Порообразующие белки бактерий рода Yersinia. Структура и свойства тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, доктор химических наук Новикова, Ольга Данииловна

• Новикова, Ольга Данииловна
• доктор химических наук
• 2008

Оглавление диссертации доктор химических наук Новикова, Ольга Данииловна

1. ВВЕДЕНИЕ . g

2. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР. Структура и функция неспецифических поринов наружной мембраны грамотрицательных бактерий

2.1. Наружная мембрана грамотрицательных бактерий. Структура и свойства

2.2. Принципы построения интегральных мебранных p-структурированных белков

2.2.1. Асимметрия в распределении аминокислотных остатков

2.2.2. Пространственная структура (3-баррельных белков

2.3. Пространственная структура поринов наружной мембраны грамотрицательных бактерий

2.3.1. Структурные особенности неспецифических поринов

2.3.1.1. Основные элементы пространственной организации пориновых белков

2.3.1.2. Геометрия поры

2.3.2. Конформационные переходы изолированных поринов

2.3.2.1. Способы солюбилизации пориновых белков

2.3.2.2. Влияние денатурирующих факторов/агентов на структуру поринов

2.3.3. Подходы к построению теоретических моделей пространственной структуры поринов

2.4. Функциональные свойства неспецифических поринов грамотрицательных бактерий

2.4.1. Статические и динамические и свойства каналов неспецифических поринов наружной мембраны грамотрицательных бактерий

2.4.1.1. Методы исследования функциональной активности поринов

2.4.1.2. Структурно-фукциональный анализ поринов с помощью химических модификаций и генно-инженерных подходов

2.4.1.3. Модуляция функциональных свойств поринов в экспериментах in vitro

2.4.2. Участие поринов в формировании устойчивости бактерий к антибиотикам

2.4.3. Влияние внешних факторов на функциональные свойства неспецифических поринов (экспрессия OmpF и ОшрС белков)

2.5. Биогенез интегральных белков наружной мембраны бактерий на примере неспецифических поринов

2.5.1. Механизмы биогенеза интегральных (3-баррельных белков наружной мембраны бактерий

2.5.2. Факторы фолдинга поринов наружной мембраны грамотрицательных бактерий небелковой природы

2.6. Биологические свойства неспецифических поринов

2.6.1. Антигенная структура поринов

2.6.1.1. Типы антигенных детерминант неспецифических поринов

2.6.1.2. Методы идентификации антигенных детерминант поринов

2.6.2. Порины как протективные и диагностические антигены

2.6.3. Порины как рецепторы

2.6.4. Порины как эффекторы патогенеза

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Выделение и характеристика OmpF- подобных поринов бактерий рода Yersinia

3.1.1. Порин наружной мембраны У. pseudotuberculosis (иерсинин)

3.1.2. Порины из наружной мембраны У. enterocolitica и непатогенных энтероколитикоподобных видов иерсиний

3.1.3. Полипептид с молекулярной массой 40 кДа - основной белковый компонент липополисахарид-белкового комплекса

3.2. Первичная и пространственная структуры поринов иерсиний

3.2.1. Дизайн типоспецифических OmpF-праймеров

3.2.2. Клонирование кодирующих последовательностей и анализ аминокислотных последовательностей OmpF-подобных поринов бактерий рода Yersinia

3.2.3. Вторичная структура и трансмембранная топология OmpF-подобных белков иерсиний

3.2.4. Теоретическая модель пространственной структуры поринов иерсиний

3.3. Функциональная активность поринов иерсиний

3.3.1. Электрофизиологические свойства порина из наружной мембраны

У. pseudotuberculosis (иерсинина)

3.3.2. Порообразующие свойства изолированых поринов из наружных мембран

Y. enterocolitica и энтероколитикоподобных иерсиний

3.4. Конформационная пластичность неспецифических поринов наружной мембраны грамотрицательных бактерий (на примере конформационных превращений иерсинина в присутствии денатурантов)

3.4.1. Сравнительная характеристика пространственной структуры молекулярных ' форм поринов иерсиний

3.4.2. Исследование температурной денатурации поринов иерсиний в динамике

3.4.3. Конформационные переходы иерсинина при изменении значений рН среды

3.4.3.1. Денатурация иерсинина в кислой среде

3.4.3.2. Денатурация иерсинина в щелочной среде

3.4.4. Конформационные превращения иерсинина под действием мочевины

3.5. Характеристика рН-индуцированных конформационных интермедиатов иерсинина

3.5.1. Физико-химическая характеристика рН-индуцированных интермедиатов иерсинина методами собственной белковой флуоресценции и кругового дихроизма

3.5.2. Изменение амфифильности поверхности иерсинина при рН-титровании (взаимодействие с пиреном)

3.5.3. Анализ окружения остатков Тгр и Туг иерсинина с привлечением компьютерной модели пространственной структуры белка

3.5.4. Характеристика конформационных интермедиатов иерсинина в терминах, используемых при описании денатурации водорастворимых белков

3.5.5. Структурно-функциональные перестройки в молекуле порина при изменении рН среды (на примере конформационых переходов иерсинина)

3.6. Влияние липидного матрикса на структуру и функциональной активность порина из Y. pseudotuberculosis

3.6.1. Роль липополисахарида в стабилизации структуры и проявлении функциональной активности порина

3.6.2. Взаимодействие порина и липополисахарида in vitro

3.6.3. Влияние условий культивирования на структуру и порообразующие свойства иерсинина

3.6.3.1. Порообразующие свойства образцов иерсинина в составе пептидогликанбелковых комплексов

3.7. Получение и характеристика рекомбинантного порина из Y. pseudotuberculosis

3.8. Биологические свойства иерсинина

3.8.1. Антигенная структура иерсинина

3.8.1.1. Антигенное родство поринов рода Yersinia

3.8.1.2. Идентификация линейных и конформационных антигенных детерминант иерсинина

3.8.1.3. Предсказание антигенно-активных участков OmpF-подобного порина

У. pseudotuberculosis, потенциально способных индуцировать протекгивны иммунный ответ к патогенным иерсиниям

3.8.2. Иммуногенные свойства иерсинина

3.8.2.1. Иммунный ответ к иерсинину

3.8.2.2. Динамика иммунного ответа к иерсинину

3.8.2.3. Протективная активность иерсинина

3.8.3. Другие биологические свойства иерсинина

3.9. Иммуноферментная тест-система для дифференциальной диагностики иерсиниозов

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Порообразующие белки бактерий рода Yersinia. Структура и свойства»

Среди различных биологических макромолекул белки не имеют себе равных по каталитическому и регуляторному потенциалу. Это в равной степени относится и к интегральным мембранным белкам, закодированным в 2-3% генома бактериальной клетки и составляющим около 30% от общего содержания в ней протеинов [1].

Несмотря на относительную простоту их пространственной организации, мембранные белки выполняют в клетке самые разнообразные функции, являясь структурными компонентами наружной мембраны (НМ) бактерий, диффузионными порами, адгезинами, рецепторами, каналами для транслокации белков, а также ферментами, среди которых обнаружены липазы, протеазы, пальмитоилтрансферазы.

Среди белков НМ бактерий доминируют интегральные р-структурированные белки, так называемые неспецифические порины, предназначенные для пассивной диффузии гидрофильных молекул с молекулярной массой не более 600 Да. Они образуют трансмембранные водонаполненные каналы (или поры), которые обеспечивают обмен низкомолекулярными веществами между клеткой и внешним окружением. Кроме того, особенности структуры и поверхностная локализация в клетке обуславливают наличие у бактериальных поринов других свойств, отличных от транспортной функции. Например, экспонированные на поверхности бактериальной клетки участки полипептидной цепи поринов, так называемые петли, являются потенциальными сайтами взаимодействия для функционально важных контактов с другими клетками. С одной стороны, порины представляют собой молекулы-мишени для системы врожденного иммунитета макроорганизма, активируя факторы немедленной защиты и включаясь в формирование специфического иммунного ответа, направленного на освобождение от патогена. С другой стороны, они выступают как эффекторы патогенеза, подавляя отдельные стадии иммунной защиты хозяина и обеспечивая выживание патогена в макроорганизме. Это позволяет рассматривать порообразующие белки НМ бактерий весьма перспективными для решения целого ряда задач инфекционной иммунологии. Прелоде всего, следует назвать выявление среди поверхностных бактериальных антигенов веществ, максимально эффективных в качестве компонентов протективных и диагностических препаратов, а также определение «ключевых» для патогенеза молекул в целях разработки и реализации принципиально новых подходов в борьбе с возбудителями инфекционных заболеваний.

К середине 80-х годов прошлого столетия исследователи уже располагали информацией об основных свойствах неспецифических порообразующих белков (поринов) Е. coli и специфических каналов (LamB) для осуществления транспорта мальтозы, а также об асимметричном строении наружного липидного бислоя [2]. Последнее обусловлено тем, что внутренний слой НМ состоит из фосфолипидов, а внешняя ее часть образована липополисахаридом (ЛПС). Именно этот факт служит объяснением аномально низкой проницаемости мембраны для липофильных веществ. В течение следующих 20 лет в исследовании структуры и функции поринов происходило очень быстрое (порой взрывообразное) накопление знаний. К настоящему времени процесс диффузии низкомолекулярных веществ через неспецифические и специфические пориновые каналы описан в деталях на молекулярном уровне благодаря данным о кристаллической структуре этих белков. Кроме того, в результате установления большого числа различных геномных последовательностей подобные порообразующие белки, осуществляющие транспортную функцию, были идентифицированы, помимо энтеробактерий, во многих микроорганизмах. В некоторых случаях это позволило пролить свет на особенности физиологии различных организмов в естественных условиях обитания. Свидетельством масштабных исследований в этой области может служить тот факт, что только за последние пять лет появилось более 650 статей, в заголовках которых фигурирует термин «порин». И сегодня проведение литературного поиска по информационным базам данных с использованием в качестве ключевых слов терминов «порин» и «ЛПС» даст вам сотни ссылок как на оригинальные работы, так и на обзорные статьи.

Термин «порин» чрезвычайно популярен и часто используется исследователями не только по отношению к неспецифическим поринам. Например, мальтопорином называют специфический порообразующий белок (1атВ), а для обозначения Р1юЕ порина применяют название фосфопорин, хотя этот белок специфичен по отношению к анионам, а не к фосфату. В целях единообразия в терминологии один из корифеев в области исследования белков НМ бактерий Хироши Никаидо рекомендует называть поринами только неспецифические каналообразующие белки НМ грамотрицательных бактерий. В рамках настоящего обзора, большая часть которого посвящена особенностям структуры и функции именно этой группы порообразующих белков-поринов, мы, по возможности, постараемся следовать данной рекомендации

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Новикова, Ольга Данииловна

222 ВЫВОДЫ

1. Впервые из 5-ти видов бактерий рода Yersinia: 2-х патогенных для человека (Y. pseudotuberculosis и Y. enterocolitica) и 3-х непатогенных видов (Y. intermedia, Y. frederiksenii, Y. kristensenii) выделены неспецифические порообразующие белки НМ. Показано, что способ извлечения поринов влияет на стабильность и пространственную организацию функционально активной (тримерной) формы белка. Определены молекулярные массы и физико-химические свойства изолированных поринов иерсиний.

2. Установлена аминокислотная последовательность поринов из 5-ти видов иерсиний, и для поринов из У. pseudotuberculosis и У. enterocolitica, построены теоретические модели пространственной структуры.

3. Показано, что тримеры исследованных белков в искусственном бислое образуют каналы, по размерам и электрическим характеристикам типичные для OmpF подобных поринов энтеробактерий. Обнаружено, что, несмотря на высокую степень подобия первичной и пространственной структуры, порины патогенных и непатогенных иерсиний образуют каналы, отличающиеся по размеру и характеру распределения уровней проводимости.

4. Исследованы конформационные превращения порина из псевдотуберкулезного микроба под действием различных денатурирующих агентов. Показано, что вторичная структура белка обладает повышенной устойчивостью, а для более высоких уровней пространственной структуры порина (четвертичной и третичной) характерна конформационная пластичность, приводящая к образованию частично развернутых 1 конформационных интермедиатов, структуру которых определяют условия денатурации.

5. Обнаружено, что при изменении значений рН среды в дипазоне от 6,0 до 3,0, порин из У. pseudotuberculosis имеет два конформационных перехода: функциональный и денатурационный. Первый происходит в слабокислой среде и проявляется в уменьшении проводимости пор на порядок (при рН 5,8) с последующим закрытием канала при рН 5,0. Денатурационный переход (при рН 4,0 - 3,5) связан с диссоциацией тримера на мономеры. Резкое изменение порообразующей активности в узком диапазоне значений рН может служить дополнительным механизмом адаптации иерсиний к изменению условий внешней среды.

6. На примере порина из псевдотуберкулезного микроба показано, что в качестве основного белкового компонента порины входят в состав ЛПБК - эндотоксического иммуногенного комплекса НМ грамотрицательных бактерий. Характер взаимодействие порина с ЛПС in vitro является специфическим и зависит от струкутуры ЛПС. Взаимодействие с липополисахаридом поддерживает порин в функционально активной конформации.

7. Обнаружено, что условия культивирования псевдотуберкулезного микроба влияют на пространственную структуру и функциональные свойства порина. Показана корреляция между липидным составом НМ и температурой выращивания бактерий с одной стороны и степенью упорядоченности пространственной структуры белка и его функциональными свойствами с другой.

8. Показано, что порообразующие белки НМ иерсиний являются родоспецифическими белками этих бактерий. Порины патогенных видов иерсиний могут быть использованы в качестве диагностических и протективных антигенов. Обнаружено что тримерная и мономерная молекулярные формы порина существенно различаются по эффективности защиты лабораторных животных от экспериментальной иерсиниозной инфекции.

9. Впервые на основе порина из НМ У pseudotuberculosis разработана ИФА тест-система для диагностики псевдотуберкулеза. Предлагаемая тест-система позволяет выявлять заболевание, вызываемое всеми сероварами псевдотуберкулезного микроба. По эффективности она в два раза превышает применяемый в клинической практике сухой эритроцитарный диагностикум на основе антигена Буавена и может быть использована как для дифференциальной диагностики псевдотуберкулеза и кишечного иерсиниоза, так и для выявления некоторых иммунопатологий (вторично-очаговых форм иерсиниозов).

10. Впервые методом экспрессии в клетках Е. coli получен рекомбинантный порин из У. pseudotuberculosis, подобраны условия рефолдинга мономера и сборки функционально активного рекомбинантного тримера этого белка. Показана возможность использования рекомбинантного порина в качестве диагностического антигена.

11. Обнаружено, что порин из У. pseudotuberculosis, является фактором вирулентности псевдотуберкулезного микроба, способствующим адгезии и инвазии бактерий в макроорганизм.

Список литературы диссертационного исследования доктор химических наук Новикова, Ольга Данииловна, 2008 год

1. Wimley W.C. The versatile ß-barrel membrane protein. // Curr. Opin. Struct. Biol. 2003. V. 13. N. 4. P. 404-411.

2. Nikaido H., Vaara M. Molecular basis of bacterial outer membrane permeability. // Microbiol. Rev. 1985. V. 49. N. 1. P. 1-32.

3. Gupta R.S. Protein phylogenies and signature sequences: a reappraisal of evolutionary relationships among archaebacteria, eubacteria, and eukaryotes. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1998. V. 62. N. 4. P.1435-1491.

4. Lugtenberg В., Van Alphen L. Molecular architecture and functioning of the outer membrane of Escherichia coli and other Gram-negative bacteria. // Biochim. Biophys. Acta. 1983. V. 737. N. 1. P. 51-115.

5. Bayer M.E. The fusion sites between outer membrane of bacteria: their role in membrane assembly and virus infection. // In: Outer membrane. Biogenesis and function. Inouye M. ed. N.-Y.: Wiley-lnterscience. 1979. P. 167-202.

6. Miura Т., Mizushima S. Separation by density gradient centrifugation of two types of membranes from spheroplast membrane of Escherichia coli K-12. // Biochim. Biophys. Acta. 1968. V. 150. N. 1. P. 159-161.4

7. Osborn M., Gander J.E., Parisi E., Carson J. Mechanism of assembly of the membrane of Salmonella typhimurium. Isolation and characterization of the cytoplasmic and outer membrane. // J. Biol. Chem. 1972. V. 247. N. 12. P. 39623972.

8. Schnaitman C.A. Solubilization of the cytoplasmic membrane of Escherichia coli by triton X-100. //J. Bacterid. 1971. V. 108. N. 1. P. 545-552.

9. Schweizer M., Schwarz H., Sonntag I., Henning U. Mutational change of membrane architecture. Mutants of Escherichia coli K-12 missing major proteins of the outer cell envelope membrane. // Biochim. Biophys. Acta. 1976. V. 448. N. 3. p. 474-491.

10. De Leij L., Witholt B. Structural heterogeneity of the cytoplasmic and outer membranes of Escherichia coli. // Biochim. Biophys. Acta. 1977. V. 471. N. 1. P. 92-104.

11. Lowry O.H., Rosenbrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent. //J. Biol. Chem. 1951. V. 193. N. 1. P. 265-275.

12. Smit J., Kamio J., Nikaido H. Outer membrane of Salmonella typhimurium: chemical analysis and freeze-fracture studies with lipopolysaccharide mutants. // J. Bacteriol. 1975. V. 124. N. 2. P. 942-958.

13. Van Alphen L., Verkleij A., Leunissen-Bijvelt J., Lugtenberg B. Architecture of the outer membrane of Escherichia coli. 111. Protein-lipopolysaccharide complex in intramembraneous particles. //J. Bacteriol. 1978. V. 134. N. 3. P. 1089-1098.

14. Nakae T. Outer membrane of Salmonella. Isolation of protein complex that produces transmembrane channels. // J. Biol. Chem. 1976. V. 251. N. 7. P. 21762178.

15. Schein S. J., Colombini M., Finkelstein A. Reconstitution in planar lipid bilayers of a voltage-dependent anion-selective channel obtained from Parameciiim mitochondria. II J. Membr. Biol. 1976. V. 30. N. 2. P. 99-120.

16. Ulmschneider M.B., Sansom M.S. Amino acid distributions in integral membrane protein structure. // Biochim. Biophys. Acta. 2001. V. 1512. N. 1. P. 1-14.

17. Chamberlain A.K., Bowie J.U. Asymmetric amino acid compositions of transmembrane p-strands. // Protein Sci. 2004. V. 13. N. 8. P. 2270-2274.

18. Schulz G.E. The structure of bacterial outer membrane proteins. II Biochim. Biophys. Acta. 2002. V. 1565. N. 2. P. 308-317.

19. Arora A., Abildgaard F., Bushweller J.H., Tamm L.K. Structure of outer membrane protein A transmembrane domain by NMR spectroscopy. // Nature Struct. Biol. 2001. V. 8. N. 4. P. 334-338.

20. Pautsch A., Schulz G.E. High-resolution structure of the OmpA membrane domain. // J. Mol. Biol. 2000. V. 298. N. 2. P. 273-282.

21. Conlan S., Zhang Y., Cheley S., Bayley H. Biochemical and biophysical characterization of OmpG: a monomeric porin. // Biochemistry. 2000. V. 39. N. 39. P. 11845-11854.

22. Cowan S.W., Garavito R.M., Jansonius J.N., Jenkins J.A., Karlsson R., Konig N., Pai E.F., Pauptit R.A., Rizkallah P.J., Rosenbusch J.P. The structure of OmpF porin in a tetragonal crystal form. // Struct. Fold. Design. 1995. V. 3. N. 10. P.1041-1050.

23. Cowan S.W., Schirmer T., Rummel G., Steiert M., Ghosh R., Pauptit R.A., Jansonius J.N., Rosenbusch J.P. Crystal structure explain functional properties of two Escherichia coli porins. // Nature. 1992. V. 358. N. 6389. P. 727-733.

24. Vandeputte-Rutten L., Kramer R.A., Kroon J., Dekker N. Egmond M.R., Gros P. Crystal structure of the outer membrane protease OmpT from Escherichia coli suggests a novel catalytic site. // EMBO J. 2001. V. 20. N. 18. P. 5033-5039.

25. Hwang P.M., Choy W.Y., Lo E.I., Chen L„ Forman-Kay J.D., Raetz C.R., Prive G.G., Bishop R.E., Kay L.E. Solution structure and dynamics of the outer membrane enzyme PagP by NMR. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2002. V. 99. N. 21. P. 13560-13565.

26. Schirmer T., Keller T.A., Wang Y.F., Rosenbusch J.P. Structural basis for sugar translocation through maltoporin channels at 3.1 A resolution. II Science. 1995. V. 267. N. 5197. P. 512-514.

27. Forst D., Welte W., Wacker T., Diederichs K. Structure of the sucrose-specific porin SerY from Salmonella tuphimurium and its complex with sucrose. // Nature Struct. Biol. 1998. V. 5 N. 1. P. 37-46.

28. Ferguson A.D., Hofmann E., Coulton J.W., Diederichs K., Welte W. Siderophore-mediated iron transport: crystal structure of FhuA with bound lipopolysaccharide. II Science. 1998. V. 282. N. 5397. P. 2215-2220.

29. Chimento D.P., Monanty A.K., Kadner R.J, Wiener M.C. Crystallization and initial X-ray diffraction of BtuB, the integral membrane cobalamin transporter of Escherichia coli. // Acta Crystallogr. Sect. D Biol. Crystallogr. 2003. V. 59. N. 3. P. 509-511.

30. Murzin A.G., Lesk A.M., Chothia C. Principles determing of ß-sheet barrels in proteins. II. The observed structure. // J. Mol. Biol. 1994. V. 236. N. 5. P. 13821400.

31. Garavito R.M., Rosenbusch J.P. Three-dimensional crystals of an integral membrane protein: an initial X-ray analysis. // J. Cell Biol. 1980. V. 86. N. 1. P. 327-329.

32. Weiss M.S., Kreusch A., Schiltz E., Nestel U., Welte W., Weckesser J., Schulz G.E. The structure of porin from Rhodobacter capsulatus at 1.8 A resolution. // FEBS Lett. 1991. V. 280. N. 2. P. 379-382.

33. Weiss M.S., Wacker T., Weckesser J., Welte W„ Schulz G.E. The three-dimensional structure of porin from Rhodobacter capsulatus at 3 A resolution. II FEBS Lett. 1990. V. 267. N. 2. P. 268-272.

34. Weiss M.S., Abele U., Weckesser J., Welte W., Schiltz E., Schulz G.E. Molecular architecture and electrostatic properties of a bacterial porin. // Science. 1991. V. 254. N. 5038. P. 1627-1630.

35. Jap B.K., Walian P.J. Structure and functional mechanism of porins. II Physiol. Rev. 1996. V. 76. N. 4. P. 1073-1088.

36. Koebnick R., Locher K.P., van Gelder P. Structure and function of bacterial outer membrane proteins: barrels in a nutshell. // Mol. Microbiol. 2000. V. 37. N. 2. P. 239-253.

37. Schulz G.E. (B-Barrel membrane proteins. // Curr. Opin. Struct. Biol. 2000. V. 10. N. 4. P. 443-447.

38. Jap B.K. Molecular design of PhoE porin and its functional consequences. // J. Mol. Biol. 1989. V. 205. N. 2. P. 407-419.

39. Phale P.S., Philippsen A., Kiefhaber T., Koebnik R., Phale V.P., Schirmer T., Rosenbusch J.P. Stability of trimeric OmpF porin: the contributions of the latching loop L2. // Biochemistry. 1998. V. 37. N. 45. P. 15663-15670.

40. Jeanteur D., Lakey J. H., Pattus F. The bacterial porin superfamily: sequence alignment and structure prediction. // Mol. Microbiol. 1991. V. 5. N. 9. P. 21532164.

41. Delcour A.H. Function and modulation of bacterial porins: insight from electrophysiology. // FEMS Microbiol. Lett. 1997. V. 151. N. 2. P. 115-125.

42. Palva E.T., Randall L.L. Arrangement of protein I in Escherichia coli outer membrane: cross-linking study. //J. Bacteriol. 1978. V. 133. N. 1. P. 279-286.

43. Jap B.K. Wallia P.J., Gehring K. Structural architecture of an outer membrane channel as determined by electron crystallography. // Nature. 1991. V. 350. N. 6314. P. 167-170.

44. Sipos L., von Heijne G. Predicting the topology of eukaryotic membrane proteins. // Eur. J. Biochem. 1993. V. 213. N. 3. P. 1333-1340.

45. Jaenicke R. Do ultrastable proteins from hyperthermophiles have high or low conformational rigidity? // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. N. 7. P. 29622964.

46. Jaenicke R. Protein stability and molecular adaptation to extreme conditions. // Eur. J. Biochem. 1991. V. 202. N. 3. P. 715-728.

47. Daggett V., Fersht A.R. Is there a unifying mechanism for protein folding? // Trends Biochem. Sci. 2003. V. 28. N. 1. P. 18-25.

48. Sivaraman T., Kumar T.K., Jayaraman G., Han C.C., Yu C. Characterization of a partially structured state in an all p-sheet protein. // Biochem. J. 1997. V. 321. N. 2. P. 457-464.

49. Pawar S.A., Deshpande V.V. Characterization of acid-induced unfolding intermediates of glucose/xylose isomerase. // Eur. J. Biochem. 2000. V. 267. N. 21. P. 6331-6338.

50. Garavito R.M., Rosenbusch J.P. Isolation and crystallization of bacterial porin. II Methods Enzymol. 1986. V. 125. P. 309-328.

51. Kleinschmidt J.H. Membrane proteins Introduction. // Cell Mol. Life Sci. 2003. V. 60. N. 8. P. 1527-1528.

52. Eriks L. R., Mayor J.A., Kaplan R.S. A strategy for identification and quantification of detergents frequently used in the purification of membrane proteins. // Anal. Biochem. 2003. V. 323. N. 2. P.234-241.

53. Rosenbusch J.P. Characterization of the major envelope protein from Escherichia coli. Regular arrangement on the peptidoglycan and unusual dodecyl sulfate binding. //J. Biol. Chem. 1974. V. 249. N. 24. P. 8019-8029.

54. Nurminen M. Isolation of porin trimers. II In: Enterobacterial surface antigen methods for molecular characterization. Korhonen T.K., Dawes E.A., Makela P.H. eds. N.-Y.: Elsevier Science Publ. 1985. P. 293-300.

55. Rosenbusch J.P. Structural and functional properties of porin channels in E. coli outer membranes. // Experientia. 1990. V. 46. N. 2. P. 167-173.

56. Bolla J.-M., Loret E., Zalewsky M., Pages J.-M. Conformational analysis of the Campylobacter jejuni porin. //J. Bacteriol. 1995 V. 177. N. 15. P. 4266-4271.

57. Eisele J.L., Rosenbusch J.P. In vitro folding and oligomerization of a membrane protein. Transition of bacterial porin from random coil to native conformation. // J. Biol. Chem. 1990. V. 265. N. 18. P. 10217-10220.

58. Markovic-Housley Z., Garavito R.M. Effect of temperature and low pH of matrix porin in micellar detergent solutions. // Biochim. Biophys. Acta. 1986. V. 869. N. 2. P. 158-170.

59. Minetti C.A.S.A., Blake M.S., Remeta D.P. Characterization of the structure, function, and conformational stability of PorB class 3 protein from Neisseria meningitidis. //J. Biol. Chem. 1998. V. 273. N. 39. P. 25329-25338.

60. Schindler M., Rosenbusch J.P. Structural transition of porin, a transmembrane protein. // FEBS Lett. 1984. V. 173. N. 1. P. 85-89.

61. Sukumaran S., Hauser K., Maier E., Benz R., Mantele W. Tracking the unfolding and refolding pathways of outer membrane protein porin from Paraccocus denitrificans. // Biochemistry. 2006. V. 45. N. 12. P. 3972-3980.

62. Sukumaran S., Hauser K., Maier E., Benz R., Mantele W. Structure-function correlation of outer membrane protein porin from Paracoccus denitrificans. // Biopolymers. 2006. V. 82. N. 4. P. 344-348.

63. Мажуль В.М., Кананович С.Ж. О возможности белка существовать во множестве частично свернутых состояний. // Биофизика. 2004. Т. 40. № 3. С. 413-423.

64. Gnanasekarean T.V., Peri S., Arockiasamy F., Krishnaswamy S. Profiles from structure based sequence alignment of porins can identify (3-stranded integral membrane proteins. // Bioinformatics. 2000. V. 16. N. 9. P. 839-842.

65. Ferenci T. From sequence alignment to structure prediction: the case of the OmpF porin family. // Mol. Microbiol. 1994. V. 14. N. 1. P. 188-189.

66. Kreusch A., Neubuser A., Schiltz E., Weckesser J., Schulz G.E. Structure of the membrane channel porin from Rhodopseudomonas baltica at 2.0 A resolution. // Protein Sci. 1994. V. 3. N. 1. P. 58-63.

67. Heringa J. Computational methods for protein secondary structure prediction using multiple sequence alignments. // Curr. Protein Pept. Sci. 2000. V. 1. N. 3. P. 273-301.

68. Berven F.S., Flikka K., Jensen H.B., Eidhammer I. BOMP: a program to predict integral p-barrel outer membrane proteins encoded within genomes of Gramnegative bacteria. // Nucleic Acids Res. 2004. V. 32. N. (Web Server). P. W394-399.

69. Jackups R.Jr., Liang J. Interstrand pairing patterns in p-barrel outer membrane proteins: the positive outside rule, aromatic rescue, and strand registration prediction. // J. Mol. Biol. 2005. V. 354. N. 4. P. 979-993.

70. Waldispuhl J., Berger B., Clote P., Steyaert J.M. transFold: a web server for predicting the structure and residue contacts of transmembrane p-barrels. // Nucleic Acid Res. 2006. V. 34. N. (Web Server). P. W189-W193.

71. Nikaido H. Molecular basis of bacterial outer membrane permeability revisited. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2003. V. 676. N. 4. P. 593-656.

72. Nikaido H. Porins and specific diffusion channels in bacterial outer membranes. // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. N. 6. P. 3905-3908.

73. Nakae T. Identification of the outer membrane proteins of Escherichia coli that produced transmembrane channels in reconstituted vesicle membrane. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1976. V. 71. N. 3. P. 877-884.

74. Tokunaga M., Tokunaga H., Nakae T. The outer membrane permeability of Gram-negative bacteria. Determination of permeability rate in reconstituted membrane vesicles. // FEBS Lett. 1979. V. 106. N. 1. P. 85-88.

75. Nakae T. Outer membrane of Salmonella typhymurium: Reconstitution of sucrose-permeable membrane vesicles. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1975. V. 64. N. 4. P. 1224-1230.

76. Nikaido H., Rosenberg E.Y. Porin channels in Escherichia coli: studies with liposomes reconstituted from purified proteins. // J. Bacterid. 1983. V. 153. N. 1. P. 241-252.

77. Nikaido H., Rosenberg E.Y. Effect on solute size on diffusion rates through the transmembrane pores of the outer membrane of Escherichia coli. II J. Gen. Physiol. 1981. V. 77. N. 2. P. 121-35

78. Zimmermann W., Rosselet A. Function of the outer membrane of Escherichia coli as a permeability barrier to beta-lactam antibiotics. // Antimicrob. Agents Chemother. 1977. V. 12. N. 3. P. 368-372.

79. Nikaido H., Song S.A., Shaltlel L., Nurminen M. Outer membrane of Salmonella. XIV. Reduced transmembrane diffusion rate in porin-deficient mutants. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1977. V. 76. N. 2. P. 324-330.

80. Mueller P., Rudin D.O., Tien H.T., Wescott W.C. Reconstitution of cell membrane structure in vivo and its transformation into an excitable system. // Nature. 1962. V. 194. N. 4832. P. 979-980.

81. Montal M., Muller P. Formation of bimolecular membranes from lipid bilayers and study of their electrical properties. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1972. V. 69. N. 12. P. 3561-3566.

82. Schindler H. Formation of planar bilayer from artificial or native membrane vesicles. // FEBS Lett. 1980. V. 122. N. 1. P. 77-79.

83. Schindler H., Rosenbusch J. Matrix protein from Escherichia coli outer membranes forms voltage-controlled channels in lipid bilayers. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1978. V. 75. N. 8. P. 3751-3755.

84. Benz R., Schmid A., Hancock R.E. Ion selectivity of Gram-negative bacterial porins. //J. Bacteriol. 1985. V. 162. N. 2. P. 722-727.

85. Dargent B., Hofmann W., Pattus F., Rosenbusch J.P. The selectivity filter of voltage-dependent channels formed by phosphoporin (PhoE) from E. coli. // EMBO J. 1986. V.5. N. 4. P. 773-778.

86. Hamill O.P., Marty A., Neher E., Sakmann B., Sigworth F.J. Improved patchiclamp techniques for high-resolution current recordings from cells and cell-free membrane patches. // Pflugers Arch. 1981. V. 391. N. 2. P. 85-100.

87. Martinac B., Buechner M., Delcour A.H., Adler J., Kung C. Pressure-sensitive ion channel in Escherichia coli. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. V. 84. N. 8. P. 2297-2301.

88. Buechner M., Delcour A.H., Martinac B., Adler J., Kung C. Ion channel activity in the Escherichia coli outer membrane. // Biochim. Biophys. Acta. 1990. V. 1024. N. 1. P. 111-121.

89. Delcour A.H., Martinac B., Kung C., Adler J. A modified reconstitution method used in patch-clamp studies of Escherichia coli ion channels. // Biophys. J. 1989 V. 56. N. 3. P. 631-636.

90. Berrier C., Coulombe A., Houssin C., Ghazi A. A patch-clamp study of ion channels of inner and outer membranes and of contact zones of E. coli fused into giant liposomes. // FEBS Lett. 1989. V. 259. N. 1. P. 27-32.

91. Delcour A.H., Martinac B., Kung C., Adler J. Voltage-sensitive ion channel of Escherichia coli. //J. Memb. Biol. 1989. V. 112. N. 3. P. 267-275.

92. Karshikoff A., Spassov V., Cowan S.A., Ladenstein R., SchirmerT.J. Electrostatic properties of two porin channels from Escherichia coli. // Mol. Biol. 1994. V. 240. N. 4. P. 372-384.

93. Brunen M., Engelhardt H. Significance of positively charged amino acids for the function of the Acidovorax delafieldii porin Omp34. // Eur. J. Biochem. 1993. V. 212. N. 1. P. 129-135.

94. Phale P.S., Philippsen A., Widmer C., Phale V.P., Rosenbusch J.P., Schirmer T. Role of charged residues at the OmpF porin channel constriction probed by mutagenesis and simulation. // Biochemistry. 2001. V. 40. N. 21. P. 6319-6325.

95. Liu N., Samartzidou H., Lee K.W., Briggs J.M., Delcour A.H. Effect of pore mutation and permeant ion concentration of the spontaneous gating activity of OmpC porin. // Protein Eng. 2000. V. 13. N. 7. P. 451-500.

96. Miedema H., Vrouenraets M., Wierenga J., Eisenberg B., Schirmer T., Basle A., Meijberg W. Conductance and selectivity fluctuations in D127 mutants of the bacterial porin OmpF. // Eur. Biophys. J. 2006. V. 36. N. 1. P. 13-22.

97. Van Gelder P., Saint N., Phale P., Eppens E.F., Prilipov A., van Boxtel R. Voltage sensing in the PhoE and OmpF outer membrane proteins of Escherichia coli. Role of charged residues. //J. Mol. Biol. 1997. V. 269. N. 4. P. 468-472.

98. Benson S.A., Occi J.L., Sampson B.A. Mutations that alter the pore function of the OmpF porin of Escherichia coli K12. // J. Mol. Biol. 1988. V. 203. N. 4. P. 961970.

99. Miedema H., Vrouenraets M., Wierenga J., Gillespie D., Eisenberg B., Meijbergand W., Nonner W. Ca2+ Selectivity of a chemically modified OmpF with reduced pore volume. // Biophys. J. 2006. V. 91. N. 12. P. 4392-4400.

100. Vrouenraets M., Wierenga J., Meijberg W., Miedema H. Chemical modification of the bacterial porin OmpF: gain of selectivity by volume reduction. // Biophys. J. 2006. V. 90. N. 4. P. 1202-1211.

101. Delcour A.H. Solute uptake through general porins. // Front. Biosci. 2003. V. 8. P. d1055-d1071.

102. Benz R., Janko K., Lauger P. Ionic selectivity of pores formed by the matrix protein (porin) of Escherichia coli. // Biochim. Biophys. Acta. 1979. V. 551. N. 2. P. 238-247.

103. Nestorovich E.M., Rostovtseva T.K., Bezrukov S.M. Residue ionization and ion transport through OmpF channels. // Biophys. J. 2003. V. 85. N. 6. P. 3718-3729.

104. Buehler L.K., Kusumoto S., Zhang H., Rosenbusch J.P. Plasticity of Escherichia coli porin channels. Dependence of their conductance on strain and lipid environment. //J. Biol. Chem. 1991. V. 266. N. 36. P. 24446-24450.

105. Schirmer T. General and specific porins from bacterial outer membrane. // J. Struct. Biol. 1998. V. 121. N. 2. P. 101-109.

106. Muller D.J., Engel A. Voltage and pH-induced channel closure of porin OmpF visualized by atomic force microscopy. //J. Mol. Biol. 1999. V. 285. N. 4. P. 13471351. '

107. Todt J.C., Roque W.J., McGroarty E.J. Effects of pH on bacterial porin function. // Biochemistry. 1992. V. 31. N. 43. P. 10471-10478.

108. Xu G., Shi B., McGroarty E.J., Tien H.Y. Channel-closing activity of porins from E. coli in bilayer lipid membranes. // Biochim. Biophys. Acta. 1986. V. 862. N. 1. P. 57-64.

109. Alcaraz A., Nestorovich E. M., Aguilella-Arzo M., Aguilella V. M., Bezrukov S. M. Salting out the ionic selectivity of a wide channel: the asymmetry of OmpF. // Biophys. J. 2004. V. 87. N. 2. P. 943-957.

110. Ashish A., Rinehart D., Szabo G., Tamm L.K. Refolded outer membrane protein A of Escherichia coli forms ion channels with two conductance states in planar lipid bilayers. //J. Biol. Chem. 2000. V. 275. N. 3. P. 1594-1600.

111. Schindler H., Rosenbusch J.P. Matrix protein in planar membranes: Clusters of channels in native environment and functional reassembly // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1981. V. 78. N. 4. P. 2302-2306.

112. Eppens E.F., Saint N., Van Gelder P., van Boxtel R., Tommassen J. Role of the constriction loop in the gating of outer membrane porin PhoE of Escherichia coli. // FEBS Lett. 1997. V. 415. N. 3. P. 317-320.

113. Bainbridge G., Mobasheri H., Armstrong G.A., Lea E.J., Lakey J.H. Voltage-gating of Escherichia coli porin: a cystine-scanning mutagenesis study of loop 3. //J. Mol. Biol. 1998. V. 275. N. 2. P. 171-176.

114. Liu N., Delcour A. The spontaneous gating activity of OmpC porin is affected by mutation of putative hydrogen bond network or of a salt bridge between the L3 loop and the barrel. // Protein Eng. 1998. V. 11. N. 9. P. 797-802.

115. Basle A. Deletions of single extracellular loops affect pH sensitivity, but not voltage dependence, of the Escherichia coli porin OmpF. // Protein Eng. Design Select. 2004. V. 17. N. 9. P. 665-672.

116. Arbing M.A., Dahan D., Boismenu D., Mamer O.A., Hanrahan J.W., Coulton J.W. Charged residues in surface-located loops influence voltage gating of porin from Haemophilus influenzae type b. //J. Membr. Biol. 2000. V. 178. N. 3. P. 185-193.

117. Schabert F.A., Henn C., Engel A. Native Escherichia coli OmpF porin surfaces probed by atomic force microscopy. // Science. 1995. V. 268. N. 5207. P. 92-94.

118. Heyde M., Portalier R. Regulation of major outer membrane porin proteins of Escherichia coli K 12 by pH. // Mol. Gen. Genet. 1987. V. 208. N. 3. P. 511-517.

119. Chevalier J., Pages J.M., Mallea M. In vivo modification of porin activity conferring antibiotic resistance to Enterobacter aerogenes. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. V. 266. N. 1. P. 248-251.

120. Simonet V., Mallea M., Pajes J.M. Substitutions in the eyelet region disrupt cefepime diffusion through the Escherichia coli OmpF channel. // Antimicrob. Agents Chemother. 2000. V. 44. N. 2. P. 311-315.

121. Mallea M., Chevalier J., Bornet C., Eyraud A., Davi-Regli A., Bollet C., Pages J.M. Porin alteration and active efflux: two in vivo drug resistance strategies used by Enterobacteraerogenes. //Microbiol. 1998. V. 144. N. 11. P. 3003-3009.

122. Hernandez-Allez S., Alberti S., Alvarez D., Domenech-Sanchez A., Martinez-Martinez L., Tomas J.M., Benedi V.J. Porin expression in clinical isolates of Klebsiella pneumoniae. // Microbiol. 1999. V. 145. N. 3. P. 673-679.

123. Bornet C., Davi-Regli A., Bosi C., Pages J.M., Bollet C. Imipenem resistance of Enterobacter aerogenes mediated by outer membrane permeability. // J. Clin. Microbiol. 2000. V. 38. N. 3. P. 1048-1052.

124. Tomassen J., van der Ley P., van Zzeiji M., Agterberg M. Localization of functional domains in E. coli outer membrane porins. // EMBO J. 1985. V. 4. N. 6. P. 1583-1587.

125. Pratt L.A., Hsing W., Gibson K.E., Siihavy T.J. From acids to osmZ: multiple factors influence synthesis of OmpF and OmpC porin in Escherichia coli. // Mol. Microbiol. 1996. V. 20. N. 5. P. 911-917.

126. Mizuno T., Mizushima S. Signal transduction and gene regulation through phosphorylation of two regulatory components: the molecular basis of the osmotic regulation of the porin genes. // Mol. Microbiol. 1990. V. 4. N. 7. P. 1077-1082.

127. Lan C.Y., Igo M.M. Differential expression of the OmpF and OmpC porin proteins in Escherichia coli K-12 depends upon the level of active OmpR. // J. Bacteriol. 1998. V. 180. N. 1. P. 171-174.

128. Slauch M., Garrett S., Jackson D.E., Siihavy T.J. EnvZ functions through OmpR to control porin gene expression in Escherichia coli K-12. // J. Bacteriol. 1988. V. 170. N. 1. P. 439-441.

129. Batchellor E., Walthers D., Kenney L.J., Goulian M. The Escherichia coli CpxA-CpxR envelope stress response system regulate expression of the porins OmpF and OmpC. II J. Bacteriol. 2005. V. 187. N. 16. P. 5723-5731.

130. Achouak W., Heulin T., Pages J.P. Multiple facets of bacterial porins. // FEMS Microbiol. Lett. 2001. V. 199. N. 1. P. 1-7.

131. Tamm L.K., Hong H., Liang B. Folding and assembly of (5-barrel membraneiproteins. // Biochim. Biophys. Acta. 2004. V. 1666. N. 1-2. P. 250-263.

132. Bernstein H.D. The biogenesis and assembly of bacterial membrane proteins. // Curr. Opin. Microbiol. 2000. V. 3. N. 2. P. 203-209.

133. Paetzel M., Darbey R.E., Strinadka N.C. The structure and mechanism of bacterial type I signal peptidases. A novel antibiotic target. // Pharmacol. Ther. 2000. V. 87. N. 1. P. 27-49.

134. Surrey T., Jahnig F. Refolding and oriented insertion of a membrane protein into a lipid bilayer. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. N. 16. P. 7457-7461.

135. Kleinschmidt J.H., Tamm L.K. Folding intermediates of a (3-barrel membrane protein. Kinetic evidence of a multi-step membrane insertion mechanism. // Biochemistry. 1996. V. 35. N. 40. P. 12993-13000.

136. Conlan S., Bayley H. Folding of a monomelic porin, OmpG, in detergent solution. // Biochemistry. 2003. V. 42. N. 31. P. 9453-9465.

137. Surrey T., Jahnig F. Kinetics of folding and membrane insertion of a ß-barrel membrane protein. //J. Biol. Chem. 1995. V. 270. N. 47. P. 28199-28203.

138. Struyve M., Moons M., Tommassen J. Carboxy-terminal phenylalanine is essential for the correct assembly of a bacterial outer membrane protein. // J. Mol. Biol. 1991. V. 218. N. 1. P. 141-148.

139. Bosch D., Schölten M., Verhagen C., Tommassen J. The role of the carboxy-terminal membrane-spanning fragment in the biogenesis of Escherichia coli K12 outer membrane protein PhoE. // Mol. Gen. Genet. 1989. V. 216. N. 1. P. 144148.

140. Schäfer U., Beck K., Müller M. Skp, a molecular chaperone of Gram-negative bacteria, is required for the formation of soluble periplasmic intermediates of outer membrane proteins. //J. Biol. Chem. 1999. V. 274. N. 35. P. 24567-24574.

141. Korndörfer I.P., Dommel M.K., Skerra A. Structure of the periplasmic chaperone Skp suggests functional similarity with cytosolic chaperones despite differing architecture. // Nature Struct. Mol. Biol. 2004. V. 11. N. 10. P. 1015-1020.

142. Walton T.A., Sausa M.C. Crystal structure of Skp, a prefolding-like chaperone that protects soluble and membrane proteins from aggregation. // Moll. Cell. 2004. V. 15. N. 3. P. 367-374.

143. Nakamoto H., Bardwell J.C. Catalysis of disulfide bond formation and isomerization in the Escherichia coli periplasm. // Biochim. Biophys. Acta. 2004. V. 1694. N. 1-3. P. 111-119.

144. Voulhoux R., Bos M.P., Geurtsen J., Mols M., Tommassen J. Role of high conserved bacterial protein in outer membrane protein assembly. II Science. 2003. V. 299. N. 5604. P. 262-265.

145. Voulhoux R., Tommassen J. Omp85, an evolutionary conserved bacterial protein involved in outer-membrane-protein assembly. // Res. Microbiol. 2004. V. 155. N. 3. P. 129-135.

146. Bulieris P.V., Behrens S., Hoist O., Kleinschmidt J.H. Folding and insertion of the outer membrane protein OmpA is assisted by the chaperone Skp and by lipopolysaccharide. //J. Biol. Chem. 2003. V. 278. N. 11. P. 9092-9099.

147. Новикова О.Д. Порины рода Yersinia II Успехи в изучении природных соединений. Владивосток: Дальнаука, 1999. - С. 178-201.

148. Rawling E.G., Martin N.L., Hancock R.E.W. Epitope mapping of the Pseudomonas aeruginosa major outer membrane porin protein OprF. II Infect. Immun. 1995. V. 63. N. 1. P. 38-42.

149. Lupi N., Bourgois A., Bernadac A., Laboucarie S., Pages J.M. Immunological analysis of porin polymorphism in Escherichia coli В and K-12. // Mol. Immunol. 1989. V. 26. N. 11. P. 1027-1036.

150. Singh S.P., Singh S.R., Williams Y.U., Jonnes L., Abdullach Т. Antigenic determinants of the OmpC porin from Salmonella typhimurium. U Infect. Immun. 1995. V. 63. N. 12. P. 4600-4605.

151. Дельвиг A.A., Семенов Б.Ф. Механизмы формирования иммунного ответа к пориновым белкам наружной мембраны менингококков серогруппы В. // Журн. микробиол. эпидемиол. иммунобиол. 1997. № 6. С. 92-96.

152. Henriksen A.Z., Maeland J.A. Immunogenicity expressed in patients with bacteraemia of an epitope shared by enterobacterial and neisserial porin proteins. //APMIS. 1995. V. 103. N. 5. P. 388-394.

153. Arockiasamy A., Murthy G.S., Rukmini M.R., Sundara Baalaji N., Katpally U.C., Krishnaswamy S. Conformational epitope mapping of OmpC, a major cell surface antigen from Salmonella typhi. // J. Struct. Biol. 2004. V. 148. N. 1. P. 22-33.

154. Hopp T.P., Woods K.R. A computer program for predicting protein antigenic determinants. // Mol. Immunol. 1983. V. 20. N. 4. P. 483-489.

155. Вольпина O.M., Титова M.A., Жмак M.H., Короев Д.О., Обозная М.Б., Волкова Т.Д., Иванов В.Т. Предсказание структуры пептидов, способныхиндуцировать образование антител у мышей. // Биоорган, химия. 2002. Т. 28. № 5. С. 387-395.

156. Hedstrom R.C., Pavlovskis O.R., Galloway D.R. Antibody response of infected mice to outer membrane proteins of Pseudomonas aeruginosa. // Infect. Immun. 1984. V. 43. N. 1. P. 49-53.

157. Chin J.C., Dai J., Watts J.E. Antibody response against Pseudomonas aeruginosa membrane proteins in experimentally infected sheep. // Vet. Microbiol. 1995. V. 43. N. 1. P. 21-32.

158. Henriisen A.Z., Maeland J.A. Enhancement by a serum factor of the immunoaccessibility of an enterobacterial porin protein domain. // APMIS. 1991. V. 99. N. 8. P. 49-57.

159. Elkins C., Barkley K.B., Carbonetti N.H., Coimbre H.J., Sparling P.F. Immunobiology of purified recombinant outer membrane porin protein I of Neisseria gonorrhoeae. // Mol. Microbiol. 1994. V. 14. N. 5. P. 1059-1075.

160. Nandakumar K.S., Muthukkaruppan V.R. Influence of immunopotentiators on the antiporin immunoglobulin G subclass: distribution and protective immunity against murine salmonellosis. //Scand. J. Immunol. 1999. V. 50. N. 2. P. 188-194.

161. Jansen С., Kuipers В., van der Biezen J., de Cock H., van der Ley P., Tomassen J. Immunogenicity of in vitro folded outer membrane protein PorA of Neisseria meningitidis. // FEMS Immunol. Med. Microbiol. 2000. V. 27. N. 3. P. 227-233.

162. Wright J.C., Williams J.N., Christodoulidis M., Heckeis J.E. Immunization with the recombinant PorB outer membrane protein induces a bactericidal immune response against Neisseria meningitides. // Infect. Immun. 2002. V. 70. N. 8. P. 4028-4034.

163. Wetzler L.M., Ho Y., Reiser H. Neisserial porins induce В lymphocytes to express costimulatory B7-2 molecules and to proliferate. H J. Exp. Med. 1996. V. 183. N. 3. P. 1151-1159.

164. Massari P., Ho Y., Wetzler L.M. Neisseria meningitidis porin PorB interacts with mitochondria and protects cells from apoptosis. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. N. 16. P. 9070-9075.

165. Супотницкий M.B. Эффективное патентование средств специфической профилактики инфекционных заболеваний. // Биотехнология. 1997. № 9-10. С. 56-79.

166. Новикова О.Д., Вострикова О.П., Хоменко В.А., Портнягина О.Ю., Соловьева Т.Ф., Оводов Ю.С. Антигенные свойства поринов наружной мембраны рода иерсиний. // Бюлл. эксп. биол. мед. 1996. Т. 126. № 6. С. 657-660.

167. Соловьева Т.Ф., Оводов Ю.С. Биологические свойства эндотоксинов грамотрицательных бактерий. // Успехи соврем, биол. 1980. Т. 90. Вып. 1. С. 62-79.

168. Schweizer М., Hindennach I., Garten W., Henning U. Major proteins of the Escherichia coli outer cell envelope membrane. Interaction of protein II with lipopolysaccharide. // Eur. J. Biochem. 1978. V. 82. N. 1. P. 211-217.

169. Alukar V., Kamat R. Immunomodulatory properties of some members of the family Enterobacteriaceae. // Infect. Immun. 1996. V. 65. N. 6. P. 2382-2388.

170. Портнягина О.Ю., Новикова О.Д., Вострикова О.П., Соловьева Т.Ф. Динамика иммунного ответа к порину из наружной мембраны. // Журн. микробиол. 1999. Т. 128. № 10. С. 437-440.

171. Kuusi N., Nurminen M., Saxen H., Valtonen M., Makela P.H. Immunization with major outer membrane proteins in experimental salmonellosis of mice. // Infect. Immun. 1979. V. 25. N. 3. P. 857-862.

172. Wyllie S., Longbottom D., Herring A.J., Ashley R.H. Single channel analysis of recombinant major outer membrane porins from Chlamidia psittaci and Chlamidia pneumonia. IIFEBS Lett. 1999. V. 445. N. 1. P. 192-196.

173. Lutwiche P., Exner M.M., Hancock R.E., Trust T.J. A conserved Aeromonas porin provides protective immunity to rainbow trout. // Infect. Immun. 1995. V. 63. N. 8. P. 3137-3142.

174. Marandi M.V., Mittal K.R. Role of outer membrane protein H (OmpH)- and OmpA-specific monoclonal antibodies from hybridoma tumors in protection of mice against Pasteurella multocida. II Infect. Immun. 1997. V. 65. N. 11. P. 4502-4508.

175. Singh S.P., Williams Y.U., Benjamin W.H., Klebba P.E., Boyd D. Immunoprotection by monoclonal antibodies to the porins and lipopolysaccharide of Salmonella typhimurium. // Microb. Pathogen. 1996. V. 21. N. 4. P. 249-263.

176. Simón M., Jofre J., Blanch A.R., Evaluation of the immunospecificity of the porin Om1 of Vibrio anguillarum serotype 01. // J. Appl. Microbiol. 1998. V. 84. N. 5. P. 709-714.

177. Sheikhian A., Mustafaie Z.M.H.A., Shokri F., Malekzadeh R., Siavoshi F. Extraction of the outer membrane proteins of H. pylori and evaluation of their presence in stool of the infected individuals. // Iran. Biomed. J. 2004. V. 8. N. 2. P. 83-88.

178. Joossens S., Colombel J.-F., Landers C., Poulain D., Geboes K., Bossuyt X., Targan S., Rutgeerts P., Reinisch W. Anti-outer membrane of porin C and anti-12 antibodies in indeterminate colitis. // Gut. 2006. V. 55. N. 11. P. 1667-1669.

179. Muthukkumar S., Muthukkaruppan V.R. Detection of porin antigen in serum for early diagnosis of mouse infections with Salmonella typhimurium. // FEMS Microbiol. Lett. 1992. V. 89. N. 3. P. 147-154.

180. Dover L.J, Evans L.A.A., Fridd S.L., Bainbridge G., Raggett E.M., LakeyJ.N. Colicin pore-forming domains bind to Escherichia coli trimeric porins. // Biochemistry. 2000. V. 39. N. 29. P. 8632-8637.

181. Traurig M., Misra R. Identification of bacteriophage K20 binding regions of OmpF and lipopolysaccharide in Escherichia coli K-12. II FEMS Microbiol. Lett. 1999. V. 181. N. 1. P. 101-108.

182. Ho T.D., Slauch J.M. OmpC is the receptor for Gifsy-1 and Gifsy-2 bacteriophages of Salmonella. //J. Bacteriol. 2001. V. 183. N. 4. P. 1495-1498.

183. Alberti S., Marcurs G., Hernande-Alles S., Rubires X., Tomas J.M., Vivanco F., Benedi V.J. Interaction between complement subcomponent C1q and the Klebsiella pneumoniae porin OmpK36. // Infect. Immun. 1996. V. 64. N. 11. P. 4719-4725.

184. Payne N.R., Horwitz M.A. Phagocytosis of Legionella pneumophila is mediated by human monocyte complement receptors. // J. Exp. Med. 1987. V. 166. N. 5. P. 1377-1389.

185. Azghani A.O., Idel S., Bains M., Hancock E.W. Pseudomonas aeruginosa outer membrane protein F is an adhesin in bacterial binding to lung epithelial cells in culture. II Microb. Pathogen. 2002. V. 33. N. 3. P. 109-114.

186. Bacon D.J., Johnson W.M., Rodgers F.G. Identification and characterisation of a cytotoxic porin-lipopolysaccharide complex from Campylobacter jejuni. // J. Med. Microbiol. 1999. V. 48. N. 2. P. 139-148.

187. Bauer F.J., Rudel Т., Stein M., Meyer T.F. Mutagenesis of the Neisseria gonorrhoeae porin reduces invasion in epithelial cells and enhances phagocyte responsiveness. // Mol. Microbiol. 1999. V. 31. N. 3. P. 903-913.

188. Roy S., Biswas T. Murine splenocyte proliferation by porin of Shigella dysenteriae type 1 and inhibition of bacterial invasion of HeLa cell by anti-porin antibody. II FEMS Microbiol. Lett. 1996. V. 141. N. 1. P. 25-29.

189. Тимченко Н.Ф., Новикова О.Д., Павлова Г.Н., Венедиктов B.C., Соловьева Т.Ф. Протективные свойства порина из внешней мембраны Yersinia pseudotuberculosis. //Журн. микробиол. 1990. № 11. С. 48-50.

190. Bernardini M.L., Sanna M.G., Fontaine A., Sansonetti P.J. OmpC is involved in invasion of epithelial cells by Shigella flexneri. // Infect. Immun. 1993. V. 61. N. 9. P. 3625-3635.

191. Müller A., Günther D., Brinkmann V., Hurwitz R., Meyer T.F., Rudel Т. Targeting of the pro-apoptotic VDAC-like porin (PorB) of Neisseria gonorrhoeae to mitochondria of infected cells. // EMBO J. 2000. V. 19. N. 20. P. 5332-5343.

192. Gorga F., Galdiero M., Buommino E., Galdiero E. Porins and lipopolysaccharide induce apoptosis in human spermatozoa. // Clin. Diagn. Lab. Immunol. 2001. V. 8. N. 1. P. 206-208.

193. Buommino E., Morelli F., Metafora S., Rossano F., Perfetto В., Baroni A., Tufano M.A. Porin from Pseudomonas aeruginosa induces apoptosis in an epithelial cell line derived from rat seminal vesicles. // Infect. Immun. 1999. V. 67. N. 9. P. 4794-4800.

194. Galdiero M., D'Amico M., Gorga F., Di Filippo С., D'lsanto M., Vitiello M., Longanella A., Tortora A. Haemophilus influenzae porin contributes to signaling of the inflammatory cascade in rat brain. // Infect. Immun. 2001. V. 69. N. 1. P. 221227.

195. Hemandez-Alles S., Alberti S., Alvarez D., Domenech-Sanchez A., Martinez-Martinez L., Gil J., Tomas J.M., Benedi V.J. Porin expression in clinical isolates of Klebsiella pneumoniae. // Microbiology. 1999. V. 45. N. 3. P. 673-679.

196. Новикова О.Д. Порообразующий белок из внешней мембраны Yersinia pseudotuberculosis. Химическая характеристика и биологическая активность: Автореф. дис. .канд. хим. наук. Владивосток. 1986. 23 с.

197. Hancock R.E., Carey A.M. Outer membrane of Pseudomonas aeruginosa: heat and 2-mercaptoethanol-modifiable proteins. // J. Bacteriol. 1979. V. 140. N. 3. P. 902-910.

198. Reithmeier R.A.F., Bragg P.D. Purification and characterization of heat-modifiable protein from outer membrane of Escherichia coli. // FEBS Lett. 1974. V. 41. N. 2. P. 195-198.

199. Новикова О.Д., Зыкова T.A., Ядыкина Г.М., Глазунов В.П., Соловьева Т.Ф., Оводов Ю.С. Изучение иерсинина основного полипептида внешней мембраны Yersinia pseudotuberculosis. // Биол. мембраны. 1985. Т. 2. № 7. С. 714-723.

200. Ichihara S., Mizushima S. Characterization of major outer membrane proteins 0-8 and 0-9 of Escherichia coli K-12. //J. Biochem. 1978. V. 83. N. 4. P. 1095-1100.

201. Старостина H.B. Эпидемиологические и экологические особенности заболеваний, вызываемых Yersinia frederiksenii, Yersinia kristensenii и Yersinia intermedia. Автореф. дис. .канд. биол. наук. Москва. 2000. 25 с.

202. Solov'eva T.F., Ermak I.M., Bondarenko (Novikova) O.D., Frolova G.M., Ovodov Yu.S. Studies on a lipopolysaccharide-protein complex from Yersiniapseudotuberculosis. Isolation and characterization. // Microbios. 1979. V. 25. N. 101-102. P. 133-144.

203. Новикова О.Д., Набиуллин A.A., Соловьева Т.Ф., Оводов Ю.С. Выделение и характеристика белков внешней мембраны Yersinia pseudotuberculosis. // Химия природн. соедин. 1983. № 3. С. 359-366.

204. Sproer С., Mendrock U., Swiderski J., Lang E., Stackebrandt E. The phylogenetic position of Serratia, Buttiauxella and some other genera of the family Enterobacteriaceae. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. V. 49. N. 4. P. 1433-1438.

205. Achtman M., Zurth K., Morelli G., Torrea G., Guiyoule A., Carniel E. Yersinia pestis, the cause of plague, is a recently emerged clone of Yersinia pseudotuberculosis. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. N. 24. P. 1404314048.

206. Гузев K.B., Исаева М.П., Новикова О.Д., Соловьева Т.Ф., Рассказов В.А. Молекулярная характеристика OmpF-подобных поринов патогенных Yersinia. // Биохимия. 2005. Т. 70. Вып. 10. С. 1338-1345.

207. Capaldi R.A., Vandercooi G. The polarity of many membrane proteins. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA/1972. V. 69. N. 4. P. 930-932.

208. Kyte J and Doolittle RF: A simple method for displaying the hydropathic character of a protien. J Mol Biol 157:105, 1982.

209. Tieleman D.P., Berendsen H.J. A molecular dynamics study of the pores formed by Escherichia coli OmpF porin in a fully hydrated palmitoyloleoylphosphatidylcholine bilayer. // Biophys. J. 1998. V. 74. N. 6. P. 2786-2801.

210. Pagel M., Simonet V., Li J., Lallemand M., B. Lauman, A. H. Delcour Phenotypic Characterization of Pore Mutants of the Vibrio cholerae Porin OmpU/ // J. Bacterid. 2007. Vol. 189. N. 23. P. 8593-8600.

211. Lindahl E., Hess В., van der Spoel D. GROMACS 3.0: a package for molecular simulation and trajectory analysis. // J. Mol. Mod. 2001. V. 7. N. 8. P. 307-316.

212. Smart O.S., Goodfellow J.M., Wallace B.A. The pore dimensions of gramicidin. // Biophys. J. 1993. V. 65. N. 6. P. 2455-2460.

213. Smart O. S., Breed J., Smith G. R., Sansom M. S. P. A novel method for structure-based predictions of ion channel conductance properties. // Biophys. J. 1997. V. 72. N. 3. P. 1109-1126.

214. Vostrikova О.Р., Novikova O.D., Kim N.Yu., Likhatskaya G.N., Solovjeva T.F. Pore-forming proteins of genus Yersinia II Adv. Exp. Med. Biol. 2003. V. 529, No 2. P. 261-263.

215. Benz R., Hancock R.E.W. Properties of the large ion-permeable pores formed from protein F of Pseudomonas aeruginosa in lipid bilayer membranes. // Biochim. Biophys Acta 1981. V. 646. N. 2. P. 298-308.

216. Hall J.E. In: Concepts and Models. Berlin, Heidelberg, New York:Springer-Verlag. 1978. P. 374-531.

217. Vogel H., Jahnig F. Models for the structure of outer-membrane proteins of Escherichia coli derived from raman spectroscopy and prediction methods. // J. Mol. Biol. 1986. V. 190. N. 1. P. 191-199.

218. Финкелыитейн А.В., Птицын О.Б. Физика белка. М.: Книжный дом «Университет», 2002. 376 с.

219. Provencher C.W., Glockner J. Estimation of globular protein secondary structure from circular dichroism. // Biochemistry. 1981. V. 20. N. 1. P. 34-37.

220. Sreerama N., Woody R.W. Estimation protein secondary structure from circular dichroism spectra: comparison of CONTIN, SELCON and CDSSTR methods with an expanded reference set. //Anal. Biochem. 2000. V. 287. N. 2. P. 252-260.

221. Brandt J.G., Cagan R.H. Fluorescence characteristics of native and denatured monellin. // Biochim. Biophys. Acta. 1977. V. 493. N. 1. P. 178-187.

222. Saito J., Tochibana H., Hayashi H., Wada A. Excitation-energy transfer between tyrosine and tryptophan in proteins evaluated by the simultaneous measurement of fluorescence and absorbance. // Photochem. Photobiol. 1981. V. 33. N. 3. P. 289-295.

223. Davoodi J., Wakarchuk W.W., Campbell R.L., Carey P.R., Surewicz W.K. Abnormally high pKa of an active-site glutamic acid residue in Bacillus circulans xylanase. The role of electrostatic interactions. // Eur. J. Biochem. 1995. V. 232. № 3. P. 839-843.

224. Kleinschmidt J.H., Tamm L.K. Secondary and tertiary structure formation of the 3-barrel membrane protein Omp A is synchronized and depends on membrane thickness. //J. Mol. Biol. 2002. V. 324. N. 2. P. 319-330.

225. Новикова О.Д., Хоменко В.А., Ким Н.Ю., Василенко А.А. Денатурация OmpF-подобного порина из Yersinia pseudotuberculosis // В кн.: Сообщ. Ill Всеросс. симп. «Белки и пептиды». Пущино. 2007. С. 49.

226. Лакович Д. Основы флуоресцентной спектроскопии. М.: Мир. 1986. С. 262305.

227. Бурштейн Э.А. Люминесценция белковых хромофоров. Природа и применение. Итоги науки и техники. Биофизика. Т.6. М.: ВИНИТИ 1976. 121 е.

228. Mitaku S., Ishido S., Hirano V., Itih H., Kataoka R., Satto N. Hydrophobic core of molten-globule state of bovine carbonic anhydrase B. // Biophys. Chem. 1991. V. 40. N. 3. P. 217-222.

229. Engelhardt M., Evans P. A. Kinetics of interaction of partially folded proteins with a hydrophobic dye: evidence that molten globule character is maximal in early folding intermediates. //Protein Sci. 1995. V. 4. N. 8. P. 1533-1562.

230. O'Keffe A.H., East J.M., Lee A.G., Selectivity in lipid binding in the bacterial outer membrane protein OmpF. // Biophys. J. 2000. V. 79. N. 4. P. 2066-2074.

231. МОЕ (Molecular Operating Environment): http://www.chemcomp.com/Corporate Information/MOE.html

232. Chehin R., Iloro I., Marcos M. J., Villar E., Shnyrov V.L., Arrondo J.L.R. Thermal and pH- induced conformational changes of a (B-sheet protein monitored by infrared spectroscopy. // Biochemistry. 1999. V. 38. N. 5. P. 1525-1530.

233. Уверский B.H. Равновесное разворачивание частично свернутых форм А2 и A3 стафилококковой нуклеазы сопровождается формированием промежуточного состояния. // Биохимия. 1998. Т. 63. № 4. С. 557-562.

234. Пфайл В. Стабильность и кооперативные свойства частично свернутых белков. // Биохимия. 1998. Т. 63. № 3. С. 349-359.

235. Дамашун Г., Дамашун X., Гаст К., Цирвер Д. Денатурированные состояния дрожжевой фосфоглицераткиназы. // Биохимия. 1998. Т. 63. № 3. С. 308-326.

236. Overbeeke N., van Scharenburg G., Lugtenberg U. Antigenic relationships between pore proteins of Escherichia coli K12.// Eur. J. Biochem. 1980. V.110. P.247-254.

237. Roque W.J., Coughlin R.T., McGroarty E.J. Lipopolysaccharide tightly bound to porin monomers and trimers from Escherichia coli K-12. // Bacteriol. 1987. V. 169. N. 9. P. 4003-4010.

238. Safar J., Roller P.P., Gajdusek D.C., Gibbs J.C.,Jr. Scrapie amyloid (prion) protein has the conformational characteristics of an aggregated molten globule folding intermediate. // Biochemistry. 1994. V. 33. N. 27. P. 8375-8383.

239. De Cock H., van Blokland S., Tomassen J. In vitro insertion and assembly of outer membrane protein PhoE of Escherichia coli K-12 into the outer membrane. Role of Triton X-100. // J. Biol. Chem. V.271. N. 22. P. 12885-12890.

240. Sen K., Nikaido H. Lipopolysaccharide structure required for in vitro trimerization of Escherichia coli OmpF porin. // J. Bacteriol. 1991 V. 173. N. 2. P. 926-928.

241. Diedrich D.L Associations of Escherichia coli K-12 OmpF trimers with rough and smooth lipopolysaccharides. //J. Bacteriol. 1990. V. 172. P. 5307-5311.

242. Федореева Л.И., Горбач В.И. Взаимодействие порообразующего белка из наружной мембраны Yersinia pseudotuberculosis с липидом А и его синтетическими аналогами. // Биоорган, химия 1993. Т. 19. N.10. С. 933-940.

243. Krasikova I.N., Luk'yanov P.A., Gorbach V.l., Solov'eva T.F., Ovodov Yu.S. D-3-Dodecanoyltetradecanoic acid as a constituent of lipid A from Yersinia pseudotuberculosis. // Experientia. 1984. V. 40. N. 7. P. 709-710.

244. Krasikova I.N., Gorbach V.l., V.V. Isakov, Solov'eva T.F., Ovodov Yu.S. The application of 13C-NMR spectroscopy to study lipid A from Yersinia pseudotuberculosis lipopolysaccharide. // Eur. J. Biochem. 1982. V. 126. N. 2. P. 349-351.

245. Westphal O., Jann. K. In: Methods in Carbohydrate Chemistry. Whistler R.L., ed. N. Y.: Academic Press. 1965. V.5. P.82-91.

246. Galanos C., Luderitz О., Westphal О. A new method for the extraction of R-lipopolysaccharides // Eur. J. Biochem. 1969. V.9. N.2. P.245-249.

247. Варфоломеев С.Д., Гуревич К.Г. Биокинетика. М.: Фаир -Пресс., 1999. С. 390-400.

248. Mendel C.M., Licko V., Копе J.P. The effect of ligand heterogeneity on the Scatchard plot. Particular relevance to lipoprotein binding analysis. // J. Biol. Chemistry. 1985. V. 260. N. 6. P. 3451-3455.

249. Aurell C.A., Wistrom A.O. Critical aggregation concentrations of Gram-negative bacterial lipopolysaccharides (LPS). // Biochem. Biophys. Res. Com. 1998. V. 253. N. 1. P. 119-123.

250. Блюменфельд Jl.A. Проблемы биологической физики. М.: Наука. 1977. 336 с.

251. Ohno N., Morrison D.C. Lipopolysaccharide interaction with lysozyme. Binding of lipopolysaccharide to lysozyme and inhibition of lysozyme enzymatic activity. // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. N. 8. P. 4434-4441.

252. Федореева Л.И., Соловьева Т.Ф. Связывание порина с липополисахаридом из Yersinia pseudotuberculosis. // Биоорган, химия. 1995. Т. 21. N. 1. С. 17-23.

253. Wilkinson S.G. Bacterial lipopolysaccharides themes and variations. // Prog. Lipid Res. 1996. V. 35. N. 3. P. 283-343.

254. Fukuoka S., Brandenburg K. Physico-chemical analysis of lipid A fractions of lipopolysaccharide from Erwinia carotovora in relation to bioactivity. // Biochim. Biophys. Acta. 2001. V. 1510. N. 1-2. P. 185-197.

255. Marsh D. Protein-lipid interactions. // In: New Comprehensive Biochemistry. Watts A., ed. Amsterdam: Elsevier. 1993. P. 41-66.

256. Selinsky B.S. Protein-lipid interactions and membrane function. // In: The Structure of Biological Membranes. Yeagle P., ed. Boca Raton: CRC Press. 1992. P. 603-651.

257. Бахолдина С.И., Красикова И.Н., Шубин Ф.Н., Бузолева Л.С., Соловьева Т.Ф. Влияние способа культивирования и фазы роста на липидный состав Yersinia pseudotuberculosis. // Биохимия. 2001. Т. 66. Вып. 4. С. 511-519.

258. Вострикова О.П., Лихацкая Г.Н., Новикова О.Д., Соловьева Т.Ф. Антигенное родство и функциональные свойства поринов рода Yersinia. // Биол. мембраны. 2000. Т. 17. № 4. С. 399-409.

259. Arockiasamy A., Kumar P.D., Sundara Baalaji N., Rukmini M.R.,Krishnaswamy S. Folding and structural stability of OmpC from Salmonella typhi: Role of LPS and environment//Curr. Sci. 2004. V.87. P. 197-202.

260. Watanabe Y. Effect of various mild surfactants in the reassembly of an oligomeric integral membrane protein OmpF porin. J.Protein Chem. 2002. V.21. P.169-175.

261. Антонец Д.В., Бакулина А.Ю., Портнягина О.Ю., Сидорова О.В., Новикова О.Д., Максютов А.З. Предсказание антигенно-активных районов OmpF-подобного порина Yersinia pseudotuberculosis // Докл. АН. 2007. Т. 414, № 4. С. 1-3.

262. Schoppet М., Huppertz H.I. Differential stimulation of helper and cytotoxic T cells by dendritic cells after infection by Yersinia enterocolitica in vitro. // Cell Inmmunol. 2001. V. 28. N. 1. P. 43-51.

263. Peters B, Sidney J, Bourne P, Bui HH, Buus S, Doh G, Fieri W, Kronenberg M,

264. Kubo R, Lund O, Nemazee D, Ponomarenko JV, Sathiamurthy M, Schoenberger S, Stewart S, Surko P, Way S, Wilson S, Sette A. The immune epitope database and analysis resource: from vision to blueprint // PLoS Biol. 2005 Mar;3(3):e91

265. Skok M.V., Komissarenko S.V. Immune response to cytochrome с in BALB/c mice is delayed due to inability of non-specific fntigen-presenting cells to provide its immunodominant epitope. // Immun. Lett. 1995. V. 47. P.87-92.

266. Bolin I, Norlander L, Wolf-Watz H.Temperature-inducible outer membrane protein of Yersinia pseudotuberculosis and Yersinia enterocolitica is associated with the virulence plasmid. Infect Immun. 1982 V. 37. N. 2. P. 506-12.

267. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. 1970. Vol. 227, N 5259. P. 680-685.

268. Гааль Э., Медьеши Гю, Верецкеи Лю Электрофорез в разделении биологических макромолекул. М.: Мир. 1982. С. 157.

269. Hitchcock P.J., Brown Т.М. Abberant migration of lipipilysaccharide in sodium dodecylsulphate polyacrylamide gel electrophoresis. // J. Bacteriol. 1983. V. 154. P. 269-277.

270. Markwell MA, Haas SM, Bieber LL, Tolbert NE. A modification of the Lowry procedure to simplify protein determination in membrane and lipoprotein samples. //Anal. Biochem. 1978. Vol. 87. N 1. P. 206-210.

271. Grey W.R. End-group analysis using dansyl chloride // Methods in Enzymology / Eds. Hirs C.H.W., Timasheff S.N. N.Y., London: Acad. Pres, 1972. V. 25B. P. 121-139.

272. Беленький Б.Г., Ганкина Е.С., Нестеров В.В. Экспрессный ультра-чувствительный метод идентификации N-концевых аминокислот в белках и пептидах с помощью тонкослойной хроматографии // ДАН СССР. 1967. Т. 172. С. 91-93.

273. Allen G. Amino acid analyses // Laboratory techniques in biochemistry and molecular biology. Sequencing of proteins and peptides / Burdon R.H., van Knippenberg P.H., eds. Amsterdam, N.Y., Oxford: Elsevier, 1989. P. 40.

274. Ichikawa T, Terada H. Second derivative spectrophotometry as an effective tool for examining phenylalanine residues in proteins // Biochim. Biophys. Acta. 1977. Vol. 494, N 1. P. 267-270.

275. Hunkapiller M.W., Hood L.E. Direct microsequence analysis of polypeptides using an improved sequenator, a nonprotein carrier (polybrene), and high pressure liquid chromatography// Biochemistry. 1978. Vol. 17, N. 11. P. 21242133.

276. Altschul S.F., Gish W., Miller W., Myers E.W., Lipman D.J. Basic local alignment search tool // J. Mol. Biol. 1990. Vol. 215, N 3. P. 403-410.

277. Thomson J.D., Gibson T.J., Plewniak F., Jeanmougin F., Higgins D.G. The CLUSTALW windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools // Nucl. Acids Res. 1997. Vol. 25, N 24. 4876-4882.

278. Towbin H., Stackelin T., Gordon J. Electrophoretic transfer of proteins from polyaorylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications/ // Proc.Natl. Acad. Sci Usa/1979. V. 76. N 9. P. 1621-1629.

279. Winder A.F., Gent W.L.G. Correction of light-scattering errors in spectrophoto-metric protein determinations//Biopolymers. 1971. Vol. 10. N. 7. P. 1243-1251.

280. Oberfelder R.W., Lee J.C. Measurement of ligand-protein interaction by electrophoretic and spectroscopic techniques.Meth. Enzymol. -1985. -V. 117. -P. 381-399..342. BaxopuHa

281. Mc Laughlin S.G.A., Szabo G., Eisenman G., Ciani S.M. Surface charge and the conductance of phospholipid membranes //Proc. Nat. Acad. Sci. 1970. Vol. 67, N 3. P. 1268-1275.

282. Privalov P.L., Khechinashvili N.N. A thermodynamic approach to the problem of stabilization of globular protein structure: a calorimetric study // J. Mol. Biol. 1974. Vol. 86, N 3. P. 665-684.

283. Lumry R, Biltonen R. Validity of the «two-state» hypothesis for conformational transitions of proteins // Biopolymers. 1966. Vol. 4, N 8. P. 917-944.

284. Sanchez R., Sali A. Advances in comparative protein-structure modelling // Curr. Opin. Struct. Biol. 1997. Vol. 7, N 2. P. 206-214.

285. Baker D., Sali A. Protein structure prediction and structural genomics // Science. 2001. Vol. 294, N 5540. P. 93-96.

286. Berman H.M., Westbrook J., Feng Z., Gilliland G., Bhat T.N., Weissig H„ Shindyalov I.N., Bourne P.E. The Protein Data Bank // Nucleic Acids Res. 2000. Vol. 28, N 1. P. 235-242.

287. Guex N. Peitsch M. C. SWISS-MODEL and the Swiss-PdbViewer: An environment for comparative protein modeling. // Electrophoresis. 1997. Vol. 18, N 15. P. 2714-2723.