Принципы формирования синаптических связей при регенерации крылоногого моллюска тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат физико-математических наук Зеленин, Павел Владимирович

• Зеленин, Павел Владимирович
• кандидат физико-математических наук
• 1999

Оглавление диссертации кандидат физико-математических наук Зеленин, Павел Владимирович

Введение

Глава 1. Основные экспериментальные методы, использованные в работе

Глава 2. Норма и "Стандартная" регенерация

Глава 3. Регенерация "Без Выбора" и "С Ограниченным Выбором"

Глава 4. Регенерация в случае недоступности нормальной мишени

Глава 5. Обсуждение физиологических экспериментов и общие положения

математических моделей

Глава 6. Модель регенерации без влияния нейритов и модель с влиянием

нейритов на распределение материала

Глава 7. Модель регенерации с влиянием нейритов друг на друга

Выводы

Список литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Принципы формирования синаптических связей при регенерации крылоногого моллюска»

ВВЕДЕНИЕ

В.1. Постановка задачи.

Одной из самых важных научных проблем является работа нервной системы. В данный момент интенсивно развиваются самые разнообразные подходы к этому вопросу. Один из них - изучение функционального строения нервной системы. В частности, это изучение образования и изменения специфических связей между элементами нервной системы, нервными клетками. Образование новых связей можно вызвать искусственно, нарушив старые связи. При исследовании подобной вызванной повреждением регенерации весьма вероятно обнаружить существенные принципы и механизмы формирования мозга. Такой подход применяется уже давно, но, в основном, к позвоночным животным, так как их нервная система считается наиболее близкой к нервной системе человека. Однако, в последние годы накопилось довольно много данных о сходстве, если не идентичности, механизмов развития у всех животных, как позвоночных, так и беспозвоночных. Исследование же мозга беспозвоночных имеет ряд существенных преимуществ. Во-первых, их нервная система состоит из меньшего числа нейронов, многие, если не все, из которых идентифицируемы, т.е. консервативны и легко узнаваемы у животных данного вида; связи между этими нейронами также весьма консервативны. Кроме того, количество клеток в нейронной сети беспозвоночных, ответственной за данную функцию, часто оказывается небольшим (десяток типов и сотни штук нейронов). Таким образом, нейронные сети беспозвоночных — системы с небольшим количеством элементов и связей между этими элементами. Во-вторых, некоторые беспозвоночные удобны для генетических исследований. Это позволяет связать функцию на уровне отдельных нейронов с генетикой на уровне отдельных генов. Наконец, что часто важно, с беспозвоночными легко работать, их несложно содержать, и они относительно дёшевы. Все эти причины заставили обратить внимание на моллюска СНопе Итаста (морского ангела). В данной работе изучалась регенерация аксонов локомоторных мотонейронов и нервномышечных связей у морского ангела.

При изучении регенерации, то есть восстановления нарушенных

связей между нервными клетками и их мишенями, мы должны ответить на несколько групп вопросов и a priori на каждый из вопросов существует несколько возможных и теоретически равноценных ответов. Какой из ответов правилен? Это может сказать только эксперимент. Причем для разных животных ответы могут оказаться различными. Но даже если они различны, их интересно получить, поскольку это позволит рассмотреть влияние различных механизмов. И, возможно, механизм, работающий в одной системе, затем обнаружится и в другой. Перечислим вопросы, стоящие при изучении регенерации.

Что направляет рост новых нейритов нейронов? Если нейриты доросли до области, где располагается их нормальная мишень, как нейрон выбирает данную мишень среди многих ему доступных? Каковы необходимые и достаточные условия установления новых связей нейронов на их мишенях? Если новые связи, сделанные нейроном, неправильны или избыточны (что, кстати, часто наблюдается на опыте), то появляется проблема убирания подобных связей. При этом они могут убираться, а могут становиться постоянными. Если убирание происходит, то каковы его причины и механизмы? Каковы необходимые и достаточные условия убирания?

В данной работе я попытаюсь ответить на эти и некоторые другие вопросы.

Работы как по регенерации мотонейронов у позвоночных, так и по регенерации у беспозвоночных уже проводились ранее. Новизна данной работы в том, что образование новых аксонов мотонейронов и восстановление нервномышечных связей изучались на уровне отдельных идентифицированных клеток. Основной итог данной работы — доказательство функциональной значимости конкуренции между разными нейритами внутри отдельной нервной клетки, построение математической модели взаимодействия между различными элементами нейрона, оценка приложимости различных моделей к ситуации в реальном организме и возможных следствий из них.

В.2. Регенерация у беспозвоночных и позвоночных: факты и модели.

Регенерация или восстановление нервных связей описана во многих работах [1, 2, 3, 4]. Данная тема подразделяется на несколько тем меньшего, но все же довольно значительного, размера.

Во-первых, это, конечно, запуск роста новых нейритов после того, как старые нервные связи разрушены. Многочисленные исследования посвящены тому, как нейрон регирует на нанесенное повреждение и устраняет его.

Другой темой регенерации являются механизмы запуска роста новых нейритов. В боыиинстве случаев для запуска необходимо удаление старых аксонов или нарушение нормальной синаптической передачи, однако оказалось, что даже неповрежденные нейроны могут выпускать новые нейриты [5, 6, 7, 8]. Изучалось также, как зависит интенсивность образования новых нейритов от места повреждения старого аксона. Основной качественный итог этих исследований: чем ближе к соме нейрона был отрезан старый нейрит, тем многочисленнее образующиеся новые нейриты [8].

Следующей темой исследований является сама возможность роста новых нейритов. Известно, что восстановление нарушенных связей внутри центральной нервной системы позвоночных, если и происходит, то с трудом. Это объясняется большими трудностями роста нейритов через шрам, образующийся на месте повреждния [9]. Поэтому интенсивно ищутся способы преодолеть эту проблему. (Отметим, что в отличие от позвоночных, для беспозвоночных данная проблема не стоит: новые нейриты нейронов практически всегда могут расти внутри ЦНС.)

Если рост возможен, то встает вопрос о его направлении. В этой области наибольшие успехи достигнуты не при изучении регенерации, а при исследовании роста аксонов в эмбриогенезе [10]. Анализ на уровне одиночных идентифицированных нейронов насекомых показал, что нейроны растут стереотипным образом. В эмбрионах насекомых были выявлены ранние "пионерские" конусы роста, которые создают простую сетку аксонных путей [11], которые используются для роста более поздних аксонов. Подобные "пионерские" нейроны были также обнаружены в развивающейся ЦНС рыб [12] и в мозге млекопитающих [13,14]. Конусы

роста могут направляться по специфическим путям дифференциальной адгезией [15], притягивающими [16, 17, 18] и отталкивающими [19] хемотропными сигналами и другими способами.

Сохраняются ли механизмы направления роста нейритов во взрослом организме? Известно, что рост новых нейритов при регенерации может быть специфическим [20]. В частности растущие нейриты могут устанавливать контакт с выживающими [21] или дегенерирующими [22] отрезанными частями старых аксонов и расти вдоль них. Существуют также предпочтения для роста в нервы, где в норме нет аксонов исследуемых нейронов [8, 23]. Некоторые данные указывают на возможные специфические запреты роста нейритов в определенные места [24]. Все эти предпочтения, по-видимому, являются индивидуальными характеристиками данного нейрона. При регенерации растущие нейриты могут также притягиваться к мишеням диффундирующими факторами [25]. К сожалению, животные удобные для изучения эмбриогенеза не удобны для рассмотрения регенерации и наоборот, поэтому не всегда ясно, используются ли одни и те же механизмы определения специфичности в эмбриогенезе и при регенерации. Хотя, например, было показано, что при развитии и при регенерации важную роль в направленном росте играет немышечная мезодерма [26].

После того, как нейриты достигли какой-то области, они устанавливают синапсы. Специфичен ли этот синаптогенез? Часто это так [27, 28, 29, 30]. Во многих других случаях - нет. Нейрон может устанавливать связи со всеми клетками чувствительными к выбрасываемому им нейромедиатору. Так, хотя в эмбриогенезе мотонейроны позвоночных растут по специфическим нервным путям к своим мышцам-мишеням и иннервируют только их, можно имплантировать моторный нерв в какую-либо другую мышцу, и она будет им проиннервирована. Аналогично, если во время эмбриогенеза дрозофилы убить нормальную для данного мотонейрона мышцу, он, не найдя свою мишень на обычном месте, прорастет дальше и установит связи с неправильной мишенью [31]. Нейрон ЯРесЩ1 лимнеи при регенерации, по-видимому, иннервирует все доступные ему мишени, отвечающие на его нейромедиатор [32]. Однако позже образовавшиеся синапсы могут убираться [33, 34, 35].

В начале XX века в работах Вейса [36] было обнаружено, что трансплантированные конечности амфибий иннервируются нейронами реципиента и осуществляют координированные движения. С этого времени позвоночные часто являлись объектами изучения регенерации [37, 38]. К сожалению, лишь в редких случаях удается изучать регенерацию идентифицированных нейронов позвоночных [39, 40, 41], обычно же приходится работать не с отдельными нейронами, а с нервами.

Наиболее экспериментально доступными и, соответственно, очень популярными объектами являются нервномышечные синапсы. Образование новых нервномышечных синапсов у позвоночных может быть вызвано как полной, так и частичной денервацией мышцы [42, 43]. При регенерации любой моторный нерв может иннервировать любую мышцу [44, 45]. При реиннервации мышца оказывается множественно иннервированной, то есть на одиночном мышечном волокне распологаются синапсы нескольких мотонейронов, тогда как в норме на данном мышечном волокне оканчивается только один мотонейрон. Мотонейроны конкурируют между собой за мышечные мишени, в итоге деля мышцу на "зоны влияния" [46, 47, 48]. Если в опыте мышца иннервирована двумя нервами: ранее иннервировавшим данную мышцу и чужим, то свой будет иметь преимущество в конкуренции, и неправильные синапсы будут убираться [49]. Показано, что в таком убирании синапсов при регенерации очень важную роль играет активность нейронов [50].

Конкуренция между нейронами за мышечные клетки приводит также к возникновению топографических проекций. Так существует ростро-каудальная топография проекций мотонейронов в повторяющиеся мышцы, такие как передний серратус и мышцы диафрагмы [51]. Было показано влияние и активность-зависимых, и активность-независимых механизмов [52]: сравнительно хорошая топографическая проекция моторных нейронов на мышцы устанавливается ещё до рождения [53], что указывает на существование рострокаудальных меток в эмбриональных мышцах, однако, синаптические перестройки после рождения уточняют и улучшают эту топографическую карту.

Наиболее изученным случаем убирания нервномышечных связей

является все же не убирание во время регенерации, а перинатальное убирание множественной иннервации у млекопитающих [54, 55, 56, 57]. Оказалось, что имеющееся во взрослом организме разделение волокон скелетных мышц по моторным единицам возникает только в период сразу до и после рождения, а до этого периода каждая мышечная клетка иннервирована более, чем одним мотонейроном. В результате многочисленных исследований стали раскрываться механизмы убирания нервномышечных синапсов [58]. В частности, было показано, что убирание происходит по активность-зависимому механизму [59]. В данном процессе участвуют многие внутриклеточные структуры и внеклеточный матрикс, предполагается участие многочисленных вне- и внутриклеточных сигналов [54]. Для лучшего понимания происходящих процеессов молекулярная структура нервномышечных синапсов была в последние годы детально изучена [60].

На основе имеющихся экспериментальных данных были построены разнообразные модели убирания нервномышечных связей у млекопитающих [61, 62, 63, 64]. Базовая схема данных моделей довольно проста. Окончание нерва производит некоторый сигнал, который вызывает изменения в концевой пластинке. Концевая пластинка производит другой сигнал, который воспринимается пресинаптическим окончанием и влияет на производства нейронального сигнала и/или на рост синапса. Между синапсами различных нейронов, оканчивающихся на одной и той же концевой пластинке происходит конкуренция за какой-либо лимитирующий фактор: это может быть место или трофическое вещество, производимое мышцей. На тенденцию синапсов расти могут влиять также их размеры. Может предполагаться некоторая присущая мотонейрону тенденция расти или убираться. Разнообразные комбинации условий моделей позволяют получить убирание множественной инннервациии мышц. Однако выбрать из множества имеющихся моделей одну оказывается довольно сложным. Частично это объясняется, по-видимому, сложностью системы. Другой причиной является сложная проверяемость предсказаний моделей из-за того, что экспериментаторы работают с большими группами нейронов с достаточно разнообразными и обычно неконтролируемыми свойствами.

Поэтому было бы очень интересно попытаться уменьшить число "игроков" и исследовать систему на уровне одиночных идентифицируемых клеток.

В.З. Крылоногий моллюск СИопе Итаста как выбранный объект исследования регенерации.

Нейронная сеть, обеспечивающая локомоцию у морского ангела.

Морской ангел - это крылоногий моллюск, который постоянно плавает в толще морской воды за счёт ритмических сокращений двух крыльев с частотой 1-5 Гц (Рис. В.1). Тела нейронов ангела объединены в пять пар ганглиев, которые составляют окологлоточное нервное кольцо (Рис. В.2). (Окологлоточное кольцо ниже будет называться центральной нервной системой или, для краткости, ЦНС ангела.) Эти тела оказались очень крупными и легко различимыми (Рис. В.З), что позволило произвести полное электрофизиологическое описание нейронной сети, осуществляющей ритмическое махание [66, 67, 68, 69, 70, 71, 72, 73]. Эта сеть состоит из девяти типов нейронов, различающихся по характеру электрической активности и по фазе активности в цикле локомоции (Рис. В.4) [68]. Типы делятся на две группы: типы нейронов, активных во время движения крыла в дорзальную сторону (этим типам даны нечётные номера 1, 3, 7, такие нейроны будут называться дорзальными, а соответствующая фаза локомоторного цикла далее в тексте будет называться дорзальной или Б-фазой), и типы нейронов, активных во время движения крыла в вентральную сторону (этим типам даны чётные номера 2, 4, 6, 8, 10, 12, такие нейроны будут называться вентральными, а соответствующая фаза локомоторного цикла далее будет называться вентральной или V-фазой). Тела всех нейронов локомоторного генератора, за исключением нейронов типа 12, лежат в педальных ганглиях ЦНС, а тела нейронов типа 12 находятся в плевральных ганглиях [73]. Генерация плавательного ритма делается исключительно нейронами, находящихся внутри ЦНС, без какого-либо участия сигналов от периферических сенсорных клеток. Генерирующая нейронная сеть состоит из трёх групп интернейронов (интернейроны типов 7, 8 и 12) [69,72]. Нейроны внутри каждой из групп 7 и 8 сильно электрически связаны друг с другом и работают синхронно, поэтому каждая

морского ангела с вентральной стороны. Справа изображены фазы движения крыльев при махании (вид с головы, дорзальная сторона тела сверху, вентральная сторона тела снизу). 1.Фаза максимального сгибания крыльев в вентральную сторону. 2.Фаза движения крыльев в дорзальную сторону. З.Фаза максимального сгибания крыла в дорзальную сторону. 4. Фаза движения крыльев в вентральную сторону.

Рис. В.2. Центральная нервная система Clione limacina - окологлоточное кольцо ганглиев - и отходящие от неё периферические нервы (вид с вентральной стороны). Вис - буккальные ганглии; Сег - церебральные ганглии; Р1 - плевральные ганглии; Ped - педальные ганглии; Par -абдоминальные (париетальные) ганглии; NW - нерв крыла.

Рис. В.З. Схема педальных ганглиев и расположения в них тел локомоторных нейронов. Справа изображён правый педальный ганглий (вид с дорзальной стороны). Слева также изображён правый педальный ганглий (вид с вентральной стороны). Локомоторые нейроны различных типов обозначены цифрами (1, 2, 3, 4, 6, 7, 8). Место, где можно зарегистрировать аксон интернейрона 12, сома которого расположена в плевральном ганглии обозначено числом 12. Самые крупные локомоторные мотонейроны NIA и N2A обозначены 1А и 2А, соответственно. NW - нерв крыла; СРС -церебро-педальная коннектива; PC - педальная коммиссура.

D-phase half-center

muscles [

V-phase half-center

Рис. B.4. Схема локомоторного генератора. Слева изображена схема связей между локомоторными нейронами. Группы нейронов обозначены числами (1,2,3,4,6,7,8,10,12). Две подгруппы интернеронов 8 обозначены 8е и 8d. Ломаные линии обозначают электрические связи внутри групп клеток. Связи между группами изображены линиями: линии с белыми стрелками на конце изображают возбуждающие химические связи, линии с чёрными стрелками на конце изображают тормозные химические связи, линии, соединяющие ломаные линии, изображают электрические связи между различными группами нейронов. D-phase half-center - часть генератора, активная в фазу дорзального движения крыльев; V-phase half-center - часть генератора, активная в фазу движения крыльев в вентральную сторону. DM - мышцы дорзального слоя мышц крыла, VM - мышцы вентрального слоя мышц крыла. Справа изображена схема активности (изменения мембранного потенциала) нейронов разных групп в цикле ломоции. D -фаза сгибания крыла в дорзальную сторону; V - фаза сгибания крыла в вентральную сторону. Остальные обозначения те же, что и на рисунке слева.

данная группа может рассматриваться как одна клетка. Интернейроны типов 7 и 8 сами по себе могут генерировать ритм [72], но для работы в противофазе они тормозят друг друга (Рис. В.4); интернейроны типа 12 участвуют в генерации ритма при быстром плавании [70]. Интернейроны типа 7 возбуждают мотонейроны D-фазы и тормозят мотонейроны V-фазы, а интернейроны типа 8 возбуждают мотонейроны V-фазы и тормозят мотонейроны D-фазы. Дорзальные мотонейроны возбуждают дорзальные мышцы крыла, а вентральные мотонейроны - вентральные мышцы. Самые крупные и удобные мотонейроны обозначены NIA и N2A (Рис. В.З), именно они обычно использовались в данной работе.

Строение крыльев морского ангела. Строение крыльев так же, как и строение нейронной сети, несложно и хорошо изучено [74]. Крылья состоят из трёх мышечных слоёв: дорзального, вентрального и промежуточного, лежащего между дорзальным и вентральным (Рис. В.5). Дорзальный мышечный слой сгибает крыло в дорзальную сторону, вентральный -сгибает крыло в вентральную сторону, а промежуточный отдёргивает крыло при внешнем механическом раздражении. Мышечные слои состоят из перекрещивающихся пучков мышечных клеток. Размеры отдельной клетки в среднем составляют 20мкмх700мкм, а размеры одного пучка 100мкмх5000мкм, то есть в один пучок входит порядка 200 мышечных клеток, а весь мышечный слой состоит из тысяч клеток.

Все три мышечных слоя данного крыла иннервируются через один-единственный нерв - нерв крыла - выходящий из ипсилатерального педального ганглия. Дорзальный и вентральный слои мышц, которые собственно и рассматривались в данной работе, иннервируются исключительно локомоторными мотонейронами из педальных ганглиев [75; см. также данную работу].

Дорзальные мотонейроны иннервируют дорзальный слой мышц крыла, а вентральные мотонейроны иннервируют вентральный слой мышц крыла. Самые крупные мотонейроны: 1А и 2А - иннервируют все мышечные волокна, соответственно, дорзального и вентрального мышечных слоев (Рис. 1.1С). Более мелкие "кластерные" мотонейроны типов 1 и 2, а

и V

п ромежуточные

мышцы крыла —

Рис. В.5. Строение крыла морского ангела. Три мышечных слоя. Дорзальный слой мышц крыла сгибает крыло в дорзальную сторону, вентральный слой мышц крыла сгибает крыло в вентральную сторону, промежуточные мышцы крыла втягивают крыло в тело при механическом раздражении.

также мотонейроны типов 3, 4, 6 и 10 иннервируют только части мышечных слоев. Таким образом, в норме присутствует множественная иннервация мышц: то есть каждая мышечная клетка дорзального слоя иннервирована мотонейроном 1А и, может быть, одним или несколькими другими дорзальными мотонейронами, а каждая мышечная клетка вентрального слоя иннервирована мотонейроном 2А и, возможно, одним или несколькими другими вентральными мотонейронами [75]. То есть в норме, по-видимому, отсутствует конкуренция между нейронами одной и той же фазы при иннервации мышц. По этой причине в наших опытах по реиннервации мы будем рассматривать все дорзальные мотонейроны как одну единую группу, а все вентральные мотонейроны как другую единую группу.

Морской ангел как объект для изучения регенерации. После повреждения нерва, входящего в крыло, с помощью передавки оно оказывается парализованным. Но через некоторое время движения крыла начинают восстанавливаться, и примерно через месяц ранее парализованное крыло нормально работает так, что такого ангела по поведению невозможно отличить от нормального. Из всего выше сказанного (хорошо изученная и простая нейронная сеть, простое сроение мышц, возможность работы с легко узнаваемыми клетками, простое нарушение и относительно быстрое и достаточно полное восстановление фукций) следует, что вызванная повреждением регенерация локомоторных мотонейронов морского ангела может быть удобной моделью для изучения общих механизмов регенерации на уровне отдельных идентифицированных нейронов.

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Зеленин, Павел Владимирович

ЗАКЛЮЧЕНИЕ.

В данной работе изучалось образование новых нервных связей после нарушения старых. В качестве объекта был использован моллюск морской ангел, а в качестве изучаемой системы - мотонейроны центрального генератора локомоторого ритма. Работы по данной нейронной сети, выполненые ранее в нашей лаборатории, предоставили редкую возможность исследовать процесс восстановления нарушенных нервных связей и на морфологическом, и на физиологическом уровне. В качестве исходных данных мы имели детальные сведения о структуре и функциях генератора, данные по строению мышечных мишеней в данной системе, а также факт восстановления со временем двигательной функции, нарушенной передавкой нерва крыла. Идеальным итогом данного исследования было бы настолько подробное знание механизмов регенерации, чтобы можно было получать в итоге регенерации любую наперед заданную картину распределения нервных связей.

В начале мы установили, что восстановление двигательной функции происходит за счет восстановления нарушенных нервномышечных связей. То есть в итоге регенерации мишени управляются теми же нейронами, которые управляли ими в норме.

Далее выяснилось, что на раннем этапе регенерации растущие нейриты нейронов способны узнавать правильный выход из ЦНС к мишени (нерв крыла) среди всех других центральных и периферических нервных трактов. Однако узнавать ответвления правильного нерва, идущие к правильной мишени, растущие нейриты не могут: они растут как к правильным, так и к неправильным мишеням, образуя синапсы и на тех, и на других. Причем для образования новых синапсов денервация мишени не является необходимой, достаточно лишь "желания" растущих нейритов.

Несмотря на то, что изначально связи образуются совершенно неспецифическим образом, в итоге обычной регенерации неправильных связей не остается, то есть после установления контакта нейритов с мишенью сделанные ошибки могут узнаваться и устраняться.

Затем регенерация в данной системе исследовалась в специальных необычных условиях. При этом было обнаружено, что у морского ангела исправление ошибок происходит не за счет простого убирания всех неправильных синапсов и нейритов, как это было бы логично предположить и как это продемонстрировано для многих других систем, и не за счет конкуренции между синапсами нейронов, оканчивающихся на общей мишени, как это считается наиболее вероятным для позвоночных. Вместо этих двух механизмов, по-видимому, работает механизм исправления ощибок за счет взаимодействия между частями одного и того же нейрона. По крайней мере, было показано, что для того, чтобы нейрон убрал неправильные синапсы необходимо, чтобы он имел правильные синапсы.

После этого мы показали, что простое наличие у нейрона правильных синапсов не достаточно для полного убирания неправильных синапсов, необходимо также наличие достаточного количества правильных нейритов, что является дополнительным поводом использования количественных моделей для описания данной системы.

В итоге на основе результатов опытов было предложено несколько математических моделей, описывающих процесс роста и убирания нейритов и синапсов, различающихся в предположениях о влиянии различных отделов нейрона друг на друга. Рассмотренные модели, безусловно, не исчерпывают всех возможных моделей роста нейритов и установления связей, поэтому они представляли бы ценность только в случае, если бы они не только правильно описывали имеющиеся данные, но и позволяли предсказывать новые результаты.

Одна из рассмотренных нами моделей обладает именно такими свойствами. В ней предполагалось существование прямого влияния наличия и размеров одних нейритов на рост других. В итоге анализа был сделан вывод о том, что для адекватного описания экспериментальных данных необходим учет влияния всех нейритов на рост неправильных нейритов: рост неправильных нейритов должен тормозиться как правильными, так и неправльными нейритами. На влияния нейритов на рост правильных нейритов наложены количественные ограничения, но в принципе система может нормально функционировать и без этих влияний. Очень интересно найти медиаторы предложенных влияний. Это является целью будущих исследований.

Список литературы диссертационного исследования кандидат физико-математических наук Зеленин, Павел Владимирович, 1999 год

Список литературы:

1. Хэй Р. Регенерация. - М.:Мир, 1959. - 314с.

2. Лиознер Л.Д. Регенерация и развитие. - М.:Наука, 1982. - 168с.

3. Moffett S.B. Neural regeneration in gastropod molluscs. // Progress in Neurobiology. 1995, V.46, P.289-330.

4. Голуб Д.М., Леонтюк Л.А., Новиков И.И. Регенерация нервов и регенерация органов. - Минск:Наука и Техника, 1981. - 112с.

5. Bulloch A.G.M. Sprouting and retraction of neurites by undamaged adult molluscan neurons. // Brain Research. 1984, V.321, P.369-373.

6. Hainmann C., Mallart A., Tomas I Ferre J., Zilber-Gachlen N. F. Patterns of motor innervation in the pectoral muscle of adult Xenopus laevis: evidence for possible synaptic remodeling. // J. Physiol. 1981, V.310, P.241-256.

7. Purves D., Hadley R.D., Voyvodic J.T. Dynamic changes in the dendritic geometry of individual neurons visualized over periods of up to three month in the superior cervical ganglion of living mice. // Journal of Neuroscience. 1986, V.6, P.1051-1060.

8. Bailey C.H., Chen M. Structural plasticity at identified synapses during long term memory in Aplysia. // Journal of Neurobiology. 1989, V.20, P.356-372.

9. Shen Y.J., DeBellard M.E., Salzer J.L., Roder J., Filbin M.T. Myelin-associated glycoprotein in myelin and expressed by Schwann cells inhibits axonal regeneration and branching. // Mol. Cell Neurosci. 1998, V.12, P.79-91.

10. Goodman C.S., Shatz C.J. Developmental mechanisms that generate precise patterns of neuronal connectivity. // Cell. 1993, V.72, 77-97.

11. Bastiani M.J., Doe C.Q., Helfand S.L., Goodman C.S. Neuronal specificity and growth cone guidance in grasshopper and Drosophila embryos. // Trends in Neuroscience. 1985, V.8, N6, P.257-266.

12. Kuwada J.Y. Growth cone guidance in the zebrafish central nervous system. // Current Opinion in Neurobiology. 1992, V.2, P.31-35.

13. McConnell S.K., Ghosh A., Shatz C.J. Subplate neurons pioneer the first axon pathway from the cerebral cortex. // Science. 1989, V.245, P.978-982.

14. Klose M., Bentley D. Transient pioneer neurons are essential for formation of an embryonic peripheral nerve. // Science. 1989, V.245, P.982-984.

15. Letourneau P.C. Cell-to-substrate adhesion and guidance of axonal elongation. // Developmental Biology. 1975, V.44, P.92-101.

16. Menesini-Chen M.G., Chen J.S., Levi-Montalcini R. Sympathetic nerve fiber ingrowth in the central nervous system of neonatal rodents upon intracerebral NGF injections. //Archive of Italian Biology. 1978, V.116, P.53-84.

17. O'Leary D.D.M., Bickhese A.R., De Carlos J.A., Heffner C.D., Koester S.E., Kutka L.J., Terashima T. Target selection by cortical axons: Alternative mechanisms to establish axonal connections in the developing brain. // Cold Spring Harbor Laboratories Symp. Quant. Biol. 1990, V.55, P.453-468.

18. Yamada Т., Placzek M., Dodd J., Jessell T.M. Control of cell pattern in the developing nervous system: polarizing activity of the floor plate and notochord. // Cell. 1991, V.64, P.635-647.

19. Keynes R.J., Cook G.M.W. Repellent cues in axon guidance. // Current Opinion in Neurobiology. 1992, V.2, P.55-59.

20. Mackler S.A., Yin H.-S., Selzer M.E. Determinants of directional specificity in the regeneration of lamprey spinal axons. // J. of Neurosci. 1986, V.6, P.1814-1821.

21. Muller K.J., Carbonetto S. The morphological and physiological properties of a regenerating synapse in the CNS of the leech. // Сотр. Neur. 1979, V.185, P.485-516.

22. Brown M.C., Hopkins W.G. Role of degenerating axon pathways in regeneration of mouse soleus motor axons. // Journal of Physiology. 1981, V.318, P.365-373.

23. Murphy A.D., Kater S.B. Differential discrimination of appropriate pathways by regenerating identified neurons in Helisoma. // Brain Research. 1980, V.190, P.395-403.

24. Аршавский Ю.И., Гельфанд И.М., Орловский Т.Н., Павлова Г.А., Панчин Ю.В., Попова Л.Б. Регенерация нейронов педального ганглия крылоногого моллюска Clione limacina. // Нейрофизиология. 1985, Т. 17, С.449-455.

25. Kuffler D.P. Regeneration of muscle axons in the frog is directed by diffusible factors from denervated muscle and nerve tubes. // Journal of Comparative Neurology. 1989, V.281, P.416-425.

26. Holder N., Tonge D.A., Jesani P. Directed regrowth of axons from a misrouted nerve to their correct muscles in the limb of the adult newt. // Proc. R. Soc. Lond. B. 1984, V.222, P.477-489.

27. Taylor B., Finger T.E., d'Arcy G., Roper S.D. Accuracy of regeneration of vagal parasympathetic axons. // Journal of Comparative Neurology. 1983, Y.221, P.145-153.

28. Krause K.M., Velez S.J. Regeneration of neuromuscular connections in crayfish allotransplanted neurons. // Journal of neurobiology. 1995, V.27, P. 154171.

29. Van Essen D.C., Jansen J.K.S. The specificity of re-innervation by identified sensory and motor neurons in the leech. // J. Comp. Neur. 1987, V.171, P.433-454.

30. Murphy A.D., Kater S.B. Specific reinnervation of a target organ by a pair of identified molluscan neurons. // Brain Research. 1978, V.156, P.322-328.

31. Sink H., Whitington P.M. Early ablation of target muscles modulates the arborization of an identified pattern of an identified embryonic Drosophila motor axon. // Development. 1991, V. 113, P.701-707.

32. Benjamin P.R., Allison P. Regeneration of excitatory, inhibitory and biphasic synaptic connections made by a snail giant interneuron. // Proc. R. Soc. Lond. B. 1985, V.226, P.159-176.

33. Purves D., Lichtman J.W. Elimination of synapses in the developing nervous system. // Science. 1980, V.210, P. 153-157.

34. Kelly M.E.M., Bulloch A.G.M., Lukowiak K., Bisby M.A. Regeneration of frog sympathetic neurons is accompanied by sprouting and retraction of intraganglionic neurites. // Brain Research. 1989, V.477, P.363-368.

35. Frank E., Jackson P.C. Normal electrical activity is not required for the formation of the specific sensory-motor synapses. // Brain research. 1986, V.378, P.147-151

36. Weiss P. Die Funktion transplantieter Amphibienextremitaten. // Anz. Akad. Wiss. Wien. 1922, 59, 199-201.

37. Sperry R.W. Chemoaffinity in the orderly growth of nerve fiber patterns and connections. // Proc. Nat. Acad. Sci. 1963, V.50, P.703-710.

38. Gaze R.M. The formation of nerve connections. London:Academic Press, 1970.

39. Lee M.T. Regeneration and functional reconnection of an identified vertebrate central neuron. //J. ofNeurosci. 1982, V.2, P.1793-1811.

40. Liu D.W.C., Westerfield M. The formation of terminal fields in the absence of competitive interactions among primary motoneurons in the zebrafish. //J. of Neurosci. 1990, V.10, P.3947-3959.

41. Hall G.F., Cohen M.J. The pattern of dendritic sprouting and retraction induced by axotomy of lamprey central neurons. // Journal of Neuroscience. 1988, V.8, P.3584-3597.

42. Haimann C., Mallart A., Tomas i Ferre J., Zilber-Gachelin N.F. Interaction between motor axons from two different nerves reinnervating the pectoral muscle of Xenopus laevis. // J. Physiol. 1981, V.310, P.257-272.

43. Betz W.J., Caldwell J.H., Ribchester R.R. Sprouting of active nerve terminals in partially inactive muscles of the rat. // Journal of Physiology. 1980, V.303, P.281-297.

44. Taxt T. Cross-innervation of fast and slow-twitch muscles by motor axons of the sural nerve in mouse. // Acta Physiologica Scandinavica. 1983, V.117, P.331-341.

45. Boss V., Wigston D.J. Selective innervation of foreign muscles following damage or removal of normal muscle targets. // Journal of Comparative Neurology. 1992, V.322, P.490-500.

46. Taxt T. Motor unit numbers, motor unit sizes and innervation of single muscle fibres in hyperinnervated adult mouse soleus muscle. // Acta Physiol. Scand. 1983, V.117, V.571-580.

47. Brown M.C., Ironton R. Sprouting and regression of neuromuscular synapses in partially denervated mammalian muscles. // Journal of Physiology. 1978, V.278, P.325-348.

48. Kuiken T.A., Childress D.S., Zev Rymer W. The hyperinnervation of rat skeletal muscle. // Brain Research. 1995, Y.676, P.113-123.

49. Hennig R., Dietrichs E. Transient reinnervation of antagonistic muscles by the same motoneuron. // Experimental Neurology. 1994, V.130, P.331-336.

50. Taxt T. Local and systemic effects of tetrodotoxin on the formation and elimination of synapses in reinnervated adult rat muscle. // J. Physiol. 1983, V.340, P.175-194.

51. Laskowski M.B., Sanes J.R. Topographic mapping of motor pools onto skeletal muscle. // Journal of Neuroscience. 1987, V.7, P.252-260.

52. Laskowski M.B., High J.A. Expression of nerve-muscle topography during development. // Journal of Neuroscience. 1989, V.9, P. 175-182.

53. Brown D.R., Kretzschmar H.A. Topographical reinnervation of the toad glutaeus muscle by axons of only one spinal nerve. // NeuroReport. 1995, V.6, P.989-993.

54. Jansen J.K.S., Fladby T. The perinatal reorganization of the innervation of skeletal muscle in mammals. // Progress in Neurobiology. 1990, V.34, P.39-90.

55. Brown M.C., Jansen J.K.S., Van Essen D. Polyneuronal innervation of skeletal muscle in new-born rats and its elimination during maturation. // J. Physiol. 1976, V.261, P.387-422.

56. Redfern P.A. Neuromuscular transmission in new-born rats. // Journal of Physiology. 1970, V.209, P.701-709.

57. Thompson W.J. Changes in the innervation of mammalian skeletal muscle fiber during postnatal development. // Trends in Neuroscience. 1986, V.9, P.25-29.

58. Nguyen Q.T., Lichtman J.W. Mechanism of synapse disassembly at the developing neuromuscular junction. // Current Opinion in Neurobiology. 1996, V.6, P.104-112.

59. Thompson W.J. Synapse elimination in neonatal rat muscle is sensitive to pattern of muscle use. // Nature. 1983, V.302, P.614-616.

60. Hall Z.W., Sanes J.R. Synaptic structure and development: the neuromuscular junction. // Cell. 1993, V.72, 99-121.

61. Van Essen D.C., Gordon H., Soha J.M., Fraser S.E. Synaptic dynamics at the neuromuscular junction: mechanisms and models. // Journal of Neurobiology. 1989, V.21, P.223-249.

62. Willshaw D.J. The establishment and subsequent elimination of polyneuronal innervation of developing muscle: theoretical considerations. // Pros. R. Soc. Lond. B. 1981, V.212, P.233-252.

63. Gouze J.-L., Lasry J.-M., Changeux J.-P. Selective stabilization of muscle innervation during development: a mathematical model. // Biol. Cybern. 1983, V.46, P.207-215.

64. Bennett M.R., Robinson J. Growth and elimination of nerve terminals at synaptic sites during polyneuronal innervation of muscle cells: a trophic hyposesis. // Pros. R. Soc. Lond. B. 1989, V.235, P.299-320.

65. Рубин А.Б., Пытьева Н.Ф., Ризниченко Г.Ю. Кинетика биологических процессов. М.: Издательство МГУ, 1977. 328с.

66. Сахаров Д.А., Каботянский Е.А. Интеграция поведения крылоногого моллюска дофамином и серотонином. // Журнал общей биологии. 1986, Т.47, С.234-245.

67. Arshavsky Yu.I., Beloozerova I.N., Orlovsky G.N., Panchin Yu.V., Pavlova G.A. Control of lomotion in marine mollusc Clione limacina I. Efferent activity during actual and fictitious swimming. // Experimental Brain Research.

1985, V.58, P.255-262.

68. Arshavsky Yu.I., Beloozerova I.N., Orlovsky G.N., Panchin Yu.V., Pavlova G.A. Control of lomotion in marine mollusc Clione limacina II. Rhythmic neurons of pedal ganglia. // Experimental Brain Research. 1985, V.58, P.263-272.

69. Arshavsky Yu.I., Beloozerova I.N., Orlovsky G.N., Panchin Yu.V., Pavlova G.A. Control of lomotion in marine mollusc Clione limacina III. On the origin of locomotory rhythm. // Experimental Brain Research. 1985, V.58, P.273-284.

70. Arshavsky Yu.I., Beloozerova I.N., Orlovsky G.N., Panchin Yu.V., Pavlova G.A. Control of lomotion in marine mollusc Clione limacina IV. Role of type 12 interneurons. // Experimental Brain Research. 1985, V.58, P.285-293.

71. Arshavsky Yu.I., Orlovsky G.N., Panchin Yu.V. Control of lomotion in marine mollusc Clione limacina V. Photoinactivation of efferent neurons. // Experimental Brain Research. 1985, V.59, P.203-205.

72. Arshavsky Yu.I., Deliagina T.G., Orlovsky G.N., Panchin Yu.V., Pavlova G.A., Popova L.B. Control of lomotion in marine mollusc Clione limacina VI. Activity of isolated neurons of pedal ganglia. // Experimental Brain Research.

1986, V.60, P.106-112.

73. Arshavsky Yu.I., Orlovsky G.N., Panchin Yu.V., Pavlova G.A. Control of lomotion in marine mollusc Clione limacina VII. Reexamination of type 12 interneurons. // Experimental Brain Research. 1989, V.78, P.398-406.

74. Satterlie R.A., LaBarbera M., Spenser A.N. Swimming in the pteropodal mollusc Clione limacina. I. Behavior and morphology. // Journal of Experimental Biology. 1985, V. 116, P. 189-204.

75. Satterlie R.A. Electrophysiology of swim musculature in the pteropod mollusc Clione limacina. // Journal of Experimental Biology. 1991, V.159, P.285-301.