Получение зародышей крупного рогатого скота вне организма тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.23, доктор биологических наук Маленко, Галина Петровна

• Маленко, Галина Петровна
• доктор биологических наук
• 2002

Оглавление диссертации доктор биологических наук Маленко, Галина Петровна

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.Ю

2.1. Получение зрелых яйцеклеток крупного рогатого скота.

2.1.1. Дозревание ооцитов крупного рогатого скота in vivo.

2.1.2. Температурный режим доставки яичников и культивирования ооцитов и ранних зародышей крупного рогатого скота.

2.1.3. Выделение ооцитов из антральных фолликулов яичника.

2.1.4. Классификация ооцитов.

2.1.5. Дозревание ооцитов крупного рогатого скота in vitro.

2.2. Оплодотворение ооцитов крупного рогатого скота in vitro.

2.2.1. Капацитация сперматозоидов.

2.2.2. Предварительная обработка сперматозоидов замороженного эякулята быка.

2.2.3. Оплодотворение ооцитов крупного рогатого скота in vitro.

2.3. Культивирование эмбрионов крупного рогатого скота in vitro.

2.3.1. Системы культивирования эмбрионов крупного рогатого скота in vitro.

2.3.2. Потребность ранних зародышей крупного рогатого скота в энергетических веществах и аминокислотах.

2.3.3. Влияние альбумина и сыворотки крови на развитие эмбрионов крупного рогатого скота in vitro.

2.3.4. Влияние кооперативного взаимодействия ранних эмбрионов крупного рогатого скота на их развитие in vitro.

2.3.5. Динамит развития ранних эмбрионов крупного рогатого скота.

2.3.6. Физико-химические условия культивирования эмбрионов крупного рогатого скота in vitro.

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

3.1. Общие условия культивирования.

3.2. Реактивы и среды.

3.3. Получение in vivo и трансплантация зародышей крупного рогатого скота и кроликов.

3.4. Получение яичников крупного рогатого скота и выделение ооцитов.

3.5. Дозревание и оплодотворение ооцитов крупного рогатого скота in vitro.

3.6. Культивирование эмбрионов крупного рогатого скота in vitro.

3.7. Приготовление эстральной сыворотки крови крупного рогатого скота для использования в технологии получения зародышей вне организма.<

4. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

4.1. Изучение влияния факторов при манипулировании во внешней среде на гаметы и зародыши крупного рогатого скота и кроликов, полученные in vivo.

4.1.1. Влияние условий кратковременного храпения зародышей крупного рогатого скота на их жизнеспособность.

4.1.2. Тестирование условий культивирования с использованием эмбрионов кролика.

4.1.3. Совершенствование методов капацитации сперматозоидов in vitro с использованием в качестве модели гамет кролика.

4.2. Дозревание ооцитов крупного рогатого скота in vtro.

4.2.1. Дозревание ооцитов крупного скота in vitro при сокультивировании с тканями стенки фолликула.

4.2.2. Эффективность дозревания ооцитов крупного рогатого скота in vitro при размещении различного числа комплексов ооцит-кумулюс на единицу объема среды.

4.2.3. Влияние среды, источника сыворотки крови и сочетания гормонов в среде на дозревание ооцитов крупного рогатого скота in vitro.

4.2.4. Перспективы повышения компетенции ооцитов крупного рогатого скота при дозревании in vitro.ИЗ

4.2.5. Устройство и способ для выделения ооцитов крупного рогатого скота из антральных фолликулов яичника.

4.3. Капацитация сперматозоидов и оплодотворение ооцитов крупного рогатого скота in vitro 121 4.3.1. Получение, хранение и использование эпидидимальных сперматозоидов быка.

4.3.2. Определение влияния концентрации гепарина на капацитацию сперматозоидов эпидидимальных и эякулята быка in vitro.

4.3.3. Влияние концентрации сперматозоидов в среде на оплодотворение ооцитов, дозревавших при разных условиях.

4.3.4. Влияние разных марок альбумина в среде TALP-Fert на результаты оплодотворения ооцитов крупного скота in vitro.

4.3.5. Влияние семени разных быков и метода подготовки сперматозоидов на результаты оплодотворения ооцитов крупного рогатого скота in vitro.

4.4. Культивирование эмбрионов крупного рогатого скота in vitro.

4.4.1. Получение жизнеспособных эмбрионов крупного рогатого скота in vitro при использовании системы сокультивирования на монослое соматических клеток.

4.4.2. Использование простых солевых сред для культивирования эмбрионов крупного рогатого скота in vitro.

4.4.3. Развитие ранних эмбрионов крупного рогатого скота в среде SOF с разным содержанием сыворотки крови и альбумина.

4.4.4. Влияние аминокислот и различных уровней энергетических веществ в среде SOF на развитие эмбрионов крупного рогатого скота.

4.4.5. Критерии оценки системы культивирования эмбрионов крупного рогатого скота in vitro.

4.4.6. Получение зародышей крупного рогатого скота вне организма для использования в научно-исследовательской работе.

4.5. Модифицированные методы, используемые в технологии получения зародышей крупного рогатого скота in vitro.

4.5.1. Формулы для доведения осмотического давления растворов.

4.5.2. Приготовление тотальных препаратов ранних зародышей крупного рогатого скота с использованием камеры, насыщенной парами фиксатора.

4.5.3. Модифицированный метод приготовления цитологических препаратов предимплантационных зародышей крупного рогатого скота.

5. ВЫВОДЫ.

6. ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Получение зародышей крупного рогатого скота вне организма»

Актуальность работы определяется тем, что создание надежного и экономичного источника эмбрионов крупного рогатого скота на ранних стадиях развития необходимо как для научно-исследовательских, так и для практических целей.

Получение эмбрионов крупного рогатого скота in vivo основывается на суперовуляции. При этом эмбрионы от морулы до стадии вылупившейся бластоцисты могут быть получены путем нехирургического вымывания. Однако яйцеклетки, зиготы и эмбрионы на ранних стадиях развития могут быть получены от животных-доноров только хирургическим путем или при убое. В связи со сложностью получения зрелых яйцеклеток и зародышей на ранних стадиях развития in vivo длительное время сдерживались фундаментальные исследования эмбриогенеза крупного рогатого скота. Интенсивное развитие работ по созданию трансгенных животных, в том числе и крупного рогатого скота, возможно только при доступности большого числа яйцеклеток и зигот. Клонирование крупного рогатого скота путем пересадки ядер является в настоящее время одним из наиболее перспективных направлений биотехнологии. В работах по клонированию также используются яйцеклетки и зиготы в качестве цитопластов - реципиентов трансплантируемого ядра.

Реальной альтернативой получению зародышей крупного рогатого скота in vivo является технология получения зародышей in vitro. Для получения эмбрионов крупного рогатого скота in vitro в качестве женских гамет используются ооциты из антральных фолликулов яичников коров и половозрелых телок. Яичники получают на мясокомбинате. Источником мужских гамет является глубоко замороженное семя быков. Таким образом, исходный материал для получения зародышей крупного рогатого скота in vitro вполне доступен.

Технология получения зародышей крупного рогатого скота in vitro слагается из трех основных этапов:

• Ооциты, выделенные из антральных фолликулов яичника, должны пройти стадию дозревания. В этот период происходит возобновление мейоза и завершение первого мейотического деления (ядерное дозревание) и цитоплазматическое дозревание ооцитов. Основным критерием успешного дозревания ооцитов in vitro является приобретение ими способности к эмбриогенезу (Crosby et al., 1981; Leibfried et al., 1987; Khatir et al., 1996).

• Сперматозоиды быка должны пройти in vitro стадию капацитадии и приобрести способность к осуществлению акросомной реакции, проникновению через оболочки ооцита и слиянию с плазматической мембраной ооцита. В период совместного инкубирования дозревших in vitro ооцитов и капацитированных in vitro сперматозоидов должно произойти оплодотворение ооцитов. Свидетельством нормального оплодотворения является образование зигот с мужским и женским пронуклеусами.

• Необходимо создание системы культивирования зародышей крупного рогатого скота in vitro, обеспечивающей их развитие от зиготы до бластоцисты, с целью получения жизнеспособных эмбрионов, пригодных для нехирургической трансплантации реципиентам.

Мейоз ооцитов инициируется во время развития яичников плода (Russe, 1983), а затем останавливается на стадии зародышевого пузырька (germinal vesicle, GV). В 1935 году Pincus, Enzmann предположили, что структуры фолликула могут поставлять ооциту субстанции, которые прямо ингибируют ядерное созревание. Первое сообщение о ядерном дозревании in vitro ооцитов крупного рогатого скота, выделенных из антральных фолликулов, было сделано в 1965 году (Edvards, 1965).

В 1978 году дозревшие in vitro ооциты были трансплантированы хирургически в яйцевод временному реципиенту для оплодотворения in vivo. Через 7 дней зародыши были вымыты. Зародыши, достигшие к этому времени стадии бластоцисты, были трансплантированы постоянным реципиентам. В результате родился первый теленок, полученный при использовании дозревших in vitro ооцитов (Newcomb et al., 1978).

Сообщение о первом теленке, родившемся при in vitro оплодотворении созревших in vivo ооцитов, было опубликовано в 1982 году (Brackett et al., 1982). В 1983 году были опубликованы данные о получении в нашей стране теленка из дозревшей и оплодотворенной in vitro яйцеклетки коровы (Эрнст и др., 1983). В 1986 году в нескольких зарубежных центрах родились телята в результате трансплантации эмбрионов, полученных при проведении обоих этапов - и дозревания и оплодотворения ооцитов - in vitro (Critser et al., 1986a; Hanada et al., 1986). Спустя год появились телята, полученные методом дозревания и оплодотворения ооцитов in vitro в Экспериментальной научно-исследовательской базе "Горки Ленинские" ВНИИСХБ (Эрнст и др., 1987).

Sreenan, Scanion (1968) показали возможность культивирования ранних эмбрионов крупного рогатого скота в яйцеводе кролика. В последующем эмбрионы крупного рогатого скота, полученные in vitro, культивировали до стадии морулы или бластоцисты в яйцеводах овцы (Lu et al., 1987; Eyestone, First, 1989a; Leibfried-Rutledge et al., 1989; Gordon, Lu, 1990), кролика (Sirard et al., 1985; Sirard, Lambert, 1986; Fukui, Ono, 1988). Но культивирование эмбрионов крупного рогатого скота в яйцеводах временных реципиентов - это сложный и дорогостоящий метод. Дальнейшему развитию технологии получения зародышей крупного рогатого скота вне организма способствовала разработка методов культивирования эмбрионов in vitro.

В настоящее время технология получения эмбрионов крупного рогатого скота in vitro является неотъемлемой частью проведения биотехнологических работ по созданию клонированных и трансгенных животных, и во многом именно она обусловливает прогресс при проведении этих работ на крупном рогатом скоте (Greve et al., 1993; Kato et al., 1998; Goto et al., 1999). Однако более низкая выживаемость полученных in vitro эмбрионов крупного рогатого скота после замораживания -оттаивания или проведения микроманипуляций по сравнению с полученными in vivo эмбрионами свидетельствует, что методы технологии получения эмбрионов крупного рогатого скота in vitro требуют дальнейшего совершенствования.

Целью работы являлось создание системы получения зародышей крупного рогатого скота вне организма путем дозревания и оплодотворения оодитов in vitro и культивирования эмбрионов от зиготы до стадии бластоцисты, пригодных для нехирургической трансплантации реципиентам.

В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Определить условия дозревания ооцитов крупного рогатого скота in vitro для получения зрелых ооцитов, обладающих компетенцией к эмбриональному развитию.

2. Усовершенствовать условия хранения, предварительной обработки и капацитадии сперматозоидов из хвоста придатка семенника замороженного эякулята быка, обеспечивающие высокий уровень оплодотворения ооцитов in vitro.

3. Усовершенствовать условия культивирования зародышей крупного рогатого скота, обеспечивающие их развитие in vitro от зиготы до стадии расширенной и вылупившейся бластоцисты в системе, независимой от соматических клеток.

4. Определить жизнеспособность полученных вне организма зародышей крупного рогатого скота при их нехирургической трансплантации реципиентам.

Научная новизна работы. В результате проведенных исследований установлено:

• Фрагменты стенки фолликула, состоящие из теки интерны и прилегающего слоя гранулезы, при сокультивировании с комплексами ооцит - кумулюс удлиняют время мейотического дозревания ооцитов крупного рогатого скота и способствуют их цитоплазматическому дозреванию.

Эпидидимальные сперматозоиды быка сохраняют жизнеспособность г: оплодотворяющую способность в течение суток при хранении в виде неразбавленной суспензии под минеральным маслом в атмосфере 5% СО2, 5%С>2, 90% N2 в темноте при комнатной температуре. Они проходят стадию капацитадии in vitro при совместном культивировании с эпителиальными клетками яйцевода или в среде при содержании гепарина 2-10 мкг/мл.

Марка альбумина в среде оплодотворения наряду с влиянием на уровень оплодотворения и дробления ооцитов, может иметь отдаленные последствия, оказывая влияние на выход бластоцист и число клеток з составе бластоцист, то есть на качество получаемых in vitro эмбрионор. Сперматозоиды разных быков оказывают влияние на оплодотворяемость ооцитов in vitro, выход бластоцист и число клеток в составе бластоцист.

Эффективность культивирования эмбрионов крупного рогатого скота в среде SOF не зависит от наличия или отсутствия клеток кумулюса на zona pellucida зигот.

При получении in vitro наиболее жизнеспособными являются эмбрионы крупного рогатого скота, достигшие стадии бластоцисты в возрасте 7-8 дней.

На защиту выносятся следующие положения:

Система получения зародышей крупного рогатого скота in vitro, обеспечивающая выход бластоцист на уровне 30% от числа ооцитов и вылупление из zona pellucida около 60% полученных бластоцист при культивировании без применения соматических клеток. Показателями эффективности системы получения эмбрионов крупного рогатого скота in vitro и этапа культивирования зародышей, в том числе, являются выход бластоцист в возрасте 7-8 дней, число вылупившихся бластоцист в возрасте 9-10 дней, количество клеток в составе бластоцист.

2. Обзор литературы.

Заключение диссертации по теме «Биотехнология», Маленко, Галина Петровна

5. Выводы.

1. Усовершенствована система получения зародышей крупного рогатого скота вне организма путем дозревания и оплодотворения оодитов и культивирования эмбрионов in vitro без применения соматических клеток. В разработанной системе выход зародышей на стадии бластоцисты составляет свыше 30% от числа ооцитов. В возрасте 7-7.5 суток выявлялось от 75 до 95% от общего числа бластоцист, в возрасте 9-10 суток вылупились или находились в процессе вылупления из zona pellucida соответственно 57.6 и 16.0% зародышей от общего числа бластоцист.

2. Включение в систему дозревания ооцитов фрагментов стенки фолликула, состоящих из теки интерны и прилегающего слоя гранулезы, удлиняет время мейотического дозревания ооцитов и улучшает их раннее эмбриональное развитие. Проведение дозревания комплексов ооцит-кумулюс в открытой системе и в каплях под маслом сопоставимы по эффективности.

3. Эпидидимальные сперматозоиды быка сохраняют жизнеспособность при хранении в виде неразбавленной суспензии под минеральным маслом в атмосфере 5% СОг, 5%Ог, 90% N2 в темноте при комнатной температуре в течение суток. Уровень оплодотворения ооцитов эпидидимальными сперматозоидами быка, хранившимися при этих условиях, составил 69-86%.

4. Эпидидимальные сперматозоиды быка проходят стадию капацитации in vitro при совместном культивировании с эпителиальными клетками яйцевода или в среде с содержанием гепарина в количестве 2-10 мкг/мл. Для капацитации сперматозоидов замороженного - оттаянного эякулята быка содержание гепарина в среде должно составлять около 10 мкг/мл. Индивидуальные свойства семени разных быков оказывают влияние на оплодотворяемость ооцитов, выход расширенных и вылупившихся бластоцист, а также на число клеток в составе бластоцист.

5. Количество и качество получаемых in vitro зародышей крупного рогатого скота зависят от марки альбумина в среде оплодотворения. Эффективность отдельных марок или серий альбумина в среде оплодотворения может быть оценена по уровню оплодотворения и дробления ооцитов, а также по выходу бластоцист и числу клеток в составе бластоцист.

6. Зародыши крупного рогатого скота успешно развиваются in vitro в среде SOF независимо от наличия или отсутствия клеток кумулюса на zona pellucida на начало культивирования зигот.

7. Критерием оценки эффективности системы получения эмбрионов крупного рогатого скота in vitro в целом, и этапа культивирования зародышей в том числе, может являться показатель образования бластоцист в возрасте 7-8 дней и число вылупившихся и находящихся в процессе вылупления из zona pellucida бластоцист в возрасте 9-10 дней.

8. При нехирургической трансплантации полученных in vitro 8-дневных эмбрионов крупного рогатого скота стали стельными и отелились 42.8% реципиентов (3/7). Приживляемость бластоцист составила 50.0% (3/6). Рождением молодняка подтверждена жизнеспособность получаемых in vitro эмбрионов крупного рогатого скота.

9. Приживляемость полученных in vivo эмбрионов крупного рогатого скота после хранения в среде Menezo В2 или Дюльбекко с 20% эмбриональной сыворотки крови составила 43.0-45.5%. Эмбрионы крупного рогатого скота на стадии бластоцисты можно хранить в течение 4-10 часов в среде Дюльбекко в атмосфере воздуха при температуре 20-25°С.

10. Разработано устройство, позволяющее выделять ооциты крупного рогатого скота без повреждения кумулюса из заданных антральных фолликулов яичников. При использовании устройства 73.1% общего числа выделенных ооцитов представлены комплексами ооцит - кумулюс; выход ооцитов, пригодных для дозревания и оплодотворения in vitro, составил 12-13 в расчете на 1 яичник.

11. Сперматозоиды кролика проходят стадию капацитации in vitro при инкубировании в среде, содержащей 37 мМ бикарбоната натрия и 20% эстральной сыворотки крови, в течение 12 часов. Увеличение

188 продолжительности периода инкубирования in vitro до 17-18 часов не снижает жизнеспособность и оплодотворяющую способность сперматозоидов кролика.

12. Усовершенствованы методы приготовления цитологических и тотальных препаратов предимплантационных зародышей крупного рогатого скота. Использование камеры, насыщенной парами фиксатора, предотвращает потерю эмбрионов, сокращает расход фиксатора, позволяет существенно улучшить условия работы при приготовлении тотальных препаратов. Камера позволяет хранить окрашенные тотальные препараты в течение необходимого времени.

6. ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ.

1. При получении зародышей крупного рогатого скота вне организма использовать систему культивирования эмбрионов in vitro без применения соматических клеток. В данной системе выход зародышей на стадии бластоцисты составляет около 30% от числа ооцитов. В возрасте 7-7.5 суток выявляется от 75 до 95% общего числа бластоцист, в возрасте 9-10 суток стадии вылупляющейся или вылупившейся из zona pellucida бластоцисты достигает, соответственно, 57.6 и 16.0% зародышей от общего числа бластоцист.

2. Эффективность системы получения эмбрионов крупного рогатого скота in vitro в целом, и этапа культивирования зародышей в том числе, оценивать по образованию бластоцист в возрасте 7-8 дней и доле вылупившихся и находящихся в процессе вылупления из zona pellucida бластоцист в возрасте 9-10 дней.

3. Тестировать эффективность отдельных марок или серий альбумина в среде оплодотворения по уровню оплодотворения и дробления ооцитов, а также по выходу бластоцист и числу клеток в составе бластоцист.

4. В случае необходимости хранить эпидидимальные сперматозоиды быка в виде неразбавленной суспензии под минеральным маслом в атмосфере 5% СОя, 5%Ог, 90% N2 в темноте при комнатной температуре.

5. Для хранения эмбрионов крупного рогатого скота на стадии бластоцисты в течение 4-10 часов использовать среду Дюльбекко с добавлением 20% сыворотки крови.

6. Для выделения ооцитов крупного рогатого скота без повреждения кумулюса из поверхностных антральных фолликулов нужного диаметра использовать разработанное устройство. При использовании устройства выход комплексов ооцит-кумулюс, пригодных для дозревания и оплодотворения in vitro, составляет 12-13 в расчете на 1 яичник.

7. При приготовлении и хранении тотальных препаратов предимплантационных зародышей крупного рогатого скота применять камеру, насыщенную парами фиксатора или просветляющего раствора, соответственно.

Практические предложения более полно изложены в подготовленных автором "Методических рекомендациях по получению зародышей крупного рогатого скота вне организма".

Методические рекомендации предназначены для студентов, аспирантов, научных сотрудников и специалистов, занимающихся вопросами дозревания и оплодотворения ооцитов и культивирования эмбрионов крупного рогатого скота in vitro.

Утверждены Ученым советом ВНИИ физиологии, биохимии и питания сельскохозяйственных животных 9 июля 2001 года (протокол №6).

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Маленко, Галина Петровна, 2002 год

1. Абилов А.И., Эрнст Л.К., Стрекозов Н.И., Кононов В.П., Сипко Т.П.

2. Методические рекомендации по получению гибридов путем осеменения домашних коров (Bos taurus) эпидидимальным семенем диких зубров (Bizon bonasus). ВИЖ, Дубровицы. 1994 г.

3. Албертс В., Брейт Д., Льюис Дж., Рэфф М., Роберте К., Уотсон Дж.

4. Молекулярная биология клетки. Москва "Мир" 1987, том 4, стр. 41-43.

5. Блинова М.И., Лысенок Л.Н. Культуральная посуда и способы ееобработки. В сб.: Методы культивирования клеток. Ленинград. "Наука". 1988, стр. 29-44.

6. Голубев А.К., Кузьмина Т.И., Ткаченко C.B. Влияние аденозина иаденилатов на созревание ооцитов коров in vitro. "Трансплантация и культивирование эмбрионов крупного рогатого скота". Сборник научных трудов ВНИИРГЖ. Ленинград. 1989, стр.48-52.

7. Гузеватый O.E., Старостка В.В., Свидерская Э.А., Ясинский В.А.,

8. Яблонский В.А. Использование яичников стельных коров в технологии оплодотворения in vitro. "Актуальные проблемы биологии в животноводстве". Материалы второй международной конференции. Боровск. 1995, стр. 177.

9. Дарлингтон С.Д., Ла Кур Л.Ф. Хромосомы. Методы работы. Москва.1. Атомиздат. 1980.

10. Дыбан А.П. Раннее развитие млекопитающих. Ленинград. "Наука". 1988.

11. Кауффольд П., Тамм И., Шихов И.Я. и др. Оценка качества эмбрионов крупного рогатого скота: Руководство для работы по пересадке эмбрионов. М. Агропромиздат 1990.

12. Кривохарченко A.C., Вильянович Л.И., Татаринова Л.В., Рябых В.П. Развитие мышиных эмбрионов in vitro в среде без белка в зависимости от количества зародышей в микрообъеме среды. Онтогенез, 1993;24(6):53-60.

13. Кузьмина Т.И. Влияние возраста доноров ооцитов на качество эмбрионов коров, полученных in vitro. Доклады РАСХН. 1998,N1, стр. 35-36.

14. Кузьмина Т.И., Голубев А.К., Гойло Т.А., Ткаченко C.B. Оптимизация системы экстракорпорального созревания ооцитов коров с целью получения эмбрионов. Сельскохозяйственная биология. 1993,N6, стр. 46-52.

15. Кузьмина Т.И., Шагиахметова Г.А. Модернизация системы дозревания ооцитов коров для повышения эффективности технологии оплодотворения in vitro. Доклады РАСХН. 1995, N4, стр. 25-27.

16. Ласнитски И. Органная культура. В кн. "Культура животных клеток. Методы". Ред. Фрешни Р. "Мир" Москва, 1989, стр. 214-255.

17. Маленко Г.П., Сметанина И.Г., Иванова A.B. Устройство для выделения ооцитов из яичников млекопитающих. Заявка 95100852 от 19.01.95. Положительное решение ВНИИГПЭ от 30.10.1995.

18. Маурер Г. Разработка химически-определенных бессывороточных сред для клеток млекопитающих. В кн. "Культура животных клеток. Методы". Ред. Фрешни Р. "Мир" Москва, 1989, стр. 27-55.

19. Милованов В.К. Биология воспроизведения и искусственное осеменение животных. Москва. 1962.

20. Михайленко A.B., Пулина Г.А., Языков A.A., Газарян К.Г. Отдельные группы в популяции ооцитов коров, их цитогенетический анализ и способность к созреванию in vitro. Биологические науки. 1983,N9, стр. 57-62.

21. Морено Мело Вильма. Совершенствование метода культивирования оплодотворенных ин витро эмбрионов крупного рогатого скота. Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук. Москва. 1992.

22. Прокофьев М.И., Букреев Ю.М., Лагутина И.С., Куртен Е.А., Секирина Г. Г. Культивирование ооцитов коровы с использованием половых гормонов. Бюлл. ВНИИФБиП с/х животных. Боровск. 1986,N4, стр. 4548.

23. Ткачева И.В., Бугров А.Д. Взаимосвязь типоразмеров яичников коров с выходом ооцитов. "Актуальные проблемы биологии в животноводстве". Материалы второй международной конференции, Боровск. 1995, стр. 226.

24. Черных В.Я., Прокофьев М.И., Петунина В.М., Маленко Г.П., Кононов В.П. Устройство для пересадки эмбрионов крупного рогатого скота. Авторское свидетельство N897224 от 14 сентября 1981 г.

25. Щелкунов И.С., Щелкунова Т.И. Мытье культуральной посуды: отечественное средство "Афол" вместо импортного детергента 7х. Цитология. 1994, том 36, стр. 215-218.

26. Эрнст А.К., Прокофьев М.И., Прокофьева Е.С. и др. Получение телят из дозревших и оплодотворенных вне организма коровы фолликулярных ооцитов. Вестник сельскохозяйственной науки. 1987, N6, стр. 82-87.

27. Эрнст Л.К., Голубев А.К., Макарова З.Н., Дорожилов А.Е., Кузьмина Т.Н., Царенко Р.Г., Шнур А.И., Федотов Г.П. Получение потомства из дозревшей и оплодотворенной in vitro яйцеклетки коровы. Вестник сельскохозяйственной науки. 1983, N7, стр. 77-85.

28. Эрнст Л.К., Голубев А.К., Макарова З.Н., Мамлеев Р.С., Кузьмина Т.И. Культивирование эмбрионов из овоцитов коров. Доклады ВАСХНИА. 1982, N12, стр. 26-28.

29. Яакма Ю.Р. Кратковременное хранение эмбрионов коров перед трансплантацией. Диссертация на соискание научной степени кандидата биологических наук. Тарту, 1991.

30. Aalseth Е.Р., Sengu P.L., Becker W.C. The relationship of sperm viability and concentration to serum-induced head-to-head agglutination of bovine spermatozoa. J. Reprod. Fert. 1978;53:193.

31. Abe S., Shioya Y. Effects of temperature and duration of preservation of ovaries of cattle in physiological saline on the development of embryos derived from follicular oocytes matured and fertilized in vitro. Anim. Sci. Technol. 1996;67:633-638.

32. Abe H., Otoi t., Tachikawa S. et al. Fine structure of bovine morulae and blastocysts in vivo and in vitro. Anal. Embryol. (Berl.). 1999b;199:519-527.

33. Abe S., Shioya Y. Effect of temperature during transportation of ovaries on the development of bovine follicular oocytes matured and fertilized in vitro. Anim. Sci. Thechnol. 1993;64:32-37.

34. Abeydeera L.R., Niwa K. Ability of in vitro maturing bovine oocytes to transform sperm nuclei to metaphase chromosomes. J. Reprod. Fert., 1992;96:565-572.

35. Ackerman S.B., Swanson R.J., Stokes G.K., Veeck L.L. Culture of mouse preimplantation embryos as a quality control assay for human in vitro fertilization. Gamete Res. 1984;9:145-152.

36. Akruk S.R., Humphreys W.J., Williams W.L. In vitro capacitation of ejaculated rabbit spermatozoa. Differentiation, 1979;13:125-131.

37. Allen R.L., Bondioli K.R., Wright R.W. The ability of fetal calf serum, new-born calf serum and normal steel serum to promote in vitro development of bovine morulae. Theriogenol. 1982;18:185-189.

38. Aman R.R., Parks J.E. Effects of cooling and rewarming on the meiotic spindle and chromosomes of in vitro-matured bovine oocytes. Biol. Reprod. 1994;50:103-110.

39. Anderson G.B. Advances in large mammalian embryo culture. In: Methods in Mammalian Reproduction Ed.: Daniel J.C. New York, Academic Press. 1978; pp. 273-284.

40. Anderson S.H., Killian G.J. Effect of macromolecules from oviductal conditioned medium on bovine sperm motion and capacitation. Biol. Reprod. 1994;51:795-799.

41. Ansell J.D., Snow M.H.L. The development of trophoblast in vitro from blastocysts containing varying amounts of inner cell mass. J. Embiyol. Exp. Morphol. 1975;33:175-185.

42. Aoyagy Y., Fukui Y., Iwazumi Y., Urakawa M., Minegishi Y., Ono H. Effects of culture system on development of in vitro fertilized bovine ova into blastocyst. Theriogenol. 1989;31:168.

43. Aoyagy Y., Fukui Y., Iwazumi Y., Urakawa M., Ono H. Effects of culture system on development of in vitro fertilized bovine ova into blastocyst. Theriogenol. 1990;34:749-759.

44. Arlotto T.M., Leibfried-Rutledge M.L., First N.L. Size distribution and meiotic competence of bovine primary oocytes from two locations in the ovary. Theriogenol. 1990;33:188.

45. Arlotto T.M., Schwartz J.L., First N.L., Leibfried-Rutledge M.L. Aspects of follicle and oocyte stage that affect in vitro maturation and development of bovine oocytes. Theriogenol. 1996;45:943-956.

46. Asakawa T., Chan P.J., Dukelow W.R. Time sequence of in vitro maturation and chromosomal normality in metaphase I and metaphase II of the squirrel monkey (Saimiri sciureus) oocyte. Biol. Reprod. 1982;27:118-124.

47. Assey R.J., Hyttel P., Greve T., Purwantara B. Oocyte morphology in dominant and subordinate follicles. Mol. Reprod. Dev. 1994;37:335-344.

48. Austin C.R. Observations on the penetration of the sperm into the mammalian egg. Aust. J. Biol. Sci. Ser. B 1951;4:581.

49. Avery B., Jorgensen C.B., Madison V., Greve T. Morphological development and sex of bovine in vitro fertilized embryos. Mol. Reprod. Dev. 1992;32:265-270.

50. Avery B., Greve T. Impact of incubator type on the yield of in vitro produced bovine blastocysts. Acta Vet. Scand. 1992;33:341-348.

51. Azambuja R.M., Kraemer D.C., Westhusin M.E. Effects of low temperatures on in vitro produced bovine zygotes. Mol. Reprod. Dev. 1997;47:435-439.

52. Ball G.D., Bellin M.E., Ax R.L., First N.L. Glycosaminoglycans in bovine cumulus-oocyte complexes: morphology and chemistry. Mol. Cell. Endocrinol. 1982;28:113-122.

53. Ball G.D., Leibfried M.L., Lenz R.W., Ax R.L., Bavister B.D., First N.L. Factors affecting successful in vitro fertilization of bovine follicular oocytes. Biol. Reprod. 1983;28:717-725.

54. Ball G.D., Wieben E.D., Byers A.P. DNA, RNA, and protein synthesis by porcine oocyte-cumulus complexes during expansion. Biol. Reprod. 1985;33:739-744.

55. Barnes F.L., Parrish J.J., Susko-Parrish J.L., First N.L. Morphological and molecular aspects of early development in the bovine. Theriogenol. 1987;27:210.

56. Barnes F.L., First N.L. Embryonic transcription in in vitro cultured bovine embryos. Mol. Reprod. Dev. 1991;29:117-123.

57. Barros C., Arrau J., Herrera E. Induction of the acrosome reaction of golden hamster spermatozoa with blood serum collected at different stages of the estrous cycle. J. Reprod. Fert. 1971;28:67-71.

58. Batt P.A., Gardner D.K., Cameron A.W.N. Oxygen concentration and protein source affect the development of preimplantation goat embryos in vitro. Reprod. Fert. Dev. 1991;3:601-607.

59. Bavister B.D. Co-culture for embryo development: is it really necessary. Human Reprod. 1992;17:1339-1341.

60. Bavister B.D. Role of oviductal secretion in embryonic growth in vivo or in vitro. Theriogenol. 1988;29:143-154.

61. Bavister B.D., Arlotto T. Influence of single amino acids on the development of hamster one-cell embryo in vitro. Mol. Reprod. Dev. 1990;25:45-51.

62. Bavister B.D., Chen A.F., Fu P.C. Catecholamine requirement for hamster sperm motility in vitro. J. Reprod. Fert. 1979;56:507-513.

63. Bavister B.D., Yanagimachi R. The effects of sperm extract and energy sources on the motility and acrosome reaction of hamster sperm in vitro. Biol. Reprod. 1977;16:228-237.

64. Bavister B.D., Mc Kiernan S.H. Evaluation of physicochemical culture conditions influencing in vitro development of hamster 2-cell embryos to the blastocyst stage. Biol. Reprod. 1990;42:Suppl.l:57.

65. Bavister B.D., Rose-Hellekant T.A., Pinyopummintr T. Development of in vitro matured/in vitro fertilized bovine embryos into morulae and blastocysts in defined culture media. Theriogenol. 1992;37:127-146.

66. Bedford J.M. Techniques and criteria used in the study of fertilization. In: Methods in Mammalian Embryology. Ed.: Daniel J.C. San Francisco, WH Freeman, 1971, pp.37-63

67. Behboodi E., Anderson G.B., BonDurant R.H. Development of in vitro fertilized oocytes from pregnant and non pregnant cows in oviductal epithelial and cumulus cells co-culture systems. Biol. Reprod. 1991;Suppl. 1:148.

68. Bernard C., Lambert R.D., Beland R., Belanger A. Laparoscopic investigation of the bovine ovary in the preovulatory phase of the cycle. Theriogenol. 1984;22:143-150.

69. Berthelot F., Terqui M. Effects of oxygen, CO / pH and medium on the in vitro development individually cultured porcine one- and two-cell embryos. Reprod. Nutr. Dev. 1996;36:241-251.

70. Betteridge K.J., Flechon J.E. The anatomy and physiology of pre-attachment bovine embryos. Theriogenol. 1988;29:155-187.

71. Bishop D.W. Oxygen concentration in the rabbit genital tract. In: Proc. Third Internat. Congr. Anim. Reprod. Physiol. Ed.: D.W. Bishop. London: Brown, Knight and Truscott Ltd 1956:53-58.

72. Blondin P., Coenen K., Guilbault L.A., Sirard M.A. In vitro production of bovine embryos: developmental competence is acquired before maturation. Theriogenol. 1997;47:1061-1075.

73. Blondin P., Guilbault L.A., Sirard M.A. In vitro production of bovine embryos: developmental competence is acquired before maturation. Theriogenol. 1995;43:168.

74. Blondin P., Sirard M.A. Oocyte and follicular morphology as determining characteristics for developmental competence in bovine oocytes. Mol. Reprod. Dev. 1995;41:54-62.

75. Boatman D.E. In vitro growth of non-human primate pre- and peri-implantation embryos. In: The Mammalian Preimplantation Embryo. Regulation of Growth and Differentiation in Vitro. Ed. B.D.Bavister. New York : Plenum Press; 1987:273-308.

76. Boediono A., Rajamahendran R., Saha S., Sumantri C., Suzuki T. Effect of the presence of a CL in the ovary on oocyte number, cleavage rate and blastocyst production in vitro in cattle. Theriogenol. 1995;43:169.

77. Boice M.L., Geisert R.D., Blair R.M., Verhage H.G. Identification and characterization of bovine oviductal glycoproteins synthesized at estrus. Biol. Reprod. 1990;43:457-465.

78. Boice M.L., Mavrogianis P.A., Murphy C.N., Prather R.S., Day B.N. Immunocytochemical analysis of the association of bovine oviduct-specific secretory glycoproteins with early embryos. J. Exp. Zool. 1992;263:225-229.

79. Boland M.P. Use of the rabbit oviduct as a screening tool for the viability of mammalian eggs. Theriogenol. 1984;21:126-137.

80. Bolls P.E.J., Van Soom A., Ysebaert M.T., Vandenheede J.M.M., De Kruif A. Effects of aspiration vacuum and needle diameter on cumulus oocyte complex morphology and developmental capacity of bovine oocytes. Therogenol. 1996;45:1001-1014.

81. Bondioli K.R., Hawk H.W., Wall R.J. Effect of glycine and alanine on co-culture of bovine blastocysts. Theriogenol. 1995;43:170.

82. Bondioli K.R., Wright R.W. In vitro fertilization of bovine oocytes by spermatozoa capacitated in vitro. J. Anim. Sei. 1983;57:1001-1005.

83. Boni R., Tosti E., Roviello S., Dale B. Intercellular communication in in vivo- and in vitro-produced bovine embryos. Biol. Reprod. 1999;61:1050-1055.

84. Böttcher M., Alm H., Lange W., Kauffold P. Aktuelle Methoden der Eizellgewinnung fur in-vitro-zelltechniken. Wiss. Z. Universität Rostok N-Reihe. 1983;38:21-24.

85. Brackett B.G., Bousquet D., Boice M.L., Donawick W.J., Evans J.F., Dressel M.A. Normal development following in vitro fertilization in the cow. Biol. Reprod. 1982;27:147-158.

86. Brackett B.G., Oh Y.K., Evans J.F., Donawick W.J. Fertilization and early development of cow ova. Biol. Reprod. 1980;23:189-205.

87. Brackett B.G., Oliphant G. Capacitation of rabbit spermatozoa in vitro. Biol. Reprod. 1975;12:260-274.

88. Brackett B.G., Zuelke K.A. Analysis of factors involved in the in vitro production of bovine embryos. Theriogenol. 1993;39:43-64.

89. Brinster R.L. A method for in vitro cultivation of mouse ova from two-cell to blastocyst. Exp. Cell Res. 1963;32:205-208.

90. Brown B.W., Fraser I.S., Mattner P.E. Capillarly blood flow in the endometrium and myometrium of conscious sheep: Effect of catheterization of uterine arteries. Aust. J. Biol. Sci. 1985;38:209-214.

91. Callesen H., Greve T., Hyttel P. Preovulatory endocrinology and oocyte maturation in superovulated cattle. Theriogenol. 1986;25:71-86.

92. Camous S., Heyman Y., Menezo Y. In vitro culture of early bovine embryos with trophoblastic vesicles: cleavage through the block stage, followed by pregnancy after transfer. Theriogenol. 1984a;21:226.

93. Carney E.W., Bavister B.D. Regulation of hamster embryo development in vitro by carbon dioxide. Biol. Reprod. 1987b;36:155-163.

94. Carney E.W., Bavister B.D. Stimulatory and inhibitory effects of amino acids on the development of hamster eight-cell embryos in vitro. J. In Vitro Fertil. Embr. Transf. 1987a;4:162-167.

95. Carolan C., Lonergan P., Khatir H., Mermillod P. In vitro production of bovine embryos using individual oocytes. Mol. Reprod. Dev. 1996;45:145-150.

96. Carolan C., Lonergan P., Van Langenddonckt A., Mermillod P. Factors affecting bovine embryo development in synthetic oviduct fluid following oocyte maturation and fertilization in vitro. Theriogenol. 1995;43:1115-1128.

97. Carolan C., Monaghan P., Gallagher M., Gordon I. Effect of recovery method on yield of bovine oocytes per ovary and their developmental competence after maturation, fertilization and culture in vitro. Theriogenol. 1994;41:1061-1068.

98. Chatot C.L., Ziomek C.A., Bavister B.D., Lewis J.L., Torres J. An improved culture medium supports development of random-bred 1-cell mouse embryos in vitro. J. Reprod. Fert. 1989;86:679-688.

99. Chatot C.L., Lewis J.L., Torres J., Ziomek C.A. Development of 1-cell embryos from different strains of mice in CZB medium. Biol. Reprod. 1990;42:432-440.

100. Chauhan M.S., Singla S.K., Palta P., Mani K.R.S., Madan M.L. In vitro maturation and fertilization, and subsequent development of buffalo (Bubalus bubalis) embryos: effects of oocyte quality and type of serum. Reprod. Fert. Dev. 1998;10:173-177.

101. Chian R.C., Blondin P., Sirard M.A. Effect of progesterone and/or estradiol- 17YIB on sperm penetration in vitro of bovine oocytes. Theriogenol. 1996;46:459-469.

102. Choudary J.B., Gier H.T., Marion G.B. Cyclic changes in bovine vesicular follicles. J. Anim. Sci. 1968;27:468.

103. Cornett L.E., Meizel S. Stimulation of in vitro activation and the acrosome reaction of hamster sperm by catecholamines. Proc. Natn. Acad. Sci. U.S.A. 1978;75:4954-4958.

104. Cox J.E. Effect of the cumulus on in vitro fertilization of in vitro matured cow and sheep oocytes. Theriogenol. 1991;35:191.

105. Cran D.G. Qualitative and quantitative structural changes during pig oocyte maturation. J. Reprod. Fert. 1985;74:237-245.

106. Critser E.S., Leibfried-Rutledge M.L., Eyestone W.H.,Northey D.L., First N.L. Acquisition of developmental competence during maturation in vitro. Theriogenol. 1986;25:150.

107. Critser E.S., Leibfried-Rutledge M.L., First N.L. Influence of cumulus cell association during in vitro maturation of bovine oocytes on embryonic development. Biol. Reprod. 1986a;34(Suppl. 1):286.

108. Crosby I.M., Osborn J.C., Moor R.M. Follicle cell regulation of protein synthesis and developmental competence in sheep oocytes. J. Reprod. Fert. 1981;62:575-582.

109. Crozet N. Ultrastructural aspects of in vivo fertilization in the cow. Gamete Res. 1984;10:241-251.

110. Davis B.K. Timing of fertilization in mammals: sperm cholesterol/phospholipid ratio as determinant of capacitation interval. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1981;78:7560-7564.

111. Davis B.K., Byrne R., Bedigan K. Studies on the mechanism of capacitation: Albumin mediated changes in plasma membrane lipids during in vitro incubation of rat sperm cells. Proc. Natl, Acad. Sci. USA. 1980;77:1546-1550.

112. Dawson K.M., Baltz J.M.Organic osmolytes and embryos: substrates of the Gly and (3 transport systems protect mouse zygotes against the effects of raised osmolarity. Biol. Reprod. 1997;56:1550-1558.

113. Dawson K.M., Collins J.L., Baltz J.M. Osmolarity-dependent glycine accumulation indicates a role for glycine as an organic osmolyte in early preimplantation mouse embryos. Biol. Reprod. 1998;59:225-232.

114. De Loos F.A.M., Bevers M.M., Dieleman S.J., Kruip T.A.M. Follicular and oocyte maturation in cows treated for superovulation. Theriogenol. 1991b;35:537-546.

115. De Loos F.A.M., Bevers M.M., Dieleman S.J., Kruip T.A.M. Morphology of preovulatory bovine follicles as related to oocyte maturation. Theriogenol. 199la;35:527-535.

116. De Loos F., van Vliet C., van Mauri K.P., Kruip T.A.M. Morphology of immature bovine oocytes. Gamete Res. 1989;24:197-204.

117. De Loos F., Kastrop P., Van Maurile P., Van Beneden T.H., Kruip T.A.M. Heterologous cell contacts and metabolic coupling in bovine cumulus oocyte complexes. Mol. Reprod. Dev. 1991;28:255-259.

118. De Matos D.G., Furnus C.C., Moses D.F. Glutathione, synthesis during in vitro maturation of bovine oocytes: role of cumulus cells. Biol. Reprod. 1997;57:1420-1425.

119. Dessy F., Ferry L., Mermillod P., Massip A. Bovine embryos cultured in serum-free conditioned medium need cooperation to reach the blastocyst stage. Biol. Reprod. 1993;48(Suppl. 1): 172.

120. Deter R.L. Quantitative morphological analysis of mouse embiyogenesis in vitro. J. Embiyol. Exp. Morph. 1977;40:91-100.

121. Dieleman S.J., Blankenstein D.M. Changes in estrogen synthesizing ability of preovulatory bovine follicles relative to the peak of LH. J. Reprod. Fert. 1984;72:487-494.

122. Dieleman S.J., Blankenstein D.M. Progesterone-synthesizing ability of preovulatory follicles of cows relative to the peak of LH. J. Reprod. Fert. 1985;75:609-615.

123. Dinnyes A., Lonergan P., Fair T. et al. Timing of the first cleavage postinsemination affects cryosurvival of in vitro-produced bovine blastocysts. Mol. Reprod. Dev. 1999;53:318-324.

124. Dominco T., First N.L. Kinetics of bovine oocyte maturation allows selection for developmental competence and is affected by gonadotropins. Theriogenol. 1992;37:203.

125. Dominco T., First N.L. Relationship between the maturational state of oocytes at the time of insemination and sex ratio of subsequent early bovine embryos. Theriogenol. 1997b;45:1041-1050.

126. Dominco T., First N.L. Timing of meiotic progression in bovine oocytes and its effect on early embryo development. Mol. Reprod. Dev. 1997a;47:456-467.

127. Donnay I., Van Langendonckt A., Auquier P., Grisart B., Vansteenbrugge A., Massip A., Dessy F. Effects of co-culture and embryo number on the in vitro development of bovine embryos. Theriogenol. 1997;47:1549-1561.

128. Dorland M., Gardner D.K., Trounson A.O. Serum in synthetic oviduct fluid causes mitochondrial degeneration in ovine embryos. J. Reprod. Fert. 1995; Abstr. Ser. B:70.

129. Driancourt M.A. Follicular dynamics in sheep and cattle. Theriogenol. 1991; 35:55-68.

130. Dulak N.C., Temin H.M. A partially purified polypeptide fraction from rat liver cell conditioned medium with multiplication-stimulating activity for embryo fibroblasts. J. Cell Physiol. 1973;81:153-160.

131. Dyban A.P. An improved method for chromosome preparations from preimplantation mammalian embryos, oocytes or isolated blastomers. Stain Technol. 1983;58:69-72.

132. Ealy A.D., Hansel P.J. Induced thermotolerance during early development of murine and bovine embryos. J. Cell Physiol. 1994;160:463-468.

133. Eckert J., Niemann H. Effects of platelet-derived growth factor (PDGF) on the in vitro production of bovine embryos in protein-free media. Theriogenol. 1996;46:307-320.

134. Eckert J., Niemann H. MRNA expression of leukemia inhibitory factor (LIF) and its receptor subunits glycoprotein 130 and LIF-receptor-beta in bovine embryos derived in vitro or in vivo. Mol. Hum. Reprod. 1998;4:957-965.

135. Edwards J.L., Hansen P.J. Differential responses of bovine oocytes and preimplantation embryos to heat shock. Mol. Reprod. Dev. 1997;46:138-145.

136. Edwards R.C. Maturation in vitro of mouse, sheep, cow, pig, Rhesus monkey and human ovarian oocytes. Nature. 1965;208:349-351.

137. Ellington J.E., Carney E.W., Farrell P.B., Simkin M.E., Foote R.H. Bovine 1-2-cell embryo development using a simple medium in three oviduct epithelial cell co-culture systems. Biol. Reprod. 1990a;43:97-104.

138. Ellington J.E., Farrell P.B. Early bovine embryo development in oviduct cell co-culture versus in the cow for 6 days. Biol. Reprod. 1990b;42(Suppl. 1): 176.

139. Eppig J.J. FSH stimulates hyaluronic acid synthesis by oocyte-cumulus cell complexes from mouse preovulatory follicles. Nature 1979;281:483-484.

140. Eyestone W.H., First N.L. Co-culture of early cattle embryos to the blastocyst stage with oviductal tissue or in conditioned medium. J. Reprod. Fert. 1989b;85:715-720.

141. Eyestone W.H., First N.L. Variation in bovine embryo development in vitro due to bulls. Theriogenol. 1989a;31:191.

142. Eyestone W.H., First N.L. Cell cycle analysis of early bovine embryos. Theriogenol. 1988;29:243.

143. Eyestone W.H., First N.L. Characterization of developmental arrest in early bovine embryos cultured in vitro. Theriogenol. 1991a;35:613-624.

144. Eyestone W.H., Jones J.M., First N.L. The use of oviduct-conditioned medium for culture of bovine oocytes to the blastocyst stage. Theriogenol. 1990;33:226.

145. Eyestone W.H., Northey D.L., Leibfried-Rutledge M.L. Culture of 1-cell bovine embryos in the sheep oviduct. Biol.Reprod. 1985;32(Suppl. 1): 100.

146. Fanning M.D., Sawyer H.R., Anthony R.V. Ovine blastocele formation in vitro is fluenced by human sera. J. Anim. Sci. 1997;75(Suppl. 1):220.

147. Fassi-Fihri N., Chupin D., Marguant-Le Guienne B., Thibier M. Critical effect of granulosa cells from preovulatory follicles on IVM, JVF and embryonic development in cattle. Theriogenol. 1991;35:128.

148. Ferry L., Mermillod P., Massip A., Dessy F. Bovine embryos cultured in serum-poor oviduct-conditioned medium need cooperation to reach the blastocyst stage. Theriogenol. 1994;42:445-453.

149. Fischer B., Bavister B.D. Oxygen tension in the oviduct and uterus of rhesus monkeys, hamster and rabbits. J. Reprod. Fert. 1993;99:673-679.

150. Flood L.P., Shirley B. Reduction of embryotoxicity by protein in embryo culture media. Mol. Reprod. Dev. 1991;30:226-231.

151. Florman H.M., First N.L. Regulation of acrosomal exocytosis. II.The zona pellucida-induced acrosome reaction of bovine spermatozoa iscontrolled by extrinsic positive regulatory elements. Dev. Biol 1988b; 128:464-473.

152. Florman H.M., First N.L. Regulation of acrosomal exocytosis. I.Sperm capacitation is required for the induction of acrosome reactions by the bovine zona pellucida in vitro. Dev. Biol. 1988a; 128:453-463.

153. Fortune J.E., Hansel W. Concentrations of steroids and gonadotropins in follicular fluid from normal heifers and heifers primed for superovulation. Biol. Reprod. 1985; 32:1069-1079.

154. Fower C.J., Callingham B.A. Substrate selective activation of rat liver mitochondrial monoamine oxidase by oxygen. Biochem. Pharm. 1978;27:1995-2000.

155. Fraser L.R. Albumin is required to support the acrosome reaction but not capacitation in mouse spermatozoa in vitro. J. Reprod. Fert. 1985;74:185-196.

156. Frei R.L., Schultz G.A., Church R.B. Qualitative and quantitative changes in protein synthesis occur at the 8-16 cell stage of embryogenesis min the cow. J. Reprod. Fert. 1989;86:637-641.

157. Fry R.C., Batt P.A., Fairclough R.G., Parr R.A. Human leukemia-inhibitory factor improves the viability of cultured ovine embryos. Biol. Reprod. 1992;46:470-474.

158. Fujitani Y., Kasai K., Ohtanis S., Nishimura K., Yamada M., Utsumi K. Effect of oxygen concentrations and free radicals on in vitro development of in vitro produced bovine embryos. J. Anim. Sci. 1997;75:483-489.

159. Fukuda Y., Ichikawa M., Nato K., Toyoda Y. Birth of normal calves resulting from bovine oocytes matured, fertilized, and cultured with cumulus cells in vitro up to the blastocyst stage. Biol. Reprod. 1990;42:114-119.

160. Fukuda Y., Ichikawa M., Nato K., Toyoda Y. Normal development of bovine oocytes matured, fertilized, and cultured with cumulus cells in vitro. 11th Int. Congr. Anim. Repr. AI, Dublin 1988;3:327.

161. Fukui Y., Ono H. Effects of sera, hormones and granulosa cells added to culture medium for in vitro maturation, fertilization, cleavage and development of bovine oocytes. J. Reprod. Fert. 1989; 86:501-506.

162. Fukui Y. Effect of follicle cells on the acrosome reaction, fertilization, and developmental competence of bovine oocytes matured in vitro. Mol. Reprod. Dev. 1990;26:40-46.

163. Fukui Y., Fukushima M., Ono H. Fertilization in vitro of bovine oocytes after various sperm procedures. Theriogenol. 1983;20:651-660.

164. Fukui Y., Lee E.S., Araki N. Effect of medium renewal during culture in two different culture systems on development to blastocysts from in vitro produced early bovine embryos. J. Anim. Sci. 1996;74:2752-2758.

165. Fukui Y., Ono H. In vitro development to blastocyst of in vitro matured and fertilized bovine oocytes. Vet. Rec. 1988; 122:282.

166. Fukui Y., Sakuma Y. Maturation of bovine oocytes cultured in vitro: relation to ovarian activity, follicular size and the presence or absence of cumulus cells. Biol. Reprod. 1980;22:669-673.

167. Fukui Y., Sonoyama T., Mochizuki H., Ono H. Effects of heparin dosage and sperm capacitation time on in vitro fertilization and cleavage of bovine oocytes matured in vitro. Theriogenol. 1990;34:579-591.

168. Fukui Y., McGowan L.T., James R.W., Pugh P.A., Tervit H.R. Factors affecting the in vitro development to blastocysts of bovine oocytes matured and fertilized in vitro. J. Reprod. Fert. 1991;92:125-131.

169. Fukushima M., Fukui Y. Effect of gonadotropins and steroids on the subsequent fertilizability of extrafollicular bovine oocytes cultured in vitro. Anim. Reprod. Sci. 1985;9:323-332.

170. Fulka J., Pavlok J.A., FulkaJ. In vitro fertilization of zona free bovine oocytes matured in culture. J. Reprod. Fert. 1982;64:495-499.

171. Funahashi H., Cantley T.C., Day B.N. Synchronization of meiosis in porcine oocytes by exposure to dibutyryl cyclic adenosine monophosphate improves developmental competence following in vitro fertilization. Biol.Reprd., 1997;57:49-53.

172. Funston R.N., Nauta W.J., Seidel G.E. Culture of bovine embryos in buffalo rat liver cell-conditioned media or with leukemia inhibitory factor. J. Anim. Sci. 1997;75:1332-1336.

173. Furnus C.C., De Matos D.G., Martinez A.G., Matkovic M. Effect of glucose on embryo quality and post-thaw viability of in vitro-produced bovine embryos. Theriogenol. 1997;47:481-490.

174. Furnus C.C., De Matos D.G., Moses D.F. Cumulus expansion during in vitro maturation of bovine oocytes: relationship with intracellular glutathione level and its role on subsequent embryo development. Mol. Reprod Dev. 1998;51:76-83.

175. Gandolfi F., Brevini T.A.L., Richardson L., Brown C.R., Moor R.M. Characterization of proteins secreted by sheep oviduct epithelial cells and their function in embryonic development. Development 1989;106:303-312.

176. Gandolfi F., Moor R.M. Stimulation of early embryonic development in sheep by co-culture with oviduct epithelial cells. J. Reprod. Fert. 1987;81:23-28.

177. Gardner D.K. Mammalian embryo culture in the absence of serum or somatic cell support. Cell Biol. Int. 1994;18:1163-1179.

178. Gardner D.K., Lane M. Amino acids and ammonium regulate mouse embryo development in culture. Biol. Reprod. 1993;48:377-385.

179. Gardner D.K., Leese H,J. Concentrations of nutrients in mouse oviduct fluid and their effects on embryo development and metabolism in vitro. J. Reprod. Fert. 1990;88:361-368.

180. Gibbons J.K., Krisher R.L., Carlin S.K., Pearson R.E., Gwazdauskas F.C. In vitro embryo production after microinjection and ovarian dynamics following transvaginal follicular oocyte aspiration. Theriogenol. 1995;43:1129-1139.

181. Gliedt D.W., Rosenkrans C.F., Rorie R.W., Munyon A.L., Pierson J.N., Miller G.F., Rakes J.M. Effects of media, serum, oviductal cells, and hormones during maturation on bovine embryo development in vitro. J. Dairy Sei. 1996;79:536-542.

182. Gordon I., Lu K.H. Production of embiyos in vitro and its impact on livestock production. Theriogenol. 1990;33:77-87.

183. Gordon I., Lu K.H., Boland M.P., Crosby T.E. In vitro fertilization of bovine oocytes matured in vitro. Anim. Prod. 1987;44:468.

184. Goto K., Kajihara Y., Kosaka S., Koba M., Nakanishi Y., Ogawa K. Pregnancies after co-culture of cumulus cells with bovine embryos derived from in vitro fertilization of in vitro matured follicular oocytes. J. Reprod. Fert. 1988;83:753-758.

185. Goto Y., Nöda Y., Mori T., Nakano M. Increased generation of reactive oxygen species in embryo cultured in vitro. Free Rad. Biol. Med. 1993;15:69-75.

186. Goto Y., Kaneyama K., Kobayashini S. et al. Birth of cloned calves derived from cultured oviductal epithelial cells of a dairy cow. Anim. Sei. J. 1999;70:243-245.

187. Graves C.N., Biggers J.D. Carbon dioxide fixation by mouse embryos prior to implantation. Science 1970;167:1506-1508.

188. Greve T., Bousquet D., King W.A., Betteridge K.J. In vitro fertilization and cleavage of in vivo matured bovine oocytes. Theriogenol. 1984;22:151-165.

189. Greve T., Madison V. In vitro fertilization in cattle: a review. Reprod. Nutr. Dev. 1991;31:147-157.

190. Greve T., Madison V., Avery B. et al. In vitro production of bovine embryos: A progress report and the consequences on the genetic upgrading of cattle populations. Anim. Reprod. Sei. 1993;33:51-69.

191. Grisart B., Massip A., Dessy F. Cinematographic analysis of bovine embryo development in serum- free oviduct-conditioned medium. J. Reprod. Fert. 1994;101:257-264.

192. Grisart B., Massip A., Collette L., Dessy F. The sex ratio of bovine embryos produced in vitro in serum-free oviduct cell-conditioned medium is not altered. Theriogenol. 1995;43:1097-1106.

193. Gutteridge J.M.C. A method for removal of trace iron contamination from biological buffers. FEBS Lett. 1987;214:362-364.

194. Guyader C., Chupin D. Capacitation of fresh bovine spermatozoa on bovine epithelial oviduct cell monolayers. Theriogenol. 1991;36:505-512.

195. Hagemann L.J., Weilert L.L., Beaumont S.E., Tervit H.R. Development of bovine embryos in single in vitro production (SINP) systems. Mol. Reprod. Dev. 1998;51:143-147.

196. Halliwell B., Gutteridge J.M.C. Free Radicals in Biology and Medicine. 2 nd ed. Oxford: Oxford University Press; 1989.

197. Hamano S., Koikeda A. Developmental capacity of F1 Hybrid embryos produced by in vitro fertilization between different breeds of Japanese beef cattle. J. Reprod. Dev. 1995; 41:149-152.

198. Hamano S., Kuwayama M. In vitro fertilization and development of bovine oocytes recovered from the ovaries of individual donors. A comparison between the cutting and aspiration method. Theriogenol. 1993;39:703-712.

199. Hamilton W.J., Laing J.A. Development of the egg of the cow up to the stage of blastocyst formation. J. Anat. 1946;80:194-204.

200. Hanada A., Suzuki T., Shioya Y. Birth of calves originated from nonsurgical transfer of blastocysts originated from in vitro fertilized oocytes matured in vitro. Proc. 78 Th. Meet. Jpn. Soc. Zootech. Sci. 1986:18.

201. Handrow R.R., Lenz R.W., Ax R.L. Structural comparisons among glycosaminoglycans to promote an acrosome reaction in bovine spermatozoa. Biochem. Biophys. Rec. Comm. 1982;107:1326-1332.

202. Handrow R.R., First N.L., Parrish J.J. Calcium requirement and increased association with bovine sperm during capacitation by heparin. J. Exp. Zool. 1989;252:174-182.

203. Harper K.M., Brackett B.G. Bovine blastocyst development after in vitro maturation in a defined medium with epidermal growth factor and low concentration of gonadotropins. Biol. Reprod. 1993;48:409-416.

204. HaslerJ.F., Henderson W.B., Hurtgen P.J. et al. Production, freezing and transfer of bovine IVF embryos and subsequent calving results. Theriogenol. 1995;43:141-152.

205. Hawk H.W., Wall R.J. Improved yields of bovine blastocysts from in vitro-produced oocytes. I. Selection of oocytes and zygotes. Theriogenol. 1994;41:1571-1583.

206. Hawk H.W., Wall R.J. Improved yields of bovine blastocysts from in vitro produced oocytes. II. Media and co-culture cells. Theriogenol. 994b;41:1585-1594.

207. Hazeleger N.L., Stubbings R.B. Developmental potential of selected bovine oocyte cumulus complexes. Theriogenol. 1992;37:219.

208. Henault M.A., Killian G.J. Synthesis and secretion of lipids by bovine oviduct mucosal explants. J. Reprod. Fert. 1993;98:431-438.

209. Henderson K.M., Mc Neilly A.S., Swanston I.A. Gonadotrophin and steroid concentrations in bovine follicular fluid and their relationship to follicle size. J. Reprod. Fert. 1982;65:467-473.

210. Henderson K.M., Mc Natty K.P., Gibb M., O'Keeffe L.E., Lun S., Heath D.A., Prisk M.D. Influence of follicular health on the steroidogenic and morphological characteristics of bovine granulosa cells in vitro. J. Reprod. Fert. 1987;79:185-193.

211. Hendriksen P.J., Vos P.L., Steenweg W.N., Bevers M.M., Dieleman S.J. Bovine follicular development and its effect on the in vitro competence of oocytes. Theriogenol. 2000;53:11-20.

212. Henriks D.M., Dickey J.F., Niswender G.D. Serum luteinizing hormone and plasma progesterone levels during the estrous cycle and early pregnancy in cows. Biol. Reprod. 1970;2:346-351.

213. Hernandez-Ledezma J.J., Villanueva C., Sikes J.D., Kubisch H.M. Increasing the rate of blastocyst formation and hatching from in vitro-produced bovine zygotes. Theriogenol. 1996;46:961-969.

214. Herrler A., Lucas-Hahn A., Niemann H. Effect of insulin-like growth factor I on in vitro production of bovine embryos. Theriogenol. 992;37:1213-1224.

215. Heyman Y., Menezo Y., Chesne P., Camous S., Gamier V. In vitro cleavage of bovine and ovine early embryos: improved development using coculture with trophoblastic vesicles. Theriogenol. 1987;27:59-68.

216. Heyman Y., Menezo Y. Interaction of trophoblastic vesicles with bovine embryos developing in vitro. In: The Mammalian Preimplantation Embryo. Regulation of Growth and Differentiation in Vitro. Ed. B.D.Bavister. New York : Plenum Press; 1987:175-191.

217. Hill J.L., Wade M.G., Nancarrow C.D., Kelleher D.L., Boland M.P. Influence of ovine oviductal amino acid concentrations and ovine estrus-associated glycoprotein on development and viability of bovine embryos. Mol. Reprod. Dev. 1997;47:164-169.

218. Hillensjo T., Channing C.P. Gonadotropin stimulation of steroidogenesis and cellular dispersion in cultured porcine cumuli oophori. Gamete Res. 1980;3:233-240.

219. Holm P., Shukri N.N., Vajta G., Booth P., Bendixen C., Callesen H. Developmental kinetics of the first cell cycles of bovine in vitro produced embryos in relation to their in vitro viability and sex. Theriogenol. 1998;50:1285-1299.

220. Ireland J.J., Roche J.F. Development of antral follicles in cattle after prostaglandin-induced luteolysis: Changes in serum hormones steroides in follicular fluid, and gonadotropin receptors. Endocrinology, 1982;111:2077-2086.

221. Ito k., Takahashi M., Kawahata K., Goto T., Takahashi J., Yasuda Y. Supplementation effect of early pregnancy factor-positive serum into bovine in vitro fertilization culture medium. Am. J. Reprod. Immunol. 1998;39:356-361.

222. Iwasaki S., Nakahara T. Incidence of embryos with chromosomal anomalies in the inner cell mass amouns bovine blastocysts fertilized in vitro. Theriogenol. 1990b;34:683-690.

223. Iwasaki S., Nakahara T. Cell number and incidence of chromosomal anomalies in bovine blastocysts fertilized in vitro followed by culture in vitro or in vivo in rabbit oviducts. Theriogenol. 1990a;33:669-675.

224. Iwasaki S., Kono T., Fukatsu H., Nakahara T. Production of bovine tetraploid embryos by electrofusion and their developmental capability in vitro. Gamete Res. 1989;24:261-267.

225. Iwasaki S., Kono T., Nakahara T., Shioya Y., Fukushima M., Hanada A. New methods for the recovery of oocytes from bovine ovarian tissue in relation to in vitro maturation and fertilization. Jpn. J. Anim. Reprod. 1987;33:188-192.

226. Jagiello G.M., Miller W.A., Ducayen M.B., Lin J.S. Chiasma frequency and disjunctional behavior of ewe and cow oocytes matured in vitro. Biol. Reprod. 1974;10:354-363.

227. Javed M.H., Wright R.W. Determination of pentose phosphate and embden-meyerhof pathway activities in bovine embryos. Theriogenol. 1991;35:1029-1037.

228. Jiang H.S., Wang W.L., Lu K.H., Mc Carthy D., Gordon I. In vitro culture of early bovine embryos derived from in vitro fertilization comparison with in vivo culture. J. Reprod. Fert., Abstr. Ser. 1989;No3:50.

229. Jiang U.S., Wang W.L., Lu K.H., Gordon I. Effects of PMSG, insulin, osmolality and estrous cow serum on development of IVM early bovine embiyos cultured on granulosa cell monolayers. Theriogenol. 1990;33:258.

230. Jiang H.S., Wang W.L., Lu K.H., Gordon I., Polge C. Roles of different cell monolayers in the co-culture of IVF bovine embryos. Theriogenol. 1991a;35:216.

231. Jiang S., Yang X., Chang S., Heuwieser W., Foote R.H. Effect sperm capacitation and oocyte maturation procedures on fertilization and development of bovine oocytes in vitro. Theriogenol. 1991a; 35:218.

232. Johnson M.H., Nasr-Esfahani M.H. Radical solutions and culture problems: could free oxygen radicals be responsible for the impaired development of preimplantation mammalian embiyos in vitro? Bioassays. 1994;16:31-38.

233. Johnson S.K., Jordon J.E., Dean R.G., Page R.D. The quantitation of bovine embryos viability using a bioluminescent assay for lactate dehydrogenase. Theriogenol. 1991;425-433.

234. Ju J.C., Parks., Yang X. Thermotolerance of IVM-derived bovine oocytes and embryos after short-term heat shock. Mol. Reprod. Dev. 1999;53:336-340.

235. Kajihara Y., Goto K., Kosaka S., Nakanishi Y., Ogawa K. In vitro fertilization of bovine follicular oocytes and their development up to hatched blastocysts in vitro. Jpn. J. Anim. Reprod. 1987;33:173-180.

236. Kamiguchi Y., Funaki K., Mikamo K. A now technique for chromosome study of murine oocytes. Proc. Jpn. Acad. Ser. B. 1976;52:316-319.

237. Kanagawa H. Recovery of unfertilized ova from slaughtered cattle. Jap. J. Vet. Res. 1979;27:72-76.

238. Kane M.T. In vitro growth of preimplantation rabbit embryos. In: The Mammalian Preimplantation Embryo. Regulation of growth and differentiation in vitro. Ed.: Bavisster B.D. Plenum Press, 1987; 193-219.

239. Kato Y., Tani T., Sotomaru Y. et al. Eight calves cloned from somatic cells of a single adult. Science. 1998;282(11).

240. Katska L. Comparison of two methods for recovery of ovarian oocytes from slaughter cattle. Anim. Reprod. Sci. 1984; 7 461-463.

241. Katska L., Smorag L. Number and quality of oocytes in relation to age of cattle. Anim. Reprod. Sci. 1984;7:451-460.

242. Kay G.W., Hawk H.W., Waterman R.A., Wall R.J. Identification of pronuclei in in vitro fertilized cow embryos. Anim. Biotech. 1991;2:45-59.

243. Keefer C.L., Paprocki A.M. Effect of Percoll following sperm separation on in vitro fertilization of bovine oocytes. Theriogenol. 1995;43:244.

244. Keefer C.L., Stice S.L., Maki-Laurila M. Bovine embryo development in vitro: effect of in vitro maturation conditions on fertilization and blastocyst development. Theriogenol. 1991;35:223.

245. Keefer C.L., Stice S.L., Paprocki A.M., Golueke P. In vitro culture of bovine IVM/IVF embryos: Cooperative interaction among embryos and the role of growth factor. Theriogenol. 1994;41:1323-1331.

246. Khatir H., Lonergan P., Carolan C., Mermillod P. Prepubertal bovine oocytes: A negative model for studying oocyte developmental competence. Mol. Reprod. Dev. 1996; 45: 231-239.

247. Killian G.J., Chapman D.A., Kavanaugh J.F., Deaver D.R., Wiggin H.B. Changes in phospholipids, cholesterol and protein content of oviduct fluid of cows during the estrus cycle. J. Reprod. Fert. 1989;86:419-426.

248. Kim J.H., Funahashi H., Niwa K., Okuda K. Glucose requirement at different developmental stages of in vitro fertilized bovine embryos cultured in semi-defined medium. Theriogenol. 1993b;39:875-886.

249. King W.A., Bousqet D., Greve T., GoffA.K. Meiosis in bovine oocytes matured in vitro and in vivo. Acta Vet. Scand. 1986; 27:267-279.

250. King W.A., Bousqet D., Greve T., Betteridge K.J. The pronuclei of bovine ova fertilized in vitro. Hereditas. 1985;102:293-296.

251. King W.A., Linares T., Gustavsson I., Bane A. A method for preparation of chromosomes from bovine zygotes and blastocysts. Vet. Sci. Comm. 1979;3:51-56.

252. King W.A., Xu K.P., Sirard M.A., Greve T., Leclerc P., Lambert R.D., Jacques P. Cytogenetic study of parthenogenetically activated bovine oocytes matured in vivo and in vitro. Gamete Res. 1988;20:265-274.

253. Konishi M., Aoyagi Y. Studies on synthetic media for development into blastocysts of in vitro fertilized bovine oocytes. J. Reprod. Dev. 1994;40:11-14.

254. Kreysing U., Nagai T., Niemann H. Male-dependent variability of fertilization and embryo development in two bovine in vitro fertilization systems and the effects of casein phosphopeptides (CPPs). Reprod. Fert. Dev. 1997;9:465-474.

255. Kruip A.M., van Beneden H., Dieleman S.J., Bevers M.M. The effect of oestradiol-17 on nuclear maturation of bovine oocytes. 11th Int. Congr. Anim. Reprod. A.I. 1988, Dublin, v.3, abstr.336.

256. Kurzrock R., Estrov Z., Wetzler M., Gutterman J.V., Talpoz M. LIF: Not just a leukemia-inhibitory factor. Endocr. Rev. 1991;12:208-217.

257. Lane M., Gardner D.K. Effect of incubation volume and embryo density on the development and viability of preimplantation mouse embryos in vitro. Hum. Reprod. 1992;7:558-562.

258. Larson M.A., Kubisch H.M. The effects of group size on development and interferon-tau secretion by in vitro fertilized and cultured bovine blastocysts. Hum. Reprod. 1999;14:2075-2079.

259. Larson R.C., Ignotz G.G., Currie W.B. Defined medium containing TGFp and bFGF permits development of bovine embryos beyond the "8-cell block". J. Reprod. Fert. 1990; Abstr. Ser. No.5. p. 16.

260. Larson R.C., Ignotz G.G., Currie W.B. Plateled derived growth factor (PDGF) stimulates development of bovine embryos during the fourth cell cycle. Development. 1992a; 115:821-826.

261. Larson R.C., Ignotz G.G., Currie W.B. Transforming growth factor-p and basic fibroblast growth factor synergistically promote early bovine embryo development during the fourth cell cycle. Mol. Reprod. Dev. 1992b;33:432-435.

262. Larson S.F., Parks J.E. In vitro maturation and fertilization of bovine oocytes in defined medium. Biol. Reprod. 1990;42(Suppl. 1):92.

263. Laurincik J., Hyttel P., Baran V., Schmoll F., Niemann H., Brem G., Schellander K. Corona radiata density as a non-invasive marker of bovine cumulus-corona-oocyte complexes selected for in vitro embryo production. Theriogenol. 1996;46:369-377.

264. Lawson R.A.S., Rowson L.E.A., Adams C.E. The development of cow eggs in the rabbit oviduct and their viability after re-transfer to heifers. J. Reprod. Fert. 1972;28:313-315.

265. Lee C.N., Ax R.L. Concentrations and compositions of glycosaminoglycans in the female reproductive tract. J. Dairy Sci. 1984;67:2006-2009.

266. Lee E.S., Fukui Y. Synergistic effect of alanine and glycine on bovine embryos cultured in a chemically defined medium and amino acid uptake by in vitro-produced bovine morulae and blastocysts. Biol. Reprod. 1996;55:1383-1389.

267. Leese H.J. Metabolic control during preimplantation mammalian development. Hum. Reprod. Update. 1995;1:63-72.

268. Leese H.J. The formation and function of oviduct fluid. J. Reprod. Fert. 1988;82:843-856.

269. Legge M., Sellens M.H. Free radical scavengers a meliorate the 2-cell block in mouse embryo culture. Hum. Reprod. 1991;6:867-871.

270. Leibfried M.L, First N.L. Characterization of bovine follicular oocytes and their ability to mature in vitro. J. Anim. Sci. 1979;48:76-86.

271. Leibfried M.L, Bavister B.D. Effects of epinephrine and hypotaurine on in vitro fertilization in the golden hamster. J. Reprod. Fert. 1982;66:87-93.

272. Leibfried M.L, Bavister B.D. The effects of taurine and hypotaurine on in vitro fertilization in the golden hamster. Gamete Res. 1981;4:57-63.

273. Leibfried-Rutledge M.L., Critser E.S., Eyestone W.H., Northey D.L., First N.L. Development potential of bovine oocytes matured in vitro and in vivo. Biol. Reprod. 1987; 36: 376-383.

274. Leibfried-Rutledge M.L., Critser E.S., First N.L. Fertilization potential of follicular oocytes classified by stage of cycle and size of follicle. Theriogenol. 1985;23:753-759.

275. Leibfried-Rutledge M.L., Critser E.S., Parrish J.J., First N.L. In vitro maturation and fertilization of bovine oocytes. Theriogenol. 1989;31:61 -74.

276. Lenz R.W., Ax R.L., Grimek H.J., First N.L. Proteoglycan from bovine follicular fluid enhances an acrosome reaction in bovine spermatozoa. Biochem. Biophys. Res. Comm. 1982;106:1092-1098.

277. Lenz R.W., Ball G.D., Leibfried M.L., Ax R.L., First N.L. In vitro maturation and fertilization of bovine oocytes are temperature-dependent processes. Biol. Reprod. 1983a;29:173-179.

278. Lenz R.W., Bellin M.E., Ax R.L. Rabbit spermatozoa undergo an acrosome reaction in the presence of glycosaminoglycans. Gamete Res. 1983b;8:ll-19.

279. Levesque J.T., Sirard M.A. Resumption of meiosis is initiated by the accumulation of cyclin B in bovine oocytes. Biol. Reprod. 1996;55:1427-1436.

280. Lewis W.H., Gregory P.W. Cinematographs of living developing rabbit eggs. Science. 1929;69:226.

281. LimJ.M., Rocha A., Hansel W. A serum-free medium for use in a cumulus cell co-culture system for bovine embryos derived from in vitro maturation and in vitro fertilization. Theriogenol. 1996;45:1081-1089.

282. Lim J.M., Kim J.H., Okuda K., Niwa K. Effect of the presence of glucose during fertilization and/or culture in a chemically semi-defined medium on the development of bovine oocytes matured and fertilized in vitro. J. Reprod. Dev. 1993;39:237-242.

283. Lim J.M., Kim J.H., Okuda K., Niwa K. The importance of NaCl concentration in a chemically defined medium for the development of bovine oocytes matured and fertilized in vitro. Theriogenol. 1994b;42:421-432.

284. Lim J.M., Okutsu O., Okuda K., Niwa K. Effects of fetal calf serum in culture medium on development of bovine oocytes matured and fertilized in vitro. Theriogenol, 1994a; 41:1091-1098.

285. Lindner G.M., Wright R.W. Bovine embryo morphology and evaluation. Theriogenol. 1983;20:407-416.

286. Liu Z., Foote R.H. Effects of O2 concentrations and superoxide dismutase on the development of IVM/IVF bovine embryos in KSOM with 2.5 mM HEPES. Theriogenol. 1995a;43:268.

287. Liu Z., Foote R.H. Development of bovine embryos in KSOM with added superoxide dismutase and taurine and with five and twenty percent O2. Biol. Reprod. 1995b;53:786-790.

288. Liu Z., Foote R.H. Effects of amino-acids and alpha-amanitin on bovine embryo development in a simple protein-free medium. Mol. Repr. Dev. 1997;46:278-285.

289. Liu Z., Foote R.H. Sodium chloride, osmolyte, and omolarity effects on blastocyst formation in bovine embryos, produced by in vitro fertilization (IVF) and cultured in simple serum-free media. J. Assisted Reprod. Genetics. 1996;13:562-568.

290. Liu Z., Foote R.H., Yang X. Development of early bovine embryos in co-culture with KSOM and taurine, superoxide dismutase or insulin. Theriogenol. 1995;44:741-750.

291. Lonergan P., Carolan C., Mermillod P. Development of bovine embryos in vitro following oocyte maturation under defined conditions. Reprod. Nutr. Dev. 1994b;34:329-339.

292. Lonergan P., Carolan C., van Langendonkt A., Donnay I., Khatir H., Mermillod P. Role of epidermal growth factor in bovine oocyte maturation and preimplantation embryo development in vitro. Biol. Reprod. 1996;54:1420-1429.

293. Lonergan P., Vergos E., Kinis A., Sharif H., Gallagher M., Gordon I. The effect of recovery methods on the type of bovine oocyte obtained for in vitro maturation. Theriogenol. 1991b;35:231.

294. Lonergan P., Khatir H., Carolan C., Mermillod P. Bovine blastocyst production in vitro after inhibition of oocyte meiotic resumption for 24 h. J. Reprod. Fert. 1997;109:355-365.

295. Lonergan P., Monaghan P., Rizos D., Boland M.P., Gordon I. Effect of follicle size on bovine oocyte quality and developmental competence following maturation, fertilization and culture in vitro. Mol. Reprod Dev. 1994a;37:48-53.

296. Lonergan P., Sharif H., Monaghan P., Wahid H., Gallagher M., Gordon I. Effect of cooling bovine oocytes to room temperature before inseminationon the subsequent fertilization rate and embryo yield. J. Reprod. Fert. 1991a; Abstr. Ser. No.7:53.

297. Lopata A., Patullo M.J., Chang A., James B. A method for collecting motile spermatozoa from human semen. Fert. Ster. 1976;27:677-684.

298. Lu K.H., Gordon I. Effect of heparin on the capacitation of frozen-thawed bovine spermatozoa used in the in vitro fertilization (IVF) of oocytes matured in vitro. 11th Int. Congr. Anim. Reprod. A. I. Dublin. 1988;3:339.

299. Lu K.H., Gordon I., Gallagher M., Mc Govern H. Pregnancy established in cattle by transfer of embryos derived from in vitro fertilization of oocytes matured in vitro. The Veterinary Record. 1987;121:259-260.

300. Lu K.H., Mac Donnell H.F., Gordon I. Birth of calves after in vitro maturation and fertilization of follicular oocytes. Theriogenol. 1989;31:222.

301. Lu K.H., Shi D.S., Jiang H.S., Goulding D., Boland M.P., Roche J.F. Comparison of the developmental capacity of bovine oocytes from superovulated and non stimulated heifers. Theriogenol. 1991;35:234.

302. Lutterbach A., Koll R.A., Brem G. In vitro maturation of bovine oocytes in co-culture with granulosa cells and their subsequent fertilization and development. Zuchthygiene. 1987; 22:145-150.

303. Machatkova M., Jokesova E., Petelicova J., Dvoracek V. Developmental competence of bovine embryos derived from oocytes collected at various stages of the estrous. Theriogenol. 1996;45:801-810.

304. Madison V., Avery B., Greve T. Selection of immature bovine oocytes for developmental potential in vitro. Anim. Reprod. Sci. 1992;27:1-11.

305. Madison V., Greve T., Avery B., Wamberg T. The effect of endotoxin-contained medium on in vitro fertilization and development of bovine oocytes matured in vitro. Reprod. Nutr. Dev. 1991;31:159-165.

306. Mahi C.A., Yanagimachi R. Capacitation, acrosome reaction and egg penetration by canine spermatozoa in a simple defined medium. Gamete Res. 1978;1:101-109.

307. Mahi C.A., Yanagimachi R. The effects of temperature, osmolality and hydrogen ion concentration on the activation and acrosome reaction of golden hamster spermatozoa. J. Reprod. Fert. 1973;35:55.

308. Malayer J.R., Hansen P.J., Buhi W.C. Secretion of proteins by cultured bovine oviducts collected from estrus through early diestrus. J. Exp. Zool. 1988;248:345-353.

309. Malenko G.P. An improved method for preparing whole specimens from bovine preimplantation embryos: A technique note, Theriogenol. 1994;41:1207-1210.

310. Massaque J., Kelly B., Mottola C. Stimulation by insulin-like growth factor is required for cellular transformation by type p-transforming growth factor. J. Biol. Chem. 1985;260:4551-4554.

311. Massip A., Mermillod P., Van Langendonckt A., Reichenbach N.D., Lonergan P., Berg U., Carolan C., De Roover R., Brem G. Calving outcome following transfer of embryos produced in vitro in different conditions. Anim. Reprod. Sci. 1996;44:1-10.

312. Mastroianni L., Jones R. Oxygen tension within the rabbit tube. J. Reprod. Fert. 1965;9:99-102.

313. Matsuyama K., Miyakoshi H., Fukui Y. Effect of glucose levels during the in vitro culture in synthetic oviduct fluid medium on in vitro development of bovine oocytes matured and fertilized in vitro. Theriogenol. 1993;40: 595- 605.

314. Mattioli M., Bacci M.L., Galeati G., Seren E. Developmental competence of pig oocytes matured and fertilized in vitro. Theriogenol. 1989;31:1201-1207.

315. Mattioli M., Galeati G., Barboni B., Seren E. Concentration of cyclic AMP during the maturation of pig oocytes in vivo and in vitro. J. Reprod. Fert. 1994;100:403-409.

316. Mattioli M., Galeati G., Seren E. Effect of follicle somatic cell during pig oocyte maturation on egg penetrability and male pronuclear formation. Gamete Res. 1988;20:177-183.

317. Maurer R., Onuma H., Foote R., Viability of cultured and transferred rabbit embiyos. J. Reprod. Fert. 1970;21:417-422.

318. Mc Caffrey C., Mc Evoy T.G., Diskin M.G., Gwazdauskas F.C., Kane M.T., Sreenan J.M. Successful co-culture of 1-4 cell cattle ova to the morula or blastocyst stage. J. Reprod. Fert. 1991;91:119-124.

319. Mc Caffrey C., Sreenan J.M. The effect of cell to ovum contact on the development of 1-4 cell cattle ova during co-culture with oviductal cells. Theriogenol. 1991;35:239.

320. Mc Laughlin K.J., Ashman R.J., Mc Lean D.M., Stevens G., Bartsch B.D., Seamark R.F. Viability of one cell bovine embiyos cultured in synthetic oviduct fluid medium. Proc. Aust. Soc. Reprod. Biol. 1989;21:36.

321. Mc Laughlin K.J., Mc Lean D.M., Stevens G., Ashman R.J., Lewis P.A., Bartsch B.D., Seamark R.F. Viability of one-cell bovine embryos cultured in synthetic oviductal fluid medium. Theriogenol. 1990;33:1191-1199.

322. Mc Natty K.P., Heath D.A., Lun S., Fanning J.M., Mc Diarmid J.M., Henderson K.M. Steroidogenesis by bovine theca interna in am in vitro perfusion system. Biol. Reprod. 1984;30:159-170.

323. Meizel S. The mammalian sperm acrosome reaction. A biochemical approach. In: Development in Mammals. Ed. Johnson M.H. Amsterdam-New York-Oxford. North-Holland publishing Company. 1978;v3:1-64.

324. Meizel S., Working P.K. Further evidence suggesting the hormonal stimulation of hamster sperm acrosome reactions by catecholamines in vitro. Biol. Reprod. 1980;22:211-216.

325. Mermillod P., Mourmeaux J.L., Wils C., Massip A., Dessy F. Protein free oviduct conditioned medium for complete bovine embryo development. Vet. Ree. 1992;130:13.

326. Mermillod P., Van Steenbrugge A., Wils C., Massip A., Dessy F. Study of the bovine embryotrophic activity of serum free oviduct conditioned medium. Theriogenol. 1993b;39:267.

327. Mermillod P., Van Steenbrugge A., Wils C., Mourmeaux J.L., Massip A., Dessy F. Characterization of the embryotrophic activity of exogenousprotein-free oviduct-conditioned medium used in culture of cattle embryos. Biol. Reprod. 1993a;49:582-587.

328. Merton J.S., van Dillen J.A.W., Hasler J.F., den Daas J.H.G. Effect of culture media and C02 concentration on embryo development in a bovine embryo in vitro production system. Theriogenol. 1995;43:280.

329. Miller J.G.O., Schultz G.A. Amino acid content of preimplantation rabbit embryos and fluids of the reproductive tract. Biol. Reprod. 1987;36:125-129.

330. Mizoguchi H., Dukelow W.R. Effect of timing of hCG injection on fertilization in superovulated hamster. Biol. Reprod. 1980;23:237-241.

331. Mizoguchi H., Dukelow W.R. Gradual fixation method for chromosomal studies of squirrel monkey oocytes after gonadotropin treatment. J. Med. Primatol. 1981;10:180-186

332. Mochizuki H., Fukui Y., Oho H. Effect of the number of granuloza cells added to culture medium for in vitro maturation, fertilization and development of bovine oocytes. Theriogenol. 1991;36:973-986.

333. Moor R.M., Trounson A.O. Hormonal and follicular factors affecting maturation of sheep oocytes in vitro and their subsequent developmental capacity. J. Reprod. Fert. 1977; 49:101-109.

334. Moore K., Bondioli K.R. Glycine and alanine supplementation of culture medium enhances development of in vitro matured and fertilized cattle embryos. Biol. Reprod. 1993;48:833-840.

335. Mrsny R.J., Waxman L., Meizel S. Taurine maintains and stimulates motility of hamster sperm during capacitation in vitro. J. Exp. Zool. 1979;210:123-128.

336. Nagao Y., Saeki K., Hoshi M., Kainuma H. Effect of oxygen concentration and oviductal epithelial tissue on the development of in vitro matured and fertilized bovine oocytes cultured in protein-free medium. Theriogenol. 1994;41:681-687.

337. Nakagava A., Martino A., Pollard J.W., Leibo S.P. Stage of nuclear maturation of bovine oocytes at insemination influences sperm penetration and zygote development. Theriogenol. 1995;43:286.

338. Nakao H., Nakatsuji N. Effects of co-culture, medium components, and gas phase on in vitro culture of in vitro matured and in vitro fertilized bovine embryos. Theriogenol. 1990;33:591-600.

339. Naqvi S.M.K., Mc Gown L.T., Thompson J.G., Tervit H.R. Effect of amino acid supplementation in culture media on development of bovine oocytes matured and fertilized in vitro. Indian J. Anim. Sci. 1996;66:457-460.

340. Nasr-Esfahani M.H., Aitken J.R., Johnson M.H. Hydrogen peroxide levels in mouse oocytes and early cleavage stage embryos developed in vitro or in vivo. Development. 1990;109:501-507.

341. Newcomb R., Christie W.B., Rowson L.E.A. Birth of calves after in vivo fertilization of oocytes removed from follicles and matured in vitro. Veterinary Record. 1978;102:461-462.

342. Niwa K., Ohgoda O. Synergistic effect of caffeine and heparin on in vitro fertilization of cattle oocytes matured in culture. Theriogenol. 1988;30:733-741.

343. Niwa K., Ohgoda O., Yuhara M. Effects of caffeine in media for pretreatment of frozen-thawed sperm on in vitro penetration of cattle oocytes. 11th Int. Congr. Anim. Reprod. A. I. Dublin. 1988;3:346.

344. Niwa K., Park C.K., Okuda K. Penetration in vitro of bovine oocytes during maturation by frozen-thawed spermatozoa. J. Reprod. Fert. 1991;91:329-336.

345. Noda Y., Matsumoto H., Umaoka Y., Tatsumi K., Kishi J., Mori T. Involvement of superoxide radicals in the mouse two-cell block. Mol. Reprod. Dev. 1991;28:356-360.

346. Olds D., Van Demark N.L. Luminal fluids of bovine female genitalia. J. Amer. Vet. Med. Assoc. 1957; 31:555-556.

347. Olson S.E., Thomas W.K., Seidel G.E. Effects of gonadotropins during in vitro maturation of bovine oocytes on subsequent embryonic development. Theriogenol. 1991;35:250.

348. Osborn J.C., Moor R.M. Cell interactions and actin synthesis in mammalian oocytes. J, Exp. Zool. 1982;220:125-129.

349. Paria B.C., Dey S.K. Effect of incubation volume and embryo density on the development and viability of preimplantation mouse embryos in vitro. Hum. Reprod. 1992;7:558-562.

350. Park C.K., Ohgoda O., Niwa K. Penetration of bovine follicular oocytes by frozen-thawed spermatozoa in the presence of caffeine and heparin. J. Reprod. Fert. 1989;86:577-582.

351. Parrish J.J., Susko-Parrish J.L., Leibfried-Rutledge M.L., Critser E.S., Eyestone W.H., First N.L. Bovine in vitro fertilization with frozen-thawed semen. Theriogenol. 1986;25:591-600.

352. Parrish J.J., Susko-Parrish J.L., First N.L. Capacitation of bovine sperm by heparin is correlated with 3-H-heparin binding and is blocked by protamine sulfate. Biol. Reprod. 1988b;38(Suppl. 1):59.

353. Parrish J.J., Susko-Parrish J.L., First N.L. Capacitation of bovine sperm by heparin: inhibitory effect of glucose and role of intracellular pH. Biol. Reprod. 1989;41:683-699.

354. Parrish J.J., Susko-Parrish J.L., Winer M.A., First N.L. Capacitation of bovine sperm by heparin. Biol. Reprod. 1988a;38:1171-1180.

355. Parrish J.J., Vredenburgh W.L., Lavin C.L. Increases in bovine sperm intracellular calcium (Cai) and pH (pHi) during capacitation. Biol. Reprod. 1993;48(Suppl. 1): 106.

356. Partridge R.J., Leese H.J. Consumption of amino acids by bovine preimplantation embryos. Reprod. Fert. Dev. 1996;8:945-950.

357. Pavlok A., Lucas-Hahn A., Niemann H. Fertilization and developmental competence of bovine oocytes derived from different categories of antral follicles. Mol. Reprod. Dev. 1992;31:63-67.

358. Peters R.M., Reed M.L. Addition of taurine and hypotaurine to culture medium improves development of one- and two-cell pig embryos in vitro. Theriogenol. 1991;35:253.

359. Petr J., Tepia C., Rozinek J., Jilak F. Effect of testosterone and dibutyiyl c-AMP on the meiotic competence in pig oocytes of various size categories. Theriogenol. 1996;46:97-108.

360. Peura T. et al. Pregnancies from bovine oocytes matured and fertilized in vitro. Acta Vet. Scand. 1989;30:483-485.

361. Peura T., Aalto J. Pregnancies resulting from bovine oocytes matured and fertilized in vitro. Suomen Elainlaakarileheti. 1989;95:69-73.

362. Pickering S.J., Braude P.R., Johnson M.H., Cant A., Currie J. Transient cooling to room temperature can cause irreversible disruption of the meiotic spindle in the human oocyte. Fertil. Steril. 1990;54:102-108.

363. Pickering S.J., Johnson M.H. The influence of cooling on the organization of the meiotic spindle of the mouse oocytes. Hum. Reprod. 1987;2:207-216.

364. Pincus G., Enzmann E.V. The comparative behavior of mammalian eggs in vivo and in vitro. I. The activation of ovarian eggs. J. Exp. Med., 1935;62:665-675.

365. Pinyopummintr T., Bavister B.D. In vitro matured/in vitro fertilized bovine oocytes can develop into morulae / blastocysts in chemically defined, protein-free culture media. Biol. Reprod. 1991;45:736-742.

366. Pinyopummintr T., Bavister B.D. Effect of amino acids on development in vitro of cleavage-stage bovine embryos into blastocysts. Reprod. Fert. Dev. 1996b;8:835-841.

367. Pinyopummintr T., Bavister B.D. Energy substrate requirements for in vitro development of early cleavage-stage bovine embryos. Mol. Reprod. Dev. 1996a;44:193-199.

368. Pinyopummintr T., Bavister B.D. Minimum energy substrate requirements for early cleavage stages of bovine embryo development in vitro. Theriogenol. 1995;43:299.

369. Pinyopummintr T., Bavister B.D. Development of bovine embryos in a cellfree culture medium: Effects of type of serum, timing of its inclusion and heat inactivation. Theriogenol. 1994;41:1241-1249.

370. Pinyopummintr T., Bavister B.D. Optimum gas atmosphere for in vitro maturation and in vitro fertilization of bovine oocytes. Theriogenol. 1995;44:471-477.

371. Plante L., King W.A. Effect of time to first cleavage on hatching rate of bovine embryos in vitro. Theriogenol. 1992;37:274.

372. Plante L., King W.A. In vitro development of spontaneously activated bovine oocytes. J. Assisted Reprod. Genet. 1996;13:435-446.

373. Pollard J.W., Martino A., Rumph N.D., Songsasen N., Plante C., Leibo S.P. Effect of ambient temperatures during oocyte recovery on in vitro production of bovine embryos. Theriogenol. 1996;46:849-858.

374. Quinn P., Harlow G.M. The effect of oxygen on the development of preimplantation mouse embryos in vitro. J. Exp. Zool. 1978;206:73-80.

375. Quinn P., Warnes G.M., Kerin J.F., Kirby C. Culture factors in relation to the success of human in vitro fertilization end embryo transfer. Fert. Ster. 1984;41:202-209.

376. Rail W.F., Leibo S.P. Production of sexed bovine pregnancies by cytogenetic analysis of cultured demi-embryos. Theriogenol. 1987;27:269.

377. Rehman N., Collins A.R., Suh T.K., Wright J.R. Development of IVM/IVF produced 8-cell bovine embryos in simple, serum-free media after conditioning or co-culture with buffalo rat liver cells. Mol. Reprod. Dev. 1994;38:251-255.

378. Renard J.P., Philippon A., Menezo Y. In vitro uptake of glucose by bovine blastocysts. J. Reprod. Fert. 1980;58:161-164.

379. Revel F., Mermillod P., Peynot N., Renard J.P., Heyman Y. Low developmentally capacity of in vitro matured and fertilized oocytes from calves compared with that of cows. F. Reprod. Fert. 1995;103:115-120.

380. Rexroad C.E., Powell A.M. Co-culture of sheep ova and cells from sheep oviduct. Theriogenol. 1986;25:187.

381. Richard F.J., Sirard M.A. Effects of follicular cells on oocyte maturation. I: Effects of follicular hemisections on bovine oocyte maturation in vitro. Biol. Reprod. 1996a;54:16-21.

382. Richard F.J., Sirard M.A. Effects of follicular cells on oocyte maturation. II: Theca cell inhibition of bovine oocyte maturation in vitro. Biol. Reprod. 1996a;54:22-28.

383. Rieger D. Relationship between energy metabolism and development of early mammalian embryos. Theriogenol. 1992;37:75-93.

384. Rieger D., Loskutoff N.M., Betteridge K.J. Developmentally related changes in the metabolism of glucose and glutamine by cattle embryos produced and co-cultured in vitro. J. Reprod. Dev. 1992;95:585-595.

385. Rieger D., Loskutoff N.M., Betteridge K.J. Developmentally related changes in the uptake and metabolism of glucose, glutamine and pyruvate by cattle embryos produced in vitro. Reprod. Fert. Dev. 1992;4:547-557.

386. Robl J.M., Dobrinsky J.R., Duby R.T. The effect of protein supplements on the in vitro development of IVM/IVF bovine oocytes. Theriogenol. 1991;35:263.

387. Romero-Arredonto A., Seidel G.E. Effects of follicular fluid during in vitro maturation of bovine oocytes on in vitro fertilization and early embryonic development. Biol. Reprod. 1996;55:1012-1016.

388. Rorie R.W., Lester T.D., Miller G.F., Gliedt D.W., McNew R.W. Effects of protein source and co-culture on bovine embryo development in synthetic oviductal fluid medium. Theriogenol. 1994;42:385-395.

389. Rose T.A., Bavister B.D. Effect of oocyte maturation medium on in vitro fertilized bovine embryos. Mol. Repr. Dev. 1992;31;72-77.

390. Rosencrans C.F., Davis D.L., Milliken G. Pig blastocyst development in vitro is affected by amino acids. J. Anim. Sci. 1989;67:1503.

391. Rosencrans C.F., First N.L. Culture of bovine zygotes to the blastocyst stage: Effects of amino acids and vitamins. Theriogenol. 1991;35:266.

392. Rosencrans C.F., First N.L. Effect of free amino acids and vitamins on cleavage and developmental rate of bovine zygotes in vitro. J. Anim. Sci. 1994;72:434-437.

393. Rosencrans C.F., Leng G.Q., Mc Namara G.T., Schoff P.K., First N.L. Development of bovine embiyos in vitro as affected by energy substrates. Biol. Reprod. 1993;49:459-462.

394. Rubes J., Zak M., Horinova Z. A method of cytogenetic examination of early embryos of cattle. Vet. Med. 1987;32:655-658.

395. Russe I. Oogenesis in cattle and sheep. Bibl. Anat. 1983;24:77-92.

396. Saeki K., Nagao Y., Hoshi M., Kainuma H. Effects of cumulus cells on sperm penetration of bovine oocytes in protein-free medium. Theriogenol. 1994;42:1115-1123.

397. Saeki K., Nagao Y., Hoshi M., Nagai M. Effects of heparin, sperm concentration and bull variation on in vitro fertilization of bovine oocytes in a protein-free medium. Theriogenol. 1995;43:751-759.

398. Sanbuissho A., Threlfall W.R. The effects of estrous cow serum on the maturation and fertilization of the bovine follicular oocytes in vitro. Theriogenol. 1985;21:226.

399. Sanbuissho A., Threlfall W.R. The effects of estrous cow serum on the in vitro maturation and fertilization of the bovine follicular oocytes. Theriogenol. 1989;31:300-309.

400. Sato T., Iritani A., Nishikawa Y. Maturation and activation of cattle follicular oocytes cultured in vitro. Jap. J. Zootech. Sci. 1978;49:236-242.

401. Sato E., Iritani A., Nishikawa Y. Effects of energy sources on oocyte maturation in pig and cattle. Jap. J. Zootechn. Sci., 1977b;48:333-335.

402. Sato E., Iritani A., Nishikawa Y. Factors involving in maturation of pig and cattle follicular oocytes cultured in vitro. Jap. J. Anim. Reprod. 1977a;23;12-18.

403. Satoh T., Kobayashi K., Yamashita S., Kikuchi M., Sendai Y., Hoshi H. Tissue inhibitor of metalloproteinases (TIMP-1) produced by granulosa and oviduct cells enhances in vitro development of bovine embryo. Biol. Reprod. 1994;50:835-844.

404. Schellander K., Fuhrer F., Brackett B.G., Korb H., Schleger W. In vitro fertilization and cleavage of bovine oocytes matured in medium supplemented with estrous cow serum. Theriogenol. 1990;33:477-485.

405. Schini S.A., Bavister B.D. Two-cell block to development of cultured hamster embryos is caused by phosphate and glucose. Biol. Reprod. 1988;39:1183-1192.

406. Scodras J.M., Pollard J.W., Plante ., Betteridge K.J. Establishment of a bovine trophoblast cell line supporting the development of in vitro matured and fertilized oocytes. Biol. Reprod. 1990;42(Suppl. 1): 167.

407. Seidel G.E., Larson L.L., Spilman C.H., Hahn J., Foote R.H. Culture and transfer of calf ova. J. Dairy Sci. 1971;54:923-925.

408. Seidel G.E., Glass T., Olson S.E. Culture of 1-cell bovine embiyos to blastocysts in chemically defined media. Biol. Reprod. 1991:44(Suppl. 1): 155.

409. Seike N., Utaka K., Kanagawa H. Production and development of calves from sexed-bisected bovine embiyos. Jpn. J. Vet. Res. 1990;38:1-9.

410. Semple E., Loskutoff N., Leibo S.P., Betteridge K.J. Effects of culture medium and maturation time on in vitro development of bovine oocytes into blastocysts. Theriogenol. 1993;39:307.

411. Senger P.L., Saacke R.G. Serum-induced head to head agglutinations of bovine spermatozoa. J. Reprod. Fert. 1976;47:215-219.

412. Shamsuddin M., Larsson B., Gustafsson H., Gustaiy S., Bartolome J., Rodriquez-Martinez H. Comparative morphological evaluation of in vivo and in vitro produced bovine embryos. 12th Intern. Congr. Anim. Reprod. 1992;3:1333-1335.

413. Shamsuddin M., Larsson B., Gustafsson H., Rodriquez-Martinez H. In vitro development up to hatching of bovine in vitro-matured and fertilized oocytes with or without support from somatic cells. Theriogenol. 1993;39:1067-1079.

414. Sharif H., Monaghan P., Gordon I. Influence of amino acids and vitamins on the development of early bovine embryos in the isolated mouse oviduct system. Theriogenol. 1993;39:308.

415. Sharif H., Vergos E., Lonergan P., Gallagher M., Kinis A., Gordon I. Development of early bovine embryos in the isolated mouse oviduct maintained in organ culture. Theriogenol. 1991;35:270.

416. Shaver E.L., Yanagimachi R. The effect of in vitro storage of hamster sperm on fertilization and early development. Gamete Res. 1978; 1:235245.

417. Shea B.F., Janzen R.E., Mc Alister R. Recovery and fertilization of bovine follicular oocytes. Theriogenol. 1983;19:385-390.

418. Shioya Y., Kuwayama M., Fukushima M., Iwasaki S., Hanada A. In vitro fertilization and cleavage capability of bovine follicular oocytes classified by cumulus cells and matured in vitro. Theriogenol. 1988;30:489-496.

419. Shipman C. Control of culture pH with synthetic buffers. In: "Tissue Culture. Methods and Applications ". Eds.: P.F. Kruse, M.K. Patterson. Academic Press New York San Francisco London 1973, pp. 709-712.

420. Sirard M.A., Coenen K. Effects of inhibition of meiotic resumption upon the subsequent development of bovine oocytes in vitro. J. Reprod. Dev. 1995;41:256-261.

421. Sirard M.A., Coenen K. The co-culture of cumulus-enclosed bovine oocytes and hemi-sections of follicles: effects on meiotic resumption. Theriogenol. 1993;40:933-942.

422. Sirard M.A., Coenen K., Bilodeau S. Effects of fresh or cultured follicular fractions on meiotic resumption in bovine oocytes. Theriogenol. 1992;37:39-57.

423. Sirard M.A., Florman U.M., Leibfried-Rutledge M.L., Barnes F.L., Sims M.L., First N.L. Timing of nuclear progression and protein synthesis necessary for meiotic maturation of bovine oocytes. Biol. Reprod. 1989; 40:1257-1263.

424. Sirard M.A., ParrishJ.J., Ware C.B., Leibfried-Ruthledge M.L., First N.L. The culture of bovine oocytes to obtain developmentally competent embryos. Biol. Reprod. 1988;39:546-552.

425. Sirard M.A., Bilodeau S. Granulosa cells inhibit the resumption of meiosis in bovine oocytes in vitro. Biol. Reprod. 1990;43:777-783.

426. Sirard M.A., Blondin P. Oocyte maturation and IVF in cattle. Anim. Reprod. Sci. 1996;42:417-426.

427. Sirard M.A., Lambert R.D. Birth of calves after in vitro fertilization using laparoscopy and rabbit oviduct incubation of zygotes. Vet. Rec. 1986;119:167-169.

428. Sirard M.A., Lambert R.D., Menard D.P., Bedoya M. Pregnancies resulting from in vitro fertilization of bovine follicular oocytes following their incubation in rabbit's oviduct and their transfer to the cow's uterus. Biol. Reprod. 1985;32(Suppl. 1):99.

429. Skinner M.K., Osteen K.G. Developmental and hormonal regulation of bovine granulosa cell function in the preovulatory follicles. Endocrinology. 1988;123:1668-1675.

430. Smith A.G., Hooper M.L. Buffalo rat liver cells produce a diffusible activity wih inhibits the differentiation of murine embryonal carcinoma and embiyonic stem cells. Dev. Biol. 1987;121:1-9.

431. Sreenan J., Scanlon P.F. Continued cleavage of fertilized bovine ova in the rabbit. Nature. 1968;217:867.

432. Staigmiller R.B., Moor R.M. Effect of follicle cells on the maturation and developmental competence of ovine oocytes matured outside the follicle. Gamete Res. 1984; 9:221- 229.

433. Staigmiller R.B., Webb R., England B.G., Bellows R.A., Short R.E. Steroidogenic function of individual bovine follicles during estrus. J. Anim. Sci. 1979;49(Suppl. 1):339.

434. Steeves T.E., Gardner D.K. Temporal and differential effects of amino acids on bovine embryo development in culture. Biol. Reprod. 1999;61:731-740.

435. Stojkovic M., Zakhartchenko N., Brem G., Wolf E. Support for the development of bovine embryos in vitro by secretions of bovine trophoblastic vesicles derived in vitro. J. Reprod. Fert. 1997;111:191-196.

436. Stubbings R.B., Liptrap R.W., Betteridge K.J., Walton J.S., Armstrong D.T., Basrur P.k. Requirements for bovine oocyte maturation in vitro. Reprod. Dom. Anim. 1990;25:158-166.

437. Stubbings R.B., Wosik C.P. Glass wool versus swim up separation of bovine spermatozoa for in vitro fertilization. Theriogenol. 1991;35:276.

438. Stubbings R.B., Betteridge K.J., Basrur P.K. Investigations of culture requirements for bovine oocyte maturation in vitro. Theriogenol. 1988;29:313.

439. Sumantri C., Boedino A., Ooe M., Murakami M., Saha S., Suzuki T. The effect of sperm-oocyte incubation time on in vitro embryo development using sperm from a tetraparental chimeric bull. Anim. Reprod. Sci. 1997;48:187-195.

440. Susco-Parrish J.L., Wheeler M.B., Ax R.L., First N.L., Parrish J.J. The effect of penicillamine, hypo taurine, epinephrine and sodium metabisulfite on bovine in vitro fertilization. Theriogenol. 1990;33:333.

441. Susco-Parrish J.L., Parrish J.J., Handrow R.R. Glucose inhibits the action of heparin by an indirect mechanism. Biol. Reprod. 1985;32(Suppl. 1):80.

442. Suss H., Wuthrich K., Stranzinger G. Chromosome configurations and time sequence of the first meiotic division in bovine oocytes matured in vitro. Biol. Reprod. 1988;38:871-880.

443. Suss H., Wuthrich K., Stranzinger G. Potential for in vitro fertilization and embryonic development of in vitro matured bovine oocytes. Theriogenol. 1987;27:281.

444. Suss H., Stranzinger G. In vitro maturation and fertilization of cattle oocytes. Zuchthygiene. 1987;22(3): 114.

445. Szollosi D. On the role of gap junctions between follicle cells and oocyte in the mammalian ovarian follicle. Research in Reproduction. Ed: R.G. Edvards. 1978;10(2):3-4.

446. Tajik P., Wang W.-H., Okuda K., Niwa K. In vitro fertilization of bovine oocytes in a chemically defined, protein-free medium varying the bicarbonate concentration. Biol. Reprod. 1994;50:1231-1237.

447. Takagi Y., Mori K., Tomizawa M., Takahashi T., Sugawara S., Masaki J. Development of bovine oocytes matured, fertilized and cultured in a serum-free, chemically defined medium. Theriogenol. 1991;35:1197-1207.

448. Takahashi H., Tabara Y., Yoshida Y. (In vitro developmental ability of bovine oocytes matured in a serum free medium using the open culture system.) J. Reprod. Dev. 1995;41:66-69.

449. Takahashi M., Nagai T., Hamano S., Kuwayama M., Okamura N., Okano A. Effect of thiol compounds on in vitro development and intracellular glutathione content of bovine embryos. Biol. Reprod. 1993;49:228-232.

450. Takahashi Y., First N.L. In vitro culture of bovine one-cell embryos fertilized in vitro using synthetic oviduct fluid medium with and without glucose and supplemented with fetal calf serum. Anim. Reprod. Sci. 1993;31:33-47.

451. Takahashi Y., First N.L. In vitro development of bovine one-cell embryos: Influence of glucose, lactate, pyruvate, amino acids, and vitamins. Theriogenol. 1992;37:963-978.

452. Takahashi Y., Hishinuma M., Matsui M., Tanaka H., Kanagawa H. Development of in vitro matured/fertilized bovine embryos in a chemically defined medium: influence of oxygen concentration in the gas atmosphere. J. Vet. Med. Sci. 1996;58:897;902.

453. Takahashi Y., Kanagawa H. Effect of oxygen concentration in the gas atmosphere during in vitro insemination of bovine oocytes on the subsequent embryonic development in vitro. J. Vet. Med. Sci. 1998a;60:365-367.

454. Takahashi Y., Kanagawa H. Effects of glutamine, glycine and taurine on the development of in vitro fertilized bovine zygotes in a chemically defined medium. J. Vet. Med. Sci. 1998b;60:433-437.

455. Tan S.J., Lu K.H. Effects of different estrus stages of ovaries and sizes of follicles on generation of bovine embryos in vitro. Theriogenol. 1990;33335.

456. Tarkowski A.K. An air-drying method for chromosome preparation from mouse eggs. Cytogenetics. 1966;5:394-400.

457. Tervit H.R., Whittingham D.G., Rowson L.E.A. Successful culture in vitro of sheep and cattle ova. J. Reprod. Fert. 1972;30:493-497.

458. Thibodeaux J.K., Del Vecchino R.P., Hansel W. Role of platelet-derived growth factor in development of in vitro matured and in vitro fertilized bovine embryos. J. Reprod. Fert. 1993;98:61-66.

459. Thibodeaux J.K., Myers M.W., Goodeaux L.L., Menezo Y., Rousell J.D., Broussard J.R., Godke R.A. Evaluating an in vitro culture system of bovine uterine and oviduct epithelial cells for subsequent embryo culture. Reprod. Fert. Dev. 1992;4:573-583.

460. Thibodeaux J.K., Myers M.W., Hansel W. The beneficial effects of incubating bovine embryos in groups are due to platelet-derived growth factor. Theriogenol. 1995;43:336.

461. Thomas W.K., Seidel G.E. Effects of cumulus cells on culture of bovine embryos derived from oocytes matured and fertilized in vitro. J. Anim. Sci. 1993;71:2506-2510.

462. Thompson J.G. Defining the requirements for bovine embryo culture. Theriogenol. 1996; 45:27-40.

463. Thompson J.G., Gardner D.K., Pugh P.A., Mc Millan W.H., Tervit H.R. Lamb birth weight is affected by culture system utilized during in vitro pre-elongation development of ovine embryos. Biol. Reprod. 1995;53:1385-1391.

464. Thompson J.G., Partridge R.J., Houghton F.D., Cox C.I., Leese H.J. Oxygen uptake and carbohydrate metabolism by in vitro derived bovine embryos. J. Reprod. Fert. 1996;106:299-306.

465. Thompson J.G., Simpson A.G., Pugh P.A., Donnelly P.E., Tervit H.R. Effect of oxygen concentration on in vitro development of preimplantation sheep and cattle embryos. J. Reprod. Fert. 1990;89:573-578.

466. Thompson J.G., Simpson A.G., Pugh P.A., Tervit H.R. Requirement for glucose during in vitro culture of sheep preimplantation embryos. Mol. Reprod. Dev. 1992;31:253-257.

467. Tiffin G.J., Rieger D., Betteridge K.J., Yadav B.R., King W.A. Glucose and glutamine metabolism in pre-attachment cattle embryos in relation to sex and stage of development. J. Reprod. Fert. 1991;93125-132.

468. Tsunoda J., Sugie F. Survival of rabbit eggs preserved in plastic straws in liquid nitrogen J. Reprod. Fert. 1977;49:173-174.

469. Uguz C., Vredenburgh W.L., Parrish J.J. Heparin-induced capacitation but not intracellular alkalinization of bovine sperm is inhibited by Rb-Adenosine-3',5'-Cyclic Monophosphorothioate. Biol. Reprod. 1994;51:1031-1039.

470. Umaoka Y., Noda Y., Narimoto K., Mori T. Effects of oxygen toxicity on early development of mouse embryos. Mol. Reprod. Dev. 1992;31:28-33.

471. Van Langendonckt A., Donnay I., Schuurbiers N., Auquier P., Carolan C., Massip A., Dessi F. Effects of supplementation with fetal calf serum on development of bovine embryos in synthetic oviduct fluid medium. J. Reprod. Fert. 1997;109:87-93.

472. Van Soom A., Boerjan M.L., Bols P.E.J., Vanroose G., Lein A., Coryn M., de Kruif A. Timing of compaction and inner cell allocation in bovine embryos produced in vivo after superovulation. Biol. Reprod. 1997b;57:10411049.

473. Van Soom A., Van Vlaenderen I., Mahmoudzadeh A.R., Deluyker H., de Kruif A. Compaction rate of in vitro fertilized bovine embryos related to the interval from insemination to first cleavage. Theriogenol. 1992;38:905-919.

474. Van Soom A., Boerjan M.L., Ysebaert M.T., de Kruif A. Cell allocation to the inner cell mass and the trophectoderm in bovine embryos cultured in two different media. Mol. Reprod. Dev. 1996;45:171-182.

475. Van Soom A., de Kruif A. A comparative study of in vivo and in vitro derived bovine embryos. Proc. 12th Internat. Congr. Anim. Reprod. Hague. 1992;3:1363-1365.

476. Van Soom A., Mahmoudzadeh A.R., de Kruif A. timing of blastocyst formation and cell number of early blastocysts derived from in vitro techniques. J. Reprod. Fert. 1993; 12:117.

477. Van Soom A., Ysebaert M.T., de Kruif A. Relationship between timing of development, morula morphology, and cell allocation to inner cell mass and trophectoderm in in vitro produced bovine embryos. Mol. Reprod. Dev. 1997a;47:47-56.

478. Vansteenbrugge A., Van Langendonckt A., Scutenaire C., Massip A., Dessy F. In vitro development of bovine embryos in buffalo rat liver- or bovine oviduct-conditioned medium. Theriogenol. 1994;42:931-940.

479. Vergos E., Kinis A., Gallagher M., Gordon I. Development of bovine embryos on an oviductal monolayer in relation to cell stage reached at 48h after in vitro fertilization. J. Reprod. Fert. 1989;Abstr. Ser. No.4:21.

480. Vergos E., Kinis A., Lonergan P., Sharif H., Gallagher M., Gordon I. The effect of culture system on the in vitro development of bovine oocytes matured and fertilized in vitro. Theriogenol. 1991;35:290.

481. Viriyapanich P., Bedford J.M. The fertilization performance in vivo of rabbit spermatozoa capacitated in vitro. J. Exp. Zool. 1981;216:169-174.

482. Voelkel S.H., Hu I.X. Effect of gas atmosphere on the development of one-cell bovine embryos in two culture systems. Theriogenol. 1992;37:1117-1131.

483. Walker S.K., Lampe R.J., Seamark R.F. Culture of sheep zygotes in synthetic oviduct fluid medium with different concentrations of sodium bicarbonate and HEPES. Theriogenol. 1989;32:797-804.

484. Wall R.J., Hawk H.W. Development of centrifuged cow zygotes cultured in rabbit oviducts. J. Reprod. Fert. 1987;82:673-680.

485. Wang W.L., Jiang H.S., Lu K.H., Gordon I. Effect of condition medium and glucose concentration on the in vitro development of early bovine embryos. Theriogenol. 1990;33:343.

486. Wassarman P.M., Letourneau G.E. RNA synthesis in fully grown mouse oocytes. Nature. 1976;261:73-74.

487. Watson A.J., Hogan A., Hahnel A., Wiemer K.E., Schultz G.A. Expression of growth factor ligand and receptor genes in the preimplantation bovine embryo. Mol. Reprod. Dev. 1992;31:87-95.

488. Waymouth C. Determination and survey of osmolality of culture medium. In: "Tissue Culture. Methods and Applications ". Eds.: P.F. Kruse, M.K. Patterson. Academic Press New York San Francisco London 1973, pp. 703-709.

489. Whittingham D.G. Culture of mouse ova. J. Reprod. Fert. 197 l;Suppl. 14:7-21.

490. Wiemer K.E., Watson A.J., Polanski V., Mc Kenna A.I., Fick G.H., Schultz G.A. Effects of maturation and co-culture treatment on the developmental capacity of early bovine embryos. Mol. Reprod. Dev. 1991;30:330-338.

491. Wiley L.M., Yamamis S., Van Muyden D. Effect of potassium concentration, type of protein supplement and embryo density on mouse preimplantation development in vitro. Fertil. Steril. 1986;45:111-119.

492. Wilson J.M., Zalesky D.D., Leoney C.R., Bondioli K.R., Magness R.R. Hormone secretion by preimplantation embryos in a dynamic in vitro culture system. Biol. Reprod. 1992;46:295-300.

493. Wright R.W. Successful culture in vitro of swine embryos to the blastocyst stage. J. Anim. Sci. 1977;44:854-858.

494. Wu Guang Ming, Li Xue Feng, Yin Jing et al. Technical modifications of in vitro production of bovine embryos. Acta Vet. Zootechn. Sinica. 1996;27:1-6.

495. Xiaoxia Z., Zhanqun J., Shie J., Jianmin L., Yuding Z. In vitro co-culture of in vitro fertilized (IVF) bovine embryos with different cell monolayers. Theriogenol. 1991;35:295.

496. Xu K.P., Yadav B.R., King W.A., Betteridge K.J. Sex-related differences in developmental rates of bovine embryos produced and cultured in vitro. Mol. Repr. Dev. 1992;31:249-252.

497. Xu K.P., Greve T. A detailed analysis of early events during in vitro fertilization of bovine follicular oocytes. J. Reprod. Fert. 1988a;82:127-134.

498. Xu K.P., Greve T., Callesen H., Hyttel P. Birth of calf following in vitro fertilization of in vitro matured oocytes. J. Reprod. Fert. 1988c;Abstr. Ser. No.1:14.

499. Xu K.P., Greve T., Callesen H., Hyttel P. Pregnancy resulting from cattle oocytes matured and fertilized in vitro. J. Reprod. Fert. 1987;81:501-504.

500. Xu K.P., Greve T., Smith S., Hyttel P. Chronological changes of bovine follicular oocyte maturation in vitro. Acta Vet. Scand. 1986a;27:505-519.

501. Xu K.P., Greve T., Smith S., Liehman P., Callesen H., Hyttel P. Parthenogenetic activation of cattle oocytes matured in vitro and cultured in rabbit oviducts. Theriogenol. 1986b;25:218.

502. Xu K.P., Hoier R., Greve T. Dynamic changes of estradiol and progesterone concentrations during in vitro oocyte maturation in cattle. Theriogenol. 1988b;30:245-253.

503. Xu K.P., King W.A. Effects of oviductal cells and heparin on bovine sperm capacitation in vitro. Biol. Reprod. 1990;42(Suppl.l):89.

504. Xu K.P., King W.A., Goff A.K., Picard L., Yacques P. Birth of a calf from bovine oocytes matured and fertilized in vitro. Can. Vet. J. 1988a;29:923-924.

505. Xu K.P., Pollard J.W., Rorie R.W., Plante L., King W.A., Betteridge K.J. Pregnancy rates following transfer of bovine embryos produced by in vitro maturation, fertilization and co-culture. Theriogenol. 1990;33:351.

506. Yadav M.C., Walton J.C., Leslie K.E. Timing of the onset and duration of ovulation in superovulated beef heifers. Theriogenol. 1986;26:501-521.

507. Yadav B.R., King W.A., Xu K.P., Pollard J.W., Plante L. Chromosome analysis of bovine oocytes cultured in vitro. Genet. Sel. Evol. 1991;23:191-196.

508. Yanagimachi R., Phillips D.M. The status of acrosomal caps of hamster spermatozoa immediately before fertilization in vivo. Gamete Res. 1984;9:1-19.

509. Yang B.K., Gilles J.R., Yang X., Foote R.H. Development of in vitro matured / in vitro fertilized bovine oocytes in a simple defined (KSOM) medium. J. Reprod. Dev. 1995; 41:213-218.

510. Yang B.K., Yang X., Foote R.H. Early development of IVM/IVF bovine embryos cultured with or without somatic cells in a simple serum-free medium with different concentrations of CO2 and O2 . J. Reprod. Dev. 1994; 40: 197-205.

511. Yang N.S., Lu K.H., Gordon I. In vitro fertilization and culture of bovine oocytes from stored ovaries. Theriogenol. 1990;33:352.

512. Yang Y.B., Lu K.H. The influence of bovine oocyte type on in vitro fertilization and subsequent development in vitro. Theriogenol. 1990;33:355.

513. Yochim J.M., Mitchell J.A. Intrauterine oxygen tension in the rat during protestation: Its possible relation to carbohydrate metabolism and the regulation of oxidation. Endocrinology. 1968;83:706-713.

514. Yoshioka K., Othman A.M., Taniguchi T., Yamanaka H., Sekikawa K. Differential patterns of blastulation in bovine morulae cultured in224synthetic oviduct fluid medium containing FCS or BSA. Theriogenol. 1997;48:997-1006.

515. Younis A.I., Brackett B.G. Importance of cumulus cells and insemination intervals for development of bovine oocytes in to morulae and blastocysts in vitro. Theriogenol. 1991;36:11-21.

516. Younis A.I., Brackett B.G., Fayrer-Hosken R.A. Influence of serum and hormones on bovine oocyte maturation and fertilization in vitro. Gamete Res. 1989;23:189-201.

517. Zhang X., Armstrong D.T. Fertilization of rat oocytes is enhanced by FSH during in vitro maturation of oocyte-cumulus complexes. Theriogenol. 1989;31:277.

518. Zuelke K.A., Brackett B.G. Luteinizing hormone-enhanced in vitro maturation of bovine oocytes with and without protein supplementation. Biol. Reprod. 1990;43:784-787.1. У а --|? ь ?

519. Рисунок 5. Схема изготовления из лезвия безопасной бритвы устройства для выделения ооцитов крупного рогатого скота из антральных фолликулов яичника. Пунктирные линии показывают контуры устройства различной конфигурации: а, Ь, с.

520. Рисунок 6. Устройство для выделения ооцитов крупного рогатого скота из антральных фолликулов яичника, конфигурация с: 1) режущие кончики; 2) выступы с закругленными углами.-УГ^Ч. Л .г Л«■■• '^•ч.ч*^*"*"' ^ V.л"'*'^. . • и-л»*-'' •

521. Уровень оплодотворения ооцитов, взятых как нативные КОК, составлял 77.3 и 85.7% при обработке сперматозоидов гепарином или при их совместном инкубировании с клетками слизистой оболочки яйцевода, соответственно (табл. 23).