Пептид-нуклеотидные антибиотики семейства микроцинов С: разнообразие и общие механизмы действия, биосинтеза и иммунности тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, доктор наук Дубилей Светлана Алексеевна

• Дубилей Светлана Алексеевна
• доктор наук
• 2021

Оглавление диссертации доктор наук Дубилей Светлана Алексеевна

Список сокращений

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования и степень ее разработанности

Цели и задачи исследования

Научная новизна. Теоретическая и практическая значимость работы

Методология и методы исследования

Положения, выносимые на защиту

Степень достоверности и апробация результатов

Личное участие автора в проведении исследований

Структура и объем работы

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Нерибосомный синтез пептидов

1.2. Рибосомный синтез

1.3. Ферменты первичной модификации и основные классы RiPPs

1.3.1. Лантионин синтетазы

1.3.2. Линаридины

1.3.3. Перлин - самый "простой" ШРР

1.3.4. УеаО. Циклизация аминокислотных остатков

1.3.5. УеаО. Формирование амидинового цикла

1.3.6. Пиридинсинтазы

1.3.7. Лассо-пептиды

1.3.8. Пантоцин А

1.3.9. Пептидил-нуклеотиды. Микроцин С

2. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

2.1. Разнообразие микроцин С-подобных соединений

2.2. Почему у большинства МсС-подобных соединений длина пептидной части составляет 7 аминокислотных остатков?

2.3. Пептидил-аденилаты, ингибирующие альтернативные мишени

2.4. Всегда ли пептид аденилирован?

2.4.1. МссВЕСО имеет релаксированную специфичность в отношении нуклеотида

2.4.2. Валидация предсказанных оперонов

2.5. Практичные декорации - когда украшения полезны

2.5.1. Модификации по азотистому основанию

2.5.2. Модификации по рибозе

2.5.3. Модификации по фосфату

2.6. Содержат ли микроцин С-подобные соединения лидерный пептид?

2.7. Импорт пептид-нуклеотидных антибиотиков

2.8. Разнообразие механизмов иммунности к пептид-нуклеотидным антибиотикам

2.8.1. Экспорт антибиотиков

2.8.2. Инактивация изоаспарагинил-нуклеотидов ацетилтрансферазами

2.8.3. Расщепление изоаспарагин-аденилатов

3. МЕТОДЫ

3.1. Биоинформатический анализ

3.2. Культивирование микроорганизмов

3.3. Конструирование векторов для гетерологичной экспрессии и выделения отдельных белков

3.4. Мутагенез

3.5. Выделение рекомбинантных белков

3.6. Выделение микроцин С-подобных соединений

3.7. In vitro реакции

3.7.1. Нуклеотидилтрансферазная реакция

3.7.2. Энзиматический синтез cxSAM

3.7.3. Карбоксиметилирование

3.7.4. Сопряженные реакции синтеза cxSAM и карбоксиметилирования

3.7.5. Метилирование

3.7.6. Аминопропилирование

3.7.7. Расщепление изоаспарагинил-аденилата

3.8. Химический синтез

3.8.1. cxSAM

3.8.2. sK-AMP

3.8.3. Сульфамоильные аналоги МсС

3.9. Масс-спектрометрия

3.10. ЯМР

3.11. Структурные исследования белков

3.12. Определение ингибирующей активности микроцин С-подобных соединений

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

Благодарности

Список сокращений

°С - градус Цельсия 5-MTR - 5-метилтиорибоза Abu - аминобутират Ade - аденин

AMP - аденозинмонофосфат

ap - 3 - аминопропильная группа

AspRS - аспартил-тРНК синтетаза

ATP - аденозинтрифосфат

bp - пара оснований (ДНК)

cap - 3-карбокси-3-аминопропильная группа

cm - карбоксиметильная группа

cm3U - 3-карбоксиметилуридин

cmo5U - уридин 5-оксиацетат

CMP - цитидинмонофосфат

CRP - белок-катаболитный репрессор

CTP - цитидинтрифосфат

cxSAM - карбокси-S-аднозилметионин

Dha - 2,3-дидегидроаланин

Dhb - 2,3-дидегидробутирин

DMSO - диметилсульфоксид

DTT - дитиотреитол

EDTA - этилендиаминтетрауксусная кислота

FAD - флавинадениндинуклеотид

FMN - флавинмононуклеотид

GMP - гуанозинмонофосфат

GTP - гуанозинтрифосфат

HEPES - 4-(2-гидроксиэтил)-1-пиперазинэтансульфоновая кислота IPTG - изопропил^^-1-тиогалактопиранозид Lab - лабионин Lan - лантионин

LAP(s) - линейные азол(ин)-содержащие пептиды

m - метильня группа

m/z - соотношение массы к заряду иона

MBP - мальтоза-связывающий белок

McC - микроцин С

MTA - 5'-метилтиоаденозин;

NRP - нерибосомальные пептиды

NRPS - синтетаза нерибосомных пептидов

NTP - нуклеозидтрифосфат

OD - единица оптической плотности

PDF - пептид-деформилаза

Pi - ортофосфорная кислота

PLP - пиридоксальфосфат

PMSF - фенилметансульфонил фторид

PPi - пирофосфат

PPTase - фосфопантетеин трансфераза ProRS - пролил-тРНК синтетаза

rcf - относительное центробежное ускорение (центрифуги)

RiPP(s) - рибосомно синтезированный посттрансляционно модифицированный пептид

RRE - RiPP Recognition Element, домен, распознающий лидерный пептид RiPP

SAH - S-аденозилгомосерин

SAM - S-аденозилметионин

TE - тиоэстеразный домен NRPS

Tris - трис(гидроксиметил)аминометан

UMP - уридинмонофосфат

UTP - уридинтрифосфат

wt - дикий тип

ВЭЖХ - высокоэффективная жидкосная хроматография Да, кДа - дальтон (килодальтон), атомная единица массы мМ - миллимолярный

МАЛДИ - матрично-активированная лазерная десорбция/ионизация МАЛДИ МС - времяпролетная МАЛДИ масс-спектрометрия МИК - минимальная ингибирующая концентрация

ТФУ - трифторуксусная кислота ЯМР - ядерный магнитный резонанс

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Пептид-нуклеотидные антибиотики семейства микроцинов С: разнообразие и общие механизмы действия, биосинтеза и иммунности»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования и степень ее разработанности

Специализированные (вторичные) метаболиты (specialized (secondary) metabolites/natural products) играют огромную роль в жизни бактерий. Хотя считается, что они не являются необходимыми для нормального роста и размножения микроорганизма, они важны для выживания в определенных условиях и способствуют успешной конкуренции вида в сообществах. К специализированным метаболитам относятся многочисленные антибиотики, секретируемые сигнальные молекулы, сидерофоры и др. Совокупность специализированных метаболитов - огромный резервуар молекул, используемых человеком прежде всего в качестве лекарств. Так, из всех соединений, одобренных для использования в качестве противоопухолевых препаратов с 1940 г., доля природных соединений и их производных составляет около 50 % (1). Ведущая роль в открытии новых классов биологически активных природных соединений по прежнему принадлежит именно фундаментальной науке (2).

В XX веке поиск новых соединений проводился в основном функциональным скринингом бактерий-продуцентов. Это позволило обнаружить подавляющее большинство из ныне известных классов антибиотиков (3). К сожалению, такой подход во многом себя исчерпал -переоткрытие давно известных веществ стало настоящей проблемой (4). Биосинтетический потенциал бактерий огромен (5). Однако, по крайней мере, три четверти специализированных метаболитов не производятся микроорганизмами постоянно и, за редким исключением, их продукцию невозможно обнаружить в условиях стандартного лабораторного культивирования (6). Развитие методов молекулярной биологии и высокопроизводительного секвенирования принципиально изменило подход к

исследованию специализированных метаболитов. Благодаря тому, что гены, отвечающие за биосинтез специализированных метаболитов, часто переносятся горизонтально, они имеют тенденцию образовывать кластеры в бактериальных геномах. Биоинформатический поиск кластеров генов биосинтеза позволил открыть множество новых классов соединений, в частности, среди рибосомно синтезируемых посттрансляционно модифицированных пептидов (7). Благодаря совершенствованию инструментов манипуляций с геномами бактерий (8-11) и переносу кластеров генов в модельные микроорганизмы (12), а также широкому использованию масс-спектрометрических методов (13, 14), изучение специализированных метаболитов переживает второе рождение.

Помимо решения очевидных практических задач, изучение биосинтеза вторичных метаболитов имеет важное значение для фундаментальной науки. До сих пор даже в модельном организме Escherichia coli значительная часть генов аннотирована как кодирующая белки с неизвестной функцией. Исследование биосинтеза рибосомно синтезируемых посттрансляционно модифицированных пептидов (RiPPs) позволяет сравнительно легко идентифицировать функции неизвестных ферментов, изучая продукты их реакции. Поиск и изучение RiPPs - бурно развивающаяся область на стыке молекулярной биологии, микробиологии и биоинформатики. Только за последние семь лет количество известных семейств бактериальных RiPP выросло с 17 до 29 (7, 15).

Для наших исследований мы выбрали необычный рибосомно синтезируемый посттрансляционно модифицированный пептидный антибиотик - микроцин С. К моменту начала наших исследований был изучен только микроцин С из Escherichia coli и предсказано существование менее 10 кластеров генов, потенциально кодирующих биосинтез пептидил-аденилатов в бактериальных геномах (16, 17). В нашем исследовании мы

постарались всесторонне изучить семейство пептидил-нуклеотидных антибиотиков.

Цели и задачи исследования

Целью данного исследования было изучить семейство микроцин Сподобных соединений, их механизмы биосинтеза, транспорта, токсичности и иммунности к ним.

В задачи исследования входило

- предсказание кластеров генов, кодирующих биосинтез микроцин С-подобных соединений в отсеквенированных бактериальных геномах; предсказание пептидов-предшественников микроцин С-подобных соединений, закодированных в тсс кластерах генов;

- экспериментальная верификация сделанных биоинформатических предсказаний для группы тсс кластеров генов;

- идентификация функции отдельных SAM-зависимых метилтрансфераз в путях биосинтеза микроцин С-подобных соединений; определение структур микроцин С-подобных соединений с дополнительными модификациями, вносимыми этими белками;

- исследование влияния длины пептидной части на продукцию и биоактивность McC-подобных соединений;

- исследование роли вторичных модификаций в иммунности клеток к пептидил-нуклеотиным атибиотикам.

Научная новизна. Теоретическая и практическая значимость работы

В работе впервые применен комплексный подход в изучении микроцин С-подобных антибиотиков как семейства RiPPs. В ходе

исследований нами были предсказаны и частично охарактеризованы представители семейства пептидил-нуклеотидных антибиотиков. В работе описаны ранее неизвестные природные вторичные метаболиты бактерий: впервые показано существование группы модифицированных пептидил-цитидилатных микроцин С-подобных соединений, идентифицирован их путь биосинтеза. Впервые охарактеризованы новые механизмы посттрансляционной модификации микроцин С-подобных антибиотиков -модификаций по фосфатному остатку, азотистому основанию и рибозе. Нами впервые исследованы механизмы, определяющие длину пептидной части микроцин С-подобных соединений. В работе изучена специфичность белков иммунности к различным типам дополнительных модификаций пептид-нуклеотидов. Обнаружен и охарактеризован новый механизм устойчивости к МсС-подобным соединениям. Нами показано, что гены фосфорамидаз, отвечающие за иммунность к микроцинам С, встречаются в бактериях, не содержащих кластеры синтеза микроцинов.

Полученные нами данные и разработанные подходы могут быть использованы как модель для изучения других семейств шррб, а также для получения неприродных аналогов пептидил-нуклеотидных антибиотиков, действующих по механизму троянского коня.

Методология и методы исследования

Экспериментальная часть работы выполнена на основе биоинформатических предсказаний. В работе использован широкий арсенал современных методов молекулярной биологии, биохимии, физико-химической биологии и микробиологии.

Положения, выносимые на защиту

1. MccB нуклеотидилтрансферазы представляют собой семейство белков, которое формирует единую ветвь на филогенетическом дереве суперсемейства ThiF-E1 белков. MccB белки делятся на две филогенетические клады. Предствители первой клады ассоциированы с пептидами-предшественниками длиной 17-56 аминокислотных остатков. Представители второй клады ассоциированы с пептидами-предшественниками длиной 7-8 аминокислотных остатков. Экспериментально подтверждены биоинформатические предсказания для 11 MccA-MccB пар из обеих клад.

2. Формильная группа на N-конце пептида-предшественника MccA из E. coli стимулирует продуктивное связывание последнего в активном центре белка MccBECO. Удлинение пептида-предшественника с N-конца приводит к падению эффективности аденилирования и снижению уровня продукции пептидил-аденилата в клетках E. coli.

3. В реакциях in vitro MccB белки способны использовать в качестве субстрата все природные нуклеозидтрифосфаты. MccB белки из Yersinia pseudotuberculosis IP 32953, Bacillus amyloliquefacies DSM 7, Streptococcus bovis JB1, слитые с С-концевым метилтрансферазным доменом X0, являются цитидилтрансферазами. MccB белки из Hyalangium minutum DSM 14724, Microtetraspora glauca NRRL B3735, Arthrobacter sp. FB24, Turneriella parva DSM 21527, Vibrio cholerae YB2A05, Dickeya sp. NCPPB 569, Rubidus massiliensis и Marinomonas sp. QM202 являются аденилилтрансферазами.

4. Пептидил-цитидилатные антибиотики из Y. pseudotuberculosis IP 32953, B. amyloliquefacies DSM 7, S. bovis JB1 дополнительно модифицированы карбоксиметильной группой по N3 положению цитидина. Модификация вностится С-концевым метилтрансферазным доменом слитого MccBX0. Донором карбоксиметильной группы является карбокси-S-

аденозилметионин (cxSAM). CmoA-подобный белок MccXl является cxSAM синтазой. Метилтрансферазный домен MccXO не требует присутствия MccB домена для осуществления реакции карбоксиметилирования пептидил-цитидилатов in vitro.

5. Аминогруппа цитидиа в McC из Y. pseudotuberculosis IP 32953 окислена до оксима. Внесение модификации зависит от присутствия в клетке-продуценте белка MccX2YPS. Модификация до оксима увеличивает токсичность антибиотика в 8 раз. МсС, содержащие модифицированный цитидин, ингибируют аспартил-тРНК синтетазу E. coli.

6. Микроцин С-подобные антибиотики из Dickeya sp. NCPPB 569 и Marinomonas sp. QM202 являются пептидил-аденилатами, содержащими дополнительную модификацию в виде метильной группы на 3'-гидроксиле остатка рибозы. Метильная группа переносится с S-аденозилметионина метилтрансферазой MccX7, закодированной в соотвествующих кластерах генов биосинтеза. Метилированный McC ингибирует аспартил-тРНК синтетазу E. coli.

7. Аминопропилирование пептидил-аденилата из E. coli происходит последовательно белками MccD и MccE. S-аденозилметионин является донором карбоксиаминопропильной группы, которая переносится на остаток фосфата метилтрансферазой MccD. Для протекания реакции по каталитическому механизму необходимо присутствие клеточной нуклеозидазы Mtn. N-концевой домен белка MccE является пиридоксальфосфат-зависимой декарбоксилазой.

8. Модифицированный пептидил-цитидилат из Y. pseudotuberculosis IP 32953 с длиной пептидной части 42 аминокислотных остатка не ингибирует рост E. coli. Для биологической активности микроцин С-подобного соединения из МсС Y. pseudotuberculosis IP 32953 необходимо разрезание лидерной последовательности между 31 и 32 аминокислотными остатками. Отрезание N-концевой части лидера в

клетках E. coli осуществляет консервативная клеточная протеаза TldD/TldE. Зрелый McCYPS проникает в клетку через транспортер YejABEF. Пептидил-нуклеотиды с длиной пептидной части 20 аминокислотных остатков проникают в клетку через два транспортера - YejAEBF и SbmA. 9. Экспрессия гена mccX9 из H. minutum DSM 14724 и его гомологов из различных бактерий приводит к иммунности к пептидил-аденилатам. Белок MccX9 из H. minutum DSM 14724 является фосфорамидазой, расщепляющей N-P связь в изоаспарагин-аденилатах.

Степень достоверности и апробация результатов

По результатам работы опубликовано 10 статей в международных рецензируемых журналах. Основные положения диссертационной работы были представлены на международных конференциях.

Статьи в журналах:

1. Yagmurov E, Tsibulskaya D, Livenskyi A, Serebryakova M, Wolf YI, Borukhov S, Severinov K, Dubiley S. 2020. Histidine-Triad Hydrolases Provide Resistance to Peptide-Nucleotide Antibiotics. mBio 11(2):e00497-20. https://doi.org/10.1128/mBio.00497-20.

2. Zukher I, Pavlov M, Tsibulskaya D, Kulikovsky A, Zyubko T, Bikmetov D, Serebryakova M, Nair SK, Ehrenberg M, Dubiley S, Severinov K. 2019. Reiterative Synthesis by the Ribosome and Recognition of the N-Terminal Formyl Group by Biosynthetic Machinery Contribute to Evolutionary Conservation of the Length of Antibiotic Microcin C Peptide Precursor. mBio 10(2):e00768-19. https://doi.org/10.1128/mBio.00768-19.

3. Dong SH, Kulikovsky A, Zukher I, Estrada P, Dubiley S, Severinov K, Nair SK. 2018. Biosynthesis of the RiPP trojan horse nucleotide antibiotic

microcin C is directed by the N-formyl of the peptide precursor. Chem Sci 10(8):2391-2395. https://doi.org/10.1039/c8sc03173h.

4. Tsibulskaya D, Mokina O, Kulikovsky A, Piskunova J, Severinov K, Serebryakova M, Dubiley S. 2017. The Product of Yersinia pseudotuberculosis mcc Operon Is a Peptide-Cytidine Antibiotic Activated Inside Producing Cells by the TldD/E Protease. J Am Chem Soc 139(45): 16178-16187. https://doi.org/10.1021/jacs.7b07118.

5. Serebryakova M, Tsibulskaya D, Mokina O, Kulikovsky A, Nautiyal M, Van Aerschot A, Severinov K, Dubiley S. 2016. A Trojan-Horse Peptide-Carboxymethyl-Cytidine Antibiotic from Bacillus amyloliquefaciens. J Am Chem Soc 138(48):15690-15698. https://doi.org/10.1021/jacs.6b09853.

6. Bantysh O, Serebryakova M, Zukher I, Kulikovsky A, Tsibulskaya D, Dubiley S, Severinov K. 2015. Enzymatic Synthesis and Functional Characterization of Bioactive Microcin C-Like Compounds with Altered Peptide Sequence and Length. J Bacteriol 197(19):3133-3141. https://doi.org/10.1128/JB.00271-15.

7. Pletzer D, Braun Y, Dubiley S, Lafon C, Köhler T, Page MGP, Mourez M, Severinov K, Weingart H. 2015. The Pseudomonas aeruginosa PA14 ABC Transporter NppA1A2BCD Is Required for Uptake of Peptidyl Nucleoside Antibiotics. J Bacteriol 197(13):2217-2228. https://doi.org/10.1128/JB.00234-15. Epub 2015 Apr 27.

8. Kulikovsky A, Serebryakova M, Bantysh O, Metlitskaya A, Borukhov S, Severinov K, Dubiley S. 2014. The molecular mechanism of aminopropylation of peptide-nucleotide antibiotic microcin C. J Am Chem Soc 136(31): 11168-11175. https://doi.org/10.1021/ja505982c.

9. Bantysh O, Serebryakova M, Makarova KS, Dubiley S, Datsenko KA, Severinov K. 2014. Enzymatic synthesis of bioinformatically predicted microcin C-like compounds encoded by diverse bacteria. mBio 5(3):e01059-14. https://doi.org/10.1128/mBio.01059-14.

10. Vondenhoff GH, Dubiley S, Severinov K, Lescrinier E, Rozenski J, Van Aerschot A. 2011. Extended targeting potential and improved synthesis of Microcin C analogs as antibacterials. Bioorg Med Chem. 19(18):5462-5467. https://doi.org/10.1016/j.bmc.2011.07.052.

Тезисы конференций

1. S. Dubiley, I. Zukher, D. Tsibulskaya, A. Kulikovasky, D. Bikmetov, M. Serebryakova, K. Severinov. Multiple components of peptide-nucleotide antibiotic microcin C production system have evolved to preferentially use aeven aminoacid precursor peptide. //EMBO/EMBL Symposium: New Approaches and Concepts in Microbiology, Heidelberg, Germany, 2019, p159.

2. S. Dubiley, A. Kulikovsky, D. Tsibulskaya, J. Piskunova, M. Serebryakova, K. Severinov. Expanded family of peptidyl-nucleotyde antibiotics. // Challenge and new concepts in antibiotic research, Institute Pasteur, Paris, France, 2018, p225.

3. Kulikovsky, D. Tsibulskaya, J. Piskunova, K. Severinov, M. Serebryakva, S. Dubiley. Microcin C-like peptideadenylate antibiotic from Rubidus massiliensis. // 43rd FEBS Congress, Prague, Czeck Republic, 2018. FEBS OpenBio 8(s1):280.

4. D. Tsibulskaya, J. Piskunova, A. Livenskii, K. Severinov, M. Serebryakova, S. Dubiley. Mcc-like gene cluster from Streptococcus equinus. // 43rd FEBS Congress, Prague, Czeck Republic, 2018. FEBS OpenBio 8(s1):286.

5. J. Piskunova, D. Tsibulskaya, A. Kulikovsky, K. Severinov, M. Serebryakova, S. Dubiley. The specificity of MccC to peptide-nucleotide antibiotics. // 43rd FEBS Congress, Prague, Czeck Republic, 2018. FEBS OpenBio 8(s1):287.

6. D. Tsibulskaya, O. Mokina, A. Kulikovsky, K. Severinov, M. Serebryakova, S. Dubiley. Trojan-horse peptide-cytidine antibiotics - an unusual subfamily

of microcin C compounds. // EMBO/EMBL Symposium: New Approaches and Concepts in Microbiology, Heidelberg, Germany, 2017, p146.

7. S. Dubiley. Carboxymethylated cytosine aspartate analogue inhibits aspatyl tRNA synthetase. // 1st Symposium on Nucleic Acid Modifications, Mainz, Germany, 2017, p17.

8. Kulikovsky, N. Volovich, N. Silakov, A. Metlitskaya, M. Serebryakova, S. Dubiley, K. Severinov. Mechanism of microcin C carboxyaminopropylation. // Antimicrobial peptide symposium, Monpelier, France, 2016, p109.

9. Kulikovsky, I. Zukher, O. Mokina, D. Tsibulskaya, M. Serebryakova, K. Severinov, S. Dubiley. Validation of cognate MccA-MccB pairs from diverse bacteria and determination of molecular mechanisms responsible for efficient synthesis of Trojan-horse peptide-nucleotide antibiotic microcin C. // Antimicrobial peptide symposium, Monpelier, France, 2016, p108.

Личное участие автора в проведении исследований Все описанные в диссертационной работе результаты получены автором самостоятельно или под его руководством. В работе принимали участие сотрудники лаборатории молекулярной генетики микроорганизмов ИБГ РАН Дарья Цибульская, Алексей Куликовский, Инна Зухер, Ольга Бантыш, Юлия Андреева (Пискунова), Ольга Мокина, Алексей Ливенский, Эльдар Ягмуров. Мой научный консультант и многолетний руководитель лаборатории молекулярной гентики микроорганизмов ИБГ РАН К. В. Северинов принимал непосредственное и активное участие в обсуждении результатов и написании статей. Физико-химические исследования белков и низкомолекулярных соединений проводились совместно с лабораториями Satish Nair, Department of Biochemistry, University of Illinois at Urbana-Champaign, Illinois, USA (ЯМР, структурные исследования белков); Sergei Borukhov, Department of Cell Biology and Neuroscience, Rowan University School of Osteopathic Medicine,

Stratford, New Jersey, USA (моделирование белок-лигандных комплексов); Arthur van Aershot, Rega Institute for Medical Research, Laboratory of Medicinal Chemistry, Katholieke Universiteit Leuven, Belgium (химический синтез микроцин С-подобных соединений); Helge Weingart, Jacobs University Bremen, Department of Life Sciences and Chemistry, Bremen, Germany, (исследование транспортеров). Масс-спектрометрический анализ белков и пептидов проводился совместно с Мариной Серебряковой (Институт физико-химической биологии им. Белозерского, МГУ им. Ломоносова). Исследования кинетики трансляции коротких пептидов проводилось совместно с лабораторией Mans Ehrenberg, Uppsala Biomedicinska Centrum BMC, Uppsala, Sweden. Биоинформатический анализ проводился совместно с Yrii Wolf и Kira Makarova, National Center for Biotechnology Information, National Library of Medicine, Bethesda, Maryland, USA и Дмитрием Бикметовым, ИБГ РАН. Работа с патогенными микроорганизмами проводилась автором в лаборатории Mike Skurnik, University of Helsinki, Finland.

Структура и объем работы

Диссертационная работа состоит из трех глав («Обзор литературы», «Результаты и обсуждение», «Методы»), введения и заключения. Работа изложена на 250 страницах, содержит 70 рисунков и 4 таблицы. Список использованной литературы составляет 290 источников.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Нерибосомный синтез пептидов

Нерибосомные пептиды (NRP) составляют большую группу специализированных метаболитов, синтезируемых бактериями и некоторыми грибами. Многие клинически используемые соединения принадлежат именно к этому классу бактериальных пептидов - среди них антибиотики даптомицин и ванкомицин, противоопухолевый препарат блеомицин и др. (18, 19).

Впервые предположение о возможности нерибосомного синтеза пептидов было высказано группой Soren Laland в результате изучения антибиотика грамицидина в 1965 году (20). Особенностью биосинтеза нерибосомных пептидов является последовательная конденсация аминокислот, производимая большими мультидоменными белками -синтетазами нерибосомных пептидов (NRPS). В отличие от синтеза пептидов на рибосомах, NRP синтетазы могут включать в пептид как стандартные аминокислоты, так и различные непротеиногенные аминокислоты. В общем случае синтез NRP состоит из трех стадий - биосинтез субстратов (например, непротеиногенных аминокислот), сборка пептидной цепи NRP синтетазой и дополнительная модификация пептида. Непротеиногенные аминокислоты могут браться как из пула клеточных продуктов основного метаболизма (например, орнитин или цитруллин), так и синтезироваться на специализированных небольших NRP синтетазах и добавляться in trans (как, например, включение 4-хлор^-треонина в биосинтезе сирингомицина) (21). Дополнительные модификации пептидов также могут происходить непосредственно в ходе синтеза пептидной цепи специализированными доменами, интегрированными в NRP синтетазу, или отдельными ферментами уже после высвобождения пептида из синтетазы. Гены, кодирующие синтез нерибосомных пептидов, как правило, группируются в кластеры, кодирующие

помимо МЕР синтетаз экспортный насос и необходимые белки дополнительной модификации пептидов (Рисунок 1).

Рисунок 1. Схема кластера генов, отвечающего за синтез нерибосомного пептида и путь биосинтеза такого пептида.

Типичная МКР синтетаза содержит несколько (от 2 до 18) модулей, каждый из которых отвечает за присоединение одной определенной аминокислоты (Рисунок 1). Модуль состоит из тиолирующего домена (Т), являющегося переносчиком растущей пептидной цепи между модулями синтетазы, аденилирующего домена (А), отвечающего за активацию аминокислоты и обеспечивающего специфичность распознавания аминокислоты, и конденсирующего домена (С), который катализирует образование пептидной связи (22). Таким образом, растущая пептидная цепь остается ковалентно связанной с МЕРБ и передается от модуля к модулю с присоединением каждой новой аминокислоты. Терминальный тиоэстеразный домен МКР синтетазы высвобождает синтезированный пептид, либо гидролизуя тиоэфирную связь, либо циклизуя пептид (23).

Последовательность синтезируемого пептида определяется последовательностью модулей в МКР синтетазе.

Детали катализа образования пептидной связи довольно неплохо изучены. Центральную роль в синтезе играет тиолирующий домен, содержащий в качестве простетической группы 4'-фосфопантетеин, который служит линкером для переноса аминокислот и пептидов между активными центрами аденилирующего и конденсирующего доменов NRPS. В холоферменте фосфопантетеин связан через фосфоэфирную связь с консервативным остатком серина в ^домене. Конвертацию Т-домена из апофермента в холофермент осуществляет ацилпереносящий белок фосфопантетеин трансфераза (PPTase) (24). Источником фосфопантетеина служит коэнзим А, с которого переносится 4'-фосфопантетеин с высвобождением 3'-5'-аденозиндифосфата (Рисунок 2, верхняя панель). Интересно, что этот фермент, как правило, обладает релаксированной специфичностью в отношении субстрата и способен связывать различные ацил-КоА и переносить на тиоэстеразный домен фосфопантетеин уже «активированный» различным карго (25, 26). После модификации фосфопантетеином Т домен меняет конформацию и становится компетентным для взаимодействия с другими доменами синтетазы (27).

Аденилирующий домен ответственен за активацию аминокислоты и перенос ее на сульфгидрильную группу фосфопантетеина (Рисунок 2, панель вторая сверху). Селективное связывание аминокислоты осуществляется в субстрат-связывающем кармане, аминокислотные остатки которого формируют множественные контакты с субстратом (28). Структурные данные в совокупности с биоинформатическим анализом последовательностей различных А-доменов NRPS с известной специфичностью позволили выработать эмпирические правила, предсказывающие специфичность аденилирующего домена по небольшому набору аминокислотных остатков,

формирующих субстрат-связывающий карман (29). Использование этого правила также позволяет с помощью ограниченного набора точечных замен эффективно «перепрограммировать» специфичность аденилирующего домена и получить новые пептиды с заданными свойствами (30). Ярким примером применения «аминокислотного кода» является химический синтез антибиотика хумимицина, последовательность которого была предсказана в результате биоинформатического анализа генов NRPS из геномов Rodococcus (31). К сожалению, предсказания структуры продуцируемого NRP по последовательности гена его синтетазы не абсолютно строгие и не всегда точные - некоторые модули обладают релаксированной специфичностью и могут в природе встраивать разные, в том числе несинонимичные аминокислоты, как, например, N-концевой А домен NRP синтетаз анабенопептинов (32) или элонгаторный А домен NRP синтетазы микроцистина (33).

Аденилирующий домен состоит из двух субдоменов, при этом каталитический карман формируется в основном аминокислотами N-концевого домена, тогда как в небольшом С-концевом домене находится только консервативный Lys517, критически важный для реакции аденилирования. Оба субдомена соединены подвижным 5-аминокислотным линкером. В открытой конформации С-концевой субдомен (и каталитический Lys517) развернут в сторону от N-концевого субдомена (и субстрат-связывающего кармана). После связывания аминокислоты и Mg2+-ATP, С-концевой субдомен поворачивается на ~30°, закрывая каталитический карман (34). В закрытой конформации Lys517 взаимодействует с а-фосфатным остатком ATP и инициирует реакцию образования аминоацил-аденилата (35). Гидролиз ATP приводит к повороту С-концевого субдомена на 140°, сближению Т-домена с А доменом и инсерции фосфопантетеина в активный центр. Тиольная группа фосфопантетеина при этом атакует аминоацил-

аденилат с образованием аминоацилтиоэфира и высвобождением AMP (34) (Рисунок 2, панель вторая сверху).

>s

S

и

s Яг; о s I-

и и ? о ^^ NH; оон ho-IUO ¿и

HjN О НО J-o^-Y т ? ^ ио-Р-о-Р-ом & & NH; NH; ^ SH 6

0 И *Г Н °/-Н:0

|

£ о

^ SX 0>

£

3

2

X

CL Ш

1 О

ш * а

X

о

л

X

т -г

р I

£ ^ то

о

s

Рисунок 2. Схема реакций, поисходящих в доменах NRP синтетаз в процессе сборки пептида.

Конденсирующий домен ответственен за формирование пептидной связи в растущем пептиде. Он состоит из двух субдоменов, поверхности которых формируют центральный туннель (36). В продуктивной конформации два фосфопантетеиновых линкера от донорного и акцепторного Т-доменов

располагаются с противоположных сторон тоннеля в вытянутой конформации, в результате чего С-конец растущей пептидной цепи оказывается сближен с аминогруппой следующей аминокислоты в активном сайте фермента. Детали катализа не до конца ясны, считается, что s-азот второго гистидина в консервативном мотиве HHxxDG активного центра образует водородную связь с a-аминогруппой активированной аминокислоты и обеспечивает правильную ориентацию для осуществления нуклеофильной атаки аминогруппы на тиоэфирную связь донорного пептидил-фосфопантетеина (37) (Рисунок 2, панель третья сверху). В результате образуется пептидная связь и удлиненный пептид оказывается связан с акцепторным Т-доменом.

Помимо образования пептидной связи С-домен служит вторичным фильтром от включения некорректной аминокислоты в растущий пептид. Механизм селективности в отношении как пептида, так и активированной аминокислоты неясен, так как на данный момент нет достаточного количества решенных структур конденсирующих доменов в комплексе с субстратами. Известно, что в общем случае С-домены селективны в отношении L- и D-стереоизомеров аминокислот (38), а мутации, изменяющие специфичность А-домена к аминокислоте приводят к драматическому снижению продукции пептида из-за гидролиза тиоэфирной связи между интермедиатом синтеза пептида и фосфопантетеином на донорном Т-домене (39). Тем не менее, оба этих правила не абсолютны: существуют NRPS, способные синтезировать варианты пептидов in vivo (L2, R2 и Y2 микроцистины из M. aeruginosa NIES 843 (33)) или проявлять релаксированную специфичность в отношении как боковых радикалов, так и стереоизомеров аминокислот in vitro (концевой модуль NRPS тейкопланина (40)).

Рисунок 3. Каталитический цикл NRP синтетазы.

Последовательное взаимодействие тиолирующего домена с каталитическими доменами КЕРБ. Т - тиолирующий домен, С - конденсирующий домен, А- аденилирующий домен. Индексом в нижнем регистре указан порядковый номер модуля в КЕРБ.

На последнем шаге синтеза пептид переносится на тиоэстеразный домен (ТЕ), где происходит высвобождение готового МЕР. ТЕ домен содержит мотив ОхБ/СхО, в котором центральный серин (иногда цистеин) является каталитическим (41). Реакция гидролиза тиоэфирной связи между пептидом и фосфопантетеином последнего Т домена идет с образованием промежуточного эфира (тиоэфира) с каталитической аминокислотой

(Рисунок 2, нижняя панель). Гидролиз интермедиата молекулой воды высвобождает готовый линейный пептид.

Описанный путь соответствует синтезу линейного немодифицированного пептида. В некоторых случаях высвобождение пептида может идти с одновременной циклизацией. Помимо стандартных доменов, в синтезе нерибосомных пептидов, как правило, участвуют и ферменты модификации, например, оксидоредуктазы, метилтрансферазы, формилтрансферазы, эпимеразы, гликозилтрансферазы и др. (42, 43). Ферменты модификации могут быть интегрированы в NRPS в виде отдельных доменов, либо модифицируют растущий пептид in trans в процессе синтеза или после высвобождения самого пептида из синтетазы. Присутствие дополнительных модификаций значительно повышает разнообразие синтезируемых пептидов, но одновременно и значительно усложняет координацию работы доменов при биосинтезе.

Список литературы диссертационного исследования доктор наук Дубилей Светлана Алексеевна, 2021 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Newman DJ, Cragg GM. 2016. Natural Products as Sources of New Drugs from 1981 to 2014. J Nat Prod 79:629-661.

2. Nair SK, Jez JM. 2020. Natural product biosynthesis: What's next? An introduction to the JBC Reviews Thematic Series. J Biol Chem 295:335-336.

3. Aminov R. 2017. History of antimicrobial drug discovery: Major classes and health impact. Biochem Pharmacol 133:4-19.

4. Lewis K. 2013. Platforms for antibiotic discovery. Nat Rev Drug Discov 12:371-387.

5. Pye CR, Bertin MJ, Lokey RS, Gerwick WH, Linington RG. 2017. Retrospective analysis of natural products provides insights for future discovery trends. Proc Natl Acad Sci U S A 114:5601-5606.

6. Hutchings MI, Truman AW, Wilkinson B. 2019. Antibiotics: past, present and future. Curr Opin Microbiol 51:72-80.

7. Arnison PG, Bibb MJ, Bierbaum G, Bowers AA, Bugni TS, Bulaj G, Camarero JA, Campopiano DJ, Challis GL, Clardy J, Cotter PD, Craik DJ, Dawson M, Dittmann E, Donadio S, Dorrestein PC, Entian K-DD, Fischbach MA, Garavelli JS, Göransson U, Gruber CW, Haft DH, Hemscheidt TK, Hertweck C, Hill C, Horswill AR, Jaspars M, Kelly WL, Klinman JP, Kuipers OP, Link AJ, Liu W, Marahiel MA, Mitchell DA, Moll GN, Moore BS, Müller R, Nair SK, Nes IF, Norris GE, Olivera BM, Onaka H, Patchett ML, Piel J, Reaney MJT, Rebuffat S, Ross RP, Sahl H-GG, Schmidt EW, Selsted ME, Severinov K, Shen B, Sivonen K, Smith L, Stein T, Süssmuth RD, Tagg JR, Tang G-LL, Truman AW, Vederas JC, Walsh CT, Walton JD, Wenzel SC, Willey JM, van der Donk WA. 2013. Ribosomally synthesized and post-translationally modified peptide natural products: overview and recommendations for a universal nomenclature. Nat Prod Rep 30:108-160.

8. Fontana J, Sparkman-Yager D, Zalatan JG, Carothers JM. 2020. Challenges and opportunities with CRISPR activation in bacteria for data-driven metabolic engineering. Curr Opin Biotechnol 64:190-198.

9. Baba T, Ara T, Hasegawa M, Takai Y, Okumura Y, Baba M, Datsenko KA, Tomita M, Wanner BL, Mori H. 2006. Construction of Escherichia coli K-12 in-frame, single-gene knockout mutants: the Keio collection. Mol Syst Biol 2:2006.0008.

10. Mao D, Yoshimura A, Wang R, Seyedsayamdost MR. 2020. Reporter-Guided Transposon Mutant Selection for Activation of Silent Gene Clusters in Burkholderia thailandensis. Chembiochem 21:1826-1831.

11. Depardieu F, Bikard D. 2020. Gene silencing with CRISPRi in bacteria and optimization of dCas9 expression levels. Methods 172:61-75.

12. Kouprina N, Noskov VN, Larionov V. 2020. Selective isolation of large segments from individual microbial genomes and environmental DNA samples using transformation-associated recombination cloning in yeast. Nat Protoc 15:734-749.

13. Kurita KL, Glassey E, Linington RG. 2015. Integration of high-content screening and untargeted metabolomics for comprehensive functional annotation of natural product libraries. Proc Natl Acad Sci U S A 112:1199912004.

14. Krug D, Müller R. 2014. Secondary metabolomics: the impact of mass spectrometry-based approaches on the discovery and characterization of microbial natural products. Nat Prod Rep 31:768.

15. Montalban-Lopez M, Scott TA, Ramesh S, Rahman IR, van Heel AJ, Viel JH, Bandarian V, Dittmann E, Genilloud O, Goto Y, Grande Burgos MJ, Hill C, Kim S, Koehnke J, Latham JA, Link AJ, Martinez B, Nair SK, Nicolet Y, Rebuffat S, Sahl H-G, Sareen D, Schmidt EW, Schmitt L, Severinov K,

Süssmuth RD, Truman AW, Wang H, Weng J-K, van Wezel GP, Zhang Q, Zhong J, Piel J, Mitchell DA, Kuipers OP, van der Donk WA. 2020. New developments in RiPP discovery, enzymology and engineering. Nat Prod Rep https://doi.org/10.1039/d0np00027b.

16. Severinov K, Semenova E, Kazakov A, Kazakov T, Gelfand MS. 2007. Low-molecular-weight post-translationally modified microcins. Mol Microbiol 65:1380-1394.

17. Severinov K, Nair SK. 2012. Microcin C: biosynthesis and mechanisms of bacterial resistance. Future Microbiol 7:281-289.

18. Biniarz P, Lukaszewicz M, Janek T. 2017. Screening concepts, characterization and structural analysis of microbial-derived bioactive lipopeptides: a review. Crit Rev Biotechnol 37:393-410.

19. Dang T, Süssmuth RD. 2017. Bioactive Peptide Natural Products as Lead Structures for Medicinal Use. Acc Chem Res 50:1566-1576.

20. Berg TL, Froholm LO, Laland SG. 1965. THE BIOSYNTHESIS OF GRAMICIDIN S IN A CELL-FREE SYSTEM. Biochem J 96:43-52.

21. Singh GM, Vaillancourt FH, Yin J, Walsh CT. 2007. Characterization of SyrC, an aminoacyltransferase shuttling threonyl and chlorothreonyl residues in the syringomycin biosynthetic assembly line. Chem Biol 14:31-40.

22. Miller BR, Gulick AM. 2016. Structural Biology of Nonribosomal Peptide Synthetases. Methods Mol Biol 1401:3-29.

23. Samel SA, Wagner B, Marahiel MA, Essen L-O. 2006. The thioesterase domain of the fengycin biosynthesis cluster: a structural base for the macrocyclization of a non-ribosomal lipopeptide. J Mol Biol 359:876-889.

24. Lambalot RH, Walsh CT. 1995. Cloning, overproduction, and characterization of the Escherichia coli holo-acyl carrier protein synthase. J Biol Chem

270:24658-24661.

25. Quadri LE, Weinreb PH, Lei M, Nakano MM, Zuber P, Walsh CT. 1998. Characterization of Sfp, a Bacillus subtilis phosphopantetheinyl transferase for peptidyl carrier protein domains in peptide synthetases. Biochemistry 37:1585-1595.

26. Lambalot RH, Gehring AM, Flugel RS, Zuber P, LaCelle M, Marahiel MA, Reid R, Khosla C, Walsh CT. 1996. A new enzyme superfamily - the phosphopantetheinyl transferases. Chem Biol 3:923-936.

27. Koglin A, Mofid MR, Löhr F, Schäfer B, Rogov V V, Blum M-M, Mittag T, Marahiel MA, Bernhard F, Dötsch V. 2006. Conformational switches modulate protein interactions in peptide antibiotic synthetases. Science 312:273-276.

28. Conti E, Stachelhaus T, Marahiel MA, Brick P. 1997. Structural basis for the activation of phenylalanine in the non-ribosomal biosynthesis of gramicidin S. EMBO J 16:4174-4183.

29. Stachelhaus T, Mootz HD, Marahiel MA. 1999. The specificity-conferring code of adenylation domains in nonribosomal peptide synthetases. Chem Biol 6:493-505.

30. Eppelmann K, Stachelhaus T, Marahiel MA. 2002. Exploitation of the selectivity-conferring code of nonribosomal peptide synthetases for the rational design of novel peptide antibiotics. Biochemistry 41:9718-9726.

31. Chu J, Vila-Farres X, Inoyama D, Ternei M, Cohen LJ, Gordon EA, Reddy BVB, Charlop-Powers Z, Zebroski HA, Gallardo-Macias R, Jaskowski M, Satish S, Park S, Perlin DS, Freundlich JS, Brady SF. 2016. Discovery of MRSA active antibiotics using primary sequence from the human microbiome. Nat Chem Biol 12:1004-1006.

32. Christiansen G, Philmus B, Hemscheidt T, Kurmayer R. 2011. Genetic variation of adenylation domains of the anabaenopeptin synthesis operon and evolution of substrate promiscuity. J Bacteriol 193:3822-3831.

33. Meyer S, Kehr J-C, Mainz A, Dehm D, Petras D, Süssmuth RD, Dittmann E. 2016. Biochemical Dissection of the Natural Diversification of Microcystin Provides Lessons for Synthetic Biology of NRPS. Cell Chem Biol 23:462-71.

34. Reimer JM, Aloise MN, Harrison PM, Schmeing TM. 2016. Synthetic cycle of the initiation module of a formylating nonribosomal peptide synthetase. Nature 529:239-242.

35. Drake EJ, Miller BR, Shi C, Tarrasch JT, Sundlov JA, Allen CL, Skiniotis G, Aldrich CC, Gulick AM. 2016. Structures of two distinct conformations of holo-non-ribosomal peptide synthetases. Nature 529:235-238.

36. Bloudoff K, Rodionov D, Schmeing TM. 2013. Crystal structures of the first condensation domain of CDA synthetase suggest conformational changes during the synthetic cycle of nonribosomal peptide synthetases. J Mol Biol 425:3137-150.

37. Bloudoff K, Alonzo DA, Schmeing TM. 2016. Chemical Probes Allow Structural Insight into the Condensation Reaction of Nonribosomal Peptide Synthetases. Cell Chem Biol 23:331-339.

38. Luo L, Kohli RM, Onishi M, Linne U, Marahiel MA, Walsh CT. 2002. Timing of epimerization and condensation reactions in nonribosomal peptide assembly lines: kinetic analysis of phenylalanine activating elongation modules of tyrocidine synthetase B. Biochemistry 41:9184-9196.

39. Uguru GC, Milne C, Borg M, Flett F, Smith CP, Micklefield J. 2004. Active-site modifications of adenylation domains lead to hydrolysis of upstream nonribosomal peptidyl thioester intermediates. J Am Chem Soc 126:50325033.

40. Schoppet M, Peschke M, Kirchberg A, Wiebach V, Süssmuth RD, Stegmann E, Cryle MJ. 2019. The biosynthetic implications of late-stage condensation domain selectivity during glycopeptide antibiotic biosynthesis. Chem Sci 10:118-133.

41. Shaw-Reid CA, Kelleher NL, Losey HC, Gehring AM, Berg C, Walsh CT. 1999. Assembly line enzymology by multimodular nonribosomal peptide synthetases: the thioesterase domain of E. coli EntF catalyzes both elongation and cyclolactonization. Chem Biol 6:385-400.

42. Walsh CT, Chen H, Keating TA, Hubbard BK, Losey HC, Luo L, Marshall CG, Miller DA, Patel HM. 2001. Tailoring enzymes that modify nonribosomal peptides during and after chain elongation on NRPS assembly lines. Curr Opin Chem Biol 5:525-534.

43. Süssmuth RD, Mainz A. 2017. Nonribosomal Peptide Synthesis-Principles and Prospects. Angew Chem Int Ed Engl 56:3770-3821.

44. Keating TA, Marshall CG, Walsh CT, Keating AE. 2002. The structure of VibH represents nonribosomal peptide synthetase condensation, cyclization and epimerization domains. Nat Struct Biol 9:522-526.

45. Tanovic A, Samel SA, Essen L-O, Marahiel MA. 2008. Crystal structure of the termination module of a nonribosomal peptide synthetase. Science 321:659-63.

46. Reimer JM, Haque AS, Tarry MJ, Schmeing TM. 2018. Piecing together nonribosomal peptide synthesis. Curr Opin Struct Biol 49:104-113.

47. Miyanaga A, Kudo F, Eguchi T. 2018. Protein-protein interactions in polyketide synthase-nonribosomal peptide synthetase hybrid assembly lines. Nat Prod Rep 35:1185-1209.

48. Hetrick KJ, van der Donk WA. 2017. Ribosomally synthesized and post-

translationally modified peptide natural product discovery in the genomic era. Curr Opin Chem Biol 38:36-44.

49. Burkhart BJ, Hudson GA, Dunbar KL, Mitchell DA. 2015. A prevalent peptide-binding domain guides ribosomal natural product biosynthesis. Nat Chem Biol 11:564-570.

50. McClerren AL, Cooper LE, Quan C, Thomas PM, Kelleher NL, van der Donk WA. 2006. Discovery and in vitro biosynthesis of haloduracin, a two-component lantibiotic. Proc Natl Acad Sci U S A 103:17243-17248.

51. Ghilarov D, Serebryakova M, Stevenson CEM, Hearnshaw SJ, Volkov DS, Maxwell A, Lawson DM, Severinov K. 2017. The Origins of Specificity in the Microcin-Processing Protease TldD/E. Structure 25:1549-1561.e5.

52. Ting CP, Funk MA, Halaby SL, Zhang Z, Gonen T, van der Donk WA. 2019. Use of a scaffold peptide in the biosynthesis of amino acid-derived natural products. Science 365:280-284.

53. Engelke G, Gutowski-Eckel Z, Hammelmann M, Entian KD. 1992. Biosynthesis of the lantibiotic nisin: genomic organization and membrane localization of the NisB protein. Appl Environ Microbiol 58:3730-3743.

54. Zheng S, Nagao J-I, Nishie M, Zendo T, Sonomoto K. 2018. ATPase activity regulation by leader peptide processing of ABC transporter maturation and secretion protein, NukT, for lantibiotic nukacin ISK-1. Appl Microbiol Biotechnol 102:763-772.

55. Zheng S, Sonomoto K. 2018. Diversified transporters and pathways for bacteriocin secretion in gram-positive bacteria. Appl Microbiol Biotechnol 102:4243-4253.

56. Ghodge S V, Biernat KA, Bassett SJ, Redinbo MR, Bowers AA. 2016. Post-translational Claisen Condensation and Decarboxylation en Route to the

Bicyclic Core of Pantocin A. J Am Chem Soc l3S:54S7-5490.

57. Burkhart BJ, Schwalen CJ, Mann G, Naismith JH, Mitchell DA. 2017. YcaO-Dependent Posttranslational Amide Activation: Biosynthesis, Structure, and Function. Chem Rev 117:53S9-5456.

5S. Roush RF, Nolan EM, Löhr F, Walsh CT. 2008. Maturation of an Escherichia coli ribosomal peptide antibiotic by ATP-consuming N-P bond formation in microcin C7. J Am Chem Soc 130:3б03-3б09.

59. Serebryakova M, Tsibulskaya D, Mokina O, Kulikovsky A, Nautiyal M, Van Aerschot A, Severinov K, Dubiley S. 201б. A Trojan-Horse Peptide-Carboxymethyl-Cytidine Antibiotic from Bacillus amyloliquefaciens. J Am Chem Soc 13S:15690-1569S.

60. Morris RP, Leeds JA, Naegeli HU, Oberer L, Memmert K, Weber E, LaMarche MJ, Parker CN, Burrer N, Esterow S, Hein AE, Schmitt EK, Krastel P. 2009. Ribosomally Synthesized Thiopeptide Antibiotics Targeting Elongation Factor Tu. J Am Chem Soc 131:5946-5955.

61. Bogart JW, Bowers AA. 2019. Thiopeptide Pyridine Synthase TbtD Catalyzes an Intermolecular Formal Aza-Diels-Alder Reaction. J Am Chem Soc 141:1S42-1S46.

62. Goto Y, Suga H. 201S. Engineering of RiPP pathways for the production of artificial peptides bearing various non-proteinogenic structures. Curr Opin Chem Biol 46:S2-90.

63. Gu W, Schmidt EW. 2017. Three Principles of Diversity-Generating Biosynthesis. Acc Chem Res 50:2569-2576.

64. Zhang Q, van der Donk WA. 2012. Catalytic promiscuity of a bacterial a-N-methyltransferase. FEBS Lett 5S6:339l-3397.

65. Lee J, Hao Y, Blair PM, Melby JO, Agarwal V, Burkhart BJ, Nair SK, Mitchell

DA. 2013. Structural and functional insight into an unexpectedly selective N-methyltransferase involved in plantazolicin biosynthesis. Proc Natl Acad Sci U S A 110:12954-12959.

66. Bogart JW, Bowers AA. 2019. Dehydroamino acids: chemical multi-tools for late-stage diversification. Org Biomol Chem 17:3653-3669.

67. Walker MC, Eslami SM, Hetrick KJ, Ackenhusen SE, Mitchell DA, van der Donk WA. 2020. Precursor peptide-targeted mining of more than one hundred thousand genomes expands the lanthipeptide natural product family. BMC Genomics 21:387.

68. Gross E, Morell JL. 1971. The structure of nisin. J Am Chem Soc 93:46344635.

69. Wiedemann I, Breukink E, van Kraaij C, Kuipers OP, Bierbaum G, de Kruijff B, Sahl HG. 2001. Specific binding of nisin to the peptidoglycan precursor lipid II combines pore formation and inhibition of cell wall biosynthesis for potent antibiotic activity. J Biol Chem 276:1772-1779.

70. Garg N, Salazar-Ocampo LMA, van der Donk WA. 2013. In vitro activity of the nisin dehydratase NisB. Proc Natl Acad Sci U S A 110:7258-7263.

71. Ortega MA, Hao Y, Zhang Q, Walker MC, van der Donk WA, Nair SK. 2015. Structure and mechanism of the tRNA-dependent lantibiotic dehydratase NisB. Nature 517:509-152.

72. Bothwell IR, Cogan DP, Kim T, Reinhardt CJ, van der Donk WA, Nair SK. 2019. Characterization of glutamyl-tRNA-dependent dehydratases using nonreactive substrate mimics. Proc Natl Acad Sci U S A 116:17245-17250.

73. Bewley KD, Bennallack PR, Burlingame MA, Robison RA, Griffitts JS, Miller SM. 2016. Capture of micrococcin biosynthetic intermediates reveals C-terminal processing as an obligatory step for in vivo maturation. Proc Natl

Acad Sci U S A 113:12450-12455.

74. Ozaki T, Kurokawa Y, Hayashi S, Oku N, Asamizu S, Igarashi Y, Onaka H. 2016. Insights into the Biosynthesis of Dehydroalanines in Goadsporin. Chembiochem 17:218-223.

75. Burrage S, Raynham T, Williams G, Essex JW, Allen C, Cardno M, Swali V, Bradley M. 2000. Biomimetic synthesis of lantibiotics. Chemistry 6:14551466.

76. Koponen O, Tolonen M, Qiao M, Wahlström G, Helin J, Saris PEJ. 2002. NisB is required for the dehydration and NisC for the lanthionine formation in the post-translational modification of nisin. Microbiology 148:3561-3568.

77. Li B, Yu JPJ, Brunzelle JS, Moll GN, van der Donk WA, Nair SK. 2006. Structure and mechanism of the lantibiotic cyclase involved in nisin biosynthesis. Science 311:1464-1467.

78. Yang X, van der Donk WA. 2015. Michael-type cyclizations in lantibiotic biosynthesis are reversible. ACS Chem Biol 10:1234-1238.

79. Siegers K, Heinzmann S, Entian KD. 1996. Biosynthesis of lantibiotic nisin. Posttranslational modification of its prepeptide occurs at a multimeric membrane-associated lanthionine synthetase complex. J Biol Chem 271:12294-12301.

80. Lubelski J, Khusainov R, Kuipers OP. 2009. Directionality and coordination of dehydration and ring formation during biosynthesis of the lantibiotic nisin. J Biol Chem 284:25962-25972.

81. van den Hooven HW, Lagerwerf FM, Heerma W, Haverkamp J, Piard JC, Hilbers CW, Siezen RJ, Kuipers OP, Rollema HS. 1996. The structure of the lantibiotic lacticin 481 produced by Lactococcus lactis: location of the thioether bridges. FEBS Lett 391:317-322.

82. Knerr PJ, Oman TJ, Garcia De Gonzalo C V, Lupoli TJ, Walker S, van der Donk WA. 2012. Non-proteinogenic amino acids in lacticin 481 analogues result in more potent inhibition of peptidoglycan transglycosylation. ACS Chem Biol 7:1791-1795.

83. Paul M, Patton GC, van der Donk WA. 2007. Mutants of the zinc ligands of lacticin 481 synthetase retain dehydration activity but have impaired cyclization activity. Biochemistry 46:6268-6276.

84. Thibodeaux CJ, Wagoner J, Yu Y, van der Donk WA. 2016. Leader Peptide Establishes Dehydration Order, Promotes Efficiency, and Ensures Fidelity During Lacticin 481 Biosynthesis. J Am Chem Soc 138:6436-6444.

85. Chatterjee C, Miller LM, Leung YL, Xie L, Yi M, Kelleher NL, van der Donk WA. 2005. Lacticin 481 synthetase phosphorylates its substrate during lantibiotic production. J Am Chem Soc 127:15332-1533.

86. You YO, Levengood MR, Ihnken LAF, Knowlton AK, van der Donk WA. 2009. Lacticin 481 synthetase as a general serine/threonine kinase. ACS Chem Biol 4:379-385.

87. Repka LM, Chekan JR, Nair SK, van der Donk WA. 2017. Mechanistic Understanding of Lanthipeptide Biosynthetic Enzymes. Chem Rev 117:54575520.

88. Krawczyk B, Ensle P, Müller WM, Süssmuth RD. 2012. Deuterium labeled peptides give insights into the directionality of class III lantibiotic synthetase LabKC. J Am Chem Soc 134:9922-9925.

89. Hegemann JD, Shi L, Gross ML, van der Donk WA. 2019. Mechanistic Studies of the Kinase Domains of Class IV Lanthipeptide Synthetases. ACS Chem Biol 14:1583-1592.

90. Müller WM, Schmiederer T, Ensle P, Süssmuth RD. 2010. In vitro

biosynthesis of the prepeptide of type-III lantibiotic labyrinthopeptin A2 including formation of a C-C bond as a post-translational modification. Angew Chem Int Ed Engl 49:2436-2440.

91. Wang H, van der Donk WA. 2012. Biosynthesis of the class III lantipeptide catenulipeptin. ACS Chem Biol 7:1529-1535.

92. Goto Y, Okesli A, van der Donk WA. 2011. Mechanistic studies of Ser/Thr dehydration catalyzed by a member of the LanL lanthionine synthetase family. Biochemistry 50:891-898.

93. Jungmann NA, van Herwerden EF, Hügelland M, Süssmuth RD. 2016. The Supersized Class III Lanthipeptide Stackepeptin Displays Motif Multiplication in the Core Peptide. ACS Chem Biol 11:69-76.

94. Schnell N, Entian KD, Schneider U, Götz F, Zähner H, Kellner R, Jung G. 1988. Prepeptide sequence of epidermin, a ribosomally synthesized antibiotic with four sulphide-rings. Nature 333:276-278.

95. Wiebach V, Mainz A, Siegert M-AJ, Jungmann NA, Lesquame G, Tirat S, Dreux-Zigha A, Aszodi J, Le Beller D, Süssmuth RD. 2018. The anti-staphylococcal lipolanthines are ribosomally synthesized lipopeptides. Nat Chem Biol 14:652-654.

96. Wiebach V, Mainz A, Schnegotzki R, Siegert M-AJ, Hügelland M, Pliszka N, Süssmuth R. 2020. An amphipathic alpha-helix guides maturation of the ribosomally-synthesized lipolanthines. Angew Chem Int Ed Engl 59:16777-16785.

97. Komiyama K, Otoguro K, Segawa T, Shiomi K, Yang H, Takahashi Y, Hayashi M, Otani T, Omura S. 1993. A new antibiotic, cypemycin. Taxonomy, fermentation, isolation and biological characteristics. J Antibiot (Tokyo) 46:1666-1671.

98. Mo T, Yuan H, Wang F, Ma S, Wang J, Li T, Liu G, Yu S, Tan X, Ding W, Zhang Q. 2019. Convergent evolution of the Cys decarboxylases involved in aminovinyl-cysteine (AviCys) biosynthesis. FEBS Lett 593:573-580.

99. Claesen J, Bibb M. 2010. Genome mining and genetic analysis of cypemycin biosynthesis reveal an unusual class of posttranslationally modified peptides. Proc Natl Acad Sci U S A 107:16297-16302.

100. Mo T, Liu W-Q, Ji W, Zhao J, Chen T, Ding W, Yu S, Zhang Q. 2017. Biosynthetic Insights into Linaridin Natural Products from Genome Mining and Precursor Peptide Mutagenesis. ACS Chem Biol 12:1484-1488.

101. Ma S, Zhang Q. 2020. Linaridin natural products. Nat Prod Rep 37:1152-1163.

102. Zhang Z, van der Donk WA. 2019. Nonribosomal Peptide Extension by a Peptide Amino-Acyl tRNA Ligase. J Am Chem Soc 141:19625-19633.

103. Kim J, Xiao H, Bonanno JB, Kalyanaraman C, Brown S, Tang X, Al-Obaidi NF, Patskovsky Y, Babbitt PC, Jacobson MP, Lee Y-S, Almo SC. 2013. Structure-guided discovery of the metabolite carboxy-SAM that modulates tRNA function. Nature 498:123-126.

104. Liu N, Song L, Liu M, Shang F, Anderson Z, Fox DJ, Challis GL, Huang Y. 2016. Unique post-translational oxime formation in the biosynthesis of the azolemycin complex of novel ribosomal peptides from Streptomyces sp. FXJ1.264. Chem Sci 7:482-488.

105. Gouda H, Kobayashi Y, Yamada T, Ideguchi T, Sugawara A, Hirose T, Omura S, Sunazuka T, Hirono S. 2012. Three-dimensional solution structure of bottromycin A2: a potent antibiotic active against methicillin-resistant Staphylococcus aureus and vancomycin-resistant Enterococci. Chem Pharm Bull (Tokyo) 60:169-171.

106. Schmidt EW, Nelson JT, Rasko DA, Sudek S, Eisen JA, Haygood MG, Ravel

J. 2005. Patellamide A and C biosynthesis by a microcin-like pathway in Prochloron didemni, the cyanobacterial symbiont of Lissoclinum patella. Proc Natl Acad Sci U S A 102:7315-7320.

107. Asensio C, Pérez-Díaz JC. 1976. A new family of low molecular weight antibiotics from enterobacteria. Biochem Biophys Res Commun 69:7-14.

10S. Vizán JL, Hernández-Chico C, del Castillo I, Moreno F. 1991. The peptide antibiotic microcin B17 induces double-strand cleavage of DNA mediated by E. coli DNA gyrase. EMBO J 10:467-476.

109. Herrero M, Moreno F. 19S6. Microcin B17 blocks DNA replication and induces the SOS system in Escherichia coli. J Gen Microbiol 132:393-402.

110. Bayer A, Freund S, Nicholson G, Jung G. 1993. Posttranslational Backbone Modifications in the Ribosomal Biosynthesis of the Glycine-Rich Antibiotic Microcin B17. Angew Chemie Int Ed English 32:1336-1339.

111. Bayer A, Freund S, Jung G. 1995. Post-translational heterocyclic backbone modifications in the 43-peptide antibiotic microcin B17. Structure elucidation and NMR study of a l3C,l5N-labelled gyrase inhibitor. Eur J Biochem 234:414-426.

112. Baquero F, Bouanchaud D, Martinez-Perez MC, Fernandez C. 197S. Microcin plasmids: a group of extrachromosomal elements coding for low-molecular-weight antibiotics in Escherichia coli. J Bacteriol 135:342-347.

113. Jacoby GA, Chow N, Waites KB. 2003. Prevalence of plasmid-mediated quinolone resistance. Antimicrob Agents Chemother 47:559-562.

114. Garrido MC, Herrero M, Kolter R, Moreno F. 19SS. The export of the DNA replication inhibitor Microcin B17 provides immunity for the host cell. EMBO J 7:1S53-1S62.

115. Li Y-M, Milne JC, Madison LL, Kolter R, Walsh CT. 1996. From Peptide

Precursors to Oxazole and Thiazole-Containing Peptide Antibiotics: Microcin B17 Synthase. Science (80- ) 274:1188-1193.

116. Allali N, Afif H, Couturier M, Van Melderen L. 2002. The highly conserved TldD and TldE proteins of Escherichia coli are involved in microcin B17 processing and in CcdA degradation. J Bacteriol 184:3224-3231.

117. Ge Y, Czekster CM, Miller OK, Botting CH, Schwarz-Linek U, Naismith JH. 2019. Insights into the Mechanism of the Cyanobactin Heterocyclase Enzyme. Biochemistry 58:2125-2132.

118. Dunbar KL, Melby JO, Mitchell DA. 2012. YcaO domains use ATP to activate amide backbones during peptide cyclodehydrations. Nat Chem Biol 8:569-75.

119. Dunbar KL, Mitchell DA. 2013. Insights into the mechanism of peptide cyclodehydrations achieved through the chemoenzymatic generation of amide derivatives. J Am Chem Soc 135:8692-8701.

120. Truman AW. 2016. Cyclisation mechanisms in the biosynthesis of ribosomally synthesised and post-translationally modified peptides. Beilstein J Org Chem 12:1250-1268.

121. Ghilarov D, Serebryakova M, Shkundina I, Severinov K. 2011. A Major Portion of DNA Gyrase Inhibitor Microcin B17 Undergoes an N , O -Peptidyl Shift during Synthesis. J Biol Chem 286:26308-26318.

122. Dunbar KL, Chekan JR, Cox CL, Burkhart BJ, Nair SK, Mitchell DA. 2014. Discovery of a new ATP-binding motif involved in peptidic azoline biosynthesis. Nat Chem Biol 10:823-829.

123. Ghilarov D, Stevenson CEM, Travin DY, Piskunova J, Serebryakova M, Maxwell A, Lawson DM, Severinov K. 2019. Architecture of Microcin B17 Synthetase: An Octameric Protein Complex Converting a Ribosomally Synthesized Peptide into a DNA Gyrase Poison. Mol Cell 73:749-762.e5.

124. Melby JO, Li X, Mitchell DA. 2014. Orchestration of enzymatic processing by thiazole/oxazole-modified microcin dehydrogenases. Biochemistry 53:413-422.

125. Gao S, Ge Y, Bent AF, Schwarz-Linek U, Naismith JH. 2018. Oxidation of the Cyanobactin Precursor Peptide Is Independent of the Leader Peptide and Operates in a Defined Order. Biochemistry 57:5996-6002.

126. Dunbar KL, Tietz JI, Cox CL, Burkhart BJ, Mitchell DA. 2015. Identification of an Auxiliary Leader Peptide-Binding Protein Required for Azoline Formation in Ribosomal Natural Products. J Am Chem Soc 137:7672-7677.

127. Shimamura H, Gouda H, Nagai K, Hirose T, Ichioka M, Furuya Y, Kobayashi Y, Hirono S, Sunazuka T, Omura S. 2009. Structure determination and total synthesis of bottromycin A2: a potent antibiotic against MRSA and VRE. Angew Chem Int Ed Engl 48:914-917.

128. Lin YC, Kinoshita T, Tanak N. 1968. Mechanism of protein synthesis inhibition by bottromycin A2: studies with puromycin. J Antibiot (Tokyo) 21:471-476.

129. Waisvisz JM, van der Hoeven MG, van Peppen J, Zwennis WCM. 1957. Bottromycin. I. A New Sulfur-containing Antibiotic. J Am Chem Soc 79:4520-4521.

130. Crone WJK, Leeper FJ, Truman AW. 2012. Identification and characterisation of the gene cluster for the anti-MRSA antibiotic bottromycin: expanding the biosynthetic diversity of ribosomal peptides. Chem Sci 3:3516.

131. Gomez-Escribano JP, Song L, Bibb MJ, Challis GL. 2012. Posttranslational ß-methylation and macrolactamidination in the biosynthesis of the bottromycin complex of ribosomal peptide antibiotics. Chem Sci 3:3522.

132. Crone WJK, Vior NM, Santos-Aberturas J, Schmitz LG, Leeper FJ, Truman

AW. 201б. Dissecting Bottromycin Biosynthesis Using Comparative Untargeted Metabolomics. Angew Chem Int Ed Engl 55:9б39-9б43.

133. Huo L, Rachid S, Stadler M, Wenzel SC, Müller R. 2012. Synthetic biotechnology to study and engineer ribosomal bottromycin biosynthesis. Chem Biol 19:1278-1287.

134. Schwalen CJ, Hudson GA, Kosol S, Mahanta N, Challis GL, Mitchell DA. 2017. In Vitro Biosynthetic Studies of Bottromycin Expand the Enzymatic Capabilities of the YcaO Superfamily. J Am Chem Soc 139:18154-18157.

135. Franz L, Adam S, Santos-Aberturas J, Truman AW, Koehnke J. 2017. Macroamidine Formation in Bottromycins Is Catalyzed by a Divergent YcaO Enzyme. J Am Chem Soc 139:18158-181б1.

136. Metelev M, Osterman IA, Ghilarov D, Khabibullina NF, Yakimov A, Shabalin K, Utkina I, Travin DY, Komarova ES, Serebryakova M, Artamonova T, Khodorkovskii M, Konevega AL, Sergiev P V, Severinov K, Polikanov YS. 2017. Klebsazolicin inhibits 70S ribosome by obstructing the peptide exit tunnel. Nat Chem Biol 13:1129-113б.

137. Travin DY, Metelev M, Serebryakova M, Komarova ES, Osterman IA, Ghilarov D, Severinov K. 2018. Biosynthesis of Translation Inhibitor Klebsazolicin Proceeds through Heterocyclization and N-Terminal Amidine Formation Catalyzed by a Single YcaO Enzyme. J Am Chem Soc 140:5б25-5б33.

138. Sikandar A, Franz L, Melse O, Antes I, Koehnke J. 2019. Thiazoline-Specific Amidohydrolase PurAH Is the Gatekeeper of Bottromycin Biosynthesis. J Am Chem Soc 141:9748-9752.

139. Sikandar A, Franz L, Adam S, Santos-Aberturas J, Horbal L, Luzhetskyy A, Truman AW, Kalinina O V, Koehnke J. 2020. The bottromycin epimerase BotH defines a group of atypical a/ß-hydrolase-fold enzymes. Nat Chem Biol

16:1013-1018.

140. Porse BT, Leviev I, Mankin AS, Garrett RA. 1998. The antibiotic thiostrepton inhibits a functional transition within protein L11 at the ribosomal GTPase centre. J Mol Biol 276:391-404.

141. Heffron SE, Jurnak F. 2000. Structure of an EF-Tu complex with a thiazolyl peptide antibiotic determined at 2.35 A resolution: atomic basis for GE2270A inhibition of EF-Tu. Biochemistry 39:37-45.

142. Wieland Brown LC, Acker MG, Clardy J, Walsh CT, Fischbach MA. 2009. Thirteen posttranslational modifications convert a 14-residue peptide into the antibiotic thiocillin. Proc Natl Acad Sci U S A 106:2549-2553.

143. Liao R, Duan L, Lei C, Pan H, Ding Y, Zhang Q, Chen D, Shen B, Yu Y, Liu W. 2009. Thiopeptide biosynthesis featuring ribosomally synthesized precursor peptides and conserved posttranslational modifications. Chem Biol 16:141-147.

144. Kelly WL, Pan L, Li C. 2009. Thiostrepton biosynthesis: prototype for a new family of bacteriocins. J Am Chem Soc 131:4327-4334.

145. Schwalen CJ, Hudson GA, Kille B, Mitchell DA. 2018. Bioinformatic Expansion and Discovery of Thiopeptide Antibiotics. J Am Chem Soc 140:9494-9501.

146. Bowers AA, Walsh CT, Acker MG. 2010. Genetic interception and structural characterization of thiopeptide cyclization precursors from Bacillus cereus. J Am Chem Soc 132:12182-12184.

147. Bycroft BW, Gowland MS. 1978. The structures of the highly modified peptide antibiotics micrococcin P1 and P2. J Chem Soc, Chem Commun 256258.

148. Houck DR, Chun CL, Keller PJ, Beale JM, Floss HG. 1988. Biosynthesis of

the modified peptide antibiotic nosiheptide in Streptomyces actuosus. J Am Chem Soc 110:5800-5806.

149. Favret ME, Paschal JW, Elzey TK, Boeck LD. 1992. Biosynthesis of thiopeptide antibiotic A10255: incorporation of isotopically-labeled precursors. J Antibiot (Tokyo) 45:1499-1511.

150. Wever WJ, Bogart JW, Baccile JA, Chan AN, Schroeder FC, Bowers AA. 2015. Chemoenzymatic synthesis of thiazolyl peptide natural products featuring an enzyme-catalyzed formal [4 + 2] cycloaddition. J Am Chem Soc 137:3494-3497.

151. Bogart JW, Kramer NJ, Turlik A, Bleich RM, Catlin DS, Schroeder FC, Nair SK, Williamson RT, Houk KN, Bowers AA. 2020. Interception of the Bycroft-Gowland Intermediate in the Enzymatic Macrocyclization of Thiopeptides. J Am Chem Soc 142:13170-13179.

152. Cogan DP, Hudson GA, Zhang Z, Pogorelov T V., van der Donk WA, Mitchell DA, Nair SK. 2017. Structural insights into enzymatic [4+2] aza -cycloaddition in thiopeptide antibiotic biosynthesis. Proc Natl Acad Sci 114:12928-12933.

153. Tietz JI, Schwalen CJ, Patel PS, Maxson T, Blair PM, Tai H-C, Zakai UI, Mitchell DA. 2017. A new genome-mining tool redefines the lasso peptide biosynthetic landscape. Nat Chem Biol 13:470-478.

154. Salomón RA, Farias RN. 1992. Microcin 25, a novel antimicrobial peptide produced by Escherichia coli. J Bacteriol 174:7428-7435.

155. Delgado MA, Rintoul MR, Farias RN, Salomón RA. 2001. Escherichia coli RNA polymerase is the target of the cyclopeptide antibiotic microcin J25. J Bacteriol 183:4543-4550.

156. Wilson K-A, Kalkum M, Ottesen J, Yuzenkova J, Chait BT, Landick R, Muir

T, Severinov K, Darst SA. 2003. Structure of microcin J25, a peptide inhibitor of bacterial RNA polymerase, is a lassoed tail. J Am Chem Soc 125:1247512483.

157. Hegemann JD. 2020. Factors Governing the Thermal Stability of Lasso Peptides. Chembiochem 21:7-18.

158. Solbiati JO, Ciaccio M, Farias RN, González-Pastor JE, Moreno F, Salomón RA. 1999. Sequence Analysis of the Four Plasmid Genes Required To Produce the Circular Peptide Antibiotic Microcin J25. J Bacteriol 181:2659-2662.

159. Yan K-P, Li Y, Zirah S, Goulard C, Knappe TA, Marahiel MA, Rebuffat S. 2012. Dissecting the maturation steps of the lasso peptide microcin J25 in vitro. Chembiochem 13:1046-1052.

160. Larsen TM, Boehlein SK, Schuster SM, Richards NG, Thoden JB, Holden HM, Rayment I. 1999. Three-dimensional structure of Escherichia coli asparagine synthetase B: a short journey from substrate to product. Biochemistry 38:16146-16157.

161. DiCaprio AJ, Firouzbakht A, Hudson GA, Mitchell DA. 2019. Enzymatic Reconstitution and Biosynthetic Investigation of the Lasso Peptide Fusilassin. J Am Chem Soc 141:290-297.

162. Kloosterman AM, Shelton KE, van Wezel GP, Medema MH, Mitchell DA. 2020. RRE-Finder: a Genome-Mining Tool for Class-Independent RiPP Discovery. mSystems 5:e00267-20.

163. Koos JD, Link AJ. 2019. Heterologous and in Vitro Reconstitution of Fuscanodin, a Lasso Peptide from Thermobifida fusca. J Am Chem Soc 141:928-935.

164. Mahanta N, Liu A, Dong S, Nair SK, Mitchell DA. 2018. Enzymatic reconstitution of ribosomal peptide backbone thioamidation. Proc Natl Acad

Sci U S A 115:3030-3035.

165. Zyubko T, Serebryakova M, Andreeva J, Metelev M, Lippens G, Dubiley S, Severinov K. 2019. Efficient in vivo synthesis of lasso peptide pseudomycoidin proceeds in the absence of both the leader and the leader peptidase. Chem Sci 10:9699-9707.

166. Burroughs AM, Iyer LM, Aravind L. 2009. Natural history of the E1-like superfamily: implication for adenylation, sulfur transfer, and ubiquitin conjugation. Proteins 75:895-910.

167. Smits THM, Rezzonico F, Kamber T, Blom J, Goesmann A, Ishimaru CA, Frey JE, Stockwell VO, Duffy B. 2011. Metabolic versatility and antibacterial metabolite biosynthesis are distinguishing genomic features of the fire blight antagonist Pantoea vagans C9-1. PLoS One 6:e22247.

168. Wright SA, Zumoff CH, Schneider L, Beer S V. 2001. Pantoea agglomerans strain EH318 produces two antibiotics that inhibit Erwinia amylovora in vitro. Appl Environ Microbiol 67:284-292.

169. Jin M, Liu L, Wright SAI, Beer S V, Clardy J. 2003. Structural and functional analysis of pantocin A: an antibiotic from Pantoea agglomerans discovered by heterologous expression of cloned genes. Angew Chem Int Ed Engl 42:28982901.

170. Jin M, Wright SAI, Beer S V, Clardy J. 2003. The biosynthetic gene cluster of Pantocin a provides insights into biosynthesis and a tool for screening. Angew Chem Int Ed Engl 42:2902-2905.

171. Fleming SR, Himes PM, Ghodge S V, Goto Y, Suga H, Bowers AA. 2020. Exploring the Post-translational Enzymology of PaaA by mRNA Display. J Am Chem Soc 142:5024-5028.

172. Chabbert Y. 1950. [Bacteriologic analysis of the colicine complexes produced

by 14 antibiotic strains of Escherichia coli]. Ann Inst Pasteur (Paris) 79:5159.

173. Kurepina NE, Basyuk EI, Metlitskaya AZ, Zaitsev DA, Khmel IA. 1993. Cloning and mapping of the genetic determinants for microcin C51 production and immunity. Mol Gen Genet 241:700-706.

174. Smajs D, Strouhal M, Matejková P, Cejková D, Cursino L, Chartone-Souza E, Smarda J, Nascimento AMA. 2008. Complete sequence of low-copy-number plasmid MccC7-H22 of probiotic Escherichia coli H22 and the prevalence of mcc genes among human E. coli. Plasmid 59:1-10.

175. Gordon DM, O'Brien CL. 2006. Bacteriocin diversity and the frequency of multiple bacteriocin production in Escherichia coli. Microbiology 152:32393244.

176. Micenková L, Bosák J, Vrba M, Sevcíková A, Smajs D. 2016. Human extraintestinal pathogenic Escherichia coli strains differ in prevalence of virulence factors, phylogroups, and bacteriocin determinants. BMC Microbiol 16:218.

177. Garcia-Bustos JF, Pezzi N, Mendez E. 1985. Structure and mode of action of microcin 7, an antibacterial peptide produced by Escherichia coli. Antimicrob Agents Chemother 27:791-797.

178. García-Bustos JF, Pezzi N, Asensio C. 1984. Microcin 7: Purification and properties. Biochem Biophys Res Commun 119:779-785.

179. Guijarro JI, González-Pastor JE, Baleux F, San Millán JL, Castilla MA, Rico M, Moreno F, Delepierre M. 1995. Chemical structure and translation inhibition studies of the antibiotic microcin C7. J Biol Chem 270:2352023532.

180. González-Pastor JE, San Millán JL, Castilla MA, Moreno F, Gonzalez-Pastor

JE, San Millan JL, Castilla MA, Moreno F, González-Pastor JE, San Millán JL, Castilla MA, Moreno F. 1995. Structure and organization of plasmid genes required to produce the translation inhibitor microcin C7. J Bacteriol 177:7131-7140.

181. González-Pastor JE, San Millán JL, Moreno F. 1994. The smallest known gene. Nature 369:281.

182. Regni CA, Roush RF, Miller DJ, Nourse A, Walsh CT, Schulman BA. 2009. How the MccB bacterial ancestor of ubiquitin E1 initiates biosynthesis of the microcin C7 antibiotic. EMBO J 28:1953-1964.

183. Dong S-H, Kulikovsky A, Zukher I, Estrada P, Dubiley S, Severinov K, Nair SK. 2019. Biosynthesis of the RiPP trojan horse nucleotide antibiotic microcin C is directed by the N-formyl of the peptide precursor. Chem Sci 10:23912395.

184. Metlitskaya A, Kazakov T, Vondenhoff GH, Novikova M, Shashkov A, Zatsepin T, Semenova E, Zaitseva N, Ramensky V, Van Aerschot A, Severinov K. 2009. Maturation of the translation inhibitor microcin C. J Bacteriol 191:2380-2387.

185. Novikova M, Metlitskaya A, Datsenko K, Kazakov T, Kazakov A, Wanner B, Severinov K. 2007. The Escherichia coli Yej transporter is required for the uptake of translation inhibitor microcin C. J Bacteriol 189:8361-8365.

186. Eswarappa SM, Panguluri KK, Hensel M, Chakravortty D. 2008. The yejABEF operon of Salmonella confers resistance to antimicrobial peptides and contributes to its virulence. Microbiology 154:666-678.

187. Wang Z, Bie P, Cheng J, Lu L, Cui B, Wu Q. 2016. The ABC transporter YejABEF is required for resistance to antimicrobial peptides and the virulence of Brucella melitensis. Sci Rep 6:31876.

188. Kazakov T, Vondenhoff GH, Datsenko KA, Novikova M, Metlitskaya A, Wanner BL, Severinov K. 2008. Escherichia coli peptidase A, B, or N can process translation inhibitor microcin C. J Bacteriol 190:2607-2610.

189. Metlitskaya A, Kazakov T, Kommer A, Pavlova O, Praetorius-Ibba M, Ibba M, Krasheninnikov I, Kolb V, Khmel I, Severinov K. 2006. Aspartyl-tRNA synthetase is the target of peptide nucleotide antibiotic Microcin C. J Biol Chem 281:18033-18042.

190. Piskunova J, Maisonneuve E, Germain E, Gerdes K, Severinov K. 2017. Peptide-nucleotide antibiotic Microcin C is a potent inducer of stringent response and persistence in both sensitive and producing cells. Mol Microbiol 104:463-471.

191. Novikova M, Kazakov T, Vondenhoff GH, Semenova E, Rozenski J, Metlytskaya A, Zukher I, Tikhonov A, Van Aerschot A, Severinov K. 2010. MccE provides resistance to protein synthesis inhibitor microcin C by acetylating the processed form of the antibiotic. J Biol Chem 285:1266212669.

192. Agarwal V, Metlitskaya A, Severinov K, Nair SK. 2011. Structural basis for microcin C7 inactivation by the MccE acetyltransferase. J Biol Chem 286:21295-21303.

193. Kazakov T, Kuznedelov K, Semenova E, Mukhamedyarov D, Datsenko KA, Metlitskaya A, Vondenhoff GH, Tikhonov A, Agarwal V, Nair S, Van Aerschot A, Severinov K. 2014. The RimL transacetylase provides resistance to translation inhibitor microcin C. J Bacteriol 196:3377-3385.

194. Moreno F, Gonzalez-Pastor JE, Baquero MR, Bravo D. 2002. The regulation of microcin B, C and J operons. Biochimie 84:521-529.

195. Fomenko D, Veselovskii A, Khmel I. 2001. Regulation of microcin C51 operon expression: The role of global regulators of transcription. Res

Microbiol 152:469-479.

196. Ozbudak EM, Thattai M, Kurtser I, Grossman AD, van Oudenaarden A. 2002. Regulation of noise in the expression of a single gene. Nat Genet 31:69-73.

197. Nocek B, Tikhonov A, Babnigg G, Gu M, Zhou M, Makarova KS, Vondenhoff G, Van Aerschot A, Kwon K, Anderson WF, Severinov K, Joachimiak A. 2012. Structural and functional characterization of microcin C resistance peptidase MccF from Bacillus anthracis. J Mol Biol 420:366-383.

198. Tikhonov A, Kazakov T, Semenova E, Serebryakova M, Vondenhoff G, Van Aerschot A, Reader JS, Govorun VM, Severinov K. 2010. The mechanism of microcin C resistance provided by the MccF peptidase. J Biol Chem 285:37944-37952.

199. Smits THM, Duffy B, Blom J, Ishimaru CA, Stockwell VO. 2019. Pantocin A, a peptide-derived antibiotic involved in biological control by plant-associated Pantoea species. Arch Microbiol 201:713-722.

200. Edgar RC. 2004. MUSCLE: multiple sequence alignment with high accuracy and high throughput. Nucleic Acids Res 32:1792-1797.

201. Stamatakis A. 2014. RAxML version 8: a tool for phylogenetic analysis and post-analysis of large phylogenies. Bioinformatics 30:1312-1313.

202. Haft DH. 2009. A strain-variable bacteriocin in Bacillus anthracis and Bacillus cereus with repeated Cys-Xaa-Xaa motifs. Biol Direct 4:15.

203. Zukher I, Novikova M, Tikhonov A, Nesterchuk M V, Osterman IA, Djordjevic M, Sergiev P V, Sharma CM, Severinov K. 2014. Ribosome-controlled transcription termination is essential for the production of antibiotic microcin C. Nucleic Acids Res 42:11891-11902.

204. Zukher I, Pavlov M, Tsibulskaya D, Kulikovsky A, Zyubko T, Bikmetov D, Serebryakova M, Nair SK, Ehrenberg M, Dubiley S, Severinov K. 2019.

Reiterative Synthesis by the Ribosome and Recognition of the N-Terminal Formyl Group by Biosynthetic Machinery Contribute to Evolutionary Conservation of the Length of Antibiotic Microcin C Peptide Precursor. MBio 10:e00768-19.

205. Pavlov MY, Freistroffer D V, MacDougall J, Buckingham RH, Ehrenberg M. 1997. Fast recycling of Escherichia coli ribosomes requires both ribosome recycling factor (RRF) and release factor RF3. EMBO J 16:4134-4141.

206. Dinfbas V, Heurgue-Hamard V, Buckingham RH, Karimi R, Ehrenberg M. 1999. Shutdown in protein synthesis due to the expression of mini-genes in bacteria. J Mol Biol 291:745-759.

207. Poker G, Margaliot M, Tuller T. 2015. Sensitivity of mRNA Translation. Sci Rep 5:12795.

208. Sumida T, Dubiley S, Wilcox B, Severinov K, Tagami S. 2019. Structural Basis of Leader Peptide Recognition in Lasso Peptide Biosynthesis Pathway. ACS Chem Biol 14:1619-1627.

209. Koehnke J, Mann G, Bent AF, Ludewig H, Shirran S, Botting C, Lebl T, Houssen WE, Jaspars M, Naismith JH. 2015. Structural analysis of leader peptide binding enables leader-free cyanobactin processing. Nat Chem Biol 11:558-563.

210. Vondenhoff GHM, Blanchaert B, Geboers S, Kazakov T, Datsenko KA, Wanner BL, Rozenski J, Severinov K, Van Aerschot A. 2011. Characterization of peptide chain length and constituency requirements for YejABEF-mediated uptake of microcin C analogues. J Bacteriol 193:3618-3623.

211. Kazakov T, Metlitskaya A, Severinov K. 2007. Amino acid residues required for maturation, cell uptake, and processing of translation inhibitor microcin C. J Bacteriol 189:2114-2118.

212. Bernier S, Dubois DY, Habegger-Polomat C, Gagnon L-P, Lapointe J, Chênevert R. 2005. Glutamylsulfamoyladenosine and pyroglutamylsulfamoyladenosine are competitive inhibitors of E. coli glutamyl-tRNA synthetase. J Enzyme Inhib Med Chem 20:61-67.

213. Osada H, Isono K. 1985. Mechanism of action and selective toxicity of ascamycin, a nucleoside antibiotic. Antimicrob Agents Chemother 27:230233.

214. Vondenhoff GHM, Dubiley S, Severinov K, Lescrinier E, Rozenski J, Van Aerschot A. 2011. Extended targeting potential and improved synthesis of Microcin C analogs as antibacterials. Bioorganic Med Chem 19:5462-5467.

215. Kim J, Xiao H, Koh J, Wang Y, Bonanno JB, Thomas K, Babbitt PC, Brown S, Lee Y-S, Almo SC. 2015. Determinants of the CmoB carboxymethyl transferase utilized for selective tRNA wobble modification. Nucleic Acids Res 43:4602-4613.

216. Webber N, He Y, Reilly JP. 2014. 157 nm photodissociation of dipeptide ions containing N-terminal arginine. J Am Soc Mass Spectrom 25:196-203.

217. Tsibulskaya D, Mokina O, Kulikovsky A, Piskunova J, Severinov K, Serebryakova M, Dubiley S. 2017. The Product of Yersinia pseudotuberculosis mcc Operon Is a Peptide-Cytidine Antibiotic Activated Inside Producing Cells by the TldD/E Protease. J Am Chem Soc 139:1617816187.

218. Cornforth DM, Foster KR. 2013. Competition sensing: the social side of bacterial stress responses. Nat Rev Microbiol 11:285-293.

219. Gates KS. 2009. An overview of chemical processes that damage cellular DNA: spontaneous hydrolysis, alkylation, and reactions with radicals. Chem Res Toxicol 22:1747-1760.

220. Casadesus J. 2016. Bacterial DNA Methylation and Methylomes. Adv Exp Med Biol 945:35-61.

221. Shepherd J, Ibba M. 2015. Bacterial transfer RNAs. FEMS Microbiol Rev 39:280-300.

222. Xu L, Liu X, Sheng N, Oo KS, Liang J, Chionh YH, Xu J, Ye F, Gao Y-G, Dedon PC, Fu X-Y. 2017. Three distinct 3-methylcytidine (m3C) methyltransferases modify tRNA and mRNA in mice and humans. J Biol Chem 292:14695-14703.

223. Kellner S, Neumann J, Rosenkranz D, Lebedeva S, Ketting RF, Zischler H, Schneider D, Helm M. 2014. Profiling of RNA modifications by multiplexed stable isotope labelling. Chem Commun (Camb) 50:3516-3518.

224. Basturea GN, Rudd KE, Deutscher MP. 2006. Identification and characterization of RsmE, the founding member of a new RNA base methyltransferase family. RNA 12:426-434.

225. Ohashi Z, Maeda M, McCloskey JA, Nishimura S. 1974. 3-(3-Amino-3-carboxypropyl)uridine: a novel modified nucleoside isolated from Escherichia coli phenylalanine transfer ribonucleic acid. Biochemistry 13:2620-2625.

226. Björk GR, Hagervall TG. 2014. Transfer RNA Modification: Presence, Synthesis, and Function. EcoSal Plus 6. doi: 10.1128/ecosalplus.ESP-0007-2013.

227. Zhu Y, Zhang Q, Li S, Lin Q, Fu P, Zhang G, Zhang H, Shi R, Zhu W, Zhang C. 2013. Insights into caerulomycin A biosynthesis: a two-component monooxygenase CrmH-catalyzed oxime formation. J Am Chem Soc 135:18750-18753.

228. Waldman AJ, Ng TL, Wang P, Balskus EP. 2017. Heteroatom-Heteroatom Bond Formation in Natural Product Biosynthesis. Chem Rev 117:5784-5863.

229. Hashimoto M, Komori T, Kamiya T. 1976. Nocardicin A, a new monocyclic beta-lactam antibiotic II. Structure determination of nocardicins A and B. J Antibiot (Tokyo) 29:890-901.

230. Kelly WL, Townsend CA. 2002. Role of the cytochrome P450 NocL in nocardicin A biosynthesis. J Am Chem Soc 124:8186-8817.

231. Sakakibara H, Naganawa H, Ono M, Maeda K, Umezawa H. 1974. The structure of althiomycin. J Antibiot (Tokyo) 27:897-899.

232. Cortina NS, Revermann O, Krug D, Müller R. 2011. Identification and characterization of the althiomycin biosynthetic gene cluster in Myxococcus xanthus DK897. Chembiochem 12:1411-1416.

233. Arnold RJ, Reilly JP. 1999. Observation of Escherichia coli ribosomal proteins and their posttranslational modifications by mass spectrometry. Anal Biochem 269:105-112.

234. Fontecave M, Atta M, Mulliez E. 2004. S-adenosylmethionine: nothing goes to waste. Trends Biochem Sci 29:243-249.

235. Allen KD, Wang SC. 2014. Initial characterization of Fom3 from Streptomyces wedmorensis: The methyltransferase in fosfomycin biosynthesis. Arch Biochem Biophys 543:67-73.

236. Cano-Prieto C, García-Salcedo R, Sánchez-Hidalgo M, Braña AF, Fiedler HP, Méndez C, Salas JA, Olano C. 2015. Genome Mining of Streptomyces sp. Tü 6176: Characterization of the Nataxazole Biosynthesis Pathway. Chembiochem 16:1461-1473.

237. Long KS, Poehlsgaard J, Kehrenberg C, Schwarz S, Vester B. 2006. The Cfr rRNA methyltransferase confers resistance to Phenicols, Lincosamides, Oxazolidinones, Pleuromutilins, and Streptogramin A antibiotics. Antimicrob Agents Chemother 50:2500-2505.

238. Dunstan MS, Hang PC, Zelinskaya N V, Honek JF, Conn GL. 2009. Structure of the thiostrepton resistance methyltransferase.S-adenosyl-L-methionine complex and its interaction with ribosomal RNA. J Biol Chem 284:1701317020.

239. Funk MA, van der Donk WA. 2017. Ribosomal Natural Products, Tailored To Fit. Acc Chem Res 50:1577-1586.

240. Ayadi L, Galvanin A, Pichot F, Marchand V, Motorin Y. 2019. RNA ribose methylation (2'-O-methylation): Occurrence, biosynthesis and biological functions. Biochim Biophys acta Gene Regul Mech 1862:253-269.

241. Chow CS, Lamichhane TN, Mahto SK. 2007. Expanding the nucleotide repertoire of the ribosome with post-transcriptional modifications. ACS Chem Biol 2:610-619.

242. Somme J, Van Laer B, Roovers M, Steyaert J, Versées W, Droogmans L. 2014. Characterization of two homologous 2'-O-methyltransferases showing different specificities for their tRNA substrates. RNA 20:1257-1271.

243. Dai Q, Moshitch-Moshkovitz S, Han D, Kol N, Amariglio N, Rechavi G, Dominissini D, He C. 2017. Nm-seq maps 2'-O-methylation sites in human mRNA with base precision. Nat Methods 14:695-698.

244. Picard-Jean F, Brand C, Tremblay-Létourneau M, Allaire A, Beaudoin MC, Boudreault S, Duval C, Rainville-Sirois J, Robert F, Pelletier J, Geiss BJ, Bisaillon M. 2018. 2'-O-methylation of the mRNA cap protects RNAs from decapping and degradation by DXO. PLoS One 13:e0193804.

245. Choi J, Indrisiunaite G, DeMirci H, Ieong K-W, Wang J, Petrov A, Prabhakar A, Rechavi G, Dominissini D, He C, Ehrenberg M, Puglisi JD. 2018. 2'-O-methylation in mRNA disrupts tRNA decoding during translation elongation. Nat Struct Mol Biol 25:208-216.

246. Yang Z, Ebright YW, Yu B, Chen X. 2006. HEN1 recognizes 21-24 nt small RNA duplexes and deposits a methyl group onto the 2' OH of the 3' terminal nucleotide. Nucleic Acids Res 34:667-675.

247. Wang P, Chan CM, Christensen D, Zhang C, Selvadurai K, Huang RH. 2012. Molecular basis of bacterial protein Hen1 activating the ligase activity of bacterial protein Pnkp for RNA repair. Proc Natl Acad Sci U S A 109:1324813253.

248. Umitsu M, Nishimasu H, Noma A, Suzuki T, Ishitani R, Nureki O. 2009. Structural basis of AdoMet-dependent aminocarboxypropyl transfer reaction catalyzed by tRNA-wybutosine synthesizing enzyme, TYW2. Proc Natl Acad Sci U S A 106:15616-15621.

249. Nishimura S, Taya Y, Kuchino Y, Oashi Z. 1974. Enzymatic synthesis of 3-(3-amino-3-carboxypropyl)uridine in Escherichia coli phenylalanine transfer RNA: transfer of the 3-amino-acid-3-carboxypropyl group from S-adenosylmethionine. Biochem Biophys Res Commun 57:702-708.

250. Meyer B, Wurm JP, Sharma S, Immer C, Pogoryelov D, Kötter P, Lafontaine DLJ, Wöhnert J, Entian K-D. 2016. Ribosome biogenesis factor Tsr3 is the aminocarboxypropyl transferase responsible for 18S rRNA hypermodification in yeast and humans. Nucleic Acids Res 44:4304-4316.

251. Anton DL, Kutny R. 1987. Escherichia coli S-adenosylmethionine decarboxylase. Subunit structure, reductive amination, and NH2-terminal sequences. J Biol Chem 262:2817-2822.

252. Bowman WH, Tabor CW, Tabor H. 1973. Spermidine biosynthesis. Purification and properties of propylamine transferase from Escherichia coli. J Biol Chem 248:2480-2486.

253. Burgess RR. 2009. Protein precipitation techniques. Methods Enzymol 463:331-342.

254. Parveen N, Cornell KA. 2011. Methylthioadenosine/S-adenosylhomocysteine nucleosidase, a critical enzyme for bacterial metabolism. Mol Microbiol 79:720.

255. Lee JE, Smith GD, Horvatin C, Huang DJT, Cornell KA, Riscoe MK, Howell PL. 2005. Structural snapshots of MTA/AdoHcy nucleosidase along the reaction coordinate provide insights into enzyme and nucleoside flexibility during catalysis. J Mol Biol 352:559-574.

256. Adhikari S, Curtis PD. 2016. DNA methyltransferases and epigenetic regulation in bacteria. FEMS Microbiol Rev 40:575-591.

257. Donczew R, Zakrzewska-Czerwinska J, Zawilak-Pawlik A. 2014. Beyond DnaA: the role of DNA topology and DNA methylation in bacterial replication initiation. J Mol Biol 426:2269-2282.

258. Sergeeva O V, Bogdanov AA, Sergiev P V. 2015. What do we know about ribosomal RNA methylation in Escherichia coli? Biochimie 117:110-118.

259. Eisenberg MA, Stoner GL. 1971. Biosynthesis of 7,8-diaminopelargonic acid, a biotin intermediate, from 7-keto-8-aminopelargonic acid and S-adenosyl-L-methionine. J Bacteriol 108:1135-1140.

260. Michael AJ. 2016. Biosynthesis of polyamines and polyamine-containing molecules. Biochem J 473:2315-2329.

261. Schaefer AL, Val DL, Hanzelka BL, Cronan JE, Greenberg EP. 1996. Generation of cell-to-cell signals in quorum sensing: acyl homoserine lactone synthase activity of a purified Vibrio fischeri Luxl protein. Proc Natl Acad Sci U S A 93:9505-9509.

262. Della Ragione F, Porcelli M, Carteni-Farina M, Zappia V, Pegg AE. 1985. Escherichia coli S-adenosylhomocysteine/5'-methylthioadenosine nucleosidase. Purification, substrate specificity and mechanism of action.

Biochem J 232:335-341.

263. Halliday NM, Hardie KR, Williams P, Winzer K, Barrett DA. 2010. Quantitative liquid chromatography-tandem mass spectrometry profiling of activated methyl cycle metabolites involved in LuxS-dependent quorum sensing in Escherichia coli. Anal Biochem 403:20-29.

264. Bourgeois JS, Zhou D, Thurston TLM, Gilchrist JJ, Ko DC. 2018. Methylthioadenosine Suppresses Salmonella Virulence. Infect Immun 86Ae00429-18.

265. Choi-Rhee E, Cronan JE. 2005. A nucleosidase required for in vivo function of the S-adenosyl-L-methionine radical enzyme, biotin synthase. Chem Biol 12:589-593.

266. Ishiguro K, Arai T, Suzuki T. 2019. Depletion of S-adenosylmethionine impacts on ribosome biogenesis through hypomodification of a single rRNA methylation. Nucleic Acids Res 47:4226-4239.

267. Hu Y, Peng N, Han W, Mei Y, Chen Z, Feng X, Liang YX, She Q. 2012. An archaeal protein evolutionarily conserved in prokaryotes is a zinc-dependent metalloprotease. Biosci Rep 32:609-618.

268. Mattiuzzo M, Bandiera A, Gennaro R, Benincasa M, Pacor S, Antcheva N, Scocchi M. 2007. Role of the Escherichia coli SbmA in the antimicrobial activity of proline-rich peptides. Mol Microbiol 66:151-163.

269. Laviña M, Pugsley AP, Moreno F. 1986. Identification, mapping, cloning and characterization of a gene (sbmA) required for microcin B17 action on Escherichia coli K12. J Gen Microbiol 132:1685-1693.

270. Salomón RA, Farias RN. 1995. The peptide antibiotic microcin 25 is imported through the TonB pathway and the SbmA protein. J Bacteriol 177:3323-3325.

271. Bantysh O, Serebryakova M, Makarova KS, Dubiley S, Datsenko KA. 2014.

Enzymatic Synthesis of Bioinformatically Predicted Microcin C-Like 5:1-11.

272. Pletzer D, Braun Y, Dubiley S, Lafon C, Köhler T, Page MGP, Mourez M, Severinov K, Weingart H. 2015. The Pseudomonas aeruginosa PA14 ABC transporter NppA1A2BCD is required for uptake of peptidyl nucleoside antibiotics. J Bacteriol 197:2217-2228.

273. Tanaka S, Matsushita Y, Yoshikawa A, Isono K. 1989. Cloning and molecular characterization of the gene rimL which encodes an enzyme acetylating ribosomal protein L12 of Escherichia coli K12. Mol Gen Genet 217:289-293.

274. Brenner C. 2014. Histidine Triad (HIT) Superfamily, p. 1-8. In eLS. John Wiley & Sons, Ltd, Chichester, UK.

275. Brenner C. 2002. Hint, Fhit, and GalT: function, structure, evolution, and mechanism of three branches of the histidine triad superfamily of nucleotide hydrolases and transferases. Biochemistry 41:9003-9014.

276. Chou T-FF, Bieganowski P, Shilinski K, Cheng JJ, Brenner C, Wagner CR. 2005. 31P NMR and genetic analysis establish hinT as the only Escherchia coli purine nucleoside phosphoramidase and as essential for growth under high salt conditions. J Biol Chem 280:15356-15361.

277. Chou T-F, Baraniak J, Kaczmarek R, Zhou X, Cheng J, Ghosh B, Wagner CR. 2007. Phosphoramidate pronucleotides: a comparison of the phosphoramidase substrate specificity of human and Escherichia coli histidine triad nucleotide binding proteins. Mol Pharm 4:208-217.

278. Bardaweel S, Pace J, Chou T-F, Cody V, Wagner CR. 2010. Probing the Impact of the echinT C-Terminal Domain on Structure and Catalysis. J Mol Biol 404:627-638.

279. Kelley LA, Mezulis S, Yates CM, Wass MN, Sternberg MJE. 2015. The Phyre2 web portal for protein modeling, prediction and analysis. Nat Protoc

10:845-858.

280. Chou T-FF, Wagner CR. 2007. Lysyl-tRNA synthetase-generated lysyl-adenylate is a substrate for histidine triad nucleotide binding proteins. J Biol Chem 282:4719-4727.

281. Yagmurov E, Tsibulskaya D, Livenskyi A, Serebryakova M, Wolf YI, Borukhov S, Severinov K, Dubiley S. 2020. Histidine-Triad Hydrolases Provide Resistance to Peptide-Nucleotide Antibiotics. MBio 11:e00497-20.

282. Sambrook J, Russell DW. 2006. Agarose Gel Electrophoresis. Cold Spring Harb Protoc 2006:pdb.prot4020.

283. Green MR, Sambrook J. 2020. Transformation of Escherichia coli by Electroporation. Cold Spring Harb Protoc 2020:pdb.prot101220.

284. Bennallack PR, Burt SR, Heder MJ, Robison RA, Griffitts JS. 2014. Characterization of a novel plasmid-borne thiopeptide gene cluster in Staphylococcus epidermidis strain 115. J Bacteriol 196:4344-4350.

285. Datsenko KA, Wanner BL. 2000. One-step inactivation of chromosomal genes in Escherichia coli K-12 using PCR products. Proc Natl Acad Sci US A 97:6640-6645.

286. Ho SN, Hunt HD, Horton RM, Pullen JK, Pease LR. 1989. Site-directed mutagenesis by overlap extension using the polymerase chain reaction. Gene 77:51-59.

287. Laemmli UK. 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 227:680-685.

288. Cavaluzzi MJ, Borer PN. 2004. Revised UV extinction coefficients for nucleoside-5'-monophosphates and unpaired DNA and RNA. Nucleic Acids Res 32:e13-e13.

289. Vondenhoff GHMGHM, Dubiley S, Severinov K, Lescrinier E, Rozenski J,

Van Aerschot A. 2011. Extended targeting potential and improved synthesis of Microcin C analogs as antibacterials. Bioorg Med Chem 19:5462-5467.

290. Gadakh B, Vondenhoff G, Lescrinier E, Rozenski J, Froeyen M, Van Aerschot A. 2014. Base substituted 5'-O-(N-isoleucyl)sulfamoyl nucleoside analogues as potential antibacterial agents. Bioorg Med Chem 22:2875-2886.

Благодарности

Я выражаю благодарность Константину Викторовичу Северинову, моему научному консультанту, за возможность работать над самыми разными проектами, многолетнюю поддержку, терпение, помощь и вдохновение. Особенная благодарность за то, что он служит удивительным примером ученого с энциклопедическими знаниями и строгим научным мышлением.

Я благодарю сотрудников, аспирантов и студентов Лаборатории молекулярной генетики микроорганизмов, бывших и нынешних, без которых эта работа не могла быть выполнена - Алексея Куликовского, Дарью Цибульскую, Ольгу Бантыш, Инну Зухер, Юлию Андрееву, Ольгу Мокину, Эльдара Ягмурова, Алексея Ливенского, Марию Новикову, Антона Тихонова и Дмитрия Бикметова. Их энтузиазм и трудолюбие позволили осуществить этот проект. Также хочется поблагодарить коллег, которые принимали непосредственное участие в обсуждении экпериментов, критиковали и предлагали решения, Дмитрия Травина, Александра Попова, Асю Григорьеву, Дмитрия Сутормина, Дмитрия Гилярова.

Отдельно благодарю Марину Серебрякову (МГУ им. Ломоносова) и Сергея Борухова (Rowan University, NJ, USA), за бесценную помощь в экспериментах, готовность делиться своим огромным опытом и бесконечное время, потраченное на критическое обсуждение всех деталей работы, результатов и идей. Я благодарю Анастасию Метлицкую (ИМГ РАН) за помощь, предоставленные материалы и бесценный опыт в работе с природными антибиотиками. Я благодарна всем коллегам из лабораторий Satish Nair (University of Illinois at Urbana-Champaign, IL, USA), Arthur van Aershot (Katholieke Universiteit Leuven, Belgium), Yrii Wolf и Kira Makarova (National Center for Biotechnology Information, Bethesda, MD, USA) и Mike Skurnik (University of Helsinki, Finland), без активного участия которых эта работа не могла бы состояться.