Оценка влияния генно-инженерно-модифицированных источников пищи на репродуктивную систему крыс и их потомство тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.02.01, кандидат медицинских наук Утембаева, Назым Талгатовна

• Утембаева, Назым Талгатовна
• кандидат медицинских наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Утембаева, Назым Талгатовна

2. Обзор литературы.„,

2. ГМО растительного происхождения: производство и оценка безопасности.

2.1.1. Мировое производство и перспективы использования

ГМО растительного происхождения.

2.1.2. Принципы оценки безопасности ГМО растительного происхождения.

2. Репродуктивная система млекопитающих.

2.2.1. Характеристика репродуктивной системы.

2.2.2. Влияние алиментарных и токсических факторов на репродуктивную систему.

3. Экспериментальная часть.„

3. Материалы и методы.

3.1.1. Гигиеническая характеристика исследуемых образцов ГМО растительного происхождения и его традиционного аналога.

3.1.2. Экспериментальные животные.

3.1.3. Экспериментальные рационы.

3.1.4. Методы оценки функции репродуктивной системы.

3.1.4.1. Генеративная функция гонад.

3.1.4.2. Пренатальное развитие потомства.

3.1.4.3. Постнатальное развитие потомства.

3.1.5. Методы статистической обработки данных.

3. Результаты собственных исследований и их обсуждение.

3.2.1. Разработка алгоритма исследований репродуктивной токсичности

ГМО растительного происхождения.

3.2.2. Изучение влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на генеративную функцию крыс.

3.2.2.1. Изучение влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на фертилыюсть крыс Р0-Р1.

3.2.2.2. Изучение влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на эндокринную функцию гонад крыс БО-П.

3.2.3. Изучение влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на пренатальное развитие потомства.

3.2.3.1. Изучение влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на пренатальное развитие потомства Б1.

3.2.3.2. Изучение влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на пренатальное развитие потомства Б2.

3.2.4. Изучение влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на постнатальное развитие потомства.

3.2.4.1. Изучение влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на постнатальное развитие потомства

3.2.4.2. Изучение влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на постнатальное развитие потомства Б2.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Оценка влияния генно-инженерно-модифицированных источников пищи на репродуктивную систему крыс и их потомство»

Практическое применение новых способов трансформации генома растений повлекло за собой потребность в строгой регламентации процесса оценки безопасности генно-инженерно-модифицированных организмов (ГМО) растительного происхождения, предназначенных для использования в пищу. Разработка системы оценки безопасности ГМО, действующей в настоящее время в Российской Федерации, была начата в 1995-1996 г.г. Данная система не только аккумулирует весь отечественный и зарубежный опыт, но и включает новейшие научные подходы, основанные на достижениях современной фундаментальной науки: геномный и протеомный анализ, выявление повреждений ДНК и мутагенной активности, выявление продуктов свободнорадикальной модификации ДНК и других чувствительных биомаркеров [10, 42, 57, 58, 92, 98, 124, 125, 141].

Оценка безопасности ГМО проводится на этапе государственной регистрации. Государственной регистрации подлежат новые пищевые продукты, полученные из ГМО растительного происхождения, изготовленные в Российской Федерации, а также пищевые продукты, полученные из ГМО растительного происхождения, ввоз которых на территорию Российской Федерации осуществляется впервые [11, 25]. В системе медико-биологических исследований безопасности ГМО, наряду с общетоксикологическими исследованиями, важное место принадлежит изучению специфических видов токсичности в экспериментах in vivo. В соответствии со сложившейся исследовательской практикой используется комплексный подход, предоставляющий наиболее полную и достоверную информацию о потенциальном генотоксическом, иммунотоксическом и аллергенном действии ГМО, а также позволяющий выявить возможные незаданные эффекты генетической модификации [10, 15, 26, 27, 33]. При необходимости, в случае выявления существенных изменений генома, протеома и метаболома ГМО, могут быть проведены дополнительные исследования: влияние на репродуктивную функцию, гонадотоксическое, эмбриотоксическое, тератогенное действие; влияние на продолжительность жизни, и др. [25].

Анализ данных научной литературы показывает, что изучение репродуктивной токсичности является одним из интегральных критериев при гигиенической оценке факторов окружающей среды, так как сложность феномена репродукции делает его уязвимым для неблагоприятных воздействий на любом этапе реализации функции. Серьезным ограничением использования методов оценки репродуктивной токсичности является их продолжительность и 4 трудоемкость, поэтому в процедурах оценки безопасности пищевых веществ (пищевых добавок, новых источников пищи) [124, 125, 141] изучение репродуктивной токсичности относится к факультативным исследованиям, проводимым в случае доказанной необходимости. Однако, несмотря на 15-летний опыт использования ГМ источников пищи в питании людей и животных [93], сохраняется необходимость пополнения доказательной базы безопасности ГМО для здоровья человека, что обусловливает важность проведения исследований репродуктивной функции и развития потомства в поколениях [83, 88, 120].

Цель и задачи исследования Целью настоящей работы являлась, во-первых, разработка алгоритма оценки репродуктивной токсичности ГМО растительного происхождения и выбор методов исследования генеративной функции экспериментальных животных, пренатального и постнатального развития потомства; во-вторых - изучение влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на генеративную функцию, пренатальное и постнатальное развитие потомства трех поколений крыс. Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

• на основании анализа литературных данных и результатов предварительных исследований определить порядок оценки репродуктивной токсичности ГМО растительного происхождения и набор методов исследования генеративной функции, пренатального и постнатального развития потомства экспериментальных животных;

• изучить влияние ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на генеративную функцию крыс поколений БО-П по фертильной способности, гормональному статусу и уровню гаметогенеза в половых железах самцов и самок в трех поколениях;

• изучить влияние ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на пренатальное развитие потомства поколений ¥1-¥2 по пред- и постимплантационной смертности, зоометрическим параметрам плодов, состоянию внутренних органов и костной системы плодов;

• изучить влияние ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на постнатальное развитие потомства поколений П-Р2 по динамике зоометрических показателей, параметрам физического развития, выживаемости с 0 по 5-й и с б-го по 25-й дни жизни.

Научная новизна работы

Впервые разработан алгоритм оценки репродуктивной токсичности ГМО растительного происхождения и определен комплекс методов исследования репродуктивной функции крыс и их потомства.

Впервые изучено влияние ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на генеративную функцию, пренатальное и постнатальное развитие потомства трех поколений крыс. Результаты проведенных исследований могут быть расценены как прямые доказательства отсутствия какого-либо отрицательного влияния ГМ кукурузы на репродуктивную функцию экспериментальных животных и на развитие потомства.

Практическая значимость работы

Разработанный алгоритм оценки репродуктивной токсичности ГМО растительного происхождения может быть рекомендован для использования при гигиенической оценке биотехнологической пищевой продукции.

Результаты работы дополнили доказательную базу безопасности ГМО для здоровья последующих поколений, и могут быть использованы в качестве научного обоснования отсутствия негативного влияния ГМ кукурузы на репродуктивную функцию экспериментальных животных и на развитие потомства.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1. ГМО РАСТИТЕЛЬНОГО ПРОИСХОЖДЕНИЯ: ПРОИЗВОДСТВО И

ОЦЕНКА БЕЗОПАСНОСТИ

Заключение диссертации по теме «Гигиена», Утембаева, Назым Талгатовна

5. ВЫВОДЫ

1. Разработан алгоритм оценки репродуктивной токсичности ГМО растительного происхождения, включающий изучение генеративной функции, пренатального и постнатального развития потомства трех поколений крыс.

2. Определен комплекс методов оценки репродуктивной токсичности ГМО, включающий изучение генеративной функции по фертильной способности, гормональному статусу и уровню гаметогенеза в половых железах самцов и самок; пренатального развития потомства по пред- и постимплантационной смертности, зоометрическим параметрам плодов, состоянию внутренних органов и костной системы плодов; постнатального развития потомства по динамике зоометрических показателей, параметрам физического развития, выживаемости с О по 5-й и с 6-го по 25-й дни жизни.

3. Получены экспериментальные доказательства отсутствия влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на генеративную функцию крыс поколений Р0-Р1. Эффективность спаривания при данных условиях эксперимента составляла: у самок обеих групп поколения РО - 79-80 %, поколения - 77-87 %, у самцов БО - 89-95 %, Р1 - 100 %. Эндокринная функция гонад самцов и самок Б0-Р1 соответствовала физиологической норме, характерной для крыс линии Вистар.

4. Получены экспериментальные доказательства отсутствия влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония,' на пренатальное развитие потомства крыс поколений Р1-Р2. При сравнении показателей, характеризующих пренатальное развитие потомства, не было выявлено значимых различий между контрольной и опытной группами: количество живых и мертвых плодов, предимплантационная

85 гибель эмбрионов, зоометрические параметры плодов, развитие внутренних органов и костной системы плодов находились в пределах физиологических колебаний, характерных для крыс линии Вистар. Спонтанная постимплантационная гибель плодов Б1 -¥2 обеих групп была несколько ниже диапазона значений, обычно регистрируемого у крыс данной линии: в поколении этот показатель составлял 0 % - в контрольной группе и 0,9±0,9 % - в опытной группе, в поколении Б2 - 0,8±0,8 % и 3,7±3,0 %, соответственно.

5. Получены экспериментальные доказательства отсутствия влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на постнатальное развитие потомства крыс поколений Р1-Р2. При сравнении показателей, характеризующих постнатальное развитие потомства, не было выявлено значимых различий между контрольной и опытной группами: физическое развитие потомства и динамика зоометрических параметров соответствовали физиологическим значениям, характерным для животных данного вида и возраста. Средняя величина пометов в поколении Р1 составляла 11,54±060 - в контрольной группе и 11,80±0,27 - в опытной группе, в поколении ¥2 - 9,68±0,77 и 10,70±0,50, соответственно. Выживаемость потомства поколений П-Р2 контрольной и опытной групп составляла 95-99 %, что соответствует оптимальному уровню для крыс линии Вистар.

6. Завершены комплексные медико-биологические исследования ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония. На основании анализа результатов токсиколого-гигиенических исследований и результатов оценки репродуктивной токсичности на трех поколениях крыс подтверждена безопасность данной линии кукурузы и обоснованность разрешения ее использования на территории Российской Федерации, ввоза на территорию Российской Федерации и оборота (свидетельство о государственной регистрации № 77.99.26.11.У.803.2.07 от 06 февраля 2007 года).

6. ВНЕДРЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ В ПРАКТИКУ

Результаты настоящей диссертации внедрены в работу Казахской академии питания, а таюке в учебный процесс кафедры гигиены питания Казахского национального медицинского университета им. С.Д. Асфендиярова.

4. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Практическое применение новых способов трансформации генома растений повлекло за собой потребность в строгой регламентации процесса оценки безопасности генно-инженерно-модифицированных организмов (ГМО) растительного происхождения, предназначенных для использования в пищу. Разработка системы оценки безопасности ГМО, действующей в настоящее время в Российской Федерации, была начата в 1995-1996 г.г. Данная система не только аккумулирует весь отечественный и зарубежный опыт, но и включает новейшие научные подходы, основанные на достижениях современной фундаментальной науки [10, 42, 57, 58, 92, 98, 124, 125, 141].

Оценка безопасности ГМО проводится на этапе государственной регистрации. Государственной регистрации подлежат новые пищевые продукты, полученные из ГМО растительного происхождения, изготовленные в Российской Федерации, а также пищевые продукты, полученные из ГМО растительного происхождения, ввоз которых на территорию Российской Федерации осуществляется впервые [И, 25]. В системе медико-биологических исследований безопасности ГМО, наряду с общетоксикологическими исследованиями, важное место принадлежит изучению специфических видов токсичности в экспериментах in vivo. В соответствии со сложившейся исследовательской практикой используется комплексный подход, предоставляющий наиболее полную и достоверную информацию о потенциальном генотоксическом, иммунотоксическом и аллергенном действии ГМО, а также позволяющий выявить возможные незаданные эффекты генетической модификации [10, 15, 26, 27, 33]. При необходимости, в случае выявления существенных изменений генома, протеома и метаболома ГМО, могут быть проведены дополнительные исследования: влияние на репродуктивную функцию, гонадотоксическое, эмбриотоксическое, тератогенное действие; влияние на продолжительность жизни, и др. [25].

Анализ данных научной литературы показывает, что изучение репродуктивной токсичности является одним из интегральных критериев при гигиенической оценке факторов окружающей среды, так как сложность феномена репродукции делает его уязвимым для неблагоприятных воздействий на любом этапе реализации функции. Серьезным ограничением использования методов оценки репродуктивной токсичности является их продолжительность и

77 трудоемкость, поэтому в процедурах оценки безопасности пищевых веществ (пищевых добавок, новых источников пищи) [57, 58, 141] изучение репродуктивной токсичности относится к факультативным исследованиям, проводимым в случае доказанной необходимости. Однако, несмотря на 15-летний опыт использования ГМ источников пищи в питании людей и животных [93], сохраняется необходимость пополнения доказательной базы безопасности ГМО для здоровья человека, что обусловливает важность проведения исследований репродуктивной функции и развития потомства в поколениях [83, 88, 120].

Целью настоящей работы являлась, во-первых, разработка алгоритма оценки репродуктивной токсичности ГМО растительного происхождения и выбор методов исследования генеративной функции экспериментальных животных, пренатального и постнатального развития потомства; во-вторых - изучение влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на генеративную функцию, пренатальное и постнатальное развитие потомства трех поколений крыс.

Для исследований использованы образцы ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, и ее традиционного аналога, выращенные в идентичных условиях и прошедшие аналогичную технологическую обработку. Исследования выполнены на трех поколениях крыс линии Вистар: родительском (БО), первом (Н) и втором (Б2). Всего в работе было использовано 270 взрослых животных и 1142 крысенка. Состояние репродуктивной системы крыс были оценивали по генеративной функции гонад, пренатальному и постнатальному развитию потомства. Генеративную функцию гонад оценивали у половозрелых крыс (возраст 100-120 дней) по фертильности, синтезу половых гормонов - прогестерона, эстрадиола -яичниками и тестостерона - семенниками, уровню гаметогенеза в яичниках и семенниках - по концентрации ДНК.

Для отработки модели изучения репродуктивной токсичности ГМО растительного происхождения были проведены предварительные исследования репродуктивной функции крыс в осенне-зимний, весенний и летний периоды. На основании анализа данных литературы [33, 75, 116] и результатов предварительных исследований определен порядок оценки репродуктивной токсичности ГМО растительного происхождения (схема 1). Первым этапом эксперимента является подготовительная стадия, предназначенная для выведения животных (поколение БО), получавших экспериментальные рационы на протяжении всего срока

78 онтогенетического развития организма, включая периоды плацентарного питания и питания молоком матери, максимально стандартизованных для целей данного исследования; непосредственное изучение репродуктивной функции крыс проводится на животных поколений БО, Б1, ¥2.

Таким образом, на основании предварительных исследований и анализа литературных данных был разработан алгоритм оценки репродуктивной токсичности ГМО растительного происхождения и определен комплекс методов исследования репродуктивной функции крыс и их потомства.

В соответствии с предложенным алгоритмом проведены исследования влияния ГМ кукурузы, устойчивой к глюфосинату аммония, на генеративную функцию, пренатальное и постнатальное развитие потомства трех поколений крыс линии Вистар.

Интегральным показателем генеративной функции гонад является эффективность спаривания, подтверждающая фертильность экспериментальных животных. Согласно полученным данным, эффективность спаривания у самок обеих групп поколения БО составляла 79-80%, поколения Р1 - 77-87%, эффективность спаривания у самцов - 89-95% и 100%, соответственно. Эффективность спаривания соответствовала ожидаемой при данных условиях, эксперимента: при продолжительности ссаживания 5 сут., соответствующей средней длительности эстрального цикла крысы [33], количество не забеременевших самок во всех группах поколений Р0-Р1 варьировало в пределах 13-23%. Поскольку, согласно [106], у 1128% крыс эстральный цикл длится 5,5-10,0 сут., часть ссаженных самок не достигла фазы эструса в отведенном временном периоде.

Количество условно стерильных (неоплодотворивших) самцов поколений Р0-Р1 находилось в диапазоне физиологической нормы [107] и составляло 0-11%. Некоторые колебания эффективности спаривания животных в разных группах не имели определенной тенденции и, следовательно, являлись случайными, не связанными с влиянием каких-либо внешних факторов.

Осуществление эстрального цикла у крыс включает в себя координированное изменение активности гипоталамических структур, функции гипофиза, функции яичников, в которых под влиянием гонадотропинов происходит созревание фолликулов, овуляция и развитие желтого тела с соответствующим каждой фазе изменением гормональной активности [28]. Динамика гормональных изменений в течение репродуктивного эстрального цикла связана с различной длительностью его фаз (проэструс, эструс, диэструс) и регулярностью повторения цикла. Поскольку половой цикл крыс в среднем длится 5,5 суток (от 1,5 до 10 суток) [106], и оценка эндокринной функции гонад небеременных самок осложнена невозможностью синхронизации фаз цикла, в эксперименте изучена эндокринная функция гонад беременных самок (на 20-й день беременности). Нарушение баланса половых гормонов в организме приводит к патологии развития гамет и бесплодию, поэтому одним из доказательств нормальной эндокринной регуляции физиологических процессов, протекающих в организмах подопытных животных, является овуляция, оплодотворение и физиологическое протекание беременности.

Содержание эстрадиола и прогестерона в сыворотке крови беременных самок в норме составляет 71-158 пкг/мл и 25-68 нг/мл [46, 112, 129]. Содержание эстрадиола в крови самок Р0-Р1 контрольной группы в среднем составляло 83-100 пкг/мл, опытной группы - 76-104 пкг/мл, содержание прогестерона - 47-54 нг/мл и 40-56 нг/мл, соответственно, и находилось в пределах нормы. Незначительные статистически недостоверные различия концентрации эстрадиола и прогестерона между группами не выходили за границы физиологических колебаний, что свидетельствует о нормальной эндокринной функции половых желез.

У крыс, как и большинства видов животных, концентрация эстрогенов и прогестерона в крови и моче во время беременности повышается, что связано с усилением их секреции яичниками и фетоплацентарной системой [28, 97]. Физиологическая адаптация материнского организма к беременности возможна лишь у здоровых особей, так как комплексные изменения гомеостаза, в том числе -эндокринной функции гонад, могут трансформировать компенсированный патологический процесс в декомпенсированный. В сущности, беременность является физиологической провокацией, нагрузкой, позволяющей выявить скрытый в стационарном состоянии гормональный дисбаланс, поэтому изучение эндокринной функции гонад у беременных самок представляло наибольшую диагностическую ценность для целей данного исследования.

Эндокринная функция яичников обеспечивает регулярное образование ооцитов, поэтому оогенная и эндокринная функции яичников тесно взаимосвязаны [28]. Яичник, не содержащий ооцитов, не может нормально функционировать в

80 качестве эндокринной железы. У половозрелого животного строение и функция яичника постоянно меняются: гонадотропные гормоны передней доли гипофиза стимулируют рост граафовых пузырьков (фолликулогенез), овуляцию и образование желтых тел. Так, в работе [139] выявлено 2-кратное повышение содержания ДНК на 13-14-й дни беременности; в работе [113] продемонстрировано увеличение массы желтых тел и увеличение содержания ДНК в желтых телах крыс во время беременности: масса желтых тел увеличивалась в 3,4 раза, содержание ДНК - в 3,5 раза.

По данным [139] содержание ДНК в яичниках беременных самок составляет 2,5-3,5 мг/г ткани; содержание ДНК в яичниках самок Р0-Р1 контрольной и опытной групп находилось в пределах сопоставимых значений. Масса яичников самок обеих групп также не имела статистически значимых различий как в поколении РО, так и в поколении Принимая во внимание, что уровень ДНК является косвенным критерием уровня оогенеза [139], результаты исследований свидетельствуют о нормальной оогенной функции яичников крыс Р0-Р1 контрольной и опытной групп.

Гормональная функция половых желез самцов начинается во внутриутробном периоде развития, образующиеся андрогены обеспечивают половую дифференцировку гипоталамуса, а также формирование половых органов по мужскому типу [28]. Максимальная продукция андрогенов у самцов крыс наблюдается в возрасте 3-18 мес., при этом эндокринная активность гонад распределяется неравномерно. Например, на протяжении суток наблюдается от 5 до 12 пиков уровня тестостерона в плазме, с увеличением до 10 раз [39, 97, 149]. При динамическом изучении уровня половых гормонов на протяжении длительного периода времени у самцов млекопитающих также отмечаются значительные колебания уровня гормонов. Таким образом, содержание тестостерона в сыворотке крови половозрелых самцов в норме варьирует в диапазоне 2,6-8,7 нг/мл [99, 136, 140]. Содержание тестостерона в крови самцов Р0-Р1 соответствовало физиологической норме, статистически значимых различий между группами не выявлено.

Рассматривая гормональную регуляцию функции семенников, следует помнить о том, что эндокринная функция семенников и процессы сперматогенеза тесно взаимосвязаны [28]. У крысы в канальце длиной 1 см в течение 12-дневного цикла

81 может образоваться 125000 сперматид; при общей протяженности канальцев 500 см в обоих семенниках образуется 10х 10б сперматозоидов в сутки [32].

Содержание ДНК в семенниках половозрелых самцов в норме составляет 1,8-5,0 мг/г ткани [111]. Содержание ДНК в семенниках самцов F0-F1 контрольной группы в среднем составляло 1,9-2,6 мг/г ткани, опытной группы - 2,0-2,7 мг/г ткани, и находилось в пределах нормы. Масса семенников самцов обеих групп (возраст 100 дней) также не имела статистически значимых различий как в поколении F0, так и в поколении F1. Принимая во внимание, что уровень ДНК является косвенным критерием уровня сперматогенеза [111], результаты исследований свидетельствуют о нормальной сперматогенной функции семенников крыс F0-F1 контрольной и опытной групп.

Таким образом, результаты исследований генеративной функции свидетельствуют об отсутствии различий между животными поколений F0-F1, получавшими с рационом ГМ кукурузу и ее традиционный аналог. По эффективности спаривания, подтверждающей фертильность экспериментальных животных, а также интегральным показателям, характеризующим общее состояние крыс, - скорости роста, динамике массы тела, поедаемости корма, не выявлено различий между крысами контрольной и опытной групп поколений F0-F1. Содержание эстрадиола и прогестерона в крови беременных самок, тестостерона - в крови самцов обеих групп находилось в пределах нормы, что свидетельствует о нормальной эндокринной функции половых желез экспериментальных животных. Сперматогенная и оогенная функции гонад крыс F0-F1 контрольной и опытной групп также соответствовали физиологической норме.

При сравнении пренатального развития потомства самок опытной и контрольной групп поколений F0-F1, не было выявлено значимых различий между группами: количество желтых тел и мест имплантации, количество живых и мертвых плодов, предимплантационная гибель эмбрионов находились в пределах физиологических колебаний, характерных для крыс линии Вистар. Спонтанная постимплантационная гибель зародышей у крыс F0-F1 контрольной и опытной групп была несколько ниже диапазона значений, обычно регистрируемого у крыс данной линии (по данным разных исследователей 3,6-9,2 %). У самок контрольной группы в поколении F0 данный показатель составлял 0%, в поколении F1 -0,8±0,8%, у самок опытной группы - 0,9±0,9% и 3,7±3,0%, соответственно.

82

Зоометрические показатели плодов Fl и F2 варьировали в пределах физиологической нормы. Масса тела и краниокаудальный размер плодов опытной группы не имели значимых отличий от аналогичных показателей плодов контрольной группы. При сравнении массы внутренних органов плодов Fl и F2 также не выявлено статистически достоверных различий между контрольной и опытной группами, абсолютная и относительная массы печени, почек, сердца, легких соответствовали норме [94, 122, 132].

При обследовании плодов Fl и F2 по методу Wilson J.G. [33, 148] аномалий развития внутренних органов выявлено не было. Формирование основных анатомических систем: нервной (головной, спинной мозг), сенсорной (глазные яблоки, обонятельные луковицы), сердечно-сосудистой (сердце), дыхательной (трахея, легкие, бронхи), пищеварительной (слюнные железы, язык, пищевод, желудок, кишечник, печень), мочевыделительной (почки, мочевой пузырь), половой (внутренние половые органы), локомоторной (лицевой череп, позвоночник, диафрагма), у плодов Fl и F2 контрольной и опытной групп протекало без особенностей.

Развитие скелета плодов оценивали по методу Dawson A.B. [33, 64]. Поскольку данный метод позволяет выявить врожденные аномалии скелета, незаметные при внешнем осмотре, а также оценить соответствие оссификации скелета стадии внутриутробного развития [1, 16], обследование каждого плода включало два последовательных этапа: обзорные исследования скелета, и остеометрические исследования нижней челюсти, плечевых, локтевых, лучевых, бедренных, большеберцовых и малоберцовых костей.

В каждом поколении обследовано по 5 плодов контрольной и опытной групп, аномалий развития скелета не выявлено. Длина участков оссификации в закладках костей конечностей и черепа плодов Fl и F2 не имела значительных различий между группами и соответствовала нормальным значениям [1, 16, 123].

Таким образом, результаты исследований пренатального развития потомства F1-F2 свидетельствуют об отсутствии различий между животными, получавшими с рационом ГМ кукурузу и ее традиционный аналог. Значения изученных показателей не выходили за пределы физиологической нормы.

Постнатальное развитие потомства в опытной и контрольной группах характеризовалось высокой выживаемостью в поколениях Fin F2: в период с 0 по

83

5-й дни жизни выживаемость потомства Б1 контрольной группы составляла 98%, в период с 6-го по 25-й дни жизни - 96%, опытной группы - 99% и 95%, соответственно. В поколении ¥2 выживаемость потомства в обеих группах в период с 0 по 5-й дни жизни была не ниже 98-99%, с 6-го по 25-й - не ниже 98%, значимых различий между группами не выявлено. Согласно данным [107], линия Вистар в целом характеризуется относительной вариабельностью ряда показателей репродуктивной функции, в том числе - выживаемость потомства в первый месяц жизни может составлять не более 68%, поэтому 95-99 %-ная выживаемость потомства соответствовала оптимальному уровню для крыс данной линии. Средняя величина пометов у крыс контрольной и опытной групп находилась в пределах физиологических значений, достоверных различий между группами не выявлено. Соотношение самцов и самок в группах несколько различалось в каждом поколении, однако отмеченные колебания не имели определенной тенденции и не выходили за пределы значений, характерных для данной линии крыс. Анализ физического развития потомства Р1-Р2 - сроков отлипания ушных раковин, появления волосяного покрова, прорезывания резцов и др. не выявил каких-либо отклонений от нормы [33, 48, 73, 114, 117, 132].

Общее состояние крысят и ¥2 было удовлетворительным: по внешнему виду, поведению и скорости роста крысята опытной группы не отличались от животных контрольной группы. Прирост массы тела и роста крысят обеих групп в возрасте 2-25 дней соответствовал уровню прироста, характерному для животных данного вида и возраста [66, 87, 122].

Результаты оценки постнатального развития потомства Р1 и ¥2 свидетельствуют об отсутствии различий между животными, получавшими с рационом ГМ кукурузу и ее традиционный аналог. Значения изученных показателей не выходили за пределы физиологической нормы.

Таким образом, результаты проведенных исследований могут быть расценены как прямые доказательства отсутствия какого-либо отрицательного влияния ГМ кукурузы на репродуктивную функцию крыс и на развитие потомства. При изучении влияния ГМ кукурузы на генеративную функцию самцов и самок поколений Р0-Р1, пренатальное и постнатальное развитие потомства Р1-Р2, не было выявлено какого-либо влияния ГМ кукурузы по сравнению с ее традиционным аналогом. Все показатели находились в пределах физиологических норм, характерных для крыс

84 линии Вистар соответствующего возраста. В совокупности полученные данные пополняют доказательную базу безопасности ГМО, и могут быть использованы в качестве научно-обоснованного стимула для дальнейшего развития современной биотехнологии в сфере производства продовольственного сырья.

Разработанный алгоритм оценки репродуктивной токсичности ГМО растительного происхождения и перечень методов исследования репродуктивной функции крыс и их потомства могут быть рекомендованы для использования при гигиенической оценке других видов биотехнологической пищевой продукции.

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Утембаева, Назым Талгатовна, 2011 год

1. Акимова И.М. Аномалии развития скелета эмбрионов крыс после воздействия хлоридина (пириметамина). // Арх. анатомии, гистол. и эмбриол. 1972. - № 8.-С. 77-86.

2. Арчаков А.И. Микросомальное окисление. М.: Наука, 1975. - 326 с.

3. База данных GMO-COMPASS. http://www.gmo-compass.org/eng/gmo/db/

4. База данных Управления по пищевым продуктам и лекарственным препаратам при правительстве США (Food and Drug Administration). http://www.accessdata.fda.gov/scripts/fcn/fcnNavigation.cfm?rpt=bioListing

5. База данных мирового производства ГМО CERA-GMO. hltp://cera-gmc.org/index.php?action=gmcropdatabase

6. Виноградова H.A., Чернова И.В. Влияние светового режима на возрастную динамику эстральной функции и уровня пролактина сыворотке крови у крыс. // Успехи геронтол. 2006. - № 19. - С. 60-65.

7. Витамины и микроэлементы в клинической фармакологии / Под. ред. В.А. Тутельяна. -М.: Палея-М, 2001. 489 с.

8. Воробьев А.И. Биотехнология и генная инженерия приоритетнейшие направления научно-технического прогресса. // Вестн. РАМН. - 2004. - № 10. - С.8-11.

9. Вундер П. А. Эндокринология пола. М.: Наука, 1980. - 253 с.

10. Генетически модифицированные источники пищи: оценка безопасности и контроль. / Под ред. Тутельяна В.А. М.: Издательство РАМН, 2007- 444 с.

11. Гигиенические требования безопасности и пищевой ценности пищевых продуктов: Санитарно-эпидемиологические правила и нормативы (СанПиН23.2.1078-01). -М.: Минздрав России, 2002. 164 с.

12. Глик Б.Р., Пастернак Д.Д. Молекулярная биотехнология. Принципы и применение. Пер. с англ. -М.: Мир, 2002. 589 с.

13. Доценко В.А., Бондарев Г.И., Мартинчик А.Н. Организация лечебно-профилактического питания. Л.: Медицина, 1987. - 216 с.

14. Дурнев А.Д., Середенин СБ. Мутагены (скрининг и фармакологическая профилактика воздействий). М.: Медицина, 1998. - 328 с.

15. Дыбан А.П., Баранов B.C., Акимова И.М. Основные методические подходы к тестированию тератогенной активности химических веществ. // Арх. анатомии, гистол. и эмбриол. 1970. - № 10. - С. 89-100.

16. Игнатьев В.М. Гонадотоксическое и эмбриотоксическое действие паров металлической ртути. // Гигиена и санитария. 1982. - №3. - С.72-73.

17. Калиман П.А. Биохимия гормонов Харьков: ХГУ, 1985. - С.20-31

18. Королев A.A. Эколого-гигиенические проблемы разработки и оценки новых профилактических продуктов и оптимизации питания населения. Дисс. д.м.н., М., 1997.-230 с.

19. Кулинский В.И., Колесниченко Л.С. Биологическая роль глутатиона. // Успехи совр. биологии. 1990. - Т. 110. - № 1(4). - С. 20-33.

20. Кулинский В.И., Колесниченко Л.С. Структура, свойства, биологическая роль и регуляция глутатионпероксидазы. // Успехи совр. биологии. 1993. - Т. 113. -№ 1.-С. 107-122.

21. Куценко С.А. Основы токсикологии. // Российский биомедицинский журнал. -2003. -Т.4. С. 188-284.

22. Мартинчик А.Н. Роль факторов питания в алиментарной профилактике гепатотоксического действия чужеродных веществ. Дисс. д.м.н., М., 1990. -373 с.

23. Масленников A.A. Особенности воздействия зомана на мужскую репродуктивную функцию // Химическая и биологическая безопасность. -2003. -№ 9. С.10-14.

24. Онищенко Г.Г. О гигиенических и нормативных аспектах регистрации, маркировки и этикетирования пищевых продуктов, полученных из генетически модифицированных источников. // Вопросы питания. 2001. - № 2.-С. 3-7.

25. Онищенко Г.Г., Тутельян В.А., Петухов А.И. и др. Современные подходы к оценке безопасности генетически модифицированных источников пищи. Опыт изучения соевых бобов линии 40-3-2. И Вопросы питания. 1999. - № 5/6. - С. 3-7.

26. Остин К., Шорт Р. Гормональная регуляция размножения у млекопитающих -М.: Мир, 1987.-305 с.

27. Покровский A.A. (Ред.) Медико-биологические исследования углеводородных дрожжей (1964-1970 гг.). М., Наука, 1972. - 468 с.

28. Реброва О.Ю. Статистический анализ медицинских данных. Применение пакета прикладных программ STATISTICA. М.: Медиа Сфера, 2006. - 312 с.

29. Розен В.Б. Основы эндокринологии. М.: Издательство Московского Университета, 1994. 304 с.

30. Рузен-Ранге Э. Сперматогенез у животных. М.: Мир, 1980 255 с.

31. Руководство по экспериментальному (доклиническому) изучению новых фармакологических веществ / Под ред. Хабриева Р.У. 2-изд., перераб. и доп. - М.: Медицина, 2005. - 832 с.

32. Семенова M.JI. Зачем нужны трансгенные животные? // Соросовск. образоват. жур. 2001. - Т. 7 - № 4. - С. 13-20.

33. Татарчук Т.Ф. Эндокринная гинекология, (клинические очерки) Киев, 2003. -301 с.

34. Тутельян В.А., Бондарев Г.И., Мартинчик А.Н. Питание и процессы биотрансформации чужеродных веществ. // ВИНИТИ. Итоги науки и техники. Сер. «Токсикология». 1987. - Т. 15.-212 с.

35. Тутельян В.А., Княжев В.А., Хотимченко С.А., Голубкина H.A. и др. Селен в организме человека. М.: Из-во РАМН, 2002.

36. Тутельян В.А., Спиричев В.Б., Суханов Б.П., Кудашева В.А. Микронутриенты в питании здорового и больного человека. М.: Колос, 2002, 423с.89

37. Физиология эндокринной системы (Руководство по физиологии). / Под ред. Баранова. В. Г. Л.: Р1аука, 1979.

38. Хабиров Р.Э. Метаболические изменения в тканях репродуктивных органов и их коррекция при интоксикации крыс полихлорированными бифенилами: Автореф. дис. на соискание кандидата медицинских наук. Уфа, 2006. - 17 с.

39. Abbott A. The promise of proteomics. // Nature. 1999. - Vol. 402. - P. 715-720.

40. Abdoulaye В Alcohol and B1 vitamin deficiency-related stillbirthsio // The Journal of Maternal-Fetal & Neonatal Medicine. 2009. - Vol. 22, Issue 5. - P. 452-457

41. Akingbemi В. T. Modulation of Rat Leydig Cell Steroidogenic Function by Di (2-Ethylhexyl) Phthalate. // Biology of reproduction. 2001.- Vol. 65. - P. 12521259.

42. Akingbemi B.T., Aire T.A. Haematological and serum biochemical changes in the rat due to protein malnutrition and gossypol- ethanol interaction. // J. Сотр. Patn. -Vol. 111.-P. 413-426.

43. Albrecht E.D. Pregnancy in young and aged rats: II. Peripherial serum progesterone concentrations. //Biology of reproduction. 1985. -Vol. 33- P. 432-435.

44. Andrieux-Domont В. C., Hung L. V. Effects of magnesium deficiency on reproduction in the white rat. // Br.J.Nutr. 1973. Vol. 29. - p.203.

45. Aoyama H., Kikuta M., Shirasaka N., Hojo H. et al. Historical control data on reproductive abilities and incidences of spontaneous fetal malformations in Wistar Hannover GALAS rats. // Congenital Anomalies. 2002. - Vol. 42. - P. - 194-201.

46. Basso M. M. Dietary lipids modulate fatty acid composition, gamma glutamyltranspeptidase and lipid peroxidation levels of the epididymis tissue in mice. // Animal Reproduction Science. 2006.- Vol. 92. - P.364-372.

47. Berg H. V. Vitamin B-6 Metabolism in the Pregnant Rat: Effect of Progesterone on the (Re)Distribution in Maternal Vitamin B-6 Stores. // American Institute of51.