Proc. Natl. Acad. Sci. USA (1993) 90, 9828-9831.

127. Marion D., Ikura M., Tschudin R., Bax A. Rapid recording of 2D NMR spectra without phase cycling. Application to the study of hydrogen exchange in proteins. J. Magn. Reson. (1989) 85, 393-399.

128. Gooley P.R., Caffrey M.S., Cusanovich M.A., MacKenzie N.E. Mutations Pro->Ala-35 and Tyr->Phe-75 of Rhodobacter capsulatus Ferrocytochrome C2affectprotein backbone dynamics: measurements of individual amid proton exchange rate constants by 1H-15N HMQC spectroscopy. Biochemistry. (1992) 31, 443-450.

129. Bax A., Davis D.G. Rotating-frame Overhauser effect spectroscopy. J. Magn. Res. (1985) 63, 207.

130. Meiering E.M., Wagner G. Detection of long-lived bound water molecules in complexes of Human Dihydrofolate Reductase with methotrexate and NADPH. J. Mol. Biol. (1995) 247, 294-308.

131. Otting G., Wutrich K. Studies of protein hydration in aqueous solution by direct NMR observation of individual protein-bound water molecules. J. Am. Chem. Soc. (1989) 111, 1871-1875.

132. Guntert P., Mumenthaler C., Wuthrich K. Torsion angle dynamics for NMR structure calculation with the new program DYANA. J. Mol. Biol. (1997) 273, 283-298.

133. Guntert P., Braun W., Wuthrich K. Efficient computation of 3D protein structures in solution from NMR data using the program DIANA and supporting programs CALIBA, HABASand GLOMSA. J. Mol. Biol. (1991) 217, 517-530.

134. Jaravine V.A., Nolde D.E., Reibarkh M.J., Korolkova Y.V., Kozlov S.A., Pluzhnikov K.A., Grishin E.V., Arseniev A.S. Three-dimensional structure of toxin OSK1 from Orthochirius scrobiculosus scorpion venom. Biochemistry. (1997) 36, 12231232.

135. Mumenthaler C., Guntert P., Braun W., Wutrich K. Automated combined assignment of NOESY spectra and three-dimensional protein structure determination. J. Biomol. NMR (1997) 10, 351-362.

136. Baker E.N., Hubburd R.E. Hydrogen bonding in globular proteins. Prog. Biophys. Mol. Biol. (1984) 44, 97-179.

137. Szypersky T., Guntert P., Otting G., Wuthrich K. Determination of scalar coupling constants by inverse Fourier transformation of in-phase multiplets. J. Magn. Reson. (1992) 99, 552-560.

138. Archer S.J., Ikura M., Torchia D.A., Bax A. An alternative 3D NMR technique for correlating backbone 15N with side chain Hfi resonances in larger proteins. J. Magn. Reson. (1991) 95, 636-641.

139. Guntert P., Billiter M., Ohlenschlager O., Brown L.R., Wuthrich K. Conformational analysis of protein and nucleic acid fragments with new grid search algorithm FOUND. J. Mol. Biol. (1998) in press.

140. Karplus M. Vicinal proton coupling in nuclear magnetic resonance. J. Am. Chem. Soc. (1963) 85, 2870 - 2871.

141. Pardi A., Billeter M., Wuthrich K. Calibration of the angular dependence of the amide proton-Ca proton coupling constants, 3JnNa> a globular protein. Use of 3JfjNa for identificationof helical secondary structure. J. Mol. Biol., 1984, v. 180, p. 741 -751.

142. DeMarco A., Llinas M. and Wuthrich, K. 1H-15N spin-spin couplings in alumichrome. Biopolymers (1978) 17, 2727-2742.

143. Schaumann T., Braun W., Wuthrich K. The program FANTOM for energy refinement of polypeptides and proteins using a Newton-Raphson minimizer in torsion angle space. Biopolymers (1990) 29, 679-694.

144. Koradi R., Billeter M., Wuthrich K. MOLMOL: a program for display and analysis of macromolecular structures. J. Mol. Graphics (1996) 14, 51-55.

145. Ramachandran G.N., Ramakrishnan C., Sasisekharan V. Stereochemistry of polypeptide chain configurations. J. Mol. Biol. (1963) 7, 95-99.

146. Efimov A.V. Standart structures in proteins. Prog. Biophys. Molec. Biol. (1993) 60, 201-239.

147. Efimov A.V. Structure of a-a-hairpins with short connections. Protein Engineering. (1991) 4, 245-250.

148. Efimov A.V. A noval super-secondary structure of proteins and the relation between the structure and the amino acid sequence. FEBS Lett. (1984) 166, 33-38.

149. Sternberg M., Thornton J. On the conformation of proteins: the handedness of the beta-strand-alpha-helix-beta-strand unit. J Mol Biol. (1976) 105, 367-382.

150. Crawford J.L., Lipscomb W.N., Schellman C.G. The reverse turn as a polypeptide conformation in globular proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA (1973) 70, 538-542.

151. Richardson J.S. The anatomy and taxonomy of protein structure. Adv Protein Chem. (1981) 34, 167-339.

152. Kamtecar S., Schiffer J.M., Xiong H.Y., Babik J.M. Protein design by binary patterning of polar and nonpolar amino acids. Science (1993) 262, 1680-1685.

153. Ben-Tal N., Honig B., Peitzsch R.M., Denisov G., McLaughlin S. Binding of small basic peptides to membranes containing acidic lipids: theoretical models and experimental results. Biophys. (1996) 71, 561 - 575.

154. Efremov R.G., Gulyaev D.I., Vergüten G., Modyanov N.N. Application of three-dimensional molecular hydrophobicity potential to the analysis of spatial organization of membrane domains in proteins: I. Hydrophobic properties of transmembrane segments of Na+, K(+)-ATPase. J. Prot. Chem. (1992) 11, 665-675.

155. Efremov R.G., Gulyaev D.I., Modyanov N.N. Application of three-dimensional molecular hydrophobicity potential to the analysis of spatial organization of membrane protein domains. II. Optimization of hydrophobic contacts in transmembrane hairpin structures ofNa+, K(+)-ATPase. J. Prot. Chem. (1992) 11, 699-708.

156. Efremov R.G., Gulyaev D.I., Modyanov N.N. Application of three-dimensional molecular hydrophobicity potential to the analysis of spatial organization of membrane protein domains. II. Modeling of intramambrane of Na+, K(+)-ATPase. J. Prot. Chem. (1992) 12, 143-152.

157. Golovanov A.P., Efremov R.G., Jaravine V.A., Vergüten G., Kirpichnikov M.P., Arsenyev A.S. A new method to characterize hydrophobic organization of proteins: application to rational protein engineering of barnase. J. Biomol. Struct. Dyn. (1998) 15, 673-687.

158. Xu D., Lin S.L., Nussinov R. Protein binding versus protein folding: the role of hydrophilic bridges in protein associations. J. Mol. Biol. (1997) 265, 68-84.

159. Golovanov A.P., Volynsky P.E., Korchuganova S.B., Arseniev A.S. Recognizing misfolded and distarted protein structures by the assumption-based similarity score. Protein Eng. (1998) in press.

160. Kneller D.G., Cohen F.E., Langridge R. Improvements in Protein Secondary Structure Prediction by an Enhanced Neural Network. J. Mol. Biol. (1990) 214, 171182.

161. Rost B., Sander C. Prediction of protein secondary structure at better than 70% accuracy. J Mol. Biol. (1993) 232, 584-599.

162. Salamov A.A., Solovyev V.V. Protein secondary structure prediction using local alignments. J. Mol. Biol. (1997) 268, 31-36.

163. Appel R.D., Bairoch A., Hochstrasser D.F. A new generation of information retrieval tools for biologists: the example of the ExPASy WWW server. Trends Biochem. Sei. (1994) 19, 258-260.

164. Gudkov AT., Tumanova L.G., Venyaminov S.Yu., Khechinashvili N.N. Stoichiometry and properties of the complex between ribosomal proteins L 7 and L10 in solution. FEBS Lett. (1978) 93, 215-218.

165. Amos L.A., Cross R.A. Structure and dynamics of molecular motors. Curr. Opin. Struct. Biol. (1997) 7, 239-246.

166. Noji H., Yasuda R., Yoshida M. and Kinosita K.Jr. Direct observation of the rotation ofFj-ATPase. (1997) Nature 386, 299-302.

167. Бушуев B.H. Структура белков бактериальных рибосом. Дисс. докт. биол. наук. Москва, 1988.

168. Gueron М., Plateau P., Decorps М. Solvent signal suppression in NMR. Prog. Nucl. Mag. Res. Spec. (1991) 23, 135-210.

169. Kay L.E. Field gradient techniques in NMR spectroscopy. Curr. Opin. Struct. Biol. (1995) 5, 674-681.

170. Plotto M., Saudek V., Sklenar V., Gradient-tailored excitation for single-quantum NMR spectroscopy of aqueous solutions. J. Biom. NMR (1992) 2, 661-665.

171. Hwang T.L., Shaka A.J. Water suppression that works. Excitation sculpting using arbitrary waveforms and pulsed field gradients. J. Magn. Res. (1995) 112, 275-279.

172. Krishnamurthy V.V. Some applications of excitation sculpting. (1996) 8, 23-26.

173. Smallcombe S.H. Solvent subtraction by time domain digital filtering dramatically improves 2D, 3D results. Magnetic Moments (1994) 6, 4-7.

174. Bloembergen N., Pound R.V. Radiation damping in magnetic resomamce experiments. Phys. Rev. (1954) 93, 8-12.

175. Keeler J., Clowes R.T., Davis A.L., Laue E.D. Pulsed-fieldgradients: theory and practice. Methods based on selective pulses. Methods in ENZYMOLOGY (1994) 239, 178-179.

176. Anklin C., Rindlisbacher M., Otting G., Laukien F.H. A probehead with switchable quality factor. Suppression of radiation damping. J. Magn. Res. (1995) 106, 199-201.

177. Gray G.A. Suppression of radiation damping using standart Z-axis PFG probes. Magnetic Moments (1996) 8(2), 1-7.

178. Edison A.S., Abildgaard, Westler W.M., Mooberry E.S., Markley J.L. Practical introduction to theory and implementation of multinuclear, multidimensional nuclear magnetic resonance experiments. Methods in ENZYMOLOGY (1994) 239, 3-79.

179. Vuister G.W., Grzesiek S., Delaglio F., Wang A.C., Tschudin A.C., Zhu G., Bax A. Measurements of homo- and heteronuclear J couplings from quantitative J correlation. Methods in ENZYMOLOGY (1994) 239, 79-105.

180. Eberstadt M., Gemmecker G., Mierke D.F., Kessler H. Scalar coupling constants - their analysis and their application for the elucidation of structures. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. (1995) 34, 1671-1695.

181. Peng J.W., Wagner G. Investigation of protein motions via relaxation measurments. Methods in ENZYMOLOGY (1994) 239, 563-595.

182. Lane A., Lefevre J.F. Nuclear magnetic resonance measurments of slow conforamtional dynamics in macromolecules. Methods in ENZYMOLOGY (1994) 239, 596-619.

183. Shaka A.J., Keeler J., Frenkiel T. and Freeman R. An improved sequence for broadband decoupling: WALTZ-16. J. Magn. Reson. (1983) 52, 335-338.

184. States D. J., Habercorn R. A., Ruben, D. J. 2D NOE with pure absorption phase in four quadrants. J. Magn. Reson. (1982) 48, 286-292.

185. Cavanagh J., Ranee M. J. Magn. Reson. (1992) 96, 670-678.

186. Kay L.E., Bax A. New methods for measurement of NH-CH coupling constants in 15N-labeledproteins. J. Magn. Reson. (1990) 86, 110-126.

187. Lippens G., Dhalluin C., Wieruszeski J.-M. Use of a water flip-back pulse in the homonuclear NOESY experiment. J. Biomol. NMR (1995) 5, 327-331.

188. Abe H., Braun W., Noguti T., Go N. Rapid calculation of first and second derivatives of conformational energy with respect to dihedral angles for proteins. General recurrent equations. Computers & Chemistry (1984) 8, 239-247.

189. Golovanov A.P., Efremov R.G., Jaravine V.A., Vergoten G., Arsenyev A.S. Amino acid residue: is it structural or functional ?FEBS Lett. (1995) 375, 162-166.