Посттравматическая регенерация седалищного нерва крысы в условиях его тубуляции и вытяжения тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, кандидат медицинских наук Масгутов, Руслан Фаридович

• Масгутов, Руслан Фаридович
• кандидат медицинских наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Масгутов, Руслан Фаридович

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Способы преодоления дефекта нерва

1.1.1. Кратковременное интраоперационное вытяжение нерва

1.1.2. Хроническое вытяжение нерва

1.1.3. Кондуиты нерва

1.1.4. Аутонервная пластика

1.2. Влияние производных пиримидина на регенерацию периферического нерва

1.3. Классификация и феногипические характеристики нейронов спинального ганглия

1.4. Посттравматическое выживание чувствительных нейронов и регенерация их отростков

1.5. Роль нейротрофических факторов в посттравматическом выживании и росте аксонов чувствительных нейронов

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Тубуляция нерва

2.2. Аллотрансплантация эмбрионального спинного мозга в нерв с последующим интраоперационным вытяжением

2.3. Аллотрансплантация эмбрионального спинного мозга в нерв с последующим хроническим вытяжением

2.4. Аутонервная вставка

2.5. Гистологические и иммуногистохимические методы

2.6. Функциональный индекс седалищного нерва

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1. Регенерация седалищного нерва и посттравматическое выживание нейронов спинального ганглия Ь5 при местном воздействии ксимедона

3.2. Регенерация седалищного нерва и посттравматическое выживание нейронов спинального ганглия Ь5 после аллотранс-плантации эмбрионального спинного мозга в нерв с последующим его интраоперационным вытяжением

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Посттравматическая регенерация седалищного нерва крысы в условиях его тубуляции и вытяжения»

Актуальность исследования. Ежегодно в мире проводится более 2 млн. реконструктивных операций с целью восстановления посттравматического дефекта периферических нервов (Sharon, Fishfeld, 2002). Несмотря на широкое применение различных подходов и методов лечения, остается достаточно высока степень инвалидизации больных (Шевелев, 1983; Lee, Wolfe, 2000).

Одним из перспективных подходов для улучшения результатов реконструктивных операций на нерве считается использование фармакологических стимуляторов его регенерации. Потенциальный стимулятор регенерации должен обладать нейротрофическим и нейротропным действием, поддерживать посттравматическое выживание нейронов, ветвление и удлинение их отростков. Этими свойствами в разной мере обладают нейротрофические факторы (Hirata et al., 2002; Marcol et al., 2004), факторы роста (Tanabe et al., 2003), гормоны (Voinesco et al., 1998; Blacklock et al., 2005), ряд веществ различной химической природы (Becherer et al., 1995; Liu et al., 2005), включая антагонисты Ca2+ -каналов (Edstrom et al., 1995) и иммунодепрессанты. Однако значительные побочные эффекты указанных веществ не позволяют их использовать в клинике.

Достаточно перспективными фармакологическими стимуляторами регенерации нерва представляются производные пиримидина. Препарат из этой группы ксимедон (1,2-дигидро-4,6-диметил,-Н-([3-оксиэтил) пиримидон-2) стимулирует посттравматическую регенерацию миелиновых волокон и поддерживает выживание аксотомированных нейронов на моделях разрешенной регенерации (Рагинов и др., 1997). Мишенью ксимедона могут служить нейроны, вероятность вступления которых в посттравматический апоптоз под влиянием препарата уменьшается. Выживающие нейроны, в свою очередь, оказывают поддерживающее влияние на шванновские и другие ненервные клетки, расположенные в потенциальном пространстве роста регенерирующих нервных волокон. Молекулярными сигналами подобного влияния являются нейрегулины, которые транспортируются антероградно по аксонам и после выделения из нервных терминалей контролируют выживание, пролиферацию и дифференцировку шванновских клеток (Buonanno, Fischbach, 2001), а также поддерживают процесс миелинизации (Michailov et al., 2004). С другой стороны, ксимедон может стимулировать регенерацию нерва, прямо влияя на шван-новские клетки. Регистрируемый при этом нейропротекторный эффект может быть следствием увеличения количества шванновских клеток и вырабатываемых ими нейротрофических факторов, например нейротрофинов, которые транспортируются ретроградно в перикарионы нейронов и поддерживают их выживание (Donnerer, 2003). Представляется принципиально важным выявить клеточную популяцию, воздействуя на которую, ксимедон стимулирует регенерацию нерва.

Одним из наиболее перспективных подходов для преодоления дефектов нерва является использование кондуитов (вставок, или проводников). Существующие методы нервной пластики в основном направлены на трансплантацию нервной или какой-либо другой ткани в разрыв между центральным и периферическим отрезками нерва, а также различных искусственных материалов. С этой целью используют фрагменты нервов (Григорович 1981, Злотник 1986, Madison 1991), мышцы (Meek et al., 2001), сосуды (Kelleher, 2001), кондуиты из биодеградирующих материалов (Непгу, 1985; Evans et al., 1999; Meek et al., 2003; Bini et al., 2004; Rodrigues et al., 2005; Zhang et al., 2005), в том числе содержащие в своем составе различные клетки (Dezawa et al., 2001; Murakami et al., 2003; Heine et al., 2004).

Несмотря на очевидные положительные результаты применения в качестве кондуитов нерва биологических тканей и искусственных материалов, эти методики имеют ряд недостатков и главные из них — это некроз ткани и отторжение трансплантата. Прорастание регенерирующих аксонов в данных условиях затруднено и нередко дает осложнения в виде расстройств двигательных реакций, чувствительности и трофики, возникновения болезненных невром (Масктпоп, БеПоп, 1990). В связи с этим возникает необходимость дальнейшего поиска новых методов нервной пластики для повышения эффективности регенерации периферического нерва.

В случае дефектов нерва, невозможности нейрорафии без натяжения и применения кондуитов, используют хорошо зарекомендовавший себя метод дозированного вытяжения отрезков нерва (Илизаров и др., 1992; Богов и др., 2001; Сафонова и др., 2004; Щудло и др., 2004). Дозированное встречное хроническое вытяжение отрезков нерва, как способ компенсации его дефекта, по результативности сопоставим с нейрорафией и не уступает аутонервной пластике — «золотому» стандарту в восстановлении целостности нервных проводников (ЭкоиНз е1 а1., 1995; Щудло и др., 1996). Однако, данный метод имеет преимущества только при небольших дефектах и применяется в клинических условиях при наличии перелома кости. При использовании этого метода пластики нерва практически неизученным остается вопрос о выживании нейронов, отростки которых подвергаются вытяжению. Особенно актуальным для улучшения результатов регенерации представляется сочетание этого метода вытяжения с комплексом мер, направленных на поддержание выживания травмированных нейронов.

Цель и задачи исследования. Цель работы — оценить эффективность регенерации седалищного нерва крысы в условиях местного действия ксиме-дона в области травмы при пластике нерва без вытяжения, а также аллотранс-плантации в нерв эмбриональной нервной ткани с последующим вытяжением нерва.

В работе поставлены следующие задачи:

1. В условиях местного действия ксимедона в области травмы нерва оценить количество выживающих нейронов в спинальном ганглии Ь5, динамику восстановления двигательной функции нерва и количество регенерирующих миелиновых волокон в периферическом отрезке нерва.

2. Изучить эффективность посттравматической регенерации нерва и выживания нейронов спинального ганглия Ь5 в условиях интраоперационного и хронического вытяжения периферического отрезка нерва после предварительной аллотрансплантации в нерв эмбрионального спинного мозга.

Научная новизна. Впервые на основе комплексного подхода, предусматривающего использование нейроморфологического, иммуногистохимиче-ского и физиологического методов, установлено нейропротекторное действие стимулятора регенерации ксимедона не при резорбтивном его применении, а при местном воздействии на область травмы нерва. Впервые показано, что ал-лотрансплантация эмбрионального спинного мозга в травмированный седалищный нерв половозрелой крысы сдерживает посттравматическую гибель чувствительных нейронов реципиента и оказывает нейропротекторное действие в отношении 1В4+- и №200+-нейронов. Предварительная аллотрансплан-тация эмбрионального спинного мозга повышает эффективность посттравматической регенерации нерва после вытяжения его периферического отрезка.

Научно-практическая значимость. В работе показана эффективность местного применения ксимедона в области травмы, установлен егоч положительный эффект на регенерацию периферического нерва. Проведенное исследование позволяет рассматривать комбинацию дозированного вытяжения периферического отрезка нерва и стимулирующего воздействия эмбрионального спинного мозга на центральный отрезок нерва в качестве метода выбора в реконструктивных операциях на нерве. Комбинированный метод хронического дозированного вытяжения и аллотрансплантации эмбрионального спинного мозга более эффективен, чем комбинированный метод интраопера-ционного вытяжения и аллотрансплантации эмбрионального спинного мозга, а также «золотой» стандарт нервной пластики — аутонервная вставка.

Положения, выносимые на защиту.

1. Местное действие ксимедона в области травмы седалищного нерва стимулирует его регенерацию и поддерживает посттравматическое выживание нейронов в спинальном ганглии Ь5.

2. Предварительная аллотрансплантация в центральный отрезок нерва эмбрионального спинного мозга с последующим дозированным вытяжением периферического отрезка повышает эффективность регенерации нервных волокон и оказывает нейропротекторное действие в отношении чувствительных нейронов.

Апробация работы. Материалы работы доложены на 7 Европейском Конгрессе Нейропатологии (Хельсинки, 2002); 6 Конгрессе европейской федерации неврологических обществ (Вена, 2002); Международной Конференции «Клеточные и молекулярные основы регенерации» (Кастельвеккио Пасколи, Италия, 2002); 4 Международном Симпозиуме экспериментальной и клинической нейробиологии (Стара-Лесна, Словакия, 2002); Всероссийской научной конференции «Реактивность и пластичность гистологических структур в нормальных, экспериментальных и патологических условиях» (Санкт-Петербург, 2003); Международной научной конференции, посвященной 100 летию со дня рождения академика П.Я. Герке (Минск, 2004); Научной конференции «Фундаментальные и прикладные проблемы гистологии. Гистогенез и регенерация тканей» (Санкт-Петербург, 2004); 12 Международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов» (Москва, 2005);

2 Межрегиональной межвузовской научной конференции молодых ученых и студентов "Актуальные вопросы биологии и медицины" (Ижевск, 2005); 10 Всероссийской научно-практической конференции «Молодые ученые в медицине» (Казань, 2005); 4 Всероссийской конференции, «Бабухинские чтения в Орле», (Москва, 2005); 8 Европейском Конгрессе Невропатологов (Амстердам, 2005); 5 Международном симпозиуме по клинической и экспериментальной нейробиологии (Стара-Лесна, Словакия, 2005); 15 Конгрессе нейрофармаколо-гии (Вашингтон, 2005); 14 Всемирном Конгрессе неврологии (Сидней, 2005).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 16 печатных работ.

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материала и методов, результатов собственных исследований, их обсуждения, выводов и списка литературы, включающего 206 источников. Работа изложена на 110 страницах машинописного текста, иллюстрирована 28 рисунками и 6 таблицами.

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Масгутов, Руслан Фаридович

ВЫВОДЫ

1. Местное применение ксимедона в концентрации 0,95% в области травмы тубулированного седалищного нерва крысы стимулирует регенерацию нервных волокон и восстановление двигательной функции нерва.

2. Применение ксимедона в концентрации 0,95%) в кондуите нерва с депонирующей средой на основе 8% карбоксиметилцеллюлозы поддерживает посттравматическое выживание чувствительных нейронов спинального ганглия Ь5. При этом общее количество выживающих нейронов в ганглии увеличивается на 36%, а количество №200+ - и 1В4+-нейронов возрастает соответственно на 51,3% и 42,6%.

3. Аллотрансплантация эмбрионального спинного мозга в центральный отрезок седалищного нерва половозрелой крысы значительно улучшает результаты последующего интраоперационного вытяжения нерва.

4. Комбинация аллотрансплантации эмбрионального спинного мозга в центральный отрезок седалищного нерва половозрелой крысы с последующим хроническим вытяжением периферического отрезка нерва увеличивает эффективность регенерации нервных волокон и количество выживающих чувствительных нейронов.

5. Комбинированный метод использования хронического вытяжения периферического отрезка и аллотрансплантации эмбрионального спинного мозга более эффективен, чем аутонервная вставка и позволяет рассматривать его как метод выбора, наряду с другими способами нервной пластики.

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Масгутов, Руслан Фаридович, 2006 год

1. Абдулхаков, P.A. Наблюдение над противоязвенным эффектом ксимедона у ожоговых больных / P.A. Абдулхаков, Г.А. Измайлов // Ксимедон. Казань: Издательство ИОФХ им. А.Е. Арбузова КФАН СССР. - 1986. - С. 108-110.

2. Алексеева, Е.Б. Регенерация седалищного нерва крысы после кратковременного дозированного вытяжения его центрального отрезка / Е.Б. Алексеева // Автореферат диссертации кандидата биологических наук. Саранск. - 2002.

3. Алиев, М.А. Микрохирургические реконструктивно-восстановительные операции при травматических повреждениях периферических нервов / М.А. Алиев, К.К. Ахметов,

4. B.И. Ченцов, О.В. Горгоц // Вопросы нейрохирургии им. Бурденко 1989. - №6. - С. 15-16.

5. Белоусов, А.Е. Микрохирургия в травматологии / А.Е. Белоусов,

6. C.С. Ткаченко // Медицина. 1988. - С. 224.

7. Богов, A.A. Влияние тракционной нагрузки на регенерацию периферического нерва / A.A. Богов, Ю.А. Челышев, A.A. Кубицкий // Российские морфологические ведомости. -2000.-№1-2.-С. 120-122.

8. Бурденко, H.H. Состояние вопроса лечения при ранении периферических нервов / H.H. Бурденко // Вопросы нейрохирургии. -1942.-Т. 6,-№6. -С. 6-17.

9. Вихреев, B.C. Клиническое применение препарата ксимедон в лечении ожоговой болезни / B.C. Вихреев, A.B. Матвиенко // Ксимедон. 1986. - С. 41-46.

10. Григорович, К.А. Хирургическое лечение повреждений нервов /К. А. Григорович//Медицина. 1981.-С. 154-157.

11. Гришин, A.B. Нейрохирургическая практика при различных повреждениях нервного волокна / A.B. Гришин // Вопросы нейрохирургии им. Бурденко. 1993. -№4. - С. 128-135.

12. Злотник, Э.И. Некоторые вопросы аутотрансплантации при травме периферических нервов конечностей / Э.И. Злотник, Е.А. Короткевич // Вопросы нейрохирургии им. Бурденко. — 1986. -№1,- С. 52-58.

13. Илизаров, Г.А. Сравнительное исследование ультраструктуры нервных волокон в онтогенезе и в условиях дозированной дист-ракции / Г.А. Илизаров, Н.Р. Карымов // Гений ортопедии. -1995. -№1.- С. 26-29.

14. Калмин, О.В. Морфологические факторы биомеханической надежности периферических нервов / О.В. Калмин // Автореферат диссертации доктора медицинских наук. Саратов. - 1998.

15. Кочнев, О.С. Применение ксимедона для стимуляции заживления и профилактики нагноений послеоперационных ран / О.С. Кочнев, С.Г. Измайлов // Хирургия. 1991. - С. 27-30.

16. Попович, М.И. Изменения периферических нервов при их трак-ционной травме / М.И. Попович // Журнал Вопросы нейрохирургии им. Бурденко 1988.-№1.-С. 39-45.

17. Рагинов, И.С. Влияние ксимедона на посттравматическое выживание чувствительных нейронов / И.С. Рагинов, Ю.А. Челышев, Р.Х. Хафизьянова // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2000. - Т. 129. - С. 256-259.

18. Рагинов, И.С. Влияние лекарственных препаратов ксимедон и ноотропил на регенерацию периферического нерва / И.С. Рагинов, А.Ю. Вафин, Р.Х. Хафизьянова, Ю.А. Челышев // Российские морфологические ведомости. 1997. - №1-6. -С. 120-126.

19. Рагинов, И.С. Посттравматическое выживание чувствительных нейронов различных субпопуляций / И.С. Рагинов, Ю.А. Челышев // Морфология. 2003. - Т. 124, - №4. с. 47-50.

20. Рагинов, И.С. Чувствительные нейроны и шванновские клетки при фармакологической стимуляции регенерации нерва / И.С. Рагинов, Ю.А. Челышев // Морфология. 2000. - Т. 118.-С. 36-40.

21. Сайфутдинов, М.С. Реиннервация при разных способах репарации свежеповрежденного седалищного нерва / М.С. Сайфутдинов, Т.В.Сизова// Гений ортопедии. 1996. -№2-3.-С. 122-123.

22. Сафонова, Г.Д. Характеристика морфофункционального состояния нейроцитов спинномозговых ганглиев после выполнения высокодробной дистракции голени в эксперименте / Г.Д. Сафонова, А.П. Коваленко, С.А. Ерофеев, A.A. Еманов //

23. Материалы Международной научно-практической конференции «Морфофункциональные аспекты регенерации и адаптационной дифференцировки структурных компонентов опорно-двигательного аппарата в условиях механических воздействий. Курган. 2004.

24. Челышев, Ю.А. Посттравматическое выживание нейронов спи-нальных ганглиев при стимуляции регенерации нерва / Ю.А. Челышев, И.С. Рагинов // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2002. - Т. 134, - №5. - С. 690-692.

25. Чумасов, Е.И. Имплантация эмбриональных закладок неокортек-са и спинного мозга в поврежденный седалищный нерв взрослой крысы / Е.И. Чумасов // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 1990.-Т. 121,-№8.-С. 198-201.

26. Шевелев, И.Н. Результаты интерфасцикулярной аутотрансплан-тации в лечении травматических повреждений срединного и локтевого нервов / И.Н. Шевелев, H.H. Вашин, В.А. Лошаков // Вопросы нейрохирургии им. Бурденко. 1983. - №5. - С. 45-51.

27. Щудло, М.М. Тракционный рост нервных стволов / М.М. Щудло, H.A. Щудло // Гений ортопедии. 1996. - №3. - С. 152.

28. Щудло, М.М. Экспериментально-морфологическое обоснование возможности удлинения сшитого нервного ствола / М.М. Щудло, H.A. Щудло, М.С. Сайфутдинов, Т.В. Сизова // Травматология и ортопедия России. 1995. - №5. - С. 56-60.

29. Щудло, H.A. Механизмы удлинения отрезков свежеповрежден-ного нерва при их встречной дозированной тракции

30. Щудло, Н.А. Реиннервация при разных способах репарации све-жеповрежденного седалищного нерва / Н.А. Щудло, М.М. Щудло, М.С. Сайфутдинов, Т.В. Сизова // Гений ортопедии. 1996. - №2-3. - С. 122-123.

31. Acheson, A. A BDNF autocrine loop in adult sensory neurons prevents cell death / A. Acheson, J. Conover, J. Fandl // Nature. -1995. Vol. 374, - №6521. - P. 450-453.

32. Arvidsson, J. Cell loss in lumbar dorsal root ganglia and transgangli-onic degeneration after sciatic nerve resection in the rat / J. Arvidsson, J. Yagge, G.Grant// Exp. Brain Res. 1986. - Vol.373. -P. 15-21.

33. Attawia, M.A. Cytotoxocity testing of poly(anhydride) for orthopaedic applications / M.A. Attawia et al. // J. Biomed. Mater. Res. -1995. Vol. 29. - P. 1233-1240.

34. Averill, S. Immunocytochemical localization of trkA receptors in chemically identified subgroups of adult rat sensory neurons / S. Averill et al. // Eur. J. Neurosci. 1995. - Vol. 7. -P. 1484-1494.

35. Azzouz, M. Enhancement of mouse sciatic nerve regeneration by the long chain fatty alcohol, N-hexacosanol / M. Azzouz et al. // Exp. Neurol. 1996. -Vol. 138.-P. 189-197.

36. Baez, J.C. Embryonic cerebral cortex cells retain CNS phenotypes after transplantation into peripheral nerve / J.C. Baez et al. // Exp. Neurol. 2004. - Vol. 189,-№2.-P. 422-425.

37. Bain, J.R. Functional evolution of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat / J.R. Bain, S.E. Mackinon, D.A. Hunter// Plast. Reconstr. Surg. 1989. - Vol.83. -P. 129-138.

38. Barde, Y.A. Trophic factors and neuronal survival / Y.A. Barde // Neuron. 1989. - Vol. 2. - P. 1525-1534.

39. Becherer, U. Increased axonal regrowth of lesioned rat sciatic nerve by veratrylguanidine methane sulfonate / U. Becherer et al. // Neuro-chem. Int. 1995. - Vol. 26, - №3. - P. 245-254.

40. Belkas, J. Long-term in vivo biomechanical properties and biocom-patibility of poly(2-hydroxyethyl methacrylate-co-methyl methacrylate) nerve conduits /J.S.Belkas et al. // Biomaterials. 2005. -Vol. 26.-P. 1741-1749.

41. Belyantseva, I. Stability and plasticity of primary afferent projections following nerve regeneration and central degeneration / I. Belyantseva, G. Lewin// Eur. J. Neurosci. 1999. - Vol. 11. — P. 2457-2468.

42. Bergman, E. Neuropeptides and neurotrophin receptor mRNAs in primary sensory neurons of aged rats / E. Bergman et al. // J. Comp. Neurol.- 1996.-Vol. 375, №2-11. - P. 303-319.

43. Bini, T.B. Peripheral nerve regeneration by microbraided poly(L-lactide-co-glycolide) biodegradable polymer fibers /T.B. Bini et al. // J. Biomed Mater Res A. 2004. - Vol. 68, - №2. - P. 286-295.

44. Bixby, S. Cell—intrinsic differences between stem cells from different regions of the peripheral nervous system regulate the generation of neural diversity / S. Bixby et al. // Neuron. 2002. - Vol. 35, - №4. -P. 643-656.

45. Blacklock, A. Estrogen increases sensory nociceptor neuritogenesis in vitro by a direct, nerve growth factor-independent mechanism / A. Blacklock, M. Johnson, D. Krizsan-Agbas, P. Smith // Eur. J. Neurosci. 2005. - Vol. 21, - №9. - P. 2320-2328.

46. Bradbury, E. The expression of P2X3 purinoreceptors in sensory neurons: effects of axotomy and glial-derived neurotrophic factor / E. Bradbury, G. Burnstock, S. McMahon // Cell Neurosci. 1998. -Vol. 12.-P. 256-268.

47. Bunting, S. Bioresorbable glass fibres facilitate peripheral nerve regeneration / S. Bunting et al. // J. Hand Surg. 2005. - Vol. 30, -№3. — P. 242-247.

48. Buonanno, A. Neuregulin and ErbB receptor signaling pathways in the nervous system / A. Buonanno, G.D. Fischbach // Curr. Opin. Neurobiol.-2001.- Vol. ll,-№3.-P. 287-296.

49. Chen, M.S. Nogo A is a myelin-associated neurite outgrowth inhibitor and an antigen for monoclonal antibody IN-1 / M.S. Chen et al. // Nature. 2000. - Vol. 403, - №67-68. - P. 434-439.

50. Cheng, W.L. The effects of different electrical stimulation protocols on nerve regeneration through silicone conduits / W.L. Cheng, C.C. Lin // J. Trauma. 2004. - Vol. 56, - №6. - P. 1241.

51. Chiang, H. Reinnervation of muscular targets by nerve regeneration through guidance conduits / H-Y Chiang et al. // J. Neuropathol Exp Neurol. 2005. - Vol. 64. - P. 576-587.

52. Choi, B.H. Transplantation of cultured bone marrow stromal cells to improve peripheral nerve regeneration / B.H. Choi et al. // Int. J. Oral Maxillofac. Surg. 2005. - Vol. 34. - P. 537-542.

53. Chopra, B. Cyclooxygenase-1 is a marker for a subpopulation of putative nociceptive neurons in rat dorsal root ganglia / B. Chopra et al.// Eur. J. Neurosci. 2000. - Vol.2, - №3. -P. 3911-3920.

54. Clark, W. Nerve tension and blood flow in a rat model of immediate and delayed repairs / W. Clark, T. Trumble, M. Swiontkowski, A. Tencer // J. Hand Surg. 1992. - Vol. 17A, - №4. - P. 677-687.

55. Copray, J.C. Expression of interleukin—1 beta in rat dorsal root ganglia / J.C. Copray et al. // Neuroimmunology. 2001. - Vol. 118, -№8.-P. 203-211.

56. Cuevas, P. Bone marrow stromal cell implantation for peripheral nerve repair / P. Cuevas et al. // Neurol Res. 2004. - Vol. 26. -P. 230-232.

57. Cuevas, P. Peripheral nerve regeneration by bone marrow stromal cells / P. Cuevas et al. // NeurolRes. 2002. - Vol. 24. - P. 634-638.

58. Daoutis, N. Microsurgical reconstruction of large nerve defects using autologous nerve grafts / N. Daoutis et al. // Microsurgery. 1994. -Vol. 15,-№7.-P. 502-505.

59. Dezawa, M. Sciatic nerve regeneration in rats induced by transplantation of in vitro differentiated bone-marrow stromal cells /M. Dezawa et al.// Eur. J. Neurosci 2001. - Vol.14. -P. 1771-1776.

60. Donnerer, J. Regeneration of primary sensory neurons / J. Donnerer// Pharmacology. 2003. - Vol.67, - №4. -P. 169-181.

61. Edstrom, A. Moderate elevation of extracellular potassium transiently inhibits regeneration of sensory axons in cultured adult sciatic nerves / A. Edstrom, P. Ekstrom, P. Wiklund // Brain Res. 1995. -Vol. 693, - №1-2. - P. 148-154.

62. Ekstrom, P. Neurones and glial cells of the mouse sciatic nerve undergo apoptosis after injury in vivo and in vitro / P. Ekstrom // Neuroreport. 1995. - Vol. 9. - P. 1029-1032.

63. ElShamy, W.M. A local action of neurotrophin-3 prevents the death of proliferating sensory neuron precursor cells / W.M. ElShamy,

64. P. Ernfors // Neuron. 1996. - Vol. 16. - P. 963-972.

65. Evans, G. In vivo evaluation of poly(L-lactic acid) porous conduits for peripheral nerve regeneration / G.R.D. Evans et al. // J. Biomaterials. 1999. - Vol. 20. - P. 1109-1115.

66. Farinas, I. Lack of neurotrophin-3 results in death of spinal sensory neurons and premature differentiation of their precursors / I. Farinas, C.K. Yoshida, C. Backus, L.F. Reichardt// Neuron. 1996. -Vol. 17.-P. 1065-1078.

67. Farinas, I. Regulation of neurogenesis by neurotrophins in developing spinal sensory ganglia /1. Farinas, M. Cano-Jaimeza, E. Bellmunta, M. Soriano // Brain Research Bulletin. 2002. -Vol. 57,-№6.-P. 809-816.

68. Friedman, B. Neurotrophic influence on injured adult spinal motor neurons /В. Friedman et al. // J. Neurosci. 1995. - Vol. 15, - №2. -P. 1044-1056.

69. Fujisawa, K. Elongation of wallerian degenerating nerve with a tissue expander: a functional, morphometrical, and immunohistochemical study / K. Fujisawa et al.// Microsurgery. 1995. - Vol.16. -P. 10684-10691.

70. Gill, J.S. Paracrine production of nerve growth factor during rat dorsal root ganglion development / J.S. Gill, A.J. Windebank // Neurosci1.tt 1998.-Vol. 251,-№3.-P. 149-152.

71. Gloppe, H. Experimental fascicular nerve autografts / H. Gloppe, M. Sindou // Comparison between predegenerated and fresh grafts. Neurochirurgie. 1982. - Vol. 28, - №2. - P. 87-90.

72. Gold, B. FK506 and the role of immunophilins in nerve regeneration / B. Gold // Mol. Neurobiol. 1997. - Vol. 15, - №3. - P. 285-306.

73. Goldberg, J. The relationship between neuronal survival and regeneration /J.Goldberg, B. Barres// Ann. Rev. Neurosci. 2000. -Vol. 23.-P. 579-612.

74. Grimpe, B. The role of proteoglycans in Schwann cell/astrocyte interactions and in regeneration failure at PNS/CNS interfaces / B. Grimpe, Y. Pressman, M.B. Bunge, J. Silver// Molecular and Cellular Neuroscience. -2005. Vol. 28,-№1. - P. 18-29.

75. Grothe, C. In vivo expression and localization of the fibroblast growth factor system in the intact and lesioned rat peripheral nerve and spinal ganglia / C. Grothe, C. Meisinger, P. Claus // J. Comp. Neurol. 2001. - Vol. 434, - №3. - P. 342-357.

76. Groves, M. Axotomy-induced apoptosis in adult rat primary sensory neurons /M. Groves, T. Christopherson, B. Giometto, F. Scaravilli // J. Neurocytol. 1997. - Vol. 26,-№9.-P. 615-624.

77. Hall, G. A comparison of nerve grafting and tissue expansion techniques in the rat / G. Hall, C. Van-Way// Microsurgery. 1994. -Vol. 15,-№6.-P. 439-442.

78. Heine, W. Transplanted neural stem cells promote axonal regeneration through chronically denervated peripheral nerves / W. Heine, K. Conant, J.W. Griffin, A. Hoke // Exp. Neurol. 2004. - Vol. 189, - №2. - P. 231-240.

79. Henken, D. Expression of bb-preprotachykinin mRNA and tachykinins in rat dorsal ganglion cells following peripheral or central axotomy / D. Henken, W. Battisti, M. Chesselet // Neuroscience. 1990. - Vol. 39, - №3. - P. 733-742.

80. Henry, E. Nerve regeneration through biodegradable polyester tubes / E. Henry, T. Chiu, E. Nyilas // Exp. Neurol. 1985. - Vol. 90. -P. 652-676.

81. Horie, H. IL-1 beta enhances neurite regeneration from transected-nerve terminals of adult rat DRG / H. Horie, I. Sakai, Y. Akahori, T. Kadoya // Neuroreport. 1997. - Vol. 8, - №8. - P. 1955-1959.

82. Horie, H. Three-dimensional cell aggregation enhances growth-promoting activity of NGF in adult DRG / H. Horie, Y. Akahori // Neuroreport. 1994. - Vol. 6, -№1. - P. 37-40.

83. Houenou, L.J. Exogenous heat shock cognate protein Hsc 70 prevents axotomy-induced death of spinal sensory neurons / L.J. Houenou et al. // Cell. Stress. Chaperones. 1996. - Vol. 1, -№3. -P. 161-166.

84. Inserra, M.M. Functional indices for sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the mouse / M.M. Inserra et al. // Microsurgery. 1998. - Vol. 18,-№2.-P. 119-124.

85. Itoh, S. The effect of neurotrophic pyrimidine heterocyclic compounds, MS-818 and MS-430, on the regeneration of injured peripheral nerves / S. Itoh, H. Samejima, K. Shinomiya, A. Awaya // Re-stor. Neurol. Neurosci. 1999. - Vol. 14, - №4. - P. 265-273.

86. Jiang, X. The effect of MS-818, a pyrimidine compound, on the regeneration of peripheral nerve fibers of mice after a crush injury / X. Jiang, A. Ohnishi, T. Yamamoto // Acta Neuropathol. 1995. -Vol. 90.-P. 130-134.

87. Joseph, N.M. Neural crest stem cells undergo multilineage differentiation in developing peripheral nerves to generate endoneurial fibroblasts in addition to Schwann cells / N.M. Joseph et al. // Development. 2004. - Vol. 131,-№22.-P. 5599-5612.

88. Kalomiri, D. Nerve grafting in peripheral nerve microsurgery of the upper extremity / D. Kalomiri, P. Soucacos, A. Beris // Microsurgery. 1994.-Vol. 15,-№7.-P. 506-511.

89. Kelleher, M. The use of conventional and invaginated autologousvein grafts for nerve repair by means of entubulation / M. Kelleher et al. // Br. J. Plast. Surg. 2001. - Vol. 54, - №1. - p. 53-57.

90. Kishi, M. Morphometry of dorsal root ganglion in chronic experimental diabetic neuropathy / M. Kishi, J. Tanabe, J.D. Schmelzer, P.A. Low // Diabetes. 2002. - Vol. 51. - P. 819-824.

91. Klinge, P.M. Regeneration of a transected peripheral nerve by transplantation of spinal cord encapsulated in a vein / P.M. Klinge et al. // Neuroreport. 2001. - Vol. 8, - №12. - P. 1271-1275.

92. Kujawa, K. Testosterone regulation of the regenerative properties of injured rat sciatic motor neurons / K. Kujawa, J. Jacob, K. Jones // J. Neurosci. Res. 1993. - Vol. 35, - №3. - P. 268-273.

93. Langone, F. Peripheral nerve repair using a poly(organo)phosphazene tubular prosthesis / F. Langone et al. // Biomaterials. 1995. - Vol. 16, - №5. - P. 347-353.

94. Leclere, P. Effects of glial cell line-derived neurotrophic factor on axonal growth and apoptosis in adult mammalian sensory neurons in vitro / P. Leclere et al. // Neuroscience. 1997. - Vol.5. -P. 545-558.

95. Lee, D.Y. Nerve regeneration with the use of a poly(l-lactide-co-glycolic acid)-coated collagen tube filled with collagen gel /D.Y.Lee et al.// J. Craniomaxillofac Surg. 2005. - Vol.34, -№1.-p. 50-56.

96. Lee, S.K. Peripheral nerve injury and repair / S.K. Lee, S.W. Wolfe // J. Am. Acad. Orthop. Surg. 2000. - Vol. 8, - №2. - P. 243-252.

97. Lekan, H.A. Of dorsal root ganglion cells concomitant with dorsal root axon sprouting following segmental nerve lesions / H.A. Lekan et al. // Neuroscience. 1997. - Vol. 81, - №2. - P. 527-534.

98. Lewis, C. Coexpression of P2X2 and P2X3 receptor subunits can account for ATP-gated currents in sensory neurons / C. Lewis et al. // Nature. 1995. - Vol. 377, - №6548. - P. 432-435.

99. Li, C. Distinct ATP-activated currents in different types of neurons dissociated from rat dorsal root ganglion / C. Li et al. // Neurosci. Lett. 1999. - Vol. 263, - №1. - P. 57-60.

100. Liebl, D.J. Loss of brain-derived neurotrophic factor-dependent neural crest-derived sensory neurons in neurotrophin-4 mutant mice / D.J. Liebl et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. - Vol. 97. -P. 2297-2302.

101. Lindholm, D. Interleukin-1 regulates synthesis of nerve growth factor in non-neuronal cells of rat sciatic nerve / D. Lindholm, R. Heumann, M. Meyer, H. Thoenen // Nature. 1987. - Vol. 330. - P. 658-659.

102. Lindsay, R. Nerve growth factors (NGF, BDNF) enhance axonal regeneration but are not required for survival of adult sensory neurons /R. Lindsay//Nature. 1996. - Vol. 351. - P. 395-403.

103. Lindsay, R. Role of neurotrophins and trk receptors in the development and maintenance of sensory neurons: an overview / R. Lindsay // Philos. Trans. R. Soc. London B. 1996. - Vol. 351. -P. 365-373.

104. Liu, S. Enhanced rat sciatic nerve regeneration through silicon tubes filled with pyrroloquinoline quinone / S. Liu et al. // Microsurgery. -2005. Vol. 24. - P. 16-25.

105. Liuzzi, F.J. Astrocytes block axonal regeneration in mammals by activating the physiological stop pathway / F.J. Liuzzi, R.J. Lasek // Science. 1987. - Vol. 237, - №4815. - P. 642-645.

106. Lu, P. BDNF-expressing marrow stromal cells support extensive axonal growth at sites of spinal cord injury / P. Lu, L.L. Jones, M.H. Tuszynski// Exp. Neurol. 2005. - Vol.191, - №2. -P. 344-360.

107. Lundborg, G. Structure and function of the intraneural microvessels as related to trauma, edema formation and nerve function / G. Lundborg// Bone Joint Surg. 1975. - Vol. 57a, - №7. -P. 938-948.

108. Ma, Q. Vanilloid receptor homologue, VRL1, is expressed by both A- and C-fiber sensory neurons / Q. Ma// Neuroreport. 2001. -Vol. 12,-№17.-P. 3693-3695.

109. MacDonald. Functional motor neurons differentiating from mouse multipotent spinal cord precursor cells in culture and after transplantation into transected sciatic nerve / S.C. MacDonald et al. // J. Neurosurg. 2003. - Vol. 98, - №5. - P. 1094-1103.

110. Mackinnon, S. A study of nerve regeneration across synthetic (Maxon) and biologic (collagen) nerve conduits for nerve gaps up to 5 cm in the primate / S. Mackinnon, A. Dellon // Reconstr. Micro-surg. 1990. - Vol. 6. - P. 117-121.

111. Madison, R. Peripheral nerve injury /R.Madison, S.Archibald, C. Krarup // Wound Healing: Biochemical and Clinical Aspects. -1991.-P. 450-487.

112. Marcol, W. Influence of nerve growth factor upon the injured peripheral nerve in the absence of its distal part / W. Marcol et al. // Ital. J. Anat. Embryol. 2004. - Vol. 109,-№4.-P. 199-208.

113. Mattson, M.P. Neurotrophic factor and cytokine signaling in the ag- ■ ing brain / M.P. Mattson, O. Lindvall// Greenwich. JAI Press. -1997.-P. 299-345.

114. McKay, H.A. Primary sensory neurons and satellite cells after peripheral axotomy in the adult rat: timecourse of cell death and elimination / H.A. McKay, T. Brannstrom, M. Wiberg, G. Terenghi // Exp. Brain. Res. 2002. - Vol. 142. - P. 308-318.

115. McMahon, S. Expression and coexpression of Trk receptors in subpopulations of adult primary sensory neurons projecting to identified peripheral targets / S. McMahon, M. Armanini, L. Ling, H. Phillips // Neuron. 1994.-Vol. 12.-P. 1161-1171.

116. Meek, MF. Functional nerve recovery after bridging a 15 mm gap in rat sciatic nerve with a biodegradable nerve guide / M.F. Meek et al. // Scand J. Plast Reconstr Surg Hand Surg. 2003. - Vol. 37, -№5. - P. 258-265.

117. Melville, S. Preservation of transected nerve in an impermeable tube /S. Melville, T. Sherburn, R. Coggeshall// Exp. Neurol. 1989. -Vol. 105.-P. 311-315.

118. Michailov, G.V. Axonal neuregulin-1 regulates myelin sheath-thickness / G.V. Michailov et al. // Science. 2004. - Vol. 304, - №5671. -P. 700-703.

119. Miki, S. Antinociceptive effect of the novel compound OT-7100 in a diabetic neuropathy model / S. Miki et al. // Eur. J. Pharmacol. -2001. Vol. 430, - №2-3. - P. 229-234.

120. Millesi, H. Further expirience with interfascicular nerve grafting of the median, ulnar and radial nerves / H. Millesi, G. Meissl, A. Berger// Bone and Joint Surg. 1976. - Vol. 58a, - №2. -P. 209-218.

121. Millesi, H. The interfascicular nerve grafting of the median and ulnarnerves / H. Millesi, G. Meissl, A. Berger // Bone and Joint Surg. -1972. Vol. 54a, - №4. - P. 727-750.

122. Millesi, H. Wiederhestellung durchtrennter peripherer nerven und nerven transplantation / H. Millesi // Munch. Med. Wochensehr. -1969, №52. - P. 2659-2674.

123. Mitsui, Y. The expression of proinflammatory cytokine mRNA in the sciatic-tibial nerve of ischemia-reperfusion injury / Y. Mitsui et al. // Brain Res. 1999. - Vol. 844, - №1-2. - P. 192-195.

124. Miyamoto, Y. Experimental study of results of nerve suture under tension versus nerve grafting / Y. Miyamoto // Plast. Reconstr. Surg. 1979. - Vol. 64, - №2. - P. 540-547.

125. Molliver D.C. IB4 binding DRG neurons switch from NGF to GDNF dependence in early postnatal life / D.C. Molliver et al. // Neuron. -1997. Vol. 19, - №4. - P. 4849-4861.

126. Morrison, SJ. Prospective identification, isolation by flow cytometry, and in vivo self-renewal of multipotent mammalian neural crest stem cells / S.J. Morrison, P.M. White, C. Zock, D.J. Anderson // Cell. -1999 Vol. 96, - №5. - P. 737-749.

127. Mujtaba, T. A common neural progenitor for the CNS and PNS / T. Mujtaba, M. Proschel, M.S. Rao // Dev. Biol. 1998. - P. 1-15.

128. Murakami, T. Transplanted neuronal progenitor cells in a peripheralnerve gap promote nerve repair / T. Murakami et al. // Brain Research. 2003. - Vol. 974. - P. 17-24.

129. Nakamura, T. Experimental study on the regeneration of peripheral nerve gaps through a polyglycolic acid-collagen (PGA-collagen) tube /T. Nakamura et al.// Brain Research. 2004. - Vol.1027. -P. 18-29.

130. Nukada, H. Acute inflammatory demyelination in reperfusion nerve injury / H. Nukada, P. McMorran, J. Shimizu // Ann. Neurol.-- 2000. -Vol. 47, №1. - P. 71-79.

131. O'Brien, J. Identification of prosaposin as a neurotrophic factor /J. O'Brien etal.// Proc. Natl. Acad. Sci. 1994. Vol.91. -P. 9593-9596.

132. Ochi, M. Promotion of sciatic nerve regeneration in rats by a new neurotrophicpyrimidine derivative MS-430 / M. Ochi etal.// Gen. Pharmacol. 1995. - Vol. 26, - №1. - P. 59-64.

133. Ohkaya, S. Repair of nerve gap with the elongation of Wallerian degenerated nerve by tissue expansion / S. Ohkaya, H. Hirata, A. Uchida//Microsurgery. 2000. - Vol. 20.-P. 3126-3130.

134. Orbay, J. Repair of peripheral nerve defects by controlled distraction: a preliminary study / J. Orbay, H. Lin, F. Kummer // Bull. hosp. jt. dis. 1993. - Vol. 52, - №2. - P. 7-10.

135. Pathiraja, A. biodegradable synthetic polymers tissue engineering

136. A.P. Gunatillake, R. Adhikari // European Cells and Materials. -2003. Vol. 5.-P. 1-16.

137. Peter, S.J. Poly(propylene fumarate). In: Handbook of Biodegradable Polymers / S.J. Peter et al. // Harwood Academic Publishers. Amsterdam. - 1997. - P. 87-98.

138. Pettmann, B. Trophic action of pharmacological substances with a guanidine group on mouse neuroblastoma cells and chick ganglionic neurons in culture /B. Pettmann et al.11 Neurosci. Lett. 1997. -Vol. 25,-№230-233.-P. 167-170.

139. Pittenger, M.F. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells / M.F. Pittenger et al. // Science. 1999. - Vol.284. -P. 143-147.

140. Qi, W. Gene and protein expressions of nitric oxide synthases in ischemia-reperfused peripheral nerve of the rat / W. Qi et al. // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2001. - Vol. 281, - №3. - P. 849-856.

141. Ramer, M. Functional regeneration of sensory axons into adult spinal cord / M. Ramer, J. Priestley, S. McMahon // Nature. 2000. -Vol. 403.-P. 312-316.

142. Ramon-Cueto, A. Functional recovery of paraplegic rats and motor axon regeneration in their spinal cords by olfactory ensheathing glia / A. Ramon-Cueto, M.I. Cordero, F.F. Santos-Benito, J. Avila // Neuron. 2000. - P. 425-435.

143. Rodrigues, J.M. Determination of the intracellular Ca(2+) concentration in the N1E-115 neuronal cell line in perspective of its use for peripheric nerve regeneration / J.M. Rodrigues et al. // Biomed Mater Eng. 2005. - Vol. 15, - №6. - P. 455-465.

144. Rydevik, B. Effect of graded compression on intraneural blood flow.

145. An in vivo study on rabbit tibial nerve / B. Rydevik, G. Lundborg, U. Bagge//Hand Surg. 1981. - Vol. 6.-P. 3-12.

146. Sanchez-Ramos, J. Adult bone marrow stromal cells differentiate into neural cells in vitro / J. Sanchez-Ramos et al. // Exp. Neurol. —2000. Vol. 164. - P. 247-256.

147. Saray, A. Ischaemia-reperfusion injury of the peripheral nerve: An experimental study / A. Saray, B. Can, F. Akbiyik, I. Askar // Micro-surg. 1999.-Vol. 19, - №8.-P. 374-380.

148. Schratzberger, P. Reversal of experimental diabetic neuropathy by VEGF gene transfer / P. Schratzberger et al. // Clin. Invest. 2001. -Vol. 107. №9.-P. 1083-1092.

149. Schwabegger, A. Fetal spinal-cord allograft as a substitute for peripheral-nerve reconstruction: a preliminary experimental and histologic study / A. Schwabegger, H. Hussl // Reconstr. Microsurg.2001.-Vol. 17, — №1. — P. 45-50.

150. Seddon, H. Nerve Grafting / H. Seddon // J. Bone and Joint Surg. -1963. Vol. 45b, - №3. - P. 447-461.

151. Sendtner, M. Endogenous ciliary neurotrophic factor is a lesion factor for axotomized motoneurons in adult mice / M. Sendtner, R. Gotz, B. Holtmann, H. Thoenen// J. Neurosci. 1997. - Vol. 17, -№18.-P. 6999-7006.

152. Sharon, I. Acute nerve injury /1. Sharon, C. Fishfeld// Medicine Journal. 2002. - Vol. 3, - №6. P. 69-75

153. Shen, H. Expression of neurotrophin mRNAs in the dorsal root ganglion after spinal nerve injury / H. Shen, J. Chung, K. Chung // Brain Res. Mol.- 1999.-Vol. 64. P. 186-192.

154. Siegal, J.D. A comparison of the regeneration potential of dorsal rootfibers into gray or white matter of the adult rat spinal cord / J.D. Siegal, M. Kliot, G.M. Smith, J. Silver // Exp. Neurol. 1990. -Vol. 109,-№1. - P. 90-97.

155. Silverman, J. Selective neuronal glycoconjugate expression in sensory and autonomic ganglia: relation of lectin reactivity to peptide and enzyme markers / J. Silverman, L. Kruger // J. Neurocytol. -1990. Vol. 19.-P. 789-801.

156. Sindou, M. Experimental fascicular nerve autografts. Comparison between predegenerated and fresh grafts / M. Sindou, H. Gloppe // Neurochirurgie. 1982. - Vol. 28, - №2. - P. 87-90.

157. Skarja, G.A. Synthesis and characterization of degradable polyurethane elastomers containing an amino acid-based chain extender / G.A. Skarja, K.A. Woodhouse // J. Biomater Sci Polym Ed->- 1998. -Vol. 9.-P. 271-295.

158. Skoulis, T. Nerve expansion. The optimal answer for the short nerve gap. Behavioral analysis / T. Skoulis, D. Lovice, K. von Fricken, I. Terzis // Clin. Orthop. 1995. - Vol. 314. №84. - P. 94. .

159. Sun, Y. Signals triggering the induction of leukemia inhibitory factor in sympathetic superior cervical ganglia and their nerve trunks after axonal injury / Y. Sun, S. Landis, R. Zigmond // Mol. Cell. Neurosci.- 1996.-Vol. 7.-P. 152-163.

160. Sundback, C.A. Biocompatibility analysis of poly(glycerol sebacate) as a nerve guide material / C.A. Sundback et al. // Biomaterials. -2005. Vol. 26. - P. 5454-5464.

161. Sunderland, S. Nerve and nerve injuries / S. Sunderland // Edinburgh, Livingstone. 1978.

162. Sunderland, S. Stress strain phenomens in human peripheral nerve trunks / S. Sunderland, K. Bradley // Brain. 1961. - Vol. 84, - №1. -P. 102-119.

163. Sunderland, S. The connective tissues of peripheral nerve / S. Sunderland // Brain. 1965. - Vol. 88. - P. 841-854.

164. Swett, J. Most dorsal root ganglion neurons of the adult rat survive nerve crush injury / J. Swett, C. Hong, P. Miller // Somatosens. Motor Res. 1995. - Vol. 12, - №3-4. - P. 177-189.

165. Tanabe, K. Fibroblast growth factor-inducible-14 is induced in axotomized neurons and promotes neurite outgrowth / K. Tanabe, I. Bonilla, J. Winkles, S. Strittmatter// J. Neuroscie. 2003. -Vol. 23, - №29. - P. 9675-9686.

166. Tandrup, T. Delayed loss of small dorsal root ganglion cells after transection of the rat sciatic nerve / T. Tandrup, C. Woolf, R. Coggeshall // J. Comp. Neurol. 2000. - Vol.422, - №2. -P. 172-180.

167. Tatard, V. In vivo evaluation of pharmacologically active microcarriers releasing nerve growth factor and conveying PC 12 cells / V.M. Tatard et al. // Cell Transplant. 2004. - Vol. 13, - №5. -P. 573-583.

168. Thomson, R.C. Biodegradable polymer scaffolds to regenerate organs / R.C. Thomson et al. // Adv Polymer Sci. 1995. Vol. 122. -P. 245-274.

169. Titmus, M. Axotomy-induced alternations m the electrophysiological characteristics of neurons / M. Titmus, D. Faber // Prog. Neurobiol. -1990. Vol. 35. - P. 1-51.

170. Tohill, M. Rat bone marrow mesenchymal stem cells express glial markers and stimulate nerve regeneration / M. Tohill, C. Mantovani, M. Wiberg, G. Terenghi // Neuroscience Letters. 2004. - Vol. 362. -P. 200-203.

171. Torigoe, K. A newly synthesized neurotropic pyrimidine compound, MS-818, may activate migratory Schwann cells in peripheral nerve regeneration / K. Torigoe, A. Awaya// Brain Res. 1998. -Vol. 787, - №2. - P. 337-340.

172. Tuttle, R. Neurotrophins affect the pattern of DRG neurite growth in a bioassay that presents a choice of CNS and PNS substrates / R. Tuttle, W. Matthew // Development. 1995. - Vol. 121, - №5. -P. 1301-1309.

173. Varejao, A. Nerve regeneration inside fresh skeletal muscle-enriched synthetic tubes: a laser confocal microscope study in the rat sciatic nerve model / A.S. Varejao et al. // Ital J. Anat Embryol. 2003. -Vol. 108,-№2.-P. 77-82.

174. Verdu, E. Olfactory bulb ensheathing cells enhance peripheral nerve regeneration / E. Verdu et al.// Neuroreport. 1999. - Vol. 10,5.-P. 1097-1101.

175. Voinesco, F. Local administration of thyroid hormones in silicone chamber increases regeneration of rat transected sciatic nerve / F. Voinesco, L. Glauser, R. Kraftsik, I. Barakat-Walter // Exp. Neurol. 1998.-Vol. 150.-P. 69-81.

176. White, D. Vasoactive intestinal polypeptide and neuropeptide Y act indirectly to increase neurite outgrowth of dissociated dorsal root ganglion cells / D.White, K.Mansfield// Neuroscience. 1996. -Vol. 73.-P. 881-887.

177. William, D.F. Enzyme-accelerated hydrolysis of polyglycolic acid / D.F. William, E. Mort//J. Bioeng. 1977. - Vol. 1. - P. 231-238.

178. Woodbury, D. Adult rat and human bone marrow stromal cells differentiate into neurons / D. Woodbury, E.J. Schwarz, D.J. Prockop, I.B. Black // J. Neurosci Res. 2000. - Vol. 61. - P. 364-370.

179. Yazemski, M.J. Evolution of bone transplantation: molecular, cellular and tissue strategies to engineer human bone / M.J. Yazemski et al.// Biomaterials. 1996. - Vol.17. -P. 175-185.

180. Zhang, P. Bridging small-gap peripheral nerve defects using biodegradable chitin conduits with cultured Schwann and bone marrowstromal cells in rats / P. Zhang et al. // J. Reconstr Microsurg. 2005. -Vol. 21,-№8.-P. 565-571.

181. Zhang, X. Expression and regulation of the neuropeptide Y Y2 receptor in sensory andautonomic ganglia / X. Zhang et al. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1997. - Vol. 94, - №2. - P. 729-734.

182. Zhou, H. An APAF-1 cytochrome c multimeric complex is a functional apoptosome that activates procaspase-9 / H. Zhou, Y. Li, X. Liu, X. Wang// J. Biol. Chem. 1999. - Vol. 274. - P. 1154911556.

183. Zhou, X.F. Injured primary sensory neurons switch phenotype for brain-derived neurotrophic factor in the rat / X.F. Zhou et al. // Neuroscience. 1999. - Vol. 92, - №3. - P. 841-853.

184. Zigmond, R.E. Changes in neuropeptide phenotype after axotomy of adult peripheral neurons and the role of leukaemia inhibitory factor /R.E. Zigmond et al. // Perspectives Develop. Neurobiol. 1996. -Vol. 4, - №1. - C. 75-90.