Половой локус тополя Populus x sibirica и его функциональные элементы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Пушкова Елена Николаевна

• Пушкова Елена Николаевна
• кандидат наук
• 2024

Оглавление диссертации кандидат наук Пушкова Елена Николаевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИИ

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Систематика рода Populus

1.2. Биологические особенности тополя

1.3. Тополь как модельный объект для генетических исследований деревьев

1.4. Секвенирование геномов растений

1.4.1. Технологии секвенирования третьего поколения для получения сборок геномов растений

1.4.2. Сборка геномов растений

1.5. Секвенирование транскриптомов растений

1.6. Определение пола у растений, половые хромосомы

1.7. История идентификации половых хромосом растений

1.7.1. Стадия эволюции половых хромосом растений по Мингу

1.8. Система определения пола у тополя

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Растительный материал

2.2. Получение РНК

2.3. Получение и очистка ДНК для секвенирования на платформе Oxford Nanopore Technologies (ONT)

2.4. Выделение ДНК для секвенирования на платформе Illumina

2.5. Подготовка кДНК-библиотек и секвенирование транскриптомов на платформе Illumina

2.6. Подготовка ДНК-библиотек и секвенирование геномов на платформе Illumina

2.7. Подготовка ДНК-библиотек и секвенирование геномов на платформе ONT

2.8. Подготовка ДНК-/кДНК-библиотек для таргетного секвенирования на платформе Illumina

2.9. Биоинформатический анализ данных

2.9.1. Предобработка прочтений, полученных на платформе ONT

2.9.2. Предобработка прочтений, полученных на платформе Illumina

2.9.3. Сборка генома тополя (мужское и женское растения) на основе прочтений ONT

2.9.4. Анализ профилей покрытия геномных сборок

2.9.5. Анализ полового локуса и гена ARR17

2.9.7. Анализ транскриптомных данных

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Разработка методики выделения чистой высокомолекулярной ДНК P. х sibirica

3.2. Секвенирование геномов мужского и женского растений P. х sibirica

3.3. Сборка геномов мужского и женского растений P. х sibirica

3.4. Полировка геномов мужского и женского растений P. х sibirica

3.5. Сравнительный анализ геномов мужского и женского растений P. х sibirica и других видов Populus

3.6. Анализ полового локуса тополя P. х sibirica

3.7. Кластеризация P. х sibirica и других видов Populus на основе последовательностей гена ARR17 и его частичных повторов

3.8. Кластеризация P. х sibirica и других видов Populus на основе ДНК-полиморфизмов полового локуса

3.9. Повтор Populus-specific repeat (PSR) в половом локусе P. х sibirica

3.10. Сравнительный анализ транскриптомных профилей различных органов мужского и женского растений P. х sibirica

3.11. Анализ генов полового локуса TCP, CLC, MET1 на аллель-специфичность экспрессии у мужского и женского растений P. х sibirica

3.12. Аллель-специфичная экспрессия гена СЬС в генеративных и вегетативных органах мужских растений Р. х 81Ьтса

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота РНК - рибонуклеиновая кислота

PSR - Populus-specific repeat, специфичный для видов Populus повтор

QTL - quantitative trait loci, локус количественных признаков

ONT - Oxford Nanopore Technologies

PacBio - Pacific Biosciences

ЦТАБ - цетилтриметиламмоний бромид

ОНП - однонуклеотидные полиморфизмы

RNA-Seq - RNA sequencing, РНК-секвенирование

RFLP - Restriction fragment length polymorphism, полиморфизм длин рестрикционных фрагментов УФ - Ультрафиолетовое излучение

QUAST - Quality Assessment Tool for Genome Assemblies, инструмент оценки качества геномных сборок

BUSCO - Benchmarking Universal Single-Copy Orthologs, инструмент,

оценивающий наличие консервативных однокопийных ортологов

MDS - Multidimensional scaling, Многомерное масштабирование

ITS - internal transcribed spacer, внутренний транскрибируемый спейсер

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Половой локус тополя Populus x sibirica и его функциональные элементы»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования и степень ее разработанности

Тополь является модельным объектом для генетических исследований деревьев благодаря небольшому размеру генома (около 500 млн. п.н. для Populus trichocarpa), пригодности для генетической трансформации, быстрому росту, легкости вегетативного размножения, короткому предрепродуктивному периоду и коммерческому потенциалу использования древесины [1, 2]. Геном P. trichocarpa был секвенирован в 2006 году [3] и являлся третьим секвенированным геномом растения после Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. и Oryza sativa L., что открыло новые возможности для изучения рода Populus, включая анализ полового диморфизма.

Виды рода Populus относятся к двудомным растениям, у которых на одних растениях формируются только мужские цветки, а на других - только женские. Двудомность, или наличие мужских и женских особей, широко распространена среди животных, однако у растений она встречается довольно редко (около 5% видов) [4].

Тополя относятся к ветроопыляемым растениям, которым свойственен высокий уровень внутривидового разнообразия [5]. Более того, виды тополя, относящиеся к одной секции или близкородственным секциям (например, Aigeiros Duby и Tacamahaca Spach, принадлежащих к подроду Tacamahaca (Spach) Penjkovsky), легко скрещиваются между собой, что приводит к образованию межвидовых гибридов [6-10]. В роде Populus виды обладают ZW [11, 12] или XY системой детерминации пола [13-17].

Для нашей работы мы выбрали Populus х sibirica G.V.Krylov et G.V.Grig. ex A.K.Skvortsov - массовый тополь городского озеленения европейской части России, для которого показано гибридогенное происхождение. Тем не менее, до сих пор точно не установлены виды, от которых он произошел. Вероятно, одним из родителей был вид P. nigra (секция Aigeiros), а вторым - гибрид P. laurifolia и P. suaveolens (секция Tacamahaca) [6, 9, 10].

Важным направлением молекулярно-генетических исследований тополей является поиск участков генома, определяющих пол. По результатам цитологических данных не выявлено гетероморфных половых хромосом, а также различий в числе хромосом между мужскими и женскими растениями [1S]. Однако в результате сравнительного анализа геномных данных для более сотни мужских и женских растений P. trichocarpa и P. balsamifera, полученных на платформе Illumina, были обнаружены ассоциированные с полом ДНК-полиморфизмы и определены участки генома, в которых они локализованы (общей протяженностью около 100 т.п.н.) [16]. Используя технологии секвенирования второго поколения не удавалось определить точный размер полового локуса, относительное расположения в нем генов и понять, как организована его структура. Появление технологии секвенирования Oxford Nanopore Technologies (ONT), генерирующей длинные прочтения, позволило получить высококачественные сборки геномов P. trichocarpa и P. tremula. В результате идентифицированы специфичные для мужского пола частичные повторы гена ARR17 (ARRABIDOPSIS RESPONSE REGULATOR 17), находящиеся у P. trichocarpa в прителомерной области хромосомы 19, а у P. tremula - в прицентромерной [19]. У P. alba структура полового локуса выглядит иначе, ген ARR17 располагается в в прицентромерной области хромосомы 19 у женских растений в трех копиях, а у мужских растений он отсутствует [19]. Таким образом, у P. alba система определения пола ZW, в отличие от тополей секций Aigeiros и Tacamahaca с системой определения пола XY. Кроме того, установлена структура полового локуса тополей P. deltoides и P. simonii [20, 21]. Таким образом, получено некоторое представление о половом локусе для нескольких видов рода Populus.

Populus х sibirica является одним из самых распространенных в городах средней полосы России тополем. Однако геном P. х sibirica ранее не был секвенирован. Так как виды рода тополь обладают высоким генетическим разнообразием, высококачественная сборка генома P. х sibirica необходима для определения расположения и структуры полового локуса, а также для

установления его функциональных элементов.

7

Кроме того, требуется определение генетических и эпигенетических особенностей, присущих только мужским и только женским растениям тополя различных генотипов, что невозможно без получения и анализа геномных и транскриптомных данных для различных видов рода Populus.

Результаты работы имеют не только фундаментальную, но и прикладную значимость, например, для разработки системы эффективного озеленения городов средней полосы России.

Цель и задачи исследования

Целью работы являлась идентификация полового локуса тополя Populus х sibirica и определение его функциональных элементов.

В соответствии с целью, нами поставлен ряд задач:

1. Получить высококачественные сборки геномов мужского и женского растений тополя P. х sibirica.

2. Провести сравнительный анализ полученных геномных сборок и идентифицировать половой локус P. х sibirica.

3. Провести филогенетический анализ P. х sibirica на основе последовательностей полового локуса.

4. Оценить экспрессию локализованных в половом локусе генов в генеративных и вегетативных органах мужских и женских растений P. х sibirica.

5. Установить ключевые элементы генома тополя, участвующие в формировании пола.

Научная новизна, теоретическая и практическая значимость работы

Впервые проведено секвенирование геномов мужского и женского растений Populus х sibirica. Использован секвенатор МтЮК, дающий прочтения большой длины, но предъявляющий высокие требования к чистоте и длине ДНК. Так как универсального протокола выделения ДНК, удовлетворяющего этим требованиям, для растений не существует, разработан протокол экстракции ДНК из молодых листьев тополя, который позволил достичь большого выхода длинных прочтений

на платформе ONT. В результате получены высококачественные геномные сборки мужского и женского растений тополя P. х sibirica. Сборки содержали разделенные гаплотипы для значительной части обоих геномов, благодаря этому в каждой из полученных сборок идентифицированы по два гаплотипа полового локуса, один из которых - присутствующий в мужском геноме - содержал частичные повторы гена ARR17, в то время как три остальных гаплотипа их не имели. В результате анализа полученных геномных сборок, а также сборок геномов других видов тополя из баз данных, обнаружен специфичный для рода Populus повтор, названный нами Populus-specific repeat (PSR), содержащий открытые рамки считывания, кодирующие домены транспозазы. PSR расположен в Y гаплотипе на границе общей и уникальной частей Y и X гаплотипов полового локуса. Предположительно, он может быть вовлечен в транслокацию гена ARR17 или его части в половой локус P. х sibirica и других видов Populus. Помимо фундаментальной значимости, результаты работы имеют перспективы практического использования для разработки ДНК-маркеров с целью отбора для озеленения городов мужских генотипов тополя, не образующих пуха.

Впервые проведено секвенирование транскриптомов листьев, цветков и осей

серёжек P. х sibirica для тех же растений, для которых мы секвенировали геномы.

Эти данные использовались для поиска отличий в экспрессии между различными

органами мужских и женских растений P. х sibirica. Наличие данных

секвенирования геномов и транскриптомов позволило провести анализ на аллель-

специфичную экспрессию для генов TCP, CLC и MET1 полового локуса. Так как

P. х sibirica является межсекционным гибридом между представителями секций

Aigeiros и Tacamahaca, идентифицировано значительное число полиморфизмов в

гетерозиготном состоянии, что позволило различить аллели. Обнаружено, что оба

аллельных варианта генов TCP, CLC и MET1 экспрессировались в женских

растениях, однако в мужских растениях экспрессировались оба аллельных

варианта генов TCP и MET1, но только один аллельный вариант гена CLC.

Выявленная аллель-специфичная экспрессия гена CLC, возможно, обуславливает

повышенную устойчивость мужских растений тополя к абиотическим стрессорам.

9

Методология и методы диссертационного исследования

Работа выполнена с использованием современного оборудования и применением соответствующих мировому уровню исследований методов молекулярной биологии и биоинформатики.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Половой локус в геномах мужского и женского растений P. х sibirica значительно различается. В геноме мужского растения Y гаплотип полового локуса содержит частичные повторы гена ARR17, отсутствующие в X гаплотипе.

2. В Y гаплотипе полового локуса P. х sibirica на границе общей и уникальной для Y и X гаплотипов частей, а также в непосредственной близости от гена ARR17, располагается повтор PSR, обнаруженный только у представителей рода Populus, который вероятно ответственен за формирование полового локуса P. х sibirica и других видов тополей.

3. Для мужских растений P. х sibirica характерна аллель-специфичная экспрессия гена CLC полового локуса в генеративных и вегетативных органах.

Личный вклад соискателя

Вся экспериментальная часть работы проведена автором самостоятельно. Автор также самостоятельно проанализировал результаты и презентовал полученные данные.

Степень достоверности и апробация результатов

Основные результаты исследования опубликованы в 3 статьях в рецензируемых научных журналах. Результаты работы также представлены на 7 российских и международных научных конференциях: Международный конгресс «VII съезд Вавиловского общества генетиков и селекционеров, посвященный 100-летию кафедры генетики СПбГУ, и ассоциированные симпозиумы» (Санкт-Петербург, 2019); 5th International scientific conference «Plant genetics, genomics, bioinformatics and biotechnology» (PlantGen2019) (Новосибирск, 2019); The 44th

FEBS Congress «From Molecules to living systems» (Краков, 2019); The 12th International Multiconference BGRS\SB-2020 «Bioinformatics of Genome Regulation and Structure\Systems Biology» (Новосибирск, 2020); The 12th International Young Scientists School SBB-2020 «Systems Biology and Bioinformatics» (Ялта и Севастополь, 2020); 24-я Международная Пущинская школа-конференция молодых учёных «Биология - наука 21 века» (Пущино, 2020); The 45th FEBS Congress «Molecules of Life: Towards New Horizons» (Любляна, 2021).

Статьи в рецензируемых научных журналах

1. Pushkova E.N., Krasnov G.S., Lakunina V.A., Novakovskiy R.O., Povkhova L.V., Dvorianinova E.M., Beniaminov A.D., Fedorova M.S., Snezhkina A.V., Kudryavtseva A.V., Dmitriev A.A., Melnikova N.V. (2021) Genome and transcriptome sequencing of Populus x sibirica identified sex-associated allele-specific expression of the CLC gene. Frontiers in Genetics, 12, 676935. doi: 10.3389/fgene.2021.676935.

2. Melnikova N.V.*, Pushkova E.N.*, Dvorianinova E.M., Beniaminov A.D., Novakovskiy R.O., Povkhova L.V., Bolsheva N.L., Snezhkina A.V., Kudryavtseva A.V., Krasnov G.S., Dmitriev A.A. (2021) Genome assembly and sex-determining region of male and female Populus x sibirica. Frontiers in Plant Science, 12, 625416. doi: 10.3389/fpls.2021.625416.

3. Дмитриев А.А., Пушкова Е.Н., Мельникова Н.В., (2022) Секвенирование геномов растений: современные технологии и новые возможности для селекции. Молекулярная биология, 56(4), 531-545. doi: 10.31857/S002689842001005X.

* авторы внесли равный вклад

Материалы научных конференций

1. Пушкова Е.Н., Борхерт Е.В., Мельникова Н.В., Дмитриев А.А. (2019) Ассоциированный с полом участок генома тополя. Сборник тезисов, Международный конгресс «VII съезд Вавиловского общества генетиков и селекционеров, посвященный 100-летию кафедры генетики СПбГУ, и ассоциированные симпозиумы», 672.

2. Pushkova E.N., Beniaminov A.D., Borkhert E.V., Melnikova N.V., Dmitriev A.A. (2019) Sex-associated genome region of poplar. Abstracts, 5th International scientific conference «Plant genetics, genomics, bioinformatics and biotechnology» (PlantGen2019), 162.

3. Pushkova E.N., Borkhert E.V., Beniaminov A.D., Melnikova N.V., Dmitriev A.A. (2019) Sex-specific genomic locus in Populus x sibirica. FEBS Open Bio, 9(Sup. 1), 102.

4. Pushkova E.N., Bolsheva N.L., Krasnov G.S., Melnikova N.V., Novakovskiy R.O., Dmitriev A.A. (2020) Comparative genomic analysis of male and female poplars. Abstracts, The 12th Multiconference Conference BGRS\SB-2020 «Bioinformatics of Genome Regulation and Structure\Systems Biology», 336-337.

5. Pushkova E.N., Krasnov G.S., Dvorianinova E.M., Novakovskiy R.O., Povkhova L.V., Melnikova N.V., Dmitriev A.A. (2020) High-quality genome assemblies of male and female Populus x sibirica plants. Abstracts, The 12th International Young Scientists School SBB-2020 «Systems Biology and Bioinformatics», 48.

6. Пушкова Е.Н., Краснов Г.С., Новаковский Р.О., Повхова Л.В., Мельникова Н.В., Дмитриев А.А (2020) Полногеномный анализ мужских и женских тополей Populus x sibirica. Сборник тезисов, 24-я Международная Пущинская школа-конференция молодых учёных «Биология - наука 21 века», 74.

7. Pushkova E.N., Krasnov G.S., Novakovskiy R.O., Povkhova L.V., Dvorianinova E.M., Melnikova N.V., Dmitriev A.A. (2021) Analysis of gene from the sex-determining region of Populus x sibirica revealed sex-associated differences in their expression. FEBS Open Bio, 11(Sup. 1), 131-132.

Объем и структура диссертации

Диссертационная работа состоит из следующих разделов: «Введение», «Обзор литературы», «Материалы и методы», «Результаты и обсуждение», «Заключение», «Выводы» и «Список литературы», который включает 227 источник. Работа изложена на 115 страницах, содержит 21 рисунок и 5 таблиц.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1. Систематика рода Рори1т

Род Тополь (Populus) представлен двудомными видами, распространенными преимущественно в северном полушарии [22]. Виды Populus являются ветроопыляемыми растениями, характеризующимися высоким внутривидовым разнообразием [5]. Различные виды тополя, принадлежащие к одной секции или близкородственным секциям (например, Aigeiros БиЬу и Tacamahaca БраеИ), без проблем скрещиваются между собой, образуя естественные гибриды [6-8, 10]. Широкое распространение межвидовых гибридов, а не чистых видов, и высокий уровень генетического разнообразия показан для тополей, растущих в городах средней полосы России, в том числе Москве [10, 23]. В последние годы широко используется классификация Eckenwalder (1996), которая выделила 29 видов, разделенных на шесть секций на основе относительного морфологического сходства и скрещиваемости (Таблица 1) [5].

Таблица 1. Классификация видов рода Populus

Секция Виды

Abaso Eckenwalder Populus mexicana Wesmael

Turanga Bunge P. euhratica Olivier

P. pruinosa Schrenk

P. ilicifolia (Engler) Rouleau

Leucoides Spach P. glauca Haines

P. heterophylla L.

P. lasiocarpa Olivier

Aigeiros Duby P. deltoides Marshall

P. fremontii S. Watson

P. nigra L.

Продолжение таблицы 1

Секция Виды

P. angustifolia James

P. balsamifera L.

P. ciliata Royle

P. laurifolia Ledebour

Tacamahaca Spach P. simonii Carriere

P. suaveolens Fischer

P. szechuanica Schneider

P. trichocarpa Torrey & Gray

P. yunnanensis Dode

P. adenopoda Maximowicz

P. alba L.

P. gamblei Haines

P. grandidentata Michaux

Populus (Leuce Duby) P. guzmanantlensis Vazques & Cuevas

P. montícola Brandegee

P. sieboldii Miquel

P. simaroa Rzedowski

P. tremula L.

P. tremuloides Michaux

1.2. Биологические особенности тополя

Благодаря своей впечатляющей скорости роста виды РорЫш стали одними из наиболее широко культивируемых деревьев в умеренных широтах по всему миру. Простота вегетативного размножения, быстрый рост, высокие урожаи биомассы, хорошая способность к порослевому росту и высокая пластичность в ответ на изменения окружающей среды — вот основные характеристики, которые сделали РорШш лучшим деревом для лесоводства. Деревья достигают высоты 8-10 м всего после двух вегетационных сезонов в тщательно ухоженных плантациях, а высота 40 м регистрируется менее чем через 20 лет. Виды Populus, особенно при посадке на моноклональных плантациях, подвержены таким заболеваниям, как ржавчина листьев, вызываемая Melampsora spp., пятнистость листьев (Marssonina spp.) и точечный некроз тканей стебля (Septoria spp.). Использование большого

разнообразия клонов и видов на плантациях увеличивает генетическое разнообразие и сводит к минимуму риски, связанные с болезнями и вредителями [24, 25]. Также виды Рори1ш обладают большой листовой поверхностью и могут достигать довольно высокой фотосинтетической активности и поглощать большое количество углекислого газа [26].

Тополь - это хороший вариант для озеленения городов благодаря своим многочисленным преимуществам. Он легко размножается, не требует особого ухода и способен очищать воздух от пыли и загрязнений. Кроме того, тополь производит больше кислорода, чем другие деревья для озеленения городских территорий и обладает фитонцидными свойствам. Однако у тополя есть один существенный недостаток - на женских деревьях имеются семена, которые покрыты пухом. Пух может забивать вентиляционные системы, а также является пожароопасным материалом. Также он собирает и распространяет пыльцу других растений, которая может вызывать аллергические реакции у людей. Для борьбы с пухом обычно используют обрезку деревьев тополя. Но этот метод неэффективен, так как обрезка уменьшает листовую поверхность и ослабляет растения, что значительно уменьшает их пользу для озеленения города. Чтобы избежать проблемы с пухом, рекомендуется использовать для озеленения мужские растения тополя, так как пух образуется только на женских растениях. Для определения пола у тополя наиболее эффективным способом является использование ДНК-маркеров. Такой подход позволяет определить пол растения уже на стадии саженцев, в отличие от определения пола по фенотипу, которое возможно только у взрослых растений. Это позволит более эффективно использовать мужские растения тополя для озеленения городских пространств.

1.3. Тополь как модельный объект для генетических исследований деревьев

Многолетние древесные и травянистые растения часто обладают большим

сходством по многим параметрам, тем не менее, образ жизни этих двух групп

значительно отличается. Следовательно, для изучения характеристик древесных

растений необходимо подобрать хорошую модель, так как род Arabidopsis, часто

15

используемый в качестве модельного объекта, отличается по многим параметрам от древесных растений, несмотря на тесные таксономические связи с ними.

В свете экологического и экономического значения деревьев становится

ясно, что правильно выбранное «модельное дерево» поможет развить геномику

древесных растений и их дальнейшие молекулярно-генетические исследования.

Основные претенденты на это звание делятся на два класса: голосеменные и

покрытосеменные. Хвойные деревья (Pinus, Picea, Abies и Larix) занимают

большую долю рынка, а также распространены в регионах с умеренным климатом.

Таким образом, существуют значительные генетические ресурсы хвойных, что

весьма ценно для геномных исследований. Однако, несмотря на очевидные

преимущества голосеменных растений, существует ряд серьезных недостатков

экспериментального характера, таких как большой размер генома, длительное

время роста и развития, неэффективные процедуры трансформации и относительно

неразвитая база знаний по биологии этих растений. Что касается покрытосеменных

деревьев, тополь/осина (Populus), ива (Salix), береза (Betula) и эвкалипт

рассматривались в качестве моделей. При этом известны преимущества рода

Populus. Во-первых, это сочетание нескольких ценных биологических

характеристик, таких как небольшой размер генома (около 500 млн п.н. для

P. trichocarpa), пригодность для генетической трансформации, легкость

вегетативного размножения, быстрый рост, короткий предрепродуктивный период

и потенциал для коммерческого использования древесины. Во-вторых, это

значительный объем базовых исследований и разработок, которые уже

проводились с гибридами Populus в Европе и Северной Америке, в основном

благодаря потенциалу этих деревьев для ведения лесного хозяйства с коротким

севооборотом [1, 2]. В-третьих, род Populus фенотипически очень разнообразен, а

межвидовые гибриды облегчают генетическое картирование экономически

важных признаков, связанных со скоростью роста, свойствами древесины и

качеством бумаги. Десятки локусов количественных признаков (QTL) уже

картированы [27] и разработаны методы генетической трансформации [28]. При

соответствующих условиях Populus может достичь репродуктивной зрелости всего

16

за 4-6 лет, что позволяет проводить селекционное разведение для крупномасштабных устойчивых лесных плантаций. Наконец, быстрый рост деревьев в сочетании с термохимической или биохимической конверсией лигноцеллюлозной части растения может обеспечить возобновляемый источник энергии с сопутствующим сокращением выбросов парниковых газов. Геном P. trichocarpa был секвенирован еще в 2006 году, длина генома составила около 500 млн. п.н., число хромосом 2n = 38 [3]. Геном тополя считается третьим секвенированным геномом растения после Arabidopsis thaliana и Oryza sativa, что открыло новые возможности для изучения рода Populus, включая половой диморфизм.

1.4. Секвенирование геномов растений

Развитие технологий высокопроизводительного секвенирования привело к революции в изучении растений и позволило определить нуклеотидные последовательности и собрать геномы более чем сотни видов, а также провести ресеквенирование геномов для разных генотипов одного вида [29]. Проведенные исследования внесли вклад в изучение генетического разнообразия и эволюции, а также позволили идентифицировать полиморфизмы, ассоциированные с ценными признаками у различных видов растений, включая A. thaliana, Oryza sativa, Glycine max (L.) Merr, Solanum lycopersicum L. и многие другие [30-33].

Для секвенирования геномов применялись различные методы, каждый из

которых имеет свои недостатки. Секвенирование по Сэнгеру ограничено его

значительной стоимостью, низкой продуктивностью и высокой

трудозатратностью. Высокопроизводительное секвенирование на большинстве

платформ, включая Illumina, SOLiD, и Ion Torrent, позволяет получить

относительно короткие прочтения, что затрудняет работу с повторяющимися

последовательностями, а также осложняет сборку полиплоидных геномов,

достаточно распространенных среди растений. Появление секвенаторов третьего

поколения, таких как Pacific Biosciences (PacBio) и Oxford Nanopore Technologies

(ONT), решило проблему с длиной прочтений, что особенно характерно для ONT,

17

где длина прочтений может достигать сотен тысяч нуклеотидов. Однако стоимость секвенирования 1 Гб остается высокой, и точность секвенирования на этих платформах все еще уступает платформе Illumina [34-36].

Применение стандартных подходов для сборки генома только из коротких прочтений с использованием референса может привести к ошибкам и не позволить идентифицировать значимые различия. Для получения высококачественных сборок геномов для представительной выборки генотипов одного вида нужен комплексный подход, включающий обоснованный выбор генотипов для исследования и применение различных технологий секвенирования, одна из которых позволяет получать длинные прочтения, в которых, однако, могут встречаться ошибки, а другая - короткие прочтения высокой точности. В связи с этим в последнее время все больше внимания привлекает получение высококачественных сборок геномов нескольких представителей одного вида с использованием технологий третьего поколения и их сравнительный анализ на полногеномном уровне. Развитие методов биоинформатического анализа, а также совместное применение для секвенирования геномов различных платформ, прежде всего Illumina, которая является основной для секвенирования геномов, в сочетании с ONT или PacBio, открыли новые возможности для получения качественных сборок геномов растений [37-41]. Помимо этого, разработка и совершенствование подходов для обработки данных высокопроизводительного секвенирования кардинально улучшили качество сборки и аннотации геномов, что особенно актуально для часто полиплоидных и богатых повторами геномов растений [42-49].

1.4.1. Технологии секвенирования третьего поколения для получения сборок

геномов растений

В настоящее время существует две основные платформы для секвенирования третьего поколения это ONT и PacBio. Данные платформы позволяют проводить секвенирование длинных молекул ДНК без ПЦР-амплификации при

пробоподготовке, что имеет важное значение для последующей сборки генома.

18

Процесс секвенирования на платформе ONT, основан на прохождении одноцепочечной ДНК через белковые нанопоры, находящиеся в бислойной мембране. При прохождении ДНК через пору, нуклеотиды вызывают характерные изменения силы тока, регистрируемые сенсором, что при дальнейшей обработке данных (basecalling) позволяет определить последовательность нуклеотидов [50]. Технология PacBio SMRT (single molecule real-time) основана на секвенировании синтезом и дает возможность в режиме реального времени определять включение нуклеотидов, меченных различными флуоресцентными метками в кольцевую цепь ДНК. На чипе SMRT cell в ячейках zero-mode waveguide (ZMW) на дне которых закреплена полимераза, происходит детекция, при этом одна и та же молекула ДНК может быть ресеквенирована в случае точных HiFi прочтений, длина которых составляет 15-20 т.п.н. [51-53]. На платформе ONT можно получить прочтения до миллиона нуклеотидов длиной [54] и при меньшей стоимости иметь больший выход данных [55], однако до недавнего времени она уступала платформе PacBio в точности (новая химия Q20+ и проточные ячейки R10.4.1 могут изменить ситуацию [56]).

Платформы секвенирования третьего поколения, помимо информации о последовательности нуклеотидов в молекуле ДНК, впервые позволяет напрямую изучать различные типы их модификаций, включая метилирование ДНК [57]. Для платформы ONT при прохождении определенного нуклеотида через пору, модификации нуклеотидов вызывают отклонения в изменениях силы тока [58, 59], а для PacBio влияют на кинетику полимеразы [60]. В регуляции экспрессии генов важную роль играет метилирование, управляя множеством процессов, происходящих в растительных клетках, в том числе ответом на стрессовые воздействия, развитием, ростом [61-63], поэтому данные полученные с платформ третьего поколения можно будет использовать для расширения наших знаний о роли метилирования ДНК в жизни растений.

Для секвенирования на платформах третьего поколения ключевое значение

имеет качество ДНК, которая будет использована, а также необходима

высокомолекулярная ДНК, для получения высококачественных сборок геномов

19

[36]. Получение чистой высокомолекулярной ДНК из растений является непростой

задачей, из-за наличия различных метаболитов, включая терпены, фенолы,

флавоноиды и алкалоиды, а также полисахаридов, очистка от которых может быть

затруднена [64]. При этом метаболиты, препятствующие получению высоко чистой

ДНК, значительно различаются для каждого вида растений, в связи с чем

разработка универсального протокола выделения ДНК затруднена. На сайте ONT

сообщества можно найти несколько хорошо зарекомендовавших себя протоколов,

при использовании на разных видах растений

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Пушкова Елена Николаевна, 2024 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Taylor G. Populus: arabidopsis for forestry. Do we need a model tree? // Ann Bot. -2002. - T. 90, № 6. - C. 681-9.

2. Why and how Populus became a "model tree". Genetics and Genomics of Populus. / Ellis B., Jansson, S., Strauss, S. and Tuskan, G.A.; Под ред. Sansson S., Bhalerao, R. and Groover, A. - New York: Springer Science and Business Media, 2010. Genetics and Genomics of Populus. - 3-14 с.

3. The genome of black cottonwood, Populus trichocarpa (Torr. & Gray) / Tuskan G. A. [et al.] // Science. - 2006. - T. 313, № 5793. - C. 1596-604.

4. Renner S. S. The relative and absolute frequencies of angiosperm sexual systems: dioecy, monoecy, gynodioecy, and an updated online database // Am J Bot. - 2014. - T. 101, № 10. - C. 1588-96.

5. Rae A. M., Street N. R., Rodriguez-Acosta M. Populus Trees // Forest Trees / Kole C. - Berlin, Heidelberg: Springer Berlin Heidelberg, 2007. - C. 1-28.

6. Адвентивная флора Москвы и Московской области. М.: Товарищество научных изданий КМК. / Майоров С. Р., Бочкин, В.Д., Насимович, Ю.А., Щербаков, А.В., 2012. М.: Товарищество научных изданий КМК. - 412 с.

7. Roe A. D., MacQuarrie C. J., Gros-Louis M. C., Simpson J. D., Lamarche J., Beardmore T., Thompson S. L., Tanguay P., Isabel N. Fitness dynamics within a poplar hybrid zone: II. Impact of exotic sex on native poplars in an urban jungle // Ecol Evol. -2014. - T. 4, № 10. - C. 1876-89.

8. Jiang D., Feng J., Dong M., Wu G., Mao K., Liu J. Genetic origin and composition of a natural hybrid poplar Populus x jrtyschensis from two distantly related species // BMC Plant Biol. - 2016. - T. 16. - C. 89.

9. Kostina M. V., Puzyryov A. N., Nasimovich J. A., Parshevnikova M. S. J. S. Representatives of the sections Aigeiros Duby and Tacamahaca Spach (genus Populus L., Salicaceae) and their hybrids in cities of central and eastern European Russia // Skvortsovia. - 2017. - T. 3, № 3. - C. 97-119.

10. Костина М. В., Насимович, Ю.А. К систематике тополей, произрастающих в городских посадках Москвы и Московской области // Биоразнообразие: проблемы изучения и сохранения: материалы Междунар. науч. конф., посвящ. 95-летию кафедры ботаники Твер. гос. ун-та (г. Тверь, 21—24 нояб. 2012 г.). -2012.10.31862/2500-2963-2018-3-33-42. - C. 189-192.

11. Yin T., Difazio S. P., Gunter L. E., Zhang X., Sewell M. M., Woolbright S. A., Allan G. J., Kelleher C. T., Douglas C. J., Wang M., Tuskan G. A. Genome structure and emerging evidence of an incipient sex chromosome in Populus // Genome Res. - 2008. -T. 18, № 3. - C. 422-30.

12. Paolucci I., Gaudet M., Jorge V., Beritognolo I., Terzoli S., Kuzminsky E., Muleo R., Scarascia Mugnozza G., Sabatti M. Genetic linkage maps of Populus alba L. and comparative mapping analysis of sex determination across Populus species // Tree Genetics & Genomes. - 2010. - T. 6, № 6. - C. 863-875.

13. Gaudet M., Jorge V., Paolucci I., Beritognolo I., Mugnozza G. S., Sabatti M. Genetic linkage maps of Populus nigra L. including AFLPs, SSRs, SNPs, and sex trait // Tree Genetics & Genomes. - 2008. - T. 4, № 1. - C. 25-36.

14. Pakull B., Groppe K., Meyer M., Markussen T., Fladung M. Genetic linkage mapping in aspen (Populus tremula L. and Populus tremuloides Michx.) // Tree Genetics & Genomes. - 2009. - T. 5, № 3. - C. 505-515.

15. Kersten B., Pakull B., Groppe K., Lueneburg J., Fladung M. The sex-linked region in Populus tremuloides Turesson 141 corresponds to a pericentromeric region of about two million base pairs on P. trichocarpa chromosome 19 // Plant Biol (Stuttg). - 2014. - T.

16. № 2. - C. 411-8.

16. Geraldes A., Hefer C. A., Capron A., Kolosova N., Martinez-Nunez F., Soolanayakanahally R. Y., Stanton B., Guy R. D., Mansfield S. D., Douglas C. J., Cronk Q. C. Recent Y chromosome divergence despite ancient origin of dioecy in poplars (Populus) // Mol Ecol. - 2015. - T. 24, № 13. - C. 3243-56.

17. Pakull B., Kersten B., Luneburg J., Fladung M. A simple PCR-based marker to determine sex in aspen // Plant Biol (Stuttg). - 2015. - T. 17, № 1. - C. 256-61.

18. Tuskan G. A., DiFazio S., Faivre-Rampant P., Gaudet M., Harfouche A., Jorge V., Labbé J. L., Ranjan P., Sabatti M., Slavov G., Street N., Tschaplinski T. J., Yin T. The obscure events contributing to the evolution of an incipient sex chromosome in Populus: a retrospective working hypothesis // Tree Genetics & Genomes. - 2012. - T. 8, № 3. -C. 559-571.

19. Muller N. A., Kersten B., Leite Montalvao A. P., Mahler N., Bernhardsson C., Brautigam K., Carracedo Lorenzo Z., Hoenicka H., Kumar V., Mader M., Pakull B., Robinson K. M., Sabatti M., Vettori C., Ingvarsson P. K., Cronk Q., Street N. R., Fladung M. A single gene underlies the dynamic evolution of poplar sex determination // Nat Plants. - 2020. - T. 6, № 6. - C. 630-637.

20. Xue L., Wu H., Chen Y., Li X., Hou J., Lu J., Wei S., Dai X., Olson M. S., Liu J., Wang M., Charlesworth D., Yin T. Evidences for a role of two Y-specific genes in sex determination in Populus deltoides // Nat Commun. - 2020. - T. 11, № 1. - C. 5893.

21. Zhou R., Macaya-Sanz D., Schmutz J., Jenkins J. W., Tuskan G. A., DiFazio S. P. Sequencing and Analysis of the Sex Determination Region of Populus trichocarpa // Genes (Basel). - 2020. - T. 11, № 8.

22. Stettler R. F. J. S. G. Variation in sex expression of black cottonwood and related hybrids // Silvae Genetica -1971. - T. 20. - C. 42-46.

23. Борхерт Е. В., Краснов, Г.С., Большева, Н.Л., Кезимана, П., Юркевич, О.Ю., Муравенко, О.В., и др. Генетический полиморфизм тополей Московского региона на основе высокопроизводительного секвенирования ITS-последовательностей // Вавиловский журнал генетики и селекции. - 2018. - T. 22, № 5.

24. Labrecque M., Teodorescu, T.I. Field performance and biomass production of 12 willow and poplar clones in short-rotation coppice in southern Quebec (Canada) // Biomass Bioenerg. - 2005. - T. 29. - C. 1-9.

25. Christersson L. Biomass production of intensively grown poplars in the southernmost part of Sweden: Observations of characters, traits and growth potential // Biomass Bioenerg. - 2006. - T. 30. - C. 497-508.

26. Genetics and genomics of Populus. Plant genetics and genomics: Crops and models. / Jansson S., Bhalerao R. P., Groover A. T. - New York: Springer, 2010. - T. 8: Plant genetics and genomics: Crops and models. - xv, 381 p. c.

27. Yin T. M., DiFazio S. P., Gunter L. E., Riemenschneider D., Tuskan G. A. Large-scale heterospecific segregation distortion in Populus revealed by a dense genetic map // Theor Appl Genet. - 2004. - T. 109, № 3. - C. 451-63.

28. Meilan R., Ma, C. Poplar (Populus spp.) // Methods in Molecular Biology. - 2006. -T. 344. - C. 143-151.

29. Torkamaneh D., Boyle B., Belzile F. Efficient genome-wide genotyping strategies and data integration in crop plants // Theor Appl Genet. - 2018. - T. 131, № 3. - C. 499511.

30. Lin T., Zhu G., Zhang J., Xu X., Yu Q., Zheng Z., Zhang Z., Lun Y., Li S., Wang X., Huang Z., Li J., Zhang C., Wang T., Zhang Y., Wang A., Zhang Y., Lin K., Li C., Xiong G., Xue Y., Mazzucato A., Causse M., Fei Z., Giovannoni J. J., Chetelat R. T., Zamir D., Stadler T., Li J., Ye Z., Du Y., Huang S. Genomic analyses provide insights into the history of tomato breeding // Nat Genet. - 2014. - T. 46, № 11. - C. 1220-6.

31. The 3,000 rice genomes project. The 3,000 rice genomes project // Gigascience. -2014. - T. 3. - C. 7.

32. Zhou Z., Jiang Y., Wang Z., Gou Z., Lyu J., Li W., Yu Y., Shu L., Zhao Y., Ma Y., Fang C., Shen Y., Liu T., Li C., Li Q., Wu M., Wang M., Wu Y., Dong Y., Wan W., Wang X., Ding Z., Gao Y., Xiang H., Zhu B., Lee S. H., Wang W., Tian Z. Resequencing 302 wild and cultivated accessions identifies genes related to domestication and improvement in soybean // Nat Biotechnol. - 2015. - T. 33, № 4. - C. 408-14.

33. The 1001 Genomes Consortium. 1,135 Genomes Reveal the Global Pattern of Polymorphism in Arabidopsis thaliana // Cell. - 2016. - T. 166, № 2. - C. 481 -491.

34. Goodwin S., McPherson J. D., McCombie W. R. Coming of age: ten years of next-generation sequencing technologies // Nat Rev Genet. - 2016. - T. 17, № 6. - C. 333-51.

35. Li C., Lin F., An D., Wang W., Huang R. Genome Sequencing and Assembly by Long Reads in Plants // Genes (Basel). - 2017. - T. 9, № 1.

36. Li F. W., Harkess A. A guide to sequence your favorite plant genomes // Appl Plant Sci. - 2018. - T. 6, № 3. - C. e1030.

37. Schmidt M. H., Vogel A., Denton A. K., Istace B., Wormit A., van de Geest H., Bolger M. E., Alseekh S., Mass J., Pfaff C., Schurr U., Chetelat R., Maumus F., Aury J. M., Koren S., Fernie A. R., Zamir D., Bolger A. M., Usadel B. De Novo Assembly of a New Solanum pennellii Accession Using Nanopore Sequencing // Plant Cell. - 2017. - T. 29, № 10. - C. 2336-2348.

38. Michael T. P., Jupe F., Bemm F., Motley S. T., Sandoval J. P., Lanz C., Loudet O., Weigel D., Ecker J. R. High contiguity Arabidopsis thaliana genome assembly with a single nanopore flow cell // Nat Commun. - 2018. - T. 9, № 1. - C. 541.

39. Zimin A. V., Puiu D., Luo M. C., Zhu T., Koren S., Marcais G., Yorke J. A., Dvorak J., Salzberg S. L. Hybrid assembly of the large and highly repetitive genome of Aegilops tauschii, a progenitor of bread wheat, with the MaSuRCA mega-reads algorithm // Genome Res. - 2017. - T. 27, № 5. - C. 787-792.

40. Zimin A. V., Stevens K. A., Crepeau M. W., Puiu D., Wegrzyn J. L., Yorke J. A., Langley C. H., Neale D. B., Salzberg S. L. An improved assembly of the loblolly pine mega-genome using long-read single-molecule sequencing // Gigascience. - 2017. - T. 6, № 1. - C. 1-4.

41. Mondal T. K., Rawal H. C., Gaikwad K., Sharma T. R., Singh N. K. First de novo draft genome sequence of Oryza coarctata, the only halophytic species in the genus Oryza // F1000Res. - 2017. - T. 6. - C. 1750.

42. Zimin A. V., Marcais G., Puiu D., Roberts M., Salzberg S. L., Yorke J. A. The MaSuRCA genome assembler // Bioinformatics. - 2013. - T. 29, № 21. - C. 2669-77.

43. Kajitani R., Toshimoto K., Noguchi H., Toyoda A., Ogura Y., Okuno M., Yabana M., Harada M., Nagayasu E., Maruyama H., Kohara Y., Fujiyama A., Hayashi T., Itoh T. Efficient de novo assembly of highly heterozygous genomes from whole-genome shotgun short reads // Genome Res. - 2014. - T. 24, № 8. - C. 1384-95.

44. Antipov D., Korobeynikov A., McLean J. S., Pevzner P. A. hybridSPAdes: an algorithm for hybrid assembly of short and long reads // Bioinformatics. - 2016. - T. 32, № 7. - C. 1009-15.

45. Ye C., Hill C. M., Wu S., Ruan J., Ma Z. S. DBG2OLC: Efficient Assembly of Large Genomes Using Long Erroneous Reads of the Third Generation Sequencing Technologies // Sci Rep. - 2016. - T. 6. - C. 31900.

46. Koren S., Walenz B. P., Berlin K., Miller J. R., Bergman N. H., Phillippy A. M. Canu: scalable and accurate long-read assembly via adaptive k-mer weighting and repeat separation // Genome Res. - 2017. - T. 27, № 5. - C. 722-736.

47. Kolmogorov M., Yuan J., Lin Y., Pevzner P. A. Assembly of long, error-prone reads using repeat graphs // Nat Biotechnol. - 2019. - T. 37, № 5. - C. 540-546.

48. Ruan J., Li H. Fast and accurate long-read assembly with wtdbg2 // Nat Methods. -2020. - T. 17, № 2. - C. 155-158.

49. Shafin K., Pesout T., Lorig-Roach R., Haukness M., Olsen H. E., Bosworth C., Armstrong J., Tigyi K., Maurer N., Koren S., Sedlazeck F. J., Marschall T., Mayes S., Costa V., Zook J. M., Liu K. J., Kilburn D., Sorensen M., Munson K. M., Vollger M. R., Monlong J., Garrison E., Eichler E. E., Salama S., Haussler D., Green R. E., Akeson M., Phillippy A., Miga K. H., Carnevali P., Jain M., Paten B. Nanopore sequencing and the Shasta toolkit enable efficient de novo assembly of eleven human genomes // Nat Biotechnol. - 2020. - T. 38, № 9. - C. 1044-1053.

50. Deamer D., Akeson M., Branton D. Three decades of nanopore sequencing // Nat Biotechnol. - 2016. - T. 34, № 5. - C. 518-24.

51. Rhoads A., Au K. F. PacBio Sequencing and Its Applications // Genomics Proteomics Bioinformatics. - 2015. - T. 13, № 5. - C. 278-89.

52. van Dijk E. L., Jaszczyszyn Y., Naquin D., Thermes C. The Third Revolution in Sequencing Technology // Trends Genet. - 2018. - T. 34, № 9. - C. 666-681.

53. Wenger A. M., Peluso P., Rowell W. J., Chang P. C., Hall R. J., Concepcion G. T., Ebler J., Fungtammasan A., Kolesnikov A., Olson N. D., Topfer A., Alonge M., Mahmoud M., Qian Y., Chin C. S., Phillippy A. M., Schatz M. C., Myers G., DePristo M. A., Ruan J., Marschall T., Sedlazeck F. J., Zook J. M., Li H., Koren S., Carroll A., Rank D. R., Hunkapiller M. W. Accurate circular consensus long-read sequencing improves variant detection and assembly of a human genome // Nat Biotechnol. - 2019. - T. 37, № 10. - C. 1155-1162.

54. Payne A., Holmes N., Rakyan V., Loose M. BulkVis: a graphical viewer for Oxford nanopore bulk FAST5 files // Bioinformatics. - 2019. - T. 35, № 13. - C. 2193 -2198.

55. De Coster W., Weissensteiner M. H., Sedlazeck F. J. Towards population-scale long-read sequencing // Nat Rev Genet. - 2021. - T. 22, № 9. - C. 572-587.

56. Sereika M., Kirkegaard R. H., Karst S. M., Michaelsen T. Y., Sorensen E. A., Wollenberg R. D., Albertsen M. Oxford Nanopore R10.4 long-read sequencing enables the generation of near-finished bacterial genomes from pure cultures and metagenomes without short-read or reference polishing // Nat Methods. - 2022. - T. 19, № 7. - C. 823826.

57. Gouil Q., Keniry A. Latest techniques to study DNA methylation // Essays Biochem.

- 2019. - T. 63, № 6. - C. 639-648.

58. Simpson J. T., Workman R. E., Zuzarte P. C., David M., Dursi L. J., Timp W. Detecting DNA cytosine methylation using nanopore sequencing // Nat Methods. - 2017.

- T. 14, № 4. - C. 407-410.

59. Rand A. C., Jain M., Eizenga J. M., Musselman-Brown A., Olsen H. E., Akeson M., Paten B. Mapping DNA methylation with high-throughput nanopore sequencing // Nat Methods. - 2017. - T. 14, № 4. - C. 411-413.

60. Flusberg B. A., Webster D. R., Lee J. H., Travers K. J., Olivares E. C., Clark T. A., Korlach J., Turner S. W. Direct detection of DNA methylation during single-molecule, real-time sequencing // Nat Methods. - 2010. - T. 7, № 6. - C. 461-5.

61. Kumar S., Mohapatra T. Dynamics of DNA Methylation and Its Functions in Plant Growth and Development // Front Plant Sci. - 2021. - T. 12. - C. 596236.

62. Ramos-Cruz D., Troyee A. N., Becker C. Epigenetics in plant organismic interactions // Curr Opin Plant Biol. - 2021. - T. 61. - C. 102060.

63. Akhter Z., Bi Z., Ali K., Sun C., Fiaz S., Haider F. U., Bai J. In Response to Abiotic Stress, DNA Methylation Confers EpiGenetic Changes in Plants // Plants (Basel). - 2021.

- T. 10, № 6.

64. Vaillancourt B., Buell C. R. High molecular weight DNA isolation method from

diverse plant species for use with Oxford Nanopore sequencing //. -

2019.10.1101/783159 %J bioRxiv. - C. 783159.

96

65. Siadjeu C., Pucker B., Viehover P., Albach D. C., Weisshaar B. High Contiguity De Novo Genome Sequence Assembly of Trifoliate Yam (Dioscorea dumetorum) Using Long Read Sequencing // Genes (Basel). - 2020. - T. 11, № 3.

66. Krasnov G. S., Pushkova E. N., Novakovskiy R. O., Kudryavtseva L. P., Rozhmina T. A., Dvorianinova E. M., Povkhova L. V., Kudryavtseva A. V., Dmitriev A. A., Melnikova N. V. High-Quality Genome Assembly of Fusarium oxysporum f. sp. lini // Front Genet. - 2020. - T. 11. - C. 959.

67. Dmitriev A. A., Pushkova E. N., Novakovskiy R. O., Beniaminov A. D., Rozhmina T. A., Zhuchenko A. A., Bolsheva N. L., Muravenko O. V., Povkhova L. V., Dvorianinova E. M., Kezimana P., Snezhkina A. V., Kudryavtseva A. V., Krasnov G. S., Melnikova N. V. Genome Sequencing of Fiber Flax Cultivar Atlant Using Oxford Nanopore and Illumina Platforms // Front Genet. - 2020. - T. 11. - C. 590282.

68. Schalamun M., Nagar R., Kainer D., Beavan E., Eccles D., Rathjen J. P., Lanfear R., Schwessinger B. Harnessing the MinlON: An example of how to establish long-read sequencing in a laboratory using challenging plant tissue from Eucalyptus pauciflora // Mol Ecol Resour. - 2019. - T. 19, № 1. - C. 77-89.

69. Zhang M., Zhang Y., Scheuring C. F., Wu C. C., Dong J. J., Zhang H. B. Preparation of megabase-sized DNA from a variety of organisms using the nuclei method for advanced genomics research // Nat Protoc. - 2012. - T. 7, № 3. - C. 467-78.

70. Li Z., Parris S., Saski C. A. A simple plant high-molecular-weight DNA extraction method suitable for single-molecule technologies // Plant Methods. - 2020. - T. 16. - C. 38.

71. Jiao W. B., Schneeberger K. The impact of third generation genomic technologies on plant genome assembly // Curr Opin Plant Biol. - 2017. - T. 36. - C. 64-70.

72. Yuan Y., Chung C. Y., Chan T. F. Advances in optical mapping for genomic research // Comput Struct Biotechnol J. - 2020. - T. 18. - C. 2051-2062.

73. Ma Z. S., Li L., Ye C., Peng M., Zhang Y. P. Hybrid assembly of ultra-long Nanopore reads augmented with 10x-Genomics contigs: Demonstrated with a human genome // Genomics. - 2019. - T. 111, № 6. - C. 1896-1901.

74. Lieberman-Aiden E., van Berkum N. L., Williams L., Imakaev M., Ragoczy T., Telling A., Amit I., Lajoie B. R., Sabo P. J., Dorschner M. O., Sandstrom R., Bernstein B., Bender M. A., Groudine M., Gnirke A., Stamatoyannopoulos J., Mirny L. A., Lander E. S., Dekker J. Comprehensive mapping of long-range interactions reveals folding principles of the human genome // Science. - 2009. - T. 326, № 5950. - C. 289-93.

75. Jung H., Winefield C., Bombarely A., Prentis P., Waterhouse P. Tools and Strategies for Long-Read Sequencing and De Novo Assembly of Plant Genomes // Trends Plant Sci. - 2019. - T. 24, № 8. - C. 700-724.

76. Zhang H., Jain C., Aluru S. A comprehensive evaluation of long read error correction methods // BMC Genomics. - 2020. - T. 21, № Suppl 6. - C. 889.

77. Nowoshilow S., Schloissnig S., Fei J. F., Dahl A., Pang A. W. C., Pippel M., Winkler S., Hastie A. R., Young G., Roscito J. G., Falcon F., Knapp D., Powell S., Cruz A., Cao H., Habermann B., Hiller M., Tanaka E. M., Myers E. W. The axolotl genome and the evolution of key tissue formation regulators // Nature. - 2018. - T. 554, № 7690. - C. 5055.

78. Chin C. S., Peluso P., Sedlazeck F. J., Nattestad M., Concepcion G. T., Clum A., Dunn C., O'Malley R., Figueroa-Balderas R., Morales-Cruz A., Cramer G. R., Delledonne M., Luo C., Ecker J. R., Cantu D., Rank D. R., Schatz M. C. Phased diploid genome assembly with single-molecule real-time sequencing // Nat Methods. - 2016. - T. 13, № 12. - C. 1050-1054.

79. Vaser R., Sikic M. Time- and memory-efficient genome assembly with Raven // Nature Computational Science. - 2021. - T. 1, № 5. - C. 332-336.

80. Li H. Minimap and miniasm: fast mapping and de novo assembly for noisy long sequences // Bioinformatics. - 2016. - T. 32, № 14. - C. 2103-10.

81. Cheng H., Concepcion G. T., Feng X., Zhang H., Li H. Haplotype-resolved de novo assembly using phased assembly graphs with hifiasm // Nat Methods. - 2021. - T. 18, № 2. - C. 170-175.

82. Vaser R., Sikic M. Yet another de novo genome assembler // bioRxiv -2019.

83. Chen Y., Nie F., Xie S. Q., Zheng Y. F., Dai Q., Bray T., Wang Y. X., Xing J. F., Huang Z. J., Wang D. P., He L. J., Luo F., Wang J. X., Liu Y. Z., Xiao C. L. Efficient assembly of nanopore reads via highly accurate and intact error correction // Nat Commun. - 2021. - T. 12, № 1. - C. 60.

84. Garg S., Fungtammasan A., Carroll A., Chou M. F., Schmitt A. D., Zhou X., Mac S., Peluso P., Hatas E., Ghurye J., Maguire J. G. Q., Mahmoud M., Cheng H., Heller D., Zook J. M., Moemke T., Marschall T., Sedlazeck F. J., Aach J., Chin C.-S., Church G. M., Li H. Efficient chromosome-scale haplotype-resolved assembly of human genomes // bioRxiv. - 2019.

85. Di Genova A., Buena-Atienza E., Ossowski S., Sagot M. F. Efficient hybrid de novo assembly of human genomes with WENGAN // Nat Biotechnol. - 2021. - T. 39, № 4. -C. 422-430.

86. Jayakumar V., Sakakibara Y. Comprehensive evaluation of non-hybrid genome assembly tools for third-generation PacBio long-read sequence data // Brief Bioinform. -2019. - T. 20, № 3. - C. 866-876.

87. Murigneux V., Rai S. K., Furtado A., Bruxner T. J. C., Tian W., Harliwong I., Wei H., Yang B., Ye Q., Anderson E., Mao Q., Drmanac R., Wang O., Peters B. A., Xu M., Wu P., Topp B., Coin L. J. M., Henry R. J. Comparison of long-read methods for sequencing and assembly of a plant genome // Gigascience. - 2020. - T. 9, № 12.

88. Dvorianinova E. M., Pushkova E. N., Novakovskiy R. O., Povkhova L. V., Bolsheva N. L., Kudryavtseva L. P., Rozhmina T. A., Melnikova N. V., Dmitriev A. A. Nanopore and Illumina Genome Sequencing of Fusarium oxysporum f. sp. lini Strains of Different Virulence // Front Genet. - 2021. - T. 12. - C. 662928.

89. Jung H., Jeon M. S., Hodgett M., Waterhouse P., Eyun S. I. Comparative Evaluation of Genome Assemblers from Long-Read Sequencing for Plants and Crops // J Agric Food Chem. - 2020. - T. 68, № 29. - C. 7670-7677.

90. Gurevich A., Saveliev V., Vyahhi N., Tesler G. QUAST: quality assessment tool for genome assemblies // Bioinformatics. - 2013. - T. 29, № 8. - C. 1072-5.

91. Seppey M., Manni M., Zdobnov E. M. BUSCO: Assessing Genome Assembly and

Annotation Completeness // Methods Mol Biol. - 2019. - T. 1962. - C. 227-245.

99

92. Walker B. J., Abeel T., Shea T., Priest M., Abouelliel A., Sakthikumar S., Cuomo C. A., Zeng Q., Wortman J., Young S. K., Earl A. M. Pilon: an integrated tool for comprehensive microbial variant detection and genome assembly improvement // PLoS One. - 2014. - T. 9, № 11. - C. e112963.

93. Vaser R., Sovic I., Nagarajan N., Sikic M. Fast and accurate de novo genome assembly from long uncorrected reads // Genome Res. - 2017. - T. 27, № 5. - C. 737 -746.

94. Loman N. J., Quick J., Simpson J. T. A complete bacterial genome assembled de novo using only nanopore sequencing data // Nat Methods. - 2015. - T. 12, № 8. - C. 733-5.

95. Melnikova N. V., Pushkova E. N., Dvorianinova E. M., Beniaminov A. D., Novakovskiy R. O., Povkhova L. V., Bolsheva N. L., Snezhkina A. V., Kudryavtseva A. V., Krasnov G. S., Dmitriev A. A. Genome Assembly and Sex-Determining Region of Male and Female Populus x sibirica // Front Plant Sci. - 2021. - T. 12. - C. 625416.

96. Zhang X., Wu R., Wang Y., Yu J., Tang H. Unzipping haplotypes in diploid and polyploid genomes // Comput Struct Biotechnol J. - 2020. - T. 18. - C. 66-72.

97. Roach M. J., Schmidt S. A., Borneman A. R. Purge Haplotigs: allelic contig reassignment for third-gen diploid genome assemblies // BMC Bioinformatics. - 2018. -T. 19, № 1. - C. 460.

98. Mutz K. O., Heilkenbrinker A., Lonne M., Walter J. G., Stahl F. Transcriptome analysis using next-generation sequencing // Curr Opin Biotechnol. - 2013. - T. 24, № 1. - C. 22-30.

99. Livaja M., Wang Y., Wieckhorst S., Haseneyer G., Seidel M., Hahn V., Knapp S. J., Taudien S., Schon C. C., Bauer E. BSTA: a targeted approach combines bulked segregant analysis with next- generation sequencing and de novo transcriptome assembly for SNP discovery in sunflower // BMC Genomics. - 2013. - T. 14. - C. 628.

100. Liu G. T., Wang J. F., Cramer G., Dai Z. W., Duan W., Xu H. G., Wu B. H., Fan P. G., Wang L. J., Li S. H. Transcriptomic analysis of grape (Vitis vinifera L.) leaves during and after recovery from heat stress // BMC Plant Biol. - 2012. - T. 12. - C. 174.

101. Lu X., Chen D., Shu D., Zhang Z., Wang W., Klukas C., Chen L. L., Fan Y., Chen M., Zhang C. The differential transcription network between embryo and endosperm in the early developing maize seed // Plant Physiol. - 2013. - T. 162, № 1. - C. 440-55.

102. Mizuno H., Kawahigashi H., Kawahara Y., Kanamori H., Ogata J., Minami H., Itoh T., Matsumoto T. Global transcriptome analysis reveals distinct expression among duplicated genes during sorghum-interaction // BMC Plant Biol. - 2012. - T. 12. - C. 121.

103. Song Y., Ma K., Ci D., Chen Q., Tian J., Zhang D. Sexual dimorphic floral development in dioecious plants revealed by transcriptome, phytohormone, and DNA methylation analysis in Populus tomentosa // Plant Mol Biol. - 2013. - T. 83, № 6. - C. 559-76.

104. Song Y., Ma K., Bo W., Zhang Z., Zhang D. Sex-specific DNA methylation and gene expression in andromonoecious poplar // Plant Cell Rep. - 2012. - T. 31, № 8. - C. 1393-405.

105. Song Y., Tian M., Ci D., Zhang D. Methylation of microRNA genes regulates gene expression in bisexual flower development in andromonoecious poplar // J Exp Bot. -2015. - T. 66, № 7. - C. 1891-905.

106. Brautigam K., Soolanayakanahally R., Champigny M., Mansfield S., Douglas C., Campbell M. M., Cronk Q. Sexual epigenetics: gender-specific methylation of a gene in the sex determining region of Populus balsamifera // Sci Rep. - 2017. - T. 7. - C. 45388.

107. Xu X., Peng G., Wu C., Korpelainen H., Li C. Drought inhibits photosynthetic capacity more in females than in males of Populus cathayana // Tree Physiol. - 2008. -T. 28, № 11. - C. 1751-9.

108. Xu X., Yang F., Xiao X., Zhang S., Korpelainen H., Li C. Sex-specific responses of Populus cathayana to drought and elevated temperatures // Plant Cell Environ. - 2008. -T. 31, № 6. - C. 850-60.

109. Zhang S., Chen F., Peng S., Ma W., Korpelainen H., Li C. Comparative physiological, ultrastructural and proteomic analyses reveal sexual differences in the responses of Populus cathayana under drought stress // Proteomics. - 2010. - T. 10, № 14. - C. 2661-77.

110. Peng S., Jiang H., Zhang S., Chen L., Li X., Korpelainen H., Li C. Transcriptional profiling reveals sexual differences of the leaf transcriptomes in response to drought stress in Populus yunnanensis // Tree Physiol. - 2012. - T. 32, № 12. - C. 1541 -55.

111. Li Y., Duan B., Chen J., Korpelainen H., Niinemets U., Li C. Males exhibit competitive advantages over females of Populus deltoides under salinity stress // Tree Physiol. - 2016. - T. 36, № 12. - C. 1573-1584.

112. Jiang H., Peng S., Zhang S., Li X., Korpelainen H., Li C. Transcriptional profiling analysis in Populus yunnanensis provides insights into molecular mechanisms of sexual differences in salinity tolerance // J Exp Bot. - 2012. - T. 63, № 10. - C. 3709-26.

113. Jiang H., Zhang S., Feng L., Korpelainen H., Li C. Transcriptional profiling in dioecious plant Populus cathayana reveals potential and sex-related molecular adaptations to solar UV-B radiation // Physiol Plant. - 2015. - T. 153, № 1. - C. 105-18.

114. Zhang Y., Feng L., Jiang H., Zhang Y., Zhang S. Different Proteome Profiles between Male and Female Populus cathayana Exposed to UV-B Radiation // Front Plant Sci. - 2017. - T. 8. - C. 320.

115. McKown A. D., Klapste J., Guy R. D., Soolanayakanahally R. Y., La Mantia J., Porth I., Skyba O., Unda F., Douglas C. J., El-Kassaby Y. A., Hamelin R. C., Mansfield S. D., Cronk Q. C. B. Sexual homomorphism in dioecious trees: extensive tests fail to detect sexual dimorphism in Populus dagger // Sci Rep. - 2017. - T. 7, № 1. - C. 1831.

116. Robinson K. M., Delhomme N., Mahler N., Schiffthaler B., Onskog J., Albrectsen B. R., Ingvarsson P. K., Hvidsten T. R., Jansson S., Street N. R. Populus tremula (European aspen) shows no evidence of sexual dimorphism // BMC Plant Biol. - 2014. -T. 14. - C. 276.

117. Melnikova N. V., Borkhert E. V., Snezhkina A. V., Kudryavtseva A. V., Dmitriev A. A. Sex-Specific Response to Stress in Populus // Front Plant Sci. - 2017. - T. 8. - C. 1827.

118. Yampolsky C., Yampolsky H. B. Distribution of sex forms in the phanerogamic flora // Bibl. Genet. - 1922. - T. 3. - C. 1-62.

119. Bawa K. S. Evolution of Dioecy in Flowering Plants //. - 1980. - T. 11, № 1. - C. 15-39.

120. Westergaard M. The mechanism of sex determination in dioecious flowering plants // Adv Genet. - 1958. - T. 9. - C. 217-81.

121. Bachtrog D., Mank J. E., Peichel C. L., Kirkpatrick M., Otto S. P., Ashman T. L., Hahn M. W., Kitano J., Mayrose I., Ming R., Perrin N., Ross L., Valenzuela N., Vamosi J. C., Tree of Sex C. Sex determination: why so many ways of doing it? // PLoS Biol. -2014. - T. 12, № 7. - C. e1001899.

122. Capel B. Vertebrate sex determination: evolutionary plasticity of a fundamental switch // Nat Rev Genet. - 2017. - T. 18, № 11. - C. 675-689.

123. Renner S. S., Heinrichs, J., Sousa, A. The Sex chromosomes of bryophytes: recent insights, open questions, and reinvestigations of Frullania dilatata and Plagiochila asplenioides // Journal of Systematics and Evolution. - 2017. - T. 55, № 4. - C. 333-339.

124. Ming R., Bendahmane A., Renner S. S. Sex chromosomes in land plants // Annu Rev Plant Biol. - 2011. - T. 62. - C. 485-514.

125. Muyle A., Shearn R., Marais G. A. The Evolution of Sex Chromosomes and Dosage Compensation in Plants // Genome Biol Evol. - 2017. - T. 9, № 3. - C. 627-645.

126. Bergero R., Charlesworth D. The evolution of restricted recombination in sex chromosomes // Trends Ecol Evol. - 2009. - T. 24, № 2. - C. 94-102.

127. Ming R., Hou S., Feng Y., Yu Q., Dionne-Laporte A., Saw J. H., Senin P., Wang W., Ly B. V., Lewis K. L., Salzberg S. L., Feng L., Jones M. R., Skelton R. L., Murray J. E., Chen C., Qian W., Shen J., Du P., Eustice M., Tong E., Tang H., Lyons E., Paull R. E., Michael T. P., Wall K., Rice D. W., Albert H., Wang M. L., Zhu Y. J., Schatz M., Nagarajan N., Acob R. A., Guan P., Blas A., Wai C. M., Ackerman C. M., Ren Y., Liu C., Wang J., Wang J., Na J. K., Shakirov E. V., Haas B., Thimmapuram J., Nelson D., Wang X., Bowers J. E., Gschwend A. R., Delcher A. L., Singh R., Suzuki J. Y., Tripathi S., Neupane K., Wei H., Irikura B., Paidi M., Jiang N., Zhang W., Presting G., Windsor A., Navajas-Perez R., Torres M. J., Feltus F. A., Porter B., Li Y., Burroughs A. M., Luo M. C., Liu L., Christopher D. A., Mount S. M., Moore P. H., Sugimura T., Jiang J., Schuler M. A., Friedman V., Mitchell-Olds T., Shippen D. E., dePamphilis C. W., Palmer J. D., Freeling M., Paterson A. H., Gonsalves D., Wang L., Alam M. The draft genome

of the transgenic tropical fruit tree papaya (Carica papaya Linnaeus) // Nature. - 2008. -T. 452, № 7190. - C. 991-6.

128. Systema naturae per regna tria naturae, secundum classes, ordines, genera, species, cum characteribus, differentiis, synonymis, locis. / Linnaeus C.: Holmiae: Impensis Direct. Laurentii Salvii, 1758, 824 p.

129. Shephard H. L., Parker J. S., Darby P., Ainsworth C. C. Sexual development and sex chromosomes in hop // New Phytol. - 2000. - T. 148, № 3. - C. 397-411.

130. Caporali E., Carboni A., Galli M. G., Rossi G., Spada A., Marziani Longo G. P. Development of male and female flower in Asparagus officinalis. Search for point of transition from hermaphroditic to unisexual developmental pathway // Sexual Plant Reproduction. - 1994. - T. 7, № 4. - C. 239-249.

131. Reski R. Development, Genetics and Molecular Biology of Mosses // Bot. Acta -1998. - T. 111, № 1. - C. 1-15.

132. Crandall-Stotler B. J. B.-B., S.E. . Morphology of mosses (Phylum Bryophyta) // Fl. N. Amer. Oxford University Press. - 2007. - T. 27. - C. 3-13.

133. Landberg K., Pederson E. R., Viaene T., Bozorg B., Friml J., Jonsson H., Thelander M., Sundberg E. The MOSS Physcomitrella patens reproductive organ development is highly organized, affected by the two SHI/STY genes and by the level of active auxin in the SHI/STY expression domain // Plant Physiol. - 2013. - T. 162, № 3. - C. 1406-19.

134. Marchal É. M., E. Recherches expérimentales sur la sexualité des spores chez les Mousses dioïques // Mém. Cl. Sci. Collect. - 1907. - T. 8, № 1. - C. 1-50.

135. Johnson M. G., Shaw A. J. The effects of quantitative fecundity in the haploid stage on reproductive success and diploid fitness in the aquatic peat moss Sphagnum macrophyllum // Heredity (Edinb). - 2016. - T. 116, № 6. - C. 523-30.

136. Baughman J. T., Payton A. C., Paasch A. E., Fisher K. M., McDaniel S. F. Multiple factors influence population sex ratios in the Mojave Desert moss Syntrichia caninervis // Am J Bot. - 2017. - T. 104, № 5. - C. 733-742.

137. Harkess A., Leebens-Mack J. A Century of Sex Determination in Flowering Plants // J Hered. - 2017. - T. 108, № 1. - C. 69-77.

138. Studies in Spermatogenesis. / Stevens N. M. - Washington, DC, USA: Carnegie Institution of Washington, 1905.

139. Allen C. E. A chromosome difference correlated with sex differences in Sphaerocarpos // Science. - 1917. - T. 46, № 1193. - C. 466-7.

140. Winge Ö. On the nature of the sex chromosomes in Humulus // Hereditas. - 1929. -T. 12. - C. 53-63.

141. Blackburn K. B. Sex Chromosomes in Plants // Nature -1923. - T. 112. - C. 687688.

142. Kihara H. O., T. Cytological Studies on Rumex L. II On the Relation of Chromosome Number and Sexes in Rumex acetosa L // Bot. Mag. Tokyo. - 1923. - T. 37. - C. 147149.

143. Mendel G. Versuche uber pflanzen-hybriden // Verhandlungen des naturforschenden Vereins in Brunn -1866. - T. 4. - C. 3-47.

144. Rheinberger H.-J. Re-discovering Mendel: The Case of Carl Correns // Sci. Educ. -2015. - T. 24. - C. 51-60.

145. Vyskot B., Hobza R. The genomics of plant sex chromosomes // Plant Sci. - 2015. - T. 236. - C. 126-35.

146. Baur E. Ein Fall von geschlechtsbegrenzter Vererbung bei Melandrium album // Z. Indukt. Abstamm. Vererbungsl. - 1912. - T. 8. - C. 335-336.

147. Shull G. H. Sex-limited inheritance in Lychnis dioica L // Z. Indukt. Abstamm. Vererbungsl. - 1914. - T. 12. - C. 265-302.

148. Winge Ö. On a Y-linked gene in Melandrium // Hereditas. - 1927. - T. 9. - C. 274284.

149. Farbos I., Veuskens J., Vyskot B., Oliveira M., Hinnisdaels S., Aghmir A., Mouras A., Negrutiu I. Sexual dimorphism in white campion: deletion on the Y chromosome results in a floral asexual phenotype // Genetics. - 1999. - T. 151, № 3. - C. 1187 -96.

150. Lardon A., Georgiev S., Aghmir A., Le Merrer G., Negrutiu I. Sexual dimorphism in white campion: complex control of carpel number is revealed by y chromosome deletions // Genetics. - 1999. - T. 151, № 3. - C. 1173-85.

151. Lebel-Hardenack S., Hauser E., Law T. F., Schmid J., Grant S. R. Mapping of sex determination loci on the white campion (Silene latifolia) Y chromosome using amplified fragment length polymorphism // Genetics. - 2002. - T. 160, № 2. - C. 717-25.

152. Kazama Y., Ishii K., Aonuma W., Ikeda T., Kawamoto H., Koizumi A., Filatov D. A., Chibalina M., Bergero R., Charlesworth D., Abe T., Kawano S. A new physical mapping approach refines the sex-determining gene positions on the Silene latifolia Y-chromosome // Sci Rep. - 2016. - T. 6. - C. 18917.

153. Harkess A., Zhou J., Xu C., Bowers J. E., Van der Hulst R., Ayyampalayam S., Mercati F., Riccardi P., McKain M. R., Kakrana A., Tang H., Ray J., Groenendijk J., Arikit S., Mathioni S. M., Nakano M., Shan H., Telgmann-Rauber A., Kanno A., Yue Z., Chen H., Li W., Chen Y., Xu X., Zhang Y., Luo S., Chen H., Gao J., Mao Z., Pires J. C., Luo M., Kudrna D., Wing R. A., Meyers B. C., Yi K., Kong H., Lavrijsen P., Sunseri F., Falavigna A., Ye Y., Leebens-Mack J. H., Chen G. The asparagus genome sheds light on the origin and evolution of a young Y chromosome // Nat Commun. - 2017. - T. 8, № 1. - C. 1279.

154. Harkess A., Huang K., van der Hulst R., Tissen B., Caplan J. L., Koppula A., Batish M., Meyers B. C., Leebens-Mack J. Sex Determination by Two Y-Linked Genes in Garden Asparagus // Plant Cell. - 2020. - T. 32, № 6. - C. 1790-1796.

155. Diggle P. K., Di Stilio V. S., Gschwend A. R., Golenberg E. M., Moore R. C., Russell J. R., Sinclair J. P. Multiple developmental processes underlie sex differentiation in angiosperms // Trends Genet. - 2011. - T. 27, № 9. - C. 368-76.

156. Charlesworth D., Charlesworth B. Population genetics of partial male-sterility and the evolution of monoecy and dioecy // Heredity. - 1978. - T. 41, № 2. - C. 137-153.

157. Golenberg E. M., West N. W. Hormonal interactions and gene regulation can link monoecy and environmental plasticity to the evolution of dioecy in plants // Am J Bot. -2013. - T. 100, № 6. - C. 1022-37.

158. Akagi T., Henry I. M., Ohtani H., Morimoto T., Beppu K., Kataoka I., Tao R. A Y-Encoded Suppressor of Feminization Arose via Lineage-Specific Duplication of a Cytokinin Response Regulator in Kiwifruit // Plant Cell. - 2018. - T. 30, № 4. - C. 780795.

159. Akagi T., Pilkington S. M., Varkonyi-Gasic E., Henry I. M., Sugano S. S., Sonoda M., Firl A., McNeilage M. A., Douglas M. J., Wang T., Rebstock R., Voogd C., Datson P., Allan A. C., Beppu K., Kataoka I., Tao R. Two Y-chromosome-encoded genes determine sex in kiwifruit // Nat Plants. - 2019. - T. 5, № 8. - C. 801-809.

160. Cherif E., Zehdi-Azouzi S., Crabos A., Castillo K., Chabrillange N., Pintaud J. C., Salhi-Hannachi A., Glemin S., Aberlenc-Bertossi F. Evolution of sex chromosomes prior to speciation in the dioecious Phoenix species // J Evol Biol. - 2016. - T. 29, № 8. - C. 1513-22.

161. Hazzouri K. M., Gros-Balthazard M., Flowers J. M., Copetti D., Lemansour A., Lebrun M., Masmoudi K., Ferrand S., Dhar M. I., Fresquez Z. A., Rosas U., Zhang J., Talag J., Lee S., Kudrna D., Powell R. F., Leitch I. J., Krueger R. R., Wing R. A., Amiri K. M. A., Purugganan M. D. Genome-wide association mapping of date palm fruit traits // Nat Commun. - 2019. - T. 10, № 1. - C. 4680.

162. Kurakawa T., Ueda N., Maekawa M., Kobayashi K., Kojima M., Nagato Y., Sakakibara H., Kyozuka J. Direct control of shoot meristem activity by a cytokinin-activating enzyme // Nature. - 2007. - T. 445, № 7128. - C. 652-5.

163. Fechter I., Hausmann L., Daum M., Sorensen T. R., Viehover P., Weisshaar B., Topfer R. Candidate genes within a 143 kb region of the flower sex locus in Vitis // Mol Genet Genomics. - 2012. - T. 287, № 3. - C. 247-59.

164. Coito J. L., Silva H., Ramos M. J. N., Montez M., Cunha J., Amancio S., Costa M. M. R., Rocheta M. Vitis Flower Sex Specification Acts Downstream and Independently of the ABCDE Model Genes // Front Plant Sci. - 2018. - T. 9. - C. 1029.

165. Picq S., Santoni S., Lacombe T., Latreille M., Weber A., Ardisson M., Ivorra S., Maghradze D., Arroyo-Garcia R., Chatelet P., This P., Terral J. F., Bacilieri R. A small XY chromosomal region explains sex determination in wild dioecious V. vinifera and the reversal to hermaphroditism in domesticated grapevines // BMC Plant Biol. - 2014. - T. 14. - C. 229.

166. Zhou Y., Minio A., Massonnet M., Solares E., Lv Y., Beridze T., Cantu D., Gaut B. S. The population genetics of structural variants in grapevine domestication // Nat Plants. - 2019. - T. 5, № 9. - C. 965-979.

167. Massonnet M., Cochetel N., Minio A., Vondras A. M., Lin J., Muyle A., Garcia J. F., Zhou Y., Delledonne M., Riaz S., Figueroa-Balderas R., Gaut B. S., Cantu D. The genetic basis of sex determination in grapes // Nat Commun. - 2020. - T. 11, № 1. - C. 2902.

168. Badouin H., Velt A., Gindraud F., Flutre T., Dumas V., Vautrin S., Marande W., Corbi J., Sallet E., Ganofsky J., Santoni S., Guyot D., Ricciardelli E., Jepsen K., Kafer J., Berges H., Duchene E., Picard F., Hugueney P., Tavares R., Bacilieri R., Rustenholz C., Marais G. A. B. The wild grape genome sequence provides insights into the transition from dioecy to hermaphroditism during grape domestication // Genome Biol. - 2020. -T. 21, № 1. - C. 223.

169. Gubbay J., Collignon J., Koopman P., Capel B., Economou A., Munsterberg A., Vivian N., Goodfellow P., Lovell-Badge R. A gene mapping to the sex-determining region of the mouse Y chromosome is a member of a novel family of embryonically expressed genes // Nature. - 1990. - T. 346, № 6281. - C. 245-50.

170. Kashimada K., Koopman P. Sry: the master switch in mammalian sex determination // Development. - 2010. - T. 137, № 23. - C. 3921-30.

171. Li Y., Zheng M., Lau Y. F. The sex-determining factors SRY and SOX9 regulate similar target genes and promote testis cord formation during testicular differentiation // Cell Rep. - 2014. - T. 8, № 3. - C. 723-33.

172. Hodgkin J. The remarkable ubiquity of DM domain factors as regulators of sexual phenotype: ancestry or aptitude? // Genes Dev. - 2002. - T. 16, № 18. - C. 2322-6.

173. Smith C. A., Roeszler K. N., Ohnesorg T., Cummins D. M., Farlie P. G., Doran T. J., Sinclair A. H. The avian Z-linked gene DMRT1 is required for male sex determination in the chicken // Nature. - 2009. - T. 461, № 7261. - C. 267-71.

174. Akagi T., Henry I. M., Kawai T., Comai L., Tao R. Epigenetic Regulation of the Sex Determination Gene MeGI in Polyploid Persimmon // Plant Cell. - 2016. - T. 28, № 12. - C. 2905-2915.

175. Renner S. S. Pathways for making unisexual flowers and unisexual plants:Moving beyond the "two mutations linked on one chromosome" model // Am J Bot. - 2016. - T. 103, № 4. - C. 587-9.

176. Akagi T., Henry I. M., Tao R., Comai L. Plant genetics. A Y-chromosome-encoded small RNA acts as a sex determinant in persimmons // Science. - 2014. - T. 346, №2 6209. - C. 646-50.

177. Komatsuda T., Pourkheirandish M., He C., Azhaguvel P., Kanamori H., Perovic D., Stein N., Graner A., Wicker T., Tagiri A., Lundqvist U., Fujimura T., Matsuoka M., Matsumoto T., Yano M. Six-rowed barley originated from a mutation in a homeodomain-leucine zipper I-class homeobox gene // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2007. - T. 104, №

4. - C. 1424-9.

178. Geber M. A., Dawson T. E., Delph L. F. Gender and Sexual Dimorphism in Flowering Plants // Springer Berlin Heidelberg -, 1999. -.

179. Lewis D. The evolution of sex in flowering plants // Bio. Rev. Cambridge Philos. Soc. - 1942. - T. 17. - C. 46-67.

180. Charlesworth B., Charlesworth D. The degeneration of Y chromosomes // Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. - 2000. - T. 355, № 1403. - C. 1563-72.

181. Jansson S., Douglas C. J. Populus: a model system for plant biology // Annu Rev Plant Biol. - 2007. - T. 58. - C. 435-58.

182. Genetics and Genomics of Populus. Plant Genetics and Genomics: Crops and Models. / Jansson S., Bhalerao R. P., Groover A. T.; Под ред. Jorgensen R. A. - New York: Springer-Verlag, 2010. Plant Genetics and Genomics: Crops and Models. - 384 с.

183. Song Y., Ma K., Ci D., Zhang Z., Zhang D. Sexual dimorphism floral microRNA profiling and target gene expression in andromonoecious poplar (Populus tomentosa) // PLoS One. - 2013. - T. 8, № 5. - C. e62681.

184. McKown A. D., Klapste J., Guy R. D., Soolanayakanahally R. Y., La Mantia J., Porth I., Skyba O., Unda F., Douglas C. J., El-Kassaby Y. A., Hamelin R. C., Mansfield

5. D., Cronk Q. C. B. Sexual homomorphism in dioecious trees: extensive tests fail to detect sexual dimorphism in Populus (dagger) // Sci Rep. - 2017. - T. 7, № 1. - C. 1831.

185. Gaudet M., Jorge, V., Paolucci, I., Beritognolo, I., Mugnozza, G.S., Sabatti, M. Genetic linkage maps of Populus nigra L. including AFLPs, SSRs, SNPs, and sex trait // Tree Genetics & Genomes -2008. - T. 4. - C. 25-36.

186. Pakull B., Groppe, K., Meyer, M., Markussen, T. and Fladung, M. Genetic linkage mapping in aspen (Populus tremula L. and Populus tremuloides Michx.) // Tree Genetics & Genomes. - 2009. - T. 5. - C. 505-515.

187. Evans L. M., Slavov G. T., Rodgers-Melnick E., Martin J., Ranjan P., Muchero W., Brunner A. M., Schackwitz W., Gunter L., Chen J. G., Tuskan G. A., DiFazio S. P. Population genomics of Populus trichocarpa identifies signatures of selection and adaptive trait associations // Nat Genet. - 2014. - T. 46, № 10. - C. 1089-96.

188. Suarez-Gonzalez A., Hefer C. A., Christe C., Corea O., Lexer C., Cronk Q. C., Douglas C. J. Genomic and functional approaches reveal a case of adaptive introgression from Populus balsamifera (balsam poplar) in P. trichocarpa (black cottonwood) // Mol Ecol. - 2016. - T. 25, № 11. - C. 2427-42.

189. Xue L., Wu H., Chen Y., Li X., Hou J., Lu J., Wei S., Dai X., Olson M. S., Liu J., Wang M., Charlesworth D., Yin T. Two antagonistic effect genes mediate separation of sexes in a fully dioecious plant // bioRxiv. - 2020.10.1101/2020.03.15.993022. - C. 2020.03.15.993022.

190. Müller N. A., Kersten B., Leite Montalvao A. P., Mähler N., Bernhardsson C., Bräutigam K., Carracedo Lorenzo Z., Hoenicka H., Kumar V., Mader M., Pakull B., Robinson K. M., Sabatti M., Vettori C., Ingvarsson P. K., Cronk Q., Street N. R., Fladung M. A single gene underlies the dynamic evolution of poplar sex determination // Nature Plants. - 2020. - T. 6, № 6. - C. 630-637.

191. Cronk Q., Soolanayakanahally R., Bräutigam K. Gene expression trajectories during male and female reproductive development in balsam poplar (Populus balsamifera L.) // Scientific Reports. - 2020. - T. 10, № 1. - C. 8413.

192. Sanderson B. J., Wang L., Tiffin P., Wu Z., Olson M. S. Sex-biased gene expression in flowers, but not leaves, reveals secondary sexual dimorphism in Populus balsamifera // New Phytol. - 2019. - T. 221, № 1. - C. 527-539.

193. Cronk Q., Soolanayakanahally R., Brautigam K. Gene expression trajectories during male and female reproductive development in balsam poplar (Populus balsamifera L.) // Sci Rep. - 2020. - T. 10, № 1. - C. 8413.

194. Leite Montalvao A. P., Kersten B., Kim G., Fladung M., Muller N. A. ARR17 controls dioecy in Populus by repressing B-class MADS-box gene expression // Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. - 2022. - T. 377, № 1850. - C. 20210217.

195. Han Q., Song H., Yang Y., Jiang H., Zhang S. Transcriptional profiling reveals mechanisms of sexually dimorphic responses of Populus cathayana to potassium deficiency // Physiol Plant. - 2018. - T. 162, № 3. - C. 301-315.

196. Song H., Cai Z., Liao J., Tang D., Zhang S. Sexually differential gene expressions in poplar roots in response to nitrogen deficiency // Tree Physiol. - 2019. - T. 39, № 9. -C. 1614-1629.

197. Kostina M. V., Nasimovich, J.A. On the systematics of Populus L. II. Importance of fruit characters for identification of cultivated and adventive species in Moscow region // Bull. Moscow Soc. Nat. Biol. Ser. - 2014. - T. 119. - C. 74-79.

198. Kostina M. V., Puzyryov, A.N., Nasimovich, J.A., Parshevnikova, M.S. . Representatives of the sections aigeiros duby and tacamahaca spach (genus Populus L., Salicaceae) and their hybrids in cities of central and eastern European Russia // Skvortsovia. - 2017. - T. 3. - C. 97-119.

199. Melnikova N. V., Kudryavtseva A. V., Borkhert E. V., Pushkova E. N., Fedorova M. S., Snezhkina A. V., Krasnov G. S., Dmitriev A. A. Sex-specific polymorphism of MET1 and ARR17 genes in Populus x sibirica // Biochimie. - 2019. - T. 162. - C. 26 -32.

200. Dmitriev A. A., Kezimana P., Rozhmina T. A., Zhuchenko A. A., Povkhova L. V., Pushkova E. N., Novakovskiy R. O., Pavelek M., Vladimirov G. N., Nikolaev E. N., Kovaleva O. A., Kostyukevich Y. I., Chagovets V. V., Romanova E. V., Snezhkina A. V., Kudryavtseva A. V., Krasnov G. S., Melnikova N. V. Genetic diversity of SAD and FAD genes responsible for the fatty acid composition in flax cultivars and lines // BMC Plant Biol. - 2020. - T. 20, № Suppl 1. - C. 301.

201. Novakovskiy R. O., Dvorianinova E. M., Rozhmina T. A., Kudryavtseva L. P.,

Gryzunov A. A., Pushkova E. N., Povkhova L. V., Snezhkina A. V., Krasnov G. S.,

Kudryavtseva A. V., Melnikova N. V., Dmitriev A. A. Data on genetic polymorphism of

flax (Linum usitatissimum L.) pathogenic fungi of Fusarium, Colletotrichum,

111

Aureobasidium, Septoria, and Melampsora genera // Data Brief. - 2020. - T. 31. - C. 105710.

202. Bolger A. M., Lohse M., Usadel B. Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data // Bioinformatics. - 2014. - T. 30, № 15. - C. 2114-20.

203. Vaser R., Sikic M. Raven: a de novo genome assembler for long reads // bioRxiv. -2021.10.1101/2020.08.07.242461 %J bioRxiv. - C. 2020.08.07.242461.

204. Hofmeister B. T., Denkena J., Colome-Tatche M., Shahryary Y., Hazarika R., Grimwood J., Mamidi S., Jenkins J., Grabowski P. P., Sreedasyam A., Shu S., Barry K., Lail K., Adam C., Lipzen A., Sorek R., Kudrna D., Talag J., Wing R., Hall D. W., Jacobsen D., Tuskan G. A., Schmutz J., Johannes F., Schmitz R. J. A genome assembly and the somatic genetic and epigenetic mutation rate in a wild long-lived perennial Populus trichocarpa // Genome Biol. - 2020. - T. 21, № 1. - C. 259.

205. Zimin A. V., Salzberg S. L. The genome polishing tool POLCA makes fast and accurate corrections in genome assemblies // PLoS Comput Biol. - 2020. - T. 16, № 6. -

C.e1007981.

206. Zhang Z., Schwartz S., Wagner L., Miller W. A greedy algorithm for aligning DNA sequences // J Comput Biol. - 2000. - T. 7, № 1-2. - C. 203-14.

207. Kielbasa S. M., Wan R., Sato K., Horton P., Frith M. C. Adaptive seeds tame genomic sequence comparison // Genome Res. - 2011. - T. 21, № 3. - C. 487-93.

208. Kumar S., Stecher G., Li M., Knyaz C., Tamura K. MEGA X: Molecular Evolutionary Genetics Analysis across Computing Platforms // Mol Biol Evol. - 2018. -T. 35, № 6. - C. 1547-1549.

209. Haas B. J., Papanicolaou A., Yassour M., Grabherr M., Blood P. D., Bowden J., Couger M. B., Eccles D., Li B., Lieber M., MacManes M. D., Ott M., Orvis J., Pochet N., Strozzi F., Weeks N., Westerman R., William T., Dewey C. N., Henschel R., LeDuc R.

D., Friedman N., Regev A. De novo transcript sequence reconstruction from RNA-seq using the Trinity platform for reference generation and analysis // Nat Protoc. - 2013. -T. 8, № 8. - C. 1494-512.

210. Blum M., Chang H. Y., Chuguransky S., Grego T., Kandasaamy S., Mitchell A.,

Nuka G., Paysan-Lafosse T., Qureshi M., Raj S., Richardson L., Salazar G. A., Williams

112

L., Bork P., Bridge A., Gough J., Haft D. H., Letunic I., Marchler-Bauer A., Mi H., Natale D. A., Necci M., Orengo C. A., Pandurangan A. P., Rivoire C., Sigrist C. J. A., Sillitoe I., Thanki N., Thomas P. D., Tosatto S. C. E., Wu C. H., Bateman A., Finn R. D. The InterPro protein families and domains database: 20 years on // Nucleic Acids Res. - 2021.

- T. 49, № D1. - C. D344-D354.

211. Dobin A., Davis C. A., Schlesinger F., Drenkow J., Zaleski C., Jha S., Batut P., Chaisson M., Gingeras T. R. STAR: ultrafast universal RNA-seq aligner // Bioinformatics. - 2013. - T. 29, № 1. - C. 15-21.

212. Liao Y., Smyth G. K., Shi W. featureCounts: an efficient general purpose program for assigning sequence reads to genomic features // Bioinformatics. - 2014. - T. 30, № 7.

- C. 923-30.

213. Quinlan A. R., Hall I. M. BEDTools: a flexible suite of utilities for comparing genomic features // Bioinformatics. - 2010. - T. 26, № 6. - C. 841-2.

214. Robinson M. D., McCarthy D. J., Smyth G. K. edgeR: a Bioconductor package for differential expression analysis of digital gene expression data // Bioinformatics. - 2010.

- T. 26, № 1. - C. 139-40.

215. Li H. Aligning sequence reads, clone sequences and assembly contigs with BWA-MEM // arXiv preprint arXiv: 1303.3997. - 2013.

216. Garrison E., Marth G. Haplotype-based variant detection from short-read sequencing // arXiv preprint arXiv:1207.3907. - 2012.

217. Yang W., Wang D., Li Y., Zhang Z., Tong S., Li M., Zhang X., Zhang L., Ren L., Ma X., Zhou R., Sanderson B. J., Keefover-Ring K., Yin T., Smart L. B., Liu J., DiFazio S. P., Olson M., Ma T. A General Model to Explain Repeated Turnovers of Sex Determination in the Salicaceae // Mol Biol Evol. - 2021. - T. 38, № 3. - C. 968-980.

218. Zhou R., Macaya-Sanz D., Carlson C. H., Schmutz J., Jenkins J. W., Kudrna D., Sharma A., Sandor L., Shu S., Barry K., Tuskan G. A., Ma T., Liu J., Olson M., Smart L. B., DiFazio S. P. A willow sex chromosome reveals convergent evolution of complex palindromic repeats // Genome Biol. - 2020. - T. 21, № 1. - C. 38.

219. He L., Jia K. H., Zhang R. G., Wang Y., Shi T. L., Li Z. C., Zeng S. W., Cai X. J.,

Wagner N. D., Horandl E., Muyle A., Yang K., Charlesworth D., Mao J. F. Chromosome-

113

scale assembly of the genome of Salix dunnii reveals a male-heterogametic sex determination system on chromosome 7 // Mol Ecol Resour. - 2021. - T. 21, № 6. - C. 1966-1982.

220. Chen Z., Ai F., Zhang J., Ma X., Yang W., Wang W., Su Y., Wang M., Yang Y., Mao K., Wang Q., Lascoux M., Liu J., Ma T. Survival in the Tropics despite isolation, inbreeding and asexual reproduction: insights from the genome of the world's southernmost poplar (Populus ilicifolia) // Plant J. - 2020. - T. 103, № 1. - C. 430-442.

221. Hamzeh M., Dayanandan S. Phylogeny of Populus (Salicaceae) based on nucleotide sequences of chloroplast TRNT-TRNF region and nuclear rDNA // Am J Bot. - 2004. -T. 91, № 9. - C. 1398-408.

222. Cervera M. T., Storme V., Soto A., Ivens B., Van Montagu M., Rajora O. P., Boerjan W. Intraspecific and interspecific genetic and phylogenetic relationships in the genus Populus based on AFLP markers // Theor Appl Genet. - 2005. - T. 111, № 7. - C. 144056.

223. Wang Z., Du S., Dayanandan S., Wang D., Zeng Y., Zhang J. Phylogeny reconstruction and hybrid analysis of populus (Salicaceae) based on nucleotide sequences of multiple single-copy nuclear genes and plastid fragments // PLoS One. - 2014. - T. 9, № 8. - C. e103645.

224. Zhou A. P., Zong D., Gan P. H., Zou X. L., Zhang Y., Dan L., He C. Z. Analyzing the phylogeny of poplars based on molecular data // PLoS One. - 2018. - T. 13, № 11. -C. e0206998.

225. Zhang B., Zhu W., Diao S., Wu X., Lu J., Ding C., Su X. The poplar pangenome provides insights into the evolutionary history of the genus // Commun Biol. - 2019. - T. 2. - C. 215.

226. Zhang J., Feng J., Lu J., Yang Y., Zhang X., Wan D., Liu J. Transcriptome differences between two sister desert poplar species under salt stress // BMC Genomics. - 2014. - T. 15, № 1. - C. 337.

227. Sun W., Deng, D., Yang, L., Zheng, X., Yu, J., Pan, H., et al. Overexpression of the chloride channel gene (GmCLC1) from soybean increases salt tolerance in transgenic

Populus deltoides x P. euramericana 'Nanlin895' // Plant OMICS. - 2013. - T. 6. - C. 347-354.