Получение и характеристики биологических свойств диплоидных штаммов культур клеток из тканей представителей отряда Рукокрылых (Chiroptera) тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Поволяева Ольга Сергеевна

• Поволяева Ольга Сергеевна
• кандидат наук
• 2022

Оглавление диссертации кандидат наук Поволяева Ольга Сергеевна

1.1 Актуальность темы

1.2 Степень разработанности проблемы

1.3 Цели и задачи исследований

1.4 Научная новизна

1.5 Теоретическая и практическая значимость работы

1.6 Методология и методы исследований

1.7 Основные положения, выносимые на защиту

1.8 Степень достоверности и апробация результатов исследований

1.9 Публикации результатов

1.10 Личный вклад

2 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1 Летучие мыши как источник вирусных трансграничных инфекций

2.2 Особенности биологии Рукокрылых

2.3 Клеточные субстраты

2.4 Чувствительность клеточных линий из тканей и органов летучих мышей к вирусам

2.5 Заключение по обзору литературы

3 СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1 Материалы и методы

3.1.1 Материалы

3.1.2 Методы

3.2 Результаты исследований

3.2.1 Получение первичной культуры и субкультур клеток почки летучей мыши Pipistrellus nathusii

3.2.2 Получение и характеристика диплоидного штамма клеток почки летучей мыши Pipistrellus nathusii (diploid cell line Pipistrellus nathusii kidney)

3.2.3 Получение и характеристика клеточных линий летучей мыши вида нетопырь-карлик (Pipistrellus pipistrellus)

3.2.4 Получение и характеристика диплоидных штаммов клеток легкого летучей мыши Pipistrellus pipistrellus

3.2.5 Получение субкультуры почки рыжей вечерницы (Nyctalus noctula)

3.2.6 Изучение чувствительности штаммов диплоидных клеток летучих мышей к вирусам различных таксономических групп

3.2.7 Обсуждение результатов исследований

4 ЗАКЛЮЧЕНИЕ

4.1 Выводы

4.2 Практическое использование полученных результатов

4.3 Перспективы дальнейшей разработки темы

5 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

6 СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

7 ПРИЛОЖЕНИЕ

1 ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Получение и характеристики биологических свойств диплоидных штаммов культур клеток из тканей представителей отряда Рукокрылых (Chiroptera)»

1.1 Актуальность темы

Возникновение и распространение новых вирусных заболеваний человека и животных интенсифицировало исследования по поиску источников, переносчиков и резервуаров вирусов, эволюции, изменчивости и механизмов преодоления возбудителями этих болезней межвидовых барьеров.

В биоматериалах от летучих мышей выявлены геномы более 200 вирусов различных таксономических групп [133]. Выделение из их органов и тканей ряда вирусных патогенов подтверждает роль представителей этого отряда млекопитающих, как важнейшего звена эпидемического процесса при ряде особо опасных инфекционных болезнях [15].

Рукокрылые, включающие летучих мышей, насчитывают более 1420 видов. Они являются вторым после грызунов отрядом млекопитающих по численности [43], что, наряду с их высокой популяционной плотностью, широчайшим ареалом распространения [126], миграционной подвижностью и особенностями организации иммунной системы [35] дает все основания рассматривать их как важнейший природный резервуар и источник распространения вирусных патогенов [32; 46; 186].

Установлено, что летучие мыши в большинстве биогеографических регионов, включая Западную Палеарктику, являются естественным резервуаром для вирусов многих значимых семейств, таких как Filoviridae [87], Согопаутёае [107], КЬаЬёоутёае [144; 149], НегреБутёае, Аёепоутёае [142], Яеоутёае [108], Рагашухоутёае [111; 112; 145], Astroviridae и других [132].

Тем не менее, роль летучих мышей в эпидемиологии вирусных инфекций для Российской Федерации изучена недостаточно.

Основной лабораторной моделью для выделения вирусных патогенов являются культуры клеток [117].

В то же время изоляция вирусов, ассоциированных с летучими мышами, с использованием линий клеток млекопитающих, полученных из тканей других

видов животных, не являющихся резервуарными, как правило, не эффективна и попытки выделения инфекционных агентов, переносимые летучими мышами, в большинстве случаев не увенчались успехом [29; 175].

Таким образом, получение, стабилизация биологических характеристик культур клеток из тканей представителей отряда Рукокрылых, обитающих в России, создание банков криоконсервированных клеток с известной чувствительностью к вирусам различных таксономических групп является актуальной задачей отечественной вирусологии.

1.2 Степень разработанности проблемы

Большинство работ по идентификации вирусов, выделенных от летучих мышей, ограничивается молекулярно-генетическими методами исследований. Однако, сам факт инфицирования животных, в свою очередь, указывает на пермиссивность клеток тканей представителей этого отряда млекопитающих к вирусам различных таксономических групп [115; 143]. Установлено, что наибольшей чувствительностью к вирусам, ассоциированным с Рукокрылыми, обладают культуры клеток из тканей и органов летучих мышей [37], тем не менее количество и видовой спектр таких культур клеток в коллекциях и репозиториях, крайне ограничены [105]. В последние годы проблеме получения культур клеток из тканей различных видов Рукокрылых как клеточных субстратов для изоляции и изучения вирусов возбудителей особо опасных зоонозных болезней человека, уделено значительное внимание [54; 73; 177; 180].

Для вирусологических исследований широко применяют диплоидные клеточные культуры, поскольку они характеризуются однородностью цитоморфологических характеристик, стабильным кариотипом, активной пролиферацией и не обладают онкогенным потенциалом [96; 113].

Отсутствие соответствующих лабораторных клеточных моделей затрудняет изучение роли летучих мышей, обитающих на территории Российской Федерации, выступать в качестве переносчиков возбудителей из эпизоотически

неблагополучных сопредельных регионов и формировать резервуары инфекции, включая патогены сельскохозяйственных животных и зоонозы.

Именно поэтому получение и изучение чувствительности к вирусам клеточных культур из тканей и органов различных видов летучих мышей явилось предметом наших исследований.

1.3 Цели и задачи исследований

Целью наших исследований являлось получение и изучение биологических свойств культур клеток из тканей летучих мышей, обитающих и мигрирующих на территории Российской Федерации, а также оценка их пермиссивности к возбудителям эпидемиологически значимых вирусных инфекций.

В соответствии с этим необходимо было решить следующие задачи:

1. Получить первично-трипсинизированные культуры клеток из различных тканей и органов летучих мышей, обитающих и мигрирующих на территории Российской Федерации.

2. Изучить цитоморфологические и ростовые характеристики полученных субкультур клеток и создать их криобанки на ранних пассажных уровнях.

3. Методом последовательных пересевов получить диплоидные штаммы клеток из тканей летучих мышей и оптимизировать условия их культивирования.

4. Изучить кариологические характеристики диплоидных штаммов клеток летучих мышей и провести их паспортизацию и депонирование в криобанк коллекцию клеточных культур на различных пассажных уровнях.

5. Изучить пермиссивность полученных диплоидных штаммов клеток к вирусам различных таксономических групп - возбудителям особо опасных и карантинных болезней животных, представляющим эпизоотические риски для Российской Федерации.

1.4 Научная новизна

Впервые получены культуры клеток из тканей летучих мышей, обитающих и мигрирующих на Европейской части Российской Федерации: почки лесного нетопыря (РгргяХгеИт пМНшИ) и легкого, почки, сердца нетопыря-карлика

(Pipistrellus pipistrellus). Изучены их биологические свойства и созданы криобанки данных субкультур на ранних пассажных уровнях.

Получены и охарактеризованы штаммы диплоидных клеток почки летучей мыши Pipistrellus nathusii (diploid cell line Pipistrellus nathusii kidney) и две субпопуляции клеток из легочной ткани нетопыря-карлика двух фенотипов: фибробластоподобные - Pipistrellus pipistrellus lung f. и эпителиоподобные -Pipistrellus Pipistrellus lung ep.

Определены оптимальные параметры культивирования диплоидных штаммов клеток из тканей летучих мышей.

Проведена оценка чувствительности полученных диплоидных культур клеток (Pipistrellus nathusii kidney, Pipistrellus pipistrellus lung f., Pipistrellus pipistrellus lung ep.) к вирусам, представляющим разные таксономические группы, в том числе к эпидемически значимым вирусам.

1.5 Теоретическая и практическая значимость работы

В Коллекции клеточных культур ФГБНУ ФИЦВиМ созданы паспортизированные криобанки субкультур клеток на ранних пассажных уровнях и новых штаммов диплоидных клеток почки P. nathusii и штаммов диплоидных клеток легкого P. pipistrellus.

Полученные культуры клеток показали высокий уровень пермиссивности к ряду вирусов различных таксономических групп, что позволяет рекомендовать их к использованию для первичного выделения, культивирования и изучения биологических свойств этих патогенов.

Утверждены паспорта и «Методические положения по поддержанию и хранению субкультур и штаммов диплоидных клеток летучих мышей».

Активная репродукция ряда вирусов в культурах клеток P. nathusii и P. pipistrellus указывает на потенциальную возможность участия данных видов Рукокрылых в их эпизоотологическом цикле.

1.6 Методология и методы исследований

Методология проведенных исследований включает методы клеточной биологии, вирусологические исследования (вирусовыделение, культивирование, титрование вируса), серологические, молекулярно-биологические (количественная ПЦР в режиме реального времени), статистический анализ, световую и флуоресцентную микроскопию.

1.7 Основные положения, выносимые на защиту

1. Биологические свойства субкультур первично-трипсинизированных клеток и диплоидного штамма культуры клеток почки лесного нетопыря (diploid cell line Pipistrellus nathusii kidney), паспортизированные криобанки этих клеток в жидком азоте для вирусологических исследований.

2. Биологические свойства субкультур первично-трипсинизированных клеток легкого, почки, сердца нетопыря-карлика и диплоидных штаммов культур клеток легкого нетопыря-карлика - фибробластоподобных (diploid cell line Pipistrellus Pipistrellus lung f.) и эпителиоподобных- (diploid cell line Pipistrellus Pipistrellus lung ep.), паспортизированные криобанки этих клеток в жидком азоте для вирусологических исследований.

3. Пермиссивность диплоидных штаммов клеток, полученных из тканей почки лесного нетопыря и легкого нетопыря-карлика к вирусам семейств: Rhabdoviridae, Bunyaviridae, Phenuiviridae, Reoviridae, Flaviviridae, Poxviridae, Paramixoviridae, Herpesviridae, Coronaviridae.

1.8 Степень достоверности и апробация результатов исследований

Результаты исследований подвергнуты статистическому анализу с определением степени достоверности. Основные результаты диссертационной работы представлены и обсуждены на заседаниях Ученого совета ФГБНУ ФИЦВиМ (2018-2021 гг.), при защите научно-квалификационной работы на Государственной итоговой аттестации по окончанию аспирантуры, а также на научно-практических конференциях:

- Всероссийской конференции с международным участием «Актуальные проблемы клеточной биологии и клеточных технологий» (С.-Пб., 2019 г.);

- материалы XXVIII Международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «ЛОМОНОСОВ-2021» (М., 2021г.);

- «Микромир, макро-проблемы» (п. Вольгинский, 2018г., 2019г.).

1.9 Публикации результатов

Основные результаты диссертации опубликованы в 6 научных работах, в том числе 4 статьи в журналах по перечню ВАК (1 статья в журнале WoS СС Q2), 2 - в материалах научных конференций.

1.10 Личный вклад

Диссертационная работа выполнена самостоятельно. Автору принадлежит ведущая роль в выборе и выполнении основных исследований, а также обобщении полученных результатов.

За консультативную и методическую помощь при выполнении ряда этапов исследований автор выражает благодарность кандидату ветеринарных наук А.В. Луницину, кандидату ветеринарных наук О.Г. Лаптевой, кандидату биологических наук О.Л. Колбасовой, кандидату ветеринарных наук С.П. Живодерову, кандидату биологических наук И.П. Синдряковой.

2 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1 Летучие мыши как источник вирусных трансграничных инфекций

За последние тридцать лет наблюдается резкий всплеск распространения вирусных болезней. Отмечается, что шестьдесят процентов из вновь возникающих инфекций являются зоонозами, связанными с резервуарными животными, и более двух третей патогенов циркулирует среди представителей дикой фауной. [48]. Межвидовая передача возбудителей рассматривается как глобальная угроза популяциям человека и животных и является причиной повышенного риска возникновения вспышек заболеваний. Существенное влияние на данный процесс на современном этапе оказывают различные социально-экономические и природные факторы, включая урбанизацию, вырубку лесов, которая уменьшила естественную среду обитания и вынудила диких животных покинуть свою нишу, интенсификация сельского хозяйства и возможность быстрого распространения инфекций, связанная с использованием современного транспорта, миграция населения и изменение климата [93; 171].

В настоящее время представители отряда Рукокрылых считаются одним из важнейших источников, переносчиком и резервуаров возбудителей многих особо опасных и карантинных болезней человека и животных [32; 46; 186].

Предполагается, что эволюция летучих мышей и их вирусов сформировала уникальные отношения хозяин-патоген [106].

В значительной части исследований показано, что эти животные являются естественными резервуарами для вирусов, вызывающих заболевания и эпидемии с самыми высокими показателями смертности, такие как геморрагическая лихорадка Эбола, лихорадка Марбург [70], а так же коронавирусные инфекции, включая 8АЯ8-СоУ-2 [91].

Одним из первых установленных особо опасных патогенов, передаваемых летучими мышами, явился вирус бешенства [2].

Десять из двенадцати циркулирующих штаммов рода Lyssavirus семейства Rhabdoviridae связаны только с рукокрылыми [161].

Ранее основным резервуаром вируса среди летучих мышей рассматривали вампиров Центральной и Южной Америки [115].

Вместе с тем установлено, что и насекомоядные представители отряда Chiroptera также являются переносчиками вируса бешенства. Например, серебристая летучая мышь (Lasionycteris noctivagans) явилась источником смертельной инфекции среди людей в Канаде, где в провинции Британская Колумбия по разным оценкам до 13% популяции этого вида летучих мышей -носители лиссавирусов. В Канаде за период, начиная с 1970 года, зарегистрировано семь случаев бешенства, ассоциированных с летучими мышами, причем последний смертельный исход зафиксирован у 21 -летнего человека в 2019 году [80].

В Европе, после прямых контактов с рукокрылыми, инфицированными лиссовирусами, отмечены пять случаев летальных исходов среди людей - на Украине (два случая) [135], России (два случая) [42], Великобритании [85].

Следует отметить, что у видов летучих мышей, обитающих на европейском континенте, встречаются два штамма лиссовирусов - EBLV-1 и EBLV-2, а классический вирус бешенства (RABV), циркулирующий среди диких и домашних животных (лисиц, волков, кошек, собак и др.), не встречается. Предполагается, что риски передачи человеку вируса бешенства EBLV-1 и EBLV-2 весьма малы и из 45 видов летучих европейских мышей лиссовирусы идентифицированы у трёх: EBLV-1 - у позднего кожана (Eptesicus serotinus), EBLV-2 у двух видов ночниц: ночницы водяной (Myotis daubentonii) и ночницы прудовой (Myotis dasycneme) [83].

Показано, что и клинически здоровые летучие мыши могут переносить множество возбудителей болезней, часть из которых является смертельными для человека [14].

С вирусоносительством летучими мышами связывают вспышки болезней Нипах в Малайзии (1998-1999 гг.) в Индии (2001, 2007, 2018, 2021 гг.) и Бангладеш (2001 г.) [55; 168], инфекции Хендра в Австралии (1994 г.) [30; 81] и тяжелого острого респираторного синдрома (ЫБЯЗ-СоУ) в Саудовской Аравии 2003 г. [73]. Эти данные заложили основу для исследования летучих мышей как природного резервуара новых вирусов [44; 175].

Расследование причин возникновения эпидемии атипичной пневмонии в Китае в 2003 г., сопровождающейся заражением 8098 человек и смертью 774 человек, показало, что коронавирус - возбудитель SARS-CoV распространен среди подковоносых летучих мышей рода КЫпо\оркт [44; 92; 166], которые инфицировали цивет. Считают, что это животное семейства виверровых, употребляемое на юге Китая в пищу, в свою очередь инфицировало «нулевого пациента» в 2002 году, коронавирус мутировал, преодолел межвидовой барьер и обрел способность с легкостью передаваться от человека к человеку [176; 184].

Результаты изучения этого коронавируса летучих мышей в Китае показали, что он более чем на 98% идентичен по геномной последовательности SARS-CoV и способен использовать рецептор АСЕ2 на клетках человека [107].

Неудачные попытки изоляции вируса SARS-CoV от летучих мышей затрудняют оценку его инфицирующего потенциала, однако, следует отметить, что "консенсусный" вирус, построенный с помощью обратной генетики, продемонстрировал высокую вероятность заражения человека [164].

Несмотря на то, что значительное внимание было сосредоточено на вирусах, связанных с SARS-CoV, международное сообщество вновь было не готово к появлению вспышки Ближневосточного респираторного синдрома (MERS-CoV) в 2012 году [110].

В результате вспышек по состоянию на 1 октября 2018 года MERS-CoV заразил 2249 человек в 27 странах с летальностью 35% [129]. Установлено, что кроме летучих мышей, как важный резервуар для вирусов, связанных с MERS-CoV, были идентифицированы верблюды [58; 76; 124; 128; 130; 151]. Ряд

исследователей отмечает, что есть убедительные доказательства того, что эволюционными предками этих вирусов явились летучие мыши [56; 67; 89].

В последнее десятилетие у разных видов летучих мышей, обитающих в Азии, Европе, Африке и Америке, были обнаружены новые коронавирусы [69]. Отмечено, что по состоянию на 2012 год в пределах родов коронавирусов Alphacoronavirus и Betacoronavirus, которые в основном поражают млекопитающих, 7 из 15 известных видов вирусов обнаружены только у летучих мышей [37; 68]. Предполагается, что летучие мыши являются основными хозяевами альфа-коронавирусов и бета-коронавирусов и играют важную роль в качестве источника генов в эволюции этих двух родов коронавирусов [68].

Установлено, что насекомоядные подковоносые летучие мыши вида Rhinolophus продемонстрировали положительный результат на коронавирус [152].

Помимо bat-SARS-CoV, идентифицирован новый коронавирус группы 1, bat-CoV HKU2 у Rhinolophus sinicus [60].

Отмечено, что ряд видов семейства Vespertilionidae - Miniopterus magnater, Miniopterus pusillus, Pipistrellus pipistrelus, Pipistrellus abramus - могут переносить другие типы коронавирусов [191].

При исследовании эволюционного происхождения SARS-CoV-2 обнаружено 24 новых вида коронавируса у летучих мышей. В образцах слюны и продуктов жизнедеятельности 342 летучих мышей вида Rhinolophus обнаружено более двух десятков геномов и выявлено четыре коронавируса, схожих с SARS-CoV-2, которые продолжают циркулировать в популяциях летучих мышей [105]. В этой же работе отмечено, что летучие мыши являются отличным природным резервуаром для патогенов, вызывающих тяжелые заболевания у людей.

Одним из первых выявленных BSL4-агентов (представляющих самый высокий уровень биологической опасности), переносимых летучими мышами, был вирус Hendra (HeV) в Австралии в 1994 году, при вспышке которого летальность у людей составила 57% [27].

Новый патоген стал причиной смерти 7 человек и вызвал 103 случая заболевания лошадей и 2 случая заболевания собак [82].

Было установлено, что четыре вида летучих лисиц в Австралии (Pteropus poliocephalus, P. alecto, P. scapulatus и P. conspicillatus) серопозитивны к HeV и у всех обнаружен вирус в моче, при этом черная летучая лисица (Pteropus alecto) рассматривается в качестве основного резервуарного хозяина [37].

В 1998 году в Малайзии изолирован Nipah virus (NiV), близкородственный вирусу Hendra, который передавался от летучих мышей человеку с участием свиней в качестве промежуточного звена эпидемического процесса [79]. Эта вспышка привела к заболеванию 283 человек и летальность составила 39%. Отмечено 11 случаев заболевания NiV и одной смерти среди работников скотобойни в Сингапуре [55]. Родственный, но не идентичный вирус был ответственен за многочисленные вспышки NiV в Бангладеш/Индии [139; 157], причем последняя вспышка произошла в 2018 году в Керале и привела к смерти 17 человек из 19 заболевших [187]. Резервуарными хозяевами NiV идентифицированы большая летучая лисица (P. vampyrus) и малая летучая лисица (P. hypomenalus) в Малайзии [112; 141], индийская летучая лисица (P. giganteus) в Бангладеш и Индии [64; 99]. После многих лет безуспешных попыток NiV был изолирован от индийской летучей лисицы в Бангладеш [109]. Процент смертности, вызванной хенипавирусной инфекцией при различных путях передачи возбудителя во время вспышек в разных странах, представлен на рисунке 1. Помимо HeV и NiV, Cedar virus (CedPV) остается единственным изолированным видом хенипавируса, непатогенным для человека [52]. Серологические доказательства хенипавирусной инфекции обнаружены в популяциях летучей лисицы Лайла (Pteropus lylei) в Юго-Восточной Азии [33], большой летучей лисицы в Индонезии [140]. Полагают, что он может быть эндемичным среди популяций летучих мышей на Африканском континенте [77; 78; 98; 100]. Так же хенипавирус Kumasi virus (KumPV) идентифицирован методом секвенирования генома у летучих мышей в Гане [45]. В совокупности

эти исследования указывают на широкое, глобальное распространения хенипавирусов.

Рисунок 1 - Пути передачи хенипавирусов при различных вспышках

(приведено по L.-F. Wang, D. E. Anderson [185])

Установлена циркуляция различных парамиксовирусов в городской популяции африканских плодовых летучих мышей [57].

Идентификация парамиксовирусов у летучих мышей и грызунов на островах Юго-Западного региона Индийского океана показала, что эти популяции животных являются резервуарными для данных вирусов и, вероятно, будут важным движущим фактором эволюционных процессов, которые в конечном итоге могут привести к возникновению вспышек болезней [101].

В 2012 году у бразильских летучих мышей-вампиров молекулярно-генетическими методами исследований обнаружены две короткие последовательности полимеразы морбилливируса. Следует отметить, что ни один инфекционный вирус не был выделен [183].

Исследование материала от 55 летучих мышей в Германии семейства Vespertilionidae аденовирус, штамм BtAdV-2 PPV1 идентифицирован у вида нетопыря-карлика (Pipistrelluspipistrellus) [137].

Также положительные результаты на аденовирус показали 9 из этих 12 исследованных видов летучих мышей в Центральной Европе, Венгрии и Германии [155].

Обнаружено присутствие в геномах летучих мышей ретровирусов (ERVs) из родов Betaretrovirus, Gammaretrovirus и ВеНжегоу!!^ [28; 66; 103; 104].

Показаны эволюционные взаимоотношения между этими ERVs летучих мышей и других млекопитающих и ключевая роль летучих мышей в передаче ретровирусов между различными видами млекопитающих [62; 97].

Геномным анализом установлено, что летучие мыши служили хозяевами для ретровирусов на протяжении большей части их эволюционной истории [103].

Изучение биологических свойств вирусных изолятов, переносимых представителями отряда Рукокрылых, на целевых животных крайне затруднено как из-за практически полного отсутствия виварного содержания летучих мышей, так и особенностей иммунитета этого вида млекопитающих [29].

Идентификация в биоптате и экскретах летучих мышей геномов более 200 видов вирусов различных таксономических групп [133] подтвердила роль представителей этого отряда млекопитающих как важнейшего звена эпидемического процесса при ряде особо опасных инфекционных болезнях [15].

2.2 Особенности биологии Рукокрылых

Рукокрылые (лат. Chiroptera), насчитывающие более 1420 видов, составляют второй по численности после грызунов (Rodentia) отряд млекопитающих, который делят на два подотряда: летучих мышей и крыланов [43]. На протяжении долгого времени летучих мышей рассматривали как подотряд, однако в результате кариологических и молекулярно-генетических исследований установлено, что эта группа сборная и также включает представителей надсемейства Rhinolophoidea, более родственных крыланам, чем прочим летучим мышам. Тем не менее, в русскоязычной научной и научно-популярной литературе название «летучие мыши» продолжают использовать в прежнем значении. Фактически под это

название подпадают представители 6 семейств, относящихся к Rhinolophoidea, и 14 семейств, ныне объединяемых в подотряд Yangochiroptera [14].

Считают, что за последние 100 миллионов лет представители отряда Chiroptera, как одни из древнейших видов млекопитающих, подверглись обширному видообразованию [26].

Изучение видового разнообразия представителей отряда Chiroptera, ареалов распространения и миграции в странах Европы, Северной Америке, в субтропическом и тропическом поясе, позволило выяснить многие особенности их экологии и биологии [15; 71; 75; 136].

Летучие мыши - это одна из интенсивно изучаемых в последнее время групп млекопитающих [125], образ жизни которых в умеренном климате включает чередование периодов «оседлости» (зимовка, летние выводковые колонии) и «миграционной активности» (перемещения от мест зимовок к местам вывода потомства и обратно). «Миграционная активность» у разных видов выражена в различной степени - от «оседлых» (например, Plecotus auritus), перемещающихся в пределах нескольких десятков километров между летними и зимними убежищами, до «настоящих» мигрантов (например, Pipistrellus nathusii), дальность перелетов которых приближается к 2000 км [40].

В Европейской части России обитает около 40 видов летучих мышей, являющихся насекомоядными, которые представлены родами Miotis (Ночницы), Plecotus (Ушаны), Nictalus (Вечерницы), Vespertilio (Кожаны и Нетопыри) [16].

Ежегодная миграция части популяций летучих мышей средней полосы РФ на юг достигает территорий Черноморского побережья, Закавказья, северного Ирана, северной Турции и Средиземноморья [20], в том числе и регионов, стационарно неблагополучных по особо опасным болезням сельскохозяйственных животных [172]. Отмечается, что при значительном разнообразии географических, природно-климатических и ландшафтных ареалов распространения, большинство летучих мышей, использующих для защиты от отрицательных температур убежища, как правило, пещеры, в последнее время

активно осваивают антропургические условия обитания, причем строения, связанные с деятельностью человека, для некоторых видов летучих мышей являются преимущественными [24] и их обитатели становятся синантропизированными видами (поздний кожан, нетопырь-карлик, кожановидный нетопырь и др.) [11].

Питаются европейские летучие мыши исключительно насекомыми -мухами, комарами, мокрецами, многие из которых являются потенциальными векторами возбудителей особо опасных вирусных болезней животных. По оценкам специалистов одна летучая мышь в течение часа охоты съедает от 200 до 600 насекомых [134]. Особь весом в 40 граммов способна съесть до 30 граммов корма.

Показано, что одна репрезентативная колония Tadarida brasiliensis в Аргентине состояла примерно 64 000 особей и по подсчёту хироптерологов поедала от 209 до 385 кг насекомых каждую ночь с сентября по конец февраля, что демонстрирует их важную роль в экосистеме [163].

В значительной части исследований отмечено, что основной путь передачи вирусов, ассоциированных с летучими мышами, другим видам млекопитающих, включая сельскохозяйственных животных, является прямое контактное заражение и через контаминированные секретами и экскретами летучих мышей кормовые продукты (плоды растений) и иные объекты (места пребывания) [131].

Показано, что в популяции летучих мышей возможна передача возбудителей зоонозных инфекций, как между особями, так и обмен патогенами с представителями других видов млекопитающих, включая человека, чему способствует формирование крупных тесных колоний и значительный ареал миграции этих единственных летающих млекопитающих [59; 188].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Поволяева Ольга Сергеевна, 2022 год

5 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Биологическая характеристика и пермиссивность к вирусам штамма диплоидных клеток почки летучей мыши нетопыря / О. С. Поволяева, С. Г. Юрков, О. Г. Лаптева [и др.] // Вопросы вирусологии. - 2021. - Т. 66. - № 1. - С. 29-39.

2. Ботвинкин А. Д. Смертельные случаи заболевания людей бешенством в Евразии после контактов с рукокрылыми. (Обзор литературы) / А. Д. Ботвинкин // Р1есоШв е1 а1. - 2012. - Т. 14. - С. 75-86.

3. Валидация модифицированного алгоритма прогнозирования восприимчивости хозяина к вирусам с учетом параметров восприимчивости первичных культур клеток-мишеней и факторов врожденного иммунитета / В. А. Жуков, Л. Н. Шишкина, А. С. Сафатов [и др.] // Вестник Российской Академии медицинских наук. - 2010. - С. 24-29.

4. Воронцов Н. Н. Сравнительная кариология летучих мышей семейства УеБрегШюшёае (СЫго-р1ега). Мат. II Всесоюзн. совещ. по млекопит. "Млекопитающие (эволюция, кариология, систематика, фаунистика)" / Н. Н. Воронцов, В. Т. Волобуев, С. И. Раджабли. - Новосибирск: Наука, 1969. - С. 1621.

5. Голубев Д. Б. Руководство по применению клеточных культур в вирусологии / Д. Б. Голубев, А. А. Соминина, М. Н. Медведева. - Ленинград: Медицина, 1976. - 224 с.

6. Дзуев Р. И. Особенности хромосомного набора и промеров тела средиземноморского нетопыря (р1р1вге11ш киЫ1) в условиях лесостепного пояса северного макрослона центрального кавказа / Р. И. Дзуев, М. А. Хашкулова, И. Х. Боготова // Современные проблемы науки и образования. - 2016. - № 3. - С. 390.

7. Дьяконова Л. П. Животная клетка в культуре (методы и применение в биотехнологии) / Л. П. Дьяконова // Современные наукоемкие технологии. - 2009. - № 12. - С. 27-28.

8. Животная клетка в культуре (Методы применение в биологии) / Л. П. Дьяконов, В. И. Ситьков, Т. В. Гальнбек [и др.]; под ред. Л. П. Ситькова, В. И. Дьякова. - Москва: Компания Спутник, 2000. - 398 с.

9. Захаров В. М. Разработка программы по. борьбе с ящуром в странах СНГ / В. М. Захаров, А. М. Рахманов // Актуал. пробл. инфекц. патологии животных. -Владимир, 2003. - С. 14-18.

10. Клеточная биотехнология: учебно-методическое пособие / Г. П. Пинаев, М. И. Блинова, Н. С. Николаенко, [и др.] // Санкт-Петербург: Издательство Политехнического университета. - 2011. - 209 с.

11. Кулик И. Л. Медицинская териология: Грызуны, хищные, рукокрылые / И. Л. Кулик под ред. В. В. Кучерук. - Москва: Наука, 1989. - С. 168-220.

12. Культура животных клеток. Методы / Д. Конки, Э. Эрба, Р. Фрешни, [и др.]. Перевод с англ. М. А. Панова. - Москва: Мир, 1989. - 333 с.

13. Лакин Г. Ф. Биометрия / Г. Ф. Лакин. - 4-е изд. - Москва: Высшая школа, 1990. - 352 с.

14. Летучие мыши // соШшпег-Ше: Летучие мыши.

15. Макаров В. В. Вирусы и рукокрылые. Эпидемиологические особенности восприимчивости / В. В. Макаров, Д. А. Лозовой // Пест-Менеджмент. - 2017. -№4. - С.12-22.

16. Макаров В. В. Новые особо опасные инфекции, ассоциированные с рукокрылыми / В. В. Макаров, Д. А. Лозовой. - Владимир: РУДН, ФГБУ «ВНИИЗЖ», 2016. - 160 с.

17. Михалишин Д. В. Разработка технологии изготовления эмульсионной вакцины против ящура сельскохозяйственных животных: дис. ...докт. вет. наук: 06.02.02/ Михалишин Дмитрий Валерьевич. - Владимир, 2021. - С. 13-22.

18. Мищенко, А. В. Ящур В РФ и сопредельных странах в 2004-2017 годах: особенности эпизоотологии, осуществление мониторинговых исследований и противоэпизоотических мероприятий: автореф. дис. .докт. вет. наук: 06.02.02/ Мищенко Алексей Владимирович. - Владимир, 2021. - 35с.

19. Неверов В. А. Герпесвирусные инфекции, вызываемые лимфотропными вирусами. Часть IV / В. А. Неверов, Т. П. Демиденко, В. В. Васильев // Российский семейный врач. - 2018. - Т. 22, № 2. - С. 5-13.

20. Нетопырь Натузиуса, лесной нетопырь. - URL: https://vertebrata.ru/lesnoj_netopyr (дата обращения: 21.06.2021). - Текст: электронный.

21. Никольский H. Н. Биология клетки в культуре / H. Н. Никольский, Ю. Б. Бахтин, Т. Н. Игнатова; ред. A. C. Трошина. - Ленинград: Наука, - 1984. - 280 с.

22. Пинаев Г. П. Методы культивирования клеток / Г. П. Пинаев, М. С. Богданова. // Санкт-Петербург: Издательство Политехнического университета. -2008. - 278 с.

23. Популяционная структура вируса африканской чумы свиней по признаку количественной гемадсорбции / В. В. Макаров, И. Ф. Вишняков, Н. А. Власов, А. М. Серова // Вопросы вирусологии. - 1991. - Т. 36, № 4. - С. 321-324.

24. Транквилевский, Д.В. Beроятность заражения населения возбудителями, ассоциированными с рукокрылыми, в Российской Федерации. Здоровье населения и среда обитания / Д.В. Транквилевский, В.И. Жуков, В.А. Царенко // Здоровье населения и среда обитания - ЗНиСО. - 2018. - №3. - С. 32-37.

25. Юрков С. Г. Каталог коллекции клеточных культур ВНИИВВиМ / С. Г. Юрков, О. Л. Колбасова, В. В. Зуев. - Россельхозакадемия, ВНИИВВиМ. - 2010. -89 с.

26. A Molecular Phylogeny for Bats Illuminates Biogeography and the Fossil Record / E. C. Teeling, M. S. Springer, O. Madsen [et al.] // Science. - 2005. - Vol. 307, № 5709. - P. 580-584.

27. A morbillivirus that caused fatal disease in horses and humans / K. Murray, P. Selleck, P. Hooper [et al.] // Science. - 1995. - Vol. 268, № 5207. - P. 94-97.

28. A novel Australian flying-fox retrovirus shares an evolutionary ancestor with Koala, Gibbon and Melomys gamma-retroviruses / L. McMichael, C. Smith, A. Gordon [et al.] // Virus Genes. - 2019. - Vol. 55, № 3. - P. 421-424.

29. A Novel Bat Herpesvirus Encodes Homologues of Major Histocompatibility Complex Classes I and II, C-Type Lectin, and a Unique Family of Immune-Related Genes / H. Zhang, S. Todd, M. Tachedjian [et al.] // Journal of Virology. - 2012. - Vol. 86, № 15. - P. 8014-8030.

30. A Novel Morbillivirus Pneumonia of Horses and its Transmission to Humans / K. Murray, R. Rogers, L. Selvey [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 1995. - Vol. 1, № 1. - P. 31-33.

31. Accelerated viral dynamics in bat cell lines, with implications for zoonotic emergence / C. E. Brook, M. Boots, K. Chandran [et al.] // eLife. - 2020. - Vol. 9. - P. e48401

32. Amplification of Emerging Viruses in a Bat Colony / J. F. Drexler, V. M. Corman, T. Wegner [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2011. - Vol. 17, № 3. - p. 449-456.

33. Antibodies to Nipah-Like Virus in Bats (Pteropus lylei) , Cambodia / J. G. Olson, C. Rupprecht, P. E. Rollin [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2002. - Vol. 8, № 9. - P. 987-988.

34. AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals: 2020 Edition / S. Leary, W. Underwood, R. Anthony, S. Cartner.

35. Baker M. L. Antiviral Immune Responses of Bats: A Review / M. L. Baker, T. Schountz, L.-F. Wang // Zoonoses and Public Health. - 2013. - Vol. 60, № 1. - P. 104116.

36. Baker R. J. Karyotypic trends in bats / R. J. Baker // Biology of Bats. - New York: Academic Press, 1970. - P. 65-95.

37. Baker S. Coronaviridae / S. Baker. - 2012.

38. Bat Airway Epithelial Cells: A Novel Tool for the Study of Zoonotic Viruses / I. Eckerle, L. Ehlen, R. Kallies [et al.] // PLoS ONE. - 2014. - Vol. 9, № 1. - P. e84679.

39. Bat Flight and Zoonotic Viruses / T. J. O'Shea, P. M. Cryan, A. A. Cunningham [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2014. - Vol. 20, № 5. - P. 741-745.

40. Bat Migrations in Europe - A Review of Banding Data and Literature: Naturschutz und Biologische Vielfalt / R. Hutterer, T. Ivanova, L. Rodrigues, C. MeyerCords // Naturschutz und Biologische Vielfalt. - 2005, № 28. - P. 176.

41. Bat origin of human coronaviruses / B. Hu, X. Ge, L.-F. Wang, Z. Shi // Virology Journal. - 2015. - Vol. 12, № 1. - P. 221.

42. Bat rabies in the Union of Soviet Socialist Republics. Rabies Bulletin Europe. -1987. - Vol. 4, № 12.

43. Bat-borne virus diversity, spillover and emergence / M. Letko, S. N. Seifert, K. J. Olival [et al.] // Nature Reviews Microbiology. - 2020. - Vol. 18, № 8. - P. 461-471.

44. Bats Are Natural Reservoirs of SARS-Like Coronaviruses / W. Li, Z. Shi, M. Yu [et al.] // Science. - 2005. - Vol. 310, № 5748. - P. 676-679.

45. Bats host major mammalian paramyxoviruses / J. F. Drexler, V. M. Corman, M. A. Müller [et al.] // Nature Communications. - 2012. - Vol. 3, № 1. - P. 796.

46. Bats: Important Reservoir Hosts of Emerging Viruses / C. H. Calisher, J. E. Childs, H. E. Field [et al.] // Clinical Microbiology Reviews. - 2006. - Vol. 19, № 3. -P. 531-545.

47. Bats in ecosystems and their Wide spectrum of viral infectious potential threats: SARS-CoV-2 and other emerging viruses / D. K. Bonilla-Aldana, S. D. Jimenez-Diaz, J. S. Arango-Duque [et al.] // International Journal of Infectious Diseases. - 2021. -Vol. 102. - P. 87-96.

48. Beena V. Emerging horizon for bat borne viral zoonoses / V. Beena, G. Saikumar // VirusDisease. - 2019. - Vol. 30, № 3. - P. 321-328.

49. Bombali Virus in Mops condylurus Bat, Kenya / K. M. Forbes, P. W. Webala, A. J. Jääskeläinen [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2019. - Vol. 25, № 5. - P. 955957.

50. Brown F. Evolving Scientific and Regulatory Perspectives on Cell Substrates for Vaccine Development. Vol. 106 / F. Brown, P. Krause, K. Peden; Jr. A. M. Lewis ред. ISBN: 978-3-8055-7286-6publisher-place: Rockville. - Rockville, Md., 1999. - 550 с.

51. Can bats sense smoke during deep torpor? / A. C. Doty, S. E. Currie, C. Stawski, F. Geiser // Physiology & Behavior. - 2018. - Vol. 185. - P. 31-38.

52. Cedar Virus: A Novel Henipavirus Isolated from Australian Bats / G. A. Marsh, C. de Jong, J. A. Barr [et al.] // PLoS Pathogens. - 2012. - Vol. 8, № 8. - P. e1002836.

53. Cell culture-derived influenza vaccines from Vero cells: a new horizon for vaccine production / E. Montomoli, B. Khadang, S. Piccirella [et al.] // Expert Review of Vaccines. - 2012. - Vol. 11, № 5. - P. 587-594.

54. Cell lines from the Egyptian fruit bat are permissive for modified vaccinia Ankara / I. Jordan, D. Horn, S. Oehmke [et al.] // Virus Research. - 2009. - Vol. 145, № 1. - P. 54-62.

55. Chua K. B. Nipah Virus: A Recently Emergent Deadly Paramyxovirus / K. B. Chua // Science. - 2000. - Vol. 288, № 5470. - P. 1432-1435.

56. Close Relative of Human Middle East Respiratory Syndrome Coronavirus in Bat, South Africa / N. L. Ithete, S. Stoffberg, V. M. Corman [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2013. - Vol. 19, № 10. - P. 1697-1699.

57. Co-circulation of diverse paramyxoviruses in an urban African fruit bat population. / K. S. Baker, S. Todd, G. Marsh [et al.] // The Journal of general virology.

- 2012. - Vol. 93, № Pt 4. - P. 850-856.

58. Co-circulation of three camel coronavirus species and recombination of MERS-CoVs in Saudi Arabia / J. S. M. Sabir, T. T.-Y. Lam, M. M. M. Ahmed [et al.] // Science. - 2016. - Vol. 351, № 6268. - P. 81-84.

59. Comparative Analysis of Bat Genomes Provides Insight into the Evolution of Flight and Immunity / G. Zhang, C. Cowled, Z. Shi [et al.] // Science. - 2013. - Vol. 339, № 6118. - P. 456-460.

60. Complete genome sequence of bat coronavirus HKU2 from Chinese horseshoe bats revealed a much smaller spike gene with a different evolutionary lineage from the rest of the genome / S. K. P. Lau, P. C. Y. Woo, K. S. M. Li [et al.] // Virology. - 2007.

- Vol. 367, № 2. - P. 428-439.

61. Contraction of the type I IFN locus and unusual constitutive expression of IFN-a in bats / P. Zhou, M. Tachedjian, J. W. Wynne [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2016. - Vol. 113, № 10. - P. 2696-2701.

62. Cui J. Bats and Rodents Shape Mammalian Retroviral Phylogeny / J. Cui, G. Tachedjian, L.-F. Wang // Scientific Reports. - 2015. - Vol. 5, № 1. - P. 16561.

63. Dampened NLRP3-mediated inflammation in bats and implications for a special viral reservoir host / M. Ahn, D. E. Anderson, Q. Zhang [et al.] // Nature Microbiology. - 2019. - Vol. 4, № 5. - P. 789-799.

64. Detection of Nipah Virus RNA in Fruit Bat (Pteropus giganteus) from India / P. D. Yadav, J. S. Towner, C. G. Raut [et al.] // The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. - 2012. - Vol. 87, № 3. - P. 576-578.

65. Discovery of a rich gene pool of bat SARS-related coronaviruses provides new insights into the origin of SARS coronavirus / B. Hu, L.-P. Zeng, X.-L. Yang [et al.] // PLOS Pathogens. - 2017. - Vol. 13, № 11. - P. e1006698.

66. Discovery of an endogenous Deltaretrovirus in the genome of long-fingered bats (Chiroptera: Miniopteridae) / H. Farkasova, T. Hron, J. Paces [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2017. - Vol. 114, № 12. - P. 3145-3150.

67. Discovery of Novel Bat Coronaviruses in South China That Use the Same Receptor as Middle East Respiratory Syndrome Coronavirus / C.-M. Luo, N. Wang, X.-L. Yang [et al.] // Journal of Virology. - 2018. - Vol. 92, № 13. - P. e00116-18.

68. Discovery of Seven Novel Mammalian and Avian Coronaviruses in the Genus Deltacoronavirus Supports Bat Coronaviruses as the Gene Source of Alphacoronavirus and Betacoronavirus and Avian Coronaviruses as the Gene Source of Gammacoronavirus and Deltacoronavi / P. C. Y. Woo, S. K. P. Lau, C. S. F. Lam [et al.] // Journal of Virology. - 2012. - Vol. 86, № 7. - P. 3995-4008.

69. Drexler J. F. Ecology, evolution and classification of bat coronaviruses in the aftermath of SARS / J. F. Drexler, V. M. Corman, C. Drosten // Antiviral Research. -2014. - Vol. 101. - P. 45-56.

70. Ebola and Marburg Virus Infection in Bats Induces a Systemic Response / A. D. Jayaprakash, A. J. Ronk, A. N. Prasad [et al.] // SSRN Electronic Journal. - 2020.

71. Ecological Correlates of Roost Fidelity in the Tent-Making Bat Artibeus watsoni / G. Chaverri, O. E. Quiros, M. Gamba-Rios, T. H. Kunz // Ethology. - 2007. - Vol. 113, № 6. - P. 598-605.

72. Enhancing viral vaccine production using engineered knockout vero cell lines - A second look / F. Hoeksema, J. Karpilow, A. Luitjens [et al.] // Vaccine. - 2018. - Vol. 36, № 16. - P. 2093-2103.

73. Establishment, Immortalisation and Characterisation of Pteropid Bat Cell Lines / G. Crameri, S. Todd, S. Grimley [et al.] // PLoS ONE. - 2009. - Vol. 4, № 12. - P. e8266.

74. Establishment of cell line from embryonic tissue of Pipistrellus ceylonicus bat species from India & its susceptibility to different viruses. / D. T. Mourya, R. J. Lakra, P. D. Yadav [et al.] // The Indian journal of medical research. - 2013. - Vol. 138. - P. 224-31.

75. Evelyn M. J. Roosting Requirements of Two Frugivorous Bats (Sturnira lilium and Arbiteus intermedius) in Fragmented Neotropical Forest1 / M. J. Evelyn, D. A. Stiles // Biotropica. - 2003. - Vol. 35, № 3. - P. 405-418.

76. Evidence for Camel-to-Human Transmission of MERS Coronavirus / E. I. Azhar, S. A. El-Kafrawy, S. A. Farraj [et al.] // New England Journal of Medicine. - 2014. -Vol. 370, № 26. - P. 2499-2505.

77. Evidence for henipavirus spillover into human populations in Africa / O. Pernet, B. S. Schneider, S. M. Beaty [et al.] // Nature Communications. - 2014. - Vol. 5, № 1. -P. 5342.

78. Evidence of Henipavirus Infection in West African Fruit Bats / D. T. S. Hayman, R. Suu-Ire, A. C. Breed [et al.] // PLoS ONE. - 2008. - Vol. 3, № 7. - P. e2739.

79. Fatal encephalitis due to Nipah virus among pig-farmers in Malaysia / K. B. Chua, K. J. Goh, K. T. Wong [et al.] // The Lancet. - 1999. - Vol. 354, № 9186. - P. 1257-1259.

80. Fenton M. B. Bat bites and rabies: the Canadian scene / M. B. Fenton, A. C. Jackson, P. A. Faure // FACETS. - 2020. - Vol. 5, № 1. - P. 367-380.

81. Field H. E. Bats and Emerging Zoonoses: Henipaviruses and SARS / H. E. Field // Zoonoses and Public Health. - 2009. - Vol. 56, № 6-7. - P. 278-284.

82. Field H. E. Hendra virus ecology and transmission / H. E. Field // Current Opinion in Virology. - 2016. - Vol. 16. - P. 120-125.

83. First detection of European bat lyssavirus type 2 (EBLV-2) in Norway / T. Moldal, T. Vifeeren, F. Cliquet [et al.] // BMC Veterinary Research. - 2017. - Vol. 13, № 1. - P. 216.

84. Fletcher M. A. Human diploid cell strains (HDCS) viral vaccines. / M. A. Fletcher, L. Hessel, S. A. Plotkin // Developments in biological standardization. - 1998. - Vol. 93. - P. 97-107.

85. Fooks AR, Finnegan C, Johnson N, Mansfield K M. L. Human case of EBL type 2 following exposure to bats in Angus, Scotland [letter] / M. L. Fooks AR, Finnegan C, Johnson N, Mansfield K // Vet Rec. - 2002. - Vol. 151. - P. 679.

86. Freshney R. I. Primary Culture / R. I. Freshney // Culture of Animal Cells: A Manual of Basic Technique and Specialized Applications. - New York: John Wiley & Sons, Inc., 2011. - P. 163-186.

87. Fruit bats as reservoirs of Ebola virus / E. M. Leroy, B. Kumulungui, X. Pourrut [et al.] // Nature. - 2005. - Vol. 438, № 7068. - P. 575-576.

88. Fumagalli M. R. Role of body temperature variations in bat immune response to viral infections / M. R. Fumagalli, S. Zapperi, C. A. M. La Porta // Journal of The Royal Society Interface. - 2021. - Vol. 18, № 180. - P. 20210211.

89. Further Evidence for Bats as the Evolutionary Source of Middle East Respiratory Syndrome Coronavirus / S. J. Anthony, K. Gilardi, V. D. Menachery [et al.] // mBio. -2017. - Vol. 8, № 2. - P. e00373-17.

90. Geldenhuys M. In Vitro Isolation of Bat Viruses Using Commercial and Bat-derived Cell Lines / M. Geldenhuys, J. Coertse, M. Mortlock // Bats and Viruses:

Current Research and Future Trends / M. S. Eugenia Corrales-Aguilar ред.. - Caister Academic Press, 2020. - P. 149-180.

91. Geng R. Severe acute respiratory syndrome (SARS) related Coronavirus in bats / R. Geng, P. Zhou // Animal Diseases. - 2021. - Vol. 1, № 1. - P. 4.

92. Genomic characterization and infectivity of a novel SARS-like coronavirus in Chinese bats / D. Hu, C. Zhu, L. Ai [et al.] // Emerging Microbes & Infections. - 2018. - Vol. 7, № 1. - P. 1-10.

93. Global hotspots and correlates of emerging zoonotic diseases / T. Allen, K. A. Murray, C. Zambrana-Torrelio [et al.] // Nature Communications. - 2017. - Vol. 8, № 1. - P. 1124.

94. Graves D. C. In vitro transmission and propagation of the bovine leukemia virus in monolayer cell cultures. / D. C. Graves, J. F. Ferrer // Cancer research. - 1976. - Vol. 36, № 11 Pt 1. - P. 4152-9.

95. Haplotype-resolved de novo assembly of the Vero cell line genome / M.-A. Sène, S. Kiesslich, H. Djambazian [et al.] // npj Vaccines. - 2021. - Vol. 6, № 1. - P. 106.

96. Hayflick L. History of cell substrates used for human biologicals. / L. Hayflick // Developments in biological standardization. - 1989. - Vol. 70. - P. 11-26.

97. Hayward A. Broad-scale phylogenomics provides insights into retrovirus-host evolution / A. Hayward, M. Grabherr, P. Jern // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2013. - Vol. 110, № 50. - P. 20146-20151.

98. Henipavirus and Tioman Virus Antibodies in Pteropodid Bats, Madagascar / C. Iehlé, G. Razafitrimo, J. Razainirina [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2007. -Vol. 13, № 1. - P. 159-161.

99. Henipavirus Infection in Fruit Bats (Pteropus giganteus ), India / J. H. Epstein, V. Prakash, C. S. Smith [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2008. - Vol. 14, № 8. -P. 1309-1311.

100. Henipavirus Neutralising Antibodies in an Isolated Island Population of African Fruit Bats / A. J. Peel, K. S. Baker, G. Crameri [et al.] // PLoS ONE. - 2012. - Vol. 7, № 1. - P. e30346.

101. Highly Diverse Morbillivirus-Related Paramyxoviruses in Wild Fauna of the Southwestern Indian Ocean Islands: Evidence of Exchange between Introduced and Endemic Small Mammals / D. A. Wilkinson, J. Melade, M. Dietrich [et al.] // Journal of Virology. - 2014. - Vol. 88, № 15. - P. 8268-8277.

102. Hudu S. A. Cell Culture, Technology: Enhancing the Culture of Diagnosing Human Diseases / S. A. Hudu // JOURNAL OF CLINICAL AND DIAGNOSTIC RESEARCH. - 2016. - Vol. 10, № 3. - P. DE01-DE05

103. Identification of diverse full-length endogenous betaretroviruses in megabats and microbats / J. A. Hayward, M. Tachedjian, J. Cui [et al.] // Retrovirology. - 2013. -Vol. 10, № 1. - P. 35.

104. Identification of diverse groups of endogenous gammaretroviruses in mega- and microbats / J. Cui, G. Tachedjian, M. Tachedjian [et al.] // Journal of General Virology.

- 2012. - Vol. 93, № 9. - P. 2037-2045.

105. Identification of novel bat coronaviruses sheds light on the evolutionary origins of SARS-CoV-2 and related viruses / H. Zhou, J. Ji, X. Chen [et al.] // Cell. - 2021. -Vol. 184, № 17. - P. 4380-4391.e14.

106. Immunological Control of Viral Infections in Bats and the Emergence of Viruses Highly Pathogenic to Humans / T. Schountz, M. L. Baker, J. Butler, V. Munster // Frontiers in Immunology. - 2017. - Vol. 8. - P. 1098.

107. Isolation and characterization of a bat SARS-like coronavirus that uses the ACE2 receptor / X.-Y. Ge, J.-L. Li, X.-L. Yang [et al.] // Nature. - 2013. - Vol. 503, № 7477.

- P. 535-538.

108. Isolation and Characterization of Three Mammalian Orthoreoviruses from European Bats / C. Kohl, R. Lesnik, A. Brinkmann [et al.] // PLoS ONE. - 2012. - Vol. 7, № 8. - P. e43106.

109. Isolation and Full-Genome Characterization of Nipah Viruses from Bats, Bangladesh / D. E. Anderson, A. Islam, G. Crameri [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2019. - Vol. 25, № 1. - P. 166-170.

110. Isolation of a Novel Coronavirus from a Man with Pneumonia in Saudi Arabia /

A. M. Zaki, S. van Boheemen, T. M. Bestebroer [et al.] // New England Journal of Medicine. - 2012. - Vol. 367, № 19. - P. 1814-1820.

111. Isolation of Hendra virus from pteropid bats: a natural reservoir of Hendra virus / K. Halpin, P. L. Young, H. E. Field, J. S. Mackenzie // Journal of General Virology. -2000. - Vol. 81, № 8. - P. 1927-1932.

112. Isolation of Nipah virus from Malaysian Island flying-foxes / K. B. Chua, C. Lek Koh, P. S. Hooi [et al.] // Microbes and Infection. - 2002. - Vol. 4, № 2. - P. 145-151.

113. Jacobs J. P. Characteristics of a Human Diploid Cell Designated MRC-5 / J. P. Jacobs, C. M. Jones, J. P. Baille // Nature. - 1970. - Vol. 227, № 5254. - P. 168-170.

114. Jedrzejczak-Silicka M. History of Cell Culture / M. Jedrzejczak-Silicka // New Insights into Cell Culture Technology. - InTech, 2017.

115. Johnson N. Vampire Bat Rabies: Ecology, Epidemiology and Control / N. Johnson, N. Arechiga-Ceballos, A. Aguilar-Setien // Viruses. - 2014. - Vol. 6, № 5. -P. 1911-1928.

116. Kwist K. The effect of cell passage number on osteogenic and adipogenic characteristics of D1 cells / K. Kwist, W. C. Bridges, K. J. L. Burg // Cytotechnology. -2016. - Vol. 68, № 4. - P. 1661-1667.

117. Leland D. S. Role of Cell Culture for Virus Detection in the Age of Technology / D. S. Leland, C. C. Ginocchio // Clinical Microbiology Reviews. - 2007. - Vol. 20, № 1. - P. 49-78.

118. Levenbook I. S. Tumorigenicity of Vero cells / I. S. Levenbook, J. C. Petricciani,

B. L. Elisberg // Journal of Biological Standardization. - 1984. - Vol. 12, № 4. - P. 391-398.

119. Li W. Bats Are Natural Reservoirs of SARS-Like Coronaviruses / W. Li // Science. - 2005. - Vol. 310, № 5748. - P. 676-679.

120. Marburg Virus Infection Detected in a Common African Bat / J. S. Towner, X. Pourrat, C. G. Albarino [et al.] // PLoS ONE. - 2007. - Vol. 2, № 8. - P. e764.

121. Marchenko S. Counting Human Neural Stem Cells / S. Marchenko, L. Flanagan // Journal of Visualized Experiments. - 2007, № 7. - P. 262.

122. Masters J. R. Changing medium and passaging cell lines / J. R. Masters, G. N. Stacey // Nature Protocols. - 2007. - Vol. 2, № 9. - P. 2276-2284.

123. Mdel comparison to describe BHK-21 cell growth and metabolism in stirred tank bioreactors operated in batch mode / R. Sartori, J. Leme, C. P. Caricati [et al.] // Brazilian Journal of Chemical Engineering. - 2018. - Vol. 35, № 2. - P. 441-458.

124. MERS Coronaviruses in Dromedary Camels, Egypt / D. K. W. Chu, L. L. M. Poon, M. M. Gomaa [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2014. - Vol. 20, № 6. -P. 1049-1053.

125. Meyer C. F. J. Methodological challenges in monitoring bat population- and assemblage-level changes for anthropogenic impact assessment / C. F. J. Meyer // Mammalian Biology. - 2015. - Vol. 80, № 3. - P. 159-169.

126. Mickleburgh S. P. A review of the global conservation status of bats / S. P. Mickleburgh, A. M. Hutson, P. A. Racey // Oryx. - 2002. - Vol. 36, № 1. - P. 18-34.

127. Middle East Respiratory Syndrome Coronavirus in Bats, Saudi Arabia / Z. A. Memish, N. Mishra, K. J. Olival [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2013. - Vol. 19, № 11.

128. Middle East respiratory syndrome coronavirus in dromedary camels: an outbreak investigation / B. L. Haagmans, S. H. S. Al Dhahiry, C. B. E. M. Reusken [et al.] // The Lancet Infectious Diseases. - 2014. - Vol. 14, № 2. - P. 140-145.

129. Middle East respiratory syndrome coronavirus (MERS-CoV). - URL: https://www.who.int/health-topics/middle-east-respiratory-syndrome-coronavirus-mers#tab=tab_1 (дата обращения: 06.10.2021). - Текст: электронный.

130. Middle East respiratory syndrome coronavirus neutralising serum antibodies in dromedary camels: a comparative serological study / C. B. Reusken, B. L. Haagmans, M. A. Müller [et al.] // The Lancet Infectious Diseases. - 2013. - Vol. 13, № 10. - P. 859-866.

131. Modelling filovirus maintenance in nature by experimental transmission of Marburg virus between Egyptian rousette bats / A. J. Schuh, B. R. Amman, M. E. B. Jones [et al.] // Nature Communications. - 2017. - Vol. 8, № 1. - P. 14446.

132. Molecular detection of viruses in Kenyan bats and discovery of novel astroviruses, caliciviruses and rotaviruses / C. Waruhiu, S. Ommeh, V. Obanda [et al.] // Virologica Sinica. - 2017. - Vol. 32, № 2. - P. 101-114.

133. Moratelli R. Bats and zoonotic viruses: can we confidently link bats with emerging deadly viruses? / R. Moratelli, C. H. Calisher // Memórias do Instituto Oswaldo Cruz. - 2015. - Vol. 110, № 1. - P. 1-22.

134. Mosquito Consumption by Insectivorous Bats: Does Size Matter? / L. Gonsalves, B. Bicknell, B. Law [et al.] // PLoS ONE. - 2013. - Vol. 8, № 10. - P. e77183.

135. Müller W. W. Review of rabies case data in Europe to the WHO Collaborating Centre Tubingen from 1977 to 2000 / W. W. Müller // Rabies Bulletin Europe. - 2000. - Vol. 24, № 4. - P. 11-19.

136. Neuweiler G. Biology of Bats / G. Neuweiler. - New York: Oxford University Press, 2000. - 320 c.

137. New Adenovirus in Bats, Germany / M. Sonntag, K. Mühldorfer, S. Speck [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2009. - Vol. 15, № 12. - P. 2052-2055.

138. Next Generation Inactivated Polio Vaccine Manufacturing to Support Post Polio-Eradication Biosafety Goals / Y. E. Thomassen, A. G. van 't Oever, M. G. C. T. van Oijen [et al.] // PLoS ONE. - 2013. - Vol. 8, № 12. - P. e83374.

139. Nipah Virus Encephalitis Reemergence, Bangladesh / V. P. Hsu, M. J. Hossain, U. D. Parashar [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2004. - Vol. 10, № 12. - P. 2082-2087.

140. Nipah Virus in the Fruit Bat Pteropus vampyrus in Sumatera, Indonesia / I. Sendow, A. Ratnawati, T. Taylor [et al.] // PLoS ONE. - 2013. - Vol. 8, № 7. - P. e69544.

141. Nipah Virus Infection in Bats (Order Chiroptera) in Peninsular Malaysia / J. M. Yob, H. Field, A. M. Rashdi [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2001. - Vol. 7, № 3. - P. 439-441.

142. Novel adenoviruses and herpesviruses detected in bats / M. Janoska, M. Vidovszky, V. Molnar [et al.] // The Veterinary Journal. - 2011. - Vol. 189, № 1. - P. 118-121.

143. Novel hantavirus identified in European bat species Nyctalus noctula / P. Strakova, L. Dufkova, J. Sirmarova [et al.] // Infection, Genetics and Evolution. - 2017. - Vol. 48. - P. 127-130.

144. Novel Lyssavirus in Bat, Spain / N. A. Ceballos, S. V. Moron, J. M. Berciano [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2013. - Vol. 19, № 5. - P. 793-795.

145. Novel Paramyxovirus Associated with Severe Acute Febrile Disease, South Sudan and Uganda, 2012 / C. G. Albarino, M. Foltzer, J. S. Towner [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2014. - Vol. 20, № 2. - P. 211-216.

146. O'Brien S. J. Order Chiroptera / S. J. O'Brien, A. S. Graphodatsky, P. L. Perelman // Atlas of Mammalian Chromosomes. - 2020. - P. 378-380.

147. Olshansky J. The Role of the WI-38 Cell Strain in Saving Lives and Reducing Morbidity / J. Olshansky, L. Hayflick // AIMS Public Health. - 2017. - Vol. 4, № 2. -P. 127-138.

148. Park S. R. Chromosomes of Korean bats / S. R. Park, P. O. Won // Journal of the Mammalogical Society of Japan. - 1978. - Vol. 7. - P. 199-203.

149. Phylogeny of European Bat Lyssavirus 1 in Eptesicus isabellinus Bats, Spain / S. Vazquez-Moron, J. Juste, C. Ibanez [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2011. -Vol. 17, № 3. - P. 520-523.

150. Plotkin S. A. Vaccines: past, present and future / S. A. Plotkin // Nature Medicine. - 2005. - Vol. 11, № S4. - P. S5-S11.

151. Presence of Middle East respiratory syndrome coronavirus antibodies in Saudi Arabia: a nationwide, cross-sectional, serological study / M. A. Müller, B. Meyer, V. M. Corman [et al.] // The Lancet Infectious Diseases. - 2015. - Vol. 15, № 5. - P. 559-564.

152. Prevalence and Genetic Diversity of Coronaviruses in Bats from China / X. C. Tang, J. X. Zhang, S. Y. Zhang [et al.] // Journal of Virology. - 2006. - Vol. 80, № 15. - P. 7481-7490.

153. Process model comparison and transferability across bioreactor scales and modes of operation for a mammalian cell bioprocess / S. Craven, N. Shirsat, J. Whelan, B. Glennon // Biotechnology Progress. - 2013. - Vol. 29, № 1. - P. 186-196.

154. Quantitative one-step real-time RT-PCR for the fast detection of the four genotypes of PPRV / O. Kwiatek, D. Keita, P. Gil [et al.] // Journal of Virological Methods. - 2010. - Vol. 165, № 2. - P. 168-177.

155. Random sampling of the Central European bat fauna reveals the existence of numerous hitherto unknown adenoviruses / M. Z. Vidovszky, C. Kohl, S. Boldogh [et al.] // Acta Veterinaria Hungarica. - 2015. - Vol. 63, № 4. - P. 508-525.

156. Rapid detection of vesicular stomatitis virus New Jersey serotype in clinical samples by using polymerase chain reaction / L. L. Rodriguez, G. J. Letchworth, C. F. Spiropoulou, S. T. Nichol // Journal of Clinical Microbiology. - 1993. - Vol. 31, № 8. -P. 2016-2020.

157. Recurrent Zoonotic Transmission of Nipah Virus into Humans, Bangladesh, 2001-2007 / S. P. Luby, M. J. Hossain, E. S. Gurley [et al.] // Emerging Infectious Diseases. - 2009. - Vol. 15, № 8. - P. 1229-1235.

158. Replication of MERS and SARS coronaviruses in bat cells offers insights to their ancestral origins / S. K. P. Lau, R. Y. Y. Fan, H. K. H. Luk [et al.] // Emerging Microbes & Infections. - 2018. - Vol. 7, № 1. - P. 1-11.

159. Replicative senescence of mesenchymal stem cells causes DNA-methylation changes which correlate with repressive histone marks / A. Schellenberg, Q. Lin, H. Schüler [et al.] // Aging. - 2011. - Vol. 3, № 9. - P. 873-888.

160. Resistance of SARS-CoV-2 variants to neutralization by monoclonal and serum-derived polyclonal antibodies / R. E. Chen, X. Zhang, J. B. Case [et al.] // Nature Medicine. - 2021. - Vol. 27, № 4. - P. 717-726.

161. Rhabdoviridae / R. G. Dietzgen, G. Kurath, I. V. Kuzmin [et al.] // Virus taxonomy: Ninth report of the International Committee on Taxonomy of Viruses / A. M. Q. King [et al.] ред.. - Oxford, United Kingdo: Elsevier, 2011. - P. 654-681.

162. Robust dengue virus infection in bat cells and limited innate immune responses coupled with positive serology from bats in IndoMalaya and Australasia / A. T. Irving, P. Rozario, P.-S. Kong [et al.] // Cellular and Molecular Life Sciences. - 2020. - Vol. 77, № 8. - P. 1607-1622.

163. Romano M. C. Behavior and demography in an urban colony of Tadarida brasiliensis (Chiroptera: Molossidae) in Rosario, Argentina / M. C. Romano, J. I. Maidagan, E. F. Pire // Revista de BiologA\-a Tropical. - 1999. - Vol. 47. - P. 11211127.

164. SARS-like WIV1-CoV poised for human emergence / V. D. Menachery, B. L. Yount, A. C. Sims [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2016. - Vol. 113, № 11. - P. 3048-3053.

165. Segeritz C.-P. Cell Culture / C.-P. Segeritz, L. Vallier // Basic Science Methods for Clinical Researchers. - Elsevier, 2017. - P. 151-172.

166. Severe acute respiratory syndrome coronavirus-like virus in Chinese horseshoe bats / S. K. P. Lau, P. C. Y. Woo, K. S. M. Li [et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2005. - Vol. 102, № 39. - P. 14040-14045.

167. Smith I. Bats and their virome: an important source of emerging viruses capable of infecting humans / I. Smith, L.-F. Wang // Current Opinion in Virology. - 2013. -Vol. 3, № 1. - P. 84-91.

168. Soman Pillai V. Nipah Virus: Past Outbreaks and Future Containment / V. Soman Pillai, G. Krishna, M. Valiya Veettil // Viruses. - 2020. - Vol. 12, № 4. - P. 465.

169. Species-specific molecular barriers to SARS-CoV-2 replication in bat cells 1 2 / S.-M. Aicher, F. Streicher, M. Chazal [et al.].

170. Swine acute diarrhea syndrome coronavirus replication in primary human cells reveals potential susceptibility to infection / C. E. Edwards, B. L. Yount, R. L. Graham

[et al.] // Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2020. - Vol. 117, № 43. -P. 26915-26925.

171. Taylor L. H. Risk factors for human disease emergence / L. H. Taylor, S. M. Latham, M. E. J. Woolhouse // Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B: Biological Sciences. - 2001. - Vol. 356, № 1411. - P. 983-989.

172. The current situation of bluetongue in Turkey. / A. Ertürk, N. Tatar, O. Kabakli [et al.] // Veterinaria italiana. - Vol. 40, № 3. - P. 137-40.

173. The discovery of Bombali virus adds further support for bats as hosts of ebolaviruses / T. Goldstein, S. J. Anthony, A. Gbakima [et al.] // Nature Microbiology.

- 2018. - Vol. 3, № 10. - P. 1084-1089.

174. The Egyptian Rousette Genome Reveals Unexpected Features of Bat Antiviral Immunity / S. S. Pavlovich, S. P. Lovett, G. Koroleva [et al.] // Cell. - 2018. - Vol. 173, № 5. - P. 1098-1110.e18.

175. The natural history of Hendra and Nipah viruses / H. Field, P. Young, J. M. Yob [et al.] // Microbes and Infection. - 2001. - Vol. 3, № 4. - P. 307-314.

176. The Severe Acute Respiratory Syndrome / J. S. M. Peiris, K. Y. Yuen, A. D. M. E. Osterhaus, K. Stöhr // New England Journal of Medicine. - 2003. - Vol. 349, № 25.

- P. 2431-2441.

177. Tools to study pathogen-host interactions in bats / A. Banerjee, V. Misra, T. Schountz, M. L. Baker // Virus Research. - 2018. - Vol. 248. - P. 5-12.

178. Transient high level mammalian reovirus replication in a bat epithelial cell line occurs without cytopathic effect / V. Sandekian, D. Lim, P. Prud'homme, G. Lemay // Virus Research. - 2013. - Vol. 173, № 2. - P. 327-335.

179. Tumorigenicity-associated characteristics of human iPS cell lines / S. Yasuda, S. Kusakawa, T. Kuroda [et al.] // PLOS ONE. - 2018. - Vol. 13, № 10. - P. e0205022.

180. Type I Interferon Reaction to Viral Infection in Interferon-Competent, Immortalized Cell Lines from the African Fruit Bat Eidolon helvum / S. E. Biesold, D. Ritz, F. Gloza-Rausch [et al.] // PLoS ONE. - 2011. - Vol. 6, № 11. - P. e28131.

181. Uejima H. Passage in Vero cells alters the characteristics of measles AIK-C vaccine strain / H. Uejima, T. Nakayama, K. Komase // Vaccine. - 2006. - Vol. 24, № 7. - P. 931-936.

182. Unlocking bat immunology: establishment of Pteropus alecto bone marrow-derived dendritic cells and macrophages / P. Zhou, Y. T. Chionh, S. E. Irac [et al.] // Scientific Reports. - 2016. - Vol. 6, № 1. - P. 38597.

183. Vries R. de. Morbillivirus Infections: An Introduction / R. de Vries, W. Duprex, R. de Swart // Viruses. - 2015. - Vol. 7, № 2. - P. 699-706.

184. Wang L. F. Bats, Civets and the Emergence of SARS / L. F. Wang, B. T. Eaton // Current Topics in Microbiology and Immunology. - 2007. - Vol. 315. - P. 325-344.

185. Wang L.-F. Viruses in bats and potential spillover to animals and humans / L.-F. Wang, D. E. Anderson // Current Opinion in Virology. - 2019. - Vol. 34. - P. 79-89.

186. Wang L.-F. Mass extinctions, biodiversity and mitochondrial function: are bats 'special' as reservoirs for emerging viruses? / L.-F. Wang, P. J. Walker, L. L. M. Poon // Current Opinion in Virology. - 2011. - Vol. 1, № 6. - P. 649-657.

187. WHO. Nipah virus- India / WHO. - URL: http://www.who.int/csr/don/07-august-2018-nipah-virus-india/en/ (дата обращения: 06.10.2021). - Текст: электронный.

188. Wynne J. W. Bats and Viruses: Friend or Foe? / J. W. Wynne, L.-F. Wang // PLoS Pathogens. - 2013. - Vol. 9, № 10. - P. e1003651.

189. Activation of metastatic potential in African green monkey kidney cell lines by prolonged in vitro culture. / G. Contreras, R. Bather, J. Furesz, B. C. Becker // In vitro cellular & developmental biology: journal of the Tissue Culture Association. - 1985. -Vol. 21, № 11. - P. 649-652.

190. Montagnon B. J. Polio and rabies vaccines produced in continuous cell lines: a reality for Vero cell line. / B. J. Montagnon // Developments in biological standardization. - 1989. - Vol. 70. - P. 27-47.

191. Poon L. L. M. SARS and other coronaviruses in humans and animals / L. L. M. Poon // Advances in experimental medicine and biology. - 2006. - Vol. 581. - P. 457462.

192. Tumorigenicity assessments of Per.C6 cells and of an Ad5-vectored HIV-1 vaccine produced on this continuous cell line. / B. J. Ledwith, C. L. banning, L. A. Gumprecht [et al.] // Developments in biologicals. - 2006. - Vol. 123. - P. 251-256.

6 СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

АГ - антиген;

АТ - антитело;

АЧЛ - африканская чума лошадей;

АЧС - африканская чума свиней;

ВВС - вирус везикулярного стоматита;

БОЕ - бляшкообразующая единица;

ВОЗ - Всемирная организация здравоохранения;

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота;

ГА - гемагглютинация;

ГАЕ - гемадсорбирующая еденица;

ЕД - единицы действия;

ЗУД - заразный узелковый дерматит;

ИА - инфекционная активность;

Игла МЕМ - минимальная среда Игла; ИмД50 - 50%-ная иммунизирующая доза; ИП - индекс пролиферации;

ИФА - иммуноферментный анализ; КК - культура клеток;

ККИД - культурально-клеточная инфекционная доза; ККМС - культура клеток костного мозга свиней; КРС - крупный рогатый скот;

КЧС - классическая чума свиней;

ЛКН - штамм диплоидных клеток легкого нетопыря-карлика, 5-27 пассажный уровень;

ЛКНЭ - штамм диплоидных клеток эпителиоподобного легкого нетопыря-карлика);

ЛКНФ - штамм диплоидных клеток фибробластоподобного легкого нетопыря-карлика;

ЛДР - лихорадка долины Рифт;

МПА - мясопептонный агар;

МПБ - мясопептонный бульон;

МФА - метод флюоресцирующих антител;

МЭБ - Всемирная организация по охране здоровья животных;

НИР - научно-исследовательская работа;

ПЛК - перевиваемая линия клеток;

ПЛН - штамм диплоидных клеток почки лесного нетопыря;

ПО - перевиваемая линия клеток почки овцы;

ПС - перевиваемая линия клеток почки сайги;

ПЦР-РВ - полимеразная цепная реакция в режиме реального времени;

РН - реакция нейтрализации;

РНК - рибонуклеиновая кислота;

РКС - респираторный коронавирус свиней;

СПЭВ - перевиваемая линия клеток почки эмбриона свиньи;

ТГС - трансмиссивный гастроэнтерит свиней;

ТК - субкультуры клеток тестикулярной ткани козленка;

ТЦД - тканевая цитопатическая доза;

ТЯ - субкультуры клеток тестикулярной ткани ягненка;

ФГБНУ ФИЦВиМ - государственное бюджетное научное учреждение

Федеральный исследовательский центр вирусологии и микробиологии;

ФИТЦ - флуоресцеин изотиоцианат;

ЧМЖ - чума мелких жвачных;

ЦПД - цитопатическое действие;

ЭГБО - эпизоотическая геморрагическая болезнь оленей;

BVD - вирусная диарея крупного рогатого скота;

CV-1 - перевиваемая линия клеток почки африканской зеленой мартышки;

DMEM - минимальная среда Игла в модификации Дульбекко;

DMSO - диметилсульфоксид;

HeLa - перевиваемая линия клеток карциномы шейки матки человека;

FBS - фетальная сыворотка крупного рогатого скота;

F12 - среда Ham;

L-929 - перевиваемая линия клеток подкожной клетчатки мыши;

MDBK - перевиваемая линия клеток почки теленка;

РК-15 - перевиваемая линия клеток почки поросенка; RK-13/2-03 - перевиваемая линия клеток почки кролика;

Vero - перевиваемая линия клеток почки африканской зеленой мартышки;

Wi-38 - диплоидный штамм фибробластов легкого эмбриона человека.

7 ПРИЛОЖЕНИЕ

УТВЕРЖДАЮ

Директор

;ну фицвиМ

Д.В. Колбасов

2021

ПАСПОРТ

на субкультуру первично-трнпсншииропанных клеток почки лесного

нетопыря (ПЛН)

История получения: Культура клеток почки лесного нетопыря получена Поволяевой О.С. и Юрковым С.Г. в ФБГНУ ФИЦВиМ в сентябре 2018 году путем стандартной трипсинизации почечной ткани клинически здоровых летучих мышей вида Лриг*ге//и5 Мз/Лш// с последующим субкультивированием.

ХАРАКТЕРИСТИКА КУЛЬТУРЫ:

Происхождение: Р1р181ге11ин Ыа&изд почка. Пассаж В лаборатории клетки пассировали до пятого пассажа. Криоконсервированны и хранятся в жидком азоте на 2 пассажном уровне. Среда культивирования: Минимальная среда Игла в модификации Дульбекко (ОМЕМ) с сывороткой крови плода КРС (10%), рН 7,3-7,4. Способ поддержания: Клетки выращивают в монослойной культуре. Для диспергирования клеточного пласта при очередном пересеве применяют смесь 0,02 % раствор версена и 0,25% трипсина в соотношении 3:1, подофетую до температуры плюс 37 °С.

Ростовые свойства: При посевной концентрации 120-150 тысяч клеток/мл конфлюэнтный монослой формируется на 5-6 сутки после посева и сохраняется без смены среды в течение 18 суток. Коэффициент пересева составляет 1:2.

I БНУ ФИЦВиМ Колбасов 2021

УТВПРЖДАЮ Директор

ПАСПОРТ

на субкультуру первично-трипсинншрованиых клеток почки нетопыря-

карлика (ПНК)

История получения: Культура клеток ПНК получена Поволяевой ОС. и Юрковым С.Г. в ФБГИУ ФИЦВиМ в августе 2019 году путем стандартной трипсинизации общего пула почечной ткани клинически здоровых летучих мышей женской и мужской особи вида нетопыря-карлика РгршгеПиа Р1р1$1ге11ш с последующим субкультивированием.

ХАРАКТЕРИСТИКА КУЛЬТУРЫ: Происхождение: Р1р18П-е11из Р!р151ге11из. почка.

Пассаж Клетки пассировали до пятого пассажа. Криоконсервированны и хранятся в жидком азоте на 3 и 4 пассажном уровне.

Среда шпивированим: Минимальная среда Игла в модификации Дульбекко (БМЕМ), сыворотка крови плода КРС (10%), рН 7,3-7,4. Способ поддержания: Клетки выращивают в пристеночных культурах. Для диспергирования клеточного пласта при очередном пересеве применяют смесь 0,0::% раствор версена и 0,25% трипсина в соотношении 1:1, подогретую до температуры плюс 37 °С.

Ростовые свойства: Пассируют с коэффициентом пересева 1:2 - 1:3. Конфлюэн ный монослой формируется на 3 день после посева и сохраняется без смены треды в течение 28 суток.

УТВЕРЖДАЮ Директор ФГБНУ ФИЦВиМ ^^В. Кол басов 2021

ПАСПОРТ

на субкультуру первично-тринсинизнрованных клеток легкого нетоныря-карлика (ЛПК)

История получения: Культура клеток ЛНК получена Поволяевой О.С. и Юрковым С.Г. в ФБГНУ ФИЦВиМ в августе 2019 году путем стандартной трипсинизации общего пула (женская и мужская особь) легочной ткани от клинически здоровых летучих мышей вида нетопыря-карлика (Pipistrellus Pipistrellus)c последующим субкультивированием.

Происхождение: Р1р15гге11и5 Р1р1$1ге11из, легкое.

Пассаж Клетки пассировали до пятого пассажа. Криоконсервированны и хранятся в жидком азоте на 4 пассажном уровне.

Среда культивирования: Минимальная среда Игла в модификации Дульбекко ( ПМЕМ). сыворотка крови плода КРС (10%), рН 7,3-7,4. Способ поддержания: Клетки выращивают в пристеночных культурах. Для диспергирования клеточного пласта при очередном пересеве применяют смесь 0.02 % раствор версена и 0,25% трипсина в соотношении 1:1, подогретую до температуры плюс 37 °С.

Ростовые свойства: Пассируют с коэффициентом пересева 1:2 - 1:3. Конфлюэнтный монослой формируется на 3 день после посева и сохраняется без смены среды в течение 28 суток.

Морфология: Клетки фибробластоподобного типа, клеточные элементы имеют веретеновидную форму с длинными отростками. Ядро овальной

ХАРАКТЕРИСТИКА КУЛЬТУРЫ:

УТВЕРЖДАЮ Директор ЪНУ ФИЦВнМ . Д)В, Колбасой MA 2021

ПАСПОРТ

ня су бкультуру Первично-трнпсннтнроваяныт клеток серди я нетопыря-кз р л нка (СНК) История юлучених: Культура клеток СНК получена Поволхевой О,С. и Юрковым С.Г. в ФБГНУ ФИЦВиМ в августе 2019 году путам стандартной тришашнзщии общего пула (женской и мужской особи) мушечной ткани сердца от клинически здоровых жгучих мышей вида нетопыря-карлика (Pipistrellш Pipistreflus) с последующим субкультивировантам.

ПЩЩ£Ж фен и*.'г Pipistrellus Pipistrellua» сердце.

Пассаж Клетки пассировали до пятого пассажа. Криоконсервированы и хранятся в жидким а^оте на 4 пассажном уровне.

Qteàa ку^ьпшаироашгия: Минимальная среда Игла в модификации Дульбскко (DMEM), сыворотка крови штода КРС (К>%), рн 7,3-7,4, Способ поддержания: Клетки выращивают в пристеночных культурах. Для диспергирования клеточного пласта при очередном пересеве применяют смесь 0,02 % раствор версеня и 0Д5% трипсина в соотношении 3:1, подогретую до температуры плюс 37 °С.

Ростоные cfioijcnitifl; Пассируются с коэффициентом пересева 1 ¡2 Конфлюэн ный монослой формируется Ета 3 лень после посева и сохраняется без смены ереды в течение 26 суток.

ХАРАКТЕРИСТИКА КУЛЬТУРЫ:

УТВЕРЖДАЮ Директор ФГБНУ ФИЦВиМ ^ Д.В. Колбасов

о^ггА 2021

ПАСПОРТ

на штамм липлоилных клеток почки лесного нетопырм (diploid cell line

История получения: Штамм diploid cell line P.nathusii kidney установлен в 2019 году Поволяевой О.С. и Юрковым С.Г. в ФБГНУ ФИЦВиМ методом последовательных пересевов субкультуры первичных клеток почки лесного нетопыря, сохранял стабильные, цитоморфологические свойства и диплоидный набор хромосом на протяжении 46 пассажных уровней.

Происхождение: Р1р15Тге11и8 №1Ьизп, почка.

Пассаж В лаборатории клетки пассировали до 47 пассажного уровня. Криоконсервированны и хранятся в жидком азоте на 9, 10, 12, 13, 15, 16, 23, 31 пассажных уровнях.

Среда культивирования: ОМЕМ/Р12 в соотношении 1:1, сыворотка крови плода КРС (10%), рН 7,3-7.4.

Способ поддержания: Клетки выращивают в пристеночных культурах. Для диспергирования клеточного пласта при очередном пересеве применяют смесь 0,02 % раствор версена и 0,25% трипсина в соотношении 3:1, подогретую до температуры плюс 37 °С.

Ростовые свойства: По 47 пассажный уровень культура клеток находилась в стадии активной пролиферации, при коэффициенте пересева 1:3 с посевной концентрацией 120-150 тыс.кл/см3 формирование конфлюэнгного монослоя

P.nathusii kidney)

ХАРАКТЕРИСТИКА КУЛЬТУРЫ:

10"

"ФРЬЦУ

УТВЕРЖДАЮ

Директор ФИЦВиМ

L Колбасов

2021

ПАСПОРТ

на штамм диплоидных фибробластонодобных клеток легкого нешпмря-

карлика (diploid cell line P. pipistrellus lung f.) женской особи История получении: Штамм diploid cell line P. pipistrellus lung f. установлен в 2020 году Поволяевой О.С. и Юрковым С.Г. в ФБГНУ ФИЦВиМ методом последовательных пересевов субкультуры первичных клеток легкого нетопыря-карлика, сохранял диплоидный набор хромосом и стабильные цитоморфологические. ростовые свойства на протяжении 43 пассажных уровней.

ХАРАКТЕРИСТИКА КУЛЬТУРЫ Происхождение: Pipistrellus Pipistrellus, легкое

Пассаж В лаборатории клетки пассировались с 5 по 43 пассажный уровень. Криоконссрвированны и хранятся в жидком азоте на 9, 18, 21, 32 пассажных уровнях.

Среда культивирования: DMEM/F12 в соотношении 1:1, сыворотка крови плода КРС (10%), рН 7,3-7,4.

Способ поддержания: Клетки выращивают в пристеночных культурах. Для диспергирования клеточного пласта при очередном пересеве применяют смесь 0,02 % раствор версена и 0,25% трипсина в соотношении 3:1, подогретую до плюс 37 °С.

Ростовые свойства: Начиная с 5 по 43 пассажный уровень, культура клеток находилась в стадии активной пролиферации, при коэффициенте пересева 1:3 с посевной концентрацией 120-150 тыс.кл/см3 формирование конфлюэнтного

признаков дегенерации клеток и ЦПД сохранялся без смены среды в течение 28 суток (срок наблюдения).

Морфология: Клетки фибробластоподобного типа, элементы имеют веретеновидную форму с длинными отростками. Ядра овальной или эллипсовидной, реже округлой формы с 1-3 (иногда больше) округлыми ядрышками, варьирующими по размеру. Ядерный матрикс равномерный. Кариология: Диплоидный набор (2п=44), суммарное количество хромосомных плеч - NFa=50.

Контроль контаминации: Бактерии, грибы и микоплазма не обнаружены. Отсутствие пестивирусов (диарея КРС и КЧС) подтверждено методом ПЦР-РВ.

Среда замораживания: Среда культивирования (60%), сыворотки крови плода КРС (30%), диметилсульфаксид (10%). Концентрация клеток - 1.0x10й клеток/мл.

Жизнеспособность после криоконсервации: 84-90% (тест витального окрашивания трипановым синим на нулевом пассаже). Чувствительность к вирусам: Клетки данной субкультуры чувствительны к вирусу ЭГБО, миксомы кроликов, АЧЛ, блютанга, ЛДР, ЗУДа, фибромы Шоупа с развитием цитопатического действия. Данная культура клеток не чувствительна к вирусам ВВС, Акабане, АЧС, болезни Ауески, ЧМЖ, КЧС, TTC, РКС.

Область применения: Вирусология, биотехнология.

Руководитель коллекции клеточных культур и музея клеточных штаммов ФГБНУ ФИЦВиМ

Юрков С.Г.

УТВЕРЖДАЮ Директор £НУ ФИЦВиМ

ДЛ£>Колбасов <м*Я 2021

ПАСПОРТ

на штамм диплоидных клеток лжтелнеподобного легкого нетопыря карлика (diploid cell line P. pipistrellus lung ер.) женской особи. История получения: В 2020 году Поволяевой О.С. и Юрковым С.Г. в ФБГНУ ФИЦВиМ методом селекции по адгезивным свойствам из гетерогенной по популяционному составу культуры клеток легкого нетопыря-карлика на 27 пассажном уровне был выделен эпителиоподобный штамм - diploid cell line P. pipistrellus lung ep.

Происхождение: Р!р{з1ге11и5 Р1р151ге11из, легкое.

Пассаж В лаборатории клетки пассировались с 27 по 47 пассажный

уровень. Криоконсервированны и хранятся в жидком азоте на 37 пассажный

уровнь.

Среда культивирования: ОМЕМ/Т12 в соотношении 1:1, сыворотка крови плода КРС (10%), рН 7,3-7,4.

Способ поддержания: Клетки выращивают в пристеночных культурах. Для дисперг ирования клеточного пласта при очередном пересеве применяют смесь 0,02 % раствор версена и 0,25% трипсина в соотношении 3:1, подогретую до температу ры плюс 37 °С.

Ростовые свойства: С 27 по 47 пассажный уровень, культура клеток находится в стадии активной пролиферации, при коэффициенте пересева 1:3 с посевной концентрацией 120-150 тыс.кл/см3 формирование конфлюэнтного

ХАРАКТЕРИСТИКА КУЛЬТУРЫ: