Производные пиримидиновых нуклеозидов с широким спектром противомикробной активности тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Негря Сергей Дмитриевич

• Негря Сергей Дмитриевич
• кандидат наук
• 2021

Оглавление диссертации кандидат наук Негря Сергей Дмитриевич

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Нуклеозидные производные, проявляющие ингибирующую активность в отношении бактерий и грибов

1.1.1 Нуклеозидные ингибиторы биосинтеза клеточной стенки бактерий

1.1.2 Нуклеозидные ингибиторы хитинсинтазы

1.1.3 Ингибиторы биосинтеза компонентов нуклеиновых кислот

1.2 Производные пиримидиновых нуклеозидов - ингибиторы роста M. tuberculosis

1.2.1 Ингибиторы тимидилатсинтазы

1.2.2 Ингибиторы тимидинмонофосфаткиназы

1.2.3 Ингибиторы M. tuberculosis с неустановленной мишенью

1.3 Заключение

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

2.1 Производные 5-замещенных 2'-дезоксиуридинов, содержащие модификации в углеводном фрагменте

2.1.1 5,5'-Модифицированные производные 2',5'-дидезоксиуридина

2.1.2 Водорастворимые депо-формы производных 2'-дезоксиуридина

2.2 Производные 2'-дезоксиуридинов, содержащие модификации в нуклеиновом основании

2.2.1 5-Алкилтиометильные производные 2'-дезоксиуридина

2.2.2 5-Замещенные производные 6-аза- и 2-тио-6-аза-2'-дезоксиуридина

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Материалы и методы

Метод 1. Общий метод проведения реакции 1,3-диполярного циклоприсоединения

Метод 2. Общий метод синтеза 5'-О-(трет-бутил)диметилсилильных производных 5-замещенных 2'-дезоксиуридинов

Метод 3. Общий метод синтеза 3'-О-(трет-бутил)диметилсилильных производных 5-замещенных 2'-дезоксиуридинов

Метод 4. Общий метод введения карбонилтри- или тетраэтиленгликолевой группы

Метод 5. Общий метод деблокирования (трет-бутил)диметилсилильной группы

Метод 6. Общий метод синтеза 5-алкилтиометил-2'-дезоксиуридинов

Метод 7. Общий метод реакции трансгликозилирования

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

Ac - ацетил

AIBN - азобисизобутиронитрил Ar - арил

AZT - З'-азидотимидин, зидовудин AZT-MP - 5'-монофосфат З'-азидотимидина Bz - бензоил Bn - бензил

Boc - дареда-бутоксикарбонил

BOP - гексафторфосфат бензотриазол-1-

илокситрис(диметиламино)фосфония BSA - бис(триметилсилил)ацетамид Cbz - бензилоксикарбонил CD50 - цитотоксическая доза, при которой

происходит гибель 50% клеток CDI - 1,1 ' -карбонилдиимидазол CDTri - 1,1'-карбонилдитриазол CH2THF - 5,10-метилентетрагидрофолат Cin - циннамоил

COSY - гомоядерная корреляционная ЯМР-

спектроскопия CuAAC - катализируемое медью азид-

алкиновое циклоприсоединение DAST - диэтиламиносульфотрифторид DIAD - диизопропилазодикарбоксилат DIBAL-H - гидрид диизобутилалюминия DME - 1,2-диметоксиэтан DMAP - 4-диметиламинопиридин DMP - 2,2-диметоксипропан DMTr - диметокситритил dUMP - 5'-монофосфат 2'-дезоксиуридина EC50 - концентрация соединения, при которой наблюдается эффект, равный 50% от максимального

Et - этил

FAD - флафинадениндинуклеотид FADH2 - восстановленная форма

флафинадениндинуклеотида FDA - Управление по санитарному надзору качества пищевых продуктов и медикаментов США GlcNAc - #-ацетилглюкозамин HBTU - гексафторфосфат 2-(1H-бензотриазол-1 -ил)-1,1,3,3-тетраметилурония HMBC - многосвязная корреляционная

ЯМР-спектроскопия HMDS - гексаметилдисилазан HOBT - 1-гидроксибензотриазол IC50 - концентрация вещества, необходимая

для ингибирования процесса на 50% /Pr - изопропил Ki - константа ингибирования m-CPBA - мета-хлорпербензойная кислота МС - молекулярные сита Me - метил МОМ - метоксиметил MraY - фосфо-#-ацетил-мурамоил-

пентапептид-транслоказа n/a - нет активности Naph - нафтил NBS - #-бромсукцинимид nBu - н-бутил NCS - #-хлорсукцинимид NOESY - ЯМР-спектроскопия с ядерным

эффектом Оверхаузера Ph - фенил

Piv - пивалоил PMB - пара-метоксибензил PMP - пара-метоксифенил PPY - пирролидинопиридин r.t. - комнатная температура t1/2 - время полугидролиза i-Bu - трет-бутил TBAF - фторид тетрабутиламмония TBDMS - трет-бутилдиметилсилил TC50 - медианная токсическая доза TEG - триэтиленгликоль TES - триэтилсилил TetEG - тетраэтиленгликоль Tf - трифторметансульфонат (трифлат) THF - тетрагидрофолат TMP - 5'-монофосфат тимидина TMS - триметилсилил Tol - толуил tr - время реакции Tri - 1,2,3-триазолил Ts - пара-толуолсульфонил (тозил) UDP-GlcNAc - уридин-дифосфат-#-ацетилглюкозамин

АТФ (ATP) - аденозинтрифосфат ВИЧ - вирус иммунодефицита человека ВЭЖХ - высокоэффективная жидкостная

хроматография ДМСО - диметилсульфоксид ДМФА - диметилформамид ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота ДХМ - дихлорметан ДХЭ - 1,2-дихлорэтан ДЦК - дициклогексилкарбодиимид М.д. - миллионная доля МИК (MIC) - минимальная ингибирующая

концентрация н/д - нет данных РНК - рибонуклеиновая кислота ТГФ - тетрагидрофуран ТСХ - тонкослойная хроматография ТФУ - трифторуксусная кислота УФ (UV) - ультрафиолет ФХ - флэш-хроматография ХС - хитинсинтаза ЯМР - ядерный магнитный резонанс

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Производные пиримидиновых нуклеозидов с широким спектром противомикробной активности»

ВВЕДЕНИЕ

Участие микроорганизмов в жизни человека чрезвычайно велико. Некоторые из них необходимы для выживания и сохранения здоровья людей, животных и растений, в то время как патогенные бактерии и вирусы, вызывают инфекционные заболевания.

Открытый в начале ХХ века А. Флемингом пенициллин с 40-х годов широко используется для лечения бактериальных инфекций [1]. С тех пор антибиотики стали неотъемлемой частью жизни человека и применяются не только в целях терапии, но и, например, в сельском хозяйстве [2]. Однако повсеместное использование антибиотиков привело к возникновению и быстрому распространению резистентности у микроорганизмов. На данный момент всё больше как известных, так и новых штаммов бактерий, оказываются невосприимчивыми к используемым лекарствам. Существует мнение о том, что человечество вступает в пост-антибиотиковую эру, когда даже распространенные инфекции или небольшие повреждения могут оказаться опасными для жизни [3, 4]. В докладе Всемирной Организации Здравоохранения от 2020 года говорится о широком распространении резистентных микроорганизмов, что существенно затрудняет лечение инфекций, вызванных не только бактериями, но и грибами, паразитами и вирусами [5]. Каждый год от инфекций, вызванных лекарственно-устойчивыми бактериями, умирает около 700 тысяч человек, и это число к 2050 году может вырасти до 10 миллионов [6].

Резистентность микроорганизма к антибиотику может развиться по нескольким механизмам: инактивация или деградация антибиотика ферментом (наиболее древний механизм, эффективный против Р-лактамов), ингибирование поглощения или активное выведение антибиотика из клетки (часто используется против тетрациклинов, макролидов и фторхинолонов) и изменение структуры рецептора. Возможно, существуют и иные, альтернативные, механизмы [3]. Большинство генов резистентности локализованы в плазмидах, что делает возможным их наследуемость и горизонтальный перенос к другим бактериям. На данный момент найдены примеры резистентности для каждого класса антибиотиков вне зависимости от их механизма действия [7-9].

Большинство применяемых в настоящее время классов антибиотиков было открыто еще до 70-х годов прошлого века [10]. Такая низкая активность поиска новых противомикробных соединений может быть объяснена высокими денежными и временными затратами для вывода лекарства на рынок, а также ограниченным набором методов выявления соединений-лидеров [11]. Кроме того, подавляющая часть существующих антибиотиков проявляет значительную цитотоксичность, что ограничивает возможности их применения. Очевидно, что существует острая необходимость в создании новых классов антибиотиков, которые будут действовать на новые мишени и обладать активностью против резистентных штаммов микроорганизмов.

Одним из перспективных классов противомикробных соединений являются производные компонентов нуклеиновых кислот: нуклеозидов, нуклеотидов, а также их аналогов. Данные молекулы участвуют в большом количестве биологических процессов, среди которых, например, хранение генетической информации, экспрессия генов, энергетический метаболизм и клеточная сигнализация. Эти процессы жизненно важны для всех живых организмов, включая бактерии и грибы. Аналоги нуклеозидов являются одним из самых важных классов препаратов, применяемых в клинике. Наиболее распространено использование нуклеозидных аналогов в качестве противовирусных и противоопухолевых средств [12]. Однако, в последнее время появляется всё больше данных об их эффективности против микроорганизмов. На данный момент, ингибирующая активность нуклеозидов выявлена как среди выделенных из природных источников, так и среди синтетических аналогов [13-15]. Также были найдены противомикробные свойства у уже известных нуклеозидов, которые применялись или применяются для лечения других заболеваний [4, 16]. Существует не так много данных о клинических испытаниях нуклеозидов в качестве противобактериальных препаратов. В связи с этим их исследования могут стать важным шагом для начала использования их в качестве полноценных антибиотиков.

Не так давно, в лаборатории молекулярных основ действия физиологически активных соединений Института молекулярной биологии им. В. А. Энгельгардта РАН была обнаружена противомикобактериальная активность группы пиримидиновых нуклеозидов, имеющих протяженный алкильный заместитель в С-5 положении гетероциклического основания [17-22]. Однако дальнейшее исследование их ингибирующей активности против других штаммов бактерий оказалось затруднено ввиду низкой растворимости соединений в водно-органических растворах. Поэтому для изучения их противобактериальной активности представлялось целесообразным получение водорастворимых форм подобных нуклеозидов. Кроме того, для поиска соединений-лидеров необходимо дальнейшее изучение вклада модификаций различных фрагментов структуры нуклеозидов, в их биологические свойства.

Целью данной работы являлось создание ингибиторов роста микроорганизмов на основе производных пиримидиновых нуклеозидов, включая их депо-формы.

В ходе работы решались следующие задачи:

1) Разработка рациональных методов синтеза и получение производных пиримидиновых нуклеозидов, содержащих модификации как в нуклеиновом основании, так и в углеводном фрагменте.

2) Изучение влияния модификаций полученных соединений на их биологические свойства.

3) Дизaйн и синтез водоpaствоpимых депо-фоpм ^отводных пиpимидиновых нyклеозидов.

4) Атализ pезyльтaтов исследовaния пpотивобaктеpиaльной aктивности полyченных сеpий ^отводных нyклеозидов.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Нуклеозидные производные, проявляющие ингибирующую активность в отношении бактерий и грибов

1.1.1 Нуклеозидные ингибиторы биосинтеза клеточной стенки бактерий

Бактерии являются прокариотическими одноклеточными микроорганизмами и, в отличие от эукариот, не имеют сформированного ядра, окруженного ядерной оболочкой (Рисунок 1).

Рисунок 1. Общая структура грамположительных и грамотрицательных бактерий и возможные мишени действия антибиотиков [15].

Как правило, бактериальные клетки в 10 раз меньше эукариотических и имеют размеры от 0.2 до 700 мкм в диаметре. В состав бактерий входят 5 ключевых структурных компонентов: нуклеоид и плазмиды, содержащие генетическую информацию, рибосомы, необходимые для синтеза белков, а также клеточная мембрана и клеточная стенка, которые формируют защитный барьер. Клеточная стенка защищает, в том числе, клетку от осмотического шока и физических повреждений [23]. Дополнительные органеллы включают в себя жгутики, обеспечивающие движение бактерии, и пили, которые используются для прикрепления к хозяину или другим бактериям (Рисунок 1). Традиционно бактерии подразделяются на грамположительные и грамотрицательные. Грамположительные бактерии имеют толстую клеточную стенку, состоящую из множества слоев пептидогликана. Перпендикулярно слоям пептидогликана

Ингибирова синтеза бел!

Пнгибирование синтеза ДНК или РНК

о

Грамположительные Грамотрицательные

расположены группы анионных гликополимеров, называемых теихоевыми кислотами. Грамотрицательные бактерии обладают сравнительно тонкоИ клеточноИ стенкоИ, состоящей только из нескольких слоев пептидогликана и окруженной внешней мембраной, которая содержит липополисахариды [23].

Мишенями действия противобактериальных антибиотиков являются различные ферменты, участвующие в биосинтезе различных компонентов клетки (Рисунок1), из которых биосинтез клеточной стенки имеет наиважнейшее значение [24].

Пептидогликан клеточной стенки содержит параллельно расположенные цепи полисахарида, состоящего из №ацетилглюкозамина (GlcNAc) и №ацетилмурамовой кислоты (MurNAc), соединенные Р-(1,4)-связью (Рисунок 2).

Боковая цепь MurNAc продолжается пентапептидной структурой из (L)-Ala-(D)-Glu-X-(D)-Ala-(D)-Ala, где Х является (L)-Lys для грамположительных и мезо-диаминопимелиновая кислота (m-DAP) для грамотрицательных бактерий. Такой «сшитый» тип структуры пептидогликана придает клетке механическую прочность и форму, а также обеспечивает барьер для выдерживания внутреннего осмотического давления [25]. Тем не менее, пептидогликан обладает достаточной пластичностью, чтобы позволить клетке расти и делиться. Благодаря своему быстрому обмену, пептидогликан является привлекательной мишенью для антибиотиков [26]. Синтез пептидогликана представляет собой трехстадийный процесс, который происходит как в цитоплазме, так и на внутренней и внешней стороне плазматической мембраны. Этот процесс требует участия ряда ферментов, которые, поэтому, наиболее интересны для разработки противобактериальных лекарств (Рисунок 2) [27].

Рисунок 2. Структура и биосинтез пептидогликана [15].

Поскольку клеточная стенка присутствует в бактериях, но отсутствует в клетках млекопитающих, она является важной мишенью действия для многих антибиотиков и обладает огромным потенциалом для разработки селективных лекарственных средств. Выделено большое число природных соединений с нуклеозидной структурой и охарактеризована их способность ингибировать синтез клеточной стенки [13, 33]. С целью расширить противобактериальный и противогрибковый спектр активности и улучшить биодоступность соединений, были также разработаны синтетические аналоги природных нуклеозидных производных.

Важные классы противобактериальных нуклеозидных аналогов выделены из природных источников, и обнаружена их способность ингибировать синтез пептидогликана путем взаимодействия с ферментом фосфо-К-ацетил-мурамоил-пентапептид-транслоказой (МгаУ). Среди них была охарактеризована группа сходных по строению классов нуклеозидных аналогов: 1) туникамицины, которые были выделены из Б^ерЮтусез lysosuperficus и Б^ерЮтусез chartreusis в 1971 году [34], 2) стрептовирудины, выделенные несколькими годами позже из различных штаммов Streptomyces [35] и 3) коринетоксины, выделенные из штаммов СогупеЬа^епит [36]. Данные классы антибиотиков имитируют бис-субстратный интермедиат транслоказы MraY и состоят из пяти структурных фрагментов: урацил (А), рибоза (В), галактозамин (С), Ы-ацетилглюкозамин (О) и жирная кислота (Рисунок 3). Структурные различия состоят в наличии дигидроурацила для стрептовирудинов и более длинного жирнокислотного фрагмента для коринетоксинов.

А)

о

А

11 =

................. к_у

| ! он он

. ! . В

п = 7 1а

п = 8 1Ь

п = 9 1с

п = 10 1(1

п =11 1е

п = 9 И

п = 9 1в

п = 10 1Ь

п = 11 11

п = 12 11

ОН

Б)

Х = БНи Ы =

х = и к =

н<

В)

Рисунок 3. Общая структура туникамицинов (А), стрептовирудинов (Б) и коринетоксинов

(В).

Соединения показали значительную активность в отношении грамположительных бактерий, в особенности против штаммов Bacilli (0.1-20 мкг/мл для туникамицинов, 0.31-10 мкг/мл для стрептовирудинов и 0.1-0.8 мкг/мл для коринетоксинов). Также была обнаружена умеренная активность стрептовирудина 2d против Mycobacterium smegmatis в концентрации 3.1 мкг/мл. Однако данные нуклеозиды оказались токсичными при исследовании на мышах [34, 35] из-за ингибирования №ацетил-а-0-глюкозамин-1-фосфаттрансферазы [37-39], блокируя N-гликозилирование белков эукариот. С целью дальнейшего поиска ингибиторов синтеза пептидогликана, которые обладали бы пониженной токсичностью против эукариотических клеток, был открыт ряд новых классов нуклеозидных аналогов, содержащих пептидный фрагмент (группа муреидомицинов: муреидомицины, пацидамицины, напсамицины, сансанмицины), липофильный фрагмент (группа липозидомицинов: липозидомицины, капразамицины), липопептидный фрагмент (группа мураимицинов) и капролактамный фрагмент (группа капурамицинов) (Рисунок 4). Данные классы хорошо изучены и представлены в ряде обзоров [13, 15, 40, 41].

А)

Б)

R = Gly, Ala АА2 = Ala, А, В, С он АА, = Ala, Leu, Met

АЛ5 = m-Туг, Phe, Туг, Trp

Г«"! о

Ï

0 снзу (А

"О' 6.

В)

Г)

6а

2 6Ь

6а,Ь

о »= 1А

ОН \/з I

н

н

нол

к ^о

7а-11

н,с

N

7Ь

7с

7Г

7Ь

Рисунок 4. Примеры структур антибиотиков групп муреидомицинов (А), липозидомицинов (Б), мураимицинов (В), капурамицинов (Г).

1.1.2 Нуклеозидные ингибиторы хитинсинтазы

Грибы являются эукариотами, обладают выраженным ядром и окруженными мембранами органеллами, и могут быть как одноклеточными, так и многоклеточными [28, 29]. Наибольшее различие между клетками грибов и млекопитающих состоит в наличии у первых внешней клеточной стенки. Грибная клеточная стенка является динамической системой, которая обеспечивает механическую защиту клетки (Рисунок 5) [29].

Другие различия можно найти в мембранной части, которая содержит эргостерин у грибов, а у млекопитающих - холестерин [29]. Путь биосинтеза эргостерина представляет собой ответвление мевалонатного пути, который, будучи специфичным для грибов, является хорошей мишенью для противогрибковой терапии [28]. Дополнительные терапевтические мишени могут включать в себя регуляторы биосинтеза грибковой ДНК или деления клетки, например, веретено деления.

Клеточная стенка грибов состоит из трех главных блоков: хитина (полимер GlcNAc), глюканов (полимеры глюкозы, которые служат в качестве сшивок между полимерными нитями хитина и придают жесткость клеточной стенке), и гликопротеинов [30]. Формирование и

перестройка клеточной стенки грибов включает многочисленные биосинтетические требует согласованных действий сотен грибковых белков.

пути и

Пнгибирование синтеза клеточной стенки \

\

/

Ингибированпе синтеза ДНК

I

синтеза клеточной

мембраны

Рисунок 5. Общая структура грибной клетки и возможные мишени действия [15].

Хитиновые и глюкановые компоненты синтезируются на плазматической мембране и выделяются в пространство клеточной стенки в процессе их синтеза (Рисунок 6). Синтез хитина осуществляется хитинсинтазой (ХС), интегральным белком, который катализирует перенос ИсКАс с помощью уридиндифосфата (ПОР) на растущую цепь хитина.

Полимерные цепи глюкана производятся связанными с плазматической мембраной глюкансинтазами. Внутри каждой цепи глюкана (примерно 1500 остатков глюкозы) некоторые остатки глюкозы становятся сайтами, к которым прикрепляются дополнительные цепи глюкана, создавая таким образом разветвленные структуры, которые сшиты между собой и с хитином.

Синтез гликопротеинов начинается на эндоплазматическом ретикулуме с котрансляционного присоединения К-связанных олигосахаридов. В аппарате Гольджи гликозилтрансфераза далее модифицирует белки, присоединяя к ним сахара и получая, таким образом, О-связанные и К-связанные олигосахариды. Некоторые гликопротеины претерпевают дальнейшую функционализацию с помощью гликозилфосфатидилинозитольного (ГФИ) якоря. Такие гликопротеины затем выделяются в пространство клеточной стенки, где они ковалентно связываются с частями хитина или глюкана через К-, О- или ГФИ-фрагменты. Данный процесс осуществляется с помощью ферментов гликозилгидролаз и гликозилтрансфераз.

Синтез хитина является мишенью для ряда противогрибковых препаратов, в том числе нуклеозидной природы [31]. Ингибирование синтеза глюкана также часто используется в качестве ингибирования синтеза клеточной стенки и предотвращения роста грибков [32].

Как гликозилирование, так и присоединение ГФИ-якоря являются важными составляющими процесса биосинтеза клеточной стенки. Их нарушение может оказать значительное влияние на структуру и функционирование клеточной стенки грибов, что также делает их привлекательной мишенью при дизайне противогрибковых лекарственных средств.

Рисунок 6. Структура и биосинтез хитина.

Первые ингибиторы ХС были выделены в 1960-х из Б^ерЮтусез Саеао1 var. а$оет1$ в результате скрининга антибиотиков, активных против фитопатогенных грибов [42]. Структура соединений состоит из нуклеозидной и пептидной частей с уридином в качестве пиримидинового основания (А), рибозы (В) и олигопептидного остатка (С) [43] (Рисунок 7). Данные соединения, названные полиоксин B, D, L и С, были особенно эффективны в качестве сельскохозяйственных фунгицидов. Позже, в 1976 году, из ферментационного бульона Б1терЮтусе$ tendae были выделены нуклеозиды, структурно схожие с полиоксинами, которые были названы никкомицин X и никкомицин Z.

Поскольку эти соединения являются ингибиторами ХС, они обладают широким спектром активности против грибов, но в то же время безвредны для растений и человека, у которых этот фермент отсутствует. Способность никкомицинов и полиоксинов ингибировать ХС возникает вследствие их структурного сходства с природным субстратом этого фермента, уридин-дифосфат-Ы-ацетилглюкозамина (UDP-GlcNAc) [44]. В частности, полиоксин В (8а) ингибировал действие ХС со значением ГС50 = 0.8 мгк/мл, тогда как никкомицины 9а и 9Ь

ингибировали ХС со значениями IC50 = 0.1 и 0.3 мгк/мл соответственно. При исследовании активности против двух штаммов дикого типа Candida albicans значения МИК для 8b составляли от 40 до 20 мгк/мл. В том же исследовании, значения МИК для 9а и 9b составили от 5 до 2.5 и от 10 до 20 мгк/мл соответственно [45]. Проблема противогрибковых агентов, ингибирующих образование клеточной стенки, состоит в том, что, хотя молекулы часто показывают хорошую активность in vitro против ферментов, их активность часто снижена в исследованиях in vivo. Такое различие в значениях возможно возникает в результате низкой проникающей способности, разной чувствительности грибковых штаммов к соединению и разных показателях быстродействия на животных моделях [46]. Эти данные побудили к проведению объемных исследований зависимости активности от структуры с целью обнаружения более биодоступных противогрибковых агентов. Известно, что полиоксины и никкомицины проникают внутрь клетки с помощью дипептидного транспортного пути [47]. С целью замещения терминального пептида были проведены исследования, в результате которых были синтезированы аналоги с лучшей способностью проникать внутрь клетки грибов [48].

с) Н (Ро1уохт Ь) а (Мккотуст X) Ь (№ккотуст Т)

«1) СН3 (Ро1уохш С)

Рисунок 7. Примеры структур полиоксинов и никкомицинов.

Для синтеза данных соединений (Рисунок 8) было использовано соединение 10, являющееся общим прекурсором для никкомицинов и полиоксинов. Этот прекурсор может быть получен с помощью многостадийного синтеза (Схема 1) [49]. Первым этапом синтеза полиоксина С (10) являлось бромирование енольного эфира 12 с последующим окислением по Байеру-Виллигеру, которое приводит к лактону 29 с высокой региоселективностью [50]. Алкоголиз лактона 29 аллиловым спиртом в присутствии метансульфоновой кислоты приводил к соединению 15 (66%), селективный гидролиз которого в системе этанол:вода 9:1 в присутствии каталитических количеств КЪ[Р(РЬ)з)з]С1 и 1,4-диазабицикло[2.2.2]октана (БАВСО) позволил селективно получить уроновую кислоту 16.

он он

но

10 IIa lib

Рисунок 8. Структуры полиоксина С (10), трипептидного аналога никкомицина X (11а) и аналога никкомицина Z (11b).

/

OTBDMS

......^о « /КЬо ш ='VCOOR '

-АХ ~ oJX^.......о^

12

13

14

15: R= Y^4 H

х- 15: R = /V Г

V 16: R =

HjN^/COOH

-О-

VNH N^O

N,. COOBn

4NH N-^O

N,. .COOBn

OAc OAc

20

10

OAc OAc

19

OTMS

n • .COOBn

OAc . v' V o^

OAc OAc

18

17

N OTMS

21

Схема 1. Синтез полиоксина С по методу Auberson.

Реагенты и условия:

i: Br2, ДХМ, -50 °C; ii: CF3CO3H, ДХМ, Na2HPÜ4, 20 °C; iii: MeOH, NaHCÜ3, 20 °C; iv: аллиловый спирт, CH3SO3H, 20 °C; iv: EtOH, H2O, [Rh(Ph3P)3]Cl, DABCO, A; v: CS2CO3, ДМФА, CsN3 затем BnBr; vi: AcOH, H2O, HCl (конц.), 60 °C; vii: Me3SiOTfl, 21, CH3CN, 60 °C; viii: EtOH, H2O, Pd/C, H2, 20 °C; ix: NH3, MeOH, 0-20 °C.

Реакция цезиевой соли уроновой кислоты 16 сначала с CsN3, а затем с бензилбромидом привела к 6-азидо-6-дезокси-(шлофуранозид)фуронату 17 (сохранение конфигурации при атоме С-5 возникает из-за участия в реакции карбоксилат-аниона). Ацидолиз соединения 17 с помощью (ACOH/H2O, HCl) приводил к смеси соответствующих ацетатов альфа- и бета-фуранозидов с выходом 43%. Такой низкий выход может быть объяснен достаточно жесткими условиями гидролиза аллильной группы. Гликозилирование смеси 18 с производным пиримидина 21 по

методу Форбрюггена [51] позволило получить нуклеозид 19 с выходом 82%. Каталитическое гидрирование (Рё/С, ШО/ЕЮН) привело к количественному выходу альфа-аминокислоты 20, которая затем была деацетилирована действием аммиака в метаноле с получением искомого полиоксина С (10) с общим выходом 4.8% (после двух перекристаллизаций).

Однако позднее был разработан другой метод синтеза [52], основанный на деградации полиоксина Б 22, который осуществлялся за меньшее число стадий и приводил к более высоким выходам (Схема 2). Реакция полиоксина Б с фенилизотиоцианатом по методу Эдмана приводила к тиомочевине 23, которую затем подвергали действию трифторуксусной кислоты (ТФУ). Полученный с выходом 97% таким образом 5-карбоксиполиоксин С декарбоксилировали бисульфитом натрия при рН = 4.5, что приводило к полиоксину С 10.

й

24

Схема 2. Синтез полиоксина С по методу Cooper.

Реагенты и условия:

i: PhNCS, пиридин, H2O, NaOH, r.t., pH = 8,5; ii: ТФУ, 20 °C; iii: NaHSOs, 50 °C, pH = 4.5.

С целью улучшить проникающую способность нуклеозидов внутрь патогенных микроорганизмов с помощью системы транспорта пептидов, Naider и сот. синтезировали ряд аналогов никкомицина, в которых терминальная аминокислота была замещена на ди- или трипептидный остаток [53]. Дипептидные производные были синтезированы в качестве препаратов двойного действия: нуклеозидный фрагмент как основной активный компонент и высвобождающаяся аминокислота, например, оксализин и ж-фторфенилаланин, обладающая цитотоксическим действием. К сожалению, дипетидные производные оказались неактивными

против C. albicans из-за резистентного действия пептидаз патогена или плохого узнавания соединений пептидной транспортной системой. Среди трипептидных производных, действующих в качестве пролекарств, только соединение 11а проникало внутрь клетки и гидролизовалось до активного соединения 9а (Рисунок 7, 8).

Однако, ни 11а (МИК = 83-166 мкг/мл), ни другие соединения в данной серии не обладали большей, чем никкомицин Х, активностью при тесте in vitro против C. albicans. Низкая эффективность производного 11а объяснялась низкой аффинностью к дипептидной транспортной системе, указывая на высокую структурную специфичность данной транспортной системы.

С целью поиска более активных ингибиторов ХС Obi и соавт. синтезировали серию более простых производных никкомицина с различными заместителями при терминальной аминокислоте (Схема 3) [54, 55]. Авторы использовали урацил-полиоксин С 10 в качестве исходного реагента. 5'-Аминогруппа данного соединения была подвергнута ацилированию с различными N-трет-бутоксикарбонилзащищенными производными аминокислот 27 в присутствии N- гидрокс ису к ни ним идя/ДЦК с целью получения защищенных производных никкомицина Z 25. Завершающей стадией синтеза являлось деблокирование аминогрупп действием ТФУ и последующим выделением с помощью ионнообменной хроматографии, что приводило к конечным продуктам 26. Авторы показали, что среди двадцати производных, соединение 11b, в котором отсутствовали бета-метильная и гамма-гидроксильная группы и находился фенантреновый остаток (Рисунок 8), имело немного большую ингибирующую активность по сравнению с 9b (IC50 = 0.31 мкг/мл и 0.39 мкг/мл соответственно).

Стоит отметить, что два хиральных атома у 9b можно удалить без потери активности, что существенно упрощает метод синтеза [55].

о

о

о

IÏ

соон

о соон

о соон

он он

соон

25

26

Схема 3. Синтез производных никкомицина. Реагенты и условия:

i: 27, N-гидроксисукцинимид, ДЦК; ii: ТФУ.

В 2003 году в литературе в качестве модельных ингибиторов ХС появились новые гетероароматические производные нуклеозидов [56]. Целью авторов была модификация UDP-GlcNAc путем замещения глюкопиранозильного остатка (А) на гетероароматический фрагмент, а пирофосфатный остаток - на фрагмент малоновой или винной кислоты или углеводный фрагмент. Соединения с данными структурными мотивами (28а^) были синтезированы с целью имитирования шестичленного комплекса Mg2+-пирофосфат, который формируется в активном центре фермента (Рисунок 9).

.........

hoV—о о

мн^о Ц о Ц о.

р р^

о=< |_ |_

\ о, о Мц

UDP-GlcNAc

28е

VJ

он он он он

Рисунок 9. Нуклеозидные ингибиторы ХС с гетарильными фрагментами.

2-Гидроксиметилхинолин 29а [57] и соответствующий бромид 30а [58] были получены в одну стадию согласно соответствующим процедурам. Производные гидроксипиримидина 29Ь и 30Ь были получены из 2-метил-5-гидроксипиридина 31 после защиты гидроксильной группы MOM-хлоридом (Схема 4) [59].

RO.

MOMO.

N

31: R = H

MOMO.

MOMO.

С л i: к =

32: R =

МОМ

33

N

♦

О

х-34: R = Ас

iv (

V29b:R = H

30b

Схема 4. Синтез производных гидроксипиримидина 29Ь и 30Ь. Реагенты и условия:

¡: MOMa, iPr2NEt, ДХМ; ¡¡: да-СРВА, CHClз; Ш: Ac2O, 120 °C; ¡V: КОН, МеОН; V: РРЬз, СВГ4, ДХМ.

Малоновые производные были синтезированы реакцией спиртов 29a,b с известным уридинилмалонатом 35 (Схема 5) [60]. Данная реакция этерификации легче всего проходила с ДЦК и HOBT в качестве активаторов в присутствии каталитических количеств PPY. Однако, степень конверсии исходного соединения была низкой и была увеличена при использовании избытка ДЦК и соединения 35 в ходе реакции. После фильтрации с целью избавления от дициклогесилмочевины, очистка реакционной смеси с помощью флэш-хроматографии (этилацетат/диэтиловый эфир, v/v, 1/1) позволяла получить малоновые диэфиры 36a,b. Деблокирование кислотолабильных защитных групп и выделение с помощью флэш-хроматографии (этилацетат/ацетонитрил, v/v, 9/1) давало чистые продукты 28a,b. Частично деблокированный интермедиат 37b был выделен и исследован с целью оценки влияния гидрофобного характера пиридинового остатка на узнавание ферментом.

Схема 5. Синтез гетарильных производных нуклеозидов 28a,b.

Реагенты и условия:

i: ДЦК, HOBT, PPY, ДХМ/ДМФА; ii: 80% водн. HCOOH, CH3CN; iii: 90% ТФУ.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Негря Сергей Дмитриевич, 2021 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Lerner P. Producing penicillin. N. Engl. J. Med. 2004; 351, 524.

2. Mathew A, Cissell R, Liamthong S. Antibiotic resistance in bacteria associated with food animals: A United States perspective of livestock production. Foodborne Pathog. Dis. 2007; 4, 115-133.

3. Alanis AJ. Resistance to antibiotics: are we in the post-antibiotic era? Arch. Med. Res. 2005; 36, 697-705.

4. Yssel AEJ. Repurposing of nucleoside- and nucleobase-derivative drugs as antibiotics and biofilm inhibitors. J. Antimicrob. Chemoter. 2017; 72, 2156-2170.

5. World Health Organization: Geneva, Switzerland. Antimicrobial Resistance: Global Report on Surveilance. 2014.

6. O'Neill JC. Review on antimicrobial resistance. Antimicrobial resistance: tackling a crisis for the health and wealth of nations. United Kingdom Government Report. 2014.

7. Aminov RI. A brief history of the antibiotic era: lessons learned and challenges for the future. FrontMicrobiol. 2010; 1, 134.

8. Davies J, Davies D. Origins and evolution of antibiotic resistance. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2010; 74, 417-433.

9. Zhi-Wen Y, Yan-Li Z, Man Y, Wei-Jun F. Clinical treatment of pandrug-resistant bacterial infection consulted by clinical pharmacist. Saudi Pharm J. 2015; 23, 377-380.

10. Lewis K. Platforms for antibiotic discovery. Nat. Rev. DrugDiscov. 2013; 12, 371-387.

11. Livermore DM. Discovery research: the scientific challenge of finding new antibiotics. J. Antimicrob. Chemother. 2011; 66, 1941-1944.

12. Jordheim LP, Durantel D, Zoulim, F, Dumontet C. Advances in the development of nucleoside and nucleotide analogues for cancer and viral diseases. Nat. Rev. Drug Discovery. 2013; 12, 447-464.

13. Winn M, Goss RJM, Kimura K, Bugg TDH. Antimicrobial nucleoside antibiotics targeting cell wall assembly: recent advances in structure-function studies and nucleoside biosynthesis. Nat. Prod. Rep. 2010; 27, 279-304.

14. Ferrari V, Serpi M. Nucleoside analogs and tuberculosis: new weapons against an old enemy. Future Med. Chem. 2015; 7, 291-314.

15. Serpi M, Ferrari V, Pertusati F. Nucleoside Derived Antibiotics to Fight Microbial Drug Resistance: New Utilities for an Established Class of Drugs? J Med. Chem. 2016; 59, 1034310382.

16. Thomson JM, Lamont IL. Nucleoside Analogues as Antibacterial Agents. Front. Microbiol. 2019; 10, 952.

17. Александрова ЛА, Шмаленюк ЭР, Кочетков СН, Ерохин ВВ, Смирнова ТГ, Андреевская СН, Черноусова ЛН. Новые 5-модифицированные пиримидиновые нуклеозиды -ингибиторы роста микобактерий. Acta Naturae. 2010; 1, 115-118.

18. Shmalenyuk ER, Chernousova LN, Karpenko IL, Kochetkov SN, Smirnova TG, Andreevskaya SN, Chizhov AO, Efremenkova OV, Alexandrova LA. Inhibition of Mycobacterium tuberculosis strains H37Rv and MDR MS-115 by a new set of C-5 modified pyrimidine nucleosides. Bioorg. Med. Chem. 2013; 20, 4874-4884.

19. Matyugina E, Khandazhinskaya A, Chernousova L, Andreevskaya S, Smirnova T, Chizhov A, Karpenko I, Kochetkov S, Alexandrova L. The synthesis and antituberculosis activity of 5'-norcarbocyclic uracil derivatives. Bioorg. Med. Chem. 2012; 20, 6680-6686.

20. Alexandrova LA, Chekhov VO, Shmalenyuk ER, Kochetkov SN, El-Asrar RA, Herdewijn P. Synthesis and evaluation of C-5 modified 2'-deoxyuridine monophosphates as inhibitors of M. tuberculosis thymidylate synthase. Bioorg Med Chem. 2015; 23, 7131-7137.

21. Khandazhinskaya AL, Alexandrova LA, Matyugina ES, Solyev PN, Efremenkova OV, Buckheit KW, Wilkinson M, Buckheit RW Jr, Chernousova LN, Smirnova TG, Andreevskaya SN, Leonova OG, Popenko VI, Kochetkov SN, Seley-Radtke KL. Novel 5'-norcarbocyclic pyrimidine derivatives as antibacterial agents. Molecules. 2018; 23, 3069.

22. Khandazhinskaya AL, Matyugina ES, Solyev PN, Wilkinson M, Buckheit KW, Buckheit RW Jr, Chernousova LN, Smirnova TG, Andreevskaya SN, Alzahrani KJ, Natto MJ, Kochetkov SN, de Koning HP, Seley-Radtke KL. Investigation of 5'-Norcarbocyclic Nucleoside Analogues as Antiprotozoal and Antibacterial Agents. Molecules. 2019; 24, 3433.

23. Salton MRJ, Kim KS. Structure. In: Baron S, editor. Medical Microbiology. 4th ed. Galveston (TX): University of Texas Medical Branch at Galveston. Chapter 2. 1996.

24. Parkes AL. Antibacterial medicinal chemistry - what can we design for? Expert. Opin. Drug. Discov. 2020; 15, 1005-1013.

25. Vollmer W, Bertsche U. Murein (peptidoglycan) structure, architecture and biosynthesis in Escherichia coli. Biochim. Biophys. ActaBiomembr. 2008; 1778, 1714-1734.

26. Esko JD, Doering TL, Raetz CRH. Eubacteria and Archaea. In: Varki A, Cummings RD, Esko JD, Freeze HH, Stanley P, Bertozzi CR, Hart GW, Etzler ME, editors. Essentials of Glycobiology. 2nd ed. Cold Spring Harbor (NY): Cold Spring Harbor Laboratory Press. 2009. Chapter 20.

27. Scheffers D-J, Pinho MG. Bacterial cell wall synthesis: new insights from localization studies. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2005; 69, 585-607.

28. Ryan KJ. Fungi - basic concept. In: Sherris Medical Microbiology, 5th ed.; Ryan KJ, Ray CG, editors. Wymondham: Northfolk, United Kingdom. 2014. Chapter 42.

29

30

31

32

33

34

35

36

37

38

39

40

41

42

43

44

San-Blas G, Calderone RA. Pathogenic Fungi. In: Host Interactions and Emerging Strategies for Control; San-Blas G, Calderone RA, editors. Caister Academic Press: New York. 2004. Gozalbo D, Elorza MV, Sanjuan R, Marcilla A, Valentin E, Sentandreu R. Critical steps in fungal cell wall synthesis: Strategies for their inhibition. Pharmacol. Ther. 1993; 60, 337-345. Georgopapadakou NH, Tkacz, JS. The fungal cell wall as a drug target. Trends Microbiol. 1995; 3, 98-104.

Bossche HV. Echinocandins - an update. Expert Opin. Ther. Pat. 2002; 12, 151-167. Kimura K, Bugg TDH. Recent advances in antimicrobial nucleoside antibiotics targeting cell wall biosynthesis. Nat. Prod. Rep. 2003; 20, 252-273.

Takatsuki A, Arima K, Tamura G. Tunicamycin, a new antibiotic. I. Isolation and characterization of tunicamycin. J. Antibiot. 1971; 24, 215-223.

Eckardt K, Thrum H, Bradler G, Tonew E, Tonew M. Streptovirudins, new antibiotics with antibacterial and antiviral activity II. Isolation, chemical characterisation and biological activity of streptovirudins A1, A2, B1, B2, C1, C2, D1 and D2. J. Antibiot. 1975; 28, 274-279. Jago MV, Payne AL, Peterson JE, Bagust TJ. Inhibition of glycosylation by corynetoxin, the causative agent of annual ryegrass toxicity: A comparison with tunicamycin. Chem.-Biol. Interact. 1983; 45, 223-234.

Li J, Yu B. A modular approach to the total synthesis of tunicamycins. Angew. Chem. Int. Ed. 2015; 54, 6618-6621.

Ward JB. Tunicamycin inhibition of bacterial wall polymer synthesis. FEBS Lett. 1977; 78, 151-154.

Xu L, Appell M, Kennedy S, Momany FA, Price NPJ. Conformational analysis of chirally deuterated Tunicamycin as an active site probe of UDP-N-acetylhexosamine: polyprenol-P Nacetylhexosamine- 1-P Translocases. Biochemistry. 2004; 43, 13248-13255. Bugg TDH, Kerr RV. Mechanism of action of nucleoside antibacterial natural product antibiotics. J Antib. 2019; 72, 865-876.

Osada H. Discovery and applications of nucleoside antibiotics beyond polyoxin. J Antib. 2019; 72, 855-864.

Isono K, Nagatsu J, Kawashima Y, Suzuki S. Studies on polyoxins, antifungal antibiotics: Part I. Isolation and characterization of polyoxins A and B. Agric. Biol. Chem. 1965; 29, 848-854. Isono K, Asahi K, Suzuki S. Polyoxins, antifungal antibiotics. XIII. Structure of polyoxins. J. Am. Chem. Soc. 1969; 91, 7490-7505.

Endo A, Misato T. Polyoxin D, a competitive inhibitor of UDP-N-acetylglucosamine: Chitin N-acetylglucosaminyltransferase in Neurospora crassa. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1969; 37, 718-722.

45

46

47

48

49

50

51

52

53

54

55

56

57

58

Mehta RJ, Kingsbury WD, Valenta J, Actor P. Anti-Candida Activity of Polyoxin: Example of Peptide Transport in Yeasts. Antimicrob. Agents Chemother. 1984; 25, 373-374. Ruiz-Herrera J, San-Blas G. Chitin synthesis as a target for antifungal drugs. Curr. Drug Targets Infect. Disord. 2003; 3, 77-91.

McCarthy PJ, Newman DJ, Nisbet LJ, Kingsbury WD. Relative rates of transport of peptidyl drugs by Candida Albicans. Antimicrob. Agents Chemother. 1985; 28, 494-499. Konig WA, Hahn H, Rathmann R, Hass W, Keckeisen A, Hagenmaier H, Bormann C, Dehler W, Zahner H. Drei neue aminosäuren aus dem nikkomycin-komplex - Strukturaufklärung und synthese. Liebigs Ann. Chem. 1986; 1986, 407-421.

Auberson Y, Vogel P. Total asymmetric synthesis of deoxypolyoxin C. Tetrahedron. 1990; 46, 7019-7032.

Auberson Y, Vogel P. Total Synthesis of L-Allose, L-Talose, and derivatives. Helv. Chim. Acta. 1989; 72, 278

Vorbruggen H, Krolikiewicz K, Bennua B. Nucleoside syntheses, XXII. Nucleoside synthesis with trimethylsilyl triflate and perchlorate as catalysts. Chem Ber. 1981; 114. 1234-1255. Cooper AB, Desai J, Lovey RG, Saksena AK, Girijavallabhan VM, Ganguly AK, Loebenberg D, Parmegiani R, Cacciapuoti AA. Convenient degradation of polyoxin D to uracil polyoxin C: access to key intermediates and synthesis of antifungal a-aminoacyl derivatives of UPOC. Bioorg. Med. Chem. Lett. 1993; 3, 1079-1084.

Krainer E, Becker JM, Naider F. Synthesis and biological evaluation of dipeptidyl and tripeptidyl polyoxin and nikkomycin analogs as anticandidal prodrugs. J. Med. Chem. 1991; 34, 174-180. Obi K, Uda J-I, Iwase K, Sugimoto O, Ebisu H, Matsuda A. Novel nikkomycin analogues: inhibitors of the fungal cell wall biosynthesis enzyme chitin synthase. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2000; 10, 1451-1454.

Uda J-I, Obi K, Iwase K, Sugimoto O, Ebisu H, Matsuda A. Synthesis and structure-activity relationships of novel Nikkomycin analogs: inhibitors of the fungal cell wall biosynthesis enzyme chitin synthase. Nucleic Acids Symp. Ser. 1999; 42, 13-14.

Behr J-B, Gourlain T, Helimi A, Guillerm G. Design, synthesis and biological evaluation of hetaryl-nucleoside derivatives as inhibitors of chitin synthase. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2003; 13, 1713- 1716.

Chiu Y-H, Dos Santos O, Canary JW. Conformational control of propeller-like chirality in Zn(II) complexes: Tightly balanced steric bias. Tetrahedron. 1999; 55, 12069-12078. Rieger B, Abu-Surrah AS, Fawzi R, Steinman M. Synthesis of chiral and C2-symmetric iron(II) and cobalt(II) complexes bearing a new tetradentate amine ligand system. J. Organomet. Chem. 1995; 497, 73-79.

59. Linderman RJ, Jaber M, Griedel BD. A simple and cost effective synthesis of chloromethyl methyl ether. J. Org. Chem. 1994; 59, 6499-6500.

60. Behr J-B, Gautier-Lefebvre I, Mvondo-Evina C, Guillerm G. Inhibition of chitin synthetase from Saccharomyces cerevisiae by a new UDP-GlcNAc analogue. J. Enz. Inhib. 2001; 16, 107-112.

61. Peterson MA, Nilsson BL, Sarker S, Doboszewski B, Zhang W, Robins MJ. Amide-linked ribonucleoside dimers derived from 5'-amino-5'-deoxy- and 3'-(Carboxymethyl)-3'-deoxynucleoside precursors. J. Org. Chem. 1999; 64, 8183-8192.

62. Yamamoto I, Sekine M, Hata T. One-step synthesis of 5'-azido-nucleosides. J. Chem. Soc. Perkin Trans. 1980; 1, 306-310.

63. Camarasa, M-J, Fernandez-Resa P, Garcia-Lopez M-T, Heras F, Mendez-Castrillon PP, Alarcon B, Carrasco L. Uridine 5'-diphosphate glucose analogues. Inhibitors of protein glycosylation that show antiviral activity. J. Med. Chem. 1985; 28, 40-46.

64. Wang R, Steensma DH, Takaoka Y, Yun JW, Kajimoto T, Wong C-H. A search for pyrophosphate mimics for the development of substrates and inhibitors of glycosyltransferases. Bioorg. Med. Chem. 1997; 5, 661-672.

65. Furstner A, Radkowski K, Grabowski J, Wirtz C, Mynott R. Ring-closing alkyne metathesis. Application to the total synthesis of sophorolipid lactone. J. Org. Chem. 2000; 65, 8758-8762.

66. Johansson R, Samuelsson B. Regioselective reductive ring-opening of 4-methoxybenzylidene acetals of hexopyranosides. Access to a novel protecting-group strategy. Part 1. J. Chem. Soc. Perkin Trans. 1984; 1, 2371-2374.

67. Kamst E, Spaink PH. Functional domains in the chitin oligosaccharide synthase NodC and related P-polysaccharide synthases. Trends Glycosci. Glycotechnol. 2003; 11, 187-189.

68. Behr J-B. Chitin Synthase as an antifungal Target: Recent Advances. Curr. Med. Chem. AntiInfect. Agents. 2003; 2, 173-189.

69. Yeager AR, Finney NS. Second-generation dimeric inhibitors of chitin synthase. Bioorg. Med. Chem. 2004; 12, 6451-6460.

70. Chang R, Yeager AR, Finney NS. Probing the mechanism of a fungal glycosyltransferase essential for cell wall biosynthesis. UDP-chitobiose is not a substrate for chitin synthase. Org. Biomol. Chem. 2003; 1, 39-41.

71. Musich JA, Rapoport H. Synthesis of anthopleurine, the alarm pheromone from Anthopleura elegantissima. J. Am. Chem. Soc. 1978; 100, 4865-4872.

72. Lundt BF, Johansen NL, Volund A, Markussen J. Removal of t-butyl and t-butoxycarbonyl protecting groups with trifluoroacetic acid. Mechanisms, biproduct formation and evaluation of scavengers. Int. J. Pept. Protein Res. 1978; 12, 258-268.

73

74

75

76

77

78

79

80

81

82

83

84

85

86

87

88

Dourtoglou V, Ziegler JC, Gross B. L'hexafluorophosphate de O-benzotriazolyl-N,N-tetramethyluronium: Un reactif de couplage peptidique nouveau et efficace. Tetrahedron Lett. 1978;19, 1269-1272.

Knorr R, Trzeciak A, Bannwarth W, Gillessen D. New coupling reagents in peptide chemistry. Tetrahedron Lett. 1989; 30, 1927-1930.

Stauffer CS, Bhaket P, Fothergill AW, Rinaldi MG, Datta A. Total synthesis and antifungal activity of a carbohydrate ring-expanded pyranosyl nucleoside analogue of Nikkomycin B. J. Org. Chem. 2007; 72, 9991-9997.

Barrett AGM, Lebold SA. Applications of crotyldiisopinocampheylboranes in synthesis: the total synthesis of nikkomycin B. J. Org. Chem. 1991; 56, 4875-4884.

Johnson RA, Sharpless KB. Catalytic asymmetric dihydroxylation- discovery and development. In Catalytic Asymmetric Synthesis, 2nd ed.; Ojima, I., Ed.; Wiley-VCH: New York, 2009. 357398.

Rychnovsky SD, Rogers B, Yang G. Analysis of two carbon-13 NMR correlations for determining

the stereochemistry of 1,3-diol acetonides. J. Org. Chem. 1993; 58, 3511-3515.

Pearson WH, Hines JV. Synthesis of beta-amino-alpha-hydroxy acids via aldol condensation of a

chiral glycolate enolate. A synthesis of (-)-bestatin. J. Org. Chem. 1989; 54, 4235-4237.

Lal B, Pramanik BN, Manhas MS, Bose AK. Diphenylphosphoryl azide a novel reagent for the

stereospecific synthesis of azides from alcohols. Tetrahedron Lett. 1977; 18, 1977-1980.

Nelson TD, Crouch RD. Selective Deprotection of Silyl Ethers. Synthesis. 1996; 1996, 1031-1069.

Zhang D, Miller M. Polyoxins and nikkomycins: progress in synthetic and biological studies. J.

Curr. Pharm. Des. 1999; 5, 73-99.

Garner P. Synthetic approaches to complex nucleoside antibiotics. In Studies in Natural Products Chemistr; Atta-ur-Rahman, Ed.; Elsevier: Amsterdam, The Netherlands; Stereoselective synthesis (Part A), 1988; 1, 397-435.

Knapp S. Synthesis of Complex Nucleoside Antibiotics. Chem. Rev. 1995; 95, 1859-1876. Bhaket P, Stauffer CS, Datta A. Complex Peptidyl Nucleoside Antibiotics: Efficient Syntheses of the Glycosyl Nucleoside Amino Acid Cores. J. Org. Chem. 2004; 69, 8594-8601. Collier PN, Campbell AD, Patel I, Raynham TM, Taylor RJK. Enantiomerically Pure a-Amino Acid Synthesis via Hydroboration-Suzuki Cross-Coupling. J. Org. Chem. 2002; 67, 1802-1815. Campbell JE, Englund EE, Burke SD. Synthesis and Structure of Preorganized, C3-Symmetric Trilactam Scaffolds with Convergently Oriented (S)-Acetylthiomethyl Appendages. Org. Lett. 2002; 4, 2273-2275.

Khalaf JK, Datta A. An Efficient and Highly Stereocontrolled Route to Bulgecinine Hydrochloride. J. Org. Chem. 2004; 69, 387-390.

89. Ghosh AK, Cappielo J, Shin D. Ring-closing metathesis strategy to unsaturated y- and S-lactones: Synthesis of hydroxyethylene isostere for protease inhibitors. Tetrahedron Lett. 1998; 39, 46514654.

90. Stauffer CS, Fothergill AW, Rinaldi MG, Dutta A. Studies on peptidyl nucleoside antibiotics: Synthesis and antifungal evaluation of pyranosyl nucleoside analogs of nikkomycin. Future Med. Chem. 2009; 1, 379-389.

91. Liao G, Li J, Li L, Yang H, Tian Y, Tan H. Cloning, reassembling and integration of the entire nikkomycin biosynthetic gene cluster into streptomyces ansochromogenes lead to an improved nikkomycin production. Microb. Cell Fact. 2010; 9, 6.

92. Li J, Li L, Tian Y, Niu G, Tan H. Hybrid antibiotics with the Nikkomycin nucleoside and Polyoxin peptidyl moieties. Metab. Eng. 2011; 13, 336-344.

93. Li J, Li L, Feng C, Chen Y, Tan H. Novel polyoxins generated by heterologously expressing polyoxin biosynthetic gene cluster In the sanN inactivated mutant of Streptomyces ansochromogenes. Microb. Cell Fact. 2012; 11, 135.

94. Zhai L, Lin S, Qu D, Hong X, Bai L, Chen W, Deng Z. Engineering of an industrial polyoxin producer for the rational production of hybrid peptidyl nucleoside antibiotics. Metab. Eng. 2012; 14, 388-393.

95. Feng C, Ling H, Du D, Zhang J, Niu G, Tan H. Novel nikkomycin analogues generated by mutasynthesis in Streptomyces ansochromogenes. Microb. Cell Fact. 2014; 13, 59.

96. Chaudhary PM, Chavan SR, Shirazi F, Razdan M, Nimkar P, Maybhate SP, Likhite AP, Gonnade R, Hazara BG, Deshpande MV, Deshpande SR. Exploration of click reaction for the synthesis of modified nucleosides as chitin synthase inhibitors. Bioorg. Med. Chem. 2009; 17, 2433-2440.

97. Sasaki T, Minamoto K, Suzuki T, Sugiura T. Intramolecular thermal reactions of the derivatives of 5'-azido-5'-deoxyuridine. New feasible route to the regio- and stereospecific synthesis of reversed nucleosides carrying a substituted five-membered heterocycle. J. Org. Chem. 1979; 44, 1424-1429.

98. Zhang D, Miller MJ. Polyoxins and nikkomycins: progress in synthetic and biological studies. Curr. Pharm. Des. 1999; 5, 73-99.

99. Paszkowska J, Kral K, Bieg T, Nawrot U, Szeja W, Wandzik I. Synthesis and preliminary biological evaluations of 5'-substituted derivatives of uridine as glycosyltransferase inhibitors. Molecules. 2013; 18, 8018.

100. Sakata K, Sakurai A, Tamura S. Studies on ezomycins, antifungal antibiotics. IX. Isolation and Antimicrobial Activities of Ezomycins B1, B2, C1, C2, D1 and D2. Agric. Biol. Chem. 1977; 41, 2027-2032.

101. Sakata K, Sakurai A, Tamura S. Structures of Ezomycins B1, B2, C1, C2, D1 and D2. Agric. Biol. Chem. 1977; 41, 2033-2039.

102. Sakata K, Sakurai A, Tamura S. Structures of ezomycins A1 and A2. Tetrahedron Lett. 1974; 15, 4327-4330.

103. Goto T, Toya Y, Ohgi T, Kondo T. Structure of amipurimycin, a nucleoside antibiotic having a novel branched sugar moiety. Tetrahedron Lett. 1982; 23, 1271-1274.

104. Harada S, Kishi T. Isolation and Characterization of a New Nucleoside Antibiotic, Amipurimycin. J. Antibiot. 1977; 30, 11-16.

105. Iwasa T, Kishi T, Matsuura K, Wakae O. Streptomyces Novoguineensis Sp. Nov., an Amipurimycin Producer, and Antimicrobial Activity of Amipurimycin. J. Antibiot. 1977; 30, 1-10.

106. Stauffer CS, Datta A. Synthetic Studies on Amipurimycin: Total Synthesis of a Thymine Nucleoside Analogue. J. Org. Chem. 2008; 73, 4166-4174.

107. Xue J, Guo Z. Synthetic Studies on the Carbohydrate Moiety of Amipurimycin. J. Carbohydr. Chem. 2008; 27, 51-69.

108. Seto H, Koyama M, Ogino H, Tsuruoka T, Inouye S, Otake N. The structures of novel nucleoside antibiotics, miharamycin A and miharamycin B. Tetrahedron Lett. 1983; 24, 1805-1808.

109. Marcelo F, Jiménez-Barbero J, Marrot J, Rauter AP, Sinay P, Blériot Y. Stereochemical Assignment and First Synthesis of the Core of Miharamycin Antibiotics. Chem. - Eur. J. 2008; 14, 10066-10073.

110. Marcelo F, Abou-Jneid R, Sollogoub M, Marrot J, Rauter AP, Blériot Y. Total Synthesis of the Epimer at C-6' of the Miharamycin B Framework. Synlett. 2009; 2009, 1269-1272.

111. Noguchi T, Yasuda Y, Niida T, Shomura T. Inhibitory Effects of Miharamycin A on the Multiplication of Plant Viruses and the Symptom Development. Nippon Shokubutsu Byori Gakkaiho. 1968; 34, 323-327.

112. Samant S, Lee H, Ghassemi M, Chen J, Cook JL, Mankin AS, Neyfakh AA. Nucleotide biosynthesis is critical for growth of bacteria in human blood. PLoS Pathog. 2008; 4, e37.

113. Sandrini MPB, Shannon O, Clausen AR, Bjorck L, Piskur J. Deoxyribonucleoside kinases activate nucleoside antibiotics in severely pathogenic bacteria. Antimicrob. Agents Chemother. 2007; 51, 2726-2732.

114. Sandrini MPB, Clausen AR, On SLW, Aarestrup FM, Munch-Petersen B, Piskur J. Nucleoside analogues are activated by bacterial deoxyribonucleoside kinases in a species-specific manner. J. Antimicrob. Chemother. 2007; 60, 510-520.

115. Thomson JM, Lamont IL. Nucleoside Analogues as Antibacterial Agents. Front. Microbiol. 2019; 10, 952.

116. Balagopala MI, Ollapally AP, Lee HJ. An Improved Synthesis of Azidothymidine. Nucleosides and Nucleotides. 1996; 15, 899-906.

117. Elwell LP, Ferone R, Freeman GA, Fyfe JA, Hill JA, Ray PH, Richards CA, Singer SC, Knick VB, Rideout JL, Zimmerman TP. Antibacterial activity and mechanism of action of 3'-azido-3'-deoxythymidine (Bw-A509U). Antimicrob. Agents Chemother.1987; 31, 274-280.

118. Keith BR, White G, Wilson HR. In vivo efficacy of zidovudine (3'-azido-3'-deoxythymidine) in experimental gram-negative-bacterial infections. Antimicrob. Agents Chemother. 1989; 33, 479483.

119. Doleans-Jordheim A, Bergeron E, Bereyziat F, Ben-Larbi S, Dumitrescu O, Mazoyer MA, Morfin F, Dumontet C, Freney J, Jordheim LP. Zidovudine (AZT) has a bactericidal effect on enterobacteria and induces genetic modifications in resistant strains. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2011; 30, 1249-1256.

120. Peyclit L, Baron SA, Yousfi H, Rolain JM. Zidovudine: a salvage therapy for mcr-1 plasmid-mediated colistin-resistant bacterial infections? Int. J. Antimicrob. Agents. 2018; 52, 11-13.

121. Wambaugh MA, Shakya VPS, Lewis AJ, Mulvey MA, Brown JCS. High-throughput identification and rational design of synergistic small-molecule pairs for combating and bypassing antibiotic resistance. PLoSBiol. 2017; 15, e2001644.

122. Ng SMS, Sioson JSP, Yap JM, Ng FM, Ching HSV, Teo JWP, Jureen R, Hill J, Chia CSB. Repurposing Zidovudine in combination with Tigecycline for treating carbapenem-resistant Enterobacteriaceae infections. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2018; 37, 141-148.

123. Falagas ME, Voulgaris GL, Tryfinopoulou K, Giakkoupi P, Kyriakidou M, Vatopoulos A, Coates A, Hu Yanmin. Synergistic activity of colistin with azidothymidine against colistin-resistant Klebsiella pneumoniae clinical isolates collected from inpatients in Greek hospitals. Int. J. Antimicrob. Agents. 2019; 53, 855-858.

124. Hu Y, Liu Y, Coates A. Azidothymidine produces synergistic activity in combination with colistin against antibiotic-resistant Enterobacteriaceae. Antimicrob. Agents Chemother. 2019; 63, e01630-18.

125. Moroni GN, Bogdanov PM, Briñón MC. Synthesis and in vitro antibacterial activity of novel 5'-O-analog derivatives of zidovudine as potential prodrugs. Nucleosides, Nucleotides and Nucleic Acids. 2002; 21, 231-241.

126. Heidelberger C, Chaudhuri NK, Danneberg P, Mooren D, Griesbach L, Duschinsky R, Schnitzer RJ, Pleven E, Scheiner J. Fluorinated pyrimidines, a new class of tumour inhibitory compounds. Nature. 1957; 179, 663-666.

127. Vermes A, Kuijper EJ, Guchelaar HJ, Dankert J. An in vitro study on the active conversion of flucytosine to fluorouracil by microorganisms in the human intestinal microflora. Chemotherapy. 2003; 49, 17-23.

128. Wilhelmus KR. Antiviral treatment and other therapeutic interventions for herpes simplex virus epithelial keratitis. Cochrane Database Syst. Rev. 2010; 8:CD002898.

129. Carnrot C, Wehelie R, Eriksson S, Bolske G, Wang, LY. Molecular characterization of thymidine kinase from Ureaplasma urealyticum: nucleoside analogues as potent inhibitors of mycoplasma growth. Mol. Microbiol. 2003; 50, 771-780.

130. Zander J, Besier S, Ackermann H, Wichelhaus TA. Synergistic antimicrobial activities of folic acid antagonists and nucleoside analogs. Antimicrob. Agents Chemother. 2010; 54, 1226-1231.

131. Rivero CW, Britos CN, Lozano ME, Sinisterra JV, Trelles JA. Green biosynthesis of floxuridine by immobilized microorganisms. FEMSMicrobiology Letters, 2012; 331, 31-36.

132. Mini E, Nobili S, Caciagli B, Landini I, Mazzei T. Cellular pharmacology of gemcitabine. Ann. Oncol. 2006; 17, V7-V12.

133. Hertel LW, Kroin JS, Misner JW, Tustin JM. Synthesis of 2-deoxy-2,2-difluoro-D-ribose and 2-deoxy-2,2'-difluoro-D-ribofuranosyl nucleosides. J. Org. Chem. 1988; 53, 2406-2409.

134. Baer E, Fischer HOL. Studies on acetone-glyceraldehyde: IV. preparation of d(+)-acetone glycerol. J. Biol. Chem. 1939; 128, 463-473.

135. Brown K, Dixey M, Weymouth-Wilson A, Linclau B. The synthesis of gemcitabine. Carbohydrate Res. 2014; 387, 59-73.

136. Kitagawa O, Taguchi T, Kobayashi Y. Aldol reaction of iododifluoroacetate-Zn and 2,2-difluoroketene silyl acetal. Tetrahedron Lett. 1988; 29, 1803-1806.

137. Weigel JA. A New Method for the Synthesis of a,a-Difluoro-ß-hydroxy Esters through the Enolization of S-tert-Butyl Difluoroethanethioate. J. Org. Chem. 1997; 62, 6108-6109.

138. Matsumura Y, Fujii H, Nakayama T, Morizawa Y, Yasuda A. Titanium-promoted highly stereoselective synthesis of a,a-difluoro-ß,y-dihydroxyester. Simple route to 2-deoxy-2,2-difluororibose. J. Fluorine Chem. 1992; 57, 203-207.

139. Kim M-S, Kim Y-J, Choi J-H, Lim H-G, Cha D-W. US0281301. 2009.

140. Potluri RB, Venkata Subramanian H, Betini R, Gunturu S. W0095359. 2006.

141. Jiang X, Li J, Zhang R, Zhu Y, Shen J. An Improved Preparation Process for Gemcitabine. Org. Proc. Res. & Dev. 2008; 12, 888-891.

142. Shen J, Li Y, Kaspi J. W0027564. 2007.

143. Cen Y, Sauve AA. Diastereocontrolled Electrophilic Fluorinations of 2-Deoxyribonolactone: Syntheses of All Corresponding 2-Deoxy-2-fluorolactones and 2'-Deoxy-2'-fluoro-NAD+s. J. Org. Chem. 2009; 74, 5779-5789.

144. Cen Y, Sauve AA. Efficient Syntheses of Clofarabine and Gemcitabine From 2-Deoxyribonolactone. Nucleosides, Nucleotides Nucleic Acids 2010; 29, 113-122.

145. Kjell DP. US5633367. 1997.

146. Jordheim LP, Ben Larbi S, Fendrich O, Ducrot C, Bergeron E, Dumontet C, Freney J, Doleans-Jordheim A. Gemcitabine is active against clinical multiresistant Staphylococcus aureus strains and is synergistic with gentamicin. Int. J. Antimicrob. Agents. 2012; 39, 444-447.

147. World Health Organization, Global Tuberculosis Report. (www.who.int/health-topics/tuberculosis).

148. Martini M, Besozzi G, Barberis I. The never-ending story of the fight against tuberculosis: from Koch's bacillus to global control programs. J. Prev. Med. Hyg. 2018; 59, E241-E247.

149. Koch R. Die aetiologie der tuberkulose. Klinische Wochenschrift. 1932; 11, 490-492.

150. Zumla A, Nahid P, Cole ST. Advances in the development of new tuberculosis drugs and treatment regimens. Nat. Rev. Drug. Discov. 2013; 12, 388-404.

151. Runyon E. Pathogenic mycobacteria. Bibl. Tuberc. 1965; 21, 235-287.

152. Smith I. Mycobacterium tuberculosis pathogenesis and molecular determinants of virulence. Clin. Microbiol. Rev. 2003; 16, 463-496.

153. Smith NH, Hewinson RG, Kremer K, Brosch R, Gordon SV. Myths and misconceptions: the origin and evolution of Mycobacterium tuberculosis. Nat. Rev. Microbiol. 2009; 7, 537-544.

154. Wallgren A. The time table of tuberculosis. Tubercle. 1948; 29, 245-251.

155. Dartois V. The path of anti-tuberculosis drugs: from blood lesions to mycobacterial cells. Nat. Rev. Microbiol. 2014; 12, 159-167.

156. Lin PL, Ford CB, Coleman MT, Myers AJ, Gawande R, Ioerger T, Sacchettini J, Fortune SM, Flynn JL. Sterilization of granulomas is common in active and latent tuberculosis despite within-host variability in bacterial killing. Nat. Med. 2014; 20, 75-79.

157. Russell D, Cardona PJ, Kim MJ, Allain S, Altare F. Foamy macrophages and the progression of the human tuberculosis granuloma. Nat. Immunol. 2009; 10, 943-948.

158. Dartois V, Barry 3rd CE. A medicinal chemists' guide to the unique difficulties of lead optimization for tuberculosis. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2013; 23, 4741-4750.

159. Tufariello JM, Chan J, Flynn JL. Latent tuberculosis: mechanisms of host and bacillus that contribute to persistent infection. Lancet Infect. Dis. 2003; 3, 578-590.

160. Lin PL, Flynn JL. Understanding latent tuberculosis: a moving target. J. Immunol. 2010; 185, 1522.

161. Hauck FR, Neese BH, Panchal AS, El-Amin W. Identification and management of latent tuberculosis infection. Am. Fam. Physician. 2009; 79, 879-886.

162. LoBue PA, Enarson DA, Thoen TC. Tuberculosis in humans and its epidemiology, diagnosis and treatment in the United States. Int. J. Tuberc. Lung. Dis. 2010; 14, 1226-1232.

163. Grange JM, Zumla A. Advances in the management of tuberculosis: clinical trials and beyond. Curr. Opin. Pulm. Med. 2000; 6, 193-197.

164. Treatment of Tuberculosis Guidelines (4th Edition). World Health Organization. https://www.who.int/tb/publications/2010/9789241547833/en/

165. Ramappa V, Aithal GP. Hepatotoxicity related to antituberculosis drugs: mechanisms and management. J. Clin. Exp. Hepat. 2013; 3, 37-49.

166. Shu CC, Lee CH, Lee MC, Wang JY, Yu CJ, Lee LN. Hepatotoxicity due to first-line antituberculosis drugs: a five-year experience in a Taiwan medical centre. Int. J. Tuberc. Lung. Dis. 2013; 17, 934-939.

167. Munro SA, Lewin SA, Smith HJ, Engel ME, Fretheim A, Volmink J. Patient adherence to tuberculosis treatment: a systematic review of qualitative research. PLoSMed. 2007; 4, e238.

168. Koul A, Arnoult E, Lounis N, Guillemont J, Andries K. The challenge of new drug discovery for tuberculosis. Nature. 2011; 469, 483-490.

169. Fenner L, Gagneux S, Janssens JP, Fehr J, Cavassini M, Hoffmann M, Bernasconi E, Schrenzel J, Bodmer T, Bottger EC, Helbling P, Egger M, Swiss HIV Cohort and Molecular Epidemiology of Tuberculosis Study Groups. Tuberculosis in HIV-negative and HIV-infected patients in a low-incidence country: clinical characteristics and treatment outcomes. PLoS One. 2012; 7, e34186.

170. Chang SH, Cataldo JK. A systematic review of global cultural variations in knowledge, attitudes and health responses to tuberculosis stigma. Int. J. Tuberc. Lung. Dis. 2014; 18, 168-173.

171. Ormerod LP. Multidrug-resistant tuberculosis (MDR-TB): epidemiology, prevention and treatment. Br. Med. Bull. 2005; 73-74, 17-24.

172. Langendam MW, Tiemersma EW, van der Werf MJ, Sandgren A. Adverse events in healthy individuals and MDR-TB contacts treated with anti-tuberculosis drugs potentially effective for preventing development of MDR-TB: a systematic review. PLoS One. 2013; 8, e53599.

173. Van der Walt M, Lancaster J, Odendaal R, Davis JG, Shean K, Farley J. Serious treatment related adverse drug reactions amongst anti-retroviral naive MDR-TB patients. PLoS One. 2013; 8, e58817.

174. Philip L. Extensively drug-resistant tuberculosis. Curr. Opin. Infect. Dis. 2009; 22, 167-167.

175. Shakya N, Garg G, Agrawal B, Kumar R. Chemotherapeutic interventions against tuberculosis. Pharmaceuticals (Basel). 2012; 5, 690-718.

176. Owens JP, Fofana MO, Dowdy DW. Cost-effectiveness of novel first-line treatment regimens for tuberculosis. Intern. J. Tuberc. Lung. Dis. 2013; 17, 590-596.

177. Colditz GA, Brewer TF, Berkey CS, Wilson ME, Burdick E, Fineberg HV, Mosteller F. Efficacy of BCG vaccine in the prevention of tuberculosis. Meta-analysis of the published literature. J. Amer. Med. Assoc. 1994; 271, 698-702.

178. Hokey DA, Ginsberg A. The current state of tuberculosis vaccines. Hum. Vacc. Immunother. 2013; 9, 2142-2146.

179. Шмаленюк ЭР, Кочетков СН, Александрова ЛА. Новые ингибиторы роста Mycobacterium tuberculosis на основе модифицированных пиримидиновых нуклеозидов и их аналогов. Успехи химии. 2013; 82, 896-915.

180. Johar M, Manning T, Kunimoto DY, Kumar R. Synthesis and in vitro anti-mycobacterial activity of 5-substituted pyrimidine nucleosides. Bioorg. Med. Chem. 2005; 13, 6663-6671.

181. Rai D, Johar M, Manning T, Agrawal B, Kunimoto DY, Kumar R. Design and studies of novel 5-substituted alkynylpyrimidine nucleosides as potent inhibitors of mycobacteria. J. Med. Chem. 2005; 48, 7012-7017.

182. Carreras CW, Santi DV. The catalytic mechanism and structure of thymidylate synthase. Annu. Rev. Biochem. 1995; 64, 721-762.

183. Myllykallio H, Lipowski G, Leduc D, Filee J, Forterre P, Liebl U. An alternative flavin-dependent mechanism for thymidylate synthesis. Science. 2002; 297, 105-107.

184. Graziani S, Xia Y, Gurnon JR, Van Etten JL, Leduc D, Skouloubris S, Myllykallio H, Liebl U. Functional analysis of FAD-dependent thymidylate synthase ThyX from Paramecium bursaria Chlorella virus-1. J. Biol. Chem. 2004; 279, 54340-54347.

185. Mathews II, Deacon AM, Canaves JM, McMullan D, Lesley SA, Agarwalla S, Kuhn P. Functional analysis of substrate and cofactor complex structures of a thymidylate synthase-complementing protein. Structure. 2003; 11, 677-690.

186. Kogler M, Vanderhoydonck B, De Jonghe S, Rozenski J, Van Belle K, Herman J, Louat T, Parchina A, Sibley C, Lescrinier E, Herdewijn P. Synthesis and evaluation of 5-substituted 2'-deoxyuridine monophosphate analogues as inhibitors of flavin-dependent thymidylate synthase in Mycobacterium tuberculosis. J. Med. Chem. 2011; 54, 4847-4862.

187. Robins M J, Barr PJ. Nucleic-Acid Related-Compounds. 39. Efficient Conversion of 5-Iodo to 5-Alkynyl and Derived 5-Substituted Uracil Bases and Nucleosides. J. Org. Chem. 1983; 48, 18541862.

188. Robins MJ, Vinayak RS, Wood SG. Nucleic-Acid Related-Compounds. 59. Solvent, Not Palladium Oxidation-State, is the Primary Determinant for Successful Coupling of Terminal Alkynes with Iodo-Nucleosides. Tetrahedron Lett. 1990; 31, 3731-3734.

189. Yoshikawa M, Kato T, Takenish T. Studies of Phosphorylation. 3. Selective Phosphorylation of Unprotected Nucleosides. Bull. Chem. Soc. Jpn. 1969; 42, 3505-3508.

190. Sowa T, Ouchi S. Facile Synthesis of 5'-Nucleotides by Selective Phosphorylation of a Primary Hydroxyl Group of Nucleosides with Phosphoryl Chloride. Bull. Chem. Soc. Jpn. 1975; 48, 20842090.

191. Bello AM, Konforte D, Poduch E, Furlonger C, Wei L, Liu Y, Lewis M, Pai EF, Paige CJ, Kotra LP. Structure-Activity Relationships of Orotidine-5'-Monophosphate Decarboxylase Inhibitors as Anticancer Agents. J. Med. Chem. 2009; 52, 1648-1658.

192. McGuigan C, Derudas M, Gonczy B, Hinsinger K, Kandil S, Pertusati F, Serpi M, Snoeck R, Andrei G, Balzarini J, McHugh TD, Maitra A, Akorli E, Evangelopoulos D, Bhakta S. ProTides of N-(3-(5-(2'-deoxyuridine))prop-2-ynyl)octanamide as potential anti-tubercular and anti-viral agents. Bioorg. Med. Chem. 2014; 22, 2816-24.

193. Mehellou Y, Balzarini J, McGuigan C. Aryloxy phosphoramidate triesters: a technology for delivering monophosphorylated nucleosides and sugars into cells. ChemMedChem. 2009; 4, 17791791.

194. McGuigan C, Murziani P, Slusarczyk M, Gonczy B, Vande Voorde J, Liekens S, Balzarini J. Phosphoramidate ProTides of the anticancer agent FUDR successfully deliver the preformed bioactive monophosphate in cells and confer advantage over the parent nucleoside. J. Med. Chem. 2011; 54, 7247-7258.

195. Slusarczyk M, Lopez MH, Balzarini J, Mason M, Jiang WG, Blagden S, Thompson E, Ghazaly E, McGuigan C. Application of ProTide technology to gemcitabine: a successful approach to overcome the key cancer resistance mechanisms leads to a new agent (NUC-1031) in clinical development. J. Med. Chem. 2014; 57, 1531-1542.

196. McGuigan C, Madela K, Aljarah M, Gilles A, Brancale A, Zonta N, Chamberlain S, Vernachio J, Hutchins J, Hall A, Ames B, Gorovits E, Ganguly B, Kolykhalov A, Wang J, Muhammad J, Patti JM, Henson G. Design, synthesis and evaluation of a novel double pro-drug: INX-08189. A new clinical candidate for hepatitis C virus. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2010; 20, 4850-4854.

197. Van Boom J, Burgers PMJ, Crea R, Luyten WCMM, Vink ABJ, Reese CB. Phosphorylation of nucleoside derivatives with aryl phosphoramidochloridates. Tetrahedron. 1975; 31, 2953-2959.

198. Parchina A, Froeyen M, Margamuljana L, Rozenski J, De Jonghe S, Briers Y, Lavigne R, Herdewijn P, Eveline Lescrinier E. Discovery of an acyclic nucleoside phosphonate that inhibits Mycobacterium tuberculosis ThyX based on the binding mode of a 5-alkynyl substrate analogue. ChemMedChem. 2013; 8, 1373-1383.

199. Villela AD S-QZ, Ducati RG, Santos DS, Basso LA. Pyrimidine salvage pathway in Mycobacterium tuberculosis. Curr. Med. Chem. 2011; 18, 1286-1298.

200. Sclafani R, Fangman WL. Yeast gene CD8 encodes thymidylate kinase and is complemented by herpes thymidine kinase gene TK. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984; 81, 5821- 5825.

201. Zee-Fen C, Chun-Mei H, Jim-Min F. WO2012072019A1. 2012.

202. Cui Q, Shin WS, Luo Y, Tian J, Cui H, Yin D. Thymidylate kinase: an old topic brings new perspectives. Curr. Med. Chem. 2013; 20, 1286-1305.

203. Li de la Sierra I, Munier-Lehmann H, Gilles AM, Bärzu O, Delarue M. X-ray structure of TMP kinase from Mycobacterium tuberculosis complexed with TMP at 1.95 A resolution. J. Mol. Biol. 2001; 311, 87-100.

204. Munier-Lehmann H, Chaffotte A, Pochet S, Labesse G. Thymidylate kinase of Mycobacterium tuberculosis: a chimera sharing properties common to eukaryotic and bacterial enzymes. Protein Sci. 2001; 10, 195-205.

205. Vanheusden V, Munier-Lehmann H, Pochet S, Herdewijn P, Van Calenbergh S. Synthesis and evaluation of thymidine-5'-0-monophosphate analogues as inhibitors of Mycobacterium tuberculosis thymidylate kinase. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2002; 12, 2695-2698.

206. Vanheusden V, Munier-Lehmann H, Froeyen M, Busson R, Rozenski J, Herdewijn P, Van Calenbergh S. Discovery of bicyclic thymidine analogues as selective and high-affinity inhibitors of Mycobacterium tuberculosis thymidine monophosphate kinase. J. Med. Chem. 2004; 47, 61876194.

207. Vanheusden V, Munier-Lehmann H, Froeyen M, Dugue L, Heyerick A, De Keukeleire D, Pochet S, Busson R, Herdewijn P, Van Calenbergh S. 3'-C-branched-chain-substituted nucleosides and nucleotides as potent inhibitors of Mycobacterium tuberculosis thymidine monophosphate kinase. J. Med. Chem. 2003; 46, 3811-3821.

208. Van Daele I, Munier-Lehmann H, Hendrickx PM, Marchal G, Chavarot P, Froeyen M, Qing L, Martins JC, Van Calenbergh S. Synthesis and biological evaluation of bicyclic nucleosides as inhibitors of M. tuberculosis thymidylate kinase. ChemMedChem. 2006; 1, 1081-1090.

209. Van Calenbergh S, Pochet S, Munier-Lehmann H. Drug design and identification of potent leads against Mycobacterium tuberculosis thymidine monophosphate kinase. Curr. Top. Med. Chem. 2012; 12, 694-705.

210. Van Daele I, Munier-Lehmann H, Froeyen M, Balzarini J, Van Calenbergh S. Rational design of 5'-thiourea-substituted a-thymidine analogues as thymidine monophosphate kinase inhibitors capable of inhibiting mycobacterial growth. J. Med. Chem. 2007; 50, 5281-5292.

211. Phetsuksiri B, Jackson M, Scherman H, McNeil M, Besra GS, Baulard AR, Slayden RA, DeBarber AE, Barry CE 3rd, Baird MS, Crick DC, Brennan PJ. Unique mechanism of action of the thiourea drug isoxyl on Mycobacterium tuberculosis. J. Biol. Chem. 2003; 278, 53123-53130.

212. Urbancik B. Clinical experience with thiocarlide (Isoxyl). Antibiot. Chemother. 1970; 16, 117123.

213. Gasse C, Douguet D, Huteau V, Marchal G, Munier-Lehmann H, Pochet S. Substituted benzyl-pyrimidines targeting thymidine monophosphate kinase of Mycobacterium tuberculosis: synthesis and in vitro anti-mycobacterial activity. Bioorg. Med. Chem. 2008; 16, 6075-6085.

214. Familiar O, Munier-Lehmann H, Negri A, Gago F, Douguet D, Rigouts L, Hernández AI, Camarasa MJ, Pérez-Pérez MJ. Exploring acyclic nucleoside analogues as inhibitors of Mycobacterium tuberculosis thymidylate kinase. ChemMedChem. 2008; 3, 1083-1093.

215. Familiar O, Munier-Lehmann H, Aínsa JA, Camarasa MJ, Pérez-Pérez MJ. Design, synthesis and inhibitory activity against Mycobacterium tuberculosis thymidine monophosphate kinase of acyclic nucleoside analogues with a distal imidazoquinolinone. Eur. J. Med. Chem. 2010; 45, 5910-5918.

216. Srivastav NC, Manning T, Kunimoto DY, Kumar R. In vitro anti-mycobacterial activities of various 2'-deoxyuridine, 2'-arabinouridine and 2'-arabinofluoro-2'-deoxyuridine analogues: synthesis and biological studies. Med. Chem. 2006; 2, 287-293.

217. Jones AS, Slater MJ, Walker RT. Some chemical reactions of 5-vinyluracil and 2'-deoxy-5-vinyluridine. J. Chem. Soc. Perkin Trans. 1987; 1, 1325-1329.

218. Kumar R, Knaus EE, Wiebe LI. Synthesis and properties of 5-(1,2-dihaloethyl)-2'-deoxyuridines and related analogues. J. Heterocycl. Chem. 1991; 28, 1917-1925.

219. Kumar R, Wiebe LI, Knaus EE. Synthesis and antiviral activity of novel 5-(1-azido-2-haloethyl) and 5-(1-azido-, amino-, or methoxyethyl) analogs of 2'-deoxyuridine. J. Med. Chem. 1993; 36, 2470-2474.

220. Kumar R, Wiebe LI, Knaus EE. Synthesis of 5-(1-azidovinyl) and 5-[2-(1-azirinyl)] analogs of 2-deoxyuridine. Can. J. Chem. 1996; 74, 1609-1615.

221. Rossi R, Carpita A, Bellina F. Palladium- and/or copper-mediated cross-coupling reactions between 1-alkynes and vinyl, aryl, 1-alkynyl, 1,2-propadienyl, propargyl and allylic halides or related compounds. A review. Org. Prep. Proced. Int. 1995; 27, 127-160.

222. Sonogashira K, Tohda Y, Hagihara N. A convenient synthesis of acetylenes: catalytic substitutions of acetylenic hydrogen with bromoalkenes, iodoarenes and bromopyridines. Tetrahedron Lett. 1975; 36, 4467-4470.

223. Sonogashira K. Development of Pd-Cu catalyzed cross-coupling of terminal acetylenes with sp2-carbon halides. J. Organomet. Chem. 2002; 653, 46-49.

224. McCrindle R, Ferguson G, Arsenaut GJ, McAlees AJ, Stephenson DK. J. Chem. Res. Synop. 1984; 360-361.

225. Srivastav NC, Manning T, Kunimoto DY, Kumar R. Studies on acyclic pyrimidines as inhibitors of mycobacteria. Bioorg. Med. Chem. 2007; 15, 2045-2053.

226. Chu CK, Cutler SJ. Chemistry and antiviral activities of acyclonucleosides. J. Heterocycl. Chem. 1986; 23, 289-319.

227. Freeman S, Gardiner JM. Acyclic nucleosides as antiviral compounds. Mol. Biotechnol. 1996; 5, 125-137.

228. Johar M, Manning T, Tse C, Desroches N, Agrawal B, Kunimoto DY, Kumar R. Growth inhibition of Mycobacterium bovis, Mycobacterium tuberculosis and Mycobacterium avium in vitro: effect of 1-beta-D-2'-arabinofuranosyl and 1-(2'-deoxy-2'-fluoro-beta-D-2'-ribofuranosyl) pyrimidine nucleoside analogs. J. Med. Chem. 2007; 50, 3696-3705.

229. Rai D, Johar M, Srivastav NC, Manning T, Agrawal B, Kunimoto DY, Kumar R. Inhibition of Mycobacterium tuberculosis, Mycobacterium bovis, and Mycobacterium avium by novel dideoxy nucleosides. J. Med. Chem. 2007; 50, 4766-4774.

230. Shakya N, Srivastav NC, Desroches N, Agrawal B, Kunimoto DY, Kumar R. 3'-bromo analogues of pyrimidine nucleosides as a new class of potent inhibitors of Mycobacterium tuberculosis. J. Med. Chem. 2010; 53, 4130-4140.

231. Barwolff D, Langen P. Selective bromination of the 5-methyl group of 5-methylpyrimidine nucleosides. In: Nucleic Acid Chemistry-Improved and New Synthetic Procedures, Methods and Techniques. Изд.: John Wiley, Нью-Йорк, США, 1978; 359-366.

232. Alexandrova LA, Skoblov AY, Jasko MV, Victorova LS, Krayevsky AA. 2'-Deoxynucleoside 5'-triphosphates modified at a-, ß- and y-phosphates as substrates for DNA polymerases. Nucleic Acid Res. 1998; 26, 778-86.

233. Зарытова ВФ, Комарова НИ, Левина АС, Лохов СГ, Табатадзе ДР, Халимская ЛМ, Александрова ЛА. Синтез олигодезоксирибонуклеотидов, содержащих модифицированный по С-5 дезоксиуридин с алифатической аминогруппой. Биоорг. Хим. 1991; 17, 1059-1065.

234. Divakar KJ, Reese CB. 4-(1,2,4-Triazol-1-yl)- and 4-(3-nitro-1,2,4-triazol-1-yl)-1-(ß-D-2,3,5-tri-O-acetylarabinofuranosyl)pyrimidin-2(1H)-ones. Valuable intermediates in the synthesis of derivatives of 1-(ß-D-arabinofuranosyl)cytosine (ara-C). J. Chem. Soc. Perkin. Trans. 1982; 1, 1171-1176.

235. Lee B-Y, Park SR, Jeon HB, Kim RS. A new solvent system for efficient synthesis of 1,2,3-triazoles. Tetrahedron Lett. 2006; 47, 5105-5109.

236. Levina AS, Tabatadse DR, Khalimskaya LM, Prichodko TA, Shishkin GV, Alexandrova LA, Zarytova VP. Oligonucleotide derivatives bearing reactive and stabilizing groups attached to C5 of deoxyuridine. Bioconjugate Chem. 1993; 4, 319-325.

237. Kraszewski A, Stawinski J. Phosphoryl tris-triazole - a new phosphorylating reagent. Tetrahedron Lett. 1980; 21, 2935-2936.

238. Шмаленюк ЭР, Карпенко ИЛ, Черноусова ЛН, Чижов АО, Смирнова ТГ, Андреевская СН, Александрова ЛА. Новые 5-модифицированные производные 2'-дезоксиуридина: синтез и противотуберкулезная активность. Изв. Акад. Наук Сер. Хим. 2014; 5, 1197-1201.

239. Матюгина ЕС, Хандажинская АЛ, Кочетков СН. Карбоциклические аналоги нуклеозидов: классификация, ферменты-мишени и механизмы действия, синтез. Успехи химии. 2012; 81, 729-746.

240. Trost BM, Kuo GH, Benneche T. Transition-metal-controlled synthesis of (.+-.)-aristeromycin and (.+-.)-2',3'-diepi-aristeromycin. An unusual directive effect in hydroxylations. J. Am. Chem. Soc. 1988; 110, 621-622.

241. Franzblau SG, Witzig RS, McLaughlin JC, Torres P, Madico G, Hernandez A, Degnan MT, Cook MB, Quenzer VK, Ferguson RM, Gilman RH. Rapid, low-technology MIC determination with clinical Mycobacterium tuberculosis isolates by using the microplate Alamar Blue assay. J. Clin. Microbiol. 1998; 36, 362-366.

242. Amat M, Coll MD, Bosch J, Espinosa E, Molins E. Total syntheses of the Strychnos indole alkaloids(-)-tubifoline, (-)-tubifolidine, and (-)-19,20-dihydroakuammicine. Tetrahedron: Asymmetry. 1997; 8, 935-948.

243. Merlo V, Reece F J, Roberts SM, Gregson M, Storer R. Synthesis of optically active 5'-noraristeromycin: enzyme-catalysed kinetic resolution of 9-(4-hydroxycyclopent-2-enyl)purines. J. Chem. Perkin Trans. 1993; 1, 1717-1718.

244. Matyugina E, Novikov M, Babkov D, Ozerov A, Chernousova L, Andreevskaya S, Smirnova T, Karpenko I, Chizhov A, Murthu P, Lutz S, Kochetkov S, Seley-Radtke KL, Khandazhinskaya AL. 5-Arylaminouracil Derivatives: New Inhibitors of Mycobacterium tuberculosis. Chem. Biol. Drug. Des. 2015; 86, 1387-1396.

245. Suchindran S, Brouwer ES, Van Rie A. Is HIV infection a risk factor for multi-drug resistant tuberculosis? A systematic review. PLoS One. 2009; 4, e5561.

246. Pawlowski A, Jansson M, Skold M, Rottenberg ME, Kallenius G. Tuberculosis and HIV co-infection. PLoSPathog. 2012; 8, e1002464.

247. Alexandrova L, Zicari S, Matyugina E, Khandazhinskaya A, Smirnova T, Andreevskaya S, Chernousova L, Vanpouille C, Kochetkov S, Margolis L. Dual-targeted anti-TB/anti-HIV heterodimers. Antiviral Res. 2017; 145, 175-183.

248. Khandazhinskaya AL, Matyugina ES, Alexandrova LA, Kezin VA, Chernousova LN, Smirnova TG, Andreevskaya SN, Popenko VI, Leonova OG, Kochetkov SN. Interaction of 5-substituted pyrimidine nucleoside analogues and M. Tuberculosis: A view through an electron microscope. Biochimie. 2020; 171-172, 170-177.

249. Alzahrani KJ, Matyugina ES, Khandazhinskaya AL, Kochetkov SN, Seley-Radtke KL, Koning HP. Evaluation of the antiprotozoan properties of 5'-norcarbocyclic pyrimidine nucleosides. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2017; 27, 3081-3086.

250. Srivastav NC, Shakya N, Bhavanam S, Agrawal A, Tse C, Desroches N, Kunimoto DY, Kumar R. Antimycobacterial activities of 5-alkyl (or halo)-3'-substituted pyrimidine nucleoside analogs. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2012; 22, 1091-1094.

251. Garg S, Shakya N, Srivastav NC, Agrawal B, Kunimoto DY, Kumar R. Investigation of C-5 alkynyl (alkynyloxy or hydroxymethyl) and/or N-3 propynyl substituted pyrimidine nucleoside analogs as a new class of antimicrobial agents. Bioorg. Med. Chem. 2016; 24, 5521-5533.

252. Kögler M, Busson R, De Jonghe S, Rozenski J, Van Belle K, Louat T, -Lehmann H, Herdewijn P. Synthesis and evaluation of 6-aza-2'-deoxyuridine monophosphate analogs as inhibitors of thymidylate synthases, and as substrates or inhibitors of thymidine monophosphate kinase in Mycobacterium tuberculosis. Chem. Biodivers. 2012; 9, 536-556.

253. Owen GR, Verheyden JPH, Moffatt JG. 4'-Substituted nucleosides. 3. Synthesis of some 4'-fluorouridine derivatives. J. Org. Chem. 1976; 41, 3010-3017.

254. Amblard F, Cho JH, Schinazi RF. Cu(I)-Catalyzed Huisgen azide-alkyne 1,3-dipolar cycloaddition reaction in nucleoside, nucleotide, and oligonucleotide chemistry. Chem. Rev. 2009; 109, 4207-4220.

255. Rostovtsev VV, Green LG, Fokin VV, Sharpless KB. A Stepwise Huisgen Cycloaddition Process: Copper(I)-Catalyzed Regioselective "Ligation" of Azides and Terminal Alkynes. Angew. Chem. Int. Ed. 2002; 41, 2596-2599.

256. Himo F, Lovell T, Hilgraf R, Rostovtsev VV, Noodleman L, Sharpless KB, Fokin VV. Coppers-Catalyzed Synthesis of Azoles. DFT Study Predicts Unprecedented Reactivity and Intermediates. J. Am. Chem. Soc. 2004; 127, 210-216.

257. Устинов АВ, Степанова ИА, Дубнякова ВВ, Зацепин ТС, Ножевникова ЕВ, Коршун ВА. Модификация нуклеиновых кислот с помощью реакции [3+2]-диполярного циклоприсоединения азидов и алкинов. Биоорг. Химия. 2010; 36, 437-481.

258. Niks M, Otto M. Towards an optimized MTT assay. J. Immunol. Methods. 1990; 130, 149-151.

259. Negria SD, Karpenko IL, Efremenkova OV, Chizhov AO, Kochetkov SN, Alexandrova LA. Synthesis and antimicrobial properties of 5,5'-modified 2',5'-dideoxyuridines. Heterocycl. Commun. 2015; 21, 297-301.

260. Rautio J, Kumpulainen H, Heimbach T, Oliyai R, Oh D, Järvinen T, Savolainen J. Prodrugs: Design and clinical applications. Nat. Rev. DrugDiscov. 2008; 7, 255-270.

261. Huttunen K, Raunio H, Rautio J. Prodrugs - from serendipity to rational design. Pharmacol. Rev. 2011; 63. 750-771.

262. Stella VJ, Nti-Addae KW. Prodrug strategies to overcome poor water solubility. Adv. DrugDeliv. Rev. 2007; 59. 677-694.

263. Jornada DH, Dos Santos Fernandes GF, Chiba DE, De Melo TRF, Dos Santos JL, Chung MC. The Prodrug Approach: A Successful Tool for Improving Drug Solubility. Molecules. 2016; 21, 42.

264. Beaumont K, Webster R, Gardner I, Dack K. Design of ester prodrugs to enhance oral absorption of poorly permeable compounds: Challenges to the discovery scientist. Curr. DrugMetab. 2003; 4. 461-485.

265. Testa B. Prodrugs: Bridging pharmacodynamic/pharmacokinetic gaps. Curr. Opin. Chem. Biol. 2009; 13. 338-344.

266. Mori G, Chiarelli LR, Riccardi G, Pasca MR. New prodrugs against tuberculosis. Drug Discov. Today. 2017; 22. 519-525.

267. Pochet S, Kansall V, Destouesse F, Sarfatil SR. Alkylglycoside carbonates of 3'-azido-3'-deoxythymidine. Tetrahedron Lett. 1990; 31. 6021-6024.

268. Khandazhinskaya AL, Shirokova EA, Karpenko IL, Zakirova NF, Tarussova NB, Krayevsky AA. P-(alkyl)-nucleoside 5'-hydrogenphosphonates as depot forms of antiviral nucleotide analogues. Nucleosides Nucleotides Nucl. Acids. 2000; 19, 1795-1804.

269. Solyev PN, Shipitsin AV, Karpenko IL, Nosik DN, Kalnina LB, Kochetkov SN, Kukhanova MK, Jasko MV. Synthesis and anti-HIV properties of new carbamate prodrugs of AZT. Chem. Biol. Drug Des. 2012; 80, 947-952.

270. Khandazhinskaya AL, Jasko MV, Karpenko IL, Solyev PN, Golubeva NA, Kukhanova MK. 5'-Phosphonated derivatives of 2',3'-dideoxy-3'-thiacytidine as new anti-HIV prodrugs. Chem. Biol. Drug Des. 2011; 78, 50-56.

271. McGuigan C, Pathirana RN, Migliore M, Adak R, Luoni G, Jones AT, Diez-Torrubia A, Camarasa MJ, Velazquez S, Henson G, Verbeken E, Sienaert R, Naesens L, Snoeck R, Andrei G, Balzarini J. Preclinical development of bicyclic nucleoside analogues as potent and selective inhibitors of varicella zoster virus. J. Antimicrob. Chemother. 2007; 60, 1316-1330.

272. McGuigan C, Balzarini J. FV100 as a new approach for the possible treatment of varicella-zoster virus infection. J. Antimicrob. Chemother. 2009; 64, 671-673.

273. Snoeck R, Andrei G, De Clercq E. Chemotherapy of varicella zoster virus infections. Int. J. Antimicrob. Agents. 1994; 4, 211-226.

274. Solyev PN, Jasko MV, Karpenko IL, Sharkin YA, Shipitsyn AV, Kukhanova MK. New dinucleoside phosphonate derivatives as prodrugs of 3'-azido-3'-deoxythymidine and P-L-2',3'-dideoxy-3'-thiacytidine: synthesis and anti-HIV properties. Nucleosides Nucleotides Nucl. Acids. 2014; 33, 64-79.

275. Jain N, O'Brien S. Initial treatment of CLL: integrating biology and functional status. Blood. 2015; 126, 463-470.

276. Хандажинская АЛ, Широкова ЕА. 5'-Фосфонаты AZT: достижения и перспективы в лечении и профилактике ВИЧ-инфекции. Acta Naturae. 2013; 5, 57-65.

277. Vlieghe P, Clerc T, Kraus J-L. New 3'-Azido-3'-deoxythymidin-5'-yl O-(4-Hydroxyalkyl or -Alkenyl or -Alkylepoxide) Carbonate Prodrugs: Synthesis and Anti-HIV Evaluation. J. Med. Chem. 2001; 44, 3014-3021.

278. Хабриев РУ. Руководство по экспериментальному (доклиническому) изучению новых фармакологических веществ. Изд.: «Медицина», Россия Москва. 2005.

279. De Clercq E. Antiviral drugs; current state of the art. J. Clin. Vir. 2001; 22, 73-89.

280. who.int/immunization/research/en/

281. Negrya SD, Jasko MV, Solyev PN, Karpenko IL, Efremenkova OV, Vasilyeva BF, Sumarukova IG, Kochetkov SN, Alexandrova LA. Synthesis of water-soluble prodrugs of 5-modified 2'-deoxyuridines and their antibacterial activity. JAntibiot. 2020; 73, 236-246.

282. Негря СД, Ясько МВ, Макаров ДА, Сольев ПН, Карпенко ИЛ, Шевченко ОВ, Чехов ВО, Глухова АА, Васильева БФ, Ефименко ТА, Сумарукова ИГ, Ефременкова ОВ, Кочетков СН, Александрова ЛА. Гликолевые и фосфатные депо-формы 4- и/или 5-модифицированных нуклеозидов, проявляющих противобактериальную активность. Молекулярная биология. 2021; 55, 164-176.

283. Brown N. Bioisosteres in medicinal chemistry. Изд.: Wiley, Хобокен, Нью-Джерси, США. 2012.

284. Shakya N, Srivastav NC, Bhavanam S, Tse C, Desroches N, Agrawal B, Kunimoto DY, Kumar R. Discovery of novel 5-(ethyl or hydroxymethyl) analogs of 2'-'up' fluoro (or hydroxyl) pyrimidine nucleosides as a new class of Mycobacterium tuberculosis, Mycobacterium bovis and Mycobacterium avium inhibitors. Bioorg. Med. Chem. 2012; 20, 4088-4097.

285. Александрова ЛА, Ефременкова ОВ, Андронова ВЛ, Галегов ГА, Сольев ПН, Карпенко ИЛ, Кочетков СН. 5-(4-алкил-1,2,3-триазол-1-ил)метильные производные 2'-дезоксиуридина -ингибиторы роста бактерий и вирусов. Биоорг. Химия. 2016; 42, 746-754.

286. Негря СД, Макаров ДА, Сольев ПН, Карпенко ИЛ, Чехов ВО, Глухова АА, Васильева БФ, Сумарукова ИГ, Ефременкова ОВ, Кочетков СН, Александрова ЛА. 5-алкилтиометильные производные 2'-дезоксиуридина: синтез и антибактериальная активность. Биоорг. Химия. 2020; 46, 124-130 .

287. Watanabe K. Mission oriented research: an experience in Dr. Jack J. Fox's laboratory. In: Chu CK, editor. Recent advances in nucleosides: chemistry and chemotherapy. Изд.: Elsevier Science, Амстердам, Нидерланды. 2002.

288. Mitchell WL, Ravenscroft P, Hill ML, Knutsen LJS, Jenkins BD, Newton RF, Scopes DI. Synthesis and antiviral properties of 5-(2-substituted vinyl)-6-aza-2'-deoxyuridines. J. Med. Chem. 1986; 29, 809-816.

289. Basnak I, Sun M, Hamor TA, Focher F, Verri A, Spadari S, Wroblowski B, Herdewijn P, Walker RT. Some 6-aza-5-substituted-2'-deoxyuridines show potent and selective inhibition of herpes simplex virus type 1 thymidine kinase. Nucleosides Nucleotides Nucl. Acids. 1998; 17, 187-206.

290. Verbrüggen H, Krolikiewicz K, Niebdballa U. Nucleosidsynthesen, XIV. Aminierung von Heterocyclen, I. Eine neue einfache Synthese von Cytidinen. Justus Liebigs Ann. Chem. 1975; 1975, 988-1002.

291. Niedballa U, Vorbruggen H. A general synthesis of pyrimidine nucleosides. Angew. Chem. Int. Ed. 1970; 9, 461-462.

292. Imazawa M, Eckstein F. Facile synthesis of 2'-amino-2'-deoxyribofuranosylpurines. J. Org. Chem. 1979; 44, 2039-2041.

293. Zhang X, Amer A, Fan X, Balzarini J, Neyts J, De Clercq E, Prichard M, Kern E, Torrence PF. Synthesis and antiviral activities of new acyclic and "double-headed" nucleoside analogues. Bioorg. Chem. 2007; 35, 221-232.

294. Wallace AC, Laskowski RA, Thornton JM. LIGPLOT: a program to generate schematic diagrams of protein-ligand interactions. Protein Eng. 1995; 8, 127-134.

295. Negrya SD, Efremenkova OV, Solyev PN, Chekhov VO, Ivanov MA, Sumarukova IG, Karpenko IL, Kochetkov SN, Alexandrova LA. Novel 5-substituted derivatives of 2'-deoxy-6-azauridine with antibacterial activity. J Antibiotics. 2019; 72, 535-544.

296. Gut J, Prystas M. Komponenten der nucleinsäuren und ihre analoge II. Synthese einiger 5-substituierter 6-azauracil-derivate. Collect Czechoslov Chem Commun. 1959; 24, 2986-2988.

297. Jeong IH, Park YS, Chung MW, Kim BT. A new method for the preparation of 2,3-diaryl-1,1-difluoro-1,3-butadienes. Synth Commun. 2001; 31, 2261-2270.

БЛАГОДАРНОСТИ

Хочу выразить огромную благодарность своему научному руководителю к.х.н. Александровой Людмиле Александровне за возможность проведения данного исследования, переданный опыт, помощь в подготовке статей, чуткое руководство, внимание и терпение.

Благодарю всех сотрудников Лаборатории молекулярных основ действия физиологически активных соединений Института молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта РАН за помощь в реализации экспериментов, советы и замечания. Выражаю особенную благодарность заведующему лабораторией академику Кочеткову Сергею Николаевичу за всестороннюю помощь и поддержку при выполнении работы, Ясько Максиму Владимировичу за помощь при планировании и проведении синтезов, д.б.н. Кухановой Марине Константиновне за помощь при проведении исследований гидролиза депо-форм, к.х.н. Карпенко Инне Леонидовне за исследование цитотоксичности, к.х.н. Сольеву Павлу Николаевичу за регистрацию масс-спектров, к.х.н. Новикову Роману Александровичу за регистрацию спектров ЯМР, а также сотрудника ИМБ РАН Чехова Владимира Олеговича за выполнение квантово-химических расчетов.

Также выражаю благодарность сотрудникам Института по Изысканию Новых Антибиотиков им. Г.Ф. Гаузе к.б.н. Ефременковой Ольге Владимировне и к.б.н. Ефименко Татьяне Александровне за исследование противобактериальной активности.

Отдельно хочу выразить признательность своим родителям, друзьям и близким за помощь, поддержку и понимание.