Подавление репарации двунитевых разрывов ДНК ингибиторами HDAC как механизм сенсибилизации опухолевых клеток к генотоксическим препаратам тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Гнедина Ольга Олеговна

• Гнедина Ольга Олеговна
• кандидат наук
• 2024

Оглавление диссертации кандидат наук Гнедина Ольга Олеговна

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования

Цель работы

Задачи исследования

Положения, выносимые на защиту

Научная новизна

Теоретическая и практическая значимость работы

Личный вклад автора

Апробация работы

Финансовая поддержка работы

Объем и структура диссертации

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИОННОЙ РАБОТЫ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Репарация ДНК

1.4.1. Повреждение ДНК

1.4.2. Распознавание повреждения ДНК

1.4.3. Репарация двунитевых разрывов

1.4.4. Ингибиторы HDAC и репарация ДНК

1.2. Ингибиторы гистоновых дацетилаз (ингибиторы HDAC)

1.2.1. Ацетилирование как эпигенетическая регуляция

1.2.2. Разнообразие ингибиторов гистоновых деацетилаз

1.2.3. Антипролиферативный эффект ингибиторов HDAC

1.3. Онкогенная трансформация и опухолевые клеточные линии

1.3.1. Моделирование в исследовании злокачественных новообразований

1.3.2. Аденовирусная трансформация

1.3.3. Онкогены семейства ras

1.4. Передача сигнала в клетке

1.4.1. Семейство митоген-активируемых киназ

1.4.2. MAPK и ответ на повреждение ДНК

1.5. Активация апоптоза

1.5.1. Внешний и внутренний пути активации

1.5.2. Белки семейства Bcl-2

1.5.3. Ингибирование пермеабилизации мембраны митохондрии

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Клеточные линии и воздействия

2.2 Оценка жизнеспособности клеток при помощи МТТ-теста

2.3 Анализ взаимодействия лекарственных препаратов in vitro

2.4 Клоногенный анализ

2.5 Выявление маркера старения SA в-Gal

2.6 Распределение клеток по фазам клеточного цикла

2.7 Измерение митохондриального мембранного потенциала (Ym)

2.8 Иммуноблоттинг белков

2.9 Иммунопреципитация белков

2.10. Иммунофлуоресценция

2.11 Реактивация транскрипции (Host cell reactivation assay)

2.12 Анализ фрагментации ДНК

2.13 Нейтральный метод комет

2.14 Выделение тотальной РНК, обратная транскрипция и ПЦР в реальном времени

2.15. Использованное программное обеспечение (ПО)

3. ОСНОВНЫЕ РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1. Ингибиторы гистоновых деацетилаз оказывают антипролиферативный эффект на опухолевые и онкоген-трансформированные клетки

3.2. Ингибиторы гистоновых деацетилаз повышают чувствительность опухолевых и онкоген-трансформированных клеток к действию генотоксических агентов, активируя апоптоз по внутреннему пути

3.2.1. Бутират натрия усиливает антипролиферативный эффект этопозида в онкоген-трансформированных клетках

3.2.2. Бутират натрия увеличивает чувствительность опухолевых клеточных линий человека к низким концентрациям этопозида

3.2.3.Ингибитор HDAC усиливает апоптоз, вызываемый этопозидом по внутреннему пути активации, зависимому от митохондрии

3.2.4. Ингибитор HDAC бутират натрия изменяет содержание белков-регуляторов внутреннего пути активации апоптоза

3.2.5. Ингибитор гистоновых деацетилаз бутират натрия усиливает антипролиферативный потенциал этопозида в большей степени, чем колцемида в E1A+Ras-трансформированных клетках

3.3. Ингибиторы гистоновых деацетилаз затрудняют репарацию ДНК в онкоген-трансформированных клетках, действуя на белки, удерживающие концы ДНК-разрывов

3.3.1. Ингибитор HDAC бутират натрия продлевает присутствие в

трансформированных клетках фокусов фосфорилированного гистона H2AX,

индуцированных доксорубицином

3.3.2. Ингибитор HDAC бутират натрия продлевает жизнь двунитевых разрывов ДНК, вызванных генотоксическим воздействием в E1A+Ras-трансформированных, но не в нормальных клетках

3.3.3. Ингибитор HDAC бутират натрия подавляет репарацию экзогенной ДНК в онкоген-трансформированных, но не в нормальных клетках

3.3.4. Ингибитор HDAC бутират натрия модулирует работу белков, удерживающих концы разрывов ДНК в трансформированных клетках

3.4. Ингибитор HDAC бутират натрия модулирует активность фосфатаз через активацию MAPK p38

4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

Ингибиторы HDAC сенсибилизируют опухолевые клетки к этопозиду, создавая

предпосылки к усилению антипролиферативного воздействия

Ингибиторы гистоновых деацетилаз затрудняют репарацию ДНК в онкоген-трансформированных клетках, действуя на белки, удерживающие концы ДНК-разрывов

Регуляция посттрансляционных модификаций белка Mre11

Влияние ингибитора HDAC на белок Mre11 опосредуется киназой p38

5.ВЫВОД Ы

6. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ, ИСПОЛЬЗОВАННЫХ В РАБОТЕ

HDAC - histone deacetylase (деацетилазы гистонов)

NaBut - бутират натрия, ингибитор гистоновых деацетилаз

DMEM - Dulbecco's Modified Eagle Medium - питательная среда для эукариот

ЭТС - эмбриональная телячья сыворотка

ФСБ - фосфатно-солевой буфер

ПЦР - полимеразная цепная реакция

кДНК - комплементарная ДНК

TSA - трихостатин А

SAHA - Suberoylanilide Hydroxamic Acid = вориностат

GAPDH - Glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase, фермент гликолиза

DDR - DNA damage response - система ответа на повреждение ДНК

NHEJ - non-homologous end joining, негомологичное соединение концов

HR - homologous recombination, гомологичная рекомбинация

ATM - Ataxia telangiectasia mutated, серин-треониновая протеинкиназа

DNA-PKcs - DNA-dependent protein kinase (catalytic subunit), серин-треониновая

протеинкиназа, каталитическая субъединица

MAPK -(mitogen-activated protein kinase) - митоген-активированная протеинкиназа

НАД - никотинамидадениндинуклеотид

АФК - активные формы кислорода

РФ - Российская Федерация

США - Соединенные Штаты Америки

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования

Лучевая терапия и химиотерапия остаются наиболее часто используемыми противоопухолевыми стратегиями, нацеленными на обширное повреждение ДНК. В нормальных клетках повреждение ДНК активирует механизмы, необходимые для поддержания целостности генома и выживания, включая остановку пролиферации и репарацию ДНК. Опухолевые клетки могут изменять механизм ответа на повреждение ДНК, который в норме защищает клетки от геномной нестабильности [1], и таким образом, опухоль становится более чувствительной к действию ДНК-повреждающих агентов. Многие препараты химиотерапии прямо или косвенно воздействуют на механизмы контроля целостности ДНК и приводят к повреждению ДНК и активации апоптоза. Эти стратегии делают упор на высокий уровень пролиферации в опухолевых клетках по сравнению с медленно делящимися здоровыми клетками [2]. Однако, несмотря на широкое применение генотоксических агентов в терапии опухолей, существует проблема их высокой токсичности, а также проблема развития устойчивости к препаратам [3,4], в результате которой происходит снижение чувствительности опухолевых клеток к агентам терапии, репопуляция опухоли и менее благоприятный прогноз развития болезни. Для решения этой проблемы, а также для снижения токсичности противоопухолевых препаратов для нормальных клеток более эффективной представляется комбинированная терапия с применением препаратов синергического действия. В результате удается преодолеть устойчивость, а также снизить используемые концентрации генотоксических препаратов. Поскольку основным механизмом действия генотоксических препаратов является повреждение ДНК, одним из подходов к сенсибилизации опухоли является снижение эффективности репарации ДНК, которое осложняет восстановление клеток после генотоксического воздействия и их возврат к пролиферации, а также усиливает клеточную гибель.

Ингибиторы гистоновых деацетилаз (ингибиторы HDAC) являются перспективными агентами противоопухолевой терапии, благодаря собственному антипролиферативному эффекту в различных трансформированных и опухолевых клетках, а также возможности сенсибилизировать клетки к действию генотоксических препаратов. Некоторыми авторами описана возможность снижения количества белков системы репарации ДНК в опухолевых клетках с помощью ингибиторов HDAC [5-8], однако такие работы единичны, посвящены регуляции конкретных белков и не дают полного понимания механизма повышения чувствительности к ДНК-повреждающим агентам. Ключевым моментом в активации работы белков системы репарации является распознавание повреждения ДНК. Детекция двунитевых разрывов белками семейства Ки приводит к активации механизма негомологичного соединения концов на всех стадиях клеточного цикла, в то время как детекция разрывов комплексом MRN активирует гомологичную рекомбинацию в фазе G2. Нарушение работы этих белковых комплексов приводит к разрушению системы ответа на повреждение ДНК и накоплению нерепарированных разрывов, а затем остановку клеточного цикла и/или активацию апоптоза. Влияние ингибиторов HDAC на белки, детектирующие разрыв и удерживающие вместе концы разрыва ДНК - Ки70/Ки80 и комплекс МЯ^ описано лишь в паре работ [7,9,10] и требует расширения исследований на эту тему. Диссертационная работа посвящена изучению особенностей ответа трансформированных и опухолевых клеток на действие ингибиторов HDAC, а также механизма дерегуляции репаративной способности клеток, что является основой повышения их чувствительности к генотоксическому воздействию.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Подавление репарации двунитевых разрывов ДНК ингибиторами HDAC как механизм сенсибилизации опухолевых клеток к генотоксическим препаратам»

Цель работы

Целью работы является изучение механизма сенсибилизации клеток при действии ингибиторов HDAC через модулирование системы ответа на повреждение ДНК.

Задачи исследования

1. Оценить самостоятельное и совместное с генотоксическими препаратами влияние ингибиторов гистоновых деацетилаз на жизнеспособность трансформированных и опухолевых клеток.

2. Исследовать молекулярные основы дифференциального ответа клеток на действие ингибиторов HDAC.

3. Сравнить влияние ингибиторов HDAC на репарацию двунитевых разрывов ДНК в опухолевых, онкоген-трансформированных и нормальных клетках.

4. Выявить изменения содержания и посттрансляционных модификаций белков репарации при действии ингибиторов HDAC в трансформированных и опухолевых клетках, а также возможные механизмы, приводящие к этим событиям.

Положения, выносимые на защиту

1. Ингибиторы гистоновых деацетилаз сенсибилизируют опухолевые и онкоген-трансформированные клетки к действию генотоксических агентов через изменение взаимодействий белков-регуляторов внутреннего пути апоптоза.

2. Ингибитор гистоновых деацетилаз бутират натрия снижает репаративную способность трансформированных, но не нормальных клеток, вмешиваясь в работу белков системы репарации ДНК.

3. Ингибитор гистоновых деацетилаз бутират натрия вызывает изменение посттрансляционных модификаций белков Mre11 и ^70, приводя к ослаблению ответа на повреждение ДНК и затруднению репарации повреждений.

Научная новизна

Влияние изменения статуса ацетилирования гистонов и негистоновых белков

на выбор механизма репарации двунитевых разрывов ДНК изучено крайне мало.

Связь ацетилирования гистонов и выбора пути репарации обсуждалась только в свете отмены привлечения белка 53ВР1 к месту разрыва, что лоббирует направление репарации по механизму НЯ [11,12]. Однако влияние на белки, непосредственно конкурирующие друг с другом за удержание концов разрыва, почти не показано. Исключение составляет лишь феномен ацетилирования белка Ки70, влекущий за собой ослабление механизма NHEJ [10]. Однако он обратил на себя внимание исследователей тем, что играет немаловажную роль в регуляции внутреннего пути апоптоза. Влияние же ингибиторов HDAC на белок Мге11 было рассмотрено лишь в единичных работах [7,9].

В данной работе впервые увязаны между собой способность ингибиторов HDAC сенсибилизировать опухолевые клетки к генотоксическому воздействию и механизм нарушения работы системы репарации за счет модулирования посттрансляционных модификаций белков, удерживающих концы разрыва ДНК -белков Мге11 или Ки70. В силу специфики обсуждаемой области исследования в литературе преобладают работы с оценкой изменения экспрессии генов, вовлеченных в репарацию, а также фосфорилирования гистона Н2АХ, в то время как прямого моделирования механизма репарации ДНК или исследования взаимодействий репарационных белков почти не встречается, в данной работе упор сделан именно на посттрансляционный уровень регуляции белков репарации ДНК под влиянием ингибиторов HDAC.

Теоретическая и практическая значимость работы

В данной работе предложен механизм сенсибилизации опухолевых клеток с помощью ингибиторов HDAC через вмешивание в белковые взаимодействия - как во взаимодействия белков-регуляторов апоптоза, так и в посттрансляционные модификации белков-регуляторов репарации двунитевых разрывов. Результаты данной работы представляют интерес для понимания механизмов сенсибилизации опухолевых клеток через снижение их репаративной способности.

Обнаружение белков-мишеней, изменение активности которых опосредует сенсибилизирующий эффект ингибиторов HDAC, позволит в будущем нацелить на эти мишени другие, более эффективные противоопухолевые препараты. Кроме того, выявленные механизмы могут позволить использовать ингибиторы HDAC для преодоления устойчивости опухолевых клеток, мутантных по генам системы репарации, что даст новый толчок развития в направлении персонализированной медицины.

Личный вклад автора

Основная часть работы была выполнена автором лично, часть экспериментов была произведена вместе с коллегами по научной группе - Моршневой А.В. и к.б.н. Иготти М.В. Эксперименты по проточной цитометрии были выполнены к.х.н. Аксеновым Н.Д. Руководство направлением работы, помощь в анализе полученных данных, соавторство в написании статей - к.б.н. Иготти М.В.

Апробация работы

1. 44th FEBS Congress (Krakow, Poland, 6-11 July 2019), "Histone deacetylase inhibitor differently modulates DNA repair in the oncogenetransformed and normal cells", постерный доклад.

2. 26th Wilhelm Bernhard Workshop on the Cell Nucleus (Dijon, France, 20-24 may 2019), "Histone deacetylase inhibitor obstructs non-homologous end joining DNA repair in oncogene-transformed but not in normal cells", постерный доклад.

3. Международная научная конференция студентов, аспирантов и молодых учёных «Ломоносов-2019» (МГУ, Москва, 8-12 апреля 2019), «Ингибитор гистоновых деацетилаз бутират натрия подавляет репарацию ДНК по механизму негомологичного соединения концов в Е1А-экспрессирующих иммортализованных клетках», постерный доклад.

4. VI молодёжная конференция по молекулярной и клеточной биологии (Институт цитологии РАН, Санкт-Петербург, 25-27 апреля 2018 г.),

«Антипролиферативный эффект ингибитора гистоновых деацетилаз в опухолевых клеточных линиях человека», устный доклад.

5. IV конференция молодых ученых (Институт цитологии РАН, Санкт-Петербург, 18-20 марта 2014 г.), «Влияние ингибиторов HDAC на репарацию поврежденной ДНК», устный доклад.

6. 18-я Международная Пущинская Школа-конференция молодых ученых «Биология - наука XXI века» (Пущино, 20-26 апреля 2014); «Влияние ингибиторов HDAC на репарацию поврежденной ДНК», устный доклад.

7. Школа-конференция для молодых ученых по биологии клетки в культуре (Институт цитологии РАН, Санкт-Петербург, 23-25 октября 2013 г.), «Исследование киназ, вовлеченных в индуцированное ингибиторами HDAC фосфорилирование гистона ШАХ», постерный доклад.

8. III конференция молодых ученых (Институт цитологии РАН, Санкт-Петербург, 15-16 мая 2012 г.), «Модулирование ответа онкоген-трансформированных клеток на действие ДНК-повреждающих агентов ингибиторами деацетилаз гистонов», постерный доклад.

Финансовая поддержка работы

Основная часть работы была выполнена при поддержке гранта РНФ №22-25-20229 и гранта СпбНФ в соответствии с соглашением от 13 апреля 2022 г. №05/2022; гранта РНФ № 14-50-00068. Часть работы была выполнена при поддержке Субсидии КНВШ Правительства Санкт-Петербурга молодым ученым, а также гранта Фонда директора ИНЦ РАН.

Объем и структура диссертации

Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов исследования, обсуждения, выводов и списка литературы, содержащего 239 ссылок на первоисточники. Работа изложена на 125 страницах, содержит 22 рисунка и 1 таблицу.

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИОННОЙ РАБОТЫ

Статьи, опубликованные по результатам работы:

1. Gnedina О.О., Morshneva A.V., Igotti M.V. Sodium Butyrate Enhances the Cytotoxic Effect of Etoposide in HDACi-Sensitive and HDACi-Resistant Transformed Cells. International Journal of Molecular Sciences. 2023. 24 (21): 15913.

2. Гнедина О.О., Моршнева А.В., Иготти М.В. Роль MAP-киназ в индуцированном фосфорилировании гистона H2AX в трансформированных клетках. Цитология. 2023. 65(1):54-63.

3. Gnedina O.O., Morshneva A.V., Skvortsova E.V. and Igotti M.V. HDAC Inhibitor Sodium Butyrate Attenuates the DNA Repair in Transformed but Not in Normal Fibroblasts. International Journal of Molecular Sciences. 2022. 23(7): 3517.

4. Гнедина О.О., Иготти М.В. Влияние бутирата натрия на пролиферативные сигнальные каскады в клетках, чувствительных и устойчивых к ингибиторам гистоновых деацетилаз. Цитология. 2020. 62(11): 803-814.

Тезисы конференций:

1. Gnedina O.O., Morshneva A.V., Svetlikova S.B., Igotti M.V. Histone deacetylase inhibitors differently modulate DNA repair in the oncogene-transformed and normal cells. 2019. FEBS Open Bio 9 (Suppl. 1) 65-431: 338.

2. Gnedina O.O., Morshneva A.V., Svetlikova S.B., Igotti M.V. Histone deacetylase inhibitor obstructs non-homologous end joining DNA repair in oncogene-transformed but not in normal cells. 2019. Biopolymers & Cell 3 (V.35): 211-212.

3. Гнедина О.О., Моршнева А.В., Иготти М.В. Ингибитор гистоновых деацетилаз бутират натрия подавляет репарацию ДНК по механизму NHEJ в E1A-экспрессирующих иммортализованных клетках. 2019. Материалы XXVI

международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов», секция «Молекулярная биология»: 1-2.

4. Гнедина О.О., Иготти М.В., Поспелов В.А. Антипролиферативный эффект ингибитора гистоновых деацетилаз в опухолевых клеточных линиях человека. 2018. Сборник тезисов VI Молодежной конференции по молекулярной и клеточной биологии Института цитологии РАН: 25-26.

5. Гнедина О.О., Иготти М.В., Светликова С.Б., Поспелов В.А. Влияние ингибиторов HDAC на репарацию поврежденной ДНК. 2014. Тезисы докладов и сообщений IV конференции молодых ученых Института Цитологии РАН. Цитология. 56.5: 364-365

6. Гнедина О.О., Иготти М.В., Светликова С.Б., Поспелов В.А. Влияние ингибиторов HDAC на репарацию поврежденной ДНК. 2014. Сборник тезисов 18-й Международной Пущинской Школы-конференции молодых ученых «Биология - наука XXI века», секция «Молекулярная биология»: 246.

7. Абрамова М.В., Гнедина О.О., Филиппова Е.А., Светликова С.Б., Поспелов В.А. Исследование киназ, вовлеченных в индуцированное ингибиторами HDAC фосфорилирование гистона H2AX. 2013. Тезисы докладов и сообщений, представленных на Всероссийский симпозиум и Школу-конференцию для молодых ученых по биологии клетки в культуре. Цитология. 55.9: 626.

8. Гнедина О.О., Филиппова Е.А., Абрамова М.В., Светликова С.Б., Поспелов В.А. Модулирование ответа онкоген-трансформированных клеток на действие ДНК- повреждающих агентов ингибиторами деацетилаз гистонов. 2012. Тезисы докладов и сообщений III конференции молодых ученых Института Цитологии РАН. Цитология. 54.4: 339-340.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1. Репарация ДНК

1.4.1. Повреждение ДНК

Структура ДНК крайне подвержена различного рода повреждениям, которые могут быть вызваны как экзогенными факторами - ионизирующим и ультрафиолетовым излучениями, химическими агентами, токсическими радикалами, встраиванием вирусов, так и являться следствием ошибок репликации. Среди основных типов повреждения ДНК выделяют химические модификации нуклеотидов, локальное окисление оснований, апуриновые и апиримидиновые бреши, возникновение пиримидиновых димеров, межнитевые сшивки, а также однонитевые и двунитевые разрывы цепей ДНК [13]. Из-за нарушения систем репарации поврежденные нуклеотиды остаются к моменту репликации неисправленными, что приводит к различным геномным перестройкам, включая делеции, дупликации, инсерции, инверсии и транслокации, что, в свою очередь, может вызвать злокачественную трансформацию клетки [14]. Наиболее серьезным повреждением ДНК являются так называемые двунитевые разрывы, которые могут привести к потере генетического материала и гибели клеток. Под двунитевым разрывом понимают одновременно две бреши на комплементарных цепях спирали ДНК, расположенные друг напротив друга, или на расстоянии меньше 12 пар оснований, таким образом, что структура хроматина неспособна совместить разорванные концы ДНК [13].

Ответ клетки на повреждение ДНК (DDR= DNA damage response) включает в себя распознавание повреждения, активацию остановки клеточного цикла в контрольной точке, репарацию повреждений ДНК и индукцию клеточного старения или апоптоза в случае повреждения, которое невозможно восстановить [15]. Двунитевые разрывы обнаруживаются белками DDR и большинство из них

восстанавливаются двумя основными механизмами репарации - гомологичной рекомбинацией ЩЯ) или негомологичным соединением концов (NHEJ), речь о которых пойдет далее.

Одной из групп химических агентов, вызывающих двунитевые разрывы ДНК, являются ингибиторы лигазной активности ДНК-топоизомеразы II, в частности, этопозид и доксорубицин. ДНК-топоизомеразы - это ферменты, регулирующие топологию ДНК: они вносят разрыв в ДНК (двунитевой в случае топоизомеразы II), а после релаксации суперспирали лигируют этот разрыв [16]. Однако ингибиторы способны стабилизировать короткоживущий промежуточный комплекс, когда фермент ковалентно связан с ДНК, в результате чего в структуре ДНК остаются двунитевые разрывы. Такой механизм действия позволяет активно использовать ингибиторы топоизомеразы как генотоксические агенты в противоопухолевой терапии [17], хотя они могут приводить к серьезным хромосомным перестройкам [18].

В представленной работе описаны препараты и с другим механизмом цитотоксического действия, для противопоставления генотоксическому -модуляторы цито скелета и ингибиторы транскрипции. Модуляторы цитоскелелета, вмешивающиеся в полимеризацию микротрубочек, например, паклитаксел, винбластин, колхицин, являются веществами растительного происхождения и имеют высокую токсичность [19]. Однако, потенциальное применение в противоопухолевой терапии имеют менее токсичные синтетические аналоги, например, колцемид и демеколцин [20-23], кроме того, для уменьшения побочных эффектов на нормальные клетки разрабатывается комбинирующая терапия с другими агентами [24]. Актиномицин Д, также использованный в данной работе, встраивается в ДНК и ограничивает продвижение РНК-полимеразы, тем самым ингибируя транскрипцию, причем самой чувствительной оказывается РНК-полимераза I [25,26].

1.4.2. Распознавание повреждения ДНК

Одним из первых событий в процессе узнавания и репарации двунитевых разрывов ДНК является маркирование разрыва, в ходе которого происходит немедленное фосфорилирование гистона H2AX [27]. H2AX, один из трех представителей семейства консервативных гистонов H2A, отличается от двух других гистонов наличием дополнительного повтора SQ(E/D)- (I/L/Y) на С-конце белка [28]. Фосфорилирование остатка серина из этого повтора (139 положение) отличает измененную форму гистона H2AX - pH2AX или y-H2AX. Показано, что фосфорилирование гистона H2AX, в основном, происходит в месте двунитевого разрыва ДНК, что позволяет использовать наличие фокуса H2AX (y-H2AX) как маркер двунитевых разрывов [27]. В зависимости от характера воздействия, вызвавшего повреждение ДНК, в клетке активируются различные киназные каскады и гистон H2AX может быть фосфорилирован разными киназами. Одним из классов киназ, ответственных за это фосфорилирование, является семейство PI-3-K-like киназ (PIKK): ATM, ATR, DNA-PK [29].

После фосфорилирования H2AX в ответ на повреждение ДНК к месту разрыва привлекается белок-супрессор опухоли BRCA1 [30], вслед за ним собирается комплекс MRN, состоящий из Mre11, Nbs1 и Rad50 [31], а затем привлекаются и другие факторы репарации, в частности, Rad51 [32].

Комплекс MRN вовлечен в оба главных механизма репарации двунитевых разрывов, в перезапуск репликации ДНК, поддержание теломеров, мейоз и регуляцию клеточного цикла. Клетки с мутациями в этом комплексе характеризуются хромосомной нестабильностью, чувствительностью к ионизирующему излучению и дефектами клеточного цикла [33]. Структура комплекса MRN состоит из спиральных доменов Rad50, обеспечивающих димеризацию комплекса и таким образом удержание вместе концов разрыва ДНК; АТФ-связывающих глобулярных доменов Rad50, которые взаимодействуют с 2

молекулами Mre11. Mre11, в свою очередь, связывают ДНК и белок Nbsl, обеспечивающий взаимодействие с киназой ATM для дальнейшей передачи сигнала о повреждении [34,35]. Взаимодействие Mre11 с Rad50 необходимо для поддержания структуры комплекса MRN и для удержания концов двунитевого разрыва ДНК [36,37]. АТФазная активность Rad50 играет важную роль в функционировании комплекса MRN - происходит переключение между удержанием концов разрыва ДНК в АТФ-связанном состоянии и подрезанием этих концов после гидролиза АТФ вследствии нуклеазной активности Mre11 [38]. MRN связывается с двойной спиралью ДНК и сканирует ее в поисках свободных концов ДНК, причем в скольжении по ДНК задействована преимущественно субъединица Rad50, в то время как Mre11 распознает несоединенные концы ДНК [39]. Нуклеазная активность Mre11 играет важную роль в подготовке места разрыва к репарации и в выборе дальнейшего пути репарации двунитевого разрыва [39-42].

Все члены комплекса MRN могут быть фосфорилированы киназами PIKK-семейства, в частности, киназой ATM, в результате чего происходит дальнейшая передача сигнала, функционально важная для репарации ДНК, контроля клеточного цикла и выживания клетки [34]. Фосфорилирование белка Mre11 регулирует связывание его с ДНК. Опосредованное киназой ATM/PIKKs фосфорилирование Mre11 уменьшает связывание MreH-содержащего комплекса MRN с ДНК, и соответственно, мешает посадке ATM на хроматин. Таким образом, гиперфосфорилирование Mre11 киназами PIKK приводит к инактивации MRN и отсоединению его от хроматина, что сопровождается ингибированием DDR-сигналлинга. Наличие гипофосфорилированной формы Mre11 указывает на преобладание работы фосфатаз, ответственных за обращение ATM-индуцированного фосфорилирования, в частности, PP2A, которая высвобождается при активации ATM [43] и на активированный DDR-сигналлинг. Диссоциация комплекса посредством гиперфосфорилирования должна предотвратить широкое распространение комплекса по хроматину.

Предотвращение фосфорилирования и последующей инактивации Mre11 может привести к персистирующему DDR ответу, ассоциированному с блоком клеточного цикла [44].

Таким образом, помимо узнавания места разрыва и связывания разорванных концов ДНК, нуклеазная активность белка Mre11 в составе комплекса MRN необходима для реализации обоих основных механизмов репарации двунитевых разрывов - гомологичной рекомбинации (HR) и негомологичного соединения концов (NHEJ) [45-49], причем активность Mre11 регулируется его фосфорилированием.

1.4.3. Репарация двунитевыхразрывов

В клетке существует несколько разнообразных механизмов репарации ДНК. Множественность дополняющих друг друга систем репарации повышает надежность защиты генома и расширяет возможности обеспечения его работы в онтогенезе и при различных физиологических условиях. Выделяют прямую репарацию (прямое обращение тех химических реакций, индуцированных химическими или физическими агентами, результатом которых стало данное повреждение), эксцизионную репарацию (BER - эксцизионная репарация оснований, MMR - репарация ошибочно спаренных оснований и NER -эксцизионная репарация нуклеотидов), гомологическую рекомбинацию (HR) или негомологическое соединение концов (NHEJ) [13]. Однако в рамках данной работы будет рассмотрена только репарация двунитевых разрывов ДНК двумя последними механизмами, являющимися основными. Механизм NHEJ является более часто используемым в клетке и менее точным, поскольку заключается в сшивании разорванных концов ДНК с возможными небольшими потерями нуклеотидов. В противоположность ему, механизм гомологичной рекомбинации является гораздо более точным, благодаря использованию в качестве комплементарной матрицы сестринской хроматиды. Исследования мутантов по

белкам обеих систем показали, что оба механизма являются крайне важными для поддержания геномной стабильности и полной компенсации деятельности одного механизма за счет другого не происходит. Вместе с тем, показано, что делеции генов NHEJ нелетальны, тогда как клетки с делециями по генам HR не выживали, эмбрионы погибали после имплантации [50].

Главный механизм репарации двунитевых разрывов в клетках млекопитающих - это негомологичное соединение концов (NHEJ), который активен на протяжении всего клеточного цикла, но строго предпочтителен в G1/ранней S-фазе [51,52]. Канонический NHEJ (c-NHEJ) начинается с обнаружения двунитевых разрывов гетеродимером Ки70/80, за которым следует привлечение киназы DNA-PKcs (каталитическая субъединица ДНК-зависимой протеинкиназы) и связывание концов ДНК [53]. Гетеродимер Ки70/Ки80 взаимодействует с большинством факторов репарации NHEJ и рекрутирует их к месту разрыва [54], определяя выбор пути репарации ДНК. Завершается репарация по этому механизму заполнением бреши ДНК-полимеразами ^ и X и воссоединением концов комплексом XRCC4-DNA лигаза IV [54]. Зависимый от резекции NHEJ (rd-NHEJ) и микрогомологическое соединение концов (MMEJ) требуют нуклеазной активности белка Мге11 [48,49]. Таким образом, активность нуклеазы Мге11 играет центральную роль в выборе пути репарации двунитевого разрыва. Активность нуклеазы Мге11 способствует подрезанию концов двунитевого разрыва, предопределяя использование механизма HR [55], и противодействует связыванию Ки, предотвращая c-NHEJ [56].

Гомологичная рекомбинация представляет собой высокоточный путь репарации ДНК, который ограничен фазами S и G2 клеточного цикла из-за необходимости наличия сестринских хроматид. Механизм гомологической рекомбинации включает в себя копирование недостающей информации с неповрежденной гомологичной хромосомы, благодаря обширным участкам гомологичных последовательностей между сайтами рекомбинации. Для того,

чтобы могла произойти рекомбинация между двойными спиралями, каждая из четырех цепей должна быть разорвана и затем соединена с новым партнером. Соответствующие цепи обоих гомологичных дуплексов ДНК надрезаются и свободные концы одной спирали спариваются с комплементарными участками другой - формируется структура Холлидея. Затем происходит разрешение структуры Холлидея, которое заключается в разрезании и воссоединении перекрещивающихся цепей. Рекомбиназа Rad51 является основным фактором гомологичной рекомбинации (HR), он осуществляет поиск гомологичных участков, а затем формирует нуклеопротеиновый филамент, который садится на одно- или двунитевой разрыв ДНК и способствует обмену между поврежденной и интактной молекулами ДНК [57]. Белок Rad51 часто оверэкспрессирован в клетках опухолей, приводя к повышенной устойчивости к повреждению ДНК и к химиотерапии [58]. Также показано усиление экспрессии Rad51 в клетках с активированным K-Ras/MEK/ERK каскадом [59].

Выбор механизма репарации двунитевого разрыва (NHEJ - HR) происходит на этапе подрезания концов ДНК в месте повреждения, необходимом для гомологичной рекомбинации и ингибируемом в случае c-NHEJ. Комплекс MRN обеспечивает привлечение экзонуклеазы Exo1 к концам ДНК [56,60,61], а также способствует удалению белков Ku с места разрыва с помощью эндонуклеазной активности [39]. Кроме того, нуклеазная активность MRN активируется присоединением нуклеазы CtIP и фосфорилированием киназой ATM [62,63]. Таким образом, распознавание разрыва и удаление с его концов белков Ku комплексом MRN и масштабное подрезание концов ДНК при помощи нуклеаз Exo1, CtIP и самой Mre11 [55,64,65] приводит к реализации репарации по механизму HR [39]. Киназа DNA-PKcs препятствует подрезанию концов, блокируя привлечение экзонуклеазы Exo1 и тем самым направляя репарацию по механизму c-NHEJ [66]. Автофосфорилирование DNA-PKcs приводит к диссоциации киназного комплекса и в таких условиях ингибирования DNA-PKcs активность

киназы ATM стимулирует подрезание концов с помощью MRN и Exo1 [66]. Важно учесть, что механизм NHEJ активен в течение всего клеточного цикла, а репарация по механизму HR возможна только в фазах S и G2, когда доступна сестринская хроматида [67]. Поэтому детекция разрыва белками Ku приведет к NHEJ на всех стадиях клеточного цикла, в то время как детекция разрыва комплексом MRN приведет к гомологичной рекомбинации в фазе G2, и к активации ATM во время всего клеточного цикла, см. рисунок 1.

Рисунок 1. Выбор механизма репарации двунитевых разрывов происходит на этапе подрезания концов разрыва, белки Ku70/80 и MRN конкурируют за удержание концов разрыва ДНК.

Интересно отметить, что для работы механизма NHEJ не требуется фосфорилирование Ки70/Ки80 киназой DNA-PKcs [68], напротив, это приводит к диссоциации гетеродимера Ки от хроматина, усиление подрезания концов ДНК и направление репарации двунитевых разрывов по механизму Б^ Таким образом, отсутствие фосфорилирования Ки70 специфично для ингибирования БR и не сказывается на NБEJ [69]. Вместе с тем показано, что ацетилирование сигнала ядерной локализации белка Ки70 приводит к невозможности перемещения белка в ядро и накоплению его в цитоплазме [70], а следовательно к ингибированию механизма NБEJ.

Несмотря на повышенную экспрессию некоторых генов репарации ДНК в опухоли, гены для белков, участвующих в ответе на повреждение [71] и репарации ДНК [72], часто мутируют в злокачественных клетках, что приводит к аберрантной репарации ДНК. В некоторых случаях опухолевые клетки справляются с многочисленными повреждениями ДНК, снижая эффективность путей более точных механизмов репарации и используя более подверженные ошибкам механизмы, что увеличивает нестабильность генома и прогрессирование опухоли [73]. С одной стороны, разрушение DDR приводит к накоплению повреждений и нестабильности генома, а с другой - опухолевые клетки становятся более зависимыми от остальных сигнальных путей и более чувствительными к химиотерапии. Следовательно, эффективность генотоксической терапии может быть повышена за счет дерегуляции ответа на повреждение ДНК и механизмов репарации, а модуляция DDR может быть рассмотрена как многообещающая стратегия противоопухолевой терапии.

1.4.4. Ингибиторы HDACu репарация ДНК

В литературе обсуждается, что ингибиторы гистоновых деацетилаз в трансформированных клетках репрессируют активность ряда белков репарации двунитевых разрывов, таких как Ku70, Ku80, белки комплекса MRN [8,74-76]. Есть также данные, что ингибиторы HDAC подавляют экспрессию генов для белков репарации Rad50, Mre11, Ku70/80 в опухолевых, но не в нормальных клетках [7,8]. Другие данные указывают на снижение экспрессии rad51, зависимое от ингибиторов HDAC [77]. Показано также вызванное ингибиторами HDAC усиление статуса ацетилирования белка Ku70, и, как следствие, снижение его способности связывать ДНК и эффективности NHEJ [75]. Кроме того, HDAC1/2 задействованы в DDR-сигналлинге [78], поэтому ингибирование HDAC1/2 приводит к гиперчувствительности к ДНК-повреждающих агентам из-за дерегуляции механизма NHEJ [79]. Особый интерес вызывает сенсибилизация

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Гнедина Ольга Олеговна, 2024 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Jeggo P.A., Löbrich M. How cancer cells hijack DNA double-strand break repair pathways to gain genomic instability //Biochem. J. 2015. Vol. 471, № 1. P. 1-11.

2. Amadori D. et al. Cell proliferation as a predictor of response to chemotherapy in metastatic breast cancer: a prospective study // Breast Cancer Res. Treat. 1997. Vol. 43, № 1. P. 7-14.

3. Serna-Blasco R. et al. Targeting the RAS-dependent chemoresistance: The Warburg connection // Semin. Cancer Biol. 2019. Vol. 54. P. 80-90.

4. Adamska A. et al. Molecular and cellular mechanisms of chemoresistance in pancreatic cancer // Adv. Biol. Regul. 2018. Vol. 68. P. 77-87.

5. Blattmann C. et al. Enhancement of Radiation Response in Osteosarcoma and Rhabomyosarcoma Cell Lines by Histone Deacetylase Inhibition // Int. J. Radiat. Oncol. 2010. Vol. 78, № 1. P. 237-245.

6. Konsoula Z. et al. Adamantanyl-histone deacetylase inhibitor H6CAHA exhibits favorable pharmacokinetics and augments prostate cancer radiation sensitivity // Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys. 2011. Vol. 79, № 5. P. 1541-1548.

7. Lee J.-H. et al. Histone deacetylase inhibitor induces DNA damage, which normal but not transformed cells can repair // Proc. Natl. Acad. Sci. National Academy of Sciences, 2010. Vol. 107, № 33. P. 14639-14644.

8. Munshi A. et al. Histone deacetylase inhibitors radiosensitize human melanoma cells by suppressing DNA repair activity // Clin. Cancer Res. Off. J. Am. Assoc. Cancer Res. 2005. Vol. 11, № 13. P. 4912-4922.

9. Nicholson J. et al. E3 Ligase cIAP2 Mediates Downregulation of MRE11 and Radiosensitization in Response to HDAC Inhibition in Bladder Cancer // Cancer Res. 2017. Vol. 77, № 11. P. 3027-3039.

10. Zhang W. et al. SIRT1 inhibition impairs non-homologous end joining DNA damage repair by increasing Ku70 acetylation in chronic myeloid leukemia cells // Oncotarget. 2016. Vol. 7, № 12. P. 13538-13550.

11. Chapman J.R., Taylor M.R.G., Boulton S.J. Playing the end game: DNA double-strand break repair pathway choice // Mol. Cell. 2012. Vol. 47, № 4. P. 497-510.

12. Tang J. et al. Acetylation limits 53BP1 association with damaged chromatin to promote homologous recombination//Nat. Struct. Mol. Biol. 2013. Vol. 20, № 3. P. 317-325.

13. Спивак И.М. Экология. Повреждение и репарация ДНК: учебное пособие. 2012.

14. Kasparek T.R., Humphrey T.C. DNA double-strand break repair pathways, chromosomal rearrangements and cancer// Semin. Cell Dev. Biol. 2011. Vol. 22, № 8. P. 886-897.

15. Ghosal G., Chen J. DNA damage tolerance: a double-edged sword guarding the genome // Transl. Cancer Res. 2013. Vol. 2, № 3. P. 107-129.

16. Montecucco A., Zanetta F., Biamonti G. Molecular mechanisms of etoposide // EXCLI J. 2015. Vol. 14. P. 95-108.

17. Delgado J.L. et al. Topoisomerases as Anticancer Targets // Biochem. J. 2018. Vol. 475, № 2. P. 373-398.

18. Baldwin E.L., Osheroff N. Etoposide, topoisomerase II and cancer // Curr. Med. Chem. Anti-Cancer Agents. 2005. Vol. 5, № 4. P. 363-372.

19. Angelidis C. et al. Colchicine Pharmacokinetics and Mechanism of Action // Curr. Pharm. Des. 2018. Vol. 24, № 6. P. 659-663.

20. Huang Z., Xu Y., Peng W. Colchicine induces apoptosis in HT-29 human colon cancer cells via the AKT and c-Jun N-terminal kinase signaling pathways // Mol. Med. Rep. 2015. Vol. 12, № 4. P. 5939-5944.

21. Oh J. et al. Colchicine as a novel drug for the treatment of osteosarcoma through drug repositioning based on an FDA drug library // Front. Oncol. 2022. Vol. 12. P. 893951.

22. Fraser I.E.B. The use of Colchicine and Colcemid for Metaphase Stasis in the Matrix Cells of Wool Follicles // Use Colchicine Colcemid Metaphase Stasis Matrix Cells Wool Follicles. 1963. Vol. 16, № 1. P. 211-217.

23. Goldschmidt R.B., Steward O. Comparison of the neurotoxic effects of colchicine, the vinca alkaloids, and other microtubule poisons // Brain Res. 1989. Vol. 486, № 1. P. 133-140.

24. Vinay P. V. et al. Geldanamycin Combination with Colcemid Induces Mitotic Arrest through Stabilization of bubR1 Mitotic Kinase in Human Tumor Cells: 3 // J. Cancer Ther. Scientific Research Publishing, 2013. Vol. 4, № 3. P. 709-719.

25. Perry R.P., Kelley D.E. Inhibition of RNA synthesis by actinomycin D: Characteristic dose-response of different RNA species // J. Cell. Physiol. 1970. Vol. 76, № 2. P. 127-139.

26. Sobell H.M. Actinomycin and DNA transcription. // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1985. Vol. 82, № 16. P. 5328-5331.

27. Rogakou E.P. et al. Megabase chromatin domains involved in DNA double-strand breaks in vivo // J. Cell Biol. 1999. Vol. 146, № 5. P. 905-916.

28. Mannironi C., Bonner W.M., Hatch C.L. H2A.X. a histone isoprotein with a conserved C-terminal sequence, is encoded by a novel mRNA with both DNA replication type and polyA 3' processing signals. //Nucleic Acids Res. 1989. Vol. 17, № 22. P. 9113-9126.

29. Rossetto D. et al. Epigenetic Modifications in Double Strand Break DNA Damage Signaling and Repair// Clin. Cancer Res. Off. J. Am. Assoc. Cancer Res. 2010. Vol. 16, № 18. P. 4543-4552.

30. Paull T.T. et al. A critical role for histone H2AX in recruitment of repair factors to nuclear foci after DNA damage // Curr. Biol. CB. 2000. Vol. 10, № 15. P. 886-895.

31. Lisby M. et al. Choreography of the DNA damage response: spatiotemporal relationships among checkpoint and repair proteins // Cell. 2004. Vol. 118, № 6. P. 699-713.

32. Zhao X. et al. Cell cycle-dependent control of homologous recombination // Acta Biochim. Biophys. Sin. 2017. Vol. 49, № 8. P. 655-668.

33. van den Bosch M., Bree R.T., Lowndes N.F. The MRN complex: coordinating and mediating the response to broken chromosomes // EMBO Rep. 2003. Vol. 4, № 9. P. 844-849.

34. Lavin M. et al. ATM-Dependent Phosphorylation of All Three Members of the MRN Complex: From Sensor to Adaptor // Biomolecules. 2015. Vol. 5, № 4. P. 2877-2902.

35. Uziel T. et al. Requirement of the MRN complex for ATM activation by DNA damage // EMBO J. 2003. Vol. 22, № 20. P. 5612-5621.

36. Kinoshita E. et al. Human RAD50 makes a functional DNA-binding complex // Biochimie. 2015. Vol. 113. P. 47-53.

37. Syed A., Tainer J.A. The MRE11-RAD50-NBS1 Complex Conducts the Orchestration of Damage Signaling and Outcomes to Stress in DNA Replication and Repair // Annu. Rev. Biochem. 2018. Vol. 87. P. 263-294.

38. Deshpande R.A. et al. ATP-driven Rad50 conformations regulate DNA tethering, end resection, and ATM checkpoint signaling // EMBO J. 2014. Vol. 33, № 5. P. 482-500.

39. Myler L.R. et al. Single-Molecule Imaging Reveals How Mre11-Rad50-Nbs1 Initiates DNA Break Repair//Mol. Cell. 2017. Vol. 67, № 5. P. 891-898.e4.

40. Paull T.T., Gellert M. The 3' to 5' exonuclease activity of Mre 11 facilitates repair of DNA double-strand breaks //Mol. Cell. 1998. Vol. 1, № 7. P. 969-979.

41. Paull T.T., Gellert M. Nbs1 potentiates ATP-driven DNA unwinding and endonuclease cleavage by the Mre11/Rad50 complex // Genes Dev. 1999. Vol. 13, № 10. P. 1276-1288.

42. Reginato G., Cejka P. The MRE11 complex: A versatile toolkit for the repair of broken DNA // DNA Repair. 2020. Vol. 91-92. P. 102869.

43. Goodarzi A.A. et al. Autophosphorylation of ataxia-telangiectasia mutated is regulated by protein phosphatase 2A // EMBO J. 2004. Vol. 23, № 22. P. 4451-4461.

44. Di Virgilio M., Ying C.Y., Gautier J. PIKK-dependent phosphorylation of Mre11 induces MRN complex inactivation by disassembly from chromatin // DNA Repair. 2009. Vol. 8, № 11. P.

1311-1320.

45. Boulton S.J., Jackson S.P. Components of the Ku-dependent non-homologous end-joining pathway are involved in telomeric length maintenance and telomeric silencing // EMBO J. 1998. Vol. 17, №6. P. 1819-1828.

46. Bressan D.A., Baxter B.K., Petrini J.H.J. The Mre11-Rad50-Xrs2 Protein Complex Facilitates Homologous Recombination-Based Double-Strand Break Repair in Saccharomyces cerevisiae // Mol. Cell. Biol. 1999. Vol. 19, № 11. P. 7681-7687.

47. Matsuzaki K., Shinohara A., Shinohara M. Forkhead-Associated Domain of Yeast Xrs2, a Homolog of Human Nbs1, Promotes Nonhomologous End Joining Through Interaction With a Ligase IV Partner Protein, Lif1 // Genetics. 2008. Vol. 179, № 1. P. 213-225.

48. Sfeir A., Symington L.S. Microhomology-mediated end joining: a back-up survival mechanism or dedicated pathway? // Trends Biochem. Sci. 2015. Vol. 40, № 11. P. 701-714.

49. Biehs R. et al. DNA Double-Strand Break Resection Occurs during Non-homologous End Joining in G1 but Is Distinct from Resection during Homologous Recombination // Mol. Cell. 2017. Vol. 65, №4. P. 671-684.e5.

50. Yaneva M. et al. Non-homologous end joining, but not homologous recombination, enables survival for cells exposed to a histone deacetylase inhibitor // Nucleic Acids Res. 2005. Vol. 33, № 16. P. 5320-5330.

51. Goodarzi A.A., Jeggo P., Lobrich M. The influence of heterochromatin on DNA double strand break repair: Getting the strong, silent type to relax // DNA Repair. 2010. Vol. 9, № 12. P. 1273-1282.

52. Orthwein A. et al. A mechanism for the suppression of homologous recombination in G1 cells //Nature. 2015. Vol. 528, № 7582. P. 422-426.

53. Mahaney B.L., Meek K., Lees-Miller S.P. Repair of ionizing radiation-induced DNA double-strand breaks by non-homologous end-joining // Biochem. J. 2009. Vol. 417, № 3. P. 639-650.

54. Radhakrishnan S.K., Jette N., Lees-Miller S.P. Non-homologous end joining: emerging themes and unanswered questions // DNA Repair. 2014. Vol. 17. P. 2-8.

55. Shibata A. et al. DNA double-strand break repair pathway choice is directed by distinct MRE11 nuclease activities //Mol. Cell. 2014. Vol. 53, № 1. P. 7-18.

56. Langerak P. et al. Release of Ku and MRN from DNA ends by Mre11 nuclease activity and Ctp1 is required for homologous recombination repair of double-strand breaks // PLoS Genet. 2011. Vol. 7, №9. P. e1002271.

57. Sullivan M R., Bernstein K.A. RAD-ical New Insights into RAD51 Regulation // Genes. 2018. Vol. 9, № 12.

58. Klein H.L. The Consequences of Rad51 Overexpression for Normal and Tumor Cells // DNA Repair. 2008. Vol. 7, № 5. P. 686-693.

59. Zhang X. et al. RAD51 is a potential marker for prognosis and regulates cell proliferation in pancreatic cancer// Cancer Cell Int. 2019. Vol. 19. P. 356.

60. Nimonkar A.V. et al. BLM-DNA2-RPA-MRN and EXO1-BLM-RPA-MRN constitute two DNA end resection machineries for human DNA break repair // Genes Dev. 2011. Vol. 25, № 4. P. 350-362.

61. Yang S.-H. et al. The SOSS1 single-stranded DNA binding complex promotes DNA end resection in concert with Exo1 // EMBO J. 2013. Vol. 32, № 1. P. 126-139.

62. Anand R. et al. Phosphorylated CtIP Functions as a Co-factor of the MRE11-RAD50-NBS1 Endonuclease in DNA End Resection // Mol. Cell. 2016. Vol. 64, № 5. P. 940-950.

63. Cannavo E., Cejka P. Sae2 promotes dsDNA endonuclease activity within Mre11-Rad50-Xrs2 to resect DNA breaks // Nature. 2014. Vol. 514, № 7520. P. 122-125.

64. Chanut P. et al. Coordinated nuclease activities counteract Ku at single-ended DNA double-strand breaks //Nat. Commun. 2016. Vol. 7. P. 12889.

65. Makharashvili N., Paull T.T. CtIP: A DNA damage response protein at the intersection of DNA metabolism//DNA Repair. 2015. Vol. 32. P. 75-81.

66. Zhou Y., Paull T.T. DNA-dependent protein kinase regulates DNA end resection in concert with Mre11-Rad50-Nbs1 (MRN) and ataxia telangiectasia-mutated (ATM) // J. Biol. Chem. 2013. Vol. 288, № 52. P. 37112-37125.

67. Rothkamm K. et al. Pathways of DNA Double-Strand Break Repair during the Mammalian Cell Cycle//Mol. Cell. Biol. 2003. Vol. 23, № 16. P. 5706-5715.

68. Douglas P. et al. DNA-PK-dependent phosphorylation of Ku70/80 is not required for non-homologous end joining // DNA Repair. 2005. Vol. 4, № 9. P. 1006-1018.

69. Lee K.-J. et al. Phosphorylation of Ku dictates DNA double-strand break (DSB) repair pathway choice in S phase // Nucleic Acids Res. Oxford Academic, 2016. Vol. 44, № 4. P. 1732-1745.

70. Fujimoto H. et al. Acetylation of the nuclear localization signal in Ku70 diminishes the interaction with importin-a // Biochem. Biophys. Rep. 2022. Vol. 33. P. 101418.

71. Michailidou K. et al. Large-scale genotyping identifies 41 new loci associated with breast cancer risk//Nat. Genet. 2013. Vol. 45, № 4. P. 353-361, 361e1-2.

72. Cancer Genome Atlas Research Network. Integrated genomic analyses of ovarian carcinoma // Nature. 2011. Vol. 474, № 7353. P. 609-615.

73. Sallmyr A., Tomkinson A.E., Rassool F.V. Up-regulation of WRN and DNA ligase IIIalpha in chronic myeloid leukemia: consequences for the repair of DNA double-strand breaks // Blood. 2008. Vol. 112, №4. P. 1413-1423.

74. Kano M. et al. Effects of Carbon-ion Radiotherapy combined with a Novel Histone Deacetylase Inhibitor, Cyclic Hydroxamic-acid-containing Peptide 31 in Human Esophageal Squamous Cell Carcinoma // ANTICANCER Res. 2009. P. 6.

75. Rosato R.R. et al. Role of histone deacetylase inhibitor-induced ROS and DNA damage in LAQ-824/fludarabine antileukemic interactions //Mol. Cancer Ther. 2008. Vol. 7, № 10. P. 3285-3297.

76. Zhang F. et al. Sensitization to gamma-irradiation-induced cell cycle arrest and apoptosis by the histone deacetylase inhibitor trichostatin A in non-small cell lung cancer (NSCLC) cells // Cancer Biol. Ther. 2009. Vol. 8, № 9. P. 823-831.

77. Adachi T. et al. Histone deacetylase inhibitors stimulate the susceptibility of A549 cells to a plasma-activated medium treatment// Arch. Biochem. Biophys. 2016. Vol. 606. P. 120-127.

78. Thurn K.T. et al. Histone Deacetylase Regulation of ATM-Mediated DNA Damage Signaling // Mol. Cancer Ther. 2013. Vol. 12, № 10. P. 10.1158/1535-7163.MCT-12-1242.

79. Miller K.M. et al. Human HDAC1 and HDAC2 function in the DNA-damage response to promote DNA nonhomologous end-joining //Nat. Struct. Mol. Biol. 2010. Vol. 17, № 9. P. 1144-1151.

80. Namdar M. et al. Selective inhibition of histone deacetylase 6 (HDAC6) induces DNA damage and sensitizes transformed cells to anticancer agents // Proc. Natl. Acad. Sci. National Academy of Sciences, 2010. Vol. 107, № 46. P. 20003-20008.

81. Wu Y.-H. et al. A novel histone deacetylase inhibitor TMU-35435 enhances etoposide cytotoxicity through the proteasomal degradation of DNA-PKcs in triple-negative breast cancer // Cancer Lett. 2017. Vol. 400. P. 79-88.

82. Audia J.E., Campbell R.M. Histone Modifications and Cancer // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2016. Vol. 8, № 4. P. a019521.

83. Kouzarides T. Chromatin modifications and their function // Cell. 2007. Vol. 128, № 4. P. 693-705.

84. McBrian M.A. et al. Histone Acetylation Regulates Intracellular pH // Mol. Cell. 2013. Vol. 49, №2. P. 310-321.

85. Eckschlager T. et al. Histone Deacetylase Inhibitors as Anticancer Drugs: 7 // Int. J. Mol. Sci. Multidisciplinary Digital Publishing Institute, 2017. Vol. 18, № 7. P. 1414.

86. Zaib S., Rana N., Khan I. Histone Modifications and their Role in Epigenetics of Cancer // Curr. Med. Chem. 2022. Vol. 29, № 14. P. 2399-2411.

87. Di Cerbo V., Schneider R. Cancers with wrong HATs: the impact of acetylation // Brief. Funct.

Genomics. 2013. Vol. 12, № 3. P. 231-243.

88. Kurdistani S.K. Histone modifications in cancer biology and prognosis // Prog. Drug Res. Fortschritte Arzneimittelforschung Progres Rech. Pharm. 2011. Vol. 67. P. 91-106.

89. Kim E. et al. Histone and Non-Histone Targets of Dietary Deacetylase Inhibitors // Curr. Top. Med. Chem. 2016. Vol. 16, № 7. P. 714-731.

90. Seto E., Yoshida M. Erasers of Histone Acetylation: The Histone Deacetylase Enzymes // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2014. Vol. 6, № 4. P. a018713.

91. Cummings J.H. et al. Short chain fatty acids in human large intestine, portal, hepatic and venous blood // Gut. 1987. Vol. 28, № 10. P. 1221-1227.

92. Fu X. et al. Nondigestible carbohydrates, butyrate, and butyrate-producing bacteria // Crit. Rev. Food Sci. Nutr. Taylor & Francis, 2019. Vol. 59, № sup1. P. S130-S152.

93. Mariadason J.M., Corner G.A., Augenlicht L.H. Genetic reprogramming in pathways of colonic cell maturation induced by short chain fatty acids: comparison with trichostatin A, sulindac, and curcumin and implications for chemoprevention of colon cancer // Cancer Res. 2000. Vol. 60, № 16. P. 4561-4572.

94. Davie J.R. Inhibition of histone deacetylase activity by butyrate // J. Nutr. 2003. Vol. 133, № 7 Suppl. P. 2485S-2493S.

95. Prasanna Kumar S. et al. Butyrate-induced phosphatase regulates VEGF and angiogenesis via Sp1 // Arch. Biochem. Biophys. 2008. Vol. 478, № 1. P. 85-95.

96. Abramova M.V. et al. G1/S arrest induced by histone deacetylase inhibitor sodium butyrate in E1A + Ras-transformed cells is mediated through down-regulation of E2F activity and stabilization of beta-catenin//J. Biol. Chem. 2006. Vol. 281, № 30. P. 21040-21051.

97. Sun G. et al. The Histone Deacetylase Inhibitor Vaproic Acid Induces Cell Growth Arrest in Hepatocellular Carcinoma Cells via Suppressing Notch Signaling // J. Cancer. 2015. Vol. 6, № 610.

98. Yang H. et al. Superior activity of a new histone deacetylase inhibitor (ZYJ-34c) in inhibiting growth of human leukemia cells by inducing p21WAF1 expression and cell cycle arrest // Anticancer. Drugs. 2014.

99. Mrakovcic M., Kleinheinz J., Fröhlich L.F. Histone Deacetylase Inhibitor-Induced Autophagy in Tumor Cells: Implications for p53 // Int. J. Mol. Sci. 2017. Vol. 18, № 9. P. 1883.

100. Munro J. et al. Histone deacetylase inhibitors induce a senescence-like state in human cells by a p16-dependent mechanism that is independent of a mitotic clock // Exp. Cell Res. 2004. Vol. 295, № 2. P. 525-538.

101. Romanov V.S. et al. p21(Waf1) is required for cellular senescence but not for cell cycle arrest induced by the HDAC inhibitor sodium butyrate // Cell Cycle Georget. Tex. 2010. Vol. 9, № 19. P. 3945-3955.

102. Meng J. et al. The histone deacetylase inhibitor trichostatin A induces cell cycle arrest and apoptosis in colorectal cancer cells via p53-dependent and -independent pathways // Oncol. Rep. 2012. Vol. 28, № 1. P. 384-388.

103. Yang L. et al. A novel class I histone deacetylase inhibitor, I-7ab, induces apoptosis and arrests cell cycle progression in human colorectal cancer cells // Biomed. Pharmacother. Biomedecine Pharmacother. 2015. Vol. 71. P. 70-78.

104. Bolden J.E. et al. HDAC inhibitors induce tumor-cell-selective pro-apoptotic transcriptional responses: 2 // Cell Death Dis. Nature Publishing Group, 2013. Vol. 4, № 2. P. e519-e519.

105. Insinga A. et al. Inhibitors of histone deacetylases induce tumor-selective apoptosis through activation of the death receptor pathway // Nat. Med. Nature Publishing Group, 2005. Vol. 11, № 1. P. 71-76.

106. Biersack B., Nitzsche B., Höpfner M. HDAC inhibitors with potential to overcome drug resistance in castration-resistant prostate cancer // Cancer Drug Resist. 2022. Vol. 5, № 1. P. 64-79.

107. Bondarev A.D. et al. Recent developments of HDAC inhibitors: Emerging indications and novel molecules //Br. J. Clin. Pharmacol. 2021. Vol. 87, № 12. P. 4577-4597.

108. Nebbioso A. et al. Trials with "epigenetic" drugs: an update // Mol. Oncol. 2012. Vol. 6, № 6. P. 657-682.

109. Romero D. HDAC inhibitors tested in phase III trial: 8 // Nat. Rev. Clin. Oncol. Nature Publishing Group, 2019. Vol. 16, № 8. P. 465-465.

110. Hontecillas-Prieto L. et al. Synergistic Enhancement of Cancer Therapy Using HDAC Inhibitors: Opportunity for Clinical Trials //Front. Genet. 2020. Vol. 11.

111. Rathkopf D. et al. A phase I study of oral panobinostat alone and in combination with docetaxel in patients with castration-resistant prostate cancer // Cancer Chemother. Pharmacol. 2010. Vol. 66, № 1. P. 181-189.

112. Roos W.P., Krumm A. The multifaceted influence of histone deacetylases on DNA damage signalling and DNA repair // Nucleic Acids Res. 2016. Vol. 44, № 21. P. 10017-10030.

113. van Staveren W.C.G. et al. Human cancer cell lines: Experimental models for cancer cells in situ? For cancer stem cells? // Biochim. Biophys. Acta. 2009. Vol. 1795, № 2. P. 92-103.

114. Almeida F. et al. Histone Deacetylase Inhibitors and Microtubule Inhibitors Induce Apoptosis in Feline Luminal Mammary Carcinoma Cells // Anim. Open Access J. MDPI. 2021. Vol. 11, № 2. P. 502.

115. Castle J.C. et al. Immunomic, genomic and transcriptomic characterization of CT26 colorectal carcinoma//BMC Genomics. 2014. Vol. 15, № 1. P. 190.

116. Pospelova T.V. et al. E1A + cHa-ras transformed rat embryo fibroblast cells are characterized by high and constitutive DNA binding activities of AP-1 dimers with significantly altered composition // Gene Expr. 1999. Vol. 8, № 1. P. 19-32.

117. Копнин Б.П. Неопластическая клетка: основные свойства и механизмы их возникновения // Практическая Онкология. 2002. Vol. 3, № 4. P. 229-235.

118. McLaughlin-Drubin M.E., Munger K. Viruses Associated with Human Cancer // Biochim. Biophys. Acta. 2008. Vol. 1782, № 3. P. 127-150.

119. Gallimore P.H., Turnell A.S. Adenovirus E1A: remodelling the host cell, a life or death experience // Oncogene. 2001. Vol. 20, № 54. P. 7824-7835.

120. Berk A.J. Recent lessons in gene expression, cell cycle control, and cell biology from adenovirus: 52 // Oncogene. Nature Publishing Group, 2005. Vol. 24, № 52. P. 7673-7685.

121. Frisch S.M., Mymryk J.S. Adenovirus-5 E1A: paradox and paradigm: 6 //Nat. Rev. Mol. Cell Biol. Nature Publishing Group, 2002. Vol. 3, № 6. P. 441-452.

122. Whyte P. et al. Association between an oncogene and an anti-oncogene: the adenovirus E1A proteins bind to the retinoblastoma gene product //Nature. 1988. Vol. 334, № 6178. P. 124-129.

123. Li Z. et al. Adenoviral E1A targets Mdm4 to stabilize tumor suppressor p53 // Cancer Res. 2004. Vol. 64, № 24. P. 9080-9085.

124. Ben-Israel H., Kleinberger T. Adenovirus and cell cycle control // Front. Biosci. J. Virtual Libr. 2002. Vol. 7. P. d1369-1395.

125. Breckenridge D.G., Shore G.C. Regulation of apoptosis by E1A and Myc oncoproteins // Crit. Rev. Eukaryot. Gene Expr. 2000. Vol. 10, № 3-4. P. 273-280.

126. Lowe S.W., Ruley H.E. Stabilization of the p53 tumor suppressor is induced by adenovirus 5 E1A and accompanies apoptosis // Genes Dev. 1993. Vol. 7, № 4. P. 535-545.

127. Jochemsen A.G. et al. Activation of adenovirus 5 E1A transcription by region E1B in transformed primary rat cells // EMBO J. 1987. Vol. 6, № 11. P. 3399-3405.

128. Ruley H.E. Adenovirus early region 1A enables viral and cellular transforming genes to transform primary cells in culture //Nature. 1983. Vol. 304, № 5927. P. 602-606.

129. Chen K. et al. Emerging strategies to target RAS signaling in human cancer therapy // J. Hematol. Oncol.J Hematol Oncol. 2021. Vol. 14, № 1. P. 116.

130. Malumbres M., Barbacid M. RAS oncogenes: the first 30 years //Nat. Rev. Cancer. 2003. Vol. 3, № 6. P. 459-465.

131. Krygowska A.A., Castellano E. PI3K: A Crucial Piece in the RAS Signaling Puzzle // Cold

Spring Harb. Perspect. Med. 2018. Vol. 8, № 6. P. a031450.

132. Roskoski R. RAF protein-serine/threonine kinases: structure and regulation // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2010. Vol. 399, № 3. P. 313-317.

133. Degirmenci U., Wang M., Hu J. Targeting Aberrant RAS/RAF/MEK/ERK Signaling for Cancer Therapy // Cells. 2020. Vol. 9, № 1. P. 198.

134. Prior I.A., Hood F.E., Hartley J.L. The Frequency of Ras Mutations in Cancer // Cancer Res. 2020. Vol. 80, № 14. P. 2969-2974.

135. Forbes S.A. et al. COSMIC: mining complete cancer genomes in the Catalogue of Somatic Mutations in Cancer//Nucleic Acids Res. 2011. Vol. 39, № Database issue. P. D945-950.

136. Vartanian S. et al. Identification of Mutant K-Ras-dependent Phenotypes Using a Panel of Isogenic Cell Lines // J. Biol. Chem. 2013. Vol. 288, № 4. P. 2403-2413.

137. Westcott P.M.K., To M.D. The genetics and biology of KRAS in lung cancer // Chin. J. Cancer. 2013. Vol. 32, №2. P. 63-70.

138. Werner A.N., Kumar A.I., Charest P.G. CRISPR-mediated reversion of oncogenic KRAS mutation results in increased proliferation and reveals independent roles of Ras and mTORC2 in the migration of A549 lung cancer cells // Mol. Biol. Cell. 2023. Vol. 34, № 13. P. ar128.

139. Bensimon A., Aebersold R., Shiloh Y. Beyond ATM: The protein kinase landscape of the DNA damage response //FEBS Lett. 2011. Vol. 585, № 11. P. 1625-1639.

140. Cantrell D.A. GTPases and T cell activation // Immunol. Rev. 2003. Vol. 192. P. 122-130.

141. Schlessinger J. Cell signaling by receptor tyrosine kinases // Cell. 2000. Vol. 103, № 2. P. 211-225.

142. Marais R. et al. Ras recruits Raf-1 to the plasma membrane for activation by tyrosine phosphorylation//EMBO J. 1995. Vol. 14, № 13. P. 3136-3145.

143. Liebmann C. Regulation of MAP kinase activity by peptide receptor signalling pathway: paradigms of multiplicity // Cell. Signal. 2001. Vol. 13, № 11. P. 777-785.

144. Karandikar M., Xu S., Cobb M.H. MEKK1 Binds Raf-1 and the ERK2 Cascade Components * // J. Biol. Chem. Elsevier, 2000. Vol. 275, № 51. P. 40120-40127.

145. Wu D. et al. ERK activity facilitates activation of the S-phase DNA damage checkpoint by modulating ATR function: 8 // Oncogene. Nature Publishing Group, 2006. Vol. 25, № 8. P. 1153-1164.

146. Yan Y., Black C.P., Cowan K.H. Irradiation-induced G2/M checkpoint response requires ERK1/2 activation: 32 // Oncogene. Nature Publishing Group, 2007. Vol. 26, № 32. P. 4689-4698.

147. Dai Y. et al. Interruption of the Ras/MEK/ERK signaling cascade enhances Chk1 inhibitor-induced DNA damage in vitro and in vivo in human multiple myeloma cells // Blood. 2008. Vol. 112, № 6. P. 2439-2449.

148. Nishioka C. et al. Inhibition of MEK signaling enhances the ability of cytarabine to induce growth arrest and apoptosis of acute myelogenous leukemia cells // Apoptosis Int. J. Program. Cell Death. 2009. Vol. 14, № 9. P. 1108-1120.

149. Golding S. et al. Extracellular Signal-Related Kinase Positively Regulates Ataxia Telangiectasia Mutated, Homologous Recombination Repair, and the DNA Damage Response // Cancer Res. 2007. Vol. 67. P. 1046-1053.

150. Wei F., Yan J., Tang D. Extracellular signal-regulated kinases modulate DNA damage response - a contributing factor to using MEK inhibitors in cancer therapy // Curr. Med. Chem. 2011. Vol. 18, № 35. P. 5476-5482.

151. Thornton T.M., Rincon M. Non-Classical P38 Map Kinase Functions: Cell Cycle Checkpoints and Survival // Int. J. Biol. Sci. 2008. Vol. 5, № 1. P. 44-52.

152. Wood C D. et al. Nuclear Localization of p38 MAPK in Response to DNA Damage // Int. J. Biol. Sci. 2009. P. 428-437.

153. Sanchez-Prieto R. et al. A role for the p38 mitogen-acitvated protein kinase pathway in the transcriptional activation of p53 on genotoxic stress by chemotherapeutic agents // Cancer Res. 2000. Vol. 60, № 9. P. 2464-2472.

154. Golding S.E. et al. Pro-survival AKT and ERK signaling from EGFR and mutant EGFRvIII enhances DNA double-strand break repair in human glioma cells // Cancer Biol. Ther. 2009. Vol. 8, № 8. P. 730-738.

155. Toulany M., Rodemann H.P. Membrane receptor signaling and control of DNA repair after exposure to ionizing radiation //Nukl. Nucl. Med. 2010. Vol. 49 Suppl 1. P. S26-30.

156. Singh R., Letai A., Sarosiek K. Regulation of apoptosis in health and disease: the balancing act of BCL-2 family proteins //Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2019. Vol. 20, № 3. P. 175-193.

157. Galluzzi L. et al. Molecular mechanisms of cell death: recommendations of the Nomenclature Committee on Cell Death 2018 // Cell Death Differ. 2018. Vol. 25, № 3. P. 486-541.

158. Green D.R. The Death Receptor Pathway of Apoptosis // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2022. Vol. 14, № 2. P. a041053.

159. Green D.R. Caspase Activation and Inhibition // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2022. Vol. 14, № 8. P. a041020.

160. Czabotar P.E. et al. Control of apoptosis by the BCL-2 protein family: implications for physiology and therapy //Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2014. Vol. 15, № 1. P. 49-63.

161. Warren C.F.A., Wong-Brown M.W., Bowden N.A. BCL-2 family isoforms in apoptosis and cancer // Cell Death Dis. 2019. Vol. 10, № 3. P. 177.

162. Edlich F. et al. Bcl-x(L) retrotranslocates Bax from the mitochondria into the cytosol // Cell. 2011. Vol. 145, № 1. P. 104-116.

163. Zha J. et al. Serine Phosphorylation of Death Agonist BAD in Response to Survival Factor Results in Binding to 14-3-3 Not BCL-XL // Cell. 1996. Vol. 87, № 4. P. 619-628.

164. Cohen H.Y. et al. Acetylation of the C terminus of Ku70 by CBP and PCAF controls Bax-mediated apoptosis // Mol. Cell. 2004. Vol. 13, № 5. P. 627-638.

165. Amsel A.D. et al. Regulation of the proapoptotic factor Bax by Ku70-dependent deubiquitylation // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2008. Vol. 105, № 13. P. 5117-5122.

166. Gong P., Wang Y., Jing Y. Apoptosis Induction byHistone Deacetylase Inhibitors in Cancer Cells: Role of Ku70 // Int. J. Mol. Sci. 2019. Vol. 20, № 7. P. 1601.

167. Meng J. et al. Ku70 is essential for histone deacetylase inhibitor trichostatin A-induced apoptosis //Mol. Med. Rep. 2015. Vol. 12, № 1. P. 581-586.

168. Subramanian C. et al. Ku70 acetylation mediates neuroblastoma cell death induced by histone deacetylase inhibitors // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2005. Vol. 102, № 13. P. 4842-4847.

169. Morin D. et al. Inhibition of mitochondrial membrane permeability as a putative pharmacological target for cardioprotection // Curr. Med. Chem. 2009. Vol. 16, № 33. P. 4382-4398.

170. Argaud L. et al. Preconditioning delays Ca2+-induced mitochondrial permeability transition // Cardiovasc. Res. 2004. Vol. 61, № 1. P. 115-122.

171. Shanmuganathan S. et al. Mitochondrial permeability transition pore as a target for cardioprotection in the human heart // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2005. Vol. 289, № 1. P. H237-242.

172. Heo G. et al. Rotenone causes mitochondrial dysfunction and prevents maturation in porcine oocytes//PloS One. 2022. Vol. 17, № 11. P. e0277477.

173. Jainchill J.L., Aaronson S.A., Todaro G.J. Murine Sarcoma and Leukemia Viruses: Assay Using Clonal Lines of Contact-Inhibited Mouse Cells // J. Virol. American Society for Microbiology, 1969. Vol. 4, № 5. P. 549-553.

174. Pulix M. et al. Molecular characterization of HEK293 cells as emerging versatile cell factories // Curr. Opin. Biotechnol. 2021. Vol. 71. P. 18-24.

175. Labib R.M. et al. Appraisal on the wound healing potential of Melaleuca alternifolia and Rosmarinus officinalis L. essential oil-loaded chitosan topical preparations // PloS One. 2019. Vol. 14, №9. P. e0219561.

176. Dimri G.P. et al. A biomarker that identifies senescent human cells in culture and in aging skin

in vivo // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1995. Vol. 92, № 20. P. 9363-9367.

177. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. Vol. 72. P. 248-254.

178. Calini V., Urani C., Camatini M. Comet assay evaluation of DNA single- and double-strand breaks induction and repair in C3H10T1/2 cells // Cell Biol. Toxicol. 2002. Vol. 18, № 6. P. 369-379.

179. Olive P.L., Banath J.P. The comet assay: a method to measure DNA damage in individual cells //Nat. Protoc. 2006. Vol. 1, № 1. P. 23-29.

180. Rao X. et al. An improvement of the 2~(-delta delta CT) method for quantitative real-time polymerase chain reaction data analysis //Biostat. Bioinforma. Biomath. 2013. Vol. 3, № 3. P. 71-85.

181. Igotti Abramova M.V. et al. HDAC inhibitors induce apoptosis but not cellular senescence in Gadd45a-deficient E1A+Ras cells // Int. J. Biochem. Cell Biol. 2014.

182. Kochetkova E.Y. et al. Targeted elimination of senescent Ras-transformed cells by suppression of MEK/ERK pathway // Aging. 2017. Vol. 9, № 11. P. 2352-2375.

183. Chen G. et al. Adenovirus E1B 19-kDa Death Suppressor Protein Interacts with Bax but Not with Bad* // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271, № 39. P. 24221-24225.

184. Hada M. et al. Cytosolic Ku70 regulates Bax-mediated cell death // Tumour Biol. J. Int. Soc. Oncodevelopmental Biol. Med. 2016. Vol. 37, № 10. P. 13903-13914.

185. Mai Z. et al. Bad is essential for Bcl-xL-enhanced Bax shuttling between mitochondria and cytosol //Int. J. Biochem. Cell Biol. 2023. Vol. 155. P. 106359.

186. Hayakawa J. et al. Inhibition of BAD phosphorylation either at serine 112 via extracellular signal-regulated protein kinase cascade or at serine 136 via Akt cascade sensitizes human ovarian cancer cells to cisplatin // Cancer Res. 2000. Vol. 60, № 21. P. 5988-5994.

187. Fang X. et al. Regulation of BAD phosphorylation at serine 112 by the Ras-mitogen-activated protein kinase pathway: 48 // Oncogene. Nature Publishing Group, 1999. Vol. 18, № 48. P. 6635-6640.

188. Igotti M.V. et al. Sodium Butyrate Enhances the Antiproliferative Action of Low Actinomycin D Concentrations // Cell Tissue Biol. 2017. Vol. 11, № 1.

189. Abramova M.V. et al. HDAC inhibitor sodium butyrate sensitizes E1A+Ras-transformed cells to DNA damaging agents by facilitating formation and persistence of yH2AX foci // Cancer Biol. Ther. Taylor & Francis, 2011. Vol. 12, № 12. P. 1069-1077.

190. Zahraei Z., Rabbani-Chadegani A. A comparison of the effect of anticancer drugs, idarubicin and adriamycin, on soluble chromatin // Eur. J. Pharmacol. 2007. Vol. 575, № 1. P. 28-33.

191. Chamani E., Rabbani-Chadegani A., Zahraei Z. Spectroscopic detection of etoposide binding to chromatin components: the role of histone proteins // Spectrochim. Acta. A. Mol. Biomol. Spectrosc. 2014. Vol. 133. P. 292-299.

192. Raderschall E. et al. Elevated levels of Rad51 recombination protein in tumor cells // Cancer Res. 2002. Vol. 62, № 1. P. 219-225.

193. Cha H. et al. Wip1 directly dephosphorylates gamma-H2AX and attenuates the DNA damage response // Cancer Res. 2010. Vol. 70, № 10. P. 4112-4122.

194. Macürek L. et al. Wip1 phosphatase is associated with chromatin and dephosphorylates yH2AX to promote checkpoint inhibition: 15 // Oncogene. Nature Publishing Group, 2010. Vol. 29, № 15. P. 2281-2291.

195. Moon S.-H. et al. Wild-type p53-induced Phosphatase 1 Dephosphorylates Histone Variant Y-H2AX and Suppresses DNA Double Strand Break Repair // J. Biol. Chem. 2010. Vol. 285, № 17. P. 12935-12947.

196. Lowe J. et al. Regulation of the Wip1 phosphatase and its effects on the stress response // Front. Biosci. J. Virtual Libr. 2012. Vol. 17. P. 1480-1498.

197. Lin C.-F. et al. Bcl-2 rescues ceramide- and etoposide-induced mitochondrial apoptosis through blockage of caspase-2 activation // J. Biol. Chem. 2005. Vol. 280, № 25. P. 23758-23765.

198. Mantwill K. et al. Concepts in Oncolytic Adenovirus Therapy // Int. J. Mol. Sci. 2021. Vol. 22, № 19. P. 10522.

199. Kim M.K. et al. A novel hydroxamic acid derivative, MHY218, induces apoptosis and cell cycle arrest through downregulation of NF-kB in HCT116 human colon cancer cells // Int. J. Oncol. Spandidos Publications, 2014. Vol. 44, № 1. P. 256-264.

200. Hou M. et al. Synergistic antitumor effect of suberoylanilide hydroxamic acid and cisplatin in osteosarcoma cells // Oncol. Lett. Spandidos Publications, 2018. Vol. 16, № 4. P. 4663-4670.

201. Subramanian C. et al. CREB-binding protein is a mediator of neuroblastoma cell death induced by the histone deacetylase inhibitor trichostatin A // Neoplasia N. Y. N. 2007. Vol. 9, № 6. P. 495-503.

202. Luo K., Huang W., Tang S. Sirt3 enhances glioma cell viability by stabilizing Ku70-BAX interaction // OncoTargets Ther. Dove Press, 2018. Vol. 11. P. 7559-7567.

203. Lee S.-J., Jang H., Park C. Maspin increases Ku70 acetylation and Bax-mediated cell death in cancer cells // Int. J. Mol. Med. 2012. Vol. 29, № 2. P. 225-230.

204. Islam S. et al. Resistance to histone deacetylase inhibitors confers hypersensitivity to oncolytic reovirus therapy //Blood Adv. 2020. Vol. 4, № 20. P. 5297-5310.

205. Gasparian M.E. et al. Cytoskeleton inhibitors combined with TRAIL induce apoptosis in HeLa carcinoma cells overexpressing antiapoptotic protein Bcl-2 // Biochem. Biokhimiia. 2008. Vol. 73, № 3. P. 358-362.

206. Boichuk S. et al. 2-APCAs, the Novel Microtubule Targeting Agents Active against Distinct Cancer Cell Lines // Molecules. 2021. Vol. 26, № 3. P. 616.

207. Inoue S. et al. Apoptosis induced by histone deacetylase inhibitors in leukemic cells is mediated by Bim and Noxa // Leukemia. 2007. Vol. 21, № 8. P. 1773-1782.

208. Wang H. et al. The HDAC inhibitor depsipeptide transactivates the p53/p21 pathway by inducing DNA damage // DNA Repair. 2012. Vol. 11, № 2. P. 146-156.

209. Bali P. et al. Inhibition of histone deacetylase 6 acetylates and disrupts the chaperone function of heat shock protein 90: a novel basis for antileukemia activity of histone deacetylase inhibitors // J. Biol. Chem. 2005. Vol. 280, № 29. P. 26729-26734.

210. Gaymes T.J. et al. Histone deacetylase inhibitors (HDI) cause DNA damage in leukemia cells: a mechanism for leukemia-specific HDI-dependent apoptosis? // Mol. Cancer Res. MCR. 2006. Vol. 4, № 8. P. 563-573.

211. Zhao J. et al. Histone deacetylases 1 and 2 cooperate in regulating BRCA1, CHK1, and RAD51 expression in acute myeloid leukemia cells // Oncotarget. 2017. Vol. 8, № 4. P. 6319-6329.

212. Li L. et al. Histone deacetylase inhibitor sodium butyrate suppresses DNA double strand break repair induced by etoposide more effectively in MCF-7 cells than in HEK293 cells. // BMC Biochem. BioMed Central, 2015. Vol. 16. P. 2.

213. Bracken A.P. et al. E2F target genes: unraveling the biology // Trends Biochem. Sci. 2004. Vol. 29, № 8. P. 409-417.

214. Abramova M.V. et al. e2f1 gene is a new member of Wnt/ß-catenin/Tcf-regulated genes // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2010. Vol. 391, № 1. P. 142-146.

215. Richardson C. et al. Rad51 overexpression promotes alternative double-strand break repair pathways and genome instability // Oncogene. 2004. Vol. 23, № 2. P. 546-553.

216. Pucci S. et al. Tumor specific modulation of KU70/80 DNA binding activity in breast and bladder human tumor biopsies // Oncogene. 2001. Vol. 20, № 6. P. 739-747.

217. Lu R. et al. Post-Translational Modification of MRE11: Its Implication in DDR and Diseases: 8 // Genes. Multidisciplinary Digital Publishing Institute, 2021. Vol. 12, № 8. P. 1158.

218. Dong Z., Zhong Q., Chen P.-L. The Nijmegen Breakage Syndrome Protein Is Essential for Mre11 Phosphorylation upon DNA Damage* // J. Biol. Chem. 1999. Vol. 274, № 28. P. 19513-19516.

219. Araki K. et al. Molecular disruption of NBS1 with targeted gene delivery enhances chemosensitisation in head and neck cancer//Br. J. Cancer. 2010. Vol. 103, № 12. P. 1822-1830.

220. Abuzeid W.M. et al. Molecular disruption of RAD50 sensitizes human tumor cells to cisplatin-based chemotherapy // J. Clin. Invest. American Society for Clinical Investigation, 2009. Vol. 119, № 7. P. 1974-1985.

221. Chen C. et al. Suppression of DNA-damage checkpoint signaling by Rsk-mediated phosphorylation ofMrell //Proc. Natl. Acad. Sci. National Academy of Sciences, 2013.

222. Li Z. et al. Plkl Phosphorylation ofMrell Antagonizes the DNA Damage Response // Cancer Res. 20l7. Vol. 77, № l2. P. 3l69-3l80.

223. Brush M.H. et al. Deactylase inhibitors disrupt cellular complexes containing protein phosphatases and deacetylases // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279, № 9. P. 7685-769l.

224. Canettieri G. et al. Attenuation of a phosphorylation-dependent activator by an HDAC-PPl complex: 3 //Nat. Struct. Mol. Biol. Nature Publishing Group, 2003. Vol. l0, № 3. P. l75-l8l.

225. Donella-Deana A. et al. Tyrosine phosphorylation of protein kinase CK2 by Src-related tyrosine kinases correlates with increased catalytic activity // Biochem. J. 2003. Vol. 372, № Pt 3. P. 84l-849.

226. von Morgen P. et al. MREl l stability is regulated by CK2-dependent interaction with R2TP complex // Oncogene. 20l7. Vol. 36, № 34. P. 4943-4950.

227. Na J. et al. SPRTN protease-cleaved MREll decreases DNA repair and radiosensitises cancer cells // Cell Death Dis. 202l. Vol. l2, № 2. P. l-l7.

228. Fiscella M. et al. Wipl, a novel human protein phosphatase that is induced in response to ionizing radiation in a p53-dependent manner // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, l997. Vol. 94, № l2. P. 6048-6053.

229. Belova G.I. et al. Chemical inhibition of Wipl phosphatase contributes to suppression of tumorigenesis // Cancer Biol. Ther. Taylor & Francis, 2005. Vol. 4, № l0. P. ll54-ll58.

230. Chen M. et al. Co-targeting WIPl and PARP induces synthetic lethality in hepatocellular carcinoma // Cell Commun. Signal. 2022. Vol. 20, № l. P. 39.

231. Eren M.K., Kartal N.B., Pilevneli H. Oncogenic WIPl phosphatase attenuates the DNA damage response and sensitizes p53 mutant Jurkat cells to apoptosis // Oncol. Lett. 202l. Vol. 2l, № 6. P. 479.

232. Goloudina A.R. et al. Wipl promotes RUNX2-dependent apoptosis in p53-negative tumors and protects normal tissues during treatment with anticancer agents // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 20l2. Vol. l09, № 2. P. E68-E75.

233. Song J. et al. Expression of a homeostatic regulator, Wipl (wild-type p53-induced phosphatase), is temporally induced by c-Jun and p53 in response to UV irradiation // J. Biol. Chem. 20l0. Vol. 285, № l2. P. 9067-9076.

234. Carriere A. et al. The RSK factors of activating the Ras/MAPK signaling cascade // Front. Biosci. J. Virtual Libr. 2008. Vol. l3. P. 4258-4275.

235. Mansoori B. et al. The Different Mechanisms of Cancer Drug Resistance: A Brief Review // Adv. Pharm. Bull. 20l7. Vol. 7, № 3. P. 339-348.

236. Recasens A., Munoz L. Targeting Cancer Cell Dormancy // Trends Pharmacol. Sci. 20l9. Vol. 40, №2. P. l28-l4l.

237. Liu X. et al. Self-inflicted DNA double-strand breaks sustain tumorigenicity and stemness of cancer cells // Cell Res. 20l7. Vol. 27, № 6. P. 764-783.

238. Lodovichi S. et al. Inhibition of DNA Repair in Cancer Therapy: Toward a Multi-Target Approach // Int. J. Mol. Sci. 2020. Vol. 2l, № l8. P. 6684.

239. Trenner A., Sartori A.A. Harnessing DNA Double-Strand Break Repair for Cancer Treatment // Front. Oncol. 20l9. Vol. 9. P. l388.

БЛАГОДАРНОСТИ

Автор выражает искреннюю благодарность за многолетнее совместное творчество и бесценные идеи своему научному руководителю - Марии Вячеславовне Иготти, а также за терпение и помощь - своей коллеге Алисе Васильевне Моршневой. Также автор благодарит за поддержку свою семью и друзей, и отдельно за поддержание мотивации и решимости Юлию Сергеевну Иванову. Автор посвящает эту работу памяти своего деда - Юрия Николаевича Гнедина, доктора физико-математических наук, астрофизика, профессора и академика РАЕН, заложившего основы критического мышления в детскую голову, вдохновившего на занятия наукой.